Разработка антипаркинсонического липосомного препарата допамина с повышенным соотношением активное вещество/носитель

Болезнь Паркинсона — одно из наиболее распространенных заболеваний ЦНС, для которого точно установлен молекулярный дефект — выраженный дефицит допамина в черном веществе мозга. Рост заболеваемости и наблюдаемое «омоложение» паркинсонизма выдвигают данную патологию в ряд актуальных медико-социальных проблем.

Основным подходом в лечении паркинсонизма остаётся заместительная терапия сравнительно легко проникающим в мозг предшественником допамина — ДОПА, поскольку допамин не способен преодолевать ГЭБ и проникать в мозг. Однако клиническая нестабильность, периферические и центральные побочные эффекты, обусловленные колебаниями концентрации ДОПА в крови и мозге, интенсивным периферическим декарбоксилированием препарата и развитием гиперчувствительности ДА-рецепторов стриатума, значительно затрудняют корректировку дозы и ритма введения ДОПА. Для решения этих проблем предпринимались различные методические подходы к заместительной терапии паркинсонизма, но, несмотря на достигнутые успехи, разработка, но вых подходов к заместительной терапии паркинсонизма, направленных на увеличение ее эффективности, сохраняет свою актуальность.

Одним из способов защиты лекарственных веществ от периферической биотрансформации, увеличения времени циркуляции в кровотоке и снижения дозы является их инкапсуляция в липосомы. Липосомы лишены ограничений по химическому и структурному диапазону переносимых веществ, а их липидные компоненты подвержены полной биодеградации. Успешное применение липосом было продемонстрировано ранее для ряда противосудорожных препаратов, которые не способны самостоятельно преодолевать ГЭБ. Показана возможность коррекции двигательных нарушений при экспериментальном ПС у крыс на фоне интрастриатной имплантации липосом с ДА [1,2]. Недавно был проведен ряд успешных экспериментов по системному применению липосомных форм ДОПА и допамина, полученных в нашей лаборатории, для терапии экспериментального ПС [3]. Продолжение исследований потребовало создания липосом с повышенным соотношением ДА/носитель, что позволило бы значительно увеличить эффективность действия липосомных форм препарата. Экспериментальной проверке этого предположения и посвящена данная диссертация.

Цель настоящей работы заключалась в разработке методики активной загрузки допамина в липосомы с помощью трансмембранного градиента сульфата аммония, а также выяснении эффективности системного применения полученного липосомного препарата допамина для терапии экспериментального МФТП — индуцированного ПС.

В соответствии с этим были поставлены следующие задачи:

1. Осуществить подбор оптимального липидного состава и условий для осуществления загрузки липосом допамином с помощью трансмембранного градиента сульфата аммония.

2. Охарактеризовать физико-химические свойства полученных липосом с допамином (размеры, степень включения и кинетику загрузки допамина, соотношение ДА/липиды, стабильность липосом и кинетику перекисного окисления липосомных липидов).

3. Изучить влияние липосом с повышенной удельной загрузкой на параметры двигательной активности животных при экспериметальном ПС.

4. Исследовать влияние липосом с повышенной удельной загрузкой на нейрохимические параметры обмена катехоламинов в стриатуме животных с экспериментальным ПС.

5. Оценить количественые параметры проникновения липосомной формы допамина в стриатум.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

Методы загрузки липосом лекарственными и другими биологически активными соединениями.

Липосомы представляют собой достаточно простые замкнутые структуры, состоящие из одного или нескольких липидных бислоев [4]. Биомембраны и липосомы обладают сходными физико-химические принципами структурной организации: в основе формирования и тех и других лежит фосфолипидный бислой, ориентация молекул которого в окружающем водном пространстве определяется структурной уникальностью самих молекул. Как оказалось, липосомы представляют собой едва ли не идеальную упрощенную модельную систему для изучения структуры и свойств биомембран [5,6,7]. К середине 70-х годов липосомы стали использовать как инструменты для изучения клеток и воздействия на их метаболизм, т. е. для введения различных веществ внутрь клеток [5,6,8]. В мембранологии липосомы начали рассматривать как инструмент для внедрения в клеточную мембрану рецепторов, канальных белков, ферментов [6,9,10], в молекулярной биологии — для введения генетического материала в клетку [11]. К тому же времени относятся и первые попытки использования липосом, загруженных биологически активными соединениями, в качестве транспортеров лекарств к органам и тканям, вовлеченным в патологический процесс [6,8,12]. Впоследствии в ходе многочисленных исследований было показано, что с помощью липосом можно значительно снизить токсичность и/или повысить эффективность действия традиционно используемых лекарственных препаратов [13]. Наиболее перспективные направления применения липосом как потенциальных лекарственных форм включают в себя использование их в качестве средств доставки противоопухолевых, фунгицидных, бактерицидных и антивирусных препаратов. Кроме того, липосомы могут быть использованы для доставки контрастирующих агентов при получении диагностических рентгеновских и томографических снимков [14].

Липосомы как средства доставки лекарственных препаратов имеют ряд преимуществ по сравнению с другими носителями, так как:

•Способны доставлять широкий спектр лекарственных веществ, т. е. они универсальны [6].

•Дают возможность доставлять лекарственное вещество точно к месту действия [8,12,15,16].

•Обладают адгезивностью, т. е. свойством эффективно связываться с поверхностью клеток-мишеней [17,18].

•Дают возможность осуществлять направленную доставку, т. е. способны передавать лекарственное вещество конкретному типу клеток при соответствующей модификации липосомной мембраны: введение в мембрану рецепторов, антител, повышающих сродство липосом к мишени [15,18].

•Обладают относительной стабильностью в жидких средах организма при правильном подборе липидного состава липосом [8,19].

•Нетоксичны и биодеградируемы [15,20].

•Защищают заключенное в липосомы от воздействия ферментов и других высокомолекулярных и полярных веществ [20].

Применение липосом позволяет решить две основные фармакотерапевтические задачи:

•Действие на клетки и органы с целью такого вмешательства в их функции, которое по каким-либо причинам не может быть реализовано при использовании лекарственного вещества самого по себе [8,15].

•Изменение фармакокинетики лекарственного вещества с целью улучшения его действия, что особенно актуально для токсичных лекарственных препаратов [21,22].

В ходе решения этих задач, что было неоднократно показано экспериментально, становится возможным: а) Уменьшить суммарную терапевтическую дозу используемого лекарственного препарата, тем самым увеличив диапазон его эффективной терапевтической концентрации, и исключить его нежелательное воздействие на не вовлеченные в патологический процесс органы и ткани [8,21,23]. б) Увеличить концентрацию лекарственного вещества непосредственно в органе и ткани-мишени в 50−100 раз [12,22]. в) Увеличить время циркуляции лекарственного вещества в кровотоке, значительно уменьшив вероятность его метаболической деградации [8,19,22,23]. г) Увеличить время задержки лекарственного препарата в клетках-мишенях в 10 100 раз [8,15,16,23].

Разработано множество методов получения липосом и включения в них лекарственных и других биологически активных веществ, однако использование липосомных лекарственных форм в клинической практике в настоящее время представляется довольно ограниченным. Особые требования к липосомной лекарственной форме возникают в зависимости от типа включаемого вещества, ожидаемого биологического эффекта вещества в организме, а также от поведения липосом в конкретной биологической системе.

Тем не менее, за последние пять лет появилось более десятка лекарственных липосомных препаратов, не меньшее количество находится на различных стадиях клинических испытаний [24,25]. Это свидетельствует о том, что липосомные исследования перешли на качественно другой уровень — уровень конструирования реальных препаратов.

1. During М. J., Freese A., Deutch A.Y. et al. Biochemical and behavioral recovery in a rodent model of Parkinson’s disease following stereotactic implantation of dopamine-containing liposomes // Exp. Neurol. — 1992. — Vol. 115, N. 2. — P. 193−199.

2. Bangham A.D. Development of the Liposome concept // in Liposomes in Biological Systems.(G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. — P. 1−24.

3. Bangham A. D. Membrane models with phospholipids. // Progr. Biophys. Mol. Biol. -1968.-Vol. 18.-P. 29−95.

4. Liposome Letters. Ed. Bangham A.D. // London, New York: Acad. Press, 1983.P.421.

5. Марголис Л. Б., Бергельсон Л. Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. -М. 1986.-328 С.

6. Gregoriadis G. The liposome drug-carrier concept: its development and future // in Liposomes in Biological Systems. (G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. -P.25−86.

7. Epand R.M., Stafford A.R., Lester D.S. Lipid vesicles which can bind to protein kinase C and activate the enzyme in the presence of EGTA // Eur. J. Biochem. 1992. — Vol. 208. — P.327−332.

8. Fisar Z., Krulik R., Beitlova D. Liposomes model membranes to study the binding of tricyclic antidepressants // Drug. Metabol. Drug. Interact. — 1991. — Vol. 9. — P.269−289.

9. Magee W.E. Liposomes as carriers of polynucleotides // in Liposomes in Biological Systems.(G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. -P.249−264.

10. Gregoriadis G., Swain C.P., Wills E.J. et al. Drug-carrier potential of liposomes in cancer chemotherapy // Lancet. 1974. — Vol. 1. — P. 1313−1314.

11. Allen T.M. Liposomes. Opportunities in drug delivery //Drugs. 1997; V. 54, Suppl. 4. P. 8−14.

12. Tilcock C., Ahkong Q.F., Koenig S.H., Brown R.D., Davis M. The design of liposomal paramagnetic MR agents: effects of vesicle size upon the relaxivity of surface-incorporated lipophilic chelates // Magnet. Reson. Med. 1992. — Vol. 27. — P.44−51.

13. Weissmann G., Finkelstein M. Uptake of enzyme-bearing liposomes by cells in vivo and in vitro // in: Liposomes in Biological Systems. (G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) -Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. P.153−178.

14. Woodle M.C., Lasic D.D. Sterically stabilized liposomes // Biochim. Biophys. Acta. 1992.-Vol. 1113.-P.171−199.

15. Fendler J.H. Optimizing drug entrapment in liposomes. Chemical and biophysical considerations // in Liposomes in Biological Systems (G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) -Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. P.87−100.

16. Sugarman S. M., Perez-Soler R. Liposomes in the treatment of malignancy: a clinical perspective // Crit. Rev. Oncol. Hematol. 1992. — Vol. 12. — P.231−242.

17. Rahman Y.E. Liposomes and chelating agents // in Liposomes in Biological Systems.(G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. — P.265−298.

18. Kimelberg H.K. Liposomes as carriers for methotrexate // in Liposomes in Biological Systems.(G.Gregoriadis & A. Allison, ed.) Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1980. — P.219−248.

19. Marie S., Janknegt R., Bakker-Woundenberg I. Clinical use of liposomal and lipid— complexed amphotericin B // J. Antimicrobal Chemotherapy. 1994. — Vol. 33. — P. 907−916.

20. Harrison M., Tomlinson D., Stewart S. Liposomal entrapped doxorubicin: an active agent in AIDS — related Kaposi sarcoma // J. Clin. Oncol. — 1995. Vol. 13. — P. 914−920.

21. Liposomes: a practical approach // Ed by R.R.C. New. IRL Press, 1994.

22. Wisse E., Gregoriadis G. The uptake of liposomes by the rat liver // RES J.

23. Stealth Liposomes // Lasic D.D., Martin F.J., eds. 1995. CRC Press.

24. Mayer L.D., Bally M.B., Hope M.J., Cullis P.R. Techniques for encapsulating bioactive agents into liposomes // Chem. Phys. Lipids. 1985. Vol. 40. — P. 333−345.

25. Alving C.R., Stock E.A., Chapman W.L.Jr., Waits V.B., Hendricks L.D., Swartz G.M. Jr., Hanson W.L. Therapy of leishmaniasis: superior efficacies of liposome-encapsulated drugs. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1978. Vol. 75. — P. 29−59.

26. New R.C.C., Chance M.L., Thomas S.C., Peters W. Antileishmanial activity of antimonial agents entrapped into liposomes. //Nature, Lond. 1978.Vol. 272. -P. 55−56.

27. Tyrell D.A., Ryman B.E., Keeton B.R., Dubowitz V. Use of liposomes in treating type II glycogenosis. // Br. Med. J. 1976. Vol .2. — P. 88.

28. Papahadjopoulos D., Watkins J.C. Permeability properties of hydrated liquid crystals // Biochim. Biophys. Acta. 1967. Vol. 135. — P. 639−652.

29. Kagava Y. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation // J. Biol Chem. 1971. Vol. 246. — P. 5477−5478.

30. Barenholz Y., Amselen S., Linchenberg D. A new method for preparation of phospholipids vesicles (liposomes). // FEBS Lett. 1979. Vol. 99. — P. 210−214.

31. Hampton R. Y., Holz R. W., Goldstein J. Phospholipid, glycolipid and iondependences of conconavalin A and Risius communic agglutinin induced agglutination of lipid vesicles // J. Biol. Chem. 1980. Vol. 255. — P. 6766−6771.

32. Nordlund J. R., Schmidt C. F., Thompson T. E. Transbilayer distribution in small unilamellar phosphatidilglicerol-phosphatidilcholine vesicles // Biochemistry. 1981. Vol. 20. -P. 6415−6420.

33. Szoka F., jun., Papahadjopoulos D. Procedure for preparation of liposomes with large internal aqueous space and high capture by reverse-phase evaporation // Proc. Nat. Acad. Sci. US. 1978. Vol. 75. — P. 4194 — 4198.

34. Olson F., Hunt C. A., Szoka F. C. et al. Preparation of liposomes of defined size distribution by extrudion fhrough polycarbonate membranes. // Biochim. Biophys. Acta. -1979. Vol. 557.-P. 9−23.

35. Pica U., Liposomes with a large trapping capacity prepared by freezing.// Arch. Boichem. and Biophys. 1981. Vol. 212. — P. 186−194.

36. Jacobs M.N. Some aspects of cell permeability to weak electrolytes // Cold Spring Harbour Symp. Quant. Biol. 1940. Vol. 8. — P. 30−39.

37. Crofts A.R. Amine uncoupling of energy transfer in chloroplasts // J. Biol. Chem. -1967. Vol. 242. P. 3352−3359.

38. Deamer D.W., Prince R.C., Crofts A.R. The response of fluorescent amines to pH gradients across liposome membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 274. — P. 323 335.

39. Nichols J.W., Deamer D.W. Catecholamine uptake and concentration by liposomes.

40. Cullis P.R., Hope M.J., Bally M.B., Madden T.D., MayerL.D. Influence of pH gradients on the transbilayer transport of drugs, lipids, peptides and metal ions into large unilamellar vesicles // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1331. — P. 187 — 211.

41. Minow R.A., Benjamin E.T., Lee J.A. Adriamycin cardiomyopathy risk factors // Cancer. — 1977. Vol. 39. — P. 1397−1402.

42. Mayer L.D., Bally M.B., Cullis P.R. Uptake of adriamycin into large unilamellar vesicles in response to a pH gradient // Biochim. Biophys. Acta. 1986. Vol. 857. — P. 123 126.

43. Mayer L.D., Tai L.C.L., Bally M.B., Mitilenes G.N., Ginsberg R.S., Cullis P.R. Characterization of liposomal systems containing doxorubicin entrapped in response to pH gradients//Biochim. Biophys. Acta.- 1990. Vol. 1025.-P. 143−151.

44. Boman N.L., Mayer L.D., Cullis P.R. Optimization of the retention properties of vincristine in liposomal systems // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1152. — P. 253 — 258.

45. Redelmeier T., Hope M.J., Cullis P.R. On the mechanism of transbilayer transportof phosphatidylglycerol in response to transmembrane pH gradients // Biochemistry. 1990. Vol. 29.-P. 3046−3053.

46. Eastman S.J., Hope M.J., Cullis P.R. Transbilayer transport of phosphatidic acid in response to transmembrane pH gradients // Biochemistry. 1991. Vol. 30. — P. 1740 — 1745.

47. Chakrabarti A.C., Clark-Lewis I., Harrigan P.R., Cullis P.R. Uptake of basic amino acids and peptides into liposomes in response to transmembrane pH gradients // Biophys. J. -1992. Vol. 61.-P. 228−234.

48. Li X., Hirsh D.J., Cabral-Lilly D., Zirkel A., Gruner S.M., Janoff A.S., Perkins W.R. Doxorubicin physical state in solution and inside liposomes loaded via a pH gradient // Biochim Biophys Acta 1998. Vol. 1415. — P. 23 — 40.

49. Mayer L.D., Bally M.B., Cullis P.R. Strategies for optimizing liposomal doxorubicin // J. Liposome Res. 1990. Vol. 1. — P. 463 — 480.

50. Bally M.B., Nayar R., Masin D., Hope M.J., Cullis P.R., Mayer L.D. Liposomes with entrapped doxorubicin exhibit extended blood residence times // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1023. — P. 133 — 139.

51. Mayer L.D., Cullis P.R., Bally M.B. The use transmembrane pH gradient-driven drug-encapsulation in the pharmacodynamic evaluation of liposomal doxorubicin // J. Liposome Res. 1994. Vol. 4. — P. 529 — 553.

52. Mayer L.D., Bally M.B., Loughrey H., Masin D., Cullis P.R. Liposomal vincristine preparations which exhibit decreased drag toxicity and activity against murine L1210 and P388 tumors // Cancer Res. 1990. Vol. 50. — P. 575 — 579.

53. Boman N.L., Masin D., Mayer L.D., Cullis P.R., Bally M.B. Liposomal vincristinewhich exhibit increased drug retention and increased circulation longevity cures mice bearing P388 tumors // Cancer Res. 1994. Vol. 54. — P. 2830 — 2833.

54. Hope M.J., Cullis P.R. Lipid asymmetry induced by transmembrane pH gradients in large unilamellar vesicles // J. Biol Chem. 1987. Vol. 262. — P. 4360 — 4366.

55. Bailey A.L., Cullis P.R. Modulation of membrane fusion by asymmetric transbilayer distributions of amino lipids // Biochemistry. 1994. Vol. 33. — P. 12 573 — 12 580.

56. Eastman S.J., Wilschut J., Cullis P.R., Hope M.J. Intervesicular exchange of lipids with weak acid and weak base characteristics: influence of transmembrane pH gradients // Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol. 981. — P. 178 — 184.

57. Hope M.J., Redelmeier T., Wong K.F., Rodrigueza W., Cullis P.R. Phospholipid asymmetry in large unilamellar vesicles induced by transmembrane pH gradients // Biochemistry. 1989. Vol. 38.-P. 4181−4187.

58. Mui B., Dobereiner H., Madden T.D., Cullis P.R. Influence of transbilayer area asymmetry on the morphology of large unilamellar vesicles // Biophys. J. 1995. Vol. 69. — P. 930−941.

59. White J.M. Membrane fusion // Science. 1992. Vol. 258. — P. 917 — 924.

60. Cullis P.R., Tilcock C.P., Hope M.J. Lipid polymorphism // in: Membrane fusion (Wilschut J., ed), Marcel Dekker, New York, 1989. P. 35 — 64.

61. Siegel D.P. Energetics of intermediates in membrane fusion: comparison of stalk and inverted micellar intermediate mechanisms // Biophys. J. 1995. Vol. 65. — P. 21 242 140.

62. Tullius E., Williamson P., Schlegel R.A. Effect of transbilayer phospholipid distribution on erytrocite fusion // Biosci. Rep. 1989. Vol. 9. — P. 623 — 633.

63. Santini M.T., Indovina P., Cantafora A., Blotta I. The cesium induced delay in myoblast membrane fusion is accompanied by changes in isolated membrane lipids // Biochim. Biophys. Acta. — 1990. Vol. 1023. — P. 298 — 304;

64. Wilschut J., Soma J., Eastman S.J., Hope M.J., Cullis P.R. Ca induced fusion of phospholipid vesicles containing free fatty acids: modulation by transmembrane pH gradients // Biochemistry. 1992. Vol. 31. — P. 2629 — 2636.

65. Eastman S.J., Hope M.J., Wong K., Cullis P.R. Influence of phospholipid asymmetry on fusion between large unilamellar vesicles // Biochemistry. 1992. Vol. 31. — P. 4262−4268.

66. Das S., Rand R.P. Modification by diacylglycerol of the structure and interaction of various phospholipid bilayer membranes // Biochemistry. 1986. Vol. 25. — P. 2882 — 2889.

67. Veiro J.A., Cullis P.R. A novel method for the efficient entrapment of Ca2+ in large unilamellar vesicles // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1025. — P. 109 — 115.

68. Chakrabarti A.C., Veiro J.A., Wong N., Wheeler J.J., Cullis P.R. Generation and characterization of iron and barium loaded liposomes // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1108.-P. 233−239.

69. Wheeler J.J., Veiro J.A., Cullis P.R. Ionophore mediated loading of Ca2+ into large unilamellar vesicles in response to transmembrane pH gradients // Molecular Membrane Biology.-1994. Vol. 11.-P. 151−158.

70. Kolber M.A., Hayens D.H. Fluorescence study of the divalent cation transport mechanism of ionophore A23187 in phospholipid membranes // Biophys. J. — 1981. Vol. 36.

71. Rudnick G., Clark J. From synapse to vesicle: the reuptake and storage of biogenic amine neurotransmitters // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1144. — P. 249 — 263.

72. Casey R.P., Njus D., Radda G.K., Sehr P. The biochemistry of the uptake, storage, and release of catecholamines // Biochemistry. 1977. Vol. 16. — P. 972 — 977.

73. Njus D., Sehr P., Radda G.K., Ritchie G., Seeley P.J. Phosphorus 31 NMR studies of active proton translocation in chromaffin granules // Biochemistry. — 1978. Vol. 17. — P. 4337−4343.

74. Sulzer D., Rayport S. Amphetamine and other psychostimulants reduce pH gradients in midbrain neurons and chromaffin granules // Neuron. 1990. Vol. 5. — P. 797 — 808.

75. Moriyama Y., Tsai H.L., Futai M. Energy-dependent accumulation of neuron blockers causes selective inhibition of neurotransmitter uptake by brain synaptic vesicles // Arch. Biochim. Biophys. 1993. Vol. 305. — P. 278 — 281.

76. Rees-Jones R., Al-Awqati Q. Proton-translocating adenosinetriphosphatase in rough and smooth microsomes from rat liver // Biochemistry. 1984. Vol. 23. — P. 22 362 240.

77. Thevenod F., KemmerT.P., Christian A., Schulz I. Characterization of MgATP-driven If1″ uptake into a microsomal vesicle fraction from rat pancreatic cell // J. Membr. Biol.1989. Vol. 107.-P. 263−275.

78. Gierasch L.M. Signal sequences // Biochemistry. 1989. Vol. 28. — P. 923 — 930.

79. Rapoport T.A. Protein transport across the ER membrane // Trend. Biochem. Sci.1990. Vol. 15.-P. 355−358.

80. Randall L. L Function of proton motive force in translocation of protein across membranes // Methods Enzymol. 1986. Vol. 125. — P. 129 — 138.

81. Murem E.M., Randall L. L Export of alpha-amylase by Bacillus amyloliquefaciens.

82. Haran G., Cohen R., Bar L.K., Barenholz Y. Transmembrane ammonium sulfate gradients in liposomes produced effecient and stable entrapment of amphipatic weak bases // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1151. — P. 201−215.

83. Lasic D.D., Frederick P.M., Stuart M., Barenholz Y., Mcintosh T.J. Gelation of liposome interior. A novel method for drug encapsulation // FEBS Letters. 1992. Vol. 312. -P. 255−258.

84. Lasic D.D., Ceh В., Stuart M., Guo L., Frederick P.M., Barenholz Y. Transmembrane gradient driven phase transition within vesicles: lesson for drug delivery // Biochim. Biophys Acta. -1995. Vol. 1239. P. 145 — 156.

85. Clerc S., Barenholz Y. Loading of amphipathic weak acids in response to transmembrane calcium gradients // Biochim. Biophys. Acta. 1995. Vol.1240. — P. 257 — 265.

86. Трофимов В. И., Нисневич M.M. Вопросы получения и контроля свойств стерильных липосом с лекарственными препаратами. // Вестн. АМН СССР 1990. — N. 6. — С. 28 — 32.

87. Bindoli A. Biochemical and toxilogical properties of the oxidation products of catecholamines. // Free Radic. Biol. & Med. 1992. — Vol. 13, N 4. — P. 391 — 405.

88. Bellemare F, Fragata M. Transmembrane distribution of a-tocopherol in single-lamellar lipid vesicles // J. Membrane Biol. 1981. Vol. 58, N 1. — P.67−74.

89. Владимиров Ю. А., Арчаков А. И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. 252 с.

90. Bradbury М. The Concept of a Blood-Brain Barrier. Chichester, New York, Brisbane, Toronto: John Wiley & Sons, 1979.

91. Глебов P.H., Крыжановский Г. Н. Функциональная биохимия синапсов. -М.: Медицина, 1978. 328 с.