Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Изучение химерных растений Brassica napus L. при генетической трансформации

Диссертация: Изучение химерных растений Brassica napus L. при генетической трансформации
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Химерность растений-трансформантов описывалась у некоторых видов, например, табака (Schmulling, Schell, 1993; Faize et al., 2010), сои (Christou, 1990), картофеля (Rakosy-Tican et al., 2007), риса (Christou, Ford, 1995), льна (Dong, McHughen, 1993), капусты (Berthomieu et al., 1994) и земляники (Mathews et al., 1995), а также y древесных плодовых растений, например, у яблони (Flachowsky et al… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Регенерация растений рода Brassica
      • 1. 1. 1. Зависимость морфогенеза от источника экспланта
      • 1. 1. 2. Зависимость морфогенеза от генотипа растения-донора
      • 1. 1. 3. Зависимость морфогенеза от состава среды
    • 1. 2. Методы получения трансформированных растений
      • 1. 2. 1. Перенос ДНК с помощью агробактерий
    • 1. 3. Селекция трансформированных тканей растений
    • 1. 4. Экспрессия чужеродных генов в трансформированных растениях
    • 1. 5. Трансформация растений рода Brassica с помощью Agrobacterium tumefaciens
    • 1. 6. Получение трансгенных растений рода Brassica
      • 1. 6. 1. Трансгенные растения, устойчивые к гербицидам
      • 1. 6. 2. Трансгенные растения, устойчивые к патогенам
      • 1. 6. 3. Трансгенные растения с измененным составом жирных кислот
      • 1. 6. 4. Трансгенные растения с измененным составом белка
      • 1. 6. 5. Трансгенные растения с мужской стерильностью
      • 1. 6. 6. Трансгенные растения, устойчивые к стрессовым воздействием
    • 1. 7. Наследование встроенных генов в растениях-трансформантах
    • 1. 8. Химерность
  • ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • II. 1. Характеритика объекта исследования
    • 11. 2. Среды для культивирования растений и растительных тканей
    • 11. 3. Получение эксплантов
    • 11. 4. Регенерация растений
    • 11. 5. Укоренение растений-регенерантов и высадка в почву
    • 11. 6. Бактериальные штаммы и среды для выращивания бактерий
    • 11. 7. Трансформация растений
    • 11. 8. Анализ трансформированных растений
      • 11. 8. 1. Тестирование на устойчивость растений к Км
      • 11. 8. 2. Микроскопический анализ экспрессии гена gfp в растительном материале
      • 11. 8. 3. Методы молекулярной биологии
    • 11. 9. Биохимический анализ семян трансгенных растений
      • 11. 9. 1. Определение содержания белка
      • 11. 9. 2. Определение содержания жирных кислот
  • ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • III. 1. Влияние различных факторов питательной среды на морфогенетическую активность изолированных эксплантов изучаемых сортов рапса
    • 111. 2. Трансформация двух типов эксплантов рапса
      • 111. 2. 1. Освобождение эксплантов от бактериальной инфекции
      • 111. 2. 2. Влияние сорта и регуляторов роста на частоту регенерации при агробактериальной трансформации
    • 111. 3. Анализ растений-трансформантов
      • 111. 3. 1. Влияние типа эксплантов на частоту трансформации
      • 111. 3. 2. Влияние антибиотика канамицина на частоту трансформации
      • 111. 3. 3. Влияние концентрации сахарозы на частоту трансформации листовых эксплантов
    • III. 4. Микроскопический анализ экспрессии гена gfp
    • III. 4.1. Экспрессия гена gfp в каллусной ткани и образовавшихся из нее побегах
      • 111. 4. 2. Экспрессия гена gfp в полученных трансформированных растениях
      • 111. 4. 3. Экспрессия гена gfp в генеративных органах трансформированных растений
      • 111. 4. 4. Локализация белка GFP в клетках трансгенных растений
      • 111. 5. Изучение наследования встроенного гена gfp
      • 111. 6. Биохимический анализ семян трансгенных растений

Изучение химерных растений Brassica napus L. при генетической трансформации (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. В настоящее время трансформация растений является актуальным направлением исследований в биотехнологии и может быть практическим методом для улучшения растений. Она позволяет решать задачи селекции биологических объектов на устойчивость, высокую продуктивность и качество продукции. Однако при трансформации растений возникают определенные трудности, в том числе связанные с получением химер среди трансформантов.

При изучении наследования в растениях чужеродных генов для большинства трансгенных растений было показано, что трансгены, как правило, наследуются в потомстве самоопыленных трансгенных растений в отношении 3:1, как единый менделевский признак. Однако в некоторых случаях наблюдается наследование в других отношениях, например, только в 3 из 50 семян трансгенного табака содержался встроенный ген nptll (Schmulling, Schell, 1993). Это затрудняет дальнейшую работу с полученными трансформантами. Поэтому, для создания генетически однородных растений-трансформантов очень важно знать причины подобного явления, одной из которых может быть образование химер, то есть организмов, состоящих из генетически неоднородных клеток и чтобы исключить их формирование.

Химерность растений-трансформантов описывалась у некоторых видов, например, табака (Schmulling, Schell, 1993; Faize et al., 2010), сои (Christou, 1990), картофеля (Rakosy-Tican et al., 2007), риса (Christou, Ford, 1995), льна (Dong, McHughen, 1993), капусты (Berthomieu et al., 1994) и земляники (Mathews et al., 1995), а также y древесных плодовых растений, например, у яблони (Flachowsky et al., 2008), или у цитрусовых (Costa et al., 2002). Полученные в некоторых случаях химеры составляли до 90% растений-регенерантов. Авторы по-разному объясняют причины возникновения химерных растений: результатом происхождения растений не из одной клетки, а из группы клеток первичного экспланта (Poethig, 1989; Zhu et al., 2007) — последствием защитытрансформированных клеток от действия селективного фактора трансформированными клетками (Park et al., 1998; Dominguez et al., 2004) или неэффективностью селективных агентов совместно с эндогенной толерантностью (Rakosy-Tican et al., 2007). Однако этот вопрос совершенно не исследован, и авторы, показавшие образование химерных трансгенных растений, не обсуждают причины этого феномена. Выяснение механизмов образования химерных растений позволило бы исключить условия их возникновения.

Цель и задачи исследований. Цель данной работы — изучить химерные растения Brassica napus, полученные при проведении генетической трансформации и выяснить причины их образования.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Изучить влияние различных факторов питательной среды на морфогенетическую активность изолированных эксплантов при трансформации изучаемых сортов рапса.

2. Изучить образование химерных растений рапса после генетической трансформации.

3. Исследовать экспрессию встроенного гена gfp на этапах каллусообразования и морфогенеза.

4. Провести анализ растений-трансформантов рапса на наличие встроенного гена gfp.

5. Проверить потомство трансгенных растений на наследование встроенного гена gfp.

6. Провести биохимический анализ семян трансгенных и исходных растений рапса.

Научная новизна работы. Оптимизированы условия регенерации и трансформации разных сортов рапса с использованием семядольных и листовых эксплантов. Результаты по протоколу регенерации ярового рапса сорта Подмосковный являются оригинальными и проведены впервые. Получены трансформированные растения из листовых эксплантов сорта Vestar и Подмосковный. Впервые проведена трансформация растений рапса без применения селективного фактора и определено его влияние на эффективность трансформации. Впервые установлено влияние содержания сахарозы в среде для морфогенеза на дифференциацию побегов, полученных на листовых эксплантах рапса, а также на эффективность трансформации. Выявлены существенные различия в свечении белка ОРР в зависимости от первичного экспланта и стадии развития растений-регенерантов. Анализ растений Т] показал, что у трансгенных растений наследование гена зависит от типа исследуемого экспланта. Установлены факторы, оказывающие влияние на проявление неменделевского наследования встроенного гена у трансгенных растений рапса, которые, вероятно, связаны с образованием генотипических химер. Показано, что основным фактором проявления этого является тип первичного экспланта. Выявлено, что расхимеривание не зависит от расположения стручков на цветоносе, но зависит от числа черенкований растений-трансформантов.

выводы.

1. Усовершенствован протокол получения растений-регенерантов рапса на семядольных и листовых эксплантах, позволяющий увеличить частоту регенерации до 92%. Оптимальной питательной средой для регенерации растений рапса на семядольных и листовых эксплантах после трансформации является среда, содержащая 8 мг/л БАП, 1 мг/л НУК и 3 мг/л АБК.

2. Установлено, что наибольшей морфогенетической активностью обладают семядольные экспланты (92%) по сравнению с листовыми эксплантами (70%). При использовании семядолей развитие побегов происходит из первичного каллуса, формирующегося из черешков семядолей локально, а при использовании листовых сегментов — из края первичного экспланта минуя процесс каллусогенеза.

3. Выявлены существенные различия в частоте трансформации изучаемых сортов в зависимости от типа первичного экспланта: на семядольных эксплантах частота трансформации была более 70%, а на листовых сегментах — 28 — 47%. Присутствие в питательной среде селективного фактора Км приводило к существенному снижению частоты трансформации, а уменьшение концентрации сахарозы с 1% до 0,7% повышало частоту трансформации на листовых эксплантах до 66,7%.

4. Свечение белка GFP наблюдали на всех стадиях развития трансформированных растений. В каллусной ткани наибольшую флуоресценцию GFP наблюдали в зоне меристематических очагов, а также в местах дифференцировки проводящей системы. У сформировавшихся побегов свечение GFP было значительно ярче на старых листьях, чем на молодых, и лучше всего его можно было видеть на жилках, трихомах и устьицах. На листовой пластинке свечение часто проявлялось в группах клеток. Установлено, что белок GFP локализован по пунктирным тельцам в клеточных стенках.

5. Анализ растений Т) показал, что у трансгенных растений, полученных из листовых эксплантов не наблюдали наследование гена в растениях первого поколения, в то время как в трансгенных растениях, полученных из семядольных эксплантов, наличие гена наблюдали. Черенкование трансгенных растений рапса приводит к проявлению неменделевского правила наследования встроенного гена ^р.

6. Установлено, что трансформация ярового рапса приводит к созданию растений с измененным количественным и качественным составом питательных веществ в семенах первого поколения.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В результате исследований были подобраны оптимальные условия регенерации и трансформации разных сортов рапса {Brassica napus L.) с использованием семядольных и листовых эксплантов. Наилучшей тканью, применяемой в качестве первичного экспланта обладали семядоли, изолированные от пятисуточных проростков. Причем использование листовых сегментов имеет ряд недостатков. Во-первых, большинство побегов, сформировавшихся на листовых эксплантах, были витрифицированы или наблюдалась блокировка их дальнейшей дифференцировки. Во-вторых, при использовании в качестве первичного экспланта листовых сегментов частота трансформации была достаточно меньше по сравнению с семядолями. Кроме этого, у трансгенных растений, полученных на листовых эксплантах, ген gfp не наследовался в первом поколении.

Было показано, что повышение частоты трансформации увеличивало число растений, экспрессирующих трансген. Трансгенные растения, полученные на семядольных эксплантах обоих испытанных сортов, где частота трансформации достаточно высока, чаще показывали флуоресценцию белка GFP, тогда как из числа растений, полученных на листовых эксплантах, светились лишь немногие. Были выявлены большие различия в свечении белка GFP в зависимости от начального экспланта и возраста растения-регенеранта. При этом ген экспрессировался только в половине трансгенных растений, которые были расчеренкованы и высажены в почву. При анализе расщепления признака трансгенности в растениях-потомках было обнаружено, что почти во всех растениях наблюдалось значительное отклонение от значения 3:1, свидетельствуя о немеделевском наследовании. Вполне вероятно, что это свидетельствовало о химерности получаемых трансформантов, в тканях которых имелись как трансгенные, так и нетрансгенные клетки. Ткань генеративных органов развивалась одновременно из клеток обоих типов, показывая в результате неменделевское наследование одного признака.

В исследовании по выяснению факторов, от которых зависит проявление неменделевского наследования встроенного чужеродного гена у растений рапса было показано, что формирование химерной ткани побегов зависит от ткани экспланта. На семядольных эксплантах регенеранты формируются в основном из слоя Ь2, затрагивая слои Ь1 и ЬЗ, а на листовых эксплантах формирование побегов происходит исключительно из клеток слоя ЬЗ. Эти факты подтверждают образование побегов из группы клеток. Черенкование полученных трансформантов оказывает отрицательное влияние на расхимеривание встроенного в геном растений гена. Мы предположили, чтобы обойти этап расхимеривания, целесообразно высаживать растения в почву сразу после их получения.

Использование метода генетической трансформации рапса дает возможность получать трансгенные растения с улучшенным составом питательных веществ.

Показать весь текст

Список литературы

  1. М.А. (2006) Генетическая трансформация льна-долгунца (Linum usitatissimum L.) с использованием семядольных эксплантов: Дисс. на соиск. ученой степени канд. Биолог, наук. М: ИФР, 76 с.
  2. Г. А., Елисеев И. П., Цыдендамбаев В. Д., Верещагин А. Г. (1988) Определение жирнокислотного состава и количественного содержания липидов в плодах облепихи. Прикл. биохимия и микробиология, 24, 568−573
  3. Р.Г. (1956) Культура изолированных растительных тканей. Физиология растений, 3, 217−286.
  4. Р.Г. (1964) Культура изолированных растительных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Наука.
  5. Р.Г. (1999) Биология клеток высших растений in vitro и биотехнология на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 157 с.
  6. E.H. (2003) Получение и анализ трансгенных растений, экспрессирующих белки тройного блока генов гордеивирусов: Дисс. на соиск. ученой степени канд. биолог, наук. М: МГУ, 87−101 с.
  7. С.А., Долгих Ю. И. (2004) Стимуляция регенерации растений в культуре тканей кукурузы под действием антибиотика цефотаксима. Физиочогия растений, 51, № 4, 621−625.
  8. С.А., Долгих Ю. И. (2005) Условия, необходимые для эффективной агробактериальной (Agrobacterium tumefaciens) трансформации эмбриогенного каллуса кукурузы. Физиология растений, 52, № 4, 600−607.
  9. С.А., Кузнецов В. В., Долгих Ю. И. (2009) Новый эффективный метод трансформации кукурузы с использованием агробактериального газона. Физиология растений, 56, 285−290.
  10. Д., Скотт Р., Армитедж Ф., Дьюри Г., Джекоб Л., Уолден Р., Кумар А., Джефферсон Р., Хэмил Д. (1991) Генная инженерия растений. М.: Мир, 408 с.
  11. P.A., Гвоздева Е. С., Дейнеко Е. В., Шумный В. К. (2006) Биотехнология и генная инженерия растений. Томск: Изд-во ТГУ, 132 с.
  12. В.М., Драганов И. Ф., Чуйков В. А. (2011) Методы анализа кормов. Москва.
  13. Н.П. (1947) Химеры растений. М: Изд-во Академии Наук СССР, 373 с.
  14. Л.А., Бондаренко Л. В., Бузовкииа И. С., Левашина Е. А., Тиходеев О. Н., Ходжайова Л. Т., Шарова Н. В., Шишкова С. О. (1994) Влияние генотипа растения на регенерационные процессы. Генетика, 30, № 8, 1065−1074.
  15. С.И., Тюлькина Л. Г., Зверева С. Д., Ралдугина Г. Н. (2003) Получение трансгенных растений Brassica campestris, экспрессирующих ген gfp. Физиология растений, 50, 309−315.
  16. Н.З., Абрамов В. Ф. (1989) Технология выращивания и использования рапса и сурепицы. М.: Агропромиздат, 223 с.
  17. Э.С. (1988) Основы генетической инженерии растений. М.: Наука, 393 с.
  18. Э.С. (1990) Проблемы экспрессии чужеродных генов в растениях. Итоги науки и техники. Сер. Биотехнология. М: ВИНИТИ, 23, 176 с.
  19. Г. Н. (1997) Получение и исследование трансгенных растений рапса (Brassica napus L.): Дисс. на соиск. ученой степени канд. Биолог, наук. М: ИФР, 155 с.
  20. Г. Н., Горелова C.B., Кожемякин A.B. (2000) Стабильность и наследование трансгенов в растениях рапса. Физиология растений, 47, 437145.
  21. Г. Н., Соболькова Г. И. (1995) Факторы, влияющие на органогенез у семядольных эксплантов рапса. Физиология растений, 42, 916−922.
  22. Г. А. (2000) Генетическая инженерия растений и пути решения проблемы биобезопасности. Физиология растений, 47, № 3, 343−353.
  23. JI.A., Е.А. Гочева, И. К. Комарницкий, Н. В. Кучук. (2008) Стабильная экспрессия беспромоторного гена bar в трансформированных растениях рапса. Цитология и генетика, № 1, 21−28.
  24. Е.Н. (1939) Род Brassica L. В кн. Флора СССР. М.-Л., 8, 469−466с.
  25. А.В., Кильчевский А. В. (2007) Генетика популяций и количественных признаков,— М.: КолосС, 215−218 с.
  26. Д.В. (2009) Получение и анализ трансгенных растений пшеницы (Triticum aestivum L.) с агробактериальным геном изопентенилтрансферазы (ipt): Дисс. на соиск. ученой степени канд. биолог, наук. М: ИФР, 77 с.
  27. Akasaka-Kennedy Y., Yoshida Н., Takahata Y. (2005) Efficient plant regeneration from leaves of rapeseed {Brassica napus L.): influence AgN03 and genotype. Plant Cell Reports, 24, 649−654.
  28. Ali H., Z. Ali S. Mehmood, Ali W. (2007) In vitro regeneration of Brassica napus L., cultivars (star, cyclone and westar) from hypocotyls and cotyledonary leaves. Pak. J. Bot, 39, 1251−1256.
  29. Altenbach S.B., Kuo C.C., Staraci L.C., Pearson K.W., Wainright C., Georgescu A. (1992) Accumulation of Brazil nut albumin in seeds of transgenic canola results in enhanced levels of seed protein methionine. Plant Mol. Biol., 18, 235−245.
  30. Aragao F.J.L., Barros L.M.G., Brasileiro A.C.M., Ribeiro S.G., Smith F.D., Sanford J.C., Faria J.C., Rech E.L. (1996) Inheritance of foreign genes in transgenic bean
  31. Phaseolus vulgaris L.) co-transformed via particle bombardment. Theor. Appl. Genet., 93, 142−150.
  32. J., Damm B. (1993) Agrobacterium mediated transformation of rapeseed (Brassica napus). MOGEN. Leiden. The Netherlands.
  33. Bajaj Y.P.S., Nietsh P. (1975) In vitro propagation of red cabbage (Brassica oleracea L. var. capitata). J. Exp. Bot., 26, 883−890.
  34. Barfield D.G., Pua E.C. (1991) Gene transfer in plants of Brassica juncea using Agrobacterium tumefaciens mediated transformation. Plant Cell Rep., 10, 308−314.
  35. S.M., Buiatti M., Bennici A. (1973) Genetics of growth and differentiation in vitro of Brassica oleracea var. botrytis. I. Differences between 6 inbred Lines. Z. Pflanzenzucht., 70, 99−107.
  36. Ben Ghnaya A., Charles G., Branchard M. (2008) Rapid shoot regeneration from thin cell layer explants excised from petioles and hypocotyls in four cultivars of Brasscica napus L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 92, 25−30.
  37. P., Beclin C., Chariot F., Dore C., Jouanin L. (1994) Routine transformation of rapid cycling cabbage (Brassica oleracea). Molecular evidence for regeneration of chimeras. Plant Sei., 96, 223−235.
  38. N.E., Reynolds J.F. (1983) Influence of media, genotype, explant source, and serial subculture on shoot regeneration of in vitro broccoli, Brassica oleracea. In Vitro, 19, 248.
  39. Binding H., Witt D., Monzer J., Mordhorst G., and Kollmann R. (1987) Plant cell graft chimeras obtained by co-cultivation of isolated protoplasts. Protoplasma, 141, 6473.
  40. R.E., Kanashiro D., Moloney M.M., Crosby W.L. (1994) Growth, yield and quality of canola expressing resistance to acetolactate synthase inhibiting herbicides. Canad. J. Plant Sei., 74, 745−751.
  41. C.H. (1983) Morphological, and ultrastructural responses to abscisic acid. In: Abscisic acid. Praeger N.Y., pp. 523−647.
  42. Botanik online. Dr. Peter von Sengbusch, der Universitat Hamburg).http://www.biologie.uni-hamburg.de/b-online/dOO/inhalt.htm, http://www.biologie.uni-hamburg.de/b-online/el 2/2.htm.
  43. Botterman J., D’Halluin K., De-Block M., De-Greef W., Leemans J. (1991) Engineering of glufosinate resistance and evaluation under field conditions. Long-Achton-Int. Symp., 11 Meet., 355−363.
  44. P.G., Kerr A. (1983) Selective media for three biovars of Agrobacterium. J. Appl. Bacteriol., 54, 425−431.
  45. K., Chet I., Holliday M., Cressman R., Biddle P., Broglie R. (1991) Transgenic plants with enchanced resistance to the fungal pathogen Rhizoctonia solani. Science, 254, 1194−1197.
  46. Brown D.C.W., Geng X.M., Singh J., Takahata Y., Watson E.M. (1991) Enhacement of regeneration by ABA in Brassica napus microspore-derived embryos. In Vitro, 27, 70A.
  47. Brown D.C.W., Thorpe T.A. (1986) Plant Regeneration by Organogenesis. In: Cell Culture and Somatic Cell Genetics of Plants. Plant Regeneration and Genetic Variability (Ed. Vasil I.) Academic Press. N.Y., 3, pp. 49−65.
  48. Budar F., Thia-Toong L., Van Montagu M., Hernalsteens J.P. (1986) Agrobacterium-mediated gene transfer results mainly in transgenic plants transmitting T-DNA as a single Mendelian factor. Genetics, 114, 303−313.
  49. M., Baroncelli S., Bennici A. (1974) Genetics of growth and differentiation in vitro of Brassica oleracea var. botrytis. IV. Genotype-hormone interactions. Z. Pflanzenzucht, 73, 298−302.
  50. F.A., Skirvin R.M. (2003) Separation of thornless rose chimera into their (Rose sp.) consistent genotypes by in vitro TDZ applications. P. J. Bio. Sic., 6 (19), 16 441 648.
  51. M.E., Doherty A., Lazzeri P.A., Barcelo P. A. (1999) Population of wheat and tritordeum transformants showing a high degree of marker gene stability and heritability. Theor. Appl. Genet., 99, 772−784.
  52. Cao J., Tang J. D., Strizhov N., Shelton A. M., Earle E. D. (1999) Transgenic broccoli with high levels of Bacillus thuringiensis CrylC protein control diamondback moth larvae resistant to crylA or crylC. Mol. Breed., 5, 131−141.
  53. P.J., Holbrook L.A., Gabard J., Jyer V.N., Miki B.L. (1988) Agrobacterium-mediated transformation of thin cell layer expiants from Brassica napus. Theor. Appl. Genet., 75, 438−445.
  54. S., Parmenter D.L., Moloney M.M. (1998) Transgenic Brassica carinata as a vehicle for the production of recombinant proteins in seeds. Plant Cell Rep., 17, 195−200.
  55. Chavadej S., Brisson N., McNeil J.N., Deluca V. (1994) Redirection of tryptophan leads to production of low indole glucosonolate canola. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 91 (6), 2166−2170.
  56. Cherdshewasart W., Gharti-Chhetri G.B., Saul M.W., Jacobs M., Negrutiu I.1993) Expression instability and genetic disorders in transgenic Nicotiana plumbaginifolia L. plants. Trans. Res., 2, 307−320.
  57. Chi G.L., Barfield D.C., Sim G.E., Pua E.C. (1990) Effect of AgN03 and aminoethoxyvinylglycine on in vitro organegenesis from seedling explants of recalcitrant Brassica genotypes. Plant Cell Rep., 9, 195−198.
  58. Chi G.L., Pua E.C. (1989) Ethylene inhibitors en hanced de novo shoot regeneration from cotyledons of Brassica campestris ssp. chinensis (Chinese cabbage) in vitro. Plant Sci., 64, 243−250.
  59. Cho H.S., Cao J., Ren J.P., Earle E.D. (2001) Control of Lepidopteran insect pests in transgenic Chinese cabbage (Brassica rapa ssp. pekinensis) transformed with a synthetic Bacillus thuringiensis crylC gene. Plant Cell Rep., 20, 1−7.
  60. D.S., Philip R., Vodkin L.O. (2001) A transgenic locus in soybean exhibits a high level of recombination. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant, 37 (6), 756−762.
  61. P. S., Zurawski D.B. (1981) Callus formation from protoplasts of a maize cell culture. Theor. Appl. Genet., 59, 341−344.
  62. P. (1990) Morphological description of transgenic soybean chimeras created by the delivery, integration and expression of foreign DNA using electric discharge particle acceleration. Ann Bot., 66, 379−386.
  63. P., Ford T. (1995) Recovery of chimeric rice plants from dry seed using electric discharge particle acceleration. Annals of Botany, 75, 449−454.
  64. Chyi Y., Jorgensen R.A., Goldstein D., Tanksley S.D., Loaiza-Figueroa F. (1986) Locations and stability of Agrobacterium-mediated T-DNA insertions in the Lycopersicon genome. Mol. Gen. Genet., 204, 64−69.
  65. Costa M.G.C., Otoni W.C., Moore G.A. (2002) An Evaluation of factors affecting the efficiency of Agrobacterium-mediated transformation of Citrus paradisi
  66. Macf.) and production of transgenic plants containing carotenoid biosynthetic genes. Plant Cell Rep., 21,365−373.
  67. G.H., Lioliopoulou F., Ziegler A., Torrance L. (2002) Subcellular localization, protein interactions, and RNA binding of Potato mop-top virus triple gene block proteins. Virology, 298, № 1, 106−115.
  68. M.L., Sussex J.M. (1981) Developmental and storage-protein synthesis in Brassica napus L. embryos in vivo and in vitro. Planta, 153, 64−74.
  69. H.M., Kridl J.C., Thompson G.A., Voelker T.A. (1993) Genetic engineering of altered fatty saturation and chain lengst in rapeseed. Plant Physiol., 102, 1.
  70. De Block M., De Brower D., Tenning P. (1989) Transformation of Brassica napus and Brassica oleracea using Agrobacterium tumefaciens and the expression of the bar and neo genes in the transgenic plants. Plant Physiol., 91, 694−701.
  71. De Carvalho F., Gheysen G., Kushnir S., Van Montagu M., Inze D., Castresana C. (1992) Suppression of P-l, 3-glucanase transgene expression in homozygous plants. EMBOJ., 11, 2595−2602.
  72. X.W., Gruissem W. (1988) Constitutive expression and regulation of gene expression in non-photosynthetic plastids of higher plants. EMBOJ., 7, 3301−3308.
  73. Denis M., Delourme R., Gourret J.-P., Mariani C., Renard M. (1993) Expression of engineered nuclear male sterility in Brassica napus. Plant Physiol., 101, 1295−1304.
  74. S.C., Gardner R.C. (1988) Expression and inheritance of kanamycin resistance in a large number of transgenic petunias generated by Agrobacterium-mediated transformation. Plant Mol. Biol., 11, 355−364.
  75. Dietert M.F., Barron S.A., Yoder O.C. Effects of genotype on in vitro culture in the genus Brassica.// Plant Sci. Lett. 1982. V. 26. P. 233−240.
  76. Dong J.Z., McHughen A. (1993) Transgenic flax plants from Agrobacterium mediated transformation: incidence of chimeric regenerants and inheritance of transgenic plants. Plant Sci., 91, 139−148.
  77. Dong J.Z., Jia S.R. (1991) High efficiency plant regeneration from cotyledons of watermelon (Citrillus vulgaris Shrad). Plant Cell Rep., 9, 559−562.
  78. Dorlhac De Borne F., Vincentz M., Chupeau Y., Vaucheret H. (1994) Co-suppression of nitrate reductase host genes and transgenes in transgenic tobacco plants. Mol. Gen. Genet., 243, 613−621.
  79. J.M. (1981) In vitro regeneration from excised leaf discs of three Brassica species. J. Exp. Bot., 32, 789−799.
  80. C., Davis S., Catanach A., Kenel F., Hunger S. (2005) Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of leek (Allium porrum) and garlic {Allium sativum). Plant Cell Reports, 4, 209−215.
  81. C., Weld R., Lister C. (2000) Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation and regeneration of onion {Allium cepa L.). Plant Cell Reports, 19, 376−381.
  82. Eapen S. and George L. (1997) Plant regeneration from peduncle segments of oil seed Brassica species: influence of Silver nitrate and Silver thiosulfate. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 51, 229−232.
  83. S. (1977) Interspecific hybrydisation in breeding work. Artkorsuingar i foradlingsorbeter. Sveriges Utsadesforenings Tibskrif, 87, 363−367.
  84. Elliott A.R., Campbell J.A., Dugdale B., Brettell R.I.S., Grof C.P.L. (1999) Green-fluorescent protein facilitates rapid in vivo detection of genetically transformed plant cells. Plant Cell Reports, 18, 707−714.
  85. K. (1969). Pflanzenanatomie. Gustav Fischer, Jena.
  86. M.T., Bertain P.B., Yuan L. (1999) Improved stearate phenotype in transgenic canola expressing a modified acyl-acyl carrier protein thioesterase. Nat. Biotechnol., 17, 593−597.
  87. M., Faize L., Burgos L. (2010) Using quantitative real-time PCR to detect chimeras in transgenic tobacco and apricot and to monitor their dissociation. BMC Biotechnology, 10, 53.
  88. R.P., Conkey J.H., Verhagen S.A. (1989) Triglycerides in embryogenic conifer calli: a comperison with zygotic embryos. Plant Cell Rep., 8, 207−209.
  89. Finnegan J., McElroy D. (1994) Transgene inactivation-plants fight back. Bio/Technology, 12, 883−888.
  90. H., Riedel M., Reim S., Hanke V. (2008) Evaluation of the uniformity and stability of T-DNA integration and gene expression in transgenic apple plants. Electronic Journal of Biotechnology, 11, 1−15.
  91. Fry J., Barnason A., Horsch R.B. (1987) Transformation of Brassica napus with Agrobacterium tumefaciens based vectors. Plant Cell Rep., 6, 321−325.
  92. T.M., Chunwongse J., Tanksley S.D. (1995) Microprep protocol for extraction of DNA from tomato and other herbaceous plants. Plant Molecular Biology Reporter, 13 (3), 207−209.
  93. Gal S., Pisan B., Hohn T., Grimsley N., Hohn B. (1991) Genomic homologous recombination in plants. EMBOJ., 10, 1571−1578.
  94. O.L., Evelegh D. (1968) Culture methods and detection of glucanases in suspension cultures of weat and parleys. Can. J. Biochem., 46, 417—421.
  95. E.F., Sherrington P.D. (1984) Plant propagation by tissue culture. Exegetics, Eversley, England, 465.
  96. K. (1984) High growth rate and regeneration capacity of hypocotyls protoplasts in some Brassicaceae. Physiol. Plant., 61, 38−44.
  97. P., Jouanin L., Tepfer D., Pelletier G. (1987) Genetic transformation of oilseed rape (Brassica napus) by the Ri T-DNA of Agrobacterium rhizogenes and analysis of inheritance of the transformed phenotype. Mol. Gen. Genet., 206, 382−386.
  98. V., Sita G. L., Shaila M. S., Jagannathan V. (1993) Genetic transformation of Brassica nigra by Agrobacterium based vector and direct plasmid uptake. Plant Cell Rep., 12, 418−421.
  99. J.E., Sharma K.K., Moloney M.M. (1991) Efficient shoot regeneration of Brassica campestris using cotyledon explants cultured in vitro. Plant Cell Rep., 9, 549−554.
  100. W.P., Anderson J.M. (1967) Aseptic multiplication and maintenance of differentiated carnation shoot tissue derived from shoot apices. Proc. Amer. Soc. Hort. Set, 90, 365−369.
  101. Haddad R., Morris K., Buchanan-Wollaston V. (2002) Regeneration and transformation of oilseed (Brassica napus) using CaMV 35S promoter- 3-glucuronidase gene. J. Agric. Sci. Technol., 4, 151−160
  102. Halfhill M.D., Richards H.A., Mabon S.A., Stewart C.N.Jr. (2001) Expression of GFP and Bt transgenes in Brassica napus and hybridization with Brassica rapa. Theor. Appl. Genet., 103, 659−667.
  103. M.D. (2003) Gene flow from transgenic crops to wild relatives. Dissertation, North Carolina State University, Raleigh, 107−146 p.
  104. Hanisch Ten Cate C.H., Loonen A.E.H.M., Ottaviani M.P., Ennik L., Van Eldik G., Stiekema W.J. (1990) Frequent spontaneous deletions of Ri T-DNA in Agrobacterium rhizogenes transformed potato roots and regenerated plants. Plant Mol. Biol., 14, 735−741.
  105. B.K., Mabon S.A., Leffel S.M., Halfhill M.D., Richards A.H., Moyer K.A., Stewart C.N. (1999) Green fluorescent protein as a marker for expression of a second gene in transgenic plants. Nature Biotechnology, 17, 1125−1129.
  106. Hartnett M.E., Chui C.F., Falco S.C., Knowlton S., Mauvais C.J., Mazur
  107. B.J. (1991) Molecular analysis of sulfonilurea herbicide resistant ALS genes. Long-Ashton-Int. Symp., 11 Meet., 343−353.
  108. J., Amos B. (1995) GFP in plants. Trends in Genetics, 8, 328−329.
  109. Hawkins D., KridI L. (1998) Characterization of acyl-ACP thioesterase of mangosteen (Garcinia mangosteena) seed and high levels of state production in transgenic canola. Plant J., 13, 743−752.
  110. Heberle-Bors E., Charvat B., Thompson D., Schernthaner J.P., Barta A., Matzke A.J.M., Matzke M.A. (1988) Genetic analysis of T-DNA insertions into the tobacco genome. Plant Cell Rep., 7, 571−574.
  111. Hefferon K.L., Doyle S., AbouHaidar M.G. (1997) Immunological detection of the 8K protein of potato virus X (PVX) in cell walls of PVX-infected tobacco and transgenic potato. Arch. Virol., 142, №. 2, 425−433.
  112. J.M., Linley P.J., Khan M.S., Gray J.C. (1998) Transient expression of green fluorescent protein in various plastid types following microprojectile bombardment. Plant J, 16, 627−632.
  113. Y., Ohta S., Komari T., Kumashiro T. (1994) Efficient transformation of rice (Oryza sativa L.) mediated by Agrobacterium and sequence analysis of the boundaries of the T-DNA. Plant Journ., 6, 271−282.
  114. Hobbs S.L.A., Warkentin T.D., Delong C.M.O. (1993) Transgene copy number canbe positively or negatively associated with transgene expression. Plant Mol. Biol., 21, 17−26.
  115. A., Hirsch P.R., Hooykaas P.J., Schilperpoort R.A. (1993) A binary plant vector strategy based on seperation of vir- and T-region of the Agrobacterium tumefaciens Ti-plasmid. Nature, 303, 179−180.
  116. H., Whitely H.R. (1989) Insecticidal crystal proteins of Bacillus thuringiensis. Micribial Rev., 53, 242−255.
  117. R.B., Fraley R.T., Rogers S.G., Sanders P.R., Lloyd A., Hoffmann N. 1984Inheritance of functional foreign genes in plants // Science. V. 223. P. 496−498.
  118. Hu Q., Anderson S.B. and Hansen L.N. (1999) Plant regeneration capacity of mesophyll protoplasts from Brassica napus and related species. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 59, 189−196.
  119. N. (1983) Hybrid progenies of the cross, Brassica campestris x B.oleracea II. Crossing ability of F1 hybrids and their progenies. Jap. J. of Genet., 58, 433 449.
  120. Jagannath A., Arumugam N., Gupta V., Pradhan A., Burma P. K., Pental
  121. D. (2002) Development of transgenic barstar lines and identification of a male sterile (barnase)IrQstorer (barstar) combination for heterosis breeding in Indian oilseed mustard (Brassica juncea). Curr. Sci., 82, 46−52.
  122. R.K., Chowdhury J.B., Sharma D.R., Friedt W. (1988) Genotype and media effects on plant regeneration from cotyledon explant cultures of some Brassica species. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 14, 197−206.
  123. Jin R.G., Liu Y.B., Tabashnik B.E., Borthakur D. (2000) Development of transgenic cabbage (Brassica oleracea var. capitata) for insect resistance by Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 36, 231−237.
  124. P., Mousavi A., Majd A., Daneshian J. (2004). Improved Brassica napus L. regeneration from hypocotyls using thidiazuron and benzyladenine as cytokinin sources. Pak. J. Bot., 36(2), 321−329.
  125. M.C. (2000) Green fluorescent protein as a visual marker for wheat transformation. Plant Cell Reports, 19, 1069−1075.
  126. R. (1991) Silencing of plant genes by homologous transgenes. AgBiotech News Inf., 4, 265−273.
  127. R. (1993) The germinal inheritance of epigenetic information in plants. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B., 339, 173−181.
  128. M., Niimi Y. (2003) Effects of cytokinin types and their concentration on shoot proliferation and hyperhydricity in in vitro pear cultivar shoots. Plant Cell, Tiss. and Org. Cult., 72, 261−265.
  129. H.F., Menon G.K., Skadsen R.W., Nuutila A.M., Carlson A.R. (2000) Transgenic oat plants via visual selection of cells expressing green fluorescent protein. Plant Cell Reports, 19, 661−666.
  130. G.B., Illich K.G., Asadollah A. (2007) Effect of genotype, explant type and nutrient medium components on canola (Brassica napus L,) shoot in vitro organogenesis. African J. Biotech., 6, 861−867.
  131. M.K., Thorsness M.K., Rundle S.J., Goldberg M.L., Nasrallah J.B., Nasrallah M.L. (1993) Ablation of papillar cell function in Brassica flowers results in the loss of stigma receptivity to pollination. The Plant Cell, 5, 263−275.
  132. N.D., Vyvadilova M., Klima M., Bechyne M. (2006) A Simple Procedure for Mesophyll Protoplast Culture and Plant Regeneration in Brassica oleracea L. and Brassica napus L. Czech J. Genet. Plant Breed., 42, 103−110.
  133. M.C., Chevre A.M., Eber F. (1993) Interspecific hybryds between a transgenic rapeseed (Brassica napus) and related species-cytogenetical characterization and detection of the transgenic. Genome, 36, 1099−1106.
  134. Khan I., Ali W., Takar Z.A., Frooqi A., Sikandar, Akhtar W. (2010) Increased regeneration efficiency of Brassica napus L. cultivars Star, Westar and Cyclone from hypocotyle and cotyledonary explants. Nature Precedings: hdl: 10 101/npre. 4781.1.
  135. Khan M.M.A., Robin A.B.M.A.H.K., Nazim-Ud-Dowla M.A.N., Talukder S. K., Hassan L. (2009) Agrobacterium-mediated genetic transformation of two varieties of brassica: optimization of protocol. Bangladesh J. Agril. Res., 34, №. 2, 287−301.
  136. Khan M.R., Rashid H. and Quraishi A. (2002) High Frequency Shoot Regeneration from Hypocotyl of Canola (Brassica napus L.) cv. Dunkled. Plant Tissue Cult, 12(2), 131−138.
  137. M.R., Rashid H., Ansar M., Chaudry Z. (2003) High frequency shoot regeneration and Agrobacterium-mediated DNA transfer in Canola (Brassica napus). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 75, 223−231.
  138. Kinney A.J., Hitz N.S., Yadav N.S., Perez-Grau L. (1993) Genes of fatty biosynthesis in developing oilseeds. Plant Physiol., 102, 1.
  139. H. (2000) A guide to Agrobacterium binary Ti vectors. Trends in Plant Science, 5, 446−451.
  140. H., Horsch R., Rogers S. (1987) Agrobacterium-mediated plant transformation and its further application to plant biology. Ann.Rev.Plant Physiol., 38, 467 486.
  141. K., Keller W.A. (1985) High frequency plant regeneration from thin cell layer expiants of Brassica napus. Plant Cell Tis. Organ Cult., 4, 183−197.
  142. R.H., Zipfel W.R., Webb W.W., Hanson M.R. (1997) The green fluorescent protein as a marker to visualize plant mitochondria in vivo. Plant J., 11, 613 621.
  143. A., Gahakwa D., Vain P., Laurie D.A., Christou P. (1999). Transgene expression in rice engineered through particle bombardment: molecular factors controlling stable expression and transgene silencing. Planta, 208, 88−97.
  144. Kong F., Li J., Tan X., Zhang L., Zhang Z., Qi C., Ma X. (2009) A new time-saving transformation system for Brassica napus. African Journal of Biotechnology, 8, №.11,2497−2502.
  145. S.P., Teng W., Buchholz W.G., Hall T.C. (1997). Epigenetic transcriptional silencing and 5-azacytidine-mediated reactivation of a complex transgene in rice. Plant Physiol., 115, 361−373.
  146. C., Schob H., Stam M., Kooter J.M., Meins F.J. (1996) Developmentally regulated silencing and reactivation of tobacco chitinase transgene expression. Plant J., 10(3), 437−450.
  147. B., Referoen M. (1992) Insecticidal promise of the Bacillus thuringiensis. Bioscience, 42, 112−122.
  148. Lee W.S., Tzen J.T.C., Kridl J.C., Radke S.E., Huang A.H.C. (1991) Maize oleosin is correctly targeted to seed oil bodies in Brassica napus transformed with the maize oleosin gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 88, 6181−6185.
  149. Li X.B., Mao H.Z., Bai Y.Y. (1995) Transgenic plants of rutabaga (Brassica napobrassica) tolerant to pest insects. Plant Cell Rep., 15, 97−101.
  150. Li X.B., Zheng S.X., Dong W.B., Chen G.R., Mao H.Z., Bai Y.Y. (1999) Insect-resistant transgenic plants of Brassica napus and analysis of resistance in the plants. Acta Genet. Sin., 26, 262−268.
  151. Limanton-Grevet A., Jullien M. (2001) Agrobacterium-mediated transformation of Asparagus officinalis L.: molecular and genetic analysis of transgenic plants. Mol. Breed., 7, 141−150.
  152. Liu J.W., DeMichele S., Bergana M., Bobik E., Hastilow C., Chuang L.T., Mukerji P., Huang Y. S. (2001) Characterization of oil exhibiting high gamma-linolenic acid from a genetically transformed canola strain. J. Am. Oil Chem. Soc., 78, 489−493.
  153. Mahdiyeh Kharrazi, Hossein Nemati, Ali Tehranifar, Abdolreza Bagheri and Ahmad Sharifi. (2011) In vitro culture of carnation (Dianthus caryophyllus L.) focusing on the problem of vitrification. J. Biol. Environ. Sci., 5(13), 1−6.
  154. M. (1986) Experimentally synthesized plant chimeras 3. Qualitative and quantitative characteristics of the flowers of interspecific Nicotiana chimeras. Annals of Botany, 57, 435—442.
  155. M., Bernatzky R. (1995) Arrangement of cell layers in the shoot apical meristems of periclinal chimeras influences cell fate. The Plant Journal, 7, 193— 202.
  156. M., Gouin F.R. (1984) Experimentally synthesized plant chimeras 2. A comparison of in vitro and in vivo techniques for the production of interspecific Nicotiana chimeras. Ann. Bot., 54, 513−521.
  157. M., Morgan P.A. (1988) Chlorophyll-deficient cell lines which are genetically uncharacterized can be inappropriate for use as phenotypic markers in developmental studies. American Journal of Botany, 75, 985−989.
  158. Mathews H., Bharathan N., Litz R.E., Narayanan K.R., Rao P. S.C.R.B.1990) Transgenic plants of mustard Brassica juncea (L.) Czern and Coss. Plant Sci., 72, 245−252.
  159. H., Wagoner W., Kellogg J., Bestwick R.K. (1995) Genetic transformation of strawberry: Stable integration of a gene to control biosynthesis of ethylene. In Vitro Cell Dev Biol -Plant, 31, 36−43.
  160. Matzke M.A., Matzke A.J.M. (1995) How and why do plants inactivate homologous (trans)genes? Plant Physiol., 107, 679−685.
  161. McCabe M., Mohapatra U.B., Debnath S.C. et al. (1999) Integration, expression and inheritance of two linked T-DNA marker genes in transgenic lettuce. Molecular Breeding, 5, 329−344.
  162. McElroy D., Brettel R.I.S. (1994) Foreign gene expression in transgenic cereals. Trends Biotechnol., 12, 62−68.
  163. Meira Ziv. (1991) Quality of Micropropagated Plants: Vitrification. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Plant, 27(2), 64−69.
  164. T.D., Dixit R., Earle E.D. (1995a) Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of broccoli (Brassica oleracea var italica) and cabbage (B. oleracea var capitata). Plant Cell Rep., 15, 287−292.
  165. T.D., Roush R.T., Tang J.D., Shelton A.M., Earle E.D. (1995b) Transgenic broccoli expressing a Bacillus thuringiensis insecticidal crystal protein -implications for pest resistance management strategies. Mol. Breed., 1, 309−317.
  166. T.D., Shelton A.M., Roush R.T., Earle E.D. (1993) Transgenic broccoli expressing Bt toxine are resistant to diamondback moth larvae. Plant Physiol, 102, 174.
  167. S. (1990) Transformation of Brassica napus with a «disarmed» oktopine plasmid of Agrobacterium tumefaciens'. molekular analysis and inheritance of the transformed phenotype. J. Exp. Bot., 41, 269−275.
  168. S., Gedamu L. (1989) Heavy metal tolerant transgenic Brassica napus L. and Nicotiana tabacum L. plants. Theor. Appl. Genet., 78, 161−168.
  169. Moghaieb R.E.A., El-Awady M.A., Mergawy R.G.R., Sawsan S.Y., El-Sharkawy A. (2006) A reproducible protocol for regeneration and transformation in canola (Brassica napus L.). African Biotechnology, 5 (2), 143−148.
  170. M.M., Walker J., Sharma K.K. (1989) High efficiency transformation of Brassica napus using Agrobacterium vectors. Plant Cell Rep., 8, 238−242.
  171. A., Saul M.W., Essad S., Potrycus I. (1989) Localization by in situ hybridization of a low copy chimeric resistance gene introduced into plants by direct gene transfer. Mol. Gen. Genet., 207, 204−209.
  172. T. (1974) Clonal propogation through tissue cultures. Annu. Rev. Plant Physiol., 25, 133−160.
  173. T., Skoog F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassys with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant, 15, №. 13, 473−497.
  174. M., Orton T.J. (1987) Callus initiation and regeneration capacities in Brassica species. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 11, 111−123.
  175. D.J. (1992) Modifying oilseed crops for non-edible products. Trends-Biotechnol., 10, 84−87.
  176. Nagy F., Kay S.A., Chua N.-H. (1988) Analysis of gene expression in transgenic plants. In: Plant Molecular Biology Manual. Edited by Gelvin S.B. and Schilperoort A.R. Kluwer Academic Publishers Dordrecht, the Netherlands, pp. 1−29.
  177. Nap J.P., Conner A.J., Mlynarova L., Stiekema W.J., Jansen R.C. (1997) Dissection of a synthesized quantitative trait to characterize transgene interactions. Genetics, 147,315−320.
  178. Narasimhulu S.B., Kirti P.B., Mohapatra T., Prakash S., Chopra V.L.1992) Shoot regeneration in stem explants and its amenability to Agrobacterium tumefaciens mediated gene transfer in Brassica carinata. Plant Cell Rep., 11, 359−362.
  179. S.B., Chopra V.L. (1988) Species specific shoot regeneration response of cotyledonare explants of Brassicas. Plant Cell Rep., 7, 104−106.
  180. B., Billing K., Wyndaele R. (1997) Influence of the antibiotic timentin on plant regeneration compared to carbernicillin and cefotaxime in concentration suitable for elimination of Agrobacterium tumefaciens. Plant Science, 123, 169−177.
  181. Niedz R.P., Smith S.S., Dunbar K.B., Stephens C.T., Murakishi H.H.1989) Factors influencing shoot regeneration from cotyledonary explants of Cucumis melo L. Plant Cell, Tissue and Organ culture, 18, 313−319.
  182. J. (1974) La culture de pollen isolesur millien synthetique. Acad. Sci., 278, 1031−1034.
  183. M., Eriksson T. (1988) Transformation of Brassica campestris protoplasts with Agrobacterium tumefaciens. Hereditas, 108, 173−177.
  184. Ono Y., Takahata Y. and Kaizuma N. (1994) Effect of genotype on shoot regeneration from cotyledonary explants of rapeseed (Brassica napus L.). Plant Cell Rep., 14, 13−17.
  185. Ono Y., Takahata Y., Kaizuma N. (2000) Genetic analysis of shoot regeneration from cotyledonary explants in Brassica napus. Theoretical and Applied Genetic, 100, 895−898.
  186. Opabode Jelili T. (2006) Agrobacterium-mediated transformation of plants: emerging factors that influence efficiency. Biotechnology and Molecular Biology Review, 1 (1), 12−20.
  187. Park S.H., Pinson S.R.M., Smith R.H. (1996) T-DNA integration into genomic DNA of rice following Agrobacterium inoculation of isolated shoot apices. Plant Mol. Biol., 32, 1135−1148.
  188. S.H., Rose S.C., Zapata C., Srivatanakul M., Smith R.H. (1998) Cross-protection and selectable marker genes in plant transformation. Vitro Cell Dev Biol-Plant, 34, 117−121.
  189. Patent, Sanofi, (1990) Elf-Aquitaine. New recombinant protein with endochitinase activity. FR-9 460. PR-24.07.
  190. S., Sikdar S.R. (2005) Regeneration of plants from root explant of two Indian cultivars of Brassica campestris L. through somatic embryogenesis. Current science, 89, №. 8, 1323−1326.
  191. P.M. (1989) Successful cocultivation of Brassica napus microspores and proembrios with Agrobacterium. Plant Cell Rep., 8, 387−390.
  192. S., Stummann B., Olesen P., Henningsen K. (1989) Structure and function of root-inciding (Ri) plasmids and their relation to tumour inducing (Ti) plasmids. 77, 427−435.
  193. Pineau C., Freydier A., Ranocha P., et al. (2005) hca an Arabidopsis mutant exhibiting unusual cambial activity and altered vascular patterning. The Plant Journal, 44, 271−289.
  194. S. (1989) Genetic mosaics and cell lineage analysis in plants. Trends in Genetics, 5, 273−277.
  195. T., Brzozowski A.E., Finer J.J. (1999) Transient expression and stable transformation of soybean using the jellyfish green fluorescent protein. Plant Cell Reports, 19, 6−12.
  196. P.V. (2002) Application of Agrobacterium transformation in selection of cabbage for desease resistance: PhD Dissertation. Russian State Agrarian University-MTAA named after K. A. Timiriazev. Moscow. Russia.
  197. I., Paszkowski J., Saul M.W., Petruska J., Shillito R.D. (1985b) Molecular and general genetics of a hybrid foreign gene introduced into tobacco by direct gene transfer. Mol. Gen. Genet., 199,169−177.
  198. I., Shillito R., Saul M., Paszkowski J. (1985a) Direct gene transfer, state of the art and future potential. Plant Mol. Biol. Reporter, 3, 117−128.
  199. Prasad K.V.S.K., Sharmila P., Kumar P.A., Saradhi P.P. (2000) Transformation of Brassica juncea (L.) Czern with bacterial codA gene enhances its tolerance to salt and cold stress. Mol. Breed., 6, 489−499.
  200. D.C., Eckenrode V.K., Ward W.W., Prendergast F.G., Cormier M.J. (1992) Primary structure of the Aequorea victoria green-fluorescent protein. Gene., Ill, № 2, 229−233.
  201. Pua E.C., Mehra-Palta A., Nagy F., Chua N.-H. (1987) Transgenic plants of Brassica napus L. Bio/Technology, 5, 815−817.
  202. Qin Y., Gao L.H., Pulli S., Guo Y.D. (2006) Shoot differentiation, regeneration of cauliflower and analysis of somaclonal variation by RAPD. Hereditas, 1−8.
  203. Qing C. M., Fan L., Lei Y., Bouchez D., Tourneur C., Yan L., Robaglia C. (2000) Transformation of Pakchoi {Brassica rapa L. ssp chinensis) by Agrobacterium infiltration. Mol. Breed., 6, 67−72.
  204. Quiroz-Figueroa F., Monforte-Gonzalez M., Galaz-Avalos R.M., Loyola-Vargas V.M. (2006) Direct somatic embryogenesis in Coffea canephora. Methods Mol. Biol., 318, 111−117.
  205. S.E., Turner J.C., Facciotti D. (1992) Transformation and regeneration of Brassica rapa using Agrobacterium tumefaciens. Plant Cell Rep., 11, 499 505.
  206. Radke S.E., Andrews B.M., Moloney M.M., Crouch M.L., Kride J.C.,
  207. V. C. (1988) Transformation of Brassica napus L. using Agrobacterium tumefaciens: developmentally regulated expression of a reintroduced napin gene. Theor Appl. Genet., 75, 685−694.
  208. Rakosy-Tican E., Aurori C.M., Dijkstra C., Thieme R., Aurori A., Davey
  209. M.R. (2007) The usefulness of the gfp reporter gene for monitoring Agrobacterium-mediated transformation of potato dihaploid and tetraploid genotypes. Plant Cell Rep., 26, 661−671.
  210. J. (1963) Meristems, growth and development in woody plants. USDA Tech Bull., 1293, 214.
  211. T., Schell J. (1993) Transgenic tobacco plants regenerated from leaf disks can be periclinal chimeras. Plant Mol Biol., 21, 705−708.
  212. Schroder M., Dixelius C., Rahlen L. and Glimilus K. (1994) Transformation of Brassica napus by using the AddA. gene as selectable marker and inheritance studies of the marker genes. Physiol. Plant, 92, 37−46.
  213. Scott A., Woodfield D., White D.W.R. (1998) Allelic composition and genetic background effects on transgene expression and inheritance in white clover. Mol. Breed., 4, 479-^190.
  214. Senaratna T., Kott L., Beversdorf D.W., McKersie D. (1991) Desiccation of microspore derived embryos of oilseed rape (.Brassica napus L.). Plant Cell Reports, 10, 342−344.
  215. Sethi U., Basu A., Guha-Mukherjee S. (1990) Role of inhibitors in the induction of differentiation in callus cultures of Brassica, Datura and Nicotiana. Plant Cell Rep., 8, 598−600.
  216. Sharma K.K. and Thorpe T.A. (1989) In vitro regeneration of shoot buds and plantlets from seedling root segments of Brassica napus L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 18, 129−141.
  217. K.K., Bhojwani S.S., Thorpe T.A. (1990) Factors affecting hogh frequency differentiation of shoots and roots from cotyledon explants of Brassica juncea (L.) Czern. Plant Sci., 66, 247−253.
  218. K.K., Bhojwani S.S., Thorpe T.A. (1991) The role of cotyledonary tissue in the differentiation of shoots and roots from cotyledon explants of Brassica juncea (L.) Czern. Plant Cell Tis. Organ Cult., 24, 55−59.
  219. M., Sahni R., Kansal R., Koundal K.R. (2004) Transformation of oilseed mustard Brassica juncea (L.) Czern & Coss cv. Pusajaikisan with snowdrop lectin gene. Indian Journal of Biotechnology, 3, 97−102.
  220. Shewmaker C.K., Sheehy J.A., Daley M., Colburn S., Ke D.Y. (1999) Seedspecific overexpression of phytoene synthase: increase in carotenoids and other metabolic effects. Plant J., 20, 401−412.
  221. R. (1987) Towards insect-resistant plants. Nature, 238, 12−13.
  222. Shimomura O., Johnson F.H., and Saiga Y. (1962) Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea. J. Cell. Comp. Physiol., 59, 223−239.
  223. A. Sawhney V.K. (1991) Comparative regenerative ability of internodal segments of wild type and a genie male sterile line of rapeseed (Brassica napus) cultured in vitro. Plant Science, 79, 95−98.
  224. F. (1944) Growth and organ formation in tobacco tissue cultures. Am. J. Bot., 31, 19−24.
  225. F., Miller C. (1957) Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultured in vitro. In: The biological action of growth substances, Porter H.K. (ed.). Academic Press. N.Y., 11, pp. 118−131.
  226. Solovyev A.G., Stroganova T.A., Zamyatnin A.A. Jr., Fedorkin O.N., Schiemann J. and Morozov S.Y. (2000) Subcellular sorting of small membrane-associated triple gene block proteins: TGBp3-assisted targeting of TGBp2. Virology, 269(1), 113−127.
  227. E.M. (1975) Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. Journal of molecular biology, 98 (3), 503−517.
  228. G., Koop H.U., Lichter R., Schweiger H.G. (1986) Microculture of single protoplasts of Brassica napus. Physiol. Plant, 66, 1−8.
  229. Spencer T.M., O’brien J.V., Start W.G., Adams T.R., Gordon-Kamm W.J., Lemaux P.G. (1992) Segregation of transgenes in maize. Plant Mol. Biol., 18, 201 210.
  230. V., Vasil V., Vasil I.K. (1996) Molecular characterization of the fate of transgenes in transformed wheat (Triticum aestivum L.). Theor. Appl. Genet., 92, 1031−1037.
  231. Stachel S.E., Messens E., Van Montagu M., Zambryski P. (1985) Identification of the signal molecules produced by wounded plant cells that activate T-DNA transfer in Agrobacterium tumefaciens. Nature, 318, 624−629.
  232. Stewart C.N., Adang M.J., All J.N., Raymer P.L., Ramachandran S., Parrott W.A. (1996) Insect control and dosage effects in transgenic canola containing a synthetic Bacillus thuringiensis crylAc gene. Plant Physiol., 112, 115−120.
  233. R.N., Burk L.G. (1970) Independence of tissues derived from apical layers in ontogeny of the tobacco leaf and ovary. Am. J. Bot., 57, 1010−1016.
  234. , R.N., Dermen H. (1970) Somatic genetic analysis of the apical layers of chimeral sports in Chrysanthemum by experimental production of adventitious shoots. Amer. J. Bot., 57 (9), 1061−1071.
  235. E.J., Irish E.E. (1999) Interactions between jointless and wildtype tomato tissues during development of the pedicel abscission zone and the inflorescence meristem. Plant Cell, 11, 159−175.
  236. Y., Wakui K., Kaizuma N. (1992) A dry artificial seed system for Brassica crops. Acta Horticulturae, 1, 317−322.
  237. T., Hatakeyama K., Ojima K., Watanabe M., Toriyama K., Hinata K. (1997) Factors influencing Agrobacterium-mediated transformation of Brassica rapa L. Breeding Science, 47, 127−134.
  238. Tang G.X., Zhou W.J., Li H.Z., Mao B.Z., He Z.H., Yoneyama K. (2003) Medium, Explant and Genotype Factors Influencing Shoot Regeneration in Oilseed Brassica spp. Journal of Agronomy and Crop Science, 189, Iss.5, 351−358.
  239. R., Robbelen G. (1990) Anther and microspore development in different male sterile lines of oilseed rape {Brassica napus L.). Angew. Bot., 64, 419−434.
  240. T.A., Patel K.R. (1984) Clonal propogation: Adventitious buds. In: Cell culture and Somatic Genetics of Plants (Ed.Vasil I.K.), Academic Press, N.Y., 1, pp. 49−60.
  241. Tilney-Bassett R.A.E. (1986) Plant Chimeras. Edward Arnold. Baltimore, 2521. P
  242. F., Battey N. (2003) Models of shoot apical meristem function. New Phytol., 159, № 1, 37−52.
  243. K., Stein J.C., Nasrallah M.E., Nasrallah J.B. (1991) Transformation of Brassica oleracea with an S-locus gene from B.campestris changes the self-incompatibility phenotype. Theor. Appl. Genet., 81, 769−776.
  244. J., Lichtenstein C. (1992) Somatic and meiotic chromosomal recombination between inverted duplications in transgenic tobacco plants. Plant Cell, 4, 319−322.
  245. Tsydendambaev V.D., Christie W.W., Brechany E.Y., Vereshchagin A.G.2004) Identification of unusual fatty acids of four alpine plant species from the Pamirs. Phytochemistry, 65, Iss.19, 2697−2705.
  246. R., Bargchi M., Draper J. (1991) Agrobacterium-mediated transformation of Brassica napus. In Vitro, 27, 150A.
  247. K., Sakaguchi S., Kumagai F., Hasezawa S., Quader H., Kristen U. (2003) Development and disintegration of phragmoplasts in living cultured cells of a GFP: TUA6 transgenic Arabidopsis thaliana plant, Protoplasma, 3−4, 111−118.
  248. Uliaie E.D., Farsi M., Ghreyazie B. and Imani J. (2008) Effects of genotype and AgN03 on shoot regeneration in winter cultivars of rapeseed {Brassica napus). Pak. J. Bot. Sci., 11(16), 2040−2043.
  249. P., Keen N., Murillo J., Rathus C., Nemes C., Finer J.J. (1993) Development of the particle inflow gun. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 33, 237−246.
  250. Valvekens D., Van Montagu M., Van Lijsebettens M. (1988) Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of Arabidopsis thaliana root explants by using kanamiein selection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 85, 5536−5540.
  251. V., Vasil I.K. (1981) Somatic embryogenesis and plant regeneration from suspension cultures of pear millet (Pennisetum americanum). Ann. Bot., 47, 669−678.
  252. R., Singh R.R. (2007) Regeneration and in vitro flowering in Brassica campestris (L.) var. Bhavani. Our Nature, 5, 21−24.
  253. Vieitez A.M., Ballester A., San-Jose M.C., Vieitez E. (1985) Anatomical and chemical studies of vitrified shoots of chestnut regenerated in vitro. Physiologia Plantarum, 65, Iss. 2, 177−184.
  254. M., Gertats G.M., Rogers S.M., Fraley R.T., Horsh R.B. (1986) Chromosomal localization of foreign gene in Petunia hybrid. Mol. Gen. Genet., 202, 6−12.
  255. D.A., Vetsch C.S., Potts D.E., Lundquist R.C. (1992) Transformation and inheritance of a hygromycin phosphotransferase gene in maize plants. Plant Mol. Biol., 18, 189−200.
  256. Wang Y.P., Sonntag K., Rudloff E. et al. (2005) Production of fertile transgenic Brassica napus by Agrobacterium-mediated transformation of protoplasts. Plant Breeding, 124, 1−4.
  257. Waterer D., Lee S., Scoles G., Keller W. (2000) Field evaluation of herbicideresistant transgenic broccoli. HortScience, 35, 930−932.
  258. Ph. (1939) Potentially unlimited growth of excised plant callus in an artificial nutrient. Amer. J. Bot., 26, 59−64.
  259. E.G., Maheswaran G. (1986) Somatic embryogenesis: Factors influencing coordinated behaviour of cells as an embryogenic group. Ann. Bot., 57, 443 462.
  260. Williams J., Pink D.A.C., Biddington N.L. (1990) Effect of silver nitrate on long-term culture and regeneration of callus from Brassica oleracea var. gemmifera. Plant Cell Tissue Org. Cult., 21, 61−66.
  261. Wu H., Sparks C., Amoah B., Jones H.D. (2003) Factors influencing successful Agrobacterium-mediated genetic transformation of wheat. Plant Cell Rep., 21, 659−668.
  262. Xiang Y., Wong W.-K.R., Ma M.C., Wong R.S.C. (2000) Agrobacterium-mediated transformation of Brassica campestris ssp. Parachinensis with synthetic Bacillus thuringiensis crylAb and cry 1 Ac genes. Plant Cell Reports, 19, 251−256.
  263. Xu Z.H., M.R. Davey and E.C. (1982) Cocking. Plant regeneration from root protoplasts of Brassica. Plant Sci. Lett., 24, 117−121.
  264. Yang M.Z., S.R. Jia and E.C. Pua. (1991) High frequency of plant regeneration from hypocotyl explants of Brassica carinata A. Br. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 24, 79−82.
  265. Ye F., Signer E.R. (1996) RIGS (repeat-induced gene silencing) in Arabidopsis is transcriptional and alters chromatin configuration. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 93, 10 881−10 886.
  266. Yu Ya, Zhao Yong-Qin, Zhao Bing, Ren Shuxin, Guo Yang-Dong. (2011) Influencing factors and structural characterization of hyperhydricity of in vitro regeneration in Brassica oleracea var. italic. Canadian Journal of Plant Science, 91(1), 159−165.
  267. B., Cellier F., Boyer J.C., Haenni A.L., Tepfer M. (1993) Transgenic plants that express genes including the 3'untranslated region of the turnip yellow mosaic virus (TYMV) genome are against TYMV infection. Gene, 136, 87−94.
  268. Zambryski P., Joos N., Genetello G., Leemans. (1983) Ti plasmid veefof for the introduction of DNA in to plant cells without alteration of their normal regeneration Capacity. EMBOJ., 2, 2143−2150.
  269. P., Ling D.H. (1995) Enhancement of plant regeneration rate of Brassicaparachinensis cultured in vitro. Acta Botanica Sinica, 37, 902−908.
  270. Zhong R., Zhu F., Liu Y. L., Li S.G., Kang L.Y., Luo P. (1997) Oilseed rape transformation and the establishment of a bromoxynil-resistant transgenic oilseed rape. Acta Bot. Sin., 39, 22−27.
  271. Zhu X.Y., Zhao M., Ma S., Ge Y.M., Zhang M.F., Chen L.P. (2007) Induction and origin of adventitious shoots from chimeras of Brassica juncea and Brassica oleracea. Plant Cell Rep., 26, 1727−1732.
  272. A.V., Vereshchagin A.G. (1970) Heptadecanoic acid as an internal standart in the gas chromatographic weight determination of fatty acids. J. Chromatogr, 51, 155−166.
  273. R.G., Outka D.A. (1980) The isolation, culture and callus formation of soybean pod protoplasts. Plant Sciens Lett, 18, 105.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!