Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота

Диссертация: Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Проведен сравнительный анализ диагностической чувствительности и специфичности ИФА на основе белков ЗА, ЗВ и ЗАВ. Установлено, что ЗА-ИФА обладает лучшими показателями диагностической чувствительности и специфичности и позволяет наиболее достоверно дифференцировать инфицированных и вакцинированных животных; Применить разработанные наборы в диагностических исследованиях. Научная новизна… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ВВЕДЕНИЕ
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 2. 1. Структурная организация капсида ВЯ
    • 2. 2. Структурно-функциональная организация генома ВЯ
    • 2. 3. Патогенез]ящура
    • 2. 4. Вакцинопрофилактика
    • 2. 5. Серодиагностика ящура
      • 2. 5. 1. Выявление и типирование вируса
      • 2. 5. 2. Дифференциация постинфекционных и поствакцинальных антител

Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

Ящур — высококонтагиозное вирусное заболевание парнокопытных, способное вызывать эпизоотии и наносить большой экономический ущерб. Для России постоянно существует опасность проникновения этой болезни из сопредельных азиатских государств, свидетельством чего являются вспышки ящура на территории РФ в 1995, 2000, 2004 и 2005 г.г., вызванные заносом инфекции из Китая (20, 153). В этой ситуации разработка и совершенствование средств и методов диагностики ящура напрямую связаны с проблемой обеспечения зоосанитарной и экономической безопасности страны.

Возбудитель ящура — безоболочечный РНК-содержащий вирус семейства Picornaviridae, рода Aphthovirus. Геном вируса кодирует четыре структурных и восемь неструктурных белков. Обе группы белков вызывают выработку антител у животных во время инфекции. Однако у вакцинированных животных обнаруживаются антитела, в основном, к структурным протеинам. Это объясняется тем, что при изготовлении вакцины проводится частичная очистка вируса, в процессе которой большинство неструктурных белков удаляется вместе с клеточным дебрисом (40).

Обнаружение антител к неструктурным белкам вируса ящура является важным инструментом контроля за заболеванием. Этот метод позволяет дифференцировать вакцинированных животных от реконвалесцентов и выявлять бессимптомных вирусоносителей среди вакцинированного поголовья. В связи с тем, что Россия проводит политику противоящурной вакцинации скота вдоль своих южных границ, наличие диагностических средств, позволяющих обнаруживать в вакцинированных стадах инфицированных животных, чрезвычайно актуально.

В настоящее время на мировом рынке ветеринарных диагностикумов представлено несколько иностранных коммерческих тест-систем для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура. Они основаны на использовании в качестве антигенов синтетических пептидов или рекомбинантных белков вируса ящура, экспрессированных в E. coli или в бакуловирусной системе. Однако отечественных тест-систем до сих пор создано не было.

Цели и задачи исследования. Основная цель нашей работы заключалась в получении рекомбинантных антигенов и разработке на их основе иммуноферментной тест-системы, позволяющей выявлять антитела к неструктурным белкам вируса ящура.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

— провести молекулярное клонирование и экспрессию в E. coli генов неструктурных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура;

— отработать условия экспрессии и очистки, обеспечивающие высокий выход рекомбинантных белков;

— исследовать антигенную активность и специфичность полученных белков;

— разработать на основе рекомбинантных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ иммуноферментные тест-системы для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура и сравнить их по чувствительности и специфичности между собой и с коммерческими наборами;

— на основе наиболее чувствительной и специфичной тест-системы разработать диагностические наборы для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота;

— оценить с помощью разработанных наборов отечественные противоящурные вакцины на способность индуцировать антитела к неструктурным белкам вируса ящура у животных;

— применить разработанные наборы в диагностических исследованиях. Научная новизна исследования. Впервые в России получены рекомбинантные неструктурные белки ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура и на их основе разработаны иммуноферментные тест-системы для дифференциации вакцинированного и инфицированного КРС.

Показано, что ИФА на основе белка ЗА превосходит по диагностической чувствительности и специфичности ИФА на основе белков ЗВ и ЗАВ.

На основе ЗА-ИФА разработаны два отечественных диагностических набора для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом, позволяющие дифференцировать вакцинированный против ящура и инфицированный вирусом ящура КРС.

Практическая значимость исследований. В результате проведенных исследований были разработаны следующие методики:

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках КРС иммуноферментным методом", одобренная ученым советом и утвержденная директором Центра 30.09.04;

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении", одобренная ученым советом и утвержденная директором Центра 21.12.04.

На основе этих методик разработаны два диагностических набора: «Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом», одобренный ученым советом и утвержденный директором Центра 30.09.04;

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении", одобренный ученым советом и утвержденный директором Центра 21.12.04.

Публикации научных работ. По теме диссертации опубликовано три научных работы.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на научной конференции «Проблемы мониторинга и генодиагностики инфекционных болезней животных» в 2004 году, на заседаниях ученого совета в 2003;2005 гг.

Основные положения, выносимые на защиту.

Рекомбинантные антигены ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура.

Иммуноферментные тест-системы на основе рекомбинантных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС и результаты их сравнительных испытаний.

Диагностический набор для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура методом последовательного разведения сывороток крови КРС.

Диагностический набор для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура методом одного разведения сывороток крови КРС.

Результаты серомониторинга ящура с использованием разработанных диагностических наборов за 2004;2005гг.

Структура и объем работы. Диссертация изложена 110 на страницах, иллюстрирована 12 рисунками и 12 таблицами. Список используемой литературы включает 192 источника, из которых 171 иностранный.

Исследования по диссертационной работе выполнены в 2002;2005гг. в Федеральном центре охраны здоровья животных (ФГУ ВНИИЗЖ, г. Владимир).

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю к.б.н. А. В. Щербакову и сотрудникам института: д.в.н. B.JI. Узюмову, к.в.н. А. В. Каньшиной, С. Р. Кременчугской, к.б.н. Н. С. Мудрак, вед. биологу Н. В. Вавиловой, вед. вет. врачу Фоминой С. Н. — за практическую помощь в выполнении отдельных этапов работы и оформлении диссертации.

5. ВЫВОДЫ.

1. Проведено молекулярное клонирование и экспрессия в E. coli генов ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура. Определены условия экспрессии и очистки, обеспечивающие высокий выход рекомбинантных белков;

2. На основе полученных рекомбинантных антигенов разработан непрямой вариант ИФА для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС;

3. Проведен сравнительный анализ диагностической чувствительности и специфичности ИФА на основе белков ЗА, ЗВ и ЗАВ. Установлено, что ЗА-ИФА обладает лучшими показателями диагностической чувствительности и специфичности и позволяет наиболее достоверно дифференцировать инфицированных и вакцинированных животных;

4. На основе ЗА-ИФА разработан набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС методом последовательных разведений.

5. На основе рекомбинантного белка ЗА разработан иммуноферментный метод и диагностический набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура по одному разведению сывороток крови КРС;

6. Результаты сравнения с зарубежными аналогами показали, что разработанные наборы превосходят по чувствительности тест-систему «Chekit FMD-ЗАВС» (Bommeli Diagnostics, Щвейцария) и сравнимы с тест-системой «Ceditest FMDV-NS ELISA» (Cedi Diagnostics, Нидерланды);

7. С использованием разработанных наборов исследовано более 1200 сывороток крови КРС, вакцинированного против ящура. Установлено, что противоящурные вакцины производства ФГУ ВНИИЗЖ и ФГУП «Щелковский биокомбинат» не вызывают у животных выработку антител к неструктурным белкам вируса ящура и соответствуют по этому показателю требованиям МЭБ.

6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

Для практического использования предлагаются:

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках КРС иммуноферментным методом";

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении";

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом";

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении".

Показать весь текст

Список литературы

  1. , А.Г. Выделение и очистка экспрессированных в E.coli ЗС и 3D белков вируса ящура / А. Г. Аминев, Т. А. Сатина, Г. М. Фалина // Вирусн. болезни с.-х. животных: тез. докл. Всерос. науч.-практ. конф. — Владимир, 1995. С. 5.
  2. Вакцинопрофилактика ящура в Российской Федерации / Т. З. Байбиков,
  3. B.М. Захаров, Н. А. Пронина и др. // Вирусн. болезни с.-х. животных: тез. докл. Всерос. науч.-практ. конф. Владимир, 1995. — С. 160.
  4. , Э. Электрофорез в разделении биологических молекул / Э. Гааль, Г. Медьеши, Л. Верецкеи. М.: Мир, 1982.
  5. , А.И. Биотехнология противоящурных вакцин / А. И. Дудников // Животноводство России. 2004. — № 9. — С. 42−44.
  6. , В.М. Ящур: новые концепции борьбы и профилактики / В. М. Захаров // Актуальные проблемы инфекционной патологии животных: матер. Междунар. науч. конф. ФГУ ВНИИЗЖ. Владимир, 2003. — С. 11−14.
  7. Изучение возможности использования синтетических пептидов для выявления антител к VIA-антигену вируса ящура / А. А. Луговской,
  8. C.С. Рыбаков, Ж. А. Шажко и др. // К новой стратегии борьбы с ящуром: матер. Междунар. науч. конф. ВНИЯИ. Владимир, 1991. — С. 165−166.
  9. Использование аэросила А-300 и фильтров GF/F (GF/C) для очистки фрагментов ДНК, ДНК-плазмид и РНК / О. Г. Грибанов, А. В. Щербаков, Н. А. Перевозчикова и др. // Биохимия. 1996. — Т.21, вып. 6.-С. 1064−1070.
  10. Использование синтезированных в E. coli гибридных белков протеазы Зс и РНК-полимеразы вируса ящура для диагностики / А. Г. Аминев, С. П. Аминева, Н. С. Мудрак и др. // Молекулярная биология. 1997. -Т.31, № 3. — С.568−572.
  11. Использование VIA-антигена из культурального вируса ящура в ИФМ / Е. К. Дудникова, В. В. Дрыгин, JI.A. Дудников, Ж. А. Шажко // Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: матер, науч. конф. ВНИИВВиМ. -Покров, 1992.-4.1.-С. 186−187.
  12. К вопросу о персистировании вируса ящура в организме животных / Д. Г. Мусиев, М. М. Ахмедов, Т. Б. Саркисова, Н. М. Салихова // Вестн. ветеринарии. 1996. — № 2. — С.34−36.
  13. , Т. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Д. Д. Сэмбрук М.: Мир, 1984.
  14. , В.А. Статистика в медицине и биологии / В. А. Медик, М. С. Токмачев, Б.Б. Фишман- М.: Медицина, 2000.
  15. Молекулярная эпизоотология ящура в России и странах СНГ / А. В. Щербаков, В. Г. Андреев, В. В. Дрыгин, А. А. Гусев // Аграрная Россия. -2002.-№ 2. -С. 8−11.
  16. , И.О. Практическое пособие по медицинской статистике / И. О. Поляков JL: Медицина, 1975.
  17. Практическая химия белка / под ред. А. Дарбре. -М.: Мир, 1989.
  18. Теория и практика иммуноферментного анализа / A.M. Егоров, А. П. Осипов, Д. Д. Дзантиева и др. -М.: Высшая школа, 1991.
  19. , Д. Методы трансформации. Клонирование ДНК / под ред. Д. Гловера М.: Мир, 1988.- С.140- 173.
  20. , Н.Г. Выделение плазмидной ДНК методом щелочного лизиса. Методы молекулярной генетики и генной инженерии / под ред А. В. Мазина, К. Д. Кузнеделова, А. С. Краева и др. Новосибирск: Наука, 1990.
  21. A pathogenesis study of foot-and-mouth disease in cattle, using in situ hybridization / C.C. Brown, R.F. Meyer, H.J. Olander et al. // Can. J. Vet. Res. 1992. — V.56. — P. 189−193.
  22. A solid-based competition ELISA for measuring antibody to foot-and-mouth disease virus / D.K.J Mackay., A.N. Bulut, T. Rendle et al. // J. Virol. Methods. 2001. — V.97. — P. 33−48.
  23. Absence of protein 2C from clarified foot-and-mouth disease virus vaccines provides the basis from distinguishing convalescent from vaccinanted animals / J. Lubroth, M.J. Grubman, T.G. Burrage et al. // Vaccine 1996. — V.14. — P.419−426.
  24. Alexandersen, S. Aspects of the persistence of foot-and-mouth disease virus in animals the carrier problem / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson // Microbes Infect. — 2002. — V.4. — P.1099−1110.
  25. All foot and mouth disease serotypes initiate protein synthesis at two separate AUGs / D.V. Sangar, S.E. Newton, D.J. Rowlands et al. // Nucleic Acids Res. 1987. — V.15. -P. 3305−3315.
  26. Analysis of neutralizing epitopes on foot-and-mouth disease virus / E. Pfaff, M. Mussgay, H.O. Bohm et al. // J. Virol. 1988. — V.62. — P.2033−2040.
  27. Baculovirus expressed 2C of foot-and-mouth disease virus has the potential for differentiating convalescent from vaccinated animals / R.F. Meyer, G.D.
  28. Badcock, F.E. Newman et al. // J. Virol. Methods. 1997. — V.65. — P. 3343.
  29. Barteling, S.J. Development and performance of inactivated vaccines against foot and mouth disease / S.J. Barteling // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002. — V. 21. — P. 577−588.
  30. Barton, D.J. Synchronous replication of poliovirus RNA: initiation of negative-strand RNA synthesis requiers the guanidine-inhibited activity of protein 2C / D.J. Barton, J.B. Flanegan // J.Virol. 1997. — V.71. — P. 84 828 489.
  31. Beard, C.W. Genetic determinants of altered virulence of Taiwanese foot-and-mouth disease virus / C.W. Beard, P.W. Mason // J. Virol. 2000. -V.74.-P. 987−991.
  32. Bedard, K.M. Regulation of picornavirus gene expression / K.M. Bedard, B.L. Semler // Microbes Infect. 2004. — V.6. — P.702−713.
  33. Belsham, G.J. Distinctive features of foot-and-mouth disease virus, a member of the picornavirus family- aspects of virus protein synthesis, protein processing and structure / G.J. Belsham // Prog. Biophys. Molec. Biol. 1993.-V.60.-P.241−260.
  34. Belsham, G.J. Foot-and-mouth disease virus 3C protease induces cleavage of translation initiation factors eIF4A and eIF4G within infected cells / G.J. Belsham, G.M. Mclnerney, N. Ross-Smith // J. Virol. 2000. — V.74. — P. 272−280.
  35. Biochemical and structural studies with neutralizing antibodies raised against foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, N. Verdaguer, W.F. Ochoa et al. // Virus Res. 1999. — V.62.- P.169−175.
  36. Burrows, R. Excretion of foot-and-mouth disease virus prior to the development of lesions / R. Burrows // Vet. Rec. 1968. — V.82. — P. 387 388.
  37. Cell-free synthesis of poliovirus: 14S subunits are the key intermediates in the encapsidation of poliovirus RNA / Y. Verlinden, A. Cuconati, E. Wimmer et al. // J. Gen. Virol. 2000. — V.81. — P.2751−2754.
  38. Chinsangaram, J. Protection of swine by live and inactivated vaccines prepared from a leader proteinase-deficient serotype A12 foot-and-mouth disease virus / J. Chinsangaram, P.W. Mason, M.J. Grubman // Vaccine. -1998. -V.16.- 1516−1522.
  39. Clavijo, A. Developments in diagnostic techniques for differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease / A. Clavijo, P. Wright, P. Kitching // Vet.J. 2004. — V.167. — P.9−22.
  40. Collen, T. Induction of antibody to foot-and-mouth disease virus in a mouth model / T. Collen, K.C. McCullough, T.R. Doel // J. Virol. V.52. — P.650−655.
  41. Comparison of two ЗАВС ELISAs for diagnosis of multiple-serotype foot-and-mouth disease in cattle population in an Area of endemicity / B.M.C. Bronsvoort, K.J. Sorensen, J. Andersen et al. // J. Clin. Microbiol. 2004. -V.42.-P. 2108−2114.
  42. Complete protein linkage map of poliovirus P3 proteins: interaction of polymerase 3Dpol with VPg and with genetic variants of ЗАВ / W. Xiang,
  43. A. Cuconati, D. Hope et al. // J. Virol. 1998. — V.72. — P. 6732−6741.
  44. Conservation of the secondary structure elements of the 5'-untranslated region of cardio- and aphthovirus RNAs / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov,
  45. B.K. Chernov et al. // Nucleic Acids Res. 1989. — V.17. — P. 5701−5711.
  46. Conserved structural domains in the 5'- untranslated region of picornaviral genomes: an analysis of the segment controlling translation and neurovirulence / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov, L.I. Romanova et al. // Virology. 1989. -V. 168. — P. 201−209.
  47. Coxsackievirus protein 2D modifies endoplasmic reticulum membrane and plasma membrane permeability and facilitates virus release / F.J.van Kuppeveld, J.G. Hoenderop, R.L. Smeets et al. // EMBO J. 1997. — V.16. -P. 3519−3532.
  48. Crowther, J.R. The use of non-structural (NS) antigens of FMD virus to assess antibodies in vaccinanted and infected livestock / J.R. Crowther // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002.-P. 377.
  49. De Clercq, K. Overiew on foot-and-mouth disease diagnistic techniques / K. De Clercq // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. — P. 345−352.
  50. Deletion of substitution of the aphthovirus 3' NCR abrogates infectivity and virus replication / M. Saiz, S. Gomez, E. Martinez-Salas et al. // J. Gen. Virol. 2001. — V.82. — P.93−101.
  51. Detection of carriers of foot-and-mouth disease virus among vaccinated cattle / P. Moonen, L. Jacobs, A. Crienen, A. Dekker // Vet. Microbiol. — 2004.-V. 103. -P.151−160.
  52. Detection of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus by means of an indirect ELISA test using bioengineered nonstructural polyprotein ЗАВС /
  53. V. Malirat, E. Neitzer, I.E. Bergmann et al. // Vet. Q. 1998 — V.20. — P. 24−26.
  54. Detection of virus infection-associated antigen and 3D antibodies in cattle vaccinated against foot-and-mouth disease / V.K. O’Donnell, E. Smitsaart, B. Cetra et al. // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1997. -V.16. -P.833−840.
  55. Development of a foot-and-mouth disease NSP ELISA and its comparison with differential diagnostic methods / C.H. Kweon, Y.J. Ко, W. Kim et al. // Vaccine 2003. — V.21. — P. 1409−1414.
  56. Dever, Т.Е. GTP-binding domain: three consensus sequence elements with distinct spacing / Т.Е. Dever, M.J. Glynias, W.C. Merrick // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. — V.84. — P. 1814−1818.
  57. Diagnistic potential of mab-based ELISAs for antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus to differentiate infection from vaccination / E. Brocchi, M.I. De Diego, A. Berlinzani et al. // Vet. Q. -1998-V.20.-P. 20−24.
  58. Differential restrictions on antigenic variation among antigenic sites of foot-and-mouth disease virus in the absence of antibody selection / A. Holguin, J.
  59. Hernandez, M.A. Martinez et al. // J. Gen. Virol. 1997. — V.78. — P.601−609.
  60. Differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease using a panel of recombinant, non-stuctural proteins in ELISA / D.K.J. Mackay, M.A. Forsyth, P.R. Davies et al. // Vaccine 1998. — V.16. -P.446−459.
  61. Differentiation of convalescent animals from those vaccinated against foot-and-mouth disease by a peptide ELISA / F. Shen, P.D. Chen, A.M. Walfield et al. // Vaccine 1999. — V.17. — P.3039−3049.
  62. Dmitrieva, T.M. Encephalomyocarditis virus RNA polymerase preparations, with and without RNA helicase activity / T.M. Dmitrieva, K.B. Norkina, V.I. Agol // J. Virol. 1991. — V.65. — P. 2714−2717.
  63. Doedens, J.R. Inhibition of cellular protein secretion by poliovirus proteins 2B and ЗА / J.R. Doedens, K. Kirkegaard // EMBO J. 1995. — V.14. — P. 894−907.
  64. Doel, T.R. Natural and vaccine-induced immunity to foot-and-mouth disease: the prospects for improved vaccines / T.R. Doel // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1996. — V.15.-P.883−911.
  65. Donaldson, A.I. Foot-and-mouth disease: the principal features /А.1. Donaldson // Irish Vet. J. 1987. — V.41. — P. 325−327.
  66. Donaldson, A.I. The virological determinants of the epidemiology of foot-and-mouth disease / A.I. Donaldson, S. Alexandersen // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings Lyons, 2002. — P. 173 -181.
  67. Duke, G.M. Sequence and structural elements that contribute to efficient encephalomyocarditis virus RNA translation / G.M. Duke, M.A. Hoffman, A.C. Palmenberg // J. Virol. 1992. — V.66. — P. 1602−1609.
  68. Dyrting, K.C. Evaluation and use of foot-and-mouth disease virus nonstructural protein ELISA in pigs in Hong Kong / K.C. Dyrting, C.H. Chow, T.M. Ellis // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. — Chania, 2004.-P.45.
  69. E.coli expressed proteins as diagnostic reagents for typing of foot-and-mouth disease virus / V.V.S. Suryanarayana, S. Viswanathan, G. Ratish et al. // Arch. Virol. 1999 — V. 144. — P. 1701−1712.
  70. Engineering cowpea mosaic virus RNA-2 into a vector to express heterologous proteins in plants / K. Gopinath, J. Wellink, C. Porta et al. // Virology. 2000. — V.267. — P. 159−173.
  71. Evans, DJ. Cell receptors for picornaviruses as determinants of cell tropism and pathogenesis / DJ. Evans, J.W. Almond // Trends Microbiol. 1998. -V.6.-P. 198−202.
  72. Evolution of foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, C. Escarmis, E. Baranowski et al. // Virus Res. 2003. — V.91. — P. 47−63.
  73. Expression of a foreign protein by influenza A virus / N. Percy, W.S. Barclay, A. Garcia-Sastre et al. // J. Virol. 1994. — V.68. — P.4486−4492.
  74. Falk, M.M. VPg gene amplification correlates with infective particle formation in foot-and-mouth disease virus / M.M. Falk, F. Sobrino, E. Beck // J. Virol. 1992. — V.66. — P. 2251−2260.
  75. Foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, E. Baranowski, C. Escarmis, F. Sobrino // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. — V.25. — P. 297−308.
  76. Foot-and-mouth disease virus 2A protease mediates cleavage in attenuated Sabin 3 poliovirus vectors engineered for delivery of foreign antigens / N.M. Mattion, E.C. Harnish, J.C. Crowley et al. // J. Virol. 1996. — V.70. -P.8124−8127.
  77. Foot-and-mouth disease virus: a long known vims, but a current threat / F. Sobrino, M. Saiz, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Vet. Res. 2001. — V.32. -P. 1−30.
  78. Foot-and-mouth disease virus: biology and prospects for disease control / M. Saiz, J.I. Nunez, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Microbes Infect. 2002. -V.4.-P. 1183−1192.
  79. Foot-and-mouth disease virus-infected but not vaccinanted cattle develop antibodies against recombinant 3AB1 nonstructural protein / E. Silberstein, G. Kaplan, O. Taboga et al. // Arch. Virol. 1997 — V.142. — P. 795−805.
  80. Foot-and-mouth disease vims infection of sheep: implications for diagnosis and control / G.J. Hughes, V. Mioulet, R.P. Kitching et al. // Vet Rec. -2002.-V.150.-P. 724−727.
  81. Foot-and-mouth disease virus virulent for cattle utilazes the integrin alpha (v)beta (3) as its receptor / S. Neff., D. Sa-Carvalho, E. Rieder et al. // J. Virol. 1998. — V.74. -P.3587−3594.
  82. Forss, S. A tandem repeat gene in a picornavirus / S. Forss, H. Schaller // Nucleic Acids Res. 1982. — V. 10. — P. 6441−6450.
  83. Gailiunas, P. Presence and persistence of foot-and-mouth disease virus in bovine skin / P. Gailiunas, G.E. Cottral // J. Bacteriol. 1966. — V.91. — P. 2333−2338.
  84. Genetically engineered foot-and-mouth disease viruses with poly© tracts of two nucleotides are virulent in mice / E. Rieder, T. Bunch, F. Brown et al. // J. Virol. 1993. — V.67. — P. 5139−5145.
  85. Gorbalenya, A.E. Viral proteins containing the purine NTP-binding sequence pattern / A.E.Gorbalenya, E.V. Koonin // Nucleic Acids Res. -1989.-V.17.-P. 8413−8440.
  86. Groot Bramel-Verheije, M.H. Expression of a foreign epitope by porcine reproductive and respiratory syndrome vims / M. H Groot Bramel-Verheije., P J. Rottier, J.J. Meulenberg // Virology. 2000. — V.278. — P. 380−389.
  87. Grubman, M.J. Foot-and-mouth disease / MJ. Grubman, B. Baxt // Clin. Microbiol. Rew. 2004. — V.17, № 2. — P.465−493.
  88. Hamblin, C. A new enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against foot-and-mouth disease virus / C. Hamblin, I.T. Barnett, J.R. Crowther // J. Immunol. Methods. 1986. — V.93. — P. 123 129.
  89. Hansen, J.L. Structure of the RNA-dependent RNA polymerase of poliovirus / J.L. Hansen, A.M. Long, S.C. Schultz // Structure. 1997 — V.5. -P. 1109−1122.
  90. Haydon, D.T. The generation and persistence of genetic variation in foot-and-mouth disease virus / D.T. Haydon, A.R. Samuel, N.J. Knowles // Prev. Vet. Med. 2001. — V.51. — P. 111−124.
  91. High-level expression of recombinant 3AB1 non-structural protein from FMDV in insect larvae / M.G. Lopez, A. Peralta, A. Berinstein et al. // J. Virol. Methods. 2005. — V.124. — P. 221−224.
  92. Hope, D.A. Genetic dissection of interaction between poliovirus 3D polymerase and viral protein ЗАВ / D.A. Hope, S.E. Diamond, K. Kirkegaard // J.Virol. 1997. — V.71. — - P.9490−9498.
  93. Identification of a nucleotide deletion in parts of polypeptide ЗА in two independent attenuated apthovirus strains / A.T. Giraudo, E. Beck, K. Strebel et al. // Virology. 1990. — V.177. — P. 780−783.
  94. Identification of foot-and-mouth disease vims replication in vaccinated cattle by antibodies to non-structural viral proteins / H.G. Berger, O.C. Straub, R. Ahl et al. // Vaccine 1990. — V.8. — P.213−216.
  95. Identification of foot-and-mouth disease virus-srecific linear B-cell epitopes to differentiate between infected and vaccinated cattle / B.J. Hohlich, K.H. Wiesmuller et al. // J. Virol. 2003. — V.77, № 16. — P.8633−8639.
  96. Identification of T-cell epitopes in nonstructural proteins of foot-and-mouth disease virus / E. Blanco, G.B. Briones, A. Sanz-Parra et al. // J. Virol. -2001. V.75, № 7. -P.3164−3174.
  97. IgA response of cattle to FMDV infection in probang and saliva samples / M. Amadori, B. Haas, A. Moos, I. Zerbini // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Borovets, 2000. — P. 88−106.
  98. Immunogenicity of non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus: differences between infected and vaccinated swine / A. Rodriguez, J. Dopazo, J.C. Saiz et al. //Arch. Virol. 1994 -V. 136. — P. 123−131.
  99. IRES-driven translation is stimulated separately by the FMDV 3'-NCR and poly (A) sequences / S. Lopez de Quinto, M. Saiz, D. de la Morena, et al. // Nucleic Acids Res. 2002. — V.30. — P. 4398−4405.
  100. Jacobs, L. The FMD-NS ELISA, the most sensitive test to detect FMDV infected animals in a vaccinated population / L. Jacobs, P. Moonen // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P.415.
  101. Jacobson, R.H. Validation of serological assays for diagnosis of infectious diseases / R.H. Jacobson // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1998. — V.17.-P.469−526.
  102. Jecht, M. Membrane permeability induced by hepatitis A virus proteins 2B and 2BC and proteolytic processing of HAV 2BC / M. Jecht, C. Probst, V. Gauss-Muller // Virology. 1998. — V.252. — P. 218−227.
  103. Kitching, R.P. Identification of foot-and-mouth disease virus carrier and subclinically infected animals and differentiation from vaccinated animals / R.P. Kitching // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002.-V.21.-P.531−538.
  104. Kitching, R.P. Future research on foot and mouth. disease / R.P. Kitching//Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002.-V.21.-P.885−889.
  105. Kitching, R.P. Problems of diagnosis of foot-and-mouth disease in domestic animals / R.P. Kitching // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002. — P. 353−360.
  106. Klein, M. Echovirus 9 strain barty non-structural protein 2C has NTPase activity / M. Klein, H.J. Eggers, B. Nelsen-Salz // Virus Res. -1999.-V.65.-P. 155−160.
  107. Kuhn, R. Functional analysis of the internal translation initiation site of foot-and-mouth disease virus / R. Kuhn, N. Luz, E. Beck // J. Virol. -1990. V.64. — P.4625−4631.
  108. Lama, J. A role for ЗАВ protein in poliovirus genome replication / J. Lama, M.A. Sanz, P. L Rodrigues. // J. Biol. Chem. 1995. — V.270. — P. 14 430−14 438.
  109. Leader protein of foot-and-mouth disease virus is requiered for cleavage of the p220 component of the cap-binding protein complex / M.A. Devaney, V.N. Vakharia, R.E. Lloyd et al. // J. Virol. 1988. — V.62. — P. 4407−4409.
  110. Lee, F. Comparison of ELISA for detection of porcine serum antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus / F. Lee, Y.L. Lin, M.H. Jong // J. Virol. Methods. 2004. — V. U6. — P. 155 159.
  111. Lubroth, J. Identification of native foot-and-mouth disease virus nonstructural protein 2C as serological indicator to differentiate infected from vaccinated livestock / J. Lubroth, F. Brown // Res. Vet. Sci. 1995. — V.59. — P.70−78.
  112. Marquardt, O. FMDV proteinase 3C inhibits translation in recombinant Escherichia coli / O. Marquardt // FEMS Microbiol. Lett. -1993. V.107. — P.279−286.
  113. Marquardt, О. FMDV protease ЗС lacks linear epitopes for bovine antibodies, while such epitopes are present in 2C and ЗА / О. Marquardt // Report of the Third Annual Meeting, Tubingen, 4−5 March, 1996.
  114. Mason, P.W. Identification and characterization of a cis-acting replication element (ere) adjacent to the internal ribosome entry site of foot-and-mouth disease virus / P.W. Mason, S.V. Bezborodova, T. M Henry. // J. Virol. 2002. — V.76. — P.9686−9694.
  115. Mason, P.W. Molecular basis of pathogenesis of FMDV / P.W. Mason, M.J. Grubman, B. Baxt // Virus Res. 2003. — V.91. — P.9−32.
  116. McKnight, K.L. The rhinovirus type 14 genome contains an internally located RNA structure that is requered for viral replication / K.L. McKnight, S.M. Lemon // RNA. 1998. — V.4. — P. 1569−1584.
  117. McVicar, J.W. Foot-and-mouth disease: the agar gel diffusion precipitin test for antibody to virus-infection-associated (VIA) antigen as a tool for epizootiologic surveys / J.W. Mc Vicar, P. Sutmoller // Am. J. Epidemiol. 1970. — V.92. — P. 273−278.
  118. Nucleotide sequence and genome organization of foot-and-mouth disease virus / S. Forss, K. Strebel, E. Beck et al. // Nucleic Acids Res. -1984.- V.12.-P. 6587−6601.
  119. Observations on the carrier state of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus / J.G. van Bekkum, H.S. Frenkel, HJ. Frederiks et al. // Tijdschr. Diergeneeskd. 1959. — V.84. — P. 1159−1164.
  120. OIE Manual of Standards for Diagnostic Tests and Vaccines. 5thed. -Paris, 2004.
  121. Oleksiewicz, M.B. Development a novel real-time RT-PCR assay for quantitation of foot-and-mouth disease virus in diverse porcine tissues / M.B. Oleksiewicz, A.I. Donaldson, S. Alexandersen // J. Virol. Methods. -2001.-V.92.-P. 23−35.
  122. Pathogenesis of wild-type and leaderless foot-and-mouth disease virus in cattle / C.C. Brown, M.E. Piccone, P.W. Mason et al. // J. Virol. 1996. -V.70.- P. 5638−5641.
  123. Paton, D.J. Post-vaccinal serosurveillance for FMD: a European perspective on progress and problems / D.J. Paton, K. de Clerq, A. Dekker // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 6871.
  124. Perry, B.D. The economics of foot-and-mouth disease, its control and its eradication / B.D. Perry, T.F. Randolph // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. — P. 23−42.
  125. Persson, K. The development of an indirect ELISA for the detection of antibodies to the non-structural protein ЗАВС of the foot-and-mouth disease virus / K. Persson, M. Merza // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P.71.
  126. Pfister, Т. A cysteine-rich motif in poliovirus protein 2C (ATPase) is involved in RNA replication and binds zinc in vitro / T. Pfister, K.W. Jones, E. Wimmer// J. Virol. 2000. — V.74. — P.334−343.
  127. Point mutations within the pG-pH loop of foot-and-mouth disease virus OIK affect virus attachment to target cells / M. Leippert, E. Beck, F. Weiland, E. Pfaff// J. Virol. 1997. — V.71. — P. 1046−1051.
  128. Polatnick, J. Foot-and-mouth disease virus-induced ribonucleic acid polymerase in baby hamster kidney cells / J. Polatnick, R.B. Arlinghaus // Virology 1967. — V.31. — P. 601−608.
  129. Poliovirus RNA synthesis utilizes an RNA complex formed around the 5'-end of viral RNA / R. Andino, G.H. Rieckhof, P.L. Achacoso et al. // EMBO J. 1993. — V.12. — P. 3587−3598.
  130. Poly© in animal viral RNAs / F. Brown, J. Newman, J. Stott et al. // Nature. 1974. — V.251. — P. 342−344.
  131. Poly (rC) binding proteins with the 5' noncoding region of poliovirus RNA and the viral 3CD proteinase / T.B. Parsley, J.S. Towner, L.B. Blyn et al. // RNA. 1997. — V.3. — P. 1124−1134.
  132. Potential secondary and tertiary structure in the genomic RNA of foot-and-mouth disease virus / B.E. Clarke, A.L. Brown, K.M. Currey et al. // Nucleic Acids Res. 1987. — V. 15. — P. 7067−7079.
  133. Production of biologically active, heterodimeric porcine interleukin-12 using a monocistronic baculoviral expression system / T. Kokuho, S. Watanabe, Y. Yokomizo et al. // Vet. Immunol. Immunopathol. 1999. -V. 72. — P. 289−302.
  134. Proteolytic processing of foot-and-mouth disease virus polyproteins expressed in a cell-free system from clone-derived transcripts / V.N. Vakharia, M.A.Devaney, D.M. Moore et al. // J. Virol. 1987. — V.61. -P. 3199−3207.
  135. Radial immuno-diffusion and seroneutralization techniques for the assay of antibodies to swine vesicular disease / S.M. Golding, R.S. Hedger, P. Talbot et al. // Res. Vet. Sci. 1976. — V.20. — P. 142−147.
  136. Ratish, G. C-terminal region of VP1 of selected foot-and-mouth disease virus serotypes: expression in E. coli and affinity purification / G. Ratish, S. Viswanathan, V.V.S. Suryanarayana // Acta Virologica. 1999. -V.43.-P. 205−211.
  137. Recent spread of FMD virus serotype Asia 1 / J.F. Valarcher, N.J. Knowles, N.P. Ferris, D.J. Paton // Vet. Rec. 2005. — V.2. — P.30.
  138. Recently generated data with the CHEKIT-FMD-3ABC ELISA kit and methods to monitor the operational perfomance of a ЗАВС ELISA / L. Schalch, D.E. Rebeski, H. Samaras et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. — P. 283−303.
  139. Remond M., Diagnosis and screening of foot-and-mouth disease virus / M. Remond, C. Kaiser, F. Lebreton // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. — V.25. — P. 309−320.
  140. Report of workshop on validation of NSP-ELISAs: a comparison of 6 assays / K. De Clercq, E. Brocchi, S. Grazioli et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P.44.
  141. Richards, O.C. Effects of poliovirus 3Ab protein on 3D polymerase-catalyzed reaction / O.C. Richards, E. Ehrenfeld // J. Biol. Chem 1998. -V.273.-P. 12 832−12 840.
  142. Rivera, V.M. Comparative sequence analysis of the 5' noncoding region of the enteroviruses and rhinoviruses / V.M. Rivera, J.D. Welsh, J.V. Maizel // Virology. 1988. — V.165. — P. 42−50.
  143. Rodriguez, P.L. Poliovirus protein 2C has ATPase and GTPase activities / P.L. Rodriguez, L. Carrasco // J. Biol. Chem. 1993. — V.268. -P. 8105−8110.
  144. Role of nonstructural proteins ЗА and 3B in host range and pathogenicity of foot-and-mouth disease virus / J.M. Pacheco, T.M. Henry, V. O’Donnell et al. //J. Virol. -2003. -V.77. P. 13 017−13 027.
  145. Rueckert, R.R. Systematic nomenclature of picornavirus proteins / R.R. Rueckert, E. Wimmer // J. Virol. 1984. — V.50. — P. 957−959.
  146. Ryan, M.D. Cleavage of foot-and-mouth disease virus polyprotein is mediated by residues located within a 19 amino acid sequence / M.D. Ryan, A.M. King, G.P. Thomas // J. Gen. Virol. 1991. — V.72. — P.2727−2732.
  147. Salt, J.S. The carrier state in foot and mouth disease an immunological review / J.S. Salt // Brit. Vet. J. — 1993. — V.149. — P.207−223.
  148. Schneider-Shaulies, J. Cellular receptors for viruses: links to tropism and pathogenesis / J. Schneider-Shaulies // J. Gen. Virol. 2000. — V.81. -P.1413−1429.
  149. Secretory IgA as an indicator of orofharyngeal FMDV replication / S. Parida, D. Paton, S. Cox et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 440−446.
  150. Sequence analysis of the RNA polymerase gene of foot-and-mouth disease virus serotype Asial / M. George, R. Venkataramanan, B. Pattnaik et al. // Virus Genes. 2001. — V.22. — P. 21−26.
  151. Serial release testing for FMD ELISA kits: necessity of official control / K. Luyten, N. Goris, A.B. Caij, K. De Clercq // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P.46.
  152. Serodiagnostic strategy for estimation of foot-and-mouth disease viral activity through highly sensitive immunoassays using bioengineered nonstructural proteins / I.E. Bergmann, V. Astudillo, V. Malirat, E. Neitzert // Vet. Q. 1998 — V.20. — P. 6−8.
  153. Serological and cellular immune responses to non-structural proteins in animals infected with FMDV / M. Foster, A. Cook, L Cedillo et al. // Vet. Q. 1998 — V.20. — P. 28−30.
  154. Strebel, K. A second protease of foot-and-mouth disease virus / K. Strebel, E. Beck // J. Virol. 1986. — V.58. — P. 893−899.
  155. Stewart, S.R. RNA determinants of picornavirus cap-independent translation initiation / S.R. Stewart, B.L. Semler // Semin. Virol. 1997. -V.8.-P. 242−255.
  156. Structure and receptor binding / T. Jackson, A.M.Q. King, D.I.Stuart, E. Fry // Virus Res. 2003. — V.91. — P.33−46.
  157. Studies with poliovirus polymerase 3Dpol. Stimulation of poly (U) synthesis in vitro by purified poliovirus protein ЗАВ / A.V. Paul, X. Cao, K.S. Harris et al. // J. Biol. Chem. 1994. — V.269. — P. 29 173−29 181.
  158. Sun, T. Localization of infection-related epitopes on the non-structural protein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus and the application of tandem epitopes / T. Sun, P. Lu, X. Wang // J. Virol. Methods. 2004. — V. l 19. — P. 79−86.
  159. Sutmoller, P. Pathogenesis of foot-and-mouth disease: the lung as an additional portal of entry of the virus / P. Sutmoller, J.W. Mc Vicar // J. Hyg. (London). 1976. — V.77. — P. 235−243.
  160. Sutmoller, P. Unapparent foot and mouth disease infection (subclinical infections and carriers): implications for control / P. Sutmoller, R.C. Olascoaga // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002.-V.21.-P.519−529.
  161. Synthenic peptide-based serosuveillance and vaccine system for FMD / S. Liu, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. — P. 303−321.
  162. Synthetic peptide-based vaccine and diagnostic system for effective control of FMD / C.Y. Wang, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Biologicals. 2001. — V.29. — P.221−228.
  163. The 3' untranslated region of picornavirus RNA: features requiered for efficient genome replication / J.B. Rohll, D.H. Moon, D.J. Evans et al. // J. Virol. 1995. — V.69. — P. 7835−7844.
  164. The cell attachment site on foot-and-mouth disease virus includes the amino acid sequence RGD (arginine-glycine-aspartic acid) / G. Fox, N.R. Parry, P.V. Barnett et al. // J. Gen. Virol. 1989. — V.70. — P.625−637.
  165. The foot-and-mouth disease virus leader proteinase gene is not required for viral replication / M.E. Piccone, E. Rieder, P.W. Mason, M.J. Grubman // J. Virol. 1995. — V.69. — P.5376−5382.
  166. The non-structural polyprotein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus as a diagnostic antigen in ELISA to differentiate infected from vaccinanted cattle / M. De Diego, E. Brocchi, D. Mackay et al. // Arch. Virol. 1997 -V.142. — P. 2021−2033.
  167. The pathogenesis and diagnosis of foot-and- mouth disease / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson et al. // J. Сотр. Pathol. 2003. -V.129.-P. 1−36.
  168. The sequence of foot-and-mouth disease virus RNA to the 5' side of the poly© tract / S.E. Newton, A.R. Carroll, R.O. Campbell et al. // Gene. 1985.-V.40.-P. 331−336.
  169. The two species of the foot-and-mouth disease virus leader protein, expressed individually, exhibit the same activities / M. Medina, E. Domingo, J.K. Brangwyn et al. // Virology. 1993. — V. 194. — P. 355−359.
  170. Tissue culture adaptation of FMDV selects viruses that bind to heparin and are attenuated in cattle / D. Sa-Carvalho, D.E. Rieder, B. Baxt et al. // J. Virol. 1997. — V.71. — P.5115−5123.
  171. , A. 3D gene of foot-and-mouth disease virus. Conservation by convergence of average sequences / A. Villaverde, E. Martinez-Salas, E. Domingo // J. Mol. Biol. 1988. — V.204. — P. 771−776.
  172. Wimmer, E. Genome-linked proteins of viruses / E. Wimmer // Cell. — 19 82.-V.28.-P. 199−201.
  173. Zhang, Z.D. The localization of persistent foot-and-mouht disease virus in the epithelial cells of the soft palate and pharynx / Z.D. Zhang, R.P. Kitching // J. Сотр. Pathol. 2001. — V.124. — P. 89−94.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!