Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Молекулярно-генетический анализ клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых растений трибы Vicieae, произрастающих на территории Республики Башкортостан

Диссертация: Молекулярно-генетический анализ клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых растений трибы Vicieae, произрастающих на территории Республики Башкортостан
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Одной из актуальных задач современной биотехнологии является исследование генетических ресурсов клубеньковых бактерий, особенно естественных природных популяций. Наиболее эффективным подходом для этих исследований является анализ их генетического разнообразия, результатом которого может быть понимание процессов возникновения новых генотипов за счет мутаций, генетических перестроек… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений и условных обозначений
  • Глава 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Бобовые трибы Ушеае
    • 1. 2. Симбиоз
      • 1. 2. 1. Понятие симбиоза
      • 1. 2. 2. Биологическая фиксация азота
    • 1. 3. Систематика клубеньковых бактерий
      • 1. 3. 1. История систематики клубеньковых бактерий
      • 1. 3. 2. Современное состояние систематики клубеньковых бактерий
      • 1. 3. 3. Проблемы в систематике клубеньковых бактерий
    • 1. 4. Организация генома клубеньковых бактерий
      • 1. 4. 1. Особенности организации генетического аппарата клубеньковых бактерий
      • 1. 4. 2. Состав и организация симбиотических генов ризобий
      • 1. 4. 3. Роль горизонтального переноса в систематике клубеньковых бактерий
  • Глава 2. Экспериментальная часть
    • 2. 1. Объекты исследования
    • 2. 2. Схема генетического анализа клубеньковых бактерий
    • 2. 3. Сбор клубеньков дикорастущих бобовых растений
    • 2. 4. Выделение из клубеньков чистых культур клубеньковых бактерий
    • 2. 5. Выделение и очистка ДНК ризобий
    • 2. 6. Исследование генетического разнообразия штаммов бактерий
    • 2. 7. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)
    • 2. 8. Аналитический гель-электрофорез ДНК
    • 2. 9. ПЦР-ПДРФ анализ генов 168 рРНК и 168−238 межгенного транскрибируемого спейсера
    • 2. 10. Секвенирование гена 16Б рРНК и проведение сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей
    • 2. 11. Выделение и электрофоретическое разделение мегаплазмидной ДНКризобий
    • 2. 12. Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей
    • 2. 13. Кластерный анализ НАРБ-профилей бактерий
    • 2. 14. Реактивы и материалы
    • 2. 15. Олигонуклеотидные праймеры использованые в работе
    • 2. 16. Составы использованных стандартных водных растворов
  • Глава 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Генетическое разнообразие и филогения клубеньковых бактерий бобовых трибы Ушеае
    • 3. 2. Филогенетический анализ клубеньковых бактерий бобовых трибы Ушеае
    • 3. 3. Исследование плазмидного состава клубеньковых бактерий
    • 3. 4. Кластерный анализ ИАРБ профилей ДНК клубеньковых бактерий
    • 3. 5. Филогенетический анализ симбиотических генов клубеньковых бактерий

Молекулярно-генетический анализ клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых растений трибы Vicieae, произрастающих на территории Республики Башкортостан (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность работы. Симбиотические взаимоотношения бобовых растений и клубеньковых бактерий являются актуальной проблемой современной биологии и служат объектом интенсивных исследований различных специалистов в течение нескольких десятков лет (Rivas et al., 2009). Решение этой проблемы важно как с научной, так и практической точки зрения. И поэтому связано с необходимостью повышения симбиотического усвоения атмосферного азота хозяйственно значимыми бобовыми растениями, большинство которых в умеренных широтах относятся к трибе Vicieae ((Adans.) Bronn) семейства Fabaceae Lindl.

Одной из актуальных задач современной биотехнологии является исследование генетических ресурсов клубеньковых бактерий, особенно естественных природных популяций. Наиболее эффективным подходом для этих исследований является анализ их генетического разнообразия, результатом которого может быть понимание процессов возникновения новых генотипов за счет мутаций, генетических перестроек и горизонтального переноса генов.

Значение таких исследований велико, поскольку они дают материал для селекции наиболее удачных комбинаций геномов ризобий для использования при выращивании бобовых растений, а также могут быть использованы в качестве основы для направленного генетического конструирования штаммов, перспективных для практики.

Цель работы заключалась в исследовании генетического разнообразия и филогении клубеньковых бактерий бобовых трибы Vicieae, произрастающих на территории Республики Башкортостан.

Задачи исследования:

1) Сформировать коллекцию клубеньковых бактерий, вступающих в симбиоз с дикорастущими бобовыми растениями трибы Vicieae, произрастающими в различных районах Республики Башкортостан.

2) Провести с помощью RAPD анализа исследование генетического разнообразия изолированных штаммов микроорганизмов.

3) Методом сравнительного анализа последовательностей генов 16S рРНК бактерий определить их филогенетическое положение.

4) Провести филогенетический анализ симбиотических генов изолированных штаммов микроорганизмов.

Научная новизна работы. Впервые исследована филогения и генетическое разнообразие клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых растений Южного Урала, относящихся к трибе Vicieae, таких как: чина Литвинова {Lathyrus litvinovii), чина лесная (L. sylvestris), чина гороховидная (L. pisiformis), чина болотная (L. palustris), чина луговая (.L. pratensis), чина клубненосная (L. tuberosus), чина весенняя (L. vernus), чина бледноватая (L. pallescens), чина Гмелина (L. gmelinii), горошек мышиный (Vicia cracca), горошек тонколистный (V. tenuifolia), горошек заборный (V sepium), горошек лесной (V. sylvatica), горошек гороховидный (V. pisiformis), горошек волосистый (V. hirsuta). Показано участие горизонтального переноса симбиотических генов в образовании штаммов бактерий с измененной специфичностью к своему макросимбионту.

Научно-практическая значимость работы. Полученные результаты расширяют представление о генетическом разнообразии клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых растений трибы Vicieae, что может быть использовано для выявления наиболее удачных комбинаций геномов ризобий, которые могут быть использованы в качестве основы для отбора и направленного генетического конструирования штаммов, перспективных для сельскохозяйственной практики.

Конкурсная поддержка работы. Исследования были поддержаны грантами РФФИ-Поволжье (№ 10−04−97 018-а) и грантами Президента Российской Федерации для государственной поддержки ведущих научных школ России (НШ-1003.2006.4 и НШ-649.2008.4), ГК N02.740.11.0290 ФЦП «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России на 20 092 013гг.».

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на 1-й и 2-й всероссийской школе-конференции молодых ученых «Биомиканаука 21 века» (Уфа, 2007, 2011), XVI Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «ЛОМОНОСОВ» (Москва, 2009), II и III Всероссийском с международным участием конгрессе студентов и аспирантов-биологов «СИМБИОЗ» (Пермь, 2009; Нижний Новгород, 2010), V Всероссийской конференции молодых учёных «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2010), 14 международной Пущинской школе-конференции молодых учёных «Биология — наука XXI века» (Пущино, 2010), Всероссийском симпозиуме «Растение и стресс (Plants under Environmental Stress)» (Москва, 2010), VI Съезде Общества физиологов растений России «Физиология растенийфундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий» и Международной научной школе «Инновации в биологии для развития биоиндустрии сельскохозяйственной продукции» (Нижний Новгород, 2011).

Публикации. Материалы диссертации изложены в 14 публикациях, из них 5 статей в журналах из перечня ВАК, а также депонированы в международных банках данных DDBJ/EMBL/GenBank.

Структура и объем диссертации

Диссертация изложена на 107 страницах, содержит 10 рисунков и 3 таблицы и состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследований, результатов исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитированной литературы, включающего 215 работ.

выводы.

1. Установлено, что исследованные штаммы клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых трибы Vicieae характеризуются высоким уровнем полиморфности ДНК.

2. На основании сравнительного анализа последовательностей генов 16S рРНК показано, что большинство штаммов клубеньковых бактерий филогенетически относятся к одному виду Rhizobium leguminosarum.

3. Выявлено, что высокая генетическая гетерогенность штаммов при их филогенетической однородности вызвана различиями в составе их плазмид.

4. В клубеньках некоторых представителей растений рода Lathyrus обнаружены не типичные для них виды клубеньковых бактерий: у чин L. vernus и L. sylvestris — бактерии Rhizobium tropici, у L. palustrisAgrobacterium spv у L. gmelinii — Phyllobacterium sp.

5. Обнаруженные нетипичные для растений рода Lathyrus виды клубеньковых бактерий имеют в составе своего генома симбиотические гены, филогенетически близкие к аналогичным генам бактерий R. leguminosarum bv. viciae, что, возможно, является следствием горизонтального переноса генов, повлиявшим на изменение специфичности данных микросимбионтов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Ю.Е., Галеева А. Х., Губанов И.А.и др. Определитель высших растений Башкирской АССР. Т. 2. Сем. Brassicaceae-Asteraceae. М., 1989. С. 88−115.
  2. М.А., Бурляева М. О., Алпатьева Н. В., Чесноков Ю.В. RAPD анализ видового полиморфизма рода чина Lathyrus L. семейства Fabaceae LINDL // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12, № 4. с. 595−607.
  3. JI.M. Клубеньковые бактерии и нитрагин. Л.: Колос. 1970. С. 191.
  4. В.А., Штарк О. Ю., Борисов А. Ю., Тихонович И.А.
  5. Молекулярно-генетические механизмы контроля растением ранних стадийразвития взаимовыгодных (мутуалистических) симбиозов бобовых //
  6. Генетика. 2009. Т. 45, № 11. С. 1449−60.
  7. А.Е., Градова Н. Б. Научные основы экобиотехнологии.1. Москва. 2006. С. 421.
  8. E.H., Шильникова В. К. Биологическая фиксацияатмосферного азота//М.: «Наука». 1968. С. 95−131.
  9. E.H., Шильникова В. К. Клубеньковые бактерии иинокуляционный процесс // М.: «Наука». 1973. С. 240.
  10. А.Н., Клевенская И. Л. Распространение в природе ивозможные пути эволюции азотфиксирующего симбиоза // Усп.микробиологии. Вып. 14. С. 124−47.
  11. H.A. Взаимосвязь между таксономией бобовых испецифичностью их взаимодействия с клубеньковыми бактериями // Ботанич.журнал. 1992. Т. 77, № 8. С. 21−32.
  12. H.A. Генетико-эволюционные основы учения о симбиозе //
  13. Журн. общ. биологии. 2001. Т. 62, № 6. С. 472−95.
  14. H.A. Растительно-микробные симбиозы как эволюцион-ныйконтинуум // Журн. общ. биологии. 2009. Т. 70, № 1. С. 10−34.82
  15. Н. Н., Бурляева М. О., Кочиева Е. А., Вишнякова М. А. Использование ITS-последовательностей для оценки таксономических отношений у представителей трибы Vicieae (Adans.) Bronn сем. Fabaceae Lindl. // Экологическая Генетика. 2007. Т. 5, № 3. С. 5−14.
  16. И.Г. Экологическая морфология растений. Жизненные формы покрытосеменных и хвойных // М.: Высш. шк. 1962. С. 387.
  17. .В., Аронштам A.A., Новикова Н. И., Шарыпова JI.A., Баженова О. В., Проворов H.A. Генетические основы селекции клубеньковых бактерий // JL, Агропромиздат. 1990. С. 192.
  18. Г., Кондороши А., Хукас П. Rhizobiaceae, молекулярная биология бактерий взаимодействующих с растениями: Пер. с англ. // Под ред. Тихоновича И. А., Проворова H.A. Санкт-Петербург. 2002. С. 16.
  19. И.А., Борисова А. Ю. Цыганов В.Е. Овцына А. О., Долгих Е. А., Проворов Н.А.Интеграция генетических систем растений и микроорганизмов при симбиозе // Усп. соврем, биол. 2005. Т. 125, № 3. С. 227−38.
  20. И.А., Проворов H.A. Принципы селекции растений на взаимодействие с симбиотическими микроорганизмами // Вестник ВОГиС. 2005. Т. 9, № 3. С. 295−305.
  21. И. А., Проворов H.A. Симбиозы растений и микроорганизмов: молекулярная генетика агросистем будущего // СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та. 2009. С. 8.
  22. Дж., Криг Н., Снит П., Стейл Дж., Уилльямс С. Определитель бактерий Берджи в 2-х т. // Мир. 1997. Т. 1. С. 98.
  23. Achouak W., Christen R., Barakat M., Martel M.H., Heulin T. Burkholderia caribensis sp. nov., an exopolysaccharide-producing bacterium isolated from vertisol microaggregates in Martinique // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. (2). P. 787−94.
  24. Aguilar O.M., Riva O., Peltzer E. Analysis of Rhizobium etli and its symbiosis with Phaseolus vulgaris supports coevolution in centers of host diversification // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2004. V. 101. P. 13 548−53.
  25. Allen O.N., Allen E.K. The Leguminosae. A Source Book of Characteristics, Uses and Nodulation // Univ. of Wisconsin Press. 1981. P. 250.
  26. Allyson M., Turlough M., Finan M. J. Sadowsky Genomes of the Symbiotic Nitrogen-Fixing Bacteria of Legumes // Plant Physiology. 2007. V. 144. P. 615−22.
  27. Amadou C., Pascal G., Mangenot S. et al. Genome sequence of the beta-rhizobium Cupriavidus taiwanensis and comparative genomics of rhizobia // Genome Res. 2000. V. 18. P. 1472−83.
  28. Amarger N., Bours M., Revoy F., Allard M.R., Laguerre G. Rhizobium tropici nodulates field-growing Phaseolus vulgaris in France // Plant and Soil. 1994. V. 161. P. 147−56.
  29. Amarger N., Macheret V., Laguerre G. Rhizobium gallicum sp. nov. and Rhizobium giardinii sp. nov., from Phaseolus vulgaris nodules // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 996−1006.
  30. An D.S., Im W.T., Yang H.C., Lee S.T. Shinella granuli gen. nov., sp. nov., and proposal of the reclassification of Zoogloea ramigera ATCC 19 623 as Shinella zoogloeoides sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P. 443−8.
  31. Andam C.P., Mondo SJ., Parker M.A. Monophyly of nodA and nifH genes across Texan and Costa Rican populations of Cupriavidus nodule symbionts // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 4686−90.
  32. Andam C.P., Parker M.A. Novel alpha-proteobacterial root nodule symbiont associated with Lupinus texensis // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73 P. 5687−91.
  33. Bailly X., Olivieri I., Brunei B., Cleyet-Marel J., Bena G. Horizontal gene transfer and homologous recombination drive the evolution of the nitrogen-fixing symbionts of Medicago species // J. Bacteriol. 2007. V. 189. P. 5223−36.
  34. Barcelos E., Ramos J., Biswas H., Schulz K.G., LaRoche J., Riebesell U. Effect of rising atmospheric carbon dioxide on the marine nitrogen fixer Trichodesmium // Global. Biogeochem Cycles. 2007. V.10. P. 1029.
  35. Barnett M J., Fisher R.F., Jones T., et al. Nucleotide sequence and predicted functions of the entire Sinorhizobium meliloti pSymA megaplasmid // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 9883−8.
  36. Barrett C.F., Parker M.A. Prevalence of Burkholderia sp. nodule symbionts on four mimosoid legumes from Barro Colorado Island, Panama // Syst. Appl. Microbiol. 2005. V. 28 P. 57−65.
  37. Beijerinck M.W. Bot. Ztg. 1888. V. 46. P. 796−804.
  38. Benata H., Mohammed O., Noureddine B., Abdelbasset B., Abdelmoumen
  39. H.R., Squartini A., Idrissi M.M. Diversity of bacteria that nodulate Prosopis85juliflora in the eastern area of Morocco // Syst. Appl. Microbiol. 2008. V. 31. P. 378−86.
  40. Bernal G., Graham P.H. Diversity on the rhizobia associated with Phaseolus vulraris L. in Ecuador, the comparison with Mexican bean rhizobia // Canad. J. Microbiol. 2001. V. 47. P. 526−34.
  41. Bouzar H., Jones J.B. Agrobacterium larrymoorei sp. nov., a pathogen isolated from aerial tumours of Ficus benjamina II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 1023−6.
  42. Brom S., Girard L., Garcia-de los Santos A., Sanjuan-Pinilla J.M., Olivares J., Sanjuan J. Conservation of plasmid-encod'ed traits among bean-nodulating Rhizobium species // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 2555−61.
  43. Broothaerts W., Mitchell H.J., Weir B., Kaines S., Smith L.M., Yang W., Mayer J.E., Roa-Rodriguez C., Jefferson R.A. Gene transfer to plants by diverse species of bacteria// Nature. 2005. V. 433. P. 629−33.
  44. Broughton W.J., Perret X. Genealogy of legume-Rhizobium symbioses // Curr. Opin. Plant Biol. 1999. V. 2. P. 305−11.
  45. Chen L.A., Figueredo A., Pedrosa F.O., Hungria M. Genetic characterization of soybean rhizobia in Paraguay // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 5 099 103.
  46. Chen W.M., de Faria S.M., James E.K., Elliott G.N., Lin K.Y., Chou J.H.,
  47. Sheu S.Y., Cnockaert M., Sprent J.I., Vandamme P. Burkholderia nodosa sp. nov., 86isolated from root nodules of the woody Brazilian legumes Mimosa bimucronata and Mimosa scabrella II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 1055−9.
  48. Chen W.M., James E.K., Chou J.H., Sheu S.Y., Yang S.Z., Sprent J.I. Beta-rhizobia from Mimosa pigra, a newly discovered invasive plant in Taiwan // New Phytol. 2005. V. 168 (3). P. 661−75.
  49. Chen W.M., James E.K., Prescott A.R., Kierans M., Sprent J.I. Nodulation of Mimosa spp. by the beta-proteobacterium Ralstonia taiwanensis II Mol. Plant Microbe. Interact. 2003. V. 16 (12). P. 1051−61.
  50. Chen W.M., Moulin L., Bontemps C., Vandamme P., Bena G., Boivin-Masson C. Legume symbiotic nitrogen fixation by beta-proteobacteria is widespread in nature // J. Bacteriol. 2003. V. 185 (84). P. 7266−72.
  51. Chen W.M., Zhu W.F., Bontemps C., Young J.P., Wei G.H. Mesorhizobium alhagi sp. nov., isolated from wild Alhagi sparsifolia in north-western China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2010. V. 60 (4). P. 958−62.
  52. Chen W.M., Zhu W.F., Bontemps C., Young J.P., Wei G.H. Mesorhizobium camelthorni sp. nov., isolated from Alhagi sparsifolia II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. V. 61 (3). P. 574−9.
  53. Chen W. X, Yan G. H, Li J.L. Numerical taxonomic study of fast-growing soybean rhizobia and a proposal that Rhizobium fredii be assigned to Sinorhizobium gen. nov. //Int. J. Syst. Bacteriol. 1988. V. 38. P. 392−7.
  54. Chen W.X., Tan Z.Y., Gao J.L., Li Y., Wang E.T. Rhizobium hainanense sp. nov., isolated from tropical legumes // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47 (3). P. 870−3.
  55. Claire A., Geraldine P., Sophie M., et al. Genome sequence of the J3-rhizobium Cupriavidus taiwanensis and comparative genomics of rhizobia // Genome Res. 2008. V. 18 (9). P. 1472−83.
  56. Douglas A.E. Symbiotic Interactions // Oxford University Press. Oxford. 1994. P. 68−77.
  57. Dreyfus B., Garcia J., Gillis M. Characterization of Azorhizobium caulinodans gen. nov., sp. nov., a Stem-Nodulating Nitrogen-Fixing Bacterium Isolated from Sesbania rostrata II Int. J. Syst. Bacteriol. 1988. V. 38. P. 89−98.
  58. Dreyfus B.L., Dommergues Y.R. Nitrogen-fixing nodules induced by Rhizobium on the stem of the tropical legume Sesbania rostrata // FEMS Microbiol. Lett. 1981. V. 10. P. 313−17.
  59. Eardly B.D., Wang F.S., Whittam T.S., Selander R.K. Species limits in Rhizobium populations that nodulate the common bean (Phaseolus vulgaris) II Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61 (2). P. 507−12.
  60. Eckhardt T. A rapid method for the identification of plasmid desoxyribonucleic acid in bacteria // Plasmid. 1978. V. P. 1584−88.
  61. Elliott G.N., Chen W.M., Bontemps C., Chou J.H., Young J.P., Sprent J.I., James E.K. Nodulation of Cyclopia spp. {Leguminosae, Papilionoideae) by Burkholderia tuberum II Ann. Bot. (Lond). 2007. V. 100 (7). P. 1403−11.
  62. Estrella M.J., Munoz S., Soto M.J., Ruiz O., Sanjuan J. Genetic diversity and host range of rhizobia nodulating Lotus tenuis in typical soils of the Salado River Basin (Argentina) //Appl. Environ. Microbiol. 2009. V. 75 (4). P. 1088−98.
  63. Farrand S.K., Van Berkum P.B., Oger P. Agrobacterium is a definable genus of the family Rhizobiaceae //Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1681−7.
  64. Frank B. Pilzsymbiose der Leguminosen II Berichte Deutschen Botanischen Gesellschaft 1889. V. 7. P. 33216.
  65. Frank B. Ueber die Parasiten in den Wurzelanschwillungen der Papilionaceen II Bot. Ztg. 1879. V. 37. P. 376−87, 394−9.
  66. Fred E.B., Baldwin I.L. Root Nodule Bacteria and Leguminous Plants // Madison, Univ. of Wisconsin Press. 1932. P. 343.
  67. Freiberg C., Fellay R., Bairoch A., Broughton W.J., Rosenthal A., Perret X. Molecular basis of symbiosis between Rhizobium and legumes // Nature. 1997. V. 387. P. 394−401.
  68. Fulchieri M.M., Estrella M.J., Iglesias A.A. Characterization of Rhizobium loti strains from the Salado River Basin // Antonie van Leeuwenhoek. 2001. V. 79. P. 119−25.
  69. Galibert F., Finan T.M., Long S.R., et al. The composite genome of the legume symbiont Sinorhizobium meliloti II Science. 2001. V. 293 (5530). P. 66 872.
  70. Garcia-Fraile P., Rivas R., Willems A., Peix A., Martens M., Martinez-Molina E., Mateos P.F., Velazquez E. Rhizobium cellulosilyticum sp. nov., isolated from sawdust of Populus alba. I I Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57 (4). P. 844−8.
  71. Gaunt M.W., Turner S.L., Rigottier-Gois L., Lloyd-Macgilp S.A., Young J.P. Phylogenies of atpD and recA support the small subunit rRNA-based classification of rhizobia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51 (6). P. 203 748.
  72. George M.L., Young J.P., Borthakur D. Genetic characterisation of Rhizobium sp. strain TAL 1145 that nodulates tree legumes 11 Can. J. Microbiol. 1994. V. 40. P. 208−15.
  73. Giraud E., Moulin L., Vallenet D., et al. Legumes symbioses: absence of nod genes in photosynthetic bradyrhizobia // Science. 2007. V. 316 (5829). P. 1307−12.
  74. Glenn A.R., Dilworth MJ. The life of root nodule bacteria in the acidic underground//FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 123. P. 1−10.
  75. Gonzalez V., Bustos P., Ramirez-Romero M.A., et al. The mosaic structure of the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 and its relation to other symbiotic genome compartments // Genome Biol. 2003. V. 4 (6). P. 36.90
  76. Gonzalez V., Santamaria R.I., Bustos P., et al. The partitioned Rhizobium etli genome: genetic and metabolic redundancy in seven interacting replicons // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103 (10). P. 3834−9.
  77. Graham D.E. The isolation of high molecular weight DNA from whole organisms or large tissue masses // Anal. Biochem. 1978. V. 85. P. 609−13.
  78. Gu C.T., Wang E.T., Tian C.F., Han T.X., Chen W.F., Sui X.H., Chen W.X. Rhizobium miluonense sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from Lespedeza root nodules // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. V. 58. P. 1364−8.
  79. Han T.X., Wang E.T., Wu L.J., Chen W.F., Gu J.G., Gu C.T., Tian C.F., Chen W.X. Rhizobium multihospitium sp. nov., isolated from multiple legume species native of Xinjiang, China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008b. V. 58. P. 1693−9.
  80. Hardyr W.F., Holstern D., Jacksoen K., Burnsr C. The acetylene-ethylene assay for Nz fixation: laboratory and field evaluation // PI. Physiol. 1968. V. 43. P. 1185−207.
  81. Hooykaas P.J., Snijdewint F.G., Schilperoort R.A. Identification of the Sym plasmid of Rhizobium leguminosarum strain 1001 and its transfer to and expression in other rhizobia and Agrobacterium tumefaciens // Plasmid. 1982. V. 8. P. 73−82.
  82. Jarvis B.D., Downer H.L., Young J.P. Phylogeny of fast-growing soybeannodulating rhizobia support synonymy of Sinorhizobium and Rhizobium and assignment to Rhizobium fredii // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. V. 42. P. 93−6.
  83. Jenkins M.B., Virginia R. A., Jarrell W. M. Rhizobial ecology of the woody legume mesquite (Prosopis glandulosa) in the Sonoran desert // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. P. 36−40.
  84. Jordan D.C. Transfer of Rhizobium japonicum Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen. nov., a genus of slow-growing, root nodule bacteria from leguminous plants // Int. J. Syst. Bacteriol. 1982. V. 32. P. 136−9.
  85. Jordan D.C., Krieg N.R., Holt J.G. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology. 1984. V. I. P. 23412.
  86. Kersters K., de Ley J., Kreig N.R., Holt J.G. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology. Baltimore: Williams and Wilkins. 1984. P. 244−54.
  87. Knosel D.H. Genus IV. Phyllobacterium nom. rev. // Baltimore: Williams and Wilkins. 1984. V. 1. P. 254−6.
  88. Kundig C., Hennecke H., Gottfert M. Correlated physical and genetic map of the Bradyrhizobium japonicum 110 genome // J. Bacteriol. 1993. V. 75 (3). P. 613−22.
  89. L.Y., Chen W.F., Li H.L., Wang E.T., Chen W.X. Rhizobium alkalisoli sp. nov., isolated from Caragana intermedia growing in saline-alkaline soils in the north of China. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V. 59. P. 3006−11.
  90. Y.L., Chen W.F., Han L.L., Wang E.T., Chen W.X. Rhizobium alkalisoli sp. nov., isolated from the legume Caragana intermedia growing in saline-alkaline soils // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009a. V. 10. P. 1099.
  91. Y.L., Chen W.F., Han L.L., Wang E.T., Zhang X.X., Chen W.X., Han S.Z. Mesorhizobium shangrilense sp. nov., isolated from root nodules of Caragana spp. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009b. V. 59. P. 3012−18.
  92. Maidak B.L., Larsen N., McCaughey M.J., Overbeek R., Olsen G.J., Fogel K., Blandy J., Woese C.R. The Ribosomal Database Project // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. P. 3485−7.
  93. Maiden M.C. Multilocus sequence typing of Bacteria // Annu. Rev. Microbiol. 2006. V. 60. P. 561−88.
  94. Mantelin S., Desbrosses G., Larcher M., Tranbarger T.J., Cleyet-Marel J.C., Touraine B. Nitrate-dependent control of root architecture and N nutrition are altered by a plant growth-promoting Phyllobacterium sp. I I Planta. 2006. V. 223. P. 591−603.
  95. Manvika S., Johri B.N. The changing face of rhizobial systematic // Current Science. 2003. V. 84. P. 1−10.
  96. Martens M., Delaere M., Coopman R., De Vos P., Gillis M., Willems A. Multilocus sequence analysis of Ensifer and related taxa // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57 (3). P. 489−503.
  97. Martmez-Romero E., Segovia L., Mercante F.M., Franco A.A., Graham P., Pardo M.A. Rhizobium tropici: a novel species nodulating Phaseolus vulgaris L. Beans and Leucaena sp. Trees // Int. J. Syst. Bacteriol. 1991. V. 41 (3). P. 417−26.
  98. Michiels J., Dombrecht B., Vermeiren N., Xi C., Luyten E., Vanderleyden J. Phaseolus vulgaris is a non-selective host for nodulation // FEMS Microbiol. Ecol. 1998. V. 26. P. 193−205.
  99. Mohammad S.K., Almas Z., Javed M. Microbes for Legume Improvement. 2010. P. 1−14.
  100. Moulin L., Bena G., Boivin-Masson C., Stepkowski T. Phylogenetic analyses of symbiotic nodulation genes support vertical and lateral gene co-transfer within the Bradyrhizobium genus // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. V. 30 (3). P. 720−32.
  101. Moulin L., Munive A., Dreyfus B., Boivin-Masson C. Nodulation of legumes by members of the beta-subclass of Proteobacteria // Nature. 2001. V. 412 (6850). P. 926.
  102. Muresu R., Polone E., Sulas L., et al. Coexistence of predominantly nonculturable rhizobia with diverse, endophytic bacterial taxa within nodules of wild legumes // FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 63 (3). P. 38300.
  103. Ngom A., Nakagawa Y., Sawada H., et al. A novel symbiotic nitrogen-fixing member of the Ochrobactrum clade isolated from root nodules of Acacia mangium II J. Gen. Appl. Microbiol. 2004. V. 50 (1). P. 17−27.
  104. Norris D. O. Plant Soil. 1965. P. 143−66.
  105. Oyaizu H., Naruhashi N., Gamou T. Molecular methods of analysing bacterial diversity: the case of rhizobia // Biodivers. Conserv. 1992. V. 1. P. 23 749.
  106. Peng G., Yuan Q., Li H., Zhang W., Tan Z. Rhizobium oryzae sp. nov., isolated from the wild rice Oryza alta // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2008. V. 58. P. 2158−63.
  107. Perret X., Staehelin C., Broughton W.J. Molecular basis of symbiotic promiscuity // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. V. 64. P. 180−201.
  108. Pueppke S.G., Broughton W.J. Rhizobium sp. strain NGR234., R. fredii USDA257 share exceptionally broad, nested host ranges // Mol. Plant. Microbe. Interact. 1999. V. 12. P. 293−318.
  109. Quan Z.X., Bae H.S., Baek J.H., Chen W.F., Im W.T., Lee, S.T. Rhizobium daejeonense sp. nov., isolated from a cyanide treatment bioreactor. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 2543−9.
  110. Ratet P., Pawloski K., Schell J., de Bruijn F. The Ayorhixobium caulinodans nitrogen fixation regulatory gene, riifA, is controlled by the cellular nitrogen and oxygen status //Mol. Microbiol. 1989. V. 3 (6). P. 825−38.
  111. Ren D.W., Chen W.F., Sui X.H., Wang E.T., Chen W.X. Rhizobium vignae sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from multiple legume species // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011a. V. 61. P. 580−6.
  112. Rivas R., Martens M., de Lajudie P. Willems A. Multilocus sequence analysis of the genus Bradyrhizobium // Syst. Appl. Microbiol. 2009. V. 32 (2). P. 101−10.
  113. Rivas R., Paula G., Velazquez E. Taxonomy of Bacteria Nodulating Legumes //Microbiology Insights. 2009. P. 51−69.
  114. Roche P., Maillet F., Plazanet C., Debelle F., Ferro M., Truchet G., Prome J.C., Denarie J. The common nodABC genes of Rhizobium meliloti are host-range determinants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93 (26). P. 15 305−10.
  115. Rogel M.A., Hernandez-Lucas I., Kuykendall L.D., Balkwill D.L., Martinez-Romero E. Nitrogen-fixing nodules with Ensifer adhaerens harboring Rhizobium tropici symbiotic plasmids // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 3264−8.
  116. Romero D. Transfer of the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 requires cointegration with p42a, which may be mediated by site-specific recombination // J. Bacteriol. 2004. V. 186. P. 7538−48.
  117. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular nloning: a laboratory manual. 2nd ed. 1989. P. 1659.
  118. Scholia M.H., Elkan G.H. Rhizobium fredii sp. nov., a fast-growing species that effectively nodulates soybeans // Int. J. Syst. Bacteriol. 1984. V. 34. P. 484−6.
  119. Silva C., Vinuesa P., Eguiarte L.E., Souza V., Martinez-Romero E. Evolutionary genetics and biogeographic structure of Rhizobium gallicum sensu lato, a widely distributed bacterial symbiont of diverse legumes // Mol. Ecol. 2005. V. 14 (13). P. 4033−50.
  120. Stackebrandt E., Coebel R.M. Taxonomic note: a place for DNA-DNA reassociation and 16s rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology. // Int. J. Syst. Bacterid. 1994. V. 44. P. 846−9.
  121. Stepkowski T., Hughes C.E., Law I.J., Markiewicz L., Gurda D., Chlebicka A., Moulin L. Diversification of lupine Bradyrhizobium strains: evidence from nodulation gene trees // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73 (10). P. 3254−64.
  122. Subba-Rao N.S., Mateos P.F., Baker D., Pankratz H.S., Palma J., Dazzo F.B., Sprent J.I. The unique root-nodule symbiosis between Rhizobium and the aquatic legume Neptunia natans (L.f.) Druce // Planta. 1995. V. 196. P. 311−20.
  123. Sui X., Han L., Wang E., Jiang F., Liu Y., Chen W. Novel associations between rhizobial populations and legume species within the genera Lathyrus and Oxytropis grown in the temperate region of China // Sci. China. Life. Sci. 2009. V. 52 (2). P. 182−92.
  124. Sullivan J.T., Eardley B.D., van Berkum P., Ronson C.W. Four unnamed species of nonsymbiotic rhizobia isolated from the rhizosphere of Lotus corniculatus I I Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 2818−25.
  125. Sullivan J.T., Patrick H.N., Lowther W.L., Scott D.B., Ronson C.W. Nodulating strains of Rhizobium loti arise through chromosomal symbiotic gene transfer in the environment // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1995. V. 92. P. 8985−9.
  126. Sullivan J.T., Trzebiatowski J.R., Cruickshank R.W. et al. Comparative sequence analysis of the symbiosis island of Mesorhizobium loti strain R7A // J. Bacteriol. 2002. V. 184 (11). P. 3086−95.
  127. Sy A., Giraud E., Jourand P., et al. Methylotrophic Methylobacterium bacteria nodulate and fix nitrogen in symbiosis with legumes // J. Bacteriol. 2001. V. 183(1). P. 214−20.
  128. Tan Z.Y., Kan F.L., Peng G.X., Wang E.T., Reinhold-Hurek B., Chen W.X. Rhizobium yanglingense sp. nov., isolated from arid and semi-arid regions in China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51 (3). P. 909−14.
  129. Toledo I., Lloret L., Martinez-Romero E. Sinorhizobium americanus sp. nov., a new Sinorhizobium species nodulating native Acacia spp. in Mexico // Syst. Appl. Microbiol. 2003. V. 26 (1). P. 54−64.
  130. Trujillo M.E., Willems A., Abril A., et al. Nodulation of Lupinus albus by strains of Ochrobactrum lupini sp. nov. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71 (3). P. 1318−27.
  131. Ulrich A., Zaspel I. Phylogenetic diversity of rhizobial strains nodulating Robiniapseudoacacia L. // Microbiology. 2000. V. 146. P. 2997−3005.
  132. Valverde A., Igual J.M., Peix A., Cervantes E., Velazquez E. Rhizobium lusitanum sp. nov. a bacterium that nodulates Phaseolus vulgaris II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56 (11). P. 2631−7.
  133. Vandamme P., Coenye T. Taxonomy of the genus Cupriavidus: a tale of lost and found // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 2285−9.
  134. Vandamme P., Goris J., Chen W. M, de Vos P., Willems A. Burkholderia tuberum sp. nov. and Burkholderia phymatum sp. nov., nodulate the roots of tropical legumes // Syst. Appl. Microbiol. 2002. V. 25 (4). P. 507−12.
  135. Wang E. T., van Berkum P., Sui X. H. Beyene D., Chen W.X., Martinez-Romero E. Diversity of rhizobia associated with Amorpha fruticosa isolated from
  136. Chinese soils and description of Mesorhizobium amorphae sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49 (1). P. 51−65.
  137. Wang F.Q., Wang E.T., Liu J., Chen Q., Sui X.H., Chen W.F., Chen W.X. Mesorhizobium albiziae sp. nov., a novel bacterium that nodulates Albizia kalkora in a subtropical region of China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57 (6). P. 1192−9.
  138. Wei G.H., Wang E.T., Tan Z.Y., Zhu M.E., Chen W.X. Rhizobium indigoferae sp. nov. and Sinorhizobium kummerowiae sp. nov., respectively isolated from Indigofera spp. and Kummerowia stipulacea II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52 (6). P. 2231−9.
  139. Weir B.S. The current taxonomy of rhizobia // New Zealand rhizobia website, http://www.rhizobia.co.nz/taxonomy/rhizobia.html. 2011. Last updated: 14 September.
  140. Willems A., Collins M.D. Phylogenetic analysis of rhizobia and agrobacteria based on 16S rRNA gene sequences // Int. J. Syst. Bacteriol. 1993. V. 43. P. 30 513.
  141. Woese C.R., Stackebrandt E., Weisburg W.G., et al. The phylogeny of purple bacteria: The alpha subdivision // System. Appl. Microbiol. 1984. V. 5. P. 315−26.
  142. Yan X.R., Chen W.F., Fu J.F., et al. Mesorhizobium spp. are the main microsymbionts of Caragana spp. grown in Liaoning Province of China // FEMS Microbiol. Lett. 2007. V. 271. P. 265−73.
  143. Yanagi M., Yamasato K. Phylogenetic analysis of the family Rhizobiaceae and related bacteria by sequencing of 16S rRNA gene using PCR and DNA sequencer//FEMS Microbiol. Lett. 1993. V. 107. P. 115−20.
  144. Young J.M., Kuykendall L.D., Martinez-Romero E., Kerr A., Sawada H. Classification and nomenclature of Agrobacterium and Rhizobium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. 1689−95.
  145. Young J.P., Downer H.L., Eardly B.D. Phylogeny of the phototrophic Rhizobium strain BTail by polymerase chain reaction-based sequencing of a 16S rRNA gene segment. // J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 2271−7.
  146. Young J.P., Stacey G., Burris R.H., Evans J.H. Phylogenetic classification of nitrogenfixing organisms. 1992. P. 43−86.
  147. Young, J.P. Phylogeny and taxonomy of rhizobia // Plant and Soil. 1996. V. 186. P. 45−52.
  148. Zeigler D.R. Gene sequences useful for predicting relatedness of whole genomes in bacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1893−900.
  149. Zhang R.J., Hou B.C., Wang E.T., Li Y., Jr, Zhang X.X., Chen W.X. Rhizobium tubonense sp. nov., isolated from root nodules of Oxytropis glabra II International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2011. V. 61. P. 512−7.
  150. Zurdo-Pineiro J.L., Rivas R., Trujillo M.E., et al. Ochrobactrum cytisi sp. nov., isolated from nodules of Cytisus scoparius in Spain // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 784−8.
  151. Zurdo-Pineiro J.L., Velazquez E., Lorite M.J., et al. Identification of fastgrowing rhizobia nodulating tropical legumes from Puerto Rico as Rhizobium gallicum and Rhizobium tropici II Syst. Appl. Microbiol. 2004. V. 27. P. 469−77.
  152. Xu L.M., Ge C., Cui Z., Li J., Fan H. Bradyrhizobium liaoningense sp nov, isolated from the root nodules of soybeans // Int. J. Syst. Bact. 1995. V. 45. P. 7067.
  153. Yao Z.Y., Kan F.L., Wang E.T., Wei G.H., Chen W.X. Characterization ofrhizobia that nodulate legume species of the genus Lespedeza and description of106
  154. Bradyrhizobium yuanmingense sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 2219−30.
  155. Segovia L., Young J.P., Martinez-Romero E. Reclassification of American Rhizobium leguminosarum biovarphaseoli type I strains as Rhizobium etli sp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol. 1993. V. 43. P. 374−7.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!