Передача этиленового сигнала в высших растениях: Роль фосфорилирования белков и МАП-киназ

выводы.

1. Этилен регулирует фосфорилирование мембранных белков в двух модельных системах, отражающих разные стадии развития растительного организма (этиолированных эпикотилях P. sativum и закончивших рост листьях A. thaliana), что указывает на универсальность обнаруженного явления. Этилен-регулируемое фосфорилирование мембранных белков носит рецептор-зависимый и транзиторный характер.

2. Фосфорилирование рецепторов этилена регулирует их связывающую активность. Это указывает на функциональную значимость процесса фосфо-рилирования в восприятии этиленового сигнала.

3. Этилен специфически регулирует фосфорилирование полипептида с мол. массой 17 кДа. Этот полипептид идентифицирован как субъединица нук-леозиддифосфаткиназы (НДФК). В проростках P. sativum повышение степени фосфорилирования НДФК ведет к увеличению ее нуклеозидтрансфе-разной активности.

4. Этилен активирует МАП-киназу, отнесенную на основании биохимических и иммунологических характеристик к МАП-киназам ERK1 типа. Активация обнаруженной МАП-киназы специфична для этилена и рецептор-зависима, что доказано с использованием рецепторных мутантов А. thaliana и высокоспецифичных ингибиторов действия этилена рецептор-ного уровняфункционирование активируемого этиленом МАП-киназного каскада инициируется теми же рецепторами, что и CTR1 -зависимый путь.

5. Активация этиленом МАП-киназы является одним из наиболее быстрых биохимических ответов на этилен в интактной ткани и обнаруживается уже при 5-мин обработке растений этиленом. Кинетика активации МАПК совпадает с кинетикой активации этиленом фосфорилирования мембранных белков, указывая, что эти процессы принадлежат одному пути трансакции этиленового сигнала.

Различия уровней МАПК активности у рецессивных рецепторных мутантов А. 1каИапа позволили заключить, что перекрывание функций различных рецепторов этилена не является полным.

Совокупность полученных данных позволяет заключить, что в клетках высших растений наряду с линейным путем передачи этиленового сигнала, который был предложен на основании генетического анализа мутантов А. гкаНапа, существует альтернативный путь передачи сигнала. Этот путь инициируется теми же рецепторами, что и линейный, и включает активируемый этиленом МАП-киназный каскад. Физиологический ответ клеток растений на действие этилена определяется балансом количественных и качественных изменений активностей компонентов этих сигнальных путей, а не включением или выключением линейного пути передачи этиленового сигнала.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В последние годы достигнуты значительные успехи в понимании процессов восприятия и передачи сигналов гормонов растений. В настоящее время эти процессы наиболее многосторонне изучаются для этилена. В определенной степени это связано с важной ролью этилена для роста и развития растений и возможностью его практического использования. Но в значительной степени это связано с тем, что на основании «тройного ответа» было изолировано большое число мутантов, у которых изменена реакция на этилен. Хотя, без сомнений, этилен является важнейшим регулятором роста растений, во многих случаях его эффекты, по-видимому, являются необходимыми, но недостаточными, как, например, при старении листьев и при ответе на биотические и абиотические стрессы. Так, хотя мутации на уровне рецепторов и в цепи передачи сигнала могут быть вредны, они могут и не вести к летальности, по крайней мере, в лабораторных условиях. Например, проростки мутанта А. /ЛаПапа еН5 не способны прорастать через тонкий слой песка, а другие мутанты ей серии могут проникать через слой песка, и эта способность пропорциональна их чувствительности к этилену (НагрИат а1, 1991). Этот факт является достаточно убедительным доказательством роли индуцируемого механическим стрессом этилена при прорастании, что предполагали ОоеБсЫ с соавт. (1966), и еще Дарвин (1880) писал о защитной роли апикального крючка при прорастании. Это также показывает, что в естественных условиях ей5 мутация была бы легальна, а другие мутанты этой серии имели бы существенные проблемы с прорастанием. Следует сказать, что «тройной ответ», сходный с ответом растений дикого типа, нельзя получить ни у ей 5 (НагрЬат е/ а1., 1991), ни у е (г1−1 (В1еескег а1., 1988), поскольку даже при концентрации экзогенного этилена на порядки выше физиологических (вплоть до 10 000 мкл/л) ей5 и е1г1−1 остаются нечувствительными к этому фитогормону. Это очень сильно контрастирует с ситуацией для, например, ауксина, поскольку показано, что ответ на ауксин у мутантов по чувствительности к этому гормону можно получить, если значительно повысить его концентрацию (Ephritikhine et al, 1987).

В отличие от этилена, причина, по которой нет абсолютно нечувствительных к ауксину и цитокинину мутантов, состоит в том, что последние вовлечены в процесс клеточного деления. В связи с этим, если блокировать чувствительность, то это, вероятнее всего, приведет к тому, что у таких мутантов будет утрачена способность давать жизнеспособные семена. Это предположение подтверждается тем, что растения табака с повышенной экспрессией гена МАПЗК (NPK1) — киназы, которая блокирует трансдукцию ауксинового сигнала, ведущую к экспрессии генов раннего ответа на ауксин, — имеют значительные дефекты в развитии зародыша и эндосперма, что делает семена таких трансгенных растений не способными к прорастанию (Kovtun et al, 1998).

Один из самых интригующих вопросов, касающихся восприятия этилена, связан с наличием нескольких рецепторов этилена и с их существенной функциональной избыточностью. Hua и Meyerowitz (1998) высказали предположение, что гены рецепторов этилена сохранялись и селектировались в ходе эволюции для того, чтобы обеспечить такие функции, которые не могут быть осуществлены каким-либо одним геном (Thomas, 1993). Это дало основание предположить, что различные рецепторы могут иметь разную аффинность к этилену, что позволяет растениям отвечать на гормон в концентрациях на два порядка шире, чем те, которые предусматриваются кинетикой связывания. Действительно, концентрации этилена, при которых наблюдаются биологические ответы, могут значительно отличаться у разных видов растений и зависеть от типа ответа. Кроме того, транскрипция некоторых генов рецепторов этилена может усиливаться при обработке этиленом, что может быть механизмом адаптации. То есть, если рецепторы этилена являются негативными регуляторами, то индукция транскрипции и трансляции могла бы прогрессивно «десенсибилизировать» ответ, то есть снижать чувствительность. Однако такое объяснение не подходит, если попытаться объяснить функциональную значимость усиления транскрипции гена Nr в томатах, гена RP-ERS1 в Rumex palustris, а также гена CmETRl в растениях дыни, поскольку в этих трех случаях экспрессия указанных генов была ассоциирована с повышенной чувствительностью к этилену. Кроме того, трудно думать, что повышение чувствительности связано с увеличением силы «репрессирующего» фактора. С другой стороны, в растениях томатов и дыни и некоторых других схожих случаях определенные стадии развития связаны не только с повышенной чувствительностью к этилену, но также и с усилением биосинтеза этилена. Вполне вероятно, что при таких обстоятельствах, поскольку вновь синтезированные молекулы рецепторов будут быстро образовывать комплексы с лигандом, это может приводить к усилению эффекта уже существующих компонентов. Подобное предположение было высказано Tieman с соавт. (2000) для объяснения событий, происходящих в растениях томатов.

Однако весьма вероятно, что различные рецепторы или группы рецепторов могут работать на разных стадиях онтогенеза и/или в разных органах/тканях. Если действительно возрастная и/или тканевая специфичность имеют значение, тогда можно объяснить, почему одни и те же мутации ведут к проявлению различных фенотипов в разных тканях или в разных условиях, как, например, фенотипы доминантных etrl и ein4 на свету и в темноте. Изменения экспрессии Nr и RP-ERS также указывают на вероятность такого объяснения.

Следует иметь в виду, что, по-видимому, перекрывание функций у разных рецепторов не является полным. Так, у А. thaliana четверной рецессивный мутант по рецепторам этилена имеет еще более сильный фенотип, чем ctrl-1 (Рис. 15Б). Если же скрестить ctrl-1 с доминантными аллелями etrl, etr2 или ein4, то фенотипы полученных гибридов сильно отличаются от ctrl-1 (Kieber et al., 1993). Это обстоятельство указывает на возможность существования CTR1-независимого пути передачи этиленового сигнала.

Принято считать, что известные рецепторы этилена являются негативными регуляторами (Hua, Meyerowitz, 1998), то есть при связывании этилена они должны снижать свою активность и выключать цепь передачи сигнала. Однако мы обнаружили, что обработка эпикотилей гороха или листьев А. thaliana дикого типа ведет к возрастанию фосфорилирования мембранных белков («Результаты и обсуждение», глава II). Согласно представлению о рецепторах как негативных регуляторах, в этилен-нечувствительном рецептор-ном мутанте etrl-1 фосфорилирование должно достигать максимального уровня, тогда как в наших экспериментах оно было значительно ниже, чем в диком типе (Рис. 28). Кроме того, мы наблюдали корреляцию МАПК активности и чувствительности к этилену: обработка этиленом эпикотилей гороха и растений A. thaliana дикого типа приводила к повышению МАПК активности, тогда как у etrl-1 она была существенно ниже, чем в диком типе (Рис. 50). Также, основываясь на фенотипе растений, было постулировано, что и CTR1 -нижележащий компонент в пути передачи этиленового сигнала — также является негативным регулятором (Kieber et al., 1993). Тогда при ответе растений A. thaliana дикого типа на этилен активность белка CTR1 должна быть выключена или существенно снижена. Однако мы обнаружили, что обработка этиленом растений дикого типа приводила к увеличению МАПК активности и фосфорилирования белков (Рис. 50 и 29). У ctrl-1 мутанта наблюдается повышенная МАПК активность (Рис. 50 и 51), уровень фосфорилирования белков выше по сравнению с диким типом или даже выше, чем в диком типе после обработки этиленом (Рис. 29). Кроме того, спектр фосфорилированных полипептидов отличается от такового у растений дикого типа (Рис. 29). На первый взгляд здесь имеется противоречие, поскольку, если CTR1 выключается при обработке этиленом, то этот белок не может быть ответственным за усиление МАПК активности и фосфорилирования белков. Однако трансформация протопластов кукурузы киназным доменом CTR1 приводила к активации эндогенной МАПК (Kovtun et al., 1998). Это может, по-видимому, объясняться тем, что каскад, контролируемый CTR1, выключает другие каскады, которые отвечают за включение этилен-зависимых сигнальных событий, происходящих после CTR1. В клетках животных подобная ситуация имеет место, когда происходит взаимодействие разных МАПК каскадов. Это явление известно под названием «crosstalk» (взаимодействие) (Denhardt, 1996). В настоящее время накапливается все больше сведений, что подобные события происходят и в растениях (Genoud, Metraux, 1999). Например, было показано, что ауксин может увеличивать МАПК активность (Mizoguchi et al., 1994) в культивируемых клетках табака. Это позволило авторам предположить, что ауксин активирует МАПК каскад, функционирование которого ведет к активации генов раннего ответа на ауксин. Причем в качестве МАПЗК в предполагаемом каскаде могла бы быть МАПЗК (NPK1) (Banno et al., 1993). Но Kovtun с соавт. (1998) показали, что в клетках табака МАПЗК (NPK1) активирует МАПК каскад, работа которого ведет к репрессии транскрипции генов раннего ответа на ауксин. Мутация в киназном домене МАПЗК (NPK1) приводила к потере киназной активности и устранению негативного эффекта МАПЗК (NPK1) на транскрипцию указанных генов в присутствии ауксина. То есть, МАПЗК (NPK1) функционировала в качестве негативного регулятора в трансакции ауксинового сигнала. Если CTR1 играет в этиленовом сигналинге роль, сходную с МАПЗК (NPK1), тогда противоречия между биохимическими и молекулярно-генетическими данными исчезают. Здесь следует отметить, что у A. thaliana имеется три NPK1-подобные протеинкиназы (Nishihama et al., 1997; МАРК Group, 2002).

Подобный сценарий в действительности предполагает наличие другого, отличного от CTR1-зависимого, каскада, вовлеченного в передачу этиленового сигнала, и полученные нами результаты делают вполне обоснованным высказанное предположение. В пользу вероятности существования параллельного пути говорит тот факт, что у A. thaliana имеется, по крайней мере, шесть киназ Raf-типа (Jouannic et al., 1999b). Это, в свою очередь, поднимает вопрос об отсутствии известных МАПЗК мутантов, отличающихся от Ctrl, а также мутантов по МАП2К и МАПК, которые могли бы функционировать в каскаде, инициируемом CTR1. Наиболее вероятная причина такого отсутствия состоит в функциональной избыточности или между самими МАПЗК, или среди компонентов, располагающихся до МАПЗК в пути передачи этиленового сигнала, например, среди мономерных G-белков. Хотя нельзя также полностью исключить, что какие-то мутации могли быть летальными. Кроме того, нужно иметь в виду, что кроме Raf семейства у растений также имеются МАПЗК гомологичные МАПЗК дрожжей (MEKK/Stell) (Covic, Lew, 1996; Mizoguchi et al., 1996; Jouannic et al., 1999aМАРК Group, 2002), которым гомологична и МАПЗК (NPK1) из табака. Также следует подчеркнуть, что у растений внутри этих двух семейств (PRaf и РМЕКК) имеются существенные различия в структуре белков (Jouannic et al., 1999b). В связи с этим внутри PRaf и РМЕКК можно выделить три (0, г), 5) и четыре (а, р, у, подсемейства, соответственно. Причем, в свою очередь, представители отдельных семейств существенно отличаются от соответствующих киназ животных и дрожжей (Рис. 53). Все это может свидетельствовать в пользу наличия у этих киназ весьма различных функций.

Имеются также дополнительные данные, полученные в нашей работе и свидетельствующие в пользу наличия антагонистического протеинкиназного каскада передачи этиленового сигнала. Так, ингибитор связывания этилена с его рецептором/рецепторами 1-МЦП, который практически необратимо.

— Dros-BAB62891 -Homo ERKKK.

— Rat PAK2 — Mus MEKK1.

— At-T04683.

— Brugia Raf.

— Drosophila Raf.

— Seriola Raf.

Ml k/lRKK.

КИ11Я1Ы.

— Danio Raf.

— Xenopus Raf —Musv-raf-1 Danio Npk I Homo RafI j—Homo MLTK I— Mus MLTKDiet SHK1 mltk тип.

I CucumisCTRl.

• AtCTRl-Q05609.

— NtCTR.

LeCTRl 10 057 LeCTRl Rosa40361.

RosaCTR2.

— PyrusCTRl.

— LeCTR2.

— AtEDRl —HvEDRlOsEDRl — AtMAP3K-T48544.

L AtMAP3K.

— AtKinase52069.

— AtSer/Thrl73254.

— At MEKK1 — 192 590 edr1/ctr2 класс.

I At MEK I At MEK.

Diet MEKA — Nt NPK1.

— At MAP3K-16 796.

— At NPK1.

Arabidopsis Cep/Tpe Kimasbi.

MEKK/NPK1 класс.

Рис. 53. Дендрограмма МАПЗК растений. Сравнение проведено для аминокислотных последовательностей полноразмерных белков (http://plantsp.sdsc.edu) при помощи CLUSTRALX (Thompson et al., 1997). связывается с рецепторами (Sisler, Serek, 1997), снимал «тройной ответ», вызванный этиленом у проростков гороха (Рис. 21), а также задерживал вызванную этиленом деградацию хлорофилла в листьях A. thaliana дикого типа (Таблица 4). Мы показали, что в проростках гороха и листьях A. thaliana дикого типа 1-МЦП снижал активацию МАПК, вызванную этиленом (Рис. 49), хотя следует отметить, что сам 1-МЦП вызывал некоторую активацию МАПК, но в значительно меньшей степени, чем этилен. Аналогичным эффектом обладал и 2,5-НБД. При обработке 1-МЦП (или 2,5-НБД) происходит его связывание с рецепторами, что приводит к тому, что рецептор оказывается в «активном» состоянии, то есть ситуация подобна той, что наблюдается у доминантных ре-цепторных мутантов. Тогда можно ожидать, что CTR1 находится в активном состоянии и, следовательно, киназный каскад работает, приводя к сохранению некоторой МАПК активности. При такой ситуации эффекты этилена на параллельный каскад будут снижены или сняты совсем. Здесь, однако, возникают вопросы: работает ли параллельный каскад конститутивно, и репрессирует ли он CTR1-зависимый каскадконтролируется ли параллельный каскад теми же рецепторами, что и CTR1-зависимый, так как пока в литературе не описано ни одной системы, в которой происходила бы активация МАПЗК без участия рецептора/сенсора, причем последние, скорее всего, могут быть разного типа.

В настоящее время не вызывает сомнения, что различные сигнальные пути могут взаимодействовать. Уже достаточно надежно установлен факт наличия отрицательной обратной связи внутри одного пути. Например, МАП-киназы могут репрессировать активность мономерных G-белков (Buday et al., 1995; Rozakis-Adcock et al., 1995), а МАП2К могут репрессировать факторы транскрипции (Valgeirsdottir et al., 1999). Как МАПЗК, так и МАП2К могут фосфорилировать компоненты в параллельных каскадах. Так, и МАПЗК (Raf), и МАПЗК (МЕКК) могут активировать МАП2К (МЕК) (Denhardt, 1996). Кроме того, для МАПЗК (Raf) показано наличие специфического ингибитора RKIP (Raf kinase inhibitory protein), который подавляет киназную активность МАПЗК (Raf) (Yeung et al., 1999). Но особенно важно подчеркнуть, что.

МАПЗК могут одновременно проводить не один, а несколько сигналов, поскольку в их молекулах имеется несколько сайтов фосфорилирования. Причем фосфорилирование некоторых сайтов (сайтов позитивной регуляции) приводит к увеличению киназной активности МАПЗК (Raf) (Mason et al., 1999; Zhang, Guan, 2000; Chong et al., 2001), тогда как фосфорилирование других (сайты негативной регуляции) — к снижению (Zimmermann, Moelling, 1999; Guan et al., 2000; Chong et al., 2001) киназной активности МАПЗК (Raf), поскольку последняя остается связанной с 14−3-3 белками (Rommel et al., 1999; Yip-Schneider et al., 2000). Таким образом, дискриминация сигналов проходит в зависимости от того, какой сайт фосфорилируется. Это явление называется «множественным сигналингом» (Denhardt, 1996).

Весьма вероятно, что важную роль в сигналинге могут также играть протеинфосфатазы, которые дефосфорилируют МАПЗК, МАП2К и МАПК, переводя их в неактивное состояние (Clarke, 1994; Gupta et al., 1998; Meskiene et al., 1998; Abraham et al., 2000; Ulm et al., 2001). В последнее время значительно вырос интерес именно к этим ферментам в растительных системах (Luan, 1998), и результаты некоторых исследований необходимо упомянуть. Так, Gupta с соавт. (1998) идентифицировали у A. thaliana фосфатазу двойной специфичности, которая способна дефосфорилировать, а значит снижать активность МАПК. Для ауксинового сигналинга с участием МАПЗК (NPK1) показано, что экспрессия в протопластах кукурузы МАПК-специфической фос-фатазы МРК1 приводила к супрессии как МАПЗК (NPK1)-зависимой активации МАПК, так и подавлению экспрессии GH3 промотора генов раннего ответа на ауксин (Kovtun et al., 1998). Вероятно, еще более важный результат получили Meskiene с соавт. (1998), которые изолировали ген фосфатазы МР2С и показали, что МР2С может быть негативным регулятором МАПК путей. В клетках дрожжей мишенью МР2С, по всей вероятности, является МАПЗК (MEKK/Stell), участвующая в модулях ответа на осмолярность и половые феромоны (Рис. 2 и 4). У люцерны (Medicago sativa) при помощи МР2С осуществляется дефосфорилирование стресс-активируемой МАПК (SAMK), функционирующей при ответе на прикосновение, поранение и при водном стрессе (Meskiene et al., 1998). Экспрессия МР2С в ответ на поранение была транзиторной и совпадала с экспрессией МАПК (SAMK) (Meskiene et al., 1998). Это свидетельствует о том, что возможная функция фосфатазы МР2С заключается в «поддержании» МАПК (SAMK) каскада в рабочем состоянии. Кроме того имеются сведения о том, что протеинфосфатазы принимают участие в трансдукции сигнала АБК в клетках устьиц (Leung et al., 1997; Rodriguez et al, 1998; Sheen, 1998).

Биохимические исследования, выполненные И. Е. Мошковым, также говорят в пользу вовлечения в трансдукцию этиленового сигнала мономерных G-белков, которые располагаются после рецепторов, но до МАПК каскада. Модуляция МАП-киназных каскадов мономерными G-белками очень хорошо показана во множестве случаев в животных клетках. На эпикотилях гороха было показано, что активация этиленом мономерных G-белков происходит очень быстро, а кинетика активации G-белков совпадает с кинетикой активации МАПК (Hall et al, 2001, Moshkov et al., 2002b). Это позволило предположить, что мономерные G-белки участвуют в передаче этиленового сигнала. Характер активации G-белков подобен ситуациям в животных системах при ответе на некоторые гормоны (Foschi et al, 1997). У рецепторного этилен-нечувствительного мутанта A. thaliana etrl-1 гормон не влиял на активность мономерных G-белков, а их конститутивная ГТФ-связывающая активность была очень низкой, значительно ниже чем в диком типе (Moshkov et al, 2002b). Ингибиторы связывания этилена 1-МЦП и 2,5-НБД, как и в случае с МАПК, значительно снижали активацию связывания ГТФ с мономерными G-белками, вызванную этиленом (Moshkov et al, 2002а, b).

Интересно отметить, что цитокинин 6-БАП сам практически не влиял на активность МАПК или мономерных G-белков, но снижал активацию этиленом как МАПК, так и мономерных G-белков (Novikova et al., 1999), что отражает ситуацию в биотесте на листьях A. thaliana (Таблица 5). Эти данные также свидетельствуют в пользу возможного взаимодействия цитокинина и этилена на уровне путей передачи сигнала. Причем это взаимодействие происходит, скорее всего, на очень ранних этапах, между рецепторами и мономерными G-белками. Но для выяснения точного места их взаимодействия необходимы специальные исследования.

Иммунологические исследования активируемых этиленом мономерных G-белков проростков гороха (Moshkov et al., 2002b) и листьев A. thaliana (Moshkov et al., 2002a) показали, что исследуемые мономерные G-белки относятся к Ras суперсемейству. В настоящее время биохимические исследования этих белков у растений практически не ведутся, несмотря на то, что эти белки интенсивно изучаются у животных и человека, поскольку многие представители этого суперсемейства являются продуктами онкогенов.

Мономерные G-белки располагаются выше МАПЗК (как Raf, так и МЕКК), которые они активируют непосредственно или при помощи дополнительной киназы РАК (p21ras-activated protein kinase). Сами мономерные G-белки активируются рецепторами при участии дополнительных адаптерных белков или гетеротримерными G-белками (Bokoch, 1996) (Рис. 13). Мономерные G-белки способны образовывать каскады, то есть взаимодействовать друг с другом, проявляя при этом синергизм или антагонизм (Denhardt, 1996; Bos, 1998). Кроме того, они могут иметь эффекторы отличные от МАПЗК, например, ПКС (Nonaka et al., 1995; Kamada et al, 1996), а также фосфатидилинози-тол 3-киназу (Hawkins et al, 1995; Tolias et al, 1995; Bokoch et al, 1996). Указанные свойства мономерных G-белков свидетельствуют о том, что после их активации могут включаться различные эффекторы, как это могло бы происходить в случае различных сигналов. Интересно отметить, что в клетках животных МАПК (ERK1), в активации которой участвуют мономерные G-белки Ras суперсемейства, способна фосфорилировать фактор ГДФ/ГТФ обмена Sos. Фосфорилирование Sos приводит к его диссоциации от комплекса с адап-терными белками Shc/Grb, что в дальнейшем ведет к десенсибилизации Ras, то есть Ras остаются в ГДФ-связанной форме и не способны активировать МАПК каскад (Foschi et al., 1997) (Рис. 13). Конститутивная активация МАПК (ERK1) в таком случае будет блокировать индуцированную агонистом активацию Ras. Если МАПК, активируемая CTR1 в отсутствие этилена, необходима, чтобы Sos был фосфорилирован, тогда при обработке этиленом возможна активация мономерных G-белков и снижение активности CTR1. Возможное участие G-белков делает еще более сложным предполагаемый путь передачи этиленового сигнала, указывая на наличие отдельного, но взаимодействующего с CTR1 -зависимым пути передачи этиленового сигнала. Скорее всего, мономерные G-белки не располагаются между ETR1/ERS1 и CTR1, поскольку, во-первых, в двугибридной дрожжевой системе было показано взаимодействие между С-концевой областью рецепторного белка ETR1 (ETR1293″ 729, гис-тидинкиназный домен + ресивер) и N-концевой частью белка CTR1 (CTR153″ .

568 (Clark et al., 1998). Также непосредственное взаимодействие рецептора и МАПЗК показали Li с соавт. (1995). Во-вторых, — и это принципиально важно — CTR1 не содержит Ras-связывающего домена, что также обнаружено и для LeCTR (Wang, Li, 1997). Однако это не исключает возможной роли CTR1 или ее эффекторов в контроле самих мономерных G-белков или их эффекторов.

Вернемся теперь к предполагаемому рецепторному мутанту A. thaliana eti5. Хотя по чувствительности к этилену и уровню редукции этилен-связывающих сайтов eti5 (Sanders et al., 1991a) напоминает etrl-1 (Bleecker et al., 1988), эти два мутанта имеют и ряд существенных различий, которые проявляются на биохимическом уровне. Так, у etrl-1 ГТФ-связывающая активность значительно снижена по сравнению с диким типом, тогда как у eti5 наблюдается обратная картина: конститутивный уровень связывания у eti5 намного превосходит таковой в диком типе (Moshkov et al., 2002а). Но, как и у etrl-1, ни цитокинин, ни этилен не оказывали влияния на связывание ГТФ в eti5. Уровень фосфорилирования мембранных белков в eti.5 также значительно выше, чем в диком типе, хотя спектр фосфорилированных полипептидов не отличается от спектра в диком типе (Smith et al., 1997; Novikova et al., 1999).

Сходная с eti5 ситуация наблюдается у животных в случае, если имеются повреждения в рецепторе или компонентах, располагающихся в непосредственной близости к рецептору. Такие мутации могут вести к продолжительной активации мономерных G-белков (Lowy, Willumsen, 1993). Почему это может приводить к нечувствительности к этилену пока не ясно. Однако такие существенные изменения в трансдукции сигнала, скорее всего, будут влиять на функциональный ответ. Действительно, кроме уже названных биохимических особенностей, для eti5 показано, что в листьях этого мутанта содержание цитокининов отличается от такового в листьях дикого типа (Кудрякова и др., 2001). Содержание изопентенил аденина, изопентенил аденозина, зеатина и его рибозида выше в eti5, чем в диком типе, В то же время, содержание ди-гидрозеатина и его рибозида ниже в листьях этого мутанта, чем в диком типе (Karanov E.N., не опубликовано). Это указывает, что не только один гормон может влиять на метаболизм другого, но и нарушения в цепи трансдукции сигнала одного гормона могут влиять на проявления эффекта другого.

В рамках существующей модели, рассматривающей рецепторы этилена и CTR1 как негативные регуляторы, затруднительно объяснить роль белка EIN2, поскольку связь этого компонента с протеинкиназным каскадом показана только на основании фенотипов двойных мутантов (ctrl-l-ein2-l). Однако если предположить наличие иного сигнального пути, отличающегося от CTR1-зависимого, который, например, включает Са2+ путь с участием протеинкиназы С (Ыопака е1 а1, 1995; Катаёа а/., 1996), тогда могут появиться и другие возможности для объяснения роли ЕШ2. Роль мономерных С-бслков Яор, которые относятся к семейству Шю суперсемейства Яаз, в потоках ионов.

Ч.

Са, например, при росте пыльцевых трубок (1л е/ а1, 1998), делает данную ситуацию привлекательной.

Как же все эти различные факты согласуются с предполагаемым путем передачи этиленового сигнала? Основная проблема состоит в том, что признанный в настоящее время путь передачи этиленового сигнала, построенный на основании изучения мутантов, представляется линейным (Рис. 54). Однако.

Transcription factors.

CTR1 (МАРКК?) (МАРК?) i.

EIN2.

Ethylene-response gene induction.

Cytoplasm.

EIN3, EIL1, EIL2, (EIL3).

U^ Nucleus.

ERF1 (other EREBPs?) I.

Рис. 54. Линейный путь передачи этиленового сигнала, построенный на основании генетического анализа мутантов A. thaliana (Chang, Shockey, 1999). по ряду причин это маловероятно. Так, некоторые эффекты этилена, например, изменение роста корней, наступают очень быстро, в течение 5−10 мин (Rauser, Horton, 1975). Маловероятно, что такой быстрый ответ может быть результатом транскрипции. Скорее, можно было бы ожидать, что за эти изменения отвечают потоки ионов как в случае ауксинов (Venis, Napier, 1995). Кроме того, в рамках линейной модели возникает вопрос, как предполагаемые функции белка EIN2 согласуются с этой моделью.

Поскольку фитогормоны играют важнейшую роль в жизни растения, можно ожидать, что системы трансдукции гормональных сигналов могут быть довольно сложными. Так, эффекты всех фитогормонов, включая этилен, плео-тропны. Эффекты гормонов, как правило, характеризуются взаимодействием между двумя и более фитогормонами и регуляторами роста. Причем при таких взаимодействиях может наблюдаться синергизм, аддитивность, антагонизм или может быть такая ситуация, когда ответ невозможно объяснить действием одного фитогормона. В этом контексте взаимодействие между этиленом и цитокинином, обнаруженное в нашей работе, в отношении регуляции старения и трансдукции сигнала является весьма показательным.

В настоящее время достаточно очевидно, что приведенный пример не уникален. Так, Zhou с соавт. (1998) показали, что эффекты этилена могут перекрывать эффекты глюкозы при зеленении, росте семядолей и инициации листьев у Arabidopsis. У мутантов ctrl-1 и etol-1, который на стадии этиолированных проростков является сверхпродуцентом этилена (Kieber et al., 1993; Ecker, 1995; Kieber, 1997), авторы не наблюдали чувствительности к глюкозе, тогда как etrl-1 оказался сверхчувствительным к глюкозе. Когда нечувствительный к глюкозе мутант ginl-1, который в цепи трансдукции глюкозного сигнала располагается после предполагаемого сенсора глюкозы — гексокиназы — (Jang et al., 1997) был скрещен с etrl-1, то полученный двойной мутант оказался чувствительным к этилену. Возможно, что взаимодействие путей передачи сигналов этилена и глюкозы может происходить при определении таких ответов как образование корневых волосков или «тройной ответ». Кажется достаточно вероятным, что подобное взаимодействие указанных путей передачи сигналов может приводить к проявлению противоположного эффекта на свету и в темноте (БшаНе е/ а!., 1997).

Следует иметь в виду, что не только в случае этилена и глюкозы можно наблюдать взаимодействие путей передачи сигналов, поскольку гормональные эффекты могут модифицироваться под влиянием факторов внешней среды, а также гормоны могут вовлекаться в ответы на биотические и абиотические стрессы. Действительно, С1агсН с соавт. (2000) показали, что индуцируемое патогенами увеличение уровня транскриптов рецепторов этилена ЫЯ и ЬеЕТЯ4 у томатов может быть связано с устойчивостью к патогенам.

Становится все более очевидным, что значительное число компонентов, участвующих в сигнальной трансдукции у животных и дрожжей, обнаруживается и у растений. Конечно, было бы весьма неоправданным просто переносить на растения все те сведения о сигнальной трансдукции, что известны для животных и дрожжей. Тем не менее, сам факт существования таких компонентов в значительной степени делает обоснованным предположение, что системы сигнальной трансдукции в клетках растений включают такие компоненты, а также что в растениях, как в клетках животных и дрожжей, системы трансдукции образуют сложную сеть постоянно взаимодействующих сигналов. Но лишь в последнее время многие элементы этих систем начинают занимать свое, экспериментально подтвержденное место.

Нам кажется вполне вероятным существование множественных путей передачи одного и того же сигнала. Причем ситуация в значительной степени осложняется возможным взаимодействием этих путей между собой, а также взаимодействием с сигнальными путями других фитогормонов и регуляторов роста. Данные по влиянию этилена на фосфорилирование белков и активность.

МАП-киназ не укладываются в линейную схему, основанную на роли рецепторов этилена и CTR1 как негативных регуляторов и построенную на основании молекулярно-генетических исследований. Согласно этой схеме (Рис. 54), этиленовые рецепторы (ETR1, ETR2, ERS1, ERS2, EIN4), из которых ETR1 и ERS1 обладают гистидинкиназной активностью, в отсутствие этилена взаимодействуют с протеинкиназой CTR1, которая имеет гомологию с Raf киназами животных (МАПЗК). Предполагается, что CTR1 является начальной киназой протеинкиназного каскада, который в отсутствие этилена постоянно работает. Вследствие работы этого каскада репрессируется транспортер двухвалентных катионов EIN2, и происходит экспрессия генов и, следовательно, синтез белков, характерных для «нормального» состояния клетки. Предполагается, что при связывании этилена с рецепторами нарушается их взаимодействие с CTR1. Вследствие этого инактивируется весь протеинкиназный каскад, и снимается репрессия с EIN2, который активирует факторы транскрипции семейства EIN3/EIL, а также EREBP. Это ведет к дерепрессии генов специфического ответа на этилен, синтезу специфических белков, и в конечном итогепроявлению в той или иной форме физиологического ответа клетки на этилен.

Полученные в нашей работе данные, а также данные И. Е. Мошкова позволили нам предложить иную схему пути передачи этиленового сигнала (Рис. 55), отличающуюся от линейного пути, представленного на Рис. 54. Наша модель предполагает, что этилен воспринимается рецепторами ETR1, ERS1, ETR2, EIN4 и ERS2, которые могут образовывать кластеры, как, например, рецепторы ауксина (Diekman et al., 1995) и сенсоры в бактериальных клетках (Lin et al., 1997; Bray et al., 1998). Хотя пока нет прямых экспериментальных доказательств кластеризации рецепторов этилена, это предположение согласуется с данными Sanders с соавт. (1990, 1991b) по распределению эти-лен-связывающих сайтов по длине проростков риса и гороха. Если популяция функционально активных рецепторов располагается на плазмалемме, то их.

— ЭТИЛЕН.

Рецепторы этилена.

1 мС-белки.

I.

Экспрессия генов нормальных" белков клетки ЭТИЛЕН 1.

Рецепторы этилена ч ол гтф т мв-белки I I.

I ^ I.

Экспрессия этилен-регулируемых генов.

Рис. 55. Схема пути передачи этиленового сигнала у высших растений, основанная на представленных в работе экспериментальных данных и данных И. Е. Мошкова. плотность будет выше в мелких клетках, что, вероятно, ведет к усилению кластеризации. В работе Hall А.Е. с соавт (1999) можно найти подтверждение этого. Авторы показали, что при увеличении числа копий немутированных рецепторных генов происходит частичное восстановление чувствительности к этилену у etrl-1, etrl-2, ein4−3, что свидетельствует в пользу образования кластеров.

В отсутствие этилена его рецепторы, которые являются негативными регуляторами, находятся в «активном» состоянии и инициируют линейный путь передачи сигнала (Рис. 54). При этом предлагаемый нами путь передачи сигнала (Рис. 55) не активен.

Согласно нашей модели, связывание рецепторов с этиленом ведет к изменению статуса их фосфорилирования, о чем свидетельствуют полученные нами данные (Таблица 6), показывающие, что способность рецепторов связывать этилен модулируется фосфорилированием. Это положение согласуется с данными молекулярного анализа генов рецепторов этилена, согласно которому, по крайней мере, два из них (ETR1 и ERS1) являются протеинкиназами. Временная зависимость фосфорилирования мембранных белков (Рис. 23) подтверждает, что активация фосфорилирования происходит в тех же временных пределах, что и связывание этилена с «быстрыми» сайтами (Sanders et al, 1991а, b).

Связывание этилена с рецепторами приводит к активации связывания ГТФ с мономерными G-белками (Hall et al., 2001; Moshkov et al, 2002a, b), которая наблюдается уже через 2 мин обработки этиленом ткани in vivo (Moshkov et al, 2002b). Такая скорость активации связывания ГТФ указывает на возможность прямого взаимодействия рецепторов этилена с мономерными G-белками.

Для функционирования этих белков необходимы дополнительные компоненты: адаптерные белки, факторы ГДФ/ГТФ обмена, НДФК. Как показано в нашей работе («Результаты и обсуждение», глава III), НДФК присутствует в мембранных препаратах, в которых локализованы регулируемые этиленом мономерные G-белки. Было обнаружено, что этилен специфически регулирует фосфорилирование самой НДФК (Рис. 36 и 38), а также повышает ее нуклео-зидтрансферазную активность (Рис. 37). То есть НДФК как нуклеозидтранс-фераза может поставлять ГТФ мономерным G-белкам, а как протеинкиназафосфорилировать цитоплазматические домены рецепторов этилена, как это показано, например, для осмосенсора Е. coli (Lu et al., 1996), а также сенсорной киназы Kin A Bacillus subtilis (Stephenson, Hoch, 2001).

В клетках животных и дрожжей непосредственными эффекторами мономерных G-белков являются МАПЗК, которые выступают в роли начальных киназ МАПК каскадов. И именно с МАПЗК (Raf) имеет гомологию белок CTR1. Согласно линейному пути передачи этиленового сигнала МАПК каскад с CTR1 в качестве МАПЗК выключается при связывании рецепторов с этиленом. В этом случае МАПК активность у A. thaliana дикого типа при обработке этиленом должна быть понижена по сравнению с необработанным контролем, быть максимально высокой в рецепторных доминантных мутантах, которые нечувствительны к этилену, и очень низкой у ctrl-1, который имеет сильный этиленовый фенотип.

Однако результаты, представленные в разделе «Результаты и обсуждение», глава IV показывают, что в проростках гороха и листьях A. thaliana дикого типа этилен активирует МАПК ERKl-типа, фосфорилирование которой осуществляет, скорее всего, МАП2К (МЕК), поскольку, как правило, в клетках животных именно МАП2К (МЕК ½) является той киназой, которая фос-форилирует и, следовательно, активирует МАПК ERKl-типа (Marshall, 1994; Seger, Krebs, 1995). Сходство кинетик активации МАПК (Рис. 43) и связывания ГТФ (Hall et al., 2001; Moshkov et al., 2002b) указывает, что эти компоненты оперируют в одном пути передачи сигнала.

Состоятельность предлагаемой нами модели подтверждается тем, что у мутантов А. ЖаИапа, в которых рецепторы в результате мутации утратили свою функцию (рецессивные рецепторные мутанты), а сами мутанты (е1г1−6, е1г2−3 и ет4−4) чувствительны к этилену, МАПК активность выше, чем у соответствующих доминантных рецепторных мутантов {е1г1−1, е1г2−1 и ет4−1) (Рис. 51). У «тройного» рецессивного мутанта, где три рецептора утратили свою функцию, МАПК активность еще выше, чем у единичных рецессивных мутантов (Рис. 51). Кроме того, мы установили, что и у с1г1−1 МАПК активность не минимальная, как это предполагает линейная модель, а сравнима (или даже превосходит) с МАПК активностью растений дикого типа после обработки их этиленом (Рис. 50).

Таким образом, полученные в работе результаты приводят нас к заключению, что этиленовый сигнал может проводиться по пути, который включает активируемый этиленом МАПК каскад, отличный от включенного в линейный путь. Привлечение данных И. Е. Мошкова указывает также на вероятное участие в пути передачи этиленового сигнала мономерных в-белков. То есть предлагаемый нами путь передачи этиленового сигнала существенно отличается от обсуждаемого в литературе линейного пути. В отсутствие этилена его рецепторы активируют линейный путь, тогда как путь, включающий мономерные О-белки и МАПК каскад, не активен. При связывании этилена с рецепторами происходит репрессия линейного пути и активация пути через мономерные О-белки и МАПК каскад. Это ведет к репрограммированию экспрессии этилен-регулируемых генов. Взаимодействие этих двух путей передачи этиленового сигнала, вероятно, и приводит к специфическому ответу клетки на этилен. Дальнейшие исследования необходимы для детализации предлагаемого нами пути и выяснения его возможных взаимодействий с обсуждаемым в литературе линейным путем передачи этиленового сигнала.

1. Гречкин А. Н., Тарчевский И. А. Сигнальные системы клеток и геном. Биоорганическая химия, 2000, 26, 779−781.

2. Каращук Г. Н., Какуев Д. Л., Яхъяев A.B., Абдулаев Н. Г. Нуклеозиддифос-фаткиназа сетчатки глаза быка гликопртеин. Биоорганическая химия, 1996, 22, 472−473.

3. Кудрякова Н. В., Бурханова Э. А., Ракитин В. Ю., Яковлева Л. А., Смит А., Холл М. А., Кулаева О. Н. Этилен и цитокинины в регуляции старения срезанных листьев мутанта eti5 Arabidopsis thaliana и растений дикого типа. Физиология растений, 2001, 48, 723−727.

4. Романко Е. Г., Селиванкина С. Ю., Овчаров А. К. Участие цитокинин-связы-вающих белков из листьев ячменя в активации цитокинином синтеза РНК в изолированных ядрях и хлоропластах. Физиология растений, 1982, 29, 524−531.

5. Романко Е. Г., Селиванкина С. Ю., Овчаров А. К., Кулаева О. Н. Активация цитокинин-рецепторным комплексом из листьев ячменя синтеза РНК in vitro. Докл. АН СССР, 1980, 225, 1009−1011.

6. Селиванкина С. Ю., Новикова Г. В., Тихая Н. И., Романко Е. Г., Кулаева.

7. О. Н. Протеинкиназы плазмалеммы корневых клеток ячменя мишени действия фитогормонов? Докл. АН СССР, 1989, 308, 508−511.

8. Селиванкина С. Ю., Романко Е. Г., Куроедов В. А., Каравайко H.H., Кулаева О. Н. Активация цитокинин-рецепторным комплексом РНК-полимеразы из листьев ячменя in vitro. Докл. АН СССР, 19 826, 267, 510 512.

9. Селиванкина С. Ю., Романко Е. Г., Новикова Г. В., Муромцева Д. Г., Кулаева О. Н. Действие цитокинина и других фитогормонов на протеинкиназную активность, связанную с хроматином и РНК-полимеразой I листьев ячменя. Физиология растений, 1988, 35, 266−274.

10. Селиванкина С. Ю., Романко Е. Г., Овчаров А. К., Харченко В. И. Участие цитокинин-связывающих белков из листьев ячменя в активации цито-кинином связанной с хроматином РНК-полимеразы. Физиология растений, 1982а, 29, 274−281.

11. Тарчевский И. А. Элиситор-индуцируемые сигнальные системы и их взаимодействие. Физиология растений, 2000, 47, 321−331.

12. Холл М. А., Новикова Г. В., Мошков И. Е., Мур Л. А. Дж., Смит А. Р. Проте-инкиназы растений в трансдукции абиотических и биотических сигналов. Физиология растений, 2002, 49, 121−135.

13. Abeles F., Morgan P., Saltveit M. Ethylene in Plant Biology. San Diego, California: Academic Press, 1992.

14. Abeles F.B. A comparative study of ethylene oxidation in Vicia faba and Mycobacterium paraffinicum. J. Plant Growth Regul., 1984, 3, 85−95.

15. Abraham D., Podar K., Pacher M., Kubicek M., Welzel N., Hemmings B.A., Dilworth S.M., Mischak H., Kolch W., Baccarini M. Raf-1-associated protein phosphatase 2A as a positive regulator of kinase activation. J. Biol. Chem., 2000, 275, 22 300−22 304.

16. Aitken A., Jones D., Soneji Y., Howell S. 14−3-3 proteins: biological function and domain structure. Biochem. Soc. Trans., 1995, 23, 605−611.

17. Alonso J.M., Hirayama Т., Roman G., Nourizadeh S., Ecker J.R. EIN2, a bi-functional transducer of ethylene and stress responses in Arabidopsis. Science, 1999, 284,2148−2152.

18. Anderson N.G., Mailer J.L., Tonks N.K., Sturgill T.W. Requirement for integration of signals from two distinct phosphorylation pathways for activation of MAP kinase. Nature, 1990, 343, 651−653.

19. Anderson N.G., Ping L.I., Marsden L.A., Williams N., Roberts T.M., Sturgill T.W. Raf-1 is a potential substrate for mitogen-activated protein kinase in vivo. Biochem. J., 1991, 277, 573−576.

20. Ann K.-S., Nelson D.L. A nucleoside diphosphate kinase from Paramecium tetraurelia with protein kinase activity. J. Eucaryot. Microbiol., 1996, 43, 365−372.

21. Asai T., Tena G., Plotnikova J., Willmann M.R., Chiu W.-L., Gomez-Gomez L., Boiler T., Ausubel F.M., Sheen J. MAP kinase signalling cascade in Arabidopsis innate immunity. Nature, 2002, 415, 977−983.

22. Bagrodia S., Derijard B., Davis R.J., Cerione R.A. Cdc42 and PAK-mediated signaling leads to Jun kinase and p38 mitogen-activated protein kinase activation. J. Biol. Chem., 1995, 270, 27 995−27 998.

23. Banno H., Hirano K., Nakamura T., Irie K., Nomoto S., Matsumoto K., Machida Y. NPK1, a tobacco gene that encodes a protein with a domain homologous to yeast BCK1, STE11, and BY2 protein kinases. Mol. Cell. Biol., 1993,13, 4745−4752.

24. Basu T., Warne P.H., Downward J. Role of She in the activation of Ras in response to epidermal growth factor and nerve growth factor. Oncogene, 1994, 9, 3483−3491.

25. Batt S., Venis M.A. Separation and localization of two classes of auxin binding sites in corn coleoptile membranes. Planta, 1976, 130, 15−21.

26. Batt S., Wilkins M.B., Venis M.A. Auxin binding to corn coleoptile membranes: kinetics and specificity. Planta, 1976,130, 7−13.

27. Bengochea T., Dodds J.H., Evans D.E., Jerie P.H., Niepel B., Shari A.R., Hall M.A. Studies on ethylene binding by cell-free preparations from cotyledons of Phaseolus vulgaris L.: separation and characterization. Planta, 1980a, 148, 397−406.

28. Berridge M.V., Ralph R.K., Letham D.S. The binding of cytokinin to plant ri-bosomes. Biochem., 1970,119, 75−84.

29. Berry A.W., Cowan D.S.C., Harpham N.V.J., Hemsley R.J., Novikova G.V., Smith A.R., Hall M.A. Studies on the possible role of protein phosphorylation in the transduction of the ethylene signal. Plant Growth Regul., 1996, 18, 135−141.

30. Bertauche N., Leung J., Giraudat J. Protein phosphatase activity of abscisic acid insensitive 1 (ABI1) protein from Arabidopsis thaliana. Eur. J. Biochem., 1996, 241, 193−200.

31. Beyer E.M. 14C2H4, its incorporation and oxidation to C02 by cut carnations. Plant Physiol., 1977, 60, 203−206.

32. Beyer E.M. A potent inhibitor of ethylene action in plants. Plant Physiol., 1976, 58, 268−271.

33. Beyer E.M., Sundin O. 14C2H4 metabolism in morning glory flowers. Plant Physiology, 1978, 61, 896−899.

34. Biggs J., Hersperger E., Steeg P. S., Liotta L.A., Shearn A. Adrosophila gene that is homologous to a mammalian gene associated with tumor metastasis codes for a nucleoside diphosphate kinase. Cell, 1990, 63, 922−940.

35. Bleecker A.B., Estelle M.A., Somerville C., Kende H. Insensitivity to ethylene conferred by a dominant mutation in Arabidopsis thaliana. Science, 1988, 241, 1086−1089.

36. Bogoyevitch M.A., Marshall C.J., Sugden P.H. Hypertrophic agonists stimulate the activities of the protein kinases c-Raf and A-Raf in cultured ventricular myocytes. J. Biol. Chem., 1995, 270, 26 303−26 310.

37. Bogre L., Ligterink W., Heberle-Bors E., Hirt, H. Mechanosensors in plants. Nature. 1996,383,489−490.

38. Bogre L., Ligterink W., Meskiene I., Barker P.J., Heberle-Bors E., Huskisson N.S., Hirt H. Wounding induces the rapid and transient activation of a specific MAP kinase pathway. Plant Cell, 1997, 9, 75−83.

39. Boguslawski G. PBS2, a yeast gene encoding a putative protein kinase, interacts with the RAS2 pathway and affects osmotic sensitivity of Saccharomyces cerevisiae. J. Gen. Microbiol., 1992,138, 2425−2432.

40. Bokoch G.M. Interplay between Ras-related and heterotrimeric GTP binding proteins: lifestyles of the big and little. FASEBJ., 1996,10, 1290−1295.

41. Bokoch G.M., Vlahos C.J., Wang Y., Knaus U.G., Traynorkaplen A.E. Rac GTPase interacts specifically with phosphatidylinositol 3-kinase. Biochem. J., 1996, 315, 775−779.

42. Bominaar A.A., Molijn A.C., Pestel M., Veron M., Van Haastert P.J.M. Activation of G-proteins by receptor-stimulated nucleoside diphosphate kinase in Dictyostelium. EMBO J., 1993, 12, 2275−2279.

43. Bos J. Ras. In: GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, 2000, pp. 67−88.

44. Bos J.L. All in the family? New insights and questions regarding interconnectivity of Ras, Rapl and Ral. EMBO J., 1998, 17, 6776−6782.

45. Boulton T.G., Nye S.H., Robbins D.J., Ny I., Radziejewska E., Morgenbesser S.D., Depinho R.A., Panayotatos N., Cobb M.H., Yancopoulos G.D.

46. ERKS: a family of protein-serine/threonine kinases that are activated and tyrosine phosphorylated in response to insulin and NGF. Cell, 1991, 65, 663 675.

47. Boulton T.G., Yancopoulos G.D., Gregory J.S., Slaughter C., Moomaw C., Hsu J., Cobb M.H. An insulin-stimulated protein kinase similar to yeast kinases involved in cell cycle control. Science, 1990, 249, 64−67.

48. Bovet L., Siegenthaler P.-A. Mg2±dependent dichotomic properties of the spinach chloroplast nucleoside diphosphate kinase-II: serine/threonine phosphorylation and nucleotide phosphotransfer. Plant Physiol. Biochem., 1997, 35, 455 465.

49. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 1976, 72, 248−254.

50. Bray D., Levin M.D., Morton-Firth C.J. Receptor clustering as a cellular mechanism to control sensitivity. Nature, 1998, 393, 85−88.

51. Brewster J.L., De Valoir T., Dwyer N.D., Winter E., Gustin M.C. An osmosens-ing signal transduction pathway in yeast. Science, 1993, 259, 1760−1763.

52. Brinegar A.C., Stevens A., Fox J.E. Biosynthesis and degradation of a wheat em-brio cytokinin-binding protein during embryogenesis and germination. Plant Physiol1985, 79, 706−710.

53. Brunet A., Pages G., Pouyssegur J. Growth factor-stimulated MAP kinase induces rapid retrophosphorylation and inhibition of MAP kinase kinase (MEK1). FEBSLett, 1994, 346, 299−303.

54. Buday L., Warne P.H., Downward J. Down-regulation of the Ras activation pathway by MAP kinase phosphorylation of Sos. Oncogene, 1995, 11, 13 271 331.

55. Calderini O., Bergounioux C., Heberle-Bors E., Wilson C. A novel tobacco MAP kinase kinase, NtMEKl, activates the cell cycle-regulated p43Ntf6 MAP kinase. J. Biol. Chem., 2001, 276, 18 139−18 145.

56. Calderini O., Bogre L., Vicente O., Binarova P., Heberle-Bors E., Wilson C. Acell cycle regulated MAP kinase with a possible role in cytokinesis in tobacco cells. J. Cell Sci., 1998,11, 3091−3100.

57. Canagarajah B.J., Khokhlatchev A., Cobb M.H., Goldsmith E.J. Activation mechanism of the MAP kinase ERK2 by dual phosphorylation. Cell, 1997, 90, 859−869.

58. Cardinale F., Jonak C., Ligterink W., Niehaus K., Boiler T., Hirt H. Differential activation of four specific MAPK pathways by distinct elicitors. J. Biol. Chem., 2000, 275, 36 734−36 740.

59. Cardinale F., Meskiene I., Ouaked F., Hirt H. Convergence and divergence of stress-induced mitogen-activated protein kinase signaling pathways at the level of two distinct mitogen-activated protein kinase kinases. Plant Cell, 2002,14, 703−711.

60. Cardone M., Salvesen G.S., Widmann C., Johnson G.L., Frisch S.M. The regulation of anoikis: MEKK-1 activation requires cleavage by caspases. Cell, 1997, 90,315−323.

61. Cary A.J., Liu W., Howell S.H. Cytokinin action is coupled to ethylene in its effects on the inhibition of root and hypocotyls elongation in Arabidopsis thaliana seedlings. Plant Physiol., 1995,107, 1075−1082.

62. Catling A.D., Reuter C.W., Cox M.E., Parsons S.J., Weber M.J. Partial purification of a mitogen-activated protein kinase kinase activator from bovine brain. Identification as B-Raf or a B-Raf-associated activity. J. Biol. Chem., 1994, 269,30 014−30 021.

63. Cazale A.-C., Droillard M.-J., Wilson C., Heberle-Bors E., Barbier-Brygoo H., Lauriere C. MAP kinase activation by hypoosmotic stress of tobacco cell suspensions: towards the oxidative burst response? Plant J., 1999, 19, 297 307.

64. Cazale A.-C., Rouet-Mayer M.-A., Barbier-Brygoo H., Mathien Y., Lauriere C.

65. Oxidative burst and hypoosmotic stress in tobacco cell suspensions. Plant Physiol, 1998,116, 659−669.

66. Chan A.C., Shaw A.S. Regulation of antigen receptor signal transduction by protein tyrosine kinases. Curr. Opin. Immunol, 1996, 8, 394¹⁰¹.

67. Chan E.D., Winston B.W., Jarpe M.B., Wynes M.W., Riches D.W.H. Preferential activation of the p46 isoform of JNK/SAPK in mouse macrophage by TNFa. Proc. Natl Acad. Sei. USA, 1997, 94, 13 169−13 174.

68. Chang C., Kwok S.F., Bleecker A.B., Meyerowitz E.M. Arabidopsis ethylene-response gene ETR1: similarity of product to two-component regulators. Science, 1993, 262, 539−545.

69. Chang C., Shockey J.A. The ethylene-response pathway: signal perception to gene regulation. Curr. Opin. Plant Biol, 1999, 2, 352−358.

70. Chang E.C., Barr M., Wang Y., Jung V., Xu H.P., Wigler M.H. Cooperative interaction of S. pombe proteins required for mating and morphogenesis. Cell, 1994, 79, 131−141.

71. Chang L., Karin M. Mammalian MAP kinase signaling cascades. Nature, 2001, 410, 37−40.

72. Chant J., Stowers L. GTPase cascades choreographing cellular behavior: movement, morphogenesis and more. Cell, 1995, 81, 1−4.

73. Chao Q., Rothenberg M., Solano R., Roman G., Terzaghi W., Ecker J. Activation of the ethylene gas response pathway in Arabidopsis by the nuclear protein ETHYLENE-INSENSITIVE3 and related proteins. Cell, 1997, 89, 11 331 144.

74. Chen D., Waters S.B., Holt K.H., Pessin J.E. SOS phosphorylation and disassociation of the Grb2-SOS complex by the ERK and JNK signaling pathways. J. Biol. Chem., 1996, 271, 6328−6332.

75. Chen Q.G., Bleecker A.B. analysis of ethylene signal-transduction kinetics associated with seedling-growth responses and chitinase induction in wild-type and mutant Arabidopsis. Plant Physiol, 1995, 108, 597−607.

76. Cheng M., Boulton T.G., Cobb M.H. ERK3 is a constitutively nuclear protein kinase. J. Biol. Chem., 1996, 271, 8951−8958.

77. Cherniack A.D., Klarlund J.K., Czech M.P. Phosphorylation of the Ras nucleotide exchange factor son of sevenless by mitogen-activated protein kinase. J. Biol. Chem., 1994, 269, 4717−4720.

78. Choi G., Yi H., Lee J., Kwon Y.K., Soh M.S., Shin B., Luka Z., Hahr T.R., Song P. S. Phutochrome signalling is mediated through nucleoside diphosphate kinase 2. Nature, 1999, 401, 610−613.

79. Choi K.-Y., Satterberg B., Lyons D.M., Elion E.A. Ste5 tethers multiple protein kinases in the MAP kinase cascade required for mating in S. cerevisiae. Cell, 1994, 78, 499−512.

80. Chong H., Lee J., Guan K.-L. Positive and negative regulation of Raf kinase activity and function by phosphorylation. EMBOJ., 2001, 20, 3716−3727.

81. Ciardi J.A., Tieman D.M., Lund S.T., Jones J.B., Stall R.E., Klee H. Response to Xanthomonas campesrtis pv. vesicatoria in tomato involves regulation of ethylene receptors gene expression. Plant Physiol., 2000,123, 81−92.

82. Cipollini G., Berti A., Fiore L., Rainaldi G., Basolo F., Merlo G., Bevilacqua G., Caligo M. Down-regulation of the nm23. hl gene inhibits cell proliferation. Int. J. Cancer, 1997, 73, 297−302.

83. Clark K.L., Larsen P.B., Wang X., Chang C. Association of the Arabidopsis CTR1 Raf-like kinase with the ETR1 and ERS ethylene receptors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, 95, 5401−5406.

84. Clarke P.B. Switching off MAP kinases. Curr. Biol., 1994, 4, 647−650.

85. Cohen P. Hormones, second messengers and the reversible phosphorylation of proteins. BioEssay, 1985, 2, 63−67.

86. Cohen P. The search for physiological substrates of MAP and SAP kinases in mammalian cells. Trends Cell Biol., 1997, 7, 353−361.

87. Cook J.G., Bardwell L., Thorner J. Inhibitory and activating functions for MAPK Kssl in the S. cerevisiae filamentous growth signalling pathway. Nature, 1997, 390, 85−88.

88. Cooper J.A. Related proteins are phosphorylated at tyrosine in response to mito-genic stimuli and at meiosis. Mol. Cell. Biol., 1989, 9, 3143−3147.

89. Cooper J.A., Bowen-Pope D.F., Raines E., Ross R., Hunter T. Similar effects of platelet-derived growth factor and epidermal growth factor on the phosphorylation of tyrosine in cellu-lar proteins. Cell, 1982, 31, 263−273.

90. Cooper J.A., Hunter T. Changes in protein phosphorylation in Rous sarcoma virus-transformed chicken embryo cells. Mol.Cell. Biol., 1981,1, 165−178.

91. Cooper J.A., Hunter T. Identification and characterization of cellular targets for tyrosine protein kinases. J. Biol. Chem., 1983, 258, 1108−1115.

92. Covic L., Lew R.R. Arabidopsis thaliana cDNA isolated by functional complementation shows homology to serine threonine protein kinases. Biochim. Biophys. Acta Gene Structure and Expression, 1996, 1305, 125.

93. CrawId?9I.B., Rawlinson L., Lali F.V., Page T.H., Saklatvala J., Foxwell B.M. T cell proliferation in response to interleukins 2 and 7 requires p38MAP kinase activation. J. Biol. Chem., 1997, 272, 15 023−15 027.

94. Crews C.M., Erikson R.L. Extracellular signals and reversible protein phosphoiy-lation: what to Mek of it all. Cell, 1993, 74, 215−217.

95. Darwin C. The Power of Movement of Plants. London: John Murray, 1880.

96. Daum G., Eisenmann-Tappe I., Fries H.W., Troppmair J., Rapp U.R. The ins and outs of Raf kinases. Trends Biochem., 1994,19, 474−480.

97. Denhardt D.T. Signal transduction protein phosphorylation cascades mediated by Ras/Rho proteins in the mammalian cell: the potential for multiplex signalling. Biochem. J., 1996, 318, 729−747.

98. Dent P., Jelinek T., Morrison D.K., Weber M.J., Sturgill T.W. Reversal of Raf-1 activation by purified and membrane-associated protein phosphatases. Science, 1995,268, 1902;1906.

99. Derijard B., Hibi M., Wu I., Barrett T., Su B., Deng T., Karin M., Davis R.J. JNK-1: a protein kinase stimulated by UV light and Ha-Ras that binds and phosphorylates the c-jun activation domain. Cell, 1994, 76, 1025−1037.

100. Desikan R., Clarke A., Hancock J.T., Neil S.J. H202 activates a MAP kinase-like enzyme in Arabidopsis thaliana suspension cultures. J. Exp. Bot., 1999, 50, 1863−1866.

101. Desikan R., Hancock J.T., Ichimura K., Shinozaki K., Neill S.J. Harpin induces activation of the Arabidopsis mitogen-activated protein kinases AtMPK4 and AtMPK6. Plant Physiol., 2001,126, 1579−1587.

102. Dickens M., Rogers J.S., Cavanagh J., Raitano Z.X., Halpern J.R., Greenberg M.E., Sawyers C.L., Davis R.J. A cytoplasmic inhibitor of the JNK signal transduction pathway. Science, 1997, 277, 693−696.

103. Diekmann W., Venis M.A., Robinson D.G. Auxins induce clustering of the auxin-binding protein at the surface of maize coleoptile protoplasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 3425−3429.

104. Dietrich A., Mayer J.E., Hahlbrock K. Fungal elicitor trigger rapid, transient and specific protein phosphorylation in parsley cell suspension cultures. J. Biol. Chem., 1990, 265, 6360−6368.

105. Dikic I., Schlessinger J., Lax I. PC 12 cells overexpressing the insulin receptor undergo insulin-dependent neuronal differentation. Curr. Biol., 1994, 4, 702 708.

106. Dohlman H.G., Thorner J. RGS proteins and signaling by heterotrimeric G proteins. J. Biol. Chem., 1997, 272, 3871−3874.

107. Downward J. Control of ras activation. Cancer Surv., 1996, 27, 87−100.

108. Dumas C., Lascu I., Morera S., Glaser P., Fourme R., Wallet V., Veron M., Janin J. X-ray structure of nucleoside diphosphate kinese. EMBO J., 1992, 11, 3203−3208.

109. Ecker J.R. The ethylene signal-transduction pathway in plants. Science, 1995, 268, 667−675.

110. Elion E.A., Brill J.A., Fink G.R. FUS3 represses CLN1 and CLN2 and in concert with KSS1 promotes signal transduction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, 88, 9392−9396.

111. Elion E.A., Satterberg B., Kranz J.E. FUS3 phosphorylates multiple components of the mating signal transduction cascade: evidence for STE12 and FAR1. Mol. Biol. Cell, 1993, 4, 495−510.

112. Engel M., Veron M., Theisinger B., Lacombe M.L., Seib T., Dooley S., Welter C. A novel serine/threonine-specific protein phosphotransferase activity of Nm23 nucleoside diphosphate kinase. Eur. I. Biochem., 1995, 234 200−207.

113. Enyedi A.J., Yalpani N., Silverman P., Raskin I. Signal molecules in systemic plant resistance to pathogens and pests. Cell, 1992, 70, 879−886.

114. Ephritikhine G., Barbier-Brygoo H., Muller J.-F., Guern J. Auxin effect on the transmembrane potential difference in wild-type and mutant tobacco protoplasts exhibiting a differential sensitivity to auxin. Plant Physiol., 1987, 83, 801−804.

115. Errede B., Levin D.E. A conserved kinase cascade for MAP kinase activation in yeast. Curr. Opin. Cell Biol., 1993, 5, 254−260.

116. Evans D.E., Bengochea T., Cairns A.J., Dodds J.H., Hall M.A. Studies on ethylene binding by cell-free preparations from cotyledons of Phaseolus vulgaris L.: subcellular localization. Plant Cell Environment, 1981, 5, 101−107.

117. Evans D.E., Dodds J.H., Lloyd P.C., ap Gwynn I., Hall M.A. A study of the subcellular localization of an ethylene binding site in developing cotyledons of Phaseolus vulgaris L. by high resolution autoradiography. Planta, 1982, 154, 48−52.

118. Fanger G.R., Gerwins P., Widmann C., Jarpe M.B., Johnson G.L. MEKKs, GCKs, MLKs, PAKs, TAKs, and Tpls: upstream regulators of the c-Jun ammo-terminal kinases? Curr. Opin. Genet. Dev., 1997a, 7, 67−74.

119. Fanger G.R., Lassignal Johnson N., Johnson G.L. MEK kinases are regulated by EGF and selectively interact with Rac/Cdc42. EMBO J., 1997b, 16, 49 614 972.

120. Fanger G.R., Widmann C., Porter A.C., Sather S., Johnson G.L., Vaillancourt.

121. R.R. 14−3-3 Proteins interact with specific MEK kinases. J. Biol. Chem., 1998, 273, 3476−3483.

122. Fantl W.J., Muslin A.J., Kikuchi A., Martin J.A., Macnicol A.M., Gross R.W., Williams L.T. Activation of Raf-1 by 14−3-3 proteins. Nature, 1994, 371, 612−614.

123. Faux M.C., Scott J.D. More on target with protein phosphorylation: conferring specificity by location. Trends Biochem. Sci., 1996, 21, 312−315.

124. Felix G., Grosskopf D.G., Regenass M., Boiler T. Rapid changes of protein phosphorylation are involved in transduction of the elicitor signal in plant cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, 88, 8831−8834.

125. Ferrell J.E., Jr. Tripping the switch fantastic: how a protein kinase cascade can convert graded inputs into switch-like outputs. Trends Biochem. Sci., 1996, 21, 460−466.

126. Fersht A. Enzyme Structure and Metabolism. W.H. Freeman, Reading, San Francisco, 1977.

127. Finan P.M., White I.R., Redpath S.H., Findlay J.B.C., Millner P.A. Molecular cloning, sequence determination and heterologous expression of nucleoside diphosphate kinase from Pisum sativum. Plant Mol. Biol, 1994, 25, 59−67.

128. Foschi M., Chari S., Dunn M.J., Sorokin, A. Biphasic activation of p21ras by en-dothelin-1 sequentially activates the ERK cascade and phosphatidylinositol 3-kinase. EMBO J., 1997,16(21), 6439−6451.

129. Fox J.E., Erion J.L. A cytokinin binding protein from higher plant ribosomes. Bio-chem. Biophys. Res. Commun., 1975, 64, 694−700.

130. Franklin C.C., Kraft A.S. Conditional expression of the mitogen-activated protein kinase (MAPK) phosphatase MKP-1 preferentially inhibits p38 MAPK and stress-activated protein kinase in U937 cells. J. Biol. Chem., 1997, 272, 16 917−16 923.

131. Freed E., Symons M., MacDonald S.G., McCormick F., Ruggieri R. Binding of 14−3-3 proteins to the protein kinase Raf and effects on its activation. Science, 1994,265, 1713−1716.

132. Frye C.A., Tang D., Innes R.W. Negative regulation of defense responses in plants by a conserved MAPKK kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, 98, 373−378.

133. Fu H., Xia K., Pallas D.C., Cui C., Conroy K., Narsimhan R.P., Mamon H., Collier R.J., Roberts T.M. Interaction of the protein kinase Raf-1 with 143−3 proteins. Science, 1994, 266, 126−129.

134. Fukuda M., Gotoh I., Adachi M., Gotoh Y., Nishida E. A novel regulatory mechanism in the mitogen-activated protein (MAP) kinase cascade. Role of nuclear export signal of map kinase kinase. J. Biol. Chem., 1997, 272, 32 642−32 648.

135. Galcheva-Gargova Z., Derijard B., Wu I., Davis R. An osmosensing signal transduction pathway in mammalian cells. Science, 1994, 265, 806−808.

136. Galvis M.L.E., Marttila S., Hakansson G., Forsberg J., Knorpp C. Heat stress response in pea involves interaction of mitochondrial nucleoside diphosphate kinase with a novel 86-kilodalton protein. Plant Physiol., 2001, 126, 69−77.

137. Gamble R.L., Coonfleld M.L., Schaller G.E. Histidine kinase activity of the ETR1 ethylene receptor from Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, 95, 7825−7829.

138. Gartner A., Nasmyth K., Ammerer G. Signal transduction in Saccharomyces cer-evisiae requires tyrosine and threonine phosphorylation of FUS3 and KSS1. Genes Dev., 1992, 6, 1280−1292.

139. Genoud T., Metraux J.-P. Crosstalk in plant cell signaling: structure and function of the genetic network. Trends Plant Sci., 1999, 4, 503−507.

140. Gerwins P., Blank J.L., Johnson G.L. Cloning of a novel mitogen-activated protein kinase kinase kinase, MEKK4, that selectively regulates the c-Jun amino terminal kinase pathway. J. Biol. Chem., 1997, 272, 8288−8295.

141. Gilles A.M., Presecan E., Vonica A., Lascu I. Nucleoside diphosphate kinase from human erythrocytes: structural characterization of the two polypeptide chains responsible for heterogeneity of the hexameric enzyme. J. Biol. Chem., 1991,266, 8784−8789.

142. Gimeno C.J., Fink G.R. The logic of cell division in the life cycle of yeast. Science, 1992, 257, 626.

143. Gimeno C.J., Ljungdahl P.O., Styles C.A., Fink G.R. Unipolar cell division in the yeast S. cerevisiae leads to filamentous growth: regulation by starvation andRAS. Cell, 1992, 68, 1077−1090.

144. Glick J.L., Meigs T.E., Casey P.J. G proteins II: Gq, Gn, and Gz. In: GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, 2000, pp. 35−66.

145. Goeschl J.D., Rap pa port L., Pratt H.K. Ethylene as a factor regulating the growth of pea epicotyls subjected to physical stress. Plant Physiol., 1966, 41, 877 884.

146. Grab D., Feger M., Ebel J. An endogenous factor from soybean (Glycinia max L.) cell culture activates phosphorylation of a protein which is dephosphorylated in vitro in elicitor challenged cells. Planta, 1989,179, 340−348.

147. Grabov A., Leung J., Giraudat J., Blatt M.R. Alteration of anion channel kinetics in wild-type and abil-1 transgenic Nicotiana benthamiana guard cells by ab-scisic acid. Plant J., 1997,12, 203−213.

148. Grbic V., Bleecker A.B. Ethylene regulates the timing of leaf senescense in Arabi-dopsis. Plant J., 1995, 8, 595−602.

149. Gribskov M., Fana F., Harper J., Hope D.A., Harmon A.C., Smith D.W., Tax F.E., Zhang G. PlantsP: a functional genomics database for plant phosphorylation. Nucleic Acids Res., 2001, 29, 111−113.

150. Groom L.A., Sneddon A.A., Alessi D.R., Dowd S., Keyse S.M. Differential regulation of the MAP, SAP and RK/p38 kinases by Pystl, a novel cytosolic dual-specificity phosphatase. EMBOJ., 1996,15, 3621−3632.

151. Guan K.L., Figueroa C., Brtva T.R., Zhu T., Taylor J., Barber T.D., Vojtek A.B. Negative regulation of the serine/threonine kinase B-Raf by Akt. J. Biol. Chem., 2000, 275, 27 354−27 359.

152. Gupta R., Huang Y., Kieber J., Luan S. Identification of a dual-specificity protein phosphatase that inactivates a MAP kinase from Arabidopsis. Plant J., 1998,16, 581−589.

153. Gupta S., Barrett T., Whitmarsh A.J., Cavanagh J., Sluss H.K., Derijard B., Davis R.J. Selective interaction of JNK protein kinase isoforms with transcription factors. EMBOJ., 1996, 15, 2760−2770.

154. Gupta S., Campbell D., Derijard B., Davis R.J. Transcription factor ATF2 regulation by the JNK signal transduction pathway. Science, 1995, 267, 389−393.

155. Guzman P., Ecker J.R. Exploiting the triple response of Arabidopsis to identify ethylene-related mutants. Plant Cell, 1990, 2, 513−523.

156. Hall A.E., Chen Q.G., Findell J.L., Schaller G.E., Bleecker A.B. The relationship between ethylene binding and dominant insensitivity conferred by mutant forms of the ETR1 ethylene receptor. Plant Physiol, 1999, 121, 291 299.

157. Hall M.A., Moshkov I.E., Novikova G.V., Mur L.A.J., Smith A.R. Ethylene signal perception and transduction: multiple paradigms? Biol Rev., 2001, 76, 103−128.

158. Halloran S.M., Vulliet P.R. Microtubule-associated protein kinase 2 phosphory-lates and activates tyrosine hydroxylase following depolarization of bovine adrenal chromaffin cells. J. Biol. Chem., 1994, 269, 30 960−30 965.

159. Ham J., Babij C., Whitfield J., Pfarr C.M., Lallemand D., Yaniv M., Rubin L.L. A c-Jun dominant negative mutant protects sympathetic neurons against programmed cell death. Neuron, 1995,14, 927−939.

160. Han J., Jiang Y., Li Z., Kravchenko V.V., Ulevitch R.J. Activation of the transcription factor MEF2C by the MAP kinase p38 in inflammation. Nature, 1997, 386, 296−299.

161. Han J., Lee J.-D., Bibbs L., Ulevitch R.J. A MAP kinase targeted by endotoxin and hyperosmolarity in mammalian cells. Science, 1994, 265, 808−811.

162. Harpham N.V.J., Berry A.W., Holland M.G., Moshkov I.E., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene binding sites in higher plants. Plant Growth Regul., 1996, 18, 71−77.

163. Harpham N.V.J., Berry A.W., Knee E.M., Roveda-Hoyos G., Raskin I., Sanders I.O., Smith A.R., Wood C.K., Hall M.A. The effect of ethylene on the growth and development of wild-type and mutant Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., 4w7. Bot., 1991, 68, 55−61.

164. Harris N., Taylor J.E., Roberts J.A. Isolation of a mRNA encoding a nucleoside diphosphate kinase from tomato that is up-regulated by wounding. Plant Mol. Biol., 1994, 25, 739−742.

165. Hawkins P.T., Eguinoa A., Qiu P.G., Stokoe D., Cooke F.T., Walters R., Wennstrom S., Evans T., Symons M., and Stephens L. (1995). PDGF stimulates an increase in GTP-Rac via activation of phosphoinositide 3-kinase. Curr. Biol., 1995,5,393−403.

166. Haycock J.W., Ahn N.G., Cobb M.H., Krebs E.G. ERK1 and ERK2, two micro-tubule-associated protein 2 kinases, mediate the phosphorylation of tyrosine hydroxylase at serine-31 in situ. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, 89, 23 652 369.

167. He C.-J., Morgan P.W., Drew M.C. Transduction of the ethylene signal is required for cell death and lysis in the root cortex of maize during aerenchyma formation induced by hypoxia. Plant Physiol., 1996,112, 463−472.

168. Heidecker G., Kolch W., Morrison D.K., Rapp U.R. The role of Raf-1 phosphorylation in signal transduction. Adv. Cancer Res., 1992, 58, 53−73.

169. Hermeking H., Lengauer C., Polyak K., He T.-C., Zhang L., Thiagalingam S., Kinzler K.W., Vogelstein B. 14−3-3o is a p53-regulated inhibitor of G2/M progression. Mol. Biol. Cell, 1997,1: 3−11.

170. Herskowitz I. MAP kinase pathways in yeast: for mating and more. Cell, 1995, 80, 187−197.

171. Hertel R., Thomson K.-St., Russo V.E.A. In vitro auxin binding to particulate cell fractions from corn coleoptiles. Planta, 1972,107, 325−340.

172. Hirai S.-I., Izawa M., Osada S.-I., Spyrou G., Ohno S. Activation of the JNKpathway by distantly related protein kinases, MEKK and MUK. Oncogene, 1996,12, 641−650.

173. Hirano M., Osada S.-I., Aoki T., Hirai S.-I., Hosaka M., Inoue J.-I., Ohno S.

174. MEK kinase is involved in tumor necrosis factor a-induced NF-kB activation and degradation of IkB;

175. Hirsch D.D., Stork P.J.S. Mitogen-activated protein kinase phosphatases inactivate stress-activated protein kinase pathways in vivo. J. Biol. Chem., 1997, 272, 4568−4575.

176. Hirt H. (Ed.) Results and Problems in Cell Differentiation: MAP Kinases in Plant signal Transduction. Heidelberg: Springer Verlag, 2000a.

177. Hirt H. Connecting oxidative stress, auxin, and cell cycle regulation through a plant mitogen-activated protein kinase pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000b, 97, 2405−2407.

178. Hocking T.J., Clapham J., Cattell K.J. Abscisic acid binding to subcellular fractions from leaves of Viciafaba. Planta, 1978,138, 303−304.

179. Holt K.H., Kasson B.G., Pessin J.E. Insulin stimulation of a MEK-dependent but ERK-independent SOS protein kinase. Mol. Cell. Biol., 1996,16, 577−583.

180. Hooykaas P.J.J., Hall M.A., Libbenga K.R. Biochemistry and Molecular Biology of Plant Hormones. (New Comprehensive Biochemistry. Vol. 33). Amsterdam: Elsevier Science B.V., 1999, 541 pp.

181. Hornberg C., Weiler E.W. High-affinity binding sites for abscisic acid on the plasmalemma of Vicia faba guard cells. Nature (London), 1984, 310, 321−324.

182. Howe L.R., Leevers S.J., Gomez N., Nakielny S., Cohen P., Marshall C.J.

183. Activation of the MAP kinase pathway by the protein kinase raf. Cell, 1992, 71, 335−342.

184. Hu M.C., Qiu W.R., Wang Y.P. JNK1, JNK2 and JNK3 are p53 N-terminal serine 34 kinases. Oncogene, 1997, 15,2277−2287.

185. Hua J., Chang C., Sun Q., Meyerowitz E.M. Ethylene insensitivity conferred by the Arabidopsis ERS gem. Science, 1995,269, 1712−1714.

186. Hua J., Meyerowitz E.M. Ethylene responses are negatively regulated by a receptor gene family in Arabidopsis thaliana. Cell, 1998, 94, 261−271.

187. Hua J., Sakai H., Nourizadeh S., Chen Q.G., Bleecker A.B., Ecker J.R., Meyerowitz E.M. EIN4 and ERS2 are members of the putative ethylene receptor gene family in Arabidopsis. Plant Cell, 1998, 10, 1321−1332.

188. Huang Y., Li H., Gupta P., Morris P., Luan S., Kieber J.J. AtMPK4, an Arabidopsis homolog of mitogen-activated protein kinase, is activated in vitro by AtMEKl through threonine phosphorylation. Plant Physiol, 2000, 122 1301−1310.

189. Hunter T. A thousand and one protein kinases. Cell, 1987, 50, 823−829.

190. Hunter T. Oncoprotein networks. Cell, 1997, 88, 333−346.

191. Hunter T. Protein kinases and phosphatases: the yin and yang of protein phosphorylation and signaling. Cell, 1995, 80, 225−236.

192. Hunter T., Plowman G.D. The protein kinases of budding yeast: six score and more. Trends Biochem. Sci., 1997, 22, 18−22.

193. Jang J.C., Leon P., Zhou L., Sheen J. Hexokinase as a sugar sensor in higher plants. Plant Cell, 1997, 9, 5−19.

194. Janknecht R., Hunter T. Activation of the Sap-la transcription factor by the c-Jun N-terminal kinase (JNK) mitogen-activated protein kinase. J. Biol. Chem., 1997, 272,4219−4224.

195. Jelinek T., Catling A.D., Reuter C.W., Moodie S.A., Wolfman A., Weber M.J. RAS and RAF-1 form signaling complex with MEK-1 but not MEK-2. Mol. Cell. Biol., 1994,14, 8212−8218.

196. Jerie P.H., Hall M.A. The identification of ethylene oxide as a major metabolite of ethylene in Vicia faba L. Proc. Royal Soc., London, Series B, 1978, 200, 8794.

197. Ji L., Arcinas M., Boxer L.M. The transcription factor, Nm23-H2, binds to and activates the translocated cmyc allele in Burkitt’s lymphoma. J. Biol. Chem., 1995, 270, 13 392−13 398.

198. Jiang Y., Gram H., Zhao M., New L., Gu J., Feng L., Dipadova F., Ulevitch R. J., Han J. Characterization of the structure and function of the fourth member of p38 group mitogen-activated protein kinases, p38d. J. Biol. Chem., 1997, 272,30 122−30 128.

199. Johnson L.N., Noble M.E., Owen D.J. Active and inactive protein kinases: structural basis for regulation. Cell, 1996, 85, 149−158.

200. Jonak C., Kiegerl S., Ligterink W., Barker P.J., Huskisson N.S., Hirt H. Stress signaling in plants: a mitogen-activated protein kinase pathway is activated by cold and drought. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 93, 11 274−11 279.

201. Jonak C., Pay A., Bogre L., Hirt H., Heberle-Bors E. The plant homolog of MAP kinase is expressed in a cell cycle-dependent and organ-specific manner. Plant J., 1993,3,611−617.

202. Jouannic S., Hamal A., Leprince A.-S., Tregear J.W., Kreis M., Henry Y.

203. Characterization of novel plant genes encoding MEKK/STE11 and RAF-related protein kinases. Gene, 1999a, 229, 171−181.

204. Jouannic S., Hamal A., Leprince A.-S., Tregear J.W., Kreis M., Henry Y. Plant MAP kinase kinase kinases structure, classification and evolution. Gene, 1999b, 233, 1−11.

205. Kallunki T., Su B., Tsigelny I., Sluss H.K., Derijard B., Moore G., Davis R.J., Karin M. JNK2 contains a specificitydetermining region responsible for efficient c-Jun binding and phosphorylation. Genes Dev., 1994, 8, 29 963 007.

206. Kamada Y., Qadota H., Python C.P., Anraku Y., Ohya Y., Levin D.E. Activation of yeast protein kinase C by Rhol GTPase. J. Biol. Chem., 1996, 271, 9193−9196.

207. Kang B.G., Yocum C.S., Burg S.P., Ray P.M. Ethylene and carbon dioxide: mediation of hypocotyls hook-opening response. Science, 1967,156, 958−959.

208. Kasibhatla S., Brunner T., Genestier L., Echeverri F., Mahboubi A., Green.

209. D.R. DNA damaging agents induce expression of Fas ligand and subsequent apoptosis in T lymphocytes via the activation of NF-kB and AP-1. Mol. Cell, 1998,1, 543−551.

210. Kazlauskas A., Cooper J.A. Protein kinase C mediates platelet-derived growth factor-induced tyrosine phosphorylation of p42. J. Cell Biol., 1988, 106, 1395−1402.

211. Keith B., Brown S., Srivastava L.M. In vitro binding of gibberellin A4 to extracts of cucumber measured by using DEAE-cellulose filters. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982, 79, 1515−1519.

212. Keith B., Foster N.A., Srivastava L.M. In vitro gibberellin A4 binding to extracts of cucumber hypocotyls. Plant Physiol., 1981, 68, 344−348.

213. Keyse S.M. Protein phosphatases and the regulation of MAP kinase activity. Semin. Cell Dev. Biol., 1998, 9, 143−152.

214. Kieber J.J. The ethylene response pathway in Arabidopsis. Annu. Rev. Plant Physiol. PlantMolec. Biol, 1997, 48, 277−296.

215. Kieber J.J., Rothenberg M., Roman G., Feldmann K.A., Ecker J.R. CTR1, a negative regulator of the ethylene response pathway in Arabidopsis, encodes a member of the raf family of protein kinases. Cell, 1993, 72, 427−441.

216. Knaus U.G., Morris S., Dong H. J., Chernoff J., Bokoch G.M. Regulation of human leukocyte p21-activated kinases through G protein-coupled receptors. Science, 1995, 269,221−223.

217. Knetsch M.L.W., Wang M., Snaar-Jagalska B.E., Heimovaara-Dijkstra S. Ab-scisic acid induces mitogen-activated protein kinase activation in barley aleu-rone protoplasts. Plant Cell, 1996, 8, 1061−1067.

218. Knight L.I., Rose R.C., Crocker W. Effects of various gases and vapors upon etiolated seedlings of the sweet pea. Science, 1910, 31, 635−636.

219. Koide H., Satoh T., Nakafuku M., Kaziro Y. GTP-dependent association of Raf-1 with Ha-Ras: identification of Raf as a target downstream of Ras in mammalian cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993, 90, 8683−8686.

220. Kolch W., Heidecker G., Lloyd P., Rapp U.R. Raf-1 protein kinase is required for growth of induced NIH/3T3 cells. Nature, 1991, 349, 426−428.

221. Kovtun Y., Chiu W.L., Tena G., Sheen J. Functional analysis of oxidative stress-activated mitogen-activated protein kinase cascade in plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, 97, 2940−2945.

222. Kovtun Y., Chiu W.L., Zeng W., Sheen J. Suppression of auxin signal transduction by a MAPK cascade in higher plants. Nature, 1998, 395, 716−720.

223. Kramer R.M., Roberts E.F., Striffler B.A., Johnstone E.M. Thrombin induces activation of p38 MAP kinase in human platelets. J. Biol. Chem., 1995, 270, 27 395−27 398.

224. Kranz J.E., Satterberg B., Elion E.A. The MAP kinase Fus3 associates with and phosphorylates the upstream signaling component Ste5. Genes Dev., 1994, 8: 313−327.

225. Krysan A., Jester P. J., Gottwald J.R., Sussman M.R. An Arabidopsis mitogen-activated protein kinase kinase kinase gene family encodes essential positive regulators of cytokinesis. Plant Cell, 2002,10, 1109−1120.

226. Kulaeva O.N., Corse J., Selivankina S.Yu. Effect of transand cz’s-zeatin and optical isomers of synthetic cytokinins on protein kinase activity in vitro. J. Plant Growth Regul., 1995,14, 41−47.

227. Kumar D., Klessig D.F. Differential induction of tobacco MAP kinases by the defense signals nitric oxide, salicylic acid, ethylene, and jasmonic acid. Mol. Plant-Microbe Interact., 2000,13, 347−351.

228. G.D., Rudy B., Schlessinger J. Protein tyrosine kinase PYK2 involved in2+.

229. H., Janosch P., Tanji M., Rosenfeld G.C., Waymire J.C., Mischar H., Kolch W., and Sedivy J.M. Regulation of RAF-1 kinase activity by the 14−3-3 family of proteins. EMBOJ., 1995,14, 685−696.

230. Q., Paredes M., Zhang J., Kosik K.S. Basal extracellular signal-regulated kinase activity modulates cell-cell and cell-matrix interactions. Mo I Cell. Biol., 1998,18, 3257−3265.

231. Q., Park H., Egger L.A., Inouye M. Nucleoside-diphosphate kinase-mediated signal transduction via histidyl-aspartyl phosphorylation systems in Escheri-hia coli. J. Biol. Chem., 1996, 271, 32 886−32 893.

232. Machida Y., Nakashima M., Morikiyo K., Banno H., Ishikawa M., Soyano T., Nishihama R. MAPKKK-related protein kinase NPK1: regulation of the M phase of plant cell cycle. J. Plant Res., 1998, 111, 243−246.

233. Madhani H.D., Fink G.R. The riddle of MAP kinase signaling specificity. Trends Genet., 1998,14, 151−155.

234. Madhani H.D., Styles C.A., Fink G.R. MAP kinases with distinct inhibitory functions impart signaling specificity during yeast differentiation. Cell, 1997, 91, 673−684.

235. Maeda M., Firtel R.A. Activation of the mitogen-activated protein kinase ERK2 by the chemoattractant folic acid in Dictyostelium. J. Biol. Chem., 1997, 272, 23 690−23 695.

236. Maeda T., Takekawa M., Saito H. Activation of yeast PBS2 MAPKK by MAPKKKs or by binding of an SH3-containing osmosensor. Science, 1995, 269, 554−558.

237. Manley J.L., Tacke R. SR proteins and splicing control. Genes Dev., 1996, 10, 1569−1579.

238. Manser E., Leung T., Salihuddin H., Zhao Z.S., Lim L. A brain serine/threonine protein kinase activated by Cdc42 and Racl. Nature, 1994, 367, 40−46.

239. MAPK Group (Ichimura K et al.) Mitogen-activated protein kinase cascades in plants: a new nomenclature. Trends Plant Sci., 2002, 7, 301−308.

240. Marais R., Light Y., Mason C., Paterson H., Olson M.F., Marshall C.J. Requirement of Ras-GTP-Raf complexes for activation of Raf-1 by protein kinase C. Science, 1998, 280,109−112.

241. Marais R., Light Y., Paterson H.F., Marshall C.J. Ras recruits Raf-1 to the plasma membrane for activation by tyrosine phosphorylation. EMBO J., 1995,14,3136−3145.

242. Marais R., Light Y., Paterson H.F., Mason C.S., Marshall C.J. Differential regulation of Raf-1, A-Raf, and B-Raf by oncogenic Ras and tyrosine kinases. J. Biol. Chem., 1997,272,4378−4383.

243. Marais R., Marshall C.J. Control of the ERK MAP kinase cascade by Ras and Raf. Cancer Surv., 1996, 27, 101−125.

244. Marcus S., Polverino A., Barr M., Wigler M. Complexes between STE5 and components of the pheromone-responsive mitogen-activated protein kinase module. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 1994, 91, 7762−7766.

245. Marks F. Protein Phosphorylation. New York: VCH Weinhem, 1996, 380 pp.

246. Marquardt B., Frith D., Stabel S. Signalling from TPA to MAP kinase requires protein kinase C, raf and MEK: reconstitution of the signalling pathway in vitro. Oncogene, 1994, 9, 3213−3218.

247. Marshall C.J. MAP kinase kinase kinase, MAP kinase kinase, and MAP kinase. Curr. Opin. Genet. Dev., 1994, 4, 82−89.

248. Marshall C.J. Specificity of receptor tyrosine kinase signaling: transient versus sustained extracellular signal-regulated kinase activation. Cell, 1995, 80, 179−185.

249. Marshall C.J., Leevers S.J. Mitogen-activated protein kinase activation by scrape loading of p21ras. Methods Enzymol., 1995, 255, 273−279.

250. Mason C.S., Springer C.J., Cooper R.G., Superti-Furga G., Marshall C.J., Marais R. Serine and tyrosine phosphorylations cooperate in Raf-1, but not B-Raf activation.EMBOJ., 1999,18, 2137−2148.

251. Mattoo A.J., White W.B. Regulation of ethylene biosynthesis. In: The Plant Hormone Ethylene, Mattoo A.K., Suttle J.C. (eds.), Boca Raton: CRC Press, 1991, pp. 21−42.

252. McCarty D.R., Chory J. Conservation and innovation in plant signaling pathways. Cell, 2000,103, 201−209.

253. Meyer C.F., Wang X., Chang C., Templeton D., Tan T.-H. Interaction between c-Rel and the mitogen-activated protein kinase kinase kinase 1 signaling cascade in mediating kB enhancer activation. J. Biol. Chem., 1996, 271, 8971— 8976.

254. Michaud N.R., Fabian J.R., Mathes K.D., Morrison D.K. 14−3-3 is not essential for Raf-1 function: identification of Raf-1 proteins that are biologically activated in a 14−3-3- and Ras-independent manner. Mol. Cell. Biol., 1995, 15, 3390−3397.

255. Mikolajczyk M., Awotunde O., Muszynska G., Klessig D., Dobrowolska G.

256. Osmotic stress induces rapid activation of a salicylic acid-induced protein kinase and a homolog of protein kinase ASK1 in tobacco cells. Plant Cell, 2000,12, 165−178.

257. Milarski K.L., Saltiel A.R. Expression of catalytically inactive Syp phosphatase in 3T3 cells blocks simulation of mitogen-activated protein kinase by insulin. J. Biol. Chem., 1994, 269, 21 239−21 243.

258. Millar J.B., Russell P., Dixon J.E., Guan K.L. Negative regulation of mitosis by two functionally overlapping PTPases in fission yeast. EMBO J., 1992, 11, 4943−4952.

259. Milne D.M., Campbell L.E., Campbell D.G., Meek D.W. p53 is phosphorylated in vitro and in vivo by an ultraviolet radiation-induced protein kinase characteristic of the c-Jun kinase, JNK1. J. Biol. Chem., 1995, 270, 5511−5518.

260. Miltenberger R.J., Cortner J., Farnham P.J. An inhibitory Raf-1 mutant suppresses expression of a subset of v-raf-activated genes. J. Biol. Chem., 1993, 268,15 674−15 680.

261. MinkofF R., Bale E.S., Kerr C.A., Struss W.E. Antisense oligonucleotide blockade of connexin expression during embryonic bone formation: evidence of functional compensation within a multigene family. Dev. Genet., 1999, 24, 43−56.

262. Minshull J., Sun H., Tonks N.K., Murray A.W. A MAP kinase-dependent spindle assembly checkpoint in Xenopus egg extracts. Cell, 1994, 79, 475¹⁸⁶.

263. Mischak H., Seitz Т., Janosch P., Eulitz M., Steen H., Schellerer M., Philipp A., Kolch W. Negative regulation of Rafl by phosphorylation of serine 621. Mol. Cell Biol, 1996, 16, 5409−5418.

264. Mockaitis K., Howel S.H. Auxin induces mitogenic activated protein kinase (МАРК) activation in roots of Arabidopsis seedlings. Plant J., 2000, 24, 785−796.

265. Moisyadi S., Dharmasiri S., Harrington H.M., Lukas T.J. Characterization of a low molecular mass autophosphorylated protein in cultured sugarcane cells and its identification as a nucleoside diphosphate kinase. Plant Physiol., 1994, 104, 1401−1409.

266. Moodie S.A., Wolfman A. The 3Rs of life: Ras, Raf and growth regulation. Trends Genet. 1994, 10, 44−48.

267. Morris P.C., Guerrier D., Leung J., Giraudat J. Cloning and characterization of MEK1, an Arabidopsis gene encoding a homologue of MAP kinase kinase. Plant Mol. Biol, 1997, 35, 1057−1064.

268. Mosch H.U., Roberts R.L., Fink G.R. Ras2 signals via the Cdc42/Ste20/mitogen-activated protein kinase module to induce filamentous growth in Saccharo-myces cerevisiae. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 1996, 93, 5352−5356.

269. Moshkov I.E., Mur L.A.J., Novikova G.V., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene regulates monomeric GTP-binding protein gene expression and activity in Arabidopsis thaliana. Plant Physiol, 2002a (submitted).

270. Moshkov I.E., Novikova G.V., Mur L.A.J., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene rapidly upregulates the activities of both monomeric GTP-binding proteins and protein kinase (s) in epicotyls of Pisum sativum L. Plant Physiol, 2002b (submitted).

271. Mulligan G.J., Wong J., Jacks T. pi30 is dispensable in peripheral T lymphocytes: evidence for functional compensation by pi07 and pRB. Mol. Cell. Biol., 1998,18, 206−220.

272. Mumby S.M. G proteins I: G3 and Gi. In: GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, 2000, pp. 1−34.

273. Munoz-Dorado J., Almaula N., Inouye S., Inouye M. Autophosphorylation of nucleoside diphosphate kinase from Myxococcus xanthus. J. Bacteriol., 1993,175, 1176−1181.

274. Munoz-Dorado J., Inouye S., Inouye M. Nucleoside diphosphate kinase from Myxococcus xanthus. II. Biochemical characterization. J. Biol. Chem., 1990, 265, 2707−2712.

275. Murphy G. J.P. A reassessment of the binding of naphthaleneacetic acid by membrane preparations from maize. Planta, 1980,149, 417−426.

276. Neljubow D. Uber die horizontale Nutation der Stengel von Pisum sativum und einiger anderer Pflanzen. Beih. Bot. Zentralle, 1901,10, 128−139.

277. Nielsen O., Davey J., Egel R. The rasl function of Schizosaccharomyces pombe mediates pheromone-induced transcription. EMBO J., 1992,11, 1391−1395.

278. Ninomiya-Tsuji J., Kishimoto K., Hiyama A., Inoue J., Cao Z., Matsumoto K. The kinase TAK1 can activate the NIK-IkB as well as the MAP kinase cascade in the IL-1 signalling pathway. Nature, 1999, 398, 252−256.

279. Nishihama R., Ishikawa M., Araki S., Soyano T., Asada T., Machida Y. The NPK1 mitogen-activated protein kinase kinase kinase is a regulator of cellplate formation in plant cytokinesis. Genes Dev., 2001, 15, 352−363.

280. Nishihama R., Soyano T., Ishikawa M., Araki S., Tanaka H., Asada T., Irie K., Ito M., Terada M., Banno H., Yamazaki Y., Machida Y. Expansion of the cell plate in plant cytokinesis requires a kinesin-like protein/MAPKKK complex. Cell, 2002, 109, 87−99.

281. Nooden L.D., Leopold A.C. (eds.) Senescence and Aging in Plants. San Diego: Academic Press, 1988.

282. Normand G., Hartman M.A., Schuber F., Benveniste P. Characterisation de membranes de coleoptiles de mais fixant l’auxine et l’acide N-naphtyl phtalmique. Physiol. Veg., 1975, 13, 743−761.

283. Novikova G.V., Moshkov I.E., Smith A.R., Hall M.A. The effect of ethylene on GTP binding in extracts from pea seedlings. Planta, 1997, 201, 1−8.

284. Novikova G.V., Moshkov I.E., Smith A.R., Hall M.A. The effect of ethylene on MAPKinase-like activity in Arabidopsis thaliana. FEBSLett., 2000, 474, 2932.

285. Novikova G.V., Moshkov I.E., Smith A.R., Kulaeva O.N., Hall M.A. The effect of ethylene and cytokinin on guanosine 5'-triphosphate binding and protein phosphorylation in leaves of Arabidopsis thaliana. Planta, 1999, 208, 239 246.

286. Niihse T.S., Peck S.C., Hirt H., Boiler T. Microbial elicitors induce activation and dual phosphorylation of the Arabidopsis thaliana MAPK6. J. Biol. Chem., 2000, 275, 7521−7526.

287. O’Farrell P.H. High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins. J. Biol Chem., 1975, 250, 4007−4021.

288. Oehlen L.J., McKinney J.D., Cross F.R. Stel2 and Mcml regulate cell cycle-dependent transcription of FAR1. Mol. Cell Biol, 1996,16, 2830−2837.

289. Ogata A., Chauhan D., Teoh G., Treon S.P., Urashima M., Schlossman R.L., Anderson K.C. IL-6 triggers cell growth via the Ras-dependent mitogen-activated protein kinase cascade. J. Immunol, 1997,159, 2212−2221.

290. Orlov N.Y., Orlova T.G., Nomura K., Hanai K., Kimura N. Transducin-mediated, isoform-specific interaction of recombinant rat nucleoside diphosphate kinases with bleached bovine retinal rod outer segment membranes. FEBSLett, 1996, 389, 186−190.

291. Osborne D.J. Abscission. Crit. Rev. Plant Sci., 1989, 8, 103−129.

292. Pages G., Lenormand P., L’Allemain G., Chambard J.C., Meloche S., Pouyssegur J. Mitogen-activated protein kinase p42mapk and p44mapk are required for fibroblast proliferation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993, 90, 8319−8323.

293. Pan L., Kawai M., Yano A., Uchimiya H. Nucleoside diphosphate kinase required for coleoptile elongation in rice. Plant Physiol., 2000, 122, 447−452.

294. Parkinson J.S., Kofoid E.C. Communication modules in bacterial signalling proteins. Annu. Rev. Genet, 1992, 26, 71−112.

295. Parks R.E. Jr., Agarwal R.P. Nucleoside diphosphokinases. In: The Enzymes, Boyer P.D. (ed.), 8, New-York: Academic Press, 1973, pp. 307−333.

296. Pei Z.-M., Kuchitsu K., Ward J.M., Schwarz M., Schroeder J.I. Differential ab-scisic acid regulation of guard cell slow anion channels in Arabidopsis wildtype and abil and abi2 mutants. Plant Cell, 1997, 9, 409−423.

297. Peng X., Angelastro J.M., Greene L.A. Tyrosine phosphorylation of extracellular signal-regulated protein kinase 4 in response to growth factors. J. Neuro-chem., 1996, 66, 1191−1197.

298. Peraldi P., Zhao Z.H., Filloux C., Fisher E.H., Vanobberghen E. Protein tyrosine phosphatase 2C is phosphorylated and inhibited by 44-kDa mitogen-activated protein kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91, 5002−5006.

299. Peter M., Gartner A., Horecka J., Ammerer G., Herskowitz I. FAR1 links the signal transduction pathway to the cell cycle machinery in yeast. Cell, 1993, 73: 747−760.

300. Polya G.M., Davis A.W. properties of high-affinity cytokinin-binding protein from wheat germ. Planta, 1978,139, 139−147.

301. Posas F., Saito H. Osmotic activation of the hog MAPK pathway via Stellp MAPKKK: scaffold role of Pbs2p MAPKK. Science, 1997, 276, 1702−1705.

302. Postel E.H., Berberich S.J., Flint S.J., Ferrone C.A. Human c-myc transcription factor puf identified as nm-23-H2 nucleoside diphosphate kinase, a candidate supressor of tumor metastasis. Science, 1993, 261, 478−480.

303. Printen J.A., Sprague G.F.J. Protein-protein interaction in the yeast pheromone response pathway: Ste5p interacts with all members of the MAP kinase cascade. Genetics, 1994, 138, 609−619.

304. Proud C.G. Translation: turned on by insulin. Nature, 1994, 371, 747−748.

305. Qui M.S., Green S.H. PC 12 cell neuronal differentiation is associated with prolonged p21ras activity and consequent prolonged ERK activity. Neuron, 1992, 9, 705−717.

306. Quimby B.B., Wilson C.A., Corbett A.H. The interaction between Ran and NTF2 is required for cell cycle progression. Mol. Biol. Cell, 2000,11, 2617−2629.

307. Rajasekhar V.K., Lamb C., Dixon R.A. Early events in the signal pathway for the oxidative burst in soybean cell exposed to avirulent Pseudomonas syringae pv glycinea. Plant Physiol., 1999,120, 1137−1146.

308. Rana A., Gallo K., Godowski P., Hirai S.-I., Ohno S., Zon L., Kyriakis J.M., Avruch J. The mixed lineage kinase SPRK phosphorylates and activates the stress-activated protein kinase activator, SEK-1. J. Biol. Chem., 1996, 271, 19 025−19 028.

309. Rauser W.E., Horton R.F. Rapid effects of indole acetic acid on the growth of intact pea roots. Plant Physiol., 1975, 55, 443−447.

310. Ray L.B., Sturgill T.W. Insulin-stimulated microtubule-associated protein kinase is phosphorylated on tyrosine and threonine in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, 85, 3753−3757.

311. Ray L.B., Sturgill T.W. Rapid stimulation by insulin of a serine threonine kinase in 3T3-L1 adipocytes that phosphorylates microtubule-associated protein 2 in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, 84, 1502−1506.

312. Ray P.M., Dohrmann V., Hertel R. Characterization of naphthaleneacetic acid binding to receptor sites on cellular membranes of maize coleoptiles tissue. Plant Physiol., 1977a, 59, 594−599.

313. Ray P.M., Dohrmann V., Hertel R. Specificity of auxin-binding sites on maize coleoptile membranes as possible receptor sites for auxin action. Plant Physiol., 1977b, 60,585−591.

314. Raz V., Fluhr R. Ethylene signal is transduced via protein phosphorylation events in plants. Plant Cell, 1993, 5, 523−530.

315. Ren D.T., Yang H.P., Zhang S.Q. Cell death mediated by MAPK is associated with hydrogen peroxide production in Arabidopsis. J. Biol. Chem., 2002, 111, 559−565.

316. Reszka A.A., Seger R., Diltz C.D., Krebs E.G., Fisher E.H. Association of mito-gen-activated protein kinase with the microtubule cytoskeleton. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1995, 92, 8881−8885.

317. Reuther G.W., Pendergast A.M. The roles of 14−3-3 proteins in signal transduction. Vitam. Horm., 1996, 52,149−175.

318. Roberts R.L., Fink G.R. Elements of a single MAP kinase cascade in Saccharo-myces cerevisiae mediate two developmental programs in the same cell type: mating and invasive growth. Genes Dev., 1994, 8,2974−2985.

319. Rodriguez F.I., Esch J.J., Hall A.E., Binder B.M., Schaller G.E., Bleecker A.B. A copper cofactor for the ethylene receptor ETR1 from Arabidopsis. Science, 1999, 283, 996−998.

320. Rodriguez P.L., Leube M.P., Grill E. ABI2, a second protein phosphatase 2C involved in abscisic acid signal transduction in Arabidopsis thaliana. FEBS Lett, 1998, 421, 185−190.

321. Roman G., Lubarsky B., Kieber J.J., Rothenberg M., Ecker J.R. Genetic analysis of ethylene signal transduction in Arabidopsis thaliana: five novel mutant loci integrated into a stress response pathway. Genetics, 1995, 139, 13 931 409.

322. Rommel C., Clarke B.A., Zimmermann S., Nunez L., Rossman R., Reid K., Moelling K., Yancopoulos G.D., Glass D.J. Differentiation stage-specific inhibition of the Raf-MEK-ERK pathway by Akt. Science, 1999, 286, 17 381 741.

323. Rossomando A.J., Payne D.M., Weber M.J., Sturgill T.W. Evidence that pp42, a major tyrosine kinase target protein, is a mitogen-activated serine/threonine protein kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989, 86, 6940−6943.

324. Rozakis-Adcock M., Van der Geer P., Mbamalu G., Pawson T. MAP kinase phosphorylation of MSOS1 promotes dissociation of MSOS1-SHC and MSOS1-EGF receptor complexes. Oncogene, 1995,11, 1417−1426.

325. Russell M., Lange-Carter C.A., Johnson G.L. Direct interaction between Ras and the kinase domain of mitogen-activated protein kinase kinase kinase (MEKK1). J. Biol. Chem., 1995,270: 11 757−11 760.

326. Sakai H., Hua J., Chen Q.G., Chang C., Medrano L.J., Bleecker A.B., Mey-erowitz E.M. ETR2 is an ETRl-Mke gene involved in ethylene signalling in Arabidopsis. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 1998, 95, 5812−5817.

327. Salmeron A., Ahmad T.B., Carlile G.W., Pappin D., Narsimhan R.P., Ley S.C. Activation of MEK-1 and SEK-1 by Tpl-2 proto-oncoprotein, a novel MAP kinase kinase kinase. EMBOJ., 1996,15, 817−826.

328. Sam^ima I., Mackie S., Fantes P.A. Multiple modes of activation of the stress-responsive MAP kinase pathway in fission yeast. EMBO J., 1997, 16, 61 626 170.

329. Sanchez I., Hughes R.T., Mayer B.J., Yee K., Woodgett J.R., Avruch J., Kyri-akis J.M., Zon L.I. Role of SAPK/ERK kinase-1 in the stress-activated pathway regulating transcription factor c-Jun. Nature, 1994, 372: 794−798.

330. Sanders I.O., Harpham N.V.J., Raskin I., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene binding in wild type and mutant Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Ann. Bot., 1991a, 68, 97−103.

331. Sanders I.O., Ishizawa K., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene binding and action in rice seedlings. Plant Cell Physiol., 1990, 31, 1091−1099.

332. Sanders I.O., Smith A.R., Hall M.A. Ethylene binding in Pisum sativum L. cv. Alaska. Planta, 1991b, 183, 209−217.

333. Sanders I.O., Smith A.R., Hall M.A. The measurement of ethylene binding and metabolism in plant tissue. Planta, 1989,179, 97−103.

334. Sasaoka T., Langlois W.J., Leitner J.W., Draznin B., Olefsky J.M. The signaling pathway coupling epidermal growth factor receptors to activation of p21ras. J. Biol. Chem., 1994, 269, 32 621−32 625.

335. Sauma S., Friedman E. Increased expression of protein kinase C beta activates ERK3. J. Biol. Chem., 1996, 271, 11 422−11 426.

336. Savaldi-Goldstein S., Sessa G., Fluhr R. The ethylene-inducible PK12 kinase mediates the phosphorylation of SR splicing factors. Plant J., 2000, 21, 91−96.

337. Sawada T., Milarski K.L., Saltiel A.R. Expression of a catalytically inert Syp blocks activation of MAP kinase pathway downstream of p21ras. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1995, 214, 737−743.

338. Schaeffer H.J., Catling A.D., Eblen S.T., Collier L.S., Krause A., Weber M.J. MP1: a MEK binding partner that enhances enzymatic activation of the MAP kinase cascade. Science, 1998,281, 1668−1671.

339. Schaertl S., Konrad M., Geeves M.A. Substrate specificity of human nucleoside diphosphate kinase revealed by transient kinetic analysis.. Biol. Chem., 1998, 273, 5662−5669.

340. Schaller G.E., Bleecker A.B. Ethylene binding sites generated in yeast expressing the Arabidopsis ETR1 gene. Science, 1995, 270, 1809−1811.

341. Schaller G.E., Ladd A.N., Lanahan M.B., Spanbauer J.M., Bleecker A.B. The ethylene response mediator ETR1 from Arabidopsis forms a disulfide-linked dimer .J.Biol. Chem., 1995, 270, 12 526−12 530.

342. Seger R., Krebs E.G. The МАРК signaling cascade. FASEB J., 1995, 9, 726−735.

343. Seo S., Okamoto M., Seto H., Ishizuka K., Sano H., Ohashi Y. Tobacco MAP kinase: a possible mediator in wound signal transduction pathways. Science, 1995,270, 1988;1992.

344. Seo S., Sano H., Ohashi Y. Jasmonate-based wound signal transduction requires activation of WIPK, a tobacco mitogen-activated protein kinase. Plant Cell, 1999,11, 289−298.

345. Sessa G., Raz V., Savaldi S., Fluhr R. PK 12, a plant dual-specificity protein kinase of the LAMMER family, is regulated by the hormone ethylene. Plant Cell, 1996, 8, 2223−2234.

346. Sexton R., Roberts J.A. Cell biology of abscission. Annu. Rev. Plant Physiol., 1982, 33, 133−162.

347. Sheen J. Mutational analysis of a protein phosphatase 2C involved in abscisic acid signal transduction in higher plants. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1998, 95, 975−980.

348. Shibaoka H. Microtubules and regulation of cell morphogenesis by plant hormones. In: The Cytoskeletal Basis of Plant Growth and Form, Lloyd C.W. (ed.).

349. Shieh J.C., Wilkinson M.G., Buck V., Morgan B.A., Makino K., Millar J.B.

350. The Mcs4 response regulator coordinately controls the stress-activated Wakl-Wisl-Styl MAP kinase pathway and fission yeast cell cycle. Genes Dev., 1997,11: 1008−1022.

351. Shioazaki K., Shiozaki M., Russell P. Mcs4 mitotic catastrophe suppressor regulates the fission yeast cell cycle through the Wikl-Wis-l-Spcl kinase cascade. Mol. Biol Cell, 1997, 8,409¹¹⁹.

352. Sisler E.C. Ethylene binding receptors is there more than one? In: Plant Growth Substances. Pharis R.P., Roods S.B. (eds.), Berlin: Springer-Verlag, 1990, pp. 192−200.

353. Sisler E.C. Measurement of ethylene binding in plant tissue. Plant Physiol, 1979, 64, 538−542.

354. Sisler E.C., Blankenship S.M., Guest M. Competition of cyclooctenes and cyclooctadienes for ethylene binding and activity in plants. Plant Growth Regul., 1990, 9, 157−164.

355. Smith M.R., Degudicibus S.J., Stacey D.W. Requirement for c-ras proteins during viral oncogene transformation. Nature, 1986, 320: 540−543.

356. Solano R., Stepanova A., Chao Q., Ecker J.R. Nuclear events in ethylene signalling: a transduction cascade mediated by ETHYLENE INSENSITIVE3 and ETHYLENE RESPONSE FACTOR 1. Genes Dev., 1998,12, 3703−3714.

357. Sontag E., Fedorov S., Kamibayashi C., Robbins D., Cobb M., Mumby M. The interaction of SV40 small tumor antigen with protein phosphatase 2A stimulates theMAP kinase pathway and induces cell proliferation. Cell, 1993, 75, 887−897.

358. Sopory S.K., Munshi M. Protein kinases and phosphatases and their role in cellular signaling in plants. Crit. Rev. Plant Sci., 1998,17, 245−318.

359. Stein B., Yang M.X., D. Young B., Janknecht R., Hunter T., Murray B.W., Barbosa M.S. p38−2, a novel mitogen-activated protein kinase with distinct properties. J. Biol. Chem., 1997, 272, 19 509−19 517.

360. Stephenson K., Hoch J.A. PAS-A domain of phosphorelay sensor kinase A: a catalytic ATP-binding domain involved in the initiation of development in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, 98, 15 251−15 256.

361. Stoddart J.L. Interaction of 3H-gibberellin Ai with a subcellular fractions from lettuce (Lactuca sativa L.) hypocotyls. I. Kinetics of labeling. Planta, 1979a, 146, 353−361.

362. Stoddart J.L. Interaction of 3H-gibberellin Aj with a subcellular fractions from lettuce (Lactuca sativa L.) hypocotyls. II. Stability and properties of the association. Planta, 1979b, 146, 363−368.

363. Stoddart J.L., Williams P.D. Interaction of 3H-gibberellin Ai with a subcellular fractions from lettuce (.Lactuca sativa L.) hypocotyls. Requirement for protein synthesis. Planta, 1979,147, 264−268.

364. Storm S.M., Cleveland J.L., Rapp U.R. Expression of raf family proto-oncogenes in normal mouse tissues. Oncogene, 1990, 5, 345−351.

365. Stratmann J.W., Ryan C.A. Myelin basic protein kinase activity in tomato leaves is induced systemically by wounding and increases in response to systemin and oligosaccharide elicitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94, 1 108 511 089.

366. Sturgill T.W., Ray L.B., Erickson E., Mailer J.L. Insulin-stimulated MAP-2 kinase phosphorylates and activates ribosomal protein S6 kinase II. Nature, 1988, 334,715−718.

367. Sugden P.H., Clerk A. Regulation of the ERK subgroup of MAP kinase cascades through G protein-coupled receptors. Cell. Signal., 1997, 9, 337−351.

368. Suzuki K., Shinshi H. Transient activation and tyrosine phosphorylation of a protein kinase in tobacco cells treated with a fungal elicitor. Plant Cell, 1995, 7, 639−647.

369. Takegami T., Yoshida K. Isolation and purification of cytokinin-binding protein from tobacco leaves by affinity column chromatography. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1975, 67, 782−789.

370. Taniguchi T. Cytokine signaling through nonreceptor protein tyrosine kinases. Science, 1995,268,251−255.

371. Tappeser B., Wellnitz D., Klambt D. Auxin affinity proteins prepared by affinity chromatography. Z. Pflanzenphysiol., 1981, 101, 295−302.

372. ClustalX Windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res., 1997, 24, 48 764 882.

373. Tibbies L.A., Ing Y.L., Kiefer F., Chan J., Iscove N., Woodgett J.R., Lassam.

374. Tournier C., Whitmarsh A.J., Cavanagh J., Barrett T., Davis R.J. Mitogen-activated protein kinase kinase 7 is an activator of the c-Jun NH2-terminal kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94, 7337−7342.

375. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, 76, 4350−4354.

376. Treisman R. Regulation of transcription by MAP kinase cascades. Curr. Opin. Cell Biol., 1996, 8, 205−215.

377. Ulm R., Revenkova E., di Sansebastiano G.P., Bechtold N., Paszkowski J. Mi-togen-activated protein kinase phosphatase is required for genotoxic stress relief in Arabidopsis. Genes Dev., 2001,15, 699−709.

378. Urano T., Takamiya K., Furukawa K., Shiku H. b Molecular cloning and functional expression of the second mouse Nm23/NDP kinase gene, Nm23-M2. FEBSLett, 1992, 309, 358−362.

379. Usami S., Banno H., Ito Y., Nishihama R., Machida Y. Cutting activates a 46-kilodalton protein kinase in plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 8660−8664.

380. Valgeirsdottir S., Ruusala A., Heldin C.-H. MEK is a negative regulator of Stat5b in PDGF-stimulated cells. FEBSLett., 1999, 450, 1−7.

381. Van Aelst L., Barr M., Marcus S., Polverino A., Wigler M. Complex formation between Ras and Raf and other protein kinases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993,90, 6213−6217.

382. Venis M.A., Napier R.M. Auxin receptors and auxin binding proteins. Crit. Rev. Plant ScL, 1995,14, 27−47.

383. Vossler M.R., Yao H., York R.D., Pan M.G., Rim C.S., Stork P.J. cAMP activates MAP kinase and Elk-1 through a B-Rafand Rap 1-dependent pathway. Cell, 1997, 89, 73−82.

384. Wagner P.D., Steeg P. S., Vu N.-D. Two-component kinase-like activity of nm23 correlates with its motility-suppressing activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, 94, 9000−9005.

385. Wagner P.D., Vu N.-D. Histidine to aspartate phosphotransferase activity of nm23 proteins: phosphorylation of aldolase C on Asp-319. Biochem. J., 2000, 346, 623−630.

386. Wagner P.D., Vu N.-D. Phosphorylation of ATP-citrate lyase by nucleoside diphosphate kinase. J. Biol. Chem., 1995, 270, 21 758−21 764.

387. Wang L.M., Keegan A.D., Paul W.E., Heidaran M.A., Gutkind J.S., Pierce J.H.1.-4 activates a distinct signal transduction cascade from IL-3 in factor-dependent myeloid cells. EMBOJ., 1992, 11, 4899^1908.

388. Wang X., Ron D. Stress-induced phosphorylation and activation of the transcription factor CHOP (GADD153) by p38 MAP kinase. Science, 1996, 272, 1347−1349.

389. Wang Y., Li N. A cDNA sequence isolated from the ripening tomato fruit encodes a putative protein kinase. Plant Physiol., 1997,114, 1135.

390. Warbrick E., Fantes P.A. The wisl protein kinase is a dosage-dependent regulator of mitosis in Schizosaccharomyces pombe. EMBOJ., 1991, 10, 4291−4299.

391. Ward S.G., Parry R.V., Matthews J., O’Neill L. A p38 MAP kinase inhibitor SB203580 inhibits CD28-dependent T cell proliferation and IL-2 production. Biochem. Soc. Trans., 1997, 25, 304S.

392. Waskiewicz A.J., Cooper J. Mitogen and stress response pathways, MAP kinase cascades and phosphatase regulation in mammals and yeast. Curr. Opin. Cell Biol., 1995, 7, 798−802.

393. Waters S.B., Holt K.H., Ross S.E., Syu L.J., Guan K.L., Saltiel A.R., Koretzky G.A., Pessin J.E. Desensitization of Ras activation by a feedback dissociation of the SOS-Grb2 complex. J. Biol. Chem., 1995, 270, 20 883−20 886.

394. Whiteway M.S., Wu C., Leeuw T., Clark K., Fourest-Lieuvin A., Thomas D.Y., Leberer E. Association of the yeast pheromone response G protein beta gamma subunits with the MAP kinase scaffold Ste5p. Science, 1995, 269, 1572−1575.

395. Whitmarsh A.J., Davis R.J. Transcription factor AP-1 regulation by mitogen-activated protein kinase signal transduction pathways. J. Mol. Med., 1996, 74, 589−607.

396. Widmann C., Gerwins P., Lassignal Johnson N., Jarpe M.B., Johnson G.L.

397. MEKK1, a substrate for DEVD-directed caspases, is involved in genotoxin-induced apoptosis. Mol. Cell. Biol., 1998,18, 2416−2429.

398. Widmann C., Gibson S., Jarpe M.B., Johnson G.L. Mitogen-activated protein kinase: conservation of a three-kinase module from yeast to human. Physiol. Rev., 1999, 79, 143−180.

399. Widmann С., Lassignal Johnson N., Gardner A.M., Smith R.J., Johnson G.L.

400. Potentiation of apoptosis by low dose stress stimuli in cells expressing activated MEK kinase 1. Oncogene, 1997,15, 2439−2447.

401. Willians N.T., Roberts T.M. Signal transduction pathways involving the Raf proto-oncogene. Cancer Metastasis Rev., 13, 105−116.

402. Wilson C., Voronin V., Touraev A., Vicente O., Heberle-Bors E. A developmen-tally regulated MAP kinase activated by hydration in tobacco pollen. Plant Cell, 1997, 9, 2093;2100.

403. Winston L.A., Hunter T. Intracellular signalling: putting JAKs on the kinase MAP. Curr. Biol., 1996, 6, 668−671.

404. Xia Z., Dickens M., Raingeaud J., Davis R.J., Greenberg M.E. Opposing effects of ERK and JNK-p38 MAP kinases on apoptosis. Science, 1995, 270, 13 261 331.

405. Xiao S., Rose D.W., Sasaoka Т., Maegawa H., Burke T.R., Roller P.P., Shoel-son S.E., Olefsky J.M. Syp (SH-PTP2) is a positive mediator of growth factor-stimulated mitogenic signal transduction. J. Biol. Chem., 1994, 269, 21 244−21 248.

406. Xu H.P., White M., Marcus S., Wigler M. Concerted action of Ras and G proteins in the sexual response pathways of Schizosaccharomyces pombe. Mol. Cell. Biol, 1994,14, 50−58.

407. Xu Q., Fu H.H., Gupta P., Luan S. Molecular characterization of a tyrosine-specific protein phosphatase encoded by a stress-responsive gene in Arabi-dopsis. Plant Cell, 1998, 10, 849−857.

408. Yakovleva L.A., Kulaeva O.N. The effect of phytohormones on phosphorylation of ribosomal proteins in detached pumpkin cotyledons. Biochem. Physiol. Pflanzen, 1987,182, 359−365.

409. Yamaguchi K., Shirakabe K., Shibuya H., Irie K., Oishi I., Ueno N., Taniguchi T., Nishida E., Matsumoto K. Identification of a member of the MAPKKK family as a potential mediator of TGF-J3 signal transduction. Science, 1995, 270,2008;2011.

410. Yang D.D., Kuan C.Y., Whitmarsh A.J., Rincon M., Zheng T.S., Davis R.J., Rakic P., Flavell R.A. Absence of excitotoxicity-induced apoptosis in the hippocampus of mice lacking the Jnk3 gene. Nature, 1997, 389, 865−870.

411. Yang K.Y., Liu Y., Zhang S. Activation of a mitogen-activated protein kinase pathway is involved in disease resistance in tobacco. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001, 98, 741−746.

412. Yang S.F., Hoffman N.E. Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants. Annu. Rev. Plant Physiol., 1984, 35, 155−189.

413. Yeung K., Seitz T., Li S., Janosch P., McFerran B., Kaiser C., Fee F., Katsanakis K.D., Rose D.W., Mischak H., Sedivy J.M., Kolch W. Suppression of Raf-1 kinase activity and MAP kinase signalling by RKIP. Nature, 1999, 401, 173−177.

414. Yin M.-J., Christerson L.B., Yamamoto Y., Kwak Y.-T., Xu S., Mercurio F., Barbosa M., Cobb M.H., Gaynor R.B. HTLV-1 Tax protein binds to MEKK1 to stimulate IkB kinase activity and NF-kB activation. Cell, 1998, 93, 875−884.

415. Yip-Schneider M.T., Miao W., Lin A., Barnard D.S., Tzivion G., Marshall.

416. M.S. Regulation of the Raf-1 kinase domain by phosphorylation and 14−3-3 association. Biochem. J., 2000, 351, 151−159.

417. Yuasa T., Ichimura K., Mizoguchi T., Shinozaki K. Oxidative stress activates AtMPK6, an Arabidopsis homologue of MAP kinase. Plant Cell Physiol., 2001,42, 1012−1016.

418. Zaheer A., Lim R. In vitro inhibition of MAP kinase (ERK1/ERK2) activity by phosphorylated glia maturation factor (GMF). Biochemistry, 1996, 35, 62 836 288.

419. Zaitsevskaya-Carter T., Cooper J.A. Spml, a stress-activated MAP kinase that regulates morphogenesis in S. pombe. EMBO J., 1997,16, 1318−1331.

420. Zecevic M., Catling A.D., Eblen S.T., Renzi L., Hittle J.C., Yen T.J., Gorbsky G.J., Weber M.J. Active MAP kinase in mitosis: localization at kinetocho-res and association with motor protein CENP-E. J. Cell Biol., 1998, 142, 1547−1558.

421. Zervos A.S., Faccio L., Gatto J.P., Kyriakis J.M., Brent R. Mxi2, a mitogen-activated protein kinase that recognizes and phosphorylates Max protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 10 531−10 534.

422. Zhang B.H., Guan K.L. Activation of B-Raf kinase requires phosphorylation of the conserved residues thr598 and ser601. EMBO J., 2000,19, 5429−5439.

423. Zhang K., Letham D.S., John P.C.L. Cytokinin controls the cell cycle at mitosis by stimulating the tyrosine dephosphorylation and activation of p34(cdc2)-like HI histone kinase. Planta, 1996, 200, 2−12.

424. Zhang S., Du H., Klessig D.F. Activation of the tobacco SIP kinase by both a cell wall-derived carbohydrate elicitor and purified proteinaceous elicitor from Phytophthora spp. Plant Cell, 1998, 10, 435−449.

425. Zhang S., Huan J., Sells M.A., Chernoff J., Knaus U.G., Ulevitch R.J., Bokoch G.M. Rho family GTPases regulate p38 mitogen-activated protein kinase through the downstream mediator Pakl. J. Biol. Chem., 1995, 270, 2 393 423 936.

426. Zhang S., Klessig D.F. Resistance gene /V-mediated de novo synthesis and activation of a tobacco mitogen-activated protein kinase by tobacco mosaic virus infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998b, 95, 7433−7438.

427. Zhang S., Klessig D.F. Salicylic acid activates a 48-kD MAP kinase in tobacco. Plant Cell, 1997, 9, 809−824.

428. Zhang S., Klessig D.F. The tobacco wounding-activated mitogen-activated protein kinase is encoded by SIPK. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998a, 95, 72 257 230.

429. Zheng C.F., Ohmichi M., Saltiel A.R., Guan K.L. Growth factor induced MEK activation is primarily mediated by an activator different from c-raf. Biochemistry, 1994,33, 5595−5599.

430. Zhou L., Jang J.-C., Jones T.L., Sheen J. Glucose and ethylene signal transduction crosstalk revealed by an Arabidopsis glucose-insensitive mutant. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, 95, 10 294−10 299.

431. Zimmermann S., Baumann A., Jaekel K., Marback I., Engelberg D., Frohnmeyer H. UV-responsive genes of Arabidopsis revealed by similarity to the Gcn4-mediated UV response in yeast. J. Biol. Chem., 1999, 274, 17 017−17 024.

432. Zimmermann S., Moelling K. Phosphorylation and regulation of Raf by Akt (protein kinase B). Science, 1999, 286, 1741−1744.

433. Zimmermann S., Rommel C., Ziogas A., Lovric J., Moelling K., Radziwill G.

434. MEK1 mediates a positive feedback on Raf-1 activity independently of Ras and src. Oncogene, 1997,15, 1503−1511. Zinck R., Cahill M.A., Kracht M., Sachsenmaier C., Hipskind R.A., Nordheim.

435. A. Protein synthesis inhibitors reveal differential regulation of mitogen-activated protein kinase and stress-activated protein kinase pathways that converge on Elk-1. Mol. Cell. Biol., 1995, 15, 4930−4938.

436. Я благодарна директору Института физиологии растений им. %Я-^Тимирязева РЯМ, профессору Фл.®- «Кузнецову за предоставленную возмо^ ностъ выполнить эту работу.$ Бесконечно благодарна ЖЕ. Мошкрву, без которого эта работа была бы невозможна.

437. X глубоко признательна моим учителям профессору ОМ. Кулаевой и профессору ЖАХоллу за школу труда и научного общения, а так^к§ за то, что только благодаря шс усилиям состоялись проекты и 19/СО.

438. Сорегпкш, позволившие этой работе осуществиться.

439. Г признательна моим коллегам по лаборатории экспрессии генолм растений ИфР (РЯМ за аде Конструктивную и доброжелательную щ>ити%у. Особая благодарность С-Ю. Селиванщной, у которой я училась не терять уверенности и оптимизма ни при каКУХ, обстоятельства^.

440. Г очень благодарна Шайку, Южилл и Сэйре Холлам за радость общения и постоянную готовность прийти на помощь.

441. Искренне признательна за бескорыстную помощь и постоянную поддержку моим друзьям-коллегам Смоленской, ДФ. Носову, jl.fi.Яковлевой, ЛЕХ (Ракитиной, <�В.Ю. Факитииу, Ж СЯТрофимовой, Я. Р. Смит, 1. Муру.