Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Молекулярно-цитогенетический анализ эволюции хромосом полевок группы «arvalis» рода Microtus (Arvicolinae, Rodentia)

Диссертация: Молекулярно-цитогенетический анализ эволюции хромосом полевок группы «arvalis» рода Microtus (Arvicolinae, Rodentia)
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Установление гомологии эухроматиновых районов Х-хромосом пяти близкородственных видов полевок рода Microtus было проведено на основании результатов FISH с использованием набора районоспецифических ДНК-проб. Эти данные в совокупности с данными по локализации в Х-хромосомах полевок уникальных последовательностей ДНК позволили реконструировать предковый вариант эухроматинового района Х-хромосомы… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Некоторые аспекты организации и эволюции генома млекопитающих
    • 1. 2. Гетерохроматиновые районы в хромосомах млекопитающих
      • 1. 2. 1. Конститутивный гетерохроматин
      • 1. 2. 2. Центромерные районы
      • 1. 2. 3. Теломерные районы
      • 1. 2. 4. Ядрышкообразующие районы
    • 1. 3. Повторяющиеся последовательности ДНК и хромосомные перестройки
      • 1. 3. 1. Мобильные элементы
      • 1. 3. 2. Интерстициальные теломерные повторы
      • 1. 3. 3. Сегментные дупликации
    • 1. 4. Эволюционная консервативность Х-хромосомы млекопитающих
    • 1. 5. Микродисекционные ДНК-пробы в хромосомном пэйнтинге
    • 1. 6. Группа обыкновенных полевок рода Microtus (отряд Rodentia)
      • 1. 6. 1. Систематическое положение и филогенетические отношения внутри группы
      • 1. 6. 2. Кариологические характеристики обыкновенных полевок
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Животные
    • 2. 2. Получение культур первичных фибробластов легких
    • 2. 3. Фиксация клеток
    • 2. 4. Приготовление препаратов метафазных хромосом
    • 2. 5. Дифференциальное окрашивание метафазных хромосом
      • 2. 5. 1. GTG-дифференциальное окрашивание хромосом
      • 2. 5. 2. Ag-окрашивание
      • 2. 5. 3. Последовательное окрашивание хромосом разными методами
      • 2. 5. 4. С-дифференциальное окрашивание
      • 2. 5. 5. GTG-окрашивание хромосом для микродиссекции
    • 2. 6. Получение микродиссекционных ДНК-проб
    • 2. 7. Введение метки в ДИК микродиссекционных ДНК-проб
    • 2. 8. ДНК-проба для детекции рДНК
    • 2. 9. Флуоресцентная in situ гибридизация
      • 2. 9. 1. Супрессионная in situ гибридизация
    • 2. 10. Детекция на цитологических препаратах меченых ДНК-проб
      • 2. 10. 1. Детекция ДНК-проб, меченных биотин-16-дУТФ
      • 2. 10. 2. Детекция ДНК-проб, меченых дигоксигенин-11-дУТФ
      • 2. 10. 3. Совместное выявление двух гаптен-меченых ДНК-проб
    • 2. 11. Микроскопический анализ препаратов метафазных хромосом
  • Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Локализация ядрышкообразующих районов в хромосомах обыкновенных полевок
      • 3. 1. 1. Локализация ЯО-районов с применением Ag-окрашивания хромосом
      • 3. 1. 2. Локализация генов рибосомных РНКс применением FISH
      • 3. 1. 3. Сравнение хромосомной локализации ЯО-районов у разных видов
    • 3. 2. Анализ реорганизации гомологов хромосом 5 и 8 М. arvalis «obscurus» при формировании дополнительных блоков гетерохроматина и в процессе эволюции видов
      • 3. 2. 1. Характеристика дополнительных блоков гетерохроматина перестроенных гомологов хромосом 5 и 8 М arvalis «obscurus»
      • 3. 2. 2. Районоспецифические ДНК-пробы хромосом M. arvalis «obscurus»
      • 3. 2. 3. CISS-гибридизация ДНК-проб гетерохроматиновых блоков 5КС и 8КС
      • 3. 2. 4. Сравнение организации эухроматиновых районов хромосом 8, 8К M. arvalis «obscurus» и их гомеологов
      • 3. 2. 5. Сравнение организации эухроматиновых районов хромосом
    • 5. и 5RM. arvalis «obscurus»
      • 3. 2. 6. Сравнение организации эухроматиновых районов хромосомы
    • M. arvalis «obscurus» и ее гомеологов
      • 3. 3. Распределение в хромосомах полевок подрода Microtus кластеров повторяющихся последовательностей ДНК, выявленных в разных вариантах FISH
        • 3. 3. 1. CISS-гибридизация ДНК-проб гетерохроматинового блока 5КС с метафазными хромосомами полевок
        • 3. 3. 2. CISS-гибридизация ДНК-пробы гетерохроматинового блока 8КС с метафазными хромосомами полевок
        • 3. 3. 3. CISS-гибридизация ДНК-пробы р-плеча хромосомы 8R с метафазными хромосомами полевок
        • 3. 3. 4. Одновременная FISH ДНК-проб разных гетерохроматиновых блоков с метафазными хромосомами полевок
        • 3. 3. 5. Межвидовые различия обыкновенных полевок по характеру распределения кластеров повторяющихся последовательностей, гомологичных ДНК гетерохроматиновых блоков M. arvalis «obscurus»
      • 3. 4. Анализ организации эухроматиновых районов Х-хромосом обыкновенных полевок
        • 3. 4. 1. Установление гомологии эухроматиновых районов в Х-хромосомах полевок
        • 3. 4. 2. Анализ возможных перестроек эухроматиновых районов Х-хромосом в эволюции обыкновенных полевок
        • 3. 4. 3. Анализ локализации точек разрывов-воссоединений предполагаемых инверсий в ходе реорганизации Х-хромосом полевок
  • Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Кластеры гомологичных повторяющихся последовательностей
  • ДНК в хромосомах обыкновенных полевок
    • 4. 2. Повторяющиеся последовательности ДНК и дивергенция видов обыкновенных полевок
    • 4. 3. ЯО-районы и кластеры повторяющихся последовательностей
  • ДНК в хромосомах обыкновенных полевок
    • 4. 4. Эволюция ЯО-районов обыкновенных полевок
    • 4. 5. Транспозиции центромер в хромосомах полевок
    • 4. 5. Эволюция Х-хромосом обыкновенных полевок

Молекулярно-цитогенетический анализ эволюции хромосом полевок группы «arvalis» рода Microtus (Arvicolinae, Rodentia) (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

Совокупность результатов дифференциального окрашивания хромосом, сравнительного картирования и сравнительного хромосомного пэйнтинга (ZOO-FISH) позволила провести сравнение хромосом у большого числа видов, даже у филогенетически весьма далеких, и определить основные закономерности макроэволюции геномов млекопитающих. К настоящему времени установлена гомология хромосом и хромосомных районов у нескольких десятков видов, выявлены, так называемые, консервативные районы хромосом млекопитающих, которые в ряде таксонов сохраняют свою целостность в течение десятков миллионов лет эволюции (O'Brien et al., 1999). Самой консервативной группой сцепления в геноме млекопитающих является Х-хромосома, и у всех плацентарных она представлена единым элементом (Graves, 1998). Кариотипическая эволюция внутри большинства таксонов обычно ограничивается рекомбинацией базовых элементов, внутрихромосомными инверсиями, транспозициями центромер и вариациями в локализации и размерах блоков С-гетерохроматина. В то же время, в некоторых филогенетических ветвях происходили значительные преобразования кариотипов за счет множественных перестроек хромосом, приводящих к нарушению их целостности и образованию новых групп сцепления (Rubtsov et al., 1988; Graphodatsky 1989). Значительная реорганизация хромосом в одних таксонах и их высокая консервативность в других свидетельствуют о неравномерных темпах хромосомной эволюции в разных ветвях филогенетического древа млекопитающих. Самые высокие темпы кариотипической дивергенции по современным представлениям характерны для мышевидных грызунов (Van Etten et al., 1999; Murphy et al., 2001).

Сравнительный цитогенетический и молекулярно-генетический анализ близкородственных видов показал, что наиболее эволюционно лабильными элементами хромосом являются центромерные, теломерные и ядрышкообразующие районы. Именно эти районы хромосом чащевсего принимают участие в эволюционных межхромосомных перестройках при рекомбинации базовых групп сцепления и при создании новых морфологических вариантов хромосом за счет внутрихромсомных перестроек. Во всех перечисленных выше районах хромосом находится большое число разнообразных повторяющихся последовательностей ДНК (Karpen, Allshire, 1997; Blackburn, 1991; Mefford, Trask, 2002).

Возможно, именно изучение закономерностей формирования кластеров повторяющихся последовательностей ДНК даст ключ к пониманию механизмов эволюционной реорганизации хромосом млекопитающих. Расположение «горячих точек» хромосомных перестроек при патологиях у человека в значительной степени совпадает с локализацией кластеров различных повторов в эухроматиновых районах хромосом (Azzalin et al., 2001; Bailey et al., 2002). Результаты ZOO-FISH продемонстрировали, что в эволюционных перестройках хромосом млекопитающих также существуют «горячие точки», то есть районы, в которых происходят разрывы хромосом в разных филогенетических ветвях. В некоторых случаях было показано совпадение локализации точек разрыва хромосом в эволюции млекопитающих с точками разрыва при хромосомных аномалиях у человека (Schibler et al., 1998).

В решении ряда вопросов, связанных с механизмами эволюционных хромосомных перестроек, большую пользу может принести сравнительный анализ близкородственных видов из таксонов, для которых характерны высокие темпы кариотипической эволюции. В хромосомах видов, начавших дивергировать относительно недавно, с большей вероятностью могут сохраниться «следы» молекулярных процессов, сопряженных с реорганизацией хромосом.

Одним из эффективных методов анализа реорганизации хромосом при сравнении близкородственных видов млекопитающих является хромосомный пэйнтинг с использованием районоспецифических ДНК-проб, полученных на основе микродиссекции метафазных хромосом. Такие ДНК-пробы с равным успехом могут быть получены и для эухроматиновых, и для гетерохроматиновых районов хромосом, поэтому их можно использовать для анализа различных вариантов хромосомных перестроек (Guan et al., 1994; Rubtsov et al., 1995; Chudoba et al., 1996). Применение районоспецифических ДНК-проб позволяет выявлять внутрихромосомные перестройки при сравнении гомологичных по генетическому составу хромосомных элементов разных видов. При анализе перестроек в эухроматиновых районах Х-хромосом млекопитающих хромосомный пэйнтинг может быть информативным только при использовании районоспецифических ДНК-проб (Rubtsov et al., 1997; Hassanane et al., 1998).

Группа видов обыкновенных полевок (группа «arvalis») рода Microtus обладает набором характеристик, которые делают ее весьма перспективной для использования в качестве модельного объекта при изучении механизмов эволюции хромосом млекопитающих. Род Microtus относится к быстро эволюционирующей филогенетической ветви отряда Rodentia — мышевидным грызунам (Myomorpha). Обыкновенные полевки начали дивергировать относительно недавно, но при этом отличаются большим набором внутрихромосомных перестроек (Мейер и др., 1996; Mazurok et al., 2001). Ряд данных свидетельствует о том, что процесс реорганизации хромосом у наиболее молодого вида M. arvalis продолжается и в настоящее время.

Цели и задачи.

Основные цели данного исследования — выявление закономерностей реорганизации эволюционно лабильных районов хромосом и консервативных хромосомных элементов в ходе дивергенции близкородственных видов полевок рода Microtus. Для достижения поставленных целей необходимо было решить несколько конкретных задач.

1. Установить хромосомную локализацию ядрышкообразующих районов и сравнить ЯОР-несущие хромосомы у 4 видов обыкновенных полевок.

2. Определить наличие в хромосомах вида M. arvalis «obscurus» кластеров повторяющихся последовательностей, гомологичных последовательностям ДНК, принимавшим участие в формировании «новых» С-гетерохроматиновых блоков в аутосомах 5 и 8.

3. Провести анализ распределения в хромосомах обыкновенных полевок кластеров повторяющихся последовательностей, гомологичных последовательностям ДНК новых С-гетерохроматиновых блоков двух аутосом М. arvalis «obscurus».

4. Сравнить порядок расположения эухроматиновых сегментов р-плеча и околоцентромерного района q-плеча в стандартной хромосоме 5 М. arvalis «obscurus» с расположением гомологичных сегментов в перестроенном акроцентрическом гомологе с дополнительным блоком С-гетерохроматина.

5. Сравнить порядок расположения эухроматионовых сегментов р-плеча и околоцентромерного района q-плеча в хромосоме 5 М. arvalis «obscurus» с порядком сегментов в гомеологичных районах хромосом других видов обыкновенных полевок.

6. Определить расположение гомологичных эухроматиновых районов в Х-хромосомах пяти близкородственных видов рода Microtus, и провести анализ возможных перестроек в эволюции Х-хромосом полевок.

Научная новизна.

Впервые для сравнительного анализа хромосом полевок был применен пэйнтинг с использованием районоспецифических ДНК-проб, и не только эухроматиновых, но и гетерохроматиновых районов хромосом полевок.

Впервые было показано, что формирование «новых» гетерохроматиновых С-блоков в аутосомах полевок может происходить за счет амплификации последовательностей ДНК, представленных в виде кластеров в прителомерных, прицентромерных и ядрышкообразующих районах многих хромосом кариотипа.

Впервые однозначно показано, что транспозиция центромерного района при формировании акроцентрического гомолога хромосомы 5 М. arvalis «obscurus» не сопровождалась изменением позиции теломерного, центромерного и эухроматиновых сегментов р-плеча исходной субметацентрической хромосомы.

Впервые в хромосомах четырех видов обыкновенных полевок показана связь межвидовых различий в субхромосомной локализации ЯОР с наличием разных наборов кластеров повторяющихся последовательностей ДНК.

Впервые сравнительный анализ Х-хромосом близкородственных видов был проведен с использованием набора районоспецифических ДНК-проб, перекрывающих все эухроматиновые районы Х-хромосомы. При анализе перестроек в Х-хромосомах пяти видов серых полевок была обнаружена солокализация «горячих точек» эволюционных перестроек с расположением интеркалярных кластеров повторяющихся последовательностей.

Практическая ценность.

Данные по хромосомной локализации ЯО-районов и перестройкам внутри X-хромосом дополняют общую цитогенетическую характеристику хромосомных наборов четырех видов группы обыкновенных полевок, которая в настоящее время используется в качестве модельного объекта в работах по исследованию механизмов процесса инактивации в Х-хромосомах млекопитающих. Полученные в работе результаты расширяют наши представления о возможных механизмах эволюционных перестроек в хромосомах млекопитающих и позволяют по-новому взглянуть на роль повторяющихся последовательностей ДНК в возникновении однотипных перестроек хромосом, в том числе в эволюции ядрышкообразующих районов.

Апробация.

Результаты работы были доложены на следующих конференциях и совещаниях:

Конференция «Геном человека 2000», Черноголовка, декабрь 2000;

Всероссийское Совещание «Современные проблемы эволюции и филогении животных» Москва, 3−5 декабря 2001;

ISTC Scientific Advisory Committee Seminar on «Basic science in ISTC Activities» Novosibirsk, 23−27 April, 2001.

Кроме того, результаты были представлены на отчетной сессии Института цитологии и генетики СО РАН в феврале 2002.

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ в отечественных и зарубежных изданиях. Работы были поддержаны грантами РФФИ, ПНГ и INTAS.

Вклад автора.

Автором были выполнены в основном или в полном объеме следующие виды работ: получение и культивирование используемых в работе первичных линий фибробластов полевокфиксация клеток и приготовление препаратов метафазных хромосом для всех вариантов цитогенетического анализа и для микродиссекциидифференциальное окрашивание хромосом разными методами и в различных комбинациях и анализ полученных при этом результатованализ результатов всех вариантов FISHобработка и анализ полученных данных.

Мечение и FISH клонированного фрагмента ДНК, содержащего последовательности рДНК человека, провели к.б.н. Воробьева Н. В. и с.н.с. Сердюкова Н. А. (лаборатория цитогенетики человека и животных Института цитологии и генетики СО РАН).

Получение микродиссекционных ДНК-проб и FISH с их использованием выполнили д.б.н. Рубцов Н.Б.и к.б.н. Карамышева Т. В. (лаборатория морфологии и функции клеточных структур Института цитологии и генетики СО РАН).

Структура и объём диссертации.

ВЫВОДЫ.

1. Выявлены различия кариотипов обыкновенных полевок по числу и набору ЯОР-несущих хромосом, а также по субхромосомной локализации ЯО-районов в гомеологичных хромосомах. У M. rossiaemeridionalis ЯО-районы локализованы в прицентромерных районах q-плеч 16 пар акроцентрических хромосом, у М. transcaspicus — в прицентромерных районах q-плеч 11 пар акроцентрических хромосом, у M. kirgisorum — в р-плечах 13 пар акроцентрических аутосом и в р-плечах Х-хромосомы, у M. arvalis «obscurus» — в р-плечах 6 пар акроцентрических хромосом и в прителомерных районах четырех пар крупных метацентриков, уM. arvalis «arvalis» в р-плечах 4 пар акроцентрических хромосом и в прителомерных районах р-плеч одной пары субметацентриков.

2. Показано, что дополнительные С-гетерохромати новые блоки в двух аутосомах M. arvalis «obscurus» сформировались в результате амплификации разных последовательностей ДНК: а) в хромосоме 8 «новый» гетерохроматиновый блок сформировался на базе уже существующего в q-плече прителомерного кластера повторяющихся последовательностей ДНКб) в хромосоме 5 «новый» гетерохроматиновый блок сформировался в результате амплификации повторяющихся последовательностей ДНК, кластеры которых отсутствуют в стандартной хромосоме 5, но были выявлены в прицентромерных, прителомерных и ядрышкообразующих районах многих других хромосом.

3. Кластеры повторяющихся последовательностей, гомологичных последовательностям ДНК «новых» гетерохроматиновых блоков хромосом 5 и 8 M. arvalis «obscurus», выявлены во многих хромосомах у всех исследованных видов обыкновенных полевок, преимущественно в прицентромерных, прителомерных и ядрышкообразующих районах. Небольшое число интеркалярных кластеров повторяющихся последовательностей ДНК обнаружено в эухроматиновых районах Х-хромосом и некоторых аутосом.

4. Показано, что транспозиция центромеры при формировании акроцентрического гомолога хромосомы 5 M. arvalis «obscurus» произошла без изменения позиции теломерного, центромерного и эухроматиновых сегментов р-плеча исходной субметацентрической хромосомы.

5. Установлено совпадение порядка эухроматиновых сегментов района pter-«ql.3 хромосомы 5 M. arvalis с порядком гомологичных сегментов в субметацентрической хромосоме 5 M. kirgisorum и акроцентрической хромосоме 1 M.transcaspicus. В акроцентрической хромосоме 1 M. rossiaemeridionalis в гомеологичном районе ql.2—>q2.4 порядок эухроматиновых сегментов инвертирован.

6. Выявлены различия в расположении гомологичных эухроматиновых сегментов в Х-хромосомах пяти видов серых полевок — M. rossiaemeridionalis, M. transcaspicus, M. kirgisorum, M. arvalis и M.agrestis. He менее 6 различных инверсий отличают между собой Х-хромосомы разных видов полевок в группе «arvalis», и минимум 3 инверсии отличают Х-хромосому M. agrestis от X-хромосомы M. kirgisorum, наиболее близкой к предковой Х-хромосоме обыкновенных полевок.

7. Показано совпадение локализации гипотетических «горячих точек» эволюционных перестроек и интеркалярных кластеров повторяющихся последовательностей ДНК в реконструированной предковой Х-хромосоме обыкновенных полевок.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Несмотря на многочисленные и всесторонние исследования эволюции хромосом млекопитающих, до настоящего времени остаются неизученными молекулярные механизмы возникновения хромосомных перестроек и неизвестны факторы, определяющие их интенсивность. Самыми эволюционно лабильными элементами хромосом являются гетерохроматиновые районы, в которых находится большое количество разнообразных повторяющихся последовательностей ДНК. Крупные кластеры повторяющихся последовательностей локализованы в теломерных, центромерных и ядрышкообразующих районах. И именно эти районы наиболее часто принимают участие в перекомбинации хромосомных элементов и в создании новых морфологических вариантов хромосом в эволюции кариотипов млекопитающих.

Наиболее высокие шансы обнаружить «следы» реорганизации хромосом в кариотипах современных видов возникают при проведении сравнительных молекулярно-цитогенетических исследований в «молодых» таксонах, характеризующихся высоким уровнем хромосомной изменчивости. Это определило наш выбор близкородственных видов обыкновенных полевок, составляющих группу «arvalis» рода Microtus, в качестве модельного объекта для изучения закономерностей хромосомной эволюции. Наше исследование было направлено на изучение закономерностей эволюции ЯО-районов, механизмов формирования «новых» гетерохроматиновых блоков, особенностей реорганизации хромосомных районов при транспозиции центромер и эволюции эухроматиновых районов Х-хромосом полевок. Для сравнительного анализа хромосом исследуемых видов была применена флуоресцентная in situ гибридизация с использованием микродиссекционных ДНК-проб различных эухроматиновых и гетерохроматиновых районов хромосом обыкновенных полевок.

В результате проведенного исследования было установлено, что виды обыкновенных полевок отличаются числом и набором ЯОР-несущих хромосом. Выявлены также различия по субхромосомной локализации ЯО-районов. Эти различия оказались сопряжены с наличием в ЯО-районах кластеров разных наборов повторяющихся последовательностей ДНК, которые были обнаружены при анализе хромосом с помощью FISH ДНК-проб «новых» гетерохроматиновых блоков аутосом M. arvalis «obscurus». Полученные данные согласуются с современными представлениями о нескольких этапах дивергенции видов обыкновенных полевок в ходе эволюции.

В формировании «новых» гетерохроматиновых блоков M. arvalis «obscurus» принимали участие повторяющиеся последовательности ДНК, присутствующие в виде кластеров в прителомерных, прицентромерных и ядрышкообразующих районах многих хромосом обеих кариоформ вида M.arvalis. Морфологическое сходство ЯОР-несущих акроцентриков и акроцентрического гомолога хромосомы 5 M. arvalis «obscurus», и наличие у них прицентромерных и ассоциированных с ЯО-районами кластеров гомологичных повторяющихся последовательностей, указывает на то, что формирование новых ЯО-районов в эволюции хромосом полевок могло происходить в результате транспозиций и последующей амплификации повторяющихся последовательностей ДНК с вовлечением в эти процессы генов рибосомных РНК.

В результате сравнения организации эухроматиновых и прицентромерных гетерохроматиновых районов гетероморфных гомологов хромосомы 5 M. arvalis «obscurus» было показано, что транспозиция центромеры в этой паре хромосом произошла без изменения порядка эухроматиновых сегментов. Реорганизация субметацентрической хромосомы 5, видимо, явилась следствием одновременного или последовательного переноса в прителомерный район р-плеча повторяющихся последовательностей ДНК, последующая амплификация которых привела к формированию нового гетерохроматинового блока, новой центромеры и нового ЯО-района. В эволюции гомеологов хромосомы 5 M. arvalis центрическая транспозиция произошла, вероятнее всего, в филогенетической ветви M. rossiaemeridionalis и M. transcaspicus и не за счет инверсионных событии, а в результате переноса и амплификации последовательностей ДНК, способных формировать активную центромеру.

Установление гомологии эухроматиновых районов Х-хромосом пяти близкородственных видов полевок рода Microtus было проведено на основании результатов FISH с использованием набора районоспецифических ДНК-проб. Эти данные в совокупности с данными по локализации в Х-хромосомах полевок уникальных последовательностей ДНК позволили реконструировать предковый вариант эухроматинового района Х-хромосомы обыкновенных полевок и определить минимальное количество инверсионных событий, отличающих современные формы друг от друга и от предполагаемого предкового варианта. При этом гипотетические «горячие точки» эволюционных перестроек Х-хромосом полевок совпали по локализации с районами расположения в реконструированной предковой Х-хромосоме интеркалярных кластеров повторяющихся последовательностей ДНК.

В результате проведенного анализа перестроек в эволюции эухроматиновых районов Х-хромосом и гомеологов хромосомы 5 M. arvalis оказалось, что к предковому варианту соответствующих хромосом обыкновенных полевок в обоих случаях наиболее близки хромосомы M. kirgisorum и M. arvalis, а не хромосомы M. rossiaemeridionalis и M. transcaspicus, как предполагалось раньше. Это дает повод по-новому взглянуть на эволюцию кариотипов обыкновенных полевок.

На основании проведенного исследования можно сделать заключение, что в процессе эволюционной реорганизации хромосом обыкновенных полевок происходили транспозиции и амплификация различных повторяющихся последовательностей ДНК. Формирование в новых хромосомных районах кластеров повторяющихся последовательностей, по-видимому, обеспечивало возникновение новых функционально активных центромерных и ядрышкообразующих районов хромосом. Возникновение интеркалярных кластеров в эухроматиновых районах хромосом, могло приводить к повышению частоты хромосомных разрывов в районах их локализации.

Процессы транспозиции и амплификации различных последовательностей ДНК, вероятно, играют значительную роль в определении темпов и направления хромосомной эволюции у млекопитающих. Формирование кластеров определенных повторяющихся последовательностей может создавать предрасположенность к возникновению множественных однотипных хромосомных перестроек. Возможно, именно этим объясняется ряд проблем, возникающих при филогенетических построениях в различных таксонах, базирующихся на результатах сравнительного хромосомного анализа.

Показать весь текст

Список литературы

  1. М.Р., Ляпунова Е. А., Воронцов И. Н., Тесленко С. В. Внутрипопуляционный аутосомный полиморфизм обыкновенной полевки Microtus arvalis Закавказья. // Генетика. 1999. Т.35. N.12, С.1687−1698.
  2. Т.Г. Сателлитная ДНК. // М.: Наука. 1982. С. 120.
  3. А.С. Сравнительная цитогенетика трех видов собачьих (Carnivora, Canidae). //Генетика. 1983. Т.19. С.778−783.
  4. А.С. Ядрышкообразующие хромосомы домашней свиньи. // Цитология и генетика. 1981. Т. 15. С. 29−31.
  5. А.С., Лушникова Т. П., Воробьева Н. В. Инактивация кластера рРНК генов на 2-й паре хромосом у алеутских норок. // ДАН 1985. Т.282. С.171−173.
  6. А.С., Раджабли С. И. Хромосомы сельскохозяйственных и лабораторных млекопитающих. Новосибирск: Наука. 1988. 128 С.
  7. А.С., Раджабли С. И. Ядрышкообразующие хромосомы девяти видов куницеобразных (Carnivora, Mustelida). // ДАН. 1980. Т. 225. С.1487−1489.
  8. И.М., Поляков И. Я. Фауна СССР. Млекопитающие. Полевки (Microtinae) // Л.: Наука. 1977. Т.З. 504 С.
  9. К. Полимеразная цепная реакция. // Анализ генома. Методы. Изд-во «Мир» 1990.
  10. Е.Ю. Существуют ли закономерности хромосомной эволюции млекопитающих? // Мат. Всесоюз. совещ. «Эволюционные и генетические исследования млекопитающих». Влад. ДВО АН СССР. 1990. 4.1. С.3−16
  11. А.И., Булатова Н. Ш., Новиков А. Д. Двойной эффект инверсии в кариотипе обыкновенной полевки. //ДАН. 1988. Т.298. С.994−997.
  12. В.М. Систематика обыкновенной полевки. // М.:Наука. 1983.208 С.
  13. В.М., Саблина О. В. Кариотипы. // Обыкновенная полевка: Виды* двойники. М.: Наука. 1994. С.7−25.
  14. М.Н., Голенищев Ф. Н., Раджабли С. И., Саблина O.JI. Серые полевки фауны России и сопредельных территорий. // Труды Зоологического института. Санкт-Петербург. 1996. Т.232. 320 С.
  15. М.Н., Раджабли С. И., Булатова Н. Ш., Голенищев Ф. Н. ! Кариологические особенности и вероятные родственные связи полевокгруппы «arvalis» (Rodentia, Cricetidae- // Зоол. ж. 1985. Т.64. № 3. С.417−428.
  16. С.Н. Проблемы теории эволюции мультигенных семейств. // Итоги науки и техники «Молекулярная биология». 1985. Т.21. М.: ВИНИТИ С.198−240.ft
  17. Н.Б., Плюснина Е. В., Сердюкова Н. А., Астахова Н. М., и др. Новые возможности анализа сложных хромосомных перестроек в клеточных гибридах. //Генетика. 1998. Т. 34. С.240−247.
  18. Н.В., Карамышева Т. В., Закиян С. М., Рубцов Н. Б. Молекулярно-цитогенетический анализ реорганизации Х-хромосом в эволюции. // Научный совет подпрограммы «Геном человека». Сборник отчетов за 2000 год. Москва. 2001а. С. 42.
  19. Н.В., Карамышева Т. В., Закиян С. М., Рубцов Н. Б. Сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ организации Х-хромосом полевок подрода Microtus. /У Биологические мембраны. 2001 В. Т.18. С.180−188.
  20. Е.А., Елисафенко Е. А., Рогозин И. Б., Павлова С. В., и др. Характеристика нового семейства тандемно организованных повторов STR47 у обыкновенных полевок. // Молекулярная Биология. 1998. N.32. С.987−991.
  21. Agresti A, Rainaldi G, Lobbiani A, Magnani I, et al. Chromosomal location by in situ hybridization of the human Sau3A family of DNA repeats. // Hum. Genet. 1987. V.75. N.4. P.326−332.
  22. Alexandrov I., Kazakov A., Tumeneva I., Shepelev V., Yurov Y. Alpha-satellite DNA of primates: old and new families. // Chromosoma. 2001. V. l 10. P.253−266.
  23. Alexandrov I.A., Mitkevich S.P., Yurov Y.B. The phylogeny of human chromosome specific alpha satellite. // Chromosoma. 1988. V.96. P.443- 453.
  24. Amar L.C., Danadalo L., Hanauer A., et al. Conservation and reorganization of loci on the mammalian X chromosome: A molecular framework for the identification of homologous subchromosomal regions in man and mouse. // Genomics. 1988. V.22. P.220−230.
  25. Amor D.J., Choo H.A. Neocentromeres: role in human disease, evolution, and centromere study. //Am. J. Hum. Genet. 2002. V.71. P.695−714.
  26. Arnheim N., Krystal M., Sdhmickel R., Wilson G., et al. Molecular evidence for genetic exchanges among ribosomal genes on nonghomologous chromosomes in man and ape // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1980. V. 77. P. 7323−7327.
  27. Arrighi F.E., Hsu Т.Е. Localization of heterochromatin in human chromosomes. // Cytogenetics. 1971. V.10. P.81−86.
  28. Assum G., Pasantes J., Glaser В., Schempp W., Wohr G. Concerted evolution of members of the multisequence family chAB4 located on various nonhomologous chromosomes. //Mammalian Genome. 1998. V.9. P.58−63.
  29. Azzalin C.M., Nergadze S.G., Giulotto E. Human intrachromosomal telomeric-like repeats: sequence organization and mechanisms of origin. // Chromosoma. 2001. V.110. N.2. P.75−82.
  30. Bailey J.A., Gu Z., Clark R.A., Reinert K., Samonte R.V., et al. Recent segmental duplications in the human genome. // Science. 2002. V297. N.5583. P.945−947.
  31. Baltimore D. Gene conversion: some implication for immunoglobulin genes // Cell. 1981.V.21.P. 592- 594.
  32. Band M.R., Larson J.Y., Rebeiz M. et al. An ordered comparative map of the cattle and human genomes // Genome Res. 2000. V.10. P.1359−1368.
  33. Bertoni L., Attolini C., Faravelli M., et al. Intrachromosomal telomere-like DNA sequences in Chinese hamster. // Mamm. Genome. 1996. V.7. N. l 1. P.853−855.
  34. Bertoni L., Attolini C., Tessera L., Mucciolo E., Giulotto E. Telomeric and nontelomeric (TTAGGG)n sequences in gene amplification and chromosome stability. // Genomics. 1994. V.24. P.53−62.
  35. Blackburn E.H. Structure and function of telomeres. // Nature. 1991. V.350. P.569−573.
  36. Blair H.J., Reed V., Laval S.H., Boyd Y. New insights into the man-mouse comparative map of the X chromosome. // Genomics. 1994. Y.19. 215−220.
  37. Bloom S.E., Goodpasture C. An improved techniqe for selective silver staining of nucleolar organizer regions in human chromosomes. // Hum. Genet. 1976. V.34. P.323−331.
  38. Bouffler S.D., Morgan W.F., Pandita Т.К., Slijepcevic P. The involvement of telomeric sequences in chromosomal aberrations. // Mutat. Res. 1996. V.366. N.2.1. Р.129−135.
  39. Breen М., Thomas R., Binns M.M., et al. Reciprocal chromosome painting reveals detailed regions of conserved synteny between the karyotypes of the domestic dog (Canis familiaris) and human. // Genomics. 1999. V.61. P. 145−155.
  40. Brinkley B.R., Ouspenski I., Zinkovski R.P. Structure and molecular organization of the centromere-kinetochore complex. // Trends Cell Biol. 1992. V.2. P. 15−21.
  41. Buchwitz B.J., Ahmad K., Moore L.L., Roth M.B., Henikoff S. A histone-H3-like protein in C. elegans. //Nature. 1999. V.401. P.547−548.
  42. Cavagna P., Stone G., Stanyon R. Black rat (Rattus rattus) genomic variability characterized by chromosome painting. // Mamm Genome. 2002. V.13. P.157−163.
  43. Charlesworth В., Sniegowski P., Stephan W. The evolutionary dynamic of repetitive DNA in eukaryotes. // Nature. 1994. V.371. P.215−220.
  44. Cheung S.W., Sun L., Feathestone T. Visualization of NORs inrelation to the precise chromosomal localization of ribosomal RNA genes. // Cytogenet. Cell Genet. 1989. V.50. P.93−97.
  45. Chudoba I., Plesch A., Loerch Т., et al. High resolution multicolor-banding: a new technique for refined FISH analysis of human chromosomes. // Cytogenet Cell Genet. 1999. V.84. P.156−160.
  46. Chudoba I., Rubtsov N., Senger G., et al. Improved detection of chromosome 16 rearrangements in acute myeloid leukemias using 16p and 16q specific microdissection DNA libraries. // Oncology reports. 1996. N.3. P.829−832.
  47. Chute I., Le Y., Ashley Т., Dobson MJ. The telomere-associated DNA from human chromosome 20p contains a pseudotelomere structure and shares sequences with the subtelomeric regions of 4q and 18p.// Genomics. 1997. V.15. P.51−60.
  48. Clarke L. Centromeres of budding and fission yeasts. // Trends Genet. 1990. V.6. N.5. P.150−154.
  49. Cremer Т., Lichter P., Borden J., et al.-Detection of chromosome aberrations in metaphase and interphase tumor cells by in situ hybridization using chromosome-specific library probes. // Hum Genet. 1988. V.80. P.235−246.
  50. Csink A.K., Henikoff S. Somthing from nothing: the evolution and utility of satellite repeats. // Trends Genet. 1998. V.14. P.200−204.
  51. Curcio M.J., Morse R.H. Tying together integration and cromatin (comment). // Trends Genet. 1996. V.12. P. 436−438
  52. DeBry R.W., Seldin M.F. Human/mouse homology relationships. // Genomics. 1996. V.33. P.337−351.
  53. Dev V.G., Miller D.A., Rechsteiner M., Miller O.J. Time of suppression of human rRNA genes in mouse-human hybrid cells. // Exp. Cell Res. 1979. V.123. P.47−54.
  54. Earnshaw W.C., Ratril H., Seffen G. Visualization of centromere proteins CENT-B and CENT-C on a stable dicentric chromosome in cytological spreads. // Chromosoma. 1989. V.98. P. l-12.
  55. Eichler EE. Recent duplication, domain accretion and the dynamic mutation of the human genome. // Trends Genet. 2001. V.17. P.661−669.
  56. Elder J.F., Turner B.J. Concerted evolution of repetitive DNA sequences in eukaryotes. // The Quarterly Review of Biology. 1995. V.70. N.3. P.297−320.
  57. Emanuel BS, Shaikh TH. Segmental duplications: an 'expanding' role in genomic instability and disease. // Nat. Rev. Genet. 2001. V.2. N.10. P.791−800.
  58. Engel W., Zenzes M.T., Schmid M. Activation of mouse ribosomal RNA genes at the 2-cell stage. //Hum. Genet. 1977. V.38. P.57−63.
  59. Evans H.J., Buckland R.A., Pardue M.L. Location of the genes coding for 18S and 28S ribosomal RNA in the human genome. // Chromosoma. 1974. V.48. P.405−426.
  60. Everts R.E., van Wolferen M.E., Versteeg S.A., et al. A radiation hybrid map of the X-chromosome of the dog (Canis familiaris). II Cytogenet. Cell Genet. 2002. V.98. P.86−92.
  61. Faravelli M., Moralli D., Bertoni L., Attolini C., et al. Two extended arrays of a satellite DNA sequence at the centromere and. afthe short-arm telomere of Chinese hamster chromosome 5. // Cytogcnct. Cell Genet. 1998.V.83. N.3−4. P.281−286.
  62. Ferguson-Smith M.A. Genetic analysis by chromosome sorting and painting: Phylogenetic and diagnostic applications. // Eur.J. Hum. Genet. 1997. V.5. P .253−265.
  63. Ferguson-Smith M.A., O’Brien P.C. et al. Comparative chromosome painting // Chromosomes Today. 2000. V.13. P.259−265.
  64. Flint J., Bates G.P., Clark K., Dorman A., et al. Sequence comparison of human and yeast telomeres identifies structurally distinct subtelomeric domains. // Hum. Mol. Genet. 1997. V.6. N.8. P.1305−1313.
  65. Ford C.E., Pollock D.L., Gustavsson J. Proceedings of the first international conference for the standartisation of banded kariotypes of domestic animals. // Hereditas. 1980. V.92. P. 145−162.
  66. Fronicke L., Wienberg J. Comparative chromosome painting defines the high rate of karyotype changes between pigs and bovids. // Mamm Genome. 2001. V.12. N.6. P.442−449.
  67. Garagna S, Broccoli D, Redi CA, Searle JB, et al. Robertsonian metacentrics of the house mouse lose telomeric sequences but retain some minor satellite DNA in the pericentromeric area. // Chromosoma. 1995. V.103. N.10. P.685−692.
  68. Gimelli G., Zuffardi O., Giglio S., Zeng C., Dacheng He. CENP-G in neocentromeres and inactive centromeres. // Chromosoma. 2000. V.109. P.328−333.
  69. Glas R., Graves .A., Toder R., et al. Cross-species chromosome painting between human and marsupial directly demonstrates the ancient region of the mammalian X. //Mammalian Genome. 1999. V.10. P. l 115−1116.
  70. Gonzalez I.L., Sylvester J.E. Complete sequence of the 43-kb human ribosomal DNA repeat: analysis of the intergenic spacer. // Genomics. 1995. V.27. P. 320−328.
  71. Gonzalez I.L., Sylvester J.E. Beyond ribosomal DNA: on towards the telomere. // Chromosoma. 1997. V.105. P.431−437.
  72. Gonzalez I.L., Sylvester J.E. Human rDNA: evolutionary patterns within the genes and tandem arrays derived from multiple chromosomes. // Genomics. 2001 V.73. P.255−263.
  73. Gosden J.R., Mitchell A.R., Buckland R.A., et al. The location of four human human satellite DNAs on human chromosomes. // Exp. Cell Res. 1975. V.92. P.148−158.
  74. Graphodatsky A.S. Conserved and variable elements of mammalian chromosomes. //In Hainan CRE (ed). Cytogenetics of Animals. 1989. P.95−123.
  75. Graves J.A.M. Background and overview of comparative genomics. // ILAR J. 1998. V.39. N.2. P.48−65.
  76. Graves J.A.M., Watson J.M. Mammalian sex chromosomes: Evolution of organization and function. // Chromosoma. 1991. V.101. P.63−68.
  77. Griffiths D.J. Endogenous retroviruses in the human genome sequence. // Genome Biology. 2001. V.2. P.1017.1−1017.5
  78. Guan X.-Y., Meltzer P. S., Cao J., Trent J.M. Rapid generation of region-specific genomic clones by chromosome microdissection: isolation of DNA from a region frequently deleted in malignant melanoma. // Genomics. 1992. V.14. P.680−684.
  79. Guan X.-Y., Trent JM, Meltzer P. S. Generation of band-specific painting probes from single microdissected chromosome. // Hum. mol. Genet. 1993. V.2. P.1117−1121.
  80. Guan X-Y, Meltzer P. S, Dalton W. S, Trent J.M. Identification of cryptic sites of DNA sequence amplification in human breast cancer by chromosome microdissection.//Nature Genetics. 1994. V.8. P.155−161.
  81. Haaf Т., Ward D.C. Structural analysis of a-satellite DNA and centromere proteins using extended chromatin and chromosomes. // Hum. Mol. Genet. 1994. V.3. P.697−709.
  82. Harding R.M., Royce A.J., Clegg J.B. The evolution of tandemly repetitive DNA: Recombination rules. // Genetics. 1992. V.132. P.847−859.
  83. Harrington J.J., Bokkelen G.V., Mays R.W., et al. Formation of de novo centromeres and construction of first-generation human artificial microchromosomes.//Nat. Genet. 1997. V.15. P.345−355.
  84. Hassanane M.S., Chaudhary R., Chowdhary B.P. Microdissected bovine X chromosome segment delineates homologous chromosomal regions in sheep, goat, and buffalo. // Chrom. Res. 1998. V.6. P.213−217.
  85. Hastie ND, Allshire RC. Human telomeres: fusion and interstitial sites. // Trends Genet. 1989. V.5.N.10. P.326−331.
  86. Hayes H. Chromosome painting with human chromosome-specific DNA libraries reveals the extent and distribution of conserved segments in bovine chromosomes. // Cytogenet. Cell Genet. 1995. V.71. P.168−174.
  87. Henderson A.S., Eicher E.M., Yu M.T., Atwood K.C. Variation in ribosomal RNA gene number in mouse chromosomes. // Cytogenet. Cell Genet. 1976. V.17. P.307−316.
  88. Henderson L.M., Bruere A.N. Conservation of nuclear organizer regions during evolution on sheep, goat, cattle and aoudad. // Canad. J. Genet. Cytol. 1979. V. 21. P. l-6.
  89. Henikoff S., Ahmad K., Malik H.S. The centromere paradox: stable inheritance with rapidly evolving DNA. // Science. 2001. V.293. P.1098−1102.
  90. Henikoff S., Ahmad K., Platero J.S., van Steensel B. Heterochromatic deposition of centromeric histone H3-like proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V.97. P.716−721.
  91. Hennig W. Heterochromatin. //Chromosoma. 1999. V.108. P. l-9.
  92. Hillis D.M., Dixon M.T. Ribosomal DNA: molecular evolution and phylogenetic interference //Quart. Rev. Biol. 1991. V.66. P.411−453.
  93. Hirai H., Hasegawa Y., Kawamoto Y., Tokita E. Tandem duplication of nucleolus organizer region (NOR) in the Japanese macaque, Macaca fuscata fuscata. II Chromosome Res. 1998. V.6. P.191−197.
  94. Hirai H., Taguchi Т., Godwin A.K. Genomic differentiation of 18S ribosomal DNA * and /З-satellite DNA in the hominoid and its evolutionary aspects. // Chromosome
  95. Research. 1999. V.7. P.531−540.
  96. Horvath JE, Bailey JA, Locke DP, Eichler EE. Lessons from the human genome: transitions between euchromatin and heterochromatin. // Hum Mol Genet. 2001. V.10. P.2215−2223.
  97. Howard-Peebles P.N., Howell W.M. Nucleolus organizer regions of tht «canine karyotype. // Cytogenet. Cell Genet. 1983. V.35. N.4. P.293−294.
  98. Howell W.M., Black D.A. Controlled silver staining of nucleolus organizer region with a protective colloidal developer: a 1 step, method. // Experientia. 1980. V.36. P.1014−1015.
  99. Howell W.M., Denton Т.Е., Diamond J.R. Differential staining of the satellite region of human acrocentric chromosomes. // Experientia. 1975. V.31. P.260−262.
  100. Hsu T.C., Arrighi F.E. Distribution of constitutive heterochromatin in mammalian chromosomes. // Chromosoma. 1971. V.34. P.243−253.
  101. Hsu T.C., Spirito S.E., Pardue M.L. Distribution of 18+28S ribosomal genes in mammalian genomes. // Chromosoma. 1975. V.53. P.25−36.
  102. Hurley J.E., Pathak S. Elimination of nucleolus organizers in a case of 13/14 Robertsonian translocation. // Hum. Genet. 1977. V.35. P.169−173.
  103. Jauch A., Wienberg J., Stanyon R., et al. Recostruction of genomic rearrangements in the great apes and gibbons by chromosome painting. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V.89.P.8611−8615.
  104. Karamysheva T.V., Andreenkova O.V., Bochkaerev M.N., Borisov Y.M., et al. В chromosome of Korean field mouse Apodemus peninsulae (Rodentia, Murinae) analysed by micridissection and FISH. // Cytogenet. Genome Res. 2002. V.96. P.
  105. Kaipen G.H., Allshire R.C. The case for epigfnetic effect on centromere identity and function. //Trends Genet. 1997. V.13. P.489−496.
  106. Kodama Y., Yoshida M.C., Sasaki M. An improved silver staining technique for nucleolus organizer regions by using nylon cloth. // Jap. J. Hum. Genet. 1980. V.25. P.229−233.
  107. Koehler U, Bigoni F, Wienberg J, Stanyon R. Genomic reorganization in the concolor gibbon (Hylobates concolor) revealed by chromosome painting. // Genomics. 1995. V.30. N.2. P.287−292.
  108. Kuroiwa A, Tsuchiya K, Watanabe T, Hishigaki H, et al. Conservation of the rat X chromosome gene order in rodent species. // Chromosome Res. 2001. V.9. P.61−67.
  109. Kuroiwa A., Watanabe Т., Hishigaki H., et al. Comparative FISH mapping of mouse and rat homologues of twenty-five human X-linked genes. // Cytogenet. Cell Genet. 1998. V.81. P.208−212.
  110. Levan A., Fredga K., Sanderson A.A. Nomenclature for centromeric position on chromosomes. //Hereditas. 1964. V.60. P.269−271.
  111. Lichter P., Cremer Т., Borden J., Manuelidis L., Ward D.C. Delineation of individual human chromosomes in metaphase and interphase cells by in situ supression hybridization using recombinant DNA libraries. // Hum Genet. 1988. V.80. P.224−234.
  112. Liehr Т., Heller A., Starke H., Rubtsov N., et al. Microdissection based high resolution multicolor banding for all 24 human chromosomes. // International Journal of molecular medicine. 2002. V.9 P.335−339.
  113. Lonnig W.E., Saedler H. Chromosome rearrangements and transposable elements. Annu. Rev. Genet. 2002. V.36. P.389−410.
  114. Maeda N., Smithies O. The evolution of multigene families: Human haptoglobin genes. //Ann. Rev. Genet. 1986. V.20. P.81−108.
  115. Mandahl N. Variation in C-stained chromosome regions in European hedgehogs СInsectivora, Mammalia). II Hereditas. 1978. V.89. P.107−128.
  116. Manuelidis L. Chromosomal localization of complex and simple repeated human DNAs. Chromosoma. 1978. V.66. P.23−32.
  117. Martin-DeLeon P.A., Fleming M.E. Petrosky D.L. Patterns of silver staining in cells of six-day blastocyst and kidney fibroblast of the domestic rabbit. // Chromosoma. 1978. V.67. P.2145−2152.
  118. Masumoto H., Masukata H., Muro Y., Nozaki N., Okazaki T. A human centromere antigen (CENP-B) interacts with a short specific sequence in alphoid DNA, a human centromeric satellite. //J. Cell Biol. 1989. V.109. N.5. P.1963−1973.
  119. Matsui S.I., Sasaki M. Differential staining of nucleolus organizers in mammalian chromosomes. //Nature. 1973. V.246. P.148−150.
  120. Mazurok N.A., Isaenko A.A., Nesterova T.B., Zakian S.M. High-resolution G-banding of chromosomes in the common, vole Microtus arvalis (Rodentia, Arvicolidae). // Hereditas. 1996a. V.124. P.229−232.
  121. Mazurok N.A., Nesterova T.B., Zakian S.M. High-resolution G-banding of chromosomes in Microtus subarvalis (Rodentia, Arvicolidae). // Hereditas. 1995. V.123. P.47−52.
  122. Mazurok N.A., Rubtsov N.B., Nesterova T.B., Zakian S.M. High-resolution G-banding of chromosomes in Microtus kirgisorum (Muridae, Rodentia). // Cytogenet. Cell Genet. 1994. V.67. P.208−210.
  123. Mazurok N.A., Rubtsova N.V., Isaenko A.A., Pavlova M.E., et al. Comparative chromosome and mitochondrial DNA analyses and phylogenetic relationships within common voles (Microtus, Arvicolidae). //Chromosome Res. 2001. V.9. P.107−120.
  124. McClintock B. The relation of particular chromosomal element to the development of the nucleoli in Zea mays. // Z. Zellforsch. 1934. V.21. P.294−328.
  125. Mefford HC, Trask В J. The complex structure and dynamic evolution of human subtelomeres. // Nat. Rev. Genet. 2002. V.3. N.2. P.91−102.
  126. Mellink C.H., Bosma A.A., De Haan N.A. Variation in size of Ag-NORs and fluorescent rDNA in situ hybridization signals in six breeds of domestic pig. // Hereditas. 1994. V.120. N.2. P.141−149.
  127. Meltzer P. S., Guan X.-Y., Burgess A, Trent J.M. Rapid generation of region specific probes by chromosome microdissection and their application. // Nature Genet. 1992. V. l P.24−28.
  128. Meluh P.B., Yang P., Glowczewski L., Koshland D., Smith M.M. Cse4p is a component of the core centromere of Saccharomyces cerevisiae. // Cell. 1998. V.94. N.5. P.607−613.
  129. Meneveri R., Agresti A., Marozzi A., et al. Molecular organization and chromosomal location of human GC-rich heterochromatic blocks. // Gene. 1993. V.123. P.227−234.
  130. Meneveri R., Agresti A., Rocchi M., et al. Analysis of GC-rich repetitive nucleotide sequences in great apes. // J. Mol. Evol. 1995. V.40. P.405−412.
  131. Mermer В., Colb M., Krontiris T.G. A family of short, interspersed repeats is associated with tandemly repetitive DNA in the human genome. // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1987. V.84. P.3320−3324.
  132. Merry D.E., Pahtak S., VandeBerg J.L. Differential NOR activities in somatic and germ cells of Monodelfis domestica (Marsupialia, Mammalia). // Cytogenet. Cell Genet. 1983. V.35. P.244−251.
  133. Meyne J., Baker R.J., Hobart H.H., Hsu T.C., et al. Distirbution of non-telomeric sites of the (TTAGGG)n telomeric sequense in vertabrate chromosomes. // Chromosoma. 1990. V.99. P.3−10.
  134. Mikelsaar A.-V., Schmid M., Krone W., et al. Frequency of Ag-stained nucleolus organizer regions in the acrocentric chromosome of man. // Hum. Genet. 1977. V.37. P.73−77.
  135. Miklos G.L.G. Localized highly repetitive DNA sequences in vertebrate and invertebrate genomes. In «Molecular evolutionary genetics» Ed. by Mclntyre J.R., Plenum, New York. 1985. P.241−313.
  136. Miller D.A., Dev V.G., Tantravahi R., Miller O.J. Suppression of human nucleolus organizer activity in mouse-human somatic hybrid cells. // Exp. Cell Res. 1976. V.101.P.23 5−243.
  137. Miller D.A., Roy Breg W., Warburton D., Dev V.G., Miller O.J. Regulation of rRNA gene expression in a human familial 14p+ marker chromosome. // Hum. Genet. 1978. V.43. P.289−297.
  138. Modi W.S. Comparative analyses of heterochromatin in Microtus: sequence heterogeneity and localized expansion and contraction of satellite DNA arrays // Cytogenet. Cell Genet. 1993. V.62. P. 142−148.
  139. Modi W.S. Phylogcnetic analyses of chromosomal banding patterns among the nearctic Arvicolidae (Mammalia, Rodentia) // Syst. Zool. 1987. V.36. P.109−136.
  140. Modi W.S. Sex chromosomes and sex determination in Arvicolid rodents. // Chrom. Today. 1990. V.10. P.233−242.
  141. A.J. 197Microtus and Pitymys (Arvicolidae) from Cumberland Cave. Maryland, with a comparisonof some new and old world species. // Ann. Carnegi Mus. 1978. V.47.P.101−145.
  142. Muiphy W.J., Staynon R., O’Brien S.J. Evolution of mammalian genome organization inferred from comparative gene mapping. // Genome Biology. 2001. V.2. N.6. P. 1−8.
  143. Nanda I, Schneider-Rasp S, Winking H, Schmid M. Loss of telomeric sites in the chromosomes of Mus musculus domesticus (Rodentia: Muridae) during Robertsonian rearrangements. // Chromosome Res. 1995. V.3. N.7. P.399−409.
  144. Nash WG, Menninger JC, Wienberg J, et al. The pattern of phylogenomic evolutionof the Canidae. // Cytogenet Cell Genet. 2001.V.95. N.3−4. P.210−224.
  145. Neitzel H. Chromosome evolution of Cervidae: karyotypic and molecular aspects. // In G. Obe, A. Blaster (ed.) Cytogenetics. 1987. P.90−112.
  146. Nesterova T.B., Mazurok N.A., Matveeva N.M., et al. Demonstration of the X-linkage and order of the genes GALA, G6PD, HPRT and PGK in two vole species of the genus Microtus. II Cytogenet. Cell Genet. 1994. V.65. P.250−255.Ф
  147. Nesterova T.B. Duthie S.M., Mazurok N.A., Isaenko A.A., Rubtsova N.V., Zakian S.M., BrockdorffN: Comparative mapping of X chromosomes in vole species of the genus Microtus. И Chrom. Res. 1998. V.6. P.41−48.
  148. Nesterova T.B., Mazurok N.A., Rubtsova N. V^Tbaenko A.A., Zakian S.M. The vole gene map. // ILAR Journal. 1998. V.39. P. 138−144.
  149. Nie W., Rens W., Wang J., Yang F. Conserved chromosome segments in Hylobates hoolock revealed by human and H. leucogenys paint probes. // Cytogenet. Cell Genet. 2001. V.92. P.248−253.
  150. O’Neill R.J.W., O’Neill M.J., Graves J.A.M. Undermethylation associated with retroelement activation and chromosome remodeling in an interspecific mammalian hybrid. //Nature. 1998. V.393. P.68−72.
  151. Obe G., Pfeiffer P., Savage J.R., Johannes C., et al. Chromosomal aberrations: formation, identification and distribution. // Mutat. Res. 2002. V.504. P. 17−36.
  152. O’Brien S.J. Genetic maps: Locus Maps of Complex Genomes. // Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1990.
  153. O’Brien S.J., Menotti-Raymond M., Murphy W.J., Nash W.G., et al. The promise of comparative genomics in mammals. // Science. 1999. V.286. P.458−481.
  154. Ohno S. Conservation of ancient linkage groups in evolution and some insight into the genetic regulatory mechanism of X-inactivation // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1973. V.38. P.155−164.
  155. Ohno S. Sex chromosomes and sex-linked genes. // Springer, Berlin, Heidelberg, New York. 1967.
  156. Ostroverkhova N.V., Nazarenko S.A., Rubtsov N.B. Characterization of a small supernumary ring marker derived from chromosome 2 by forward and reverse chromosome painting. //Am. J. Med. Genetics. 1999. V.87. P.217−220.
  157. Pathak S., Stock A.D. The Xchromosomes of mammals: karyological homology as revealed by banding techniques. // Genetics. 1974. V.78. P.703−714.
  158. Pathak S., Wurster-Hill D.M. Distribution of constitutive heterochromatin in carnivores // Cytogenet. Cell Genet. 1977. V.18. P.245−254.
  159. Pearson M.D., Seabright M., Maclean N. Silver staining of nucleolar organizer regions in the domestic cat, Felis catus.// Cytogenet. Cell Genet. 1979. V.24. P.245−247.
  160. Pinkel D., Straume Т., Gray J.W. Cytogenetic^analysis using quantitative highsensitivity fluorescence hybridization. // Proc Natl Acad Sci USA. 1986. V.83. P.2934−2938.
  161. Platero J.S., Ahmad K., Henikoff S. A distal heterochromatic block displays centromeric activity when dctached from a natural centromere. // Mol. Cell. 1999. V.4. N.6. P.995−1004
  162. PopescuN.C., DiPaolo J.A. Heterogenity of constitutive heterochromatin in somatic Syrian hamster chromosomes. // Cytogenet. Cell Genet. 1979. V.24. P.53−60.
  163. Rubtsov N, Senger G, Kucera H, Neumann A, et al. Interstitial deletion ofichromosome 6q: report of a case and precise definition of the breakpoints bymicrodissection and reverse painting. // Hum Genet. 1996. V.97. P.705−709.
  164. Rubtsov N., Junker K., von Eggeling F., Michel S., Claussen U. Chromosomal origin and distribution of DNA from the homogeneously staining regions in COLO
  165. HSR cells. // Medgen. 1995, V.7. P56.
  166. Rubtsov N., Sablina O., Ivanova I., Zhdanova N., Graphodatsky A. Chromosome microdissection is a universal tool for studies of mammalian chromosome rearrangements.//Medgen. 1998, 10, p.149.
  167. Rubtsov N., Serdukova N., Kaftanovskaya E., et al. Visualization of the cattle Xp homologous regions on the X chromosomes of some pecorans by chromosome microdissection and heterologous painting. // Cytologia. 1997. V.62. P.203−208.
  168. Rubtsov N. B, Graphodatsky A.S., Matveeva VjG^ Radjabli S.I., et al. Silver fox gene mapping: conserved chromosome regions in the order Carnivora. // Cytogenet. Cell Genet. 1988. V.4. P.95−98.
  169. Rubtsov N.B., Rubtsova N.V., Anopriyenko O.V., Karamysheva T.V., Shevchenko A. I., Mazurok N.A., Nesterova T.B., Zakian S.M. Reorganization of the X chromosome in voles of the genus Microtus. // Cytogenet. Genome Res. 2003. (accepted).
  170. Saffery R., Wong L.H., Irvine D.V., Bateman M.A., et al. Construction of neocentromere-based human minichromosomes by telomere-associated chromosomal truncation. // Proc Natl. Acad. Sci. U S A. 2001. V.98. P.5705−5710.
  171. Saffery R., Earle E., Irvine D.V., Kalitsis P., Choo K.H. Conservation of centromere protein in vertebrates. // Chromosome Res. 1999. V.7. N.4. P.261−265.
  172. Saffery R., Irvine D.V., Griffiths В., et al. Human centromeres and neocentromeres show identical distribution patterns of >20 functionally important kinetochore-associated proteins. // Hum. Mol.Genet. 2000. V.22. V.9. N.2. P.175−185.
  173. Sakai K., Ohta Т., Minoshima S., Kudoh J., et al. Human ribosomal RNA gene cluster: identification of the proximal end containing a novel tandem repeat sequence. // Genomics. 1995. V.26. P.521−526
  174. Sam C.K., Yong H.S., Dhaliwal S.S. The G and C-bands in relation to Robertsonian polymorphism in the Malayan house shrew, Suncus murinus (Mammalia, Insectivira) // Caryologia. 1979. V.32. P.355−363.
  175. Samonte RV, Eichler EE. Segmental duplications and the evolution of the primate genome. // Nat. Rev. Genet. 2002. V.3 N. 1. P.65−72.
  176. Scalenghe F, Turco E, Edstroem J-E. et al. Microdissection and cloning of DNA from a specific region of Dr. Melanogastcr polytene chromosomes. // Chromosoma.1981. V.82.P.205−216.
  177. Scharzacher H.G., Wachtler F. The nucleolus. // Anat. Embryol. 1993. V.188. P.515−536.
  178. Schempp W., Toder R., Wolfram R., et al. Inverted and satellited Y chromosome in the orangutan (Pongopygmaeus). II Chromosome Research. 1993. V.l. P.69−75.
  179. Schibler L., Vaiman D., Oustry A., Giraud-Delville C., Cribiu E.P. Comparative gene mapping: a fine-scale survey of chromosome rearrangements between ruminants and humans. // Genome Res. 1998. V.8. N.9. P.901−915.
  180. Schmickel R.D. Quantitation of human ribosomal DNA: hybridization of human DNA with ribosomal RNA for quantitation and fractionation. // Pediatr Res. 1973. V.7. P.5−12.
  181. Schmid M., Haaf Т., Solleder E., et al. Satellitied Y chromosomes: structure, origin, and clinical significace. //Hum. Genet. 1984. V.67. P.72−85.
  182. Schubert I., Schriever-Schwemmer G., Werner Т., Adler I.D. Telomeric signals in robertsonian fusion and fission chromosomes: implications for the origin of pseudoaneuploidy. // Cytogenet. Cell Genet. 1992.V.59. N.l. P.6−9.
  183. Schwarzacher G., Mikelsaar A., Schnedel W. The nature of Ag-staining of nucleolus organizer regions. // Cytogenet. Cell Genet. 1978. V.20. P.24−39.
  184. Schweizer D., Loidl J. A model for heterochromatic dispersion and the evolution of C-band patterns. // Chromosoma Today. 1987. V.9. P.61−74.
  185. Seabright M. A rapid banding technique for human chromosomes // Lancet. 1971. V.2.P.971−972.
  186. Shen M.H., Ross A., Yang J., et al. Neo-centromere formation on a 2.6 Mb mini-chromosome in DT40 cells. // Chromosoma. 2001. V. l 10. P.421−429.
  187. Shevchenko A.I., Mazurok N.A., Slobodyanyuk S.Ya., and Zakian S.M. Comparative analysis of the MSAT-160 repeats in four species of common vole (Microtus, Arvicolidae). // Chromosome Research. 2002. V.10. P. l 17−126.
  188. Singer M.F. Highly repeated sequences in mammalian genome // Int. Rev. Cytol.1982. V.76. P.67−112.
  189. Slijepcevic P. Telomeres and mechanisms of Robertsonian fusion. // Chromosoma.1998a. V.107. N.2. Р.136−140.
  190. Slijepcevic P. Telomere length and telomere-centromere relationships? // Mutat. Res. 1998b. V.404. N. l-2. P.215−220.
  191. Slijepcevic P. Telomere length regulation a view from the individual chromosome perspective. Exp. Cell Res. 1998c. V.244. N.l. P.268−274.
  192. Slijepcevic P., Bryant P.E. Chromosome healing, telomere capture and mechanisms of radiation-induced chromosome breakage. // Int. J. Radiat. Biol. 1998. V.73. N.l. P. l-13.
  193. Slijepcevic P., Hande M.P., Bouffler S.D., Lansdorp P., Bryant P.E. Telomere length, chromatin structure and chromosome fiisigenic potential. // Chromosoma. 1997. V.106 N.7.P.413−421.
  194. Slijepcevic P., Xiao Y., Dominguez I., Natarajan A.T. Spontaneous and radiation-induced chromosomal breakage at interstitial telomeric sites. // Chromosoma. 1996. V.104. P.596−604.
  195. Smith G.P. Evolution of repeated DNA sequences by unequal crossing over. // Science. 1976. V.191. P.528−535.
  196. Spenser J.A., Sinclair A.H., Watson J.M., Graves J.A. Genes on the shot arm of the human X chromosome are not shared with marsupial. // Genomics. 1991. V.ll. P.339−345.
  197. Stanyon R., Consigliere S., Bigoni F., Ferguson-Smith M., et al. Reciprocal chromosome painting between a New World primate, the woolly monkey, and humans. // Chromosome Res. 2001. V.9. P.97−106.
  198. Stanyon R., Yang F., Cavagna P., O’Brien P.C., et al. Reciprocal chromosome painting shows that genomic rearrangement between rat and mouse proceeds ten times faster than between humans and cats. // Cytogenet Cell Genet. 1999. V.84. P.150−155.
  199. Starling J.A., Maule J., Hastie N.D., Allshire R.C. Extensive telemere repeat arrays in mouse are hypervariable. //Nucleic Acids Res. 1990. V.18. P.6881−6888.
  200. Stitou S., Burgos M., Zurita F., Jimenez R., et al. Recent evolution of NOR-bearing and sex chromosomes of the North African rodent Lemniscomys barbarus. // Chromosome Res. 1997. V.5. P.481−485.
  201. Sumner A.T. A simple technique for demonstrating centromeric heterochromatin. // Exp Cell Res. 1972. V.75. P.304−306.
  202. Takahashi K., Chen E.S., Yanagida M. Requirement of Mis6 centromere connector for localizing a CENP-A-like protein in fission yeast. // Science. 2000. V.288. P.2215−2219.
  203. Tantravahi R., Miller D.A., Dev V.G., Miller O.J. Detection of nucleolus organizer region in chromosomes of human, chimpanzee, gorilla, orangutan and gibbon. // Chromosoma. 1976. V.56. P. 15−27.
  204. Tantravahi R., Roy Breg W., Werteleci V., Evlanger B.E., Miller O.J. Evidence for methylation of inactive human rRNA genes in amplified regions. // Hum. Genet. 1981. V.56. P.315−320.
  205. Telenius H., Pelmear A.H., Tunnacliffe A., et al. Cytogenetic analysis by chromosome painting using DOP-PCR amplified flow-sorted chromosomes. // Genes Chromosomes Canser. 1992. V.4. P.257−266.
  206. TomilinN. Control by mammalian retroposons. // Int. Rev. Cytol. V.186. P. 1−48.
  207. Van Dilla M.A., Deaven L.L., et al., Human chromosome-specific DNA libraries: Construction and availability. // Biotechnology. 1986. V.4. P.537−552.
  208. Van Etten W.J., Steen R.G., Nguyen H., et al. Radiation hybrid map of the mouse genome // Nat. Genet. 1999. V.22. N.4. P.384−7.
  209. Varley J.M. Patterns of silver staining of human chromosomes. // Chromosoma. 1977. V.61. P.207−214.
  210. Ventura M., Archidiacono N., Rocchi M. Centromere emergence in evolution. // Genome Res. 2001. V. 11. P.595−599.
  211. Vistorin G, Gamperl R, Rosenkranz W. Studies on sex chromosomes of four hamster species: Cricetus cricetus, Cricetulus griseus, Mesocricetus auratus, and Phodopus sungorus. II Cytogenet. Cell Genet. 1977. V.18. P.24−32.
  212. Vogt P. Potential genetic function of tandem repeated DNA sequence blocks in the human genome are based on highly conserved «chromatin folding code». // Hum. Genet. 1990. V.84. P.301−336.
  213. Volleth M. Differences in the location of nucleolus organizer regions in European vespertilionid bats. // Cytogenet. Cell Genet. 1987. V.44. P.186−197.
  214. Warburton D., Atwood K.C., Henderson A.E. Variation in the number of genes for rRNA among human acrocentric chromosomes: correlation with frequency of satellite association. // Cytogenet. Cell Genet. 1976. V.17. P.221−230.
  215. Warburton D., Henderson A.S. Sequential silver staining and hybridization in situ on nucleolus organizing regions in human cells. // Cytogenet. Cell Genet. 1979. V.24. P.168−175.
  216. Watson J.M., Spencer J.A. Riggs A.D., Graves J.A. Sex chromosome evolution: platypus gene mapping suggests that part of the human X chromosome was originally autosomal. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V.88. P. l 1256−11 260.
  217. Wcimer J., Kiechle M., Senger G., Wiedemann U. et al. An easy and reliable procedure of microdissection technique for the analysis of chromosomal breakpoints and marker chromosomes. // Chromosome Research. 1999. V.7. P.355−362.
  218. Wienberg J, Stanyon R, Nash WG, O’Brien PC, et al. Conservation of human vs. feline genome organization revealed by reciprocal chromosome painting. // Cytogenet Cell Genet. 1997. У.11. N.3−4. P.211−217.
  219. Wienberg J, Stanyon R. Comparative Chromosome Painting of Primate Genomes. // ILARJ. 1998. V.39. P.77−91.
  220. Wienberg J, Stanyon R. Comparative painting of mammalian chromosomes. // Curr Opin Genet Dev. 1997. V.7. P.784−91.
  221. Willard H.F. Centromere of mammalian chromosomes. // Trends Genet. 1990. V.6. P.410- 416.
  222. Willard H.F., Waye J.S. Hierarchical order in chromosome specific human alpha satellite DNA. //Trends Genet. 1987. V.3. P. 192−198.
  223. Wong A.K.C., Biddle F.G., Rattner J.B. The chromosomal distribution of the major and minor satellite is not conserved in the genus Mus. II Chromosoma. 1990. V.99. P.190−195.
  224. Wong A.K.C., Rattner J.B. Sequence organisation and cytological localization of the minor satellite of mouse.//Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 11 645−11 661.
  225. Yang F., Carter N.P., Shi L., Ferguson-Smith M.A. A comparative study of karyotipes of muntjacs by chromosome painting. // Chromosoma. 1995. V.103. P.452−462.
  226. Yang F., O’Brien P.C.M., Milne B.S., Grafodatsky A.S. et al. A complete comparative chromosome map for the dog, red fox, and human and its integration with canine genetic maps. // Genomics. 1999. V.62. P. 189−202.
  227. Yang F., O’Brien P.C.M., Ferguson-Smith M.A. Comparative chromosome map of the laboratory mouse and Chinese hamster defined by reciprocal chromosome painting. // Chromosome Research. 2000. V.8 P.219−227.
  228. Yen CH, Pazik J, Elliott RW. A polymorphic interstitial telomere array near the center of mouse chromosome 8. // Mamm. Genome. 1996. V.7. N.3. P.218−221.
  229. Yen CH, Pazik J, Zhang Y, Elliott RW. An interstitial telomere array proximal to the distal telomere of mouse chromosome 13. // Mamm. Genome. 1997. V.8. N.6. P .411−417.
  230. Yosida Т.Н. A comparative study on nucleolus organizer region (NORs) in rattus special emphasis on the organizer differentiation and species evolution. // Proc. Japan Acad. 1979. V.55. P.10−15.
  231. Zakian V.A. Telomeres: beginning to anderstand the end. // Science. 1995. V.270. P.1601−1607.
  232. Zenzes M.T., Schmid M., Engel W. Silver-stained nucleolus organizers in the guinea pig, Cavia cobaya. //Cytogenet. Cell Genet. 1977. V.19. P.368−372.
  233. Zhdanova N.S., Larkin D.M., Kuznetsov S.B. et al. The order of genes on porcine chromosome 12 // Animal Genomics: Synthesis of Past, Present, and Future Directions. 2000. P.52.
  234. Zijlmans J.M.J.M., Martens U.M., Poon S.S.S., Raap A.K., et al. Telomeres in the mouse have large inter-chromosomal variations in the number of T2AG3 repeats. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P.7423−7428.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!