Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Сайт-специфическая рекомбинация в структурной эволюции мультикопийных плазмид, кодирующих гены систем рестрикции-модификации II типа

Диссертация: Сайт-специфическая рекомбинация в структурной эволюции мультикопийных плазмид, кодирующих гены систем рестрикции-модификации II типа
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сердечно благодарна сотрудникам лаборатории Ирине Викторовне Белецкой и Лидии Михайловне Семеновой за помощь, оказанную мне в процессе выполнения экспериментов. Марату Минхатовичу Деньмухаметову и Анатолию Николаевичу Кравцу за предоставление плазмидных конструкций и ферментов, значительно облегчивших выполнение некоторых этапов работы. Искренне благодарна нынешним сотрудникам ВНТК Генной… Читать ещё >

Содержание

  • I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • I. I. Системы рестрикции-модификации
    • 1. 1. 1. Рестрикция и модификация ДНК
    • 1. 1. 2. Сайт-специфические эндонуклеазы и ДНК-метилтрансферазы
    • 1. 1. 3. Ферменты системы рестрикции-модификации II типа
    • 1. 1. 4. Ферменты системы рестрикции-модификации I типа
    • 1. 1. 5. Ферменты системы рестрикции-модификации III типа
    • 1. 1. 6. Молекулярная организация систем рестрикции-модификации
    • 1. 1. 7. Распространение систем рестрикции-модификации
  • I. II. Бактериальные плазмиды могут кодировать гены СРМ
    • 1. 11. 1. Репликация плазмид
    • 1. 11. 2. Роль сайт-специфической рекомбинации в стабильном наследовании мультикопийных плазмид
    • 1. 11. 3. Механизмы стабильного наследования низкокопийных плазмид
    • 1. 11. 4. Коньюгация бактериальных плазмид
    • 1. 11. 5. Мобилизация бактериальных плазмид
    • 1. 11. 6. «Сайт-специфическая» рекомбинация между bom сайтами плазмиды ColEl
  • II. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И МАТЕРИАЛЫ
  • II. I. Определение нуклеотидной последовательности ДНК
    • 11. 1. 1. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды рЕС
    • 11. 1. 2. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды pECL
    • 11. 1. 3. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды pKPN
    • 11. 1. 4. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды pLG
    • 11. 1. 5. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды pZE
  • II. II. Прочие медоды
  • II. II. 1. Методики, используемые для получения рекомбинантных ДНК и для секвенирования ДНК
  • II. II. 2. Определение ферментативной активности сайт-специфических эндонуклеаз и ДНК метилтрансфераз
  • II. II.3. Определение места расщепления фосфодиэфирной связи на субстратной ДНК, обнаруженных сайт-специфических эндонуклеаз
  • II. II.4. Методы исследования свойств бактериальных плазмид
  • II. III. Основные буферы
  • II. IV. Питательные среды
  • U. V. Штаммы бактерий, бактериофаги, фаговые и плазмидные вектора
  • II. VI. Материалы и реактивы
  • III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ
  • III. Л. Структурно-функциональная организация плазмиды рЕС
  • III. I.1. Гены эндонуклеазы рестрикции и ДНК-метилтрансферазы системы Есо29к
    • 111. 1. 2. Идентификация района репликации плазмиды рЕС
    • 111. 1. 3. Стабильное наследование плазмиды рЕС
  • III. Л.4. Мобилизация плазмиды рЕС
  • III. II. Структурно-функциональная организация плазмид pECL18 и pKPN
    • 111. 11. 1. Гены kpn2kIRM и ecll8kIRM систем
    • 111. 11. 2. Репликация плазмид pECL18 и pKPN
    • 111. 11. 3. Стабильное наследование плазмид pECL18 и pKPN
    • 111. 11. 4. Мобилизация плазмиды pECL
    • 111. 11. 5. Мобилизация плазмиды pKPN
  • III. III. Структурно-функциональная организация плазмиды pLG
  • ШЛИ. 1. Репликативные свойства плазмиды pLG
  • II. LIII.2. Сайт стабильного наследования плазмиды pLG
  • III. III.3. Мобилизация плазмиды pLG
  • III. IV. Структурно-функциональная организация плазмиды pZE
  • III. IV.1. Гены эндонуклеазы рестрикции и ДНК-метилтрансферазы системы CfrBl
  • II. IV.2. Репликатор плазмиды pZE8. Плазмиды, кодирующие гены СРМ, образуют две группы несовместимости
  • III. IV.3. Сайт стабильного наследования плазмиды pZE8. Две группы последовательностей сайтов сег мультикопийных плазмид
  • III. IV.4. Мобилизация плазмиды pZE8. Два способа мобилизации мультикопийных плазмид
  • III. V. Организация геномов плазмид рЕС029, pKPN2, pECL18, pLG13 и pZE8 с генами СРМ II типа
  • III. VI. Модель рекомбинации между мультикопийными плазмидами с участием bom и сег генетических детерминант
  • III. VII. Рекомбинация между мультикопийными плазмидами с участием bom и сег генетических детерминант
  • III. VIII. Роль сег и bom рекомбинаций в структурной эволюции мультикопийных плазмид

Сайт-специфическая рекомбинация в структурной эволюции мультикопийных плазмид, кодирующих гены систем рестрикции-модификации II типа (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Системы рестрикции — модификации (СРМ) широко распространены среди различных микроорганизмов. К настоящему времени обнаружено и охарактеризовано свыше 3000 различных СРМ с более чем 200 специфичностями. Открытие в конце 60-х годов эндонуклеаз рестрикции (ЭР) вызвало переворот в молекулярной биологии, приведя к появлению и разработке генно-инженерных технологий. К этому времени были уже выделены и подробно изучены такие ферменты как, ДНК-полимераза и ДНК-лигаза, которые позволяли исследователям синтезировать ДНК in vitro и соединять между собой различные фрагменты ДНК. Не было только способов специфически фрагментировать ДНК и поэтому открытие сайт-специфических эндонуклеаз (ССЭН) и послужило последней и решающей предпосылкой возникновения генной инженерии.

Белки СРМ являются объектами исследования структурной биологии. К настоящему времени проведены рентгеноструктурные исследования восьми ЭР и шести белков ДНК-метилтрансфераз (МТ). ЭР и МТ широко используют для изучения специфических белок — нуклеиновых взаимодействий.

Многие аспекты исследований, касающиеся СРМ, пересекаются с вопросами общебиологического значения. С самого открытия Арбером феномена ограничения роста фагов некоторыми штаммами бактерий и последущей модификации их ДНК ферментативной системой хозяина, широко дисскутируется вопрос относительно происхождения и биологической роли этих систем. По мнению большинства исследователей СРМ представляют собой аналог иммунной системы высших организмов и выполняют только защитную функцию.

В настоящее время существуют две точки зрения относительно эволюционного контекста функции СРМ. Первая из них относит гены СРМ к так называемым генам эволюции. Их функция состоит в генерации генетической изменчивости, способствующей увеличению скорости эволюции данной бактериальной популяции, увиличению её приспособляемости. Вторая точка зрения рассматривает СРМ как простейшую форму жизни, чьё «эгоистичное существование» не имеет никакой цели кроме как присущей всем биологическим организмамвоспроизводиться и распространяться.

Один из основных подходов изучения СРМ заключается, главным образом, в клонировании и определении первичной структуры генов СРМ. Важный сам по себе, такой подход не решает проблем, связанных с возможными механизмами распространения генов СРМ, их эволюции и биологической роли. Исследование генетического окружения СРМ в настоящее время возможно в результате развития современных методологий, позволяющих выполнять секвенирование целых геномов.

Показано, что многие из СРМ локализованы на сравнительно малого размера неконьюгативных плазмидах, так называемых Hsd плазмидах. Изучение структурной организации подобных плазмид может оказаться полезным в выяснении вопросов касающихся широкого распространения этих систем и в изучении механизмов переноса генов СРМ.

Настоящая работа посвящена изучению структурно-функциональных особенностей и генетического окружения генов систем рестрикции-модификации II типа плазмидной локализации, обнаруженных в коллекции природных штаммов семейства Enterobacteriaceae. Для достижения поставленной в данной работе цели, решались следующие задачи:

1) определение нуклеотидных последовательностей плазмид рЕС029, pECL18, pKPN2, pLG13, pZE8;

2) исследование организации и характеристика генов СРМ eco29kIRM, kpn2kIRM, eclhSklRMii cfrBIRM;

3) исследование репликативных свойств, механизмов мобилизации и детерминант стабильного наследования этих плазмид.

В результате определения нуклеотидных последовательностей и генетического картирования впервые установлена структурно-функциональная организация плазмид рЕС029, pECL18, pKPN2, pLG13 и pZE8 с генами СРМ II типа. Определение нуклеотидных последовательностей полных геномов плазмид позволило впервые оценить роль рекомбинаций bom и сег в структурной эволюции мультикопийных плазмид. Предложенная модель рекомбинации между плазмидами подтверждена экспериментально. Продемонстрировано наличие двух классов мультикопийных плазмид на основе сег последовательностей. Показана сцепленность сег последовательностей с двумя типами родственных фрагментов плазмид, определяющих различные механизмы их мобилизации. Наличие родственных фрагментов ДНК в различных плазмид напрямую вытекает из предложенной модели межплазмидной рекомбинации. Доказано, что bom рекомбинация не зависит от генетических детерминант конъюгативных плазмид.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ LI. Системы рестрикции-модификации.

ВЫВОДЫ.

1. В результате определения нуклеотидных последовательностей, установлена структурно-функциональная организация геномов hsd-плазмид рЕС029, pECL18, pKPN2, pLG13 и pZE8, кодирующих гены СРМ II типа.

2. Репликация hsd-плазмид осуществляется по ColEl типу. Плазмида рЕС029 относится к группе несовместимости плазмиды ColEl. Отдельную группу несовместимости образуют плазмиды pLG13, pECL18, pKPN2 и pZE8.

3. Hsd-плазмиды, используя различные механизмы, с высокой эффективностью мобилизуются конъюгативными плазмидами F и R64.

4. Предложен механизм переноса между плазмидами фрагментов ДНК, в том числе с генами СРМ, ограниченных bom и сег сайтами, в результате сопряжения рекомбинаций, идущих в этих сайтах.

5. В эксперименте in vivo продемонстрировано образование плазмиды в результате bomxcer рекомбинации. Частота bomxcer рекомбинации составляет 4−5% от частоты переноса конъюгативных плазмид. Доказано, что bom рекомбинация in trans не зависит от генетических детерминант конъюгативных плазмид.

6. Показано существование двух групп мультикопийных плазмид с различными сайтами сег и сцеленными с этими сайтами двух типов фрагментов ДНК, определяющих способность плазмид к мобилизации.

С чувством глубокой признательности выражаю благодарность руководителю моей работы Александру Сергеевичу Солонину за чуткое отношение, руководство и постоянную помощь в работе.

Сердечно благодарна сотрудникам лаборатории Ирине Викторовне Белецкой и Лидии Михайловне Семеновой за помощь, оказанную мне в процессе выполнения экспериментов. Марату Минхатовичу Деньмухаметову и Анатолию Николаевичу Кравцу за предоставление плазмидных конструкций и ферментов, значительно облегчивших выполнение некоторых этапов работы. Искренне благодарна нынешним сотрудникам ВНТК Генной активности, а также всему бывшему коллективу Отдела молекулярной биологии и генетики микроорганизмов за внимание и поддержку на протяжении всего времени моего пребывания в институте.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Таким образом, суммируя данные обеих частей работы, целью которой было выяснение возможных механизмов распространения генов СРМ, локализованных на плазмидах, можно придти к следующему заключению.

Присутствие идентичных по последовательности генов систем рестрикции-модификации в плазмидах рЕСЫ 8 из Е. сЬасеае и рКРК2 из К. рпеитота, это результат во первых, вертикального переноса между плазмидами последовательности ДНК с генами СРМ за счет Ьот-сег рекомбинаций (рис. 3.42). А во-вторых, результат горизонтального переноса этих плазмид между штаммами семейства ЕЫегоЪаМепасга за счет их мобилизации конъюгативными плазмидами. Механизм несовместимости плазмид регулирует их распределение по разным видам бактерий.

ВЕРТИКАЛЬНЫЙ ПЕРЕНОС.

ЕОРИЗОНТАЛЬНЫЙ / ПЕРЕНОС мобилизация.

К.рпеитота.

Е. с! оасеае.

Рис. 3. 42. Распространение генов СРМ, кодируемых плазмидами, в популяции бактерий.

Показать весь текст

Список литературы

  1. П. (1982). Плазмиды. М.: Мир.
  2. Глатман ЛИ, Яблокова МБ, Кравец АН, Терехов АА, Самойленко МИ, Мороз АФ. (1985) ПлазмидарЬ013 кодирующая гены системы рестрикции-модификации EcoRV и свойства содержащего ее штамма. Мол генет микробиол вирусол 10: 39−42.
  3. Деньмухаметов ММ, Захарова MB, Кравец АН, Перцев AB, Синева ЕВ, Репик AB,
  4. Белецкая ИВ, Громова ЕС, Солонин АС. (1997). Характеристика плазмид, несущих гены систем рестрикции-модификации типа II изошизомеров SsoII. Мол биол гена 31: 831−838.
  5. Зайцев ЕН, Зайцева ЕМ, Бакланова ИВ, Горелов ВН, Кузьмин НП, Крюков ВМ, Ланцов ВА. (1986). Клонирование и секвенирование гена reck из штамма Pseudomonas aeruginosa. Генетика 22: 2721−2727.
  6. Зверев ВВ, Хмель ИА. (1987). Регуляция репликации бактериальных плазмид. Мол биология 21: 2−22. Обзор.
  7. Кравец АН, Солонин АС, Захарова MB, Тарутина ЗЕ. (1992). Плазмидная локализацияклонирование генов систеы рестриции-модификации из штамма Citrobacter freundii 4111. Мол генет микробиол вирусол 5: 4−7.
  8. Краев АС, Кравец АН, Чернов БК, Скрябин ГК, Баев АА. (1985). EcoRW системарестрикции-модификации: гены, ферменты, синтетические субстраты. Молекуляр биология 19: 278−284.
  9. Мазин AB, Кузнеделов КД, Краев АС, Холодилов НГ, Блинов АГ, Кузьминов AB,
  10. Головин СЯ, Наякшин AM, Соловьев ВВ, Ямщиков ВФ. и др. (1990). Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Н.: Наука.
  11. Маниатис Т, Фрич Э, Сэмбрук Дж. (1984). Молекулярное клонирование. М.: Мир.
  12. Дж. (1976). Эксперименты в молекулярной генетике. М.: Мир.
  13. Плазмиды. Методы. (1989). Под ред. К. Харди. М.: Мир.
  14. Пятрушите МП, Битинайте ЮБ, Керсулите ДР, Менкевичус СЮ, Буткус ВВ, Янулайтис АА. (1987). Новый тип эндонуклеаз рестрикции. Докл АН СССР 295: 1250−1253.
  15. Синева ЕВ, Захарова МГ, Тарутина ЗЕ, Кравец АН, Солонин АС. (1993). Системырестрикции-модификации класса-Ii в Enterobacter cloacae. Мол генет микробиол вирусол 7−8: 10−13.
  16. Холмина ГВ, Ребентиш БА, Скоблов ЮС, Миронов АА, Янковский НК, Козлов ЮИ,
  17. Глатман ЛИ, Мороз ЛФ, Дебабов ВГ. (1980). Выделение и характеристика новой сайт-специфической эндонуклеазы EcoKV. Докл АН СССР 253: 495−497.
  18. АА. Ферменты рестрикции и их применение. (1989). Итоги Науки и Техники. ВИНИТИ. Сер Биотехнология 17: 170−180.
  19. Янулайтис АА, Стакенас ПС, Пятрушите МП, Битинайте ЮБ, Климашаускас СЙ, Буткус ВВ. Изучение специфичности новых рестриктаз и метилаз. Необычная модификация цитозина по 4-ому положению. (1984). Молекул биология 18: 115 129.
  20. Adams GM, Blumenthal RM. (1995). Gene pvuIIW: a possible modulator of Pvull endonuclease subunit association. Gene 157: 193−9.
  21. Ahmad I, Krishnamurthy V, Rao DN. (1995). DNA recognition by the? coP15I and EcoFl modification methyltransferases. Gene 157: 143−147.
  22. Ahmad I, Rao DN. (1994). Interaction of £соР151 DNA methyltransferase with oligonucleotides containing the asymmetric sequence 5'-CAGCAG-3'. J Mol Biol 242: 378−388.
  23. Ahmad I, Rao DN. (1994). Photolabeling of the EcoV 15 DNA methyltransferase with S-adenosyl-L-methionine. Gene 142: 67−71.
  24. Ahmad I, Rao DN. (1996). Functional analysis of conserved motifs in 2icoP15I DNA methyltransferase. J Mol Biol 259: 229−240.
  25. Alen C, Sherratt DJ, Colloms SD. (1997). Direct interaction of aminopeptidase A withrecombination site DNA in Xer site-specific recombination. EMBO J 16: 5188−97.
  26. Altschul SF, Madden TL, Schaffer АА, Zhang J, Zhang Z, Miller W, Lipman DJ. (1997).
  27. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res 25: 3389−3402.
  28. Arber W, Dussoix D. (1962). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli: I. Control over acceptance of DNA from infecting phage X. J Mol Biol 5: 18−36.
  29. Arber W, Morse ML. (1965). Host-specificity of DNA produced by Escherichia coli. VI. Effects on bacterial conjugation. Genetics 51: 137−148.
  30. Arber W, Wauters-Willems D. (1970). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. XII. The two restriction and modification systems of strain 15T". Mol Gen Genet 108: 203−217.
  31. Athanasiadis A, Vlassi M, Kotsifaki D, Tucker PA, Wilson KS, Kokkinidis M. (1994) Crystal structure of Pvull endonuclease reveals extensive structural homologies to EcoRV. Nat Struct Biol 1:469−75.
  32. Bachi B, Reiser J, Pirrotta V. (1979). Methylation and cleavage sequences of the Eco? 1 restriction-modification enzyme. J Mol Biol 128: 143−163.
  33. De Backer O, Colson C. (1991). Identification of the recognition sequence for the M’S/vLTImethyltransferase of Salmonella typhimurium LT7: an asymmetric site typical of tvpe-III enzymes. Gene 97: 103−107.
  34. De Backer O, Colson C. (1991). Two-step cloning and expression in Escherichia coli of the DNA restriction-modification system StyLW of Salmonella typhimurium. J Bacterid 173: 1321−1327.
  35. Bailone A, Sommer S, Devoret R. (1985). Mini-F plasmid-induced SOS signal in Escherichia coli is RecBC dependent. Proc Natl Acad Sci U S A 82: 5973−7.
  36. Barcus VA, Titheradge AJB, Murray NE. (1995). The diversity of alleles at the hsd locus in natural populations of Escherichia coli. Genetics 4:1187−97.
  37. D. (1978). Determination of restriction sites and the nucleotide sequence surrounding the relaxation site of ColEl. J Mol Biol 124: 601−639.
  38. Beck R, Burtscher H. (1994). Introduction to arbitrary sequences into genes by use of class lis restriction enzymes. Nucleic Acids Res 22: 886−887.
  39. Berge T, Ellis DJ, Dryden DTF, Edwardson JM, Henderson RM. (2000). Translocation-Independent Dimerization of the EcoKl Endonuclease Visualized by Atomic Force Microscopy. Biophysical Journal 79: 479184.
  40. Betlach M, Hershfield V, Chow L, Brown W, Goodman HM, Boyer HW. (1976). A restriction endonuclease analysis of the bacterial plasmid controlling the EcoRA restriction and modification of DNA. Fed Proc 35: 2037−2043.
  41. Bhagwat AS, Johnson B, Weule K, Roberts RJ. (1990). Primary sequence of the? coRIIendonuclease and properties of its fusions with beta-galactosidase. J Biol Chem 265: 767 773.
  42. TA. (1982). The ATP depended restriction endonucleases. In: S.M.Linn and R.J.Roberts (Eds.) Nucleases. Cold Spring Harbor Laboratory. Cold Spring Harbor. New York: 85 108.
  43. Binnie U, Wong K, McAteer S, Masters M. (1999). Absence of RNASE III alters the pathway by which RNAI, the antisense inhibitor of ColEl replication, decays. Microbiology 145: 3089−100.
  44. Bist P, Sistla S, Krishnamurthy V, Acharya A, Chandrakala B, Rao DN. (2001). S-adenosyl-L-methionine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. J Mol Biol 310: 93−109.
  45. Bitinaite J, Grigaite R, Maneliene Z, Butkus V, Janulaitis A. (1991). Esp3l a novel type lis restriction endonuclease from Hafnia alvei that recognizes the sequence 5'-CGTCTC (N) 1/5−3'. Nucleic Acids Res 19: 5076.
  46. Bocklage H, Heeger K, Muller-Hill B. (1991). Cloning and characterization of the Mb oil restriction-modification system. Nucleic Acids Res 19: 1007−1013.
  47. Bouet J-Y, Funnell BE. (1999). PI ParA interacts with the PI partition complex atparS and an ATP-ADP switch controls ParA activities. EMBO J 18: 1415−1424.
  48. Bougueleret L, Schwarzstein M, Tsugita A, Zabeau M. (1984). Characterization of the genes coding for the EcoRV restriction and modification system of Escherichia coli. Nucleic Acids Res 12: 3659−76.
  49. Boyd AC, Archer JA, and Sherratt DJ. (1989) Characterization of the ColEl mobilization region and its protein products. Mol Gen Genet 217: 488−498.
  50. Bowie JU, Sauer RT. (1990). TraY proteins of F and related episomes are members of the Arc and Mnt repressor family. J Mol Biol 211: 5−6.
  51. Bozic D, Grazulis S, Siksnys V, Huber R. (1996) Crystal structure of Citrobacter freundii restriction endonuclease Cfr 101 at 2.15 A resolution. J Mol Biol 255: 176−86.
  52. Brantl S, Wagner EG. (2000). Antisense RNA-mediated transcriptional attenuation: an in vitro study of plasmid pT181. Mol Microbiol 35: 1469−82.
  53. Brinkley P, Bautista DS, Graham FL. (1991). The cleavage site of restriction endonuclease Mnll. Gene 100: 267−268.
  54. Bujard H, Gentz R, Lanzer M, Stuber D, Muller M, Ibrahimi I, Hauptle MT, Dobberstein BA.1987). T5 promotor based transcription-translation system for the analysis of proteins in vivo and in vitro. Methods in Enzymology 155: 416−433.
  55. Burgering M J, Boelens R, Gilbert DE, Breg JN, Knight KL, Sauer RT, Kaptein R. (1994). Solution structure of dimeric Mnt repressor. Biochemistry 33: 15 036−15 045.
  56. Byrd DR, Matson SW. (1997). Nicking by transesterification: reaction catalysed by a relaxase. Mo. Microbiol 25:1011−1022.
  57. Cheng X, Kumar S, Posfai J, Pflugrath JW, Roberts RJ. (1993). Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. Cell. 74: 299−307.
  58. Cheng X, Balendiran K, Schildkraut I, Anderson JE. (1994). Structure of Pvull endonuclease with cognate DNA. EMBO J 13: 3927−35.
  59. Climo M, Sharma V, Archer G. (1996). Identification and characterization of the origin ofconjugative transfer (oril) and a gene (nes) encoding a single-stranded endonuclease on the staphylococcal plasmid pGOl. J Bacteriol 178:4975−4983.
  60. Colloms SD, Bath J, Sherratt DJ. (1997). Topological selectivity in Xer site-specific recombination. Cell 88: 855−64.
  61. Conrad M, Topal MD. (1989). DNA and spermidine provide a switch mechanism to regulate the activity of restriction enzyme Nael. Proc Natl Acad Sci USA 86: 9707−9711.
  62. Conrad M, Topal MD. (1992). Modified DNA fragments activate Nael cleavage of refractory DNA sites. Nucleic Acids Res 20: 5127−5130.
  63. C. (1978). Genetics of R-M systems in Salmonella. Heredity 41: 123.
  64. Cook D, Farrand S. (1992). The oriT region of the Agrobacterium tumefaciens Ti plasmid pTiC58 shares DNA sequence identity with the transfer origins of RSF1010 and RK2/RP4 and with T region borders. J Bacteriol 174: 6238−6246.
  65. Cooper LP, Dryden DT. (1994). The domains of a type I DNA methyltransferase. Interactions and role in recognition of DNA methylation. J Mol Biol 236: 1011−21.
  66. Cowan GM, Gann AA, Murray NE. (1989). Conservation of complex DNA recognition domains between families of restriction enzymes. Cell 56: 103−9.
  67. Daniel AS, Fuller-Pace FV, Legge DM, Murray NE. (1988). Distribution and diversity of hsd genes in Escherichia coli and other enteric bacteria. J Bacteriol 170: 1775−82.
  68. Dartois V, De Backer O, Colson C. (1993). Sequence of the Salmonella typhimurium, S7>>ETI restriction-modification genes: homologies with Eco? l and Eco?5 type-Ill R-M systems and presence of helicase domains. Gene 127: 105−110.
  69. Dasgupta S, Masukata H, Tomizawa J-I. (1987). Multiple mechanisms for initiation of ColEI DNA replication: DNA synthesis in the presence and absence of ribonuclease H. Cell 51:1113−22.
  70. MJ. Funnell BE. (1997). Modulation of the PI plasmid partition protein ParA by ATP, ADP, and PI ParB. J Biol Chem 272: 15 286−15 292.
  71. Davis MA, Austin SJ. (1988). Recognition of the PI plasmid centromere analog involvesbinding of the ParB protein and is modified by a specific host factor. EMBO J 7: 1881— 1888.
  72. Davis MA, Martin KA, Austin SJ. (1992). Biochemical activities of the parA partition protein of the PI plasmid. Mol Microbiol 6: 1141−1147.
  73. Davis R, van der Lelie D, Mercenier A, Daly C, Fitzgerald GF. (1993). ScrFI restrictionmodification system of L. lactis subsp. cremoris UC503: cloning and characterization of two ScrFI methylase genes. Appl Environ Microbiol 59:777−785.
  74. Davies GP, Powell LM, Webb JL, Cooper LP, Murray NE. (1998). EcoKl with an amino acid substitution in any one of seven DEAD-box motifs has impaired ATPase and endonuclease activities. Nucleic Acids Res 26: 4828−36.
  75. Davies GP, Martin I, Sturrock SS, Cronshaw A, Murray NE, Dryden DT. (1999). On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. J Mol Biol 290: 565−79.
  76. Di Laurenzio L, Frost LS, Paranchych W. (1992). The TraM protein of the conjugative plasmid F binds to the origin of transfer of the F and ColEl plasmids. Mol Microbiol 6: 29 512 959.
  77. Dreier J, Mac Williams P, Bickle TA. (1996). DNA cleavage by the type IC restriction-modification enzyme? coR124II. J Mol Biol 264: 722−33.
  78. Drolet M, Zanga P, Lau PCK. (1990). The mobilization and origin of transfer regions of a
  79. Thiobacillusferrooxidans plasmid: relatedness to plasmids RSF1010 and pSClOl. Mol Microbiol 4: 1381−1391.
  80. Dryden DT, Cooper LP, Thorpe PH, Byron 0. (1997). The in vitro assembly of the EcoKl type I DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implications. Biochemistry 36: 1065−76.
  81. Dryden DT, Sturrock SS, Winter M. (1995). Structural modelling of a type I DNA methyltransferase. Nat Struct Biol 2: 632−5.
  82. Dussoix D, Arber W. (1962). Host specificity of DNA produced by Escherichia coir. II. Control over acceptance of DNA from infecting phage X. J Mol Biol 5: 37−49.
  83. Dybvig K, Huilan Y. (1994). Regulation of a restriction and modification system via DNA inversion in Mycoplasma pulmonis. Mol Microbiol 12: 547−560.
  84. Ellis DJ, Dryden DT, Berge T, Edwardson JM, Henderson A. (1999). Direct observation of DNA translocation and cleavage by the EcoKl endonuclease using atomic force microscopy. Nat Struct Biol 6: 15−7.
  85. Erdmann N, Petroff T, Funnell BE. (1999). Intracellular localization of PI ParB protein depends on ParA and parS. Proc Natl Acad Sci U S A 96: 14 905−10.
  86. Eskin B, Linn S. (1972). The deoxyribonucleic acid modification and restriction enzymes of Escherichia coli B. II. Purification, subunit structure and catalitic properties of the restriction endonuclease. J Biol Chem 247: 6183−6191.
  87. Esposito D, Scocca JJ. (1997). The integrase family of tyrosine recombinases: evolution of a conserved active site domain. Nucleic Acids Res 25: 3605−14.1.anes M, Alvares I, Rodriguez-Pena JM, Rotger R. (1996). A ColEI-type plasmid from
  88. Salmonella enteritidis encodes a DNA cytosine methyltransferase Gene 196: 145−158.
  89. Firman K, Glover W. (1989). Basis for changes in DNA recognition by the EcoKMA and
  90. Z?coR124/3 type I DNA restriction and modification enzymes. J Mol Biol 205: 115−125.
  91. Fitzgerald GF, Daly C, Brown LR, Gingeras TR. (1982). ScrFI: a new sequence-specific endonuclease from Streptococcus cremoris. Nucleic Acids Res 10: 8171−8179.
  92. Fleishmann, R. D., M. D. Adams, O. White, R. A. Clayton, E. F. Kirkness, A. R. Kerlavage, C. J. Bult, J.-F. Tomb, B. A. Dougherty, J. M. Merrick, and et al. (1995). Whole-genome sequencingand assembly of Haemophilus influenzae Rd. Science 269: 496−512.
  93. Fiandt M, HraedecnaZ, Lozeron HA, Szybalski W. (1971). The Bacteriophage Lambda. Cold Spring Harbor Lab. New York.
  94. Firman K, Szczelkun MD. (2000). Measuring motion on DNA by the type I restriction endonuclease EcoR124I using triplex displacement. EMBO J 19: 2094−102.
  95. Fre’re J, Novel M, Novel G. (1993). Molecular analysis of the Lactococ-cuslactis subspecieslactis CNRZ270 bidirectional theta replicating lactose plasmid pUCL22. Mol Microbiol 10:1113−1124.
  96. Fu Y-HF, Tsai M-M, Luo YN, Deonier RC. (1991). Deletion analysis of the F plasmid oriT locus. J Bacteriol 173: 1012−1020.
  97. Fuller-Pace FV, Murray NE. (1986). Two DNA recognition domains of the specificitypolypeptides of a family of type I restriction enzymes. Proc Natl Acad Sci USA 83: 9368−73.
  98. BE. (1988). Participation of Escherichia coli integration host factor in the PI plasmid partition system. Proc Natl Acad Sci U S A 85: 6657−61.
  99. BE. (1991). The PI plasmid partition complex at parS. The influence of Escherichia coli integration host factor and of substrate topology. J Biol Chem 266: 14 328−14 337.
  100. FuruyaN, Komano T. (1991). Determination of the nick site at oriT of IncI 1 plasmid R64: global similarity of the oriT structure of IncI 1 and IncP plasmids. J Bacteriol 173: 6612−6617.
  101. Furuya N, Komano T. (1995). Specific binding of the NikA protein to one arm of 17-base-pair inverted repeat sequences within the oriT region of plasmid R64. J Bacteriol 177: 46−51.
  102. Furuya N, Komano T. (1997). Mutational Analysis of the R64 oriT Region: Requirement for Precise Location of the NikA-Binding Sequence. J Bacteriol 179: 7291−7297.
  103. Furuya N, Komano T. (2000). Initiation and termination of DNA transfer during conjugation of Incll plasmid R64: role of two sets of inverted repeat sequences within oriT in termination of R64 transfer. J Bacteriol 182: 3191 -3196.
  104. Gao Q, Luo Y, Deonier RC. (1994). Initiation and termination of DNA transfer at F plasmid oriT. Mol Microbiol 11: 449−458.
  105. Gal-Mor 0, Borovok, I, Av-Gay Y, Cohen G, Aharonowitz Y. (1998). Gene organization in the trxAJB-oriC region of the Streptomyces coelicolor chromosome and comparison with other eubacteria. Gene 217: 83−90.
  106. Geier GE, Modrich P. (1979). Recognition sequence of the dam methylase of Escherichia coli K12 and mode of cleavage of Dpnl endonuclease. J Biol Chem 254: 1408−1413.
  107. Gerdes K, MoIIer-Jensen J, Bugge Jensen R. (2000). Plasmid and chromosome partitioning: surprises from phylogeny. Mol. Microbiol 37: 455466.
  108. SW. (1978). Genetics of the R-M systems in Haemophilus. Heredity 41: 123.
  109. Glover S, Schell J, Symonds N, Stacey K. (1963). The control of the host induced modification by phage PI. Genet Res: 1063−1067.
  110. Goedecke K, Pignot M, Goody RS, Scheidig AJ, Weinhold E. (2001). Structure of the N6-adenine DNA methyltransferase M. Taql in complex with DNA and a cofactor analog. Nat Struct Biol 8: 101−3.
  111. Gong W, O’Gara M, Blumenthal RM, Cheng X. (1997). Structure of Pvull DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment. Nucleic Acids Res 25: 2702−15.
  112. Gopaul DN, Guo F, Van Duyne GD. (1998). Structure of the Holliday junction intermediate in Cre-loxP site-specific recombination. EMBO J 17: 4175−87.
  113. A.E., Koonin E.V. (1991). Endonuclease ® subunits of type-I and type-Illrestriction-modification enzymes contain a helicase-like domain. FEBS Lett 291: 277.
  114. Gordon GS, Sitnikov D, Webb CD, Teleman A, Straight A, Losick R, Murray AW, Wright A. (1997). Chromosome and low copy plasmid segregation in E. coli, visual evidence for distinct mechanisms. Cell 90: 1113−1121.
  115. Gough JA, Murray NE. (1983). Sequence diversity among related genes for recognition of specific targets in DNA molecules. J Mol Biol 166: 1−19.
  116. Greene PJ, Gupta M, Boyer HW, Brown WE, Rosenberg JM. (1981). Sequence analysis of the DNA encoding the EcoRI endonuclease and methylase. J Biol Chem 256: 2143−53.
  117. Groger RK, Morrow DM, Tykocinski ML. (1989). Directional antisense and sense cDNA cloning using Epstein-Barr virus episomal expression vectors. Gene 81: 285−294.
  118. Gubler M, Braguglia D, Meyer J, Piekarowicz A, Bickle TA. (1992). Recombination of constant and variable modules alters DNA sequence recognition by type IC restriction-modification enzymes. EMBO J 11: 233−40.
  119. Halden NF, Wolf JB, Cross SL, Leonard WJ. (1988). Identification and characterization of a novel restriction enzyme derived from Mycoplasma fermentans. Clin Res 36: 404.
  120. D. (1983). Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids. J Mol Biol 166: 557−580.
  121. Hashimoto-Gotoh T, Franklin FCH, Nordheim A, Timmis KN. (1981). Specific-purpose plasmid cloning vectors. I. Low copy number, temperature-sensitive, mobilization-defective, pSClOl derived containment vectors. Gene 16: 227−235.
  122. Hattman S, Brooks JE, Masurekar M. (1978). Sequence specificity of the PI modificationmethylase (M'EcoVY) and the DNA methylase (M'Ecodam) controlled by the Escherichia coli dam gene. J Mol Biol 126: 367−380.
  123. Hattman S, Gribbin C, Hutchison CA. (1979). In vivo methylation of bacteriophage cp XI74 DNA. Virol 32: 845−851.
  124. F. (2000). The partition system of multidrug resistance plasmid TP228 includes a novel protein that epitomizes an evolutionarily distinct subgroup of the ParA superfamily. Mol. Microbiol 37: 528−541.
  125. Hedgpeth J, Goodman HM, Boyer HW. (1972). DNA nucleotide sequence restricted by the RI endonuclease. Proc Natl Acad Sei USA 69: 3448−3452.
  126. Howard MT, Nelson WC, Matson SW. (1995). Stepwise assembly of a relaxosome at the F plasmid origin of transfer. J Biol Chem 270: 28 381−28 386.
  127. Huai Q, Colandene JD, Chen Y, Luo F, Zhao Y, Topai MD, Ke H. (2000). Crystal structure of Nael-an evolutionary bridge between DNA endonuclease and topoisomerase. EMBO J 19:3110−8.
  128. Jo K, Topal MD. (1995). DNA topoizomerase and recombinase activities in Nael restriction endonuclease. Science 267: 1817−1820.
  129. Jo K, Topal MD. (1996). Changing a leucine to a lysine residue makes Nael endonuclease hypersensitive to DNA intercalative drugs. Biochemistry 35: 10 014−10 018.
  130. Jo K, Topal MD. (1996). Effect on /Vael-DNA recognition of the leucine to lysine substitution that transforms restriction endonuclease Nael to a topoisomerase: a model for restriction endonuclease evolution. Nucleic Acids Res 24: 4171−4175.
  131. Janscak P, Bickle TA. (1998). The DNA recognition subunit of the type IB restrictionmodification enzyme EeoAl tolerates circular permutions of its polypeptide chain. J Mol Biol 284: 937−48.
  132. Janscak P, Dryden DT, Firman K. (1998). Analysis of the subunit assembly of the typeIC restriction-modification enzyme ?'coR124I. Nucleic Acids Res 26: 4439−45.
  133. Janscak P, Sandmeier U, Bickle TA. (1999). Single amino acid substitutions in the HsdR subunit of the type IB restriction enzyme EcoAl uncouple the DNA translocation and DNA cleavage activities of the enzyme. Nucleic Acids Res 27: 2638−43.
  134. Janscak P, Mac Williams MP, Sandmeier U, Nagaraja V, Bickle TA. (1999). DNA translocation blockage, a general mechanism of cleavage site selection by type I restriction enzymes. EMBO J 18:2638−47.
  135. Janscak P, Sandmeier U, Szczelkun MD, Bickle TA. (2001). Subunit assembly and mode of
  136. DNA cleavage of the type III restriction endonucleases Eco? ll and .&%>P15I. J Mol Biol 306:417−31.
  137. Janulaitis A, Petrusyte M, Maneliene Z, Klimasauskas S, Butkus V. (1992). Purification and properties of the Eco51l restriction endonuclease and methylase-prototypes of a new class (type IV). Nucleic Acids Res 20: 6043−6049.
  138. Janulaitis AA, Stakenas PS, Lebedenko EN, Berlin Yu.A. (1982). A new restriction endonuclease from Citrobacterfreundii. //Nucleic Acids Res 10: 6521−6530.
  139. Janulaitis A, Vaisvila R, Timinskas A, Klimasauskas S, Butkus V. (1992). Cloning and sequence analysos of the genes coding for Eco51l type IV restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res 20: 6051−6056.
  140. Jeltsch A, Pingoud A. (1996). Horizontal gene transfer contributes to the wide distribution and evolution of type II restriction-modification systems. J Mol Evol 42: 91−96.
  141. Josephsen J, Vogensen FK. (1989). Identification of three different plasmid encodedrestriction/modification systems in Streptococcus lactis subsp. cremoris W56. FEMS Microbiol Lett 59: 161−166.
  142. Kaczorowski T, Skowron P, Podhajska AJ. (1989). Purification and characterization of the Fokl restriction endonuclease. Gene 80: 209−216.
  143. Kantian P, Cowan GM, Daniel AS, Gann AA, Murray NE. (1989). Conservation of organization in the specificity polypeptides of two families of type I restriction enzymes. J Mol Biol 209: 335−44.
  144. Karl W, Bamberg M, Zechner EL. (2001). Transfer protein TraY of plasmid R1 stimulates Tral-catalyzed oriT cleavage in vivo. J Bacteriol 183: 909−914.
  145. Karoui H, Bex F, Dreze P, Couturier M. (1983). ham.22, a mini-F mutation which is lethal to host cell and promotes recA-dependent induction of lambdoid prophage. EMBO J 2: 1863−8.
  146. Karpova EA, Meehan E, Pusey ML, Chen L. (1999). Crystallization and preliminary x-ray diffraction analysis of restriction endonuclease EcoRW. Acta Crystallogr. D Biol Crystallogr 55: 1604−1605
  147. Kauc L, Piekarowicz A. (1978). Purification and properties of a new restriction endonuclease from Haemophilus influenzae Rf. Eur J Biochem 92: 417−426.
  148. Keen NT, Tamaki S, Kobayashi D, Trollinger D. (1988). Improved broad-host-range plasmids for DNA cloning in gram-negative bacteria. Gene 70: 191−197.
  149. Kelly TJ, Smith HO. (1970). A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. II. Basesequence of the recognition site. J Mol Biol 51: 393−409.
  150. Kessler C, Holtke HJ. (1986). Specificity of restriction endonucleases and methylases a review (Edition 2). Gene 47: 1−153.
  151. Kessler C, Manta V. (1990). Specificity of restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases a review (Edition 3). Gene 92: 1−248.
  152. Khosaka T, Kiwaki M. (1984). Restriction endonucleases from Bifidobacterium bifidum. FEBS Letters Res 177: 57−60.
  153. Kieny MP, Lathe R, Lecocq JP. (1983). New versatile cloning and sequencing vectors based on bacteriophage M13. Gene 26: 91−99.
  154. Kim YC, Grable JC, Love R, Greene PJ, Rosenberg JM. (1990). Refinement of EcoRlendonuclease crystal structure: a revised protein chain tracing. Science 249:1307−9.
  155. Kim S-R, FunayamaN, Komano T. (1993). Nucleotide sequence and characterization of the traABCD region of Incll plasmid R64. J Bacteriol 175:5035−5042.
  156. Kiss AG, Posfai CC, Keller CC, Venetianer P, Roberts RJ. (1985). Nucleotide sequence of the? fawRI restriction-modification system. Nucleic Acids Res 13: 6403−6420.
  157. Kita K, Kotani H, HiraokaN, Nakamura T, Yonaha K. (1989). Overproduction and crystallization of Fokl restriction endonuclease. Nucleic Acids Res 17: 8741.
  158. Kita K, Kotani H, Sugisaki H, Takanami M. (1989). The Fokl restriction-modification system I. Organization and nucleotide sequences of the restriction and modification genes. J Biol Chem 264: 5751−5756.
  159. Kita K, Suisha M, Kotani H, Yanase H, Kato N. (1992). Cloning and sequence analysis of the
  160. Stsl restriction-modification gene: presence of homology to Fokl restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res 20: 4167−4172.
  161. Klimasauskas S, Kumar S, Roberts RJ, Cheng X.(1994). Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell 76: 357−69.
  162. GG. (1994). A symmetrical model for the domain structure of type I DNA methyltransferases. J Mol Biol 243: 1−5. Review.
  163. Komano T, Yoshida T, Narahara K, Furuya N. (2000). The transfer region of Incll plasmid R64: similarities between R64 tra and Legionella icm/dot genes. Mol. Microbiol 35:1348— 1359.
  164. Kosykh VG, Buryanov YI, Bayev AA. (1980). Molecular cloning of EcoRll endonuclease and methylase genes. Mol Gen Genet 178: 717−8.
  165. Kossykh V, Repyk A, Kaliman A, Buryanov Y. (1989). Nucleotide sequence of the EcoKW restriction endonuclease gene. Biochim Biophys Acta 3: 290−292.
  166. Kong H, Lin LF, Porter N, Stickel S, Byrd D, Posfai J, Roberts RJ. (2000). Functional analysis of putative restriction-modification system genes in the Helicobacter pylori J99 genome. Nucleic Acids Res 28: 3216−23.
  167. Kong H, Morgan RD, Maunus RE, Schildkraut I. (1993). A unique restriction endonuclease, Bcgl, from Bacillus coagulans. Nucleic Acids Res 21: 987−991.
  168. Kroger M, Hobom G, Schutte H, Mayer H. (1984). Eight new restriction endonucleases from Herpetosiphona giganteus divergent evolution in a family of enzymes. Nucleic Acids Res 12: 3127−3141.
  169. Spiroplasma citri: a restriction and modification system gene is adjacent to rpoB. Gene 171: 95−98.
  170. L, Chandrasegaran S. (1993). Alteration of the cleavage distance Fokl restrictionendonuclease by insertion mutagenesis. Proc Natl Acad Sci USA 90: 2764−2768.
  171. Ma D, Campbell JL. (1987). The effect of dnaA protein and n' sites on the replication of plasmid ColEl. J Biol Chem 263:15 008−15.
  172. Madsen A, Josephsen J. (1998). Cloning and Characterization of the Lactococcal Plasmid
  173. Encoded Type II Restriction/Modification System, LlaDll. Applied And Environmental Microbiology 64: 2424−2431
  174. Madsen A, Josephsen J. (1998). Characterization of LlaCl, a new restriction-modification system from Lactococcus lactis subsp. cremoris W15. J Biol Chem 379:443−449.
  175. Malone T, Blumenthal RM, Cheng X. (1995). Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases, and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J Mol Biol 253:618−32.
  176. MG. (1987). DNA methylation in Escherichia coli. Annu Rev Genet 21: 113−131.
  177. Masai H, Arai K-I. (1987). Initiation of lagging-strand synthesis for pBR322 plasmid DNAreplication in vitro is dependent on primosomal protein i encoded by dna’Y. J Biol Chem 263:15 016−23.
  178. Masukata H, Dasgupta S, Tomizawa J. (1987). Transcriptional activation of ColEl DNA synthesis by displacement of the nontranscribed strand. Cell 51:1123−30.
  179. Maison SW, Morton BS. (1991). Escherichia coli DNA helicase I catalyzes a site- and strand-specific nicking reaction at the F plasmid oriY. J Biol Chem 266: 16 232−16 237.
  180. McClarin JA, Frederick CA, Wang BC, Greene P, Boyer HW, Grable J, Rosenberg JM. (1986). Structure of the DNA-iscoRI endonuclease recognition complex at 3 A resolution. Science 234: 1526−41.
  181. McClelland M, Nelson M, Cantor CR. (1985). Purification of MboYL methylase (GAAGmA)from Moraxella bovis: site specific cleavage of DNA at nine and ten base pair sequences. Nucleic Acids Res 13: 7171−7182.
  182. McCulloch R, Burke ME, Sherratt DJ. (1994). Peptidase activity of Escherichia coliaminopeptidase A is not required for its role in Xer site-specific recombination. Mol Microbiol 12:241−51.
  183. McConnell DJ, Searcy DG, Sutcliffe J.G. (1978). A restriction enzyme Thai from thethermophilic mycoplasma Thermoplasma acidophilum. Nucleic Acids Res 5: 1729−1739.
  184. Meisel A, Bickle TA, Kruger DH, Schroeder C. (1992). Type III restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage. Nature 355: 467−9.
  185. Meisel A, Mackeldanz P, Bickle TA, Kruger DH, Schroeder C. (1995). Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBO J 14: 2958−66.
  186. Meselson M, Yuan R. (1968). DNA restriction enzyme from E. coli. Nature 217: 1110−1114.
  187. Meselson M, Yuan R, Heywood J. (1972). Restriction and modification of DNA. Annu Rev Biochem 41: 447−466.
  188. R. (2000). Identification of the mob Genes of Plasmid pSCIOl and Characterization of a Hybrid pSC101-Rl 162 System for Conjugal Mobilization J Bacteriol 182: 4875−4881.
  189. Miki T, Yoshioka K, Horiuchi T. (1984). Control of cell division by sex factor F in Escherichia coli. I. The 42.84−43.6 F segment couples cell division of the host bacteria with replication of plasmid DNA. J Mol Biol 174: 605−25.
  190. Miki T, Chang ZT, Horiuchi T. (1994). Control of cell division by sex factor F in Escherichia coli. II. Identification of genes for inhibitor protein and trigger protein on the 42.84−43.6 F segment. J Mol Biol 174: 627−46.
  191. Mise K, Nakajima K. (1984). Isolation of restriction enzyme EcoVIII, an isoschizomer of Hindlll, produced by Escherichia coli E1585−68. Gene 30:79−85.
  192. Mruk I, Sektas M, Kaczorowski T. (2001). Characterization of pEC156, a ColEl-Type Plasmid from Escherichia coli El585−68 That Carries Genes of the EcoYUl Restriction-Modification System. Plasmid 46: 128−39.
  193. Mucke M, Reich S, Moncke-Buchner E, Reuter M, Kruger DH. (2001). DNA cleavage by type III restriction-modification enzyme? coP15I is independent of spacer distance between two head to head oriented recognition sites. J Mol Biol 312: 687−98.
  194. Murray NE, Gough JA, Suri B, Bickle TA. (1982). Structural Homologies Among Type I Restriction-Modification Systems. ENBO J 1: 535−9.
  195. Nagaraja V, Stieger M, Nager C, Hadi SM, Bickle TA. (1985). The nucleotide sequencerecognised by the Escherichia coli D type I restriction and modification enzyme. Nucleic Acids Res 13: 389−99.
  196. Nelson WC, Howard MT, Sherman JA, Maison SW. (1995). The rra7 gene product andintegration host factor stimulate Escherichia coli DNA helicase I-catalyzed nicking at the F plasmid orii. J Biol Chem 270: 28 374−28 380.
  197. Nelson WC, Matson SW. (1996). The F plasmid traY gene product binds DNA as a monomer or a dimer: structural and functional implications. Mol Microbiol 20: 1179−1187.
  198. Nelson WC, Morton BS, Lahue EE, Matson SW. (1993). Characterization of the Escherichia coli F factor traY gene product and its binding sites. J Bacteriol 175: 2221−2228.
  199. Newman AK, Rubin RA, Kim SH, Modrich P. (1981). DNA sequences of structural genes for Eco RI DNA restriction and modification enzymes. J Biol Chem 256:2131−9.
  200. Newman M, Strzelecka T, Dorner LF, Schildkraut I, Aggarwal AK. (1995). Structure of BamM endonuclease bound to DNA: partial folding and unfolding on DNA binding. Science 269: 656−63.
  201. Newman M, Lunnen K, Wilson J, Greci J, Schildkraut I, Phillips SEV. (1998). Crystal structure of restriction endonuclease Bgll bound to its interrupted DNA recognition sequence. EMBO J 17: 5466−5476.
  202. Niki H, Hiraga S. (1997). Subcellular distribution of actively partitioning F plasmid during the cell division cycle in E. coli. Cell 90: 951−957.
  203. Nolling J, de Vos WM. (1992). Identification of the CTAG-recognizing restriction-modification systems MthZl and MthTl from Methanobacterium thermoformicicum and characterization of the plasmid-encoded mthZIM gene. Nucleic Acids Res 19:5047−52
  204. Nolling J, van Eeden FJ, Eggen RI, de Vos WM. (1992). Modular organization of related Archaeal plasmids encoding different restriction-modification systems in Methanobacterium thermoformicicum. Nucleic Acids Res 20: 6501−7
  205. Nunes-Duby SE, Azaro MA, Landy A. (1995). Swapping DNA strands and sensing homology without branch migration in lambda site-specific recombination. Curr Biol 5: 139−48.
  206. Nunes-Duby SE, Kwon HJ, Tirumalai RS, Ellenberger T, Landy A. (1998). Similarities anddifferences among 105 members of the Int family of site-specific recombinases. Nucleic Acids Res 26: 391−406.
  207. Nunes-Duby SE, Matsumoto L, Landy A. (1987). Site-specific recombination intermediates trapped with suicide substrates. Cell 50: 779−88.
  208. Nunez B, De La Cruz F. (2001). Two atypical mobilization proteins are involved in plasmid CloDF13 relaxation. Mol Microbiol 39: 1088−99.
  209. Nyengaard N, Vogensen FK, Josephsen J. (1992). LlaAl and LlaBl, two type II restriction endonucleases from Lactococcus lactis subsp. Cremoris W9 and W56 recognizing, respectively, 5VGATC-3' and 5'-C/TRYAG-3'. Gene 136: 371−372.
  210. Nyengaard N, Vogensen FK, Josephsen J. (1995). Restriction-modification systems in Lactococcus lactis. Gene 157: 13−18.
  211. Nyengaard NR, Falkenberg-Klok J, Josephsen J. (1996). Cloning and Analysis of the
  212. Restriction-Modification System LlaBl, a Bacteriophage Resistance System from Lactococcus lactis subsp. cremoris W56. Applied And Environmental Microbiology 62: 3494−3498.
  213. O’Gara M, Zhang X, Roberts RJ, Cheng X. (1999). Structure of a binary complex of Hhalmethyltransferase with S-adenosyl-L-methionine formed in the presence of a short nonspecific DNA oligonucleotide. J Mol Biol 287: 201−9.
  214. Ogasawara N, Yoshikawa H. (1992). Genes and their organization in the replication origin region of the bacterial chromosome. Mol. Microbiol 6: 629−634.
  215. Ohmori H, Murakami Y, Nagata T. (1987). Nucleotide sequences required for a ColEl-typeplasmid to replicate in Escherichia coli cells with or without RNase H. J Mol Biol 198: 223−34.
  216. Oller AR, Broek WV, Conrad M, Topai MD. (1991). Ability of DNA and spermidine to affect the activity of restriction endonucleases from several bacterial species. Biochemistry 30: 2543−2549.
  217. O’Sullivan DJ, Zagula K, Klaenhammer TR. (1995). In vivo restriction by Liai is encoded by three genes, arranged in an operon with //aIM, on the conjugative Lactococcus plasmid pTR2030. J Bacteriol 177: 134−143.
  218. Pansegrau W,. Lanka E. (1991). Common sequence motifs in DNA relaxases and nick regions from a variety of DNA transfer systems. Nucleic Acids Res 19: 3455.
  219. Halobacterium cutirubrum. J Bacteriology 163: 783−784. Pearson WR, Lipman DJ. (1988). Improved tools for biological sequences comparison. Proc Natl
  220. Acad Sei Usa 85: 2444−2448 Peden KW. (1983). Revised sequence of the tetracycline-resistance gene ofpBR322. Gene 22: 277−280.
  221. Restriction endonucleases of a new type. Gene 74: 89−91. Piekarowicz A. (1984). Preferential cleavage by restriction endonuclease Hinflll. Acta Biochim 31:453−464.
  222. Nucleic Acids Res 29: 3705−27. Review. Polisky B. (1988). ColEl replication control circuitry: sense from antisense. Cell 55: 929−32. Review.
  223. Prangishvili DA, Vashakidze RP, Chelidze MG, Gabriadze IYu. (1985). A restriction endonuclease Sual from the thermoacidophilic archaebacterium Sulfolobus acidocaldarius. FEBS Letters Res 192: 57−60.
  224. Price C, Pripfl T, Bickle TA. (1987). ?coR124 and? coR124/3: the first members of a new family of type I restriction and modification systems. Eur J Biochem 167: 111−5.
  225. Raumann BE, Rould MA, Pabo CO, Sauer RT. (1994). DNA recognition by beta-sheets in the Arc repressor-operator crystal structure. Nature 367: 754−757
  226. Raumann BE, Brown BM, Sauer RT. (1994). Curr Opin Struct Biol 4: 36−43
  227. Reddy YV, Rao DN. (2000). Binding of? coP15I DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within the recognition sequence. J Mol Biol 298: 597−610.
  228. Reinisch KM, Chen L, Verdine GL, Lipscomb WN. (1995). The crystal structure of HaeIII methyltransferase convalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing. Cell 82: 143−53.
  229. Reygers U, Wessel R, Muller H, Hoffmann-Berling H. (1991). Endonuclease activity of Escherichia coli DNA helicase I directed against the transfer origin of the F factor. EMBO J 10: 2689−2694.
  230. Roberts RJ, Halford SE. (1993). Type II restriction endonucleases. In: (Eds.) Nucleases. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York: 35−88.
  231. Roberts RJ, Macelis D. (1997). REBASE-restriction enzymes and methylases. Nucleic Acids Res 25: 248−262.
  232. Rowland GC, Lim PP, Glass RE. (1992). 'Stop-codon-specific' restriction endonucleases: their use in mapping and gene manipulation. Gene 116: 21−26.
  233. U. (1981). A reck lacZ transformation host. Nucleic Acids Res 9: 4087−4098.
  234. Saha S, Ahmad I, Reddy YV, Krishnamurthy V, Rao DN. (1998). Functional analysis ofconserved motifs in type III restriction-modification enzymes. Biol Chem 379: 511−7.
  235. Salmon MA, Van Melderen L, Bernard P, Couturier M. (1994). The antidote and autoregulatory functions of the F plasmid CcdA protein: a genetic and biochemical survey. Mol Gen Genet 244: 530−8.
  236. Sambrook J, Frith EF, Maniatis T. (1989). Molecular cloning: A laboratory manual. Cold Spring Harbor Lab. Press. New York.
  237. Sanger F, Nicklen S, Coulson AR. (1977). DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc Natl Acad Sci USA 74: 5463−5467.
  238. Schmid K, Thomm M, Laminet A, Laue F, Kessler C, Stetter KO, Schmitt R. (1984). Three new restriction endonucleases Mael, Maell and Maelll from Methanococcus aeolicus. Nucl1. Acids Res 12:2619−2628.
  239. Sears LE, Zhou B, Aliotta JM, Morgan RD, Kong H. (1996). BaeI, another unusual? cgl-like restriction endonuclease. Nucleic Acids Res 24: 3590−3592.
  240. Scavetta RD, Thomas CB, Walsh MA, Szegedi S, Joachimiak A, Gumport RI, Churchill ME. (2000). Structure of Rsrl methyltransferase, a member of the N6-adenine beta class of DNA methyltransferases. Nucleic Acids Res 28: 3950−61.
  241. Scherzinger E, Lurz R, Otto S, Dobrinski B. (1992). In vitro cleavage of double- and single-stranded DNA by plasmid RSFlOlO-encoded mobilization proteins. Nucleic Acids Res 20: 41−48.
  242. Scherzinger E, Kruft V, Otto S. (1993). Purification of the large mobilization protein of plasmid RSF1010 and characterization of its site-specific DNA-cleaving/DNA-joining activity. Eur J Biochem 217: 929−938.
  243. Scholz P, Haring V, Wittmann-Liebold B, Ashman K, Bagdasarian M, Scherzinger E. (1989). Complete nucleotide sequence and gene organization of the broad-host-range plasmid RSF1010. Gene 75:271−288.
  244. Schouler C, Clier F, Lerayer AL, Ehrlich SD, Chopin M-C. (1998). A Type IC Restriction-Modification System in Lactococcus lactis. J Bacteriol 180: 407−411.
  245. Schumann J, Walter J, Willert J, Wild C, Koch D, Trautner TA. (1996). M. M IL amultispecific cytosine-C5-DNA-methyltransferase with unusual target recognizing properties. J Mol Biol 257: 949−59.
  246. Seufert W, Messer W. (1987). DnaA protein binding to the plasmid origin region can substitute for primosome assembly during replication of pBR322 in vitro. Cell 481: 73−8.
  247. Sherratt DJ, Wigley DB. (1998). Conserved themes but novel activities in recombinases and topoisomerases. Cell 93: 149−52. Review.
  248. Shimotsu H, Takahashi H, Saito H. (1980). Site-specific endonucleases in Streptomyces strains. Agric Biol Chem 44: 1665−1666.
  249. ShinomiyaT, Kobayashi M, Sato S. (1980). A second site specific endonuclease from Thermits thermophilic 111, Tthl 1 III. Nucleic Acids Res 8: 3275−3285.
  250. Shinomiya T, Sato S. (1980). A site specific endonuclease from Thermns thermophilus 111, Tthl 1II. Nucleic Acids Res 8: 43−56.
  251. Smith HO, Wilcox KW. (1970). A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. J Mol Biol 51: 379−391.
  252. Soderbom F, Binnie U, Masters M, Wagner EG. (1997). Regulation of plasmid R1 replication: PcnB and RNase E expedite the decay of the antisense RNA, Cop A. Mol Microbiol 26: 493−504.
  253. Somers WS, Phillips SE. (1992). Crystal structure of the met repressor-operator complex at 2.8 A resolution reveals DNA recognition by beta-strands.Nature 359: 387−393
  254. Som S, Friedman S. (1994). Regulation of iscoRII methyltransferase: effect of mutations on gene expression and in vitro binding to the promoter region. Nucleic Acids Res 22: 5347−5353
  255. Som S, Bhagwat AS, Friedman S. (1987). Nucleotide sequence and expression of the gene encoding the EcoBJl modification enzyme. Nucleic Acids Res 15: 313−332.
  256. Soper BW, Hollister WR, Reddy KJ. (1996). Characterization of additional host restriction-modification systems in the unicellular cyanobacterium Cyanothece sp. Biochem Biophys Res Commun 223: 24−30.
  257. Stirling CJ, Szatmari G, Stewart G, Smith MC, Sherratt DJ. (1988). The arginine repressor is essential for plasmid-stabilizing site-specific recombination at the ColEl cer locus. EMBO J 7: 4389−95.
  258. Strater N, Sherratt DJ, Colloms SD. (1998). X-ray structure of aminopeptidase A from Escherichia coli and a model for the nucleoprotein complex in Xer site-specific recombination. EMBO J 18: 4513−22.
  259. Studier FW, Bandyopadhyay PK. (1988). Model for how type I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc Natl Acad Sei USA 85: 4677−4681.
  260. Sturrock SS, Dryden DT. (1997). A prediction of the amino acids and structures involved in DNA recognition by type I DNA restriction and modification enzymes. Nucleic Acids Res 25: 3408−14.
  261. Subramanya HS, Arciszewska LK, Baker RA, Bird LE, Sherratt DJ, Wigley DB. (1997). Crystal structure of the site-specific recombinase, XerD. EMBO J 16: 5178−87.
  262. Sugisaki H, Kita K, Takanami M. (1989). The Fokl restriction-modification system. II. Presence of two domains in Fokl methylase responsible for modification of different DNA strands. J Biol Chem 264: 5757−5761.
  263. Sugisaki H, Yamamoto K, Takanami M. (1991). The Hgal restriction-modification system contains two cytosine methylase genes responsible for modification of different DNA strands. J Biol Chem 266: 13 952−13 957.
  264. Sullivan KM, Macdonald HJ, Saunders JR. (1987). Characterization of DNA restriction and modification activities in Neisseria species. FEMS Microbiol Lett 44: 389−393.
  265. KM. Saunders JR. (1989). Nucleotide sequence and genetic organization of the vVgoPII restriction-modification system of Neisseria gonorrhoeae. Mol Gen Genet 216: 380−387.
  266. DK. (1998). Timing, self-control and a sense of direction are the secrets of multicopy plasmid stability. Mol Microbiol 29: 1137−1145
  267. Summers DK, Sherratt DJ. (1984). Multimerization of high copy number plasmids causes instability: CoIEl encodes a determinant essential for plasmid monomerization and stability. Cell 36: 1097−103.
  268. Summers DK, Sherratt DJ. (1988). Resolution of CoIEl dimers requires a DNA sequence implicated in the three-dimensional organization of the cer site. EMBO J 7: 851−8.
  269. JG. (1978). Nucleotide sequence of the ampicillin resistance gene of Escherichia coli plasmid pBR322. Proc Natl Acad Sei USA 75: 3737−3741.
  270. Szczelkun MD, Dillingham MS, Janscak P, Firman K, Haiford SE. (1996). Repercussions of DNA tracking by the type IC restriction endonuclease EcoR 1241 on linear, circular and catenated substrates. EMBO J 15: 6335−47.
  271. Szczelkun MD, Janscak P, Firman K, Haiford SE. (1997). Selection of non-specific DNAcleavage sites by the type IC restriction endonuclease EcoBAlAl. J Mol Biol 271: 112−23.
  272. Tao T, Blumenthal RM. (1992). Sequence and characterization ofpvuIIR, the PvuII endonuclease gene, and ofpvuIIC, its regulatory gene. J Bacteriol 174: 3395−8
  273. Theriault G, Roy PH, Howard KA, Benner JS, Brooks JE, Waters AF, Gingeras TR. (1985). Nucleotide sequence of the PaeKJ restriction/modification system and partial characterization of its protein products. Nucleic Acids Res 13: 8441−61
  274. Theriault G, Roy PH. (1982). Cloning of Pseudomonas plasmid pMG7 and its restriction-modification system in Escherichia coli. Gene 19: 355−359.
  275. CM. (1988). Recent studies on the control of plasmid replication. Biochim Biophys Acta 949:253−63. Review.
  276. Thompson JD, Gibson TJ, Plewniak F, Jeanmougin F, Higgins DG. (1997). The CLUSTALX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res 15: 4876−4882
  277. Titheradge AJ, Ternent D, Murray NE. (1996). A third family of allelic hsd genes in Salmonella enterica: sequence comparisons with related proteins identify conserved regions implicated in restriction of DNA. Mol Microbiol 22: 437−47.
  278. Tomizawa J-I, Masukata H. (1987). Factor-independent termination of transcription in a stretch of deoxyadenosine residues in the template DNA. Cell 51:623−30.
  279. Tomizawa J-I, Som T (1984). Control of ColEl plasmid replication: enhancement of binding of RNA I to the primer transcript by the Rom protein. Cell 38: 871−8.
  280. Topal MD, Conrad M. (1993). Changing endonuclease EcoRll Tyr308 to Phe abolishes cleavage but not recognition: possible homology with the Int-family of recombinases. Nucleic Acids Res 21: 2599−2603.
  281. Topal MD, Thresher RJ, Conrad M, Griffith J. (1991). Nael endonuclease binding to pBR322 DNA induces looping. Biochemistry 30: 2006−2010.)
  282. Tran PH, Korszun ZR, Cerritelli S, Springhorn SS, Lacks SA. (1998). Crystal structure of the DpnM DNA adenine methyltransferase from the Dpnll restriction system of streptococcus pneumoniae bound to S-adenosylmethionine. Structure 6: 1563−75.
  283. Tsai MM, Fu YH, Deonier RC. (1990). Intrinsic bends and integration host factor binding at F plasmid oriT. J Bacteriol 172: 4603
  284. Tucholski J, Skowron PM, Podhajska AJ. (1995) Mmel, a class-IIS restriction endonuclease: purification and characterization. Gene 157: 87−92.
  285. Twomey DP, Davis R, Daly C, Fitzgerald GF. (1993). Sequence of the gene encoding a second. ScrFI m5C methyltransferase of Lactococcus lactis. Gene 136: 205−209.
  286. Twomey DP, Mckay LL,. O’Sullivan DJ. (1998). Molecular Characterization of the Lactococcus lactis LlaKRll Restriction-Modification System and Effect of an IS982 Element Positioned between the Restriction and Modification Genes J Bacteriol 180: 5844−5854
  287. Tyndall C, Meister J, Bickle TA. (1994). The Escherichia coliprr region encodes a functional type IC DNA restriction system closely integrated with an anticodon nuclease gene. J Mol Biol 237: 266−274.
  288. Ueno T, Ito H, Kimizuka F, Kotani H, Nakajima K. (1993). Gene structure and expression of the Mbo restriction-modification system. Nucleic Acids Res 21: 2309−2313.
  289. Van Duyne GD, Ghosh G, Maas WK, Sigler PB. (1996). Structure of the oligomerization and L-arginine binding domain of the arginine repressor of Escherichia coli. J Mol Biol 256: 377−91.
  290. Voelker LL, Dybvig K. (1996). Gene transfer in Mycoplasma arthritidis: Transformation, conjugal transfer of Tn916, and evidence for a restriction system recognizing AGCT. J Bacteriol 178: 6078−6081.
  291. VM. (1970). Purification and properties of an aminopeptidase from Escherichia coli. J Biol Chem 245: 4760−9.
  292. Wang A, Macrina F. (1995). Streptococcal plasmid pIP501 has a functional orzTsite. J Bacteriol 177:4199−4206.
  293. Warren GJ, Clark AJ. (1980). Sequence-specific recombination of plasmid ColEl. Proc Natl Acad Sei Usa 77: 6724−6728
  294. Watabans T, Nishida H, Ogata C, Azai T, Sato S. (1964). Episome mediated transfer of drug resistance in Enterobacteriaceae. J Bacteriol 88: 716−726.
  295. Waters VL, Guiney DG. (1993). Processes at the nick region link conjugation, T-DNA transfer and rolling circle replication. Mol Microbiol 9: 1123−1130.
  296. Waters VL, Hirata KH, Pansegrau W, Lanka E, Guiney DG. (1991). Sequence identity in the nick regions of IncP plasmid transfer origins and T-DNA borders of Agrobacterium Ti Plasmids. Proc Natl Acad Sei USA 88: 1456−1460.
  297. Wayne J, Holden M, Xu S Y. (1997). The 7sp45I restriction-modification system is plasmid-borne within its thermophilic host. Gene 202: 83−8.
  298. Webb M, Taylor IA, Firman K, Kneale GG. (1995). Probing the domain structure of the type IC DNA methyltransferase M.?coR124I by limited proteolysis. J Mol Biol 250: 181−90.
  299. Whitehead PR, Brown NL. (1985). Three restriction endonucleases from Anabaena flosaquae. J Gen Microbiol 131: 951−958.
  300. Willcock DF, Dryden DTF, Murray NE. (1994). A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyltransferases. EMBO J 13: 3902−3908.
  301. Willetts N, Crowther C. (1981). Mobilization of the nonconjugative IncQ plasmid RSF1010. Genet Res 37: 311−316.
  302. GG. (1991). Organization of restriction-modification systems. Nucleic Acids Res 19: 2539−2565.
  303. Wilson GG, Murray NE. (1991). Restriction and modification systems. Annu Rev Genet 25: 585−627.144
  304. Winkler FK, Banner DW, Oefner C, Tsernoglou D, Brown RS, Heathman SP, Bryan RK, Martin PD, Petratos K, Wilson KS. (1993). The crystal structure of EcoRY endonuclease and of its complexes with cognate and non-cognate DNA fragments. EMBO J 12: 1781−1795.
  305. Woese CR, Magrum LJ, Fox GE. (1978). Archaebacteria. J Mol Evol 11: 245−251.
  306. WB. (1966). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli: Bacterial mutations affecting the restriction and modification of DNA. J Mol Biol 16: 118−133.
  307. Xia Y, Burbank DE, Van Etten JL. (1986). Restriction endonuclease activity induced by NC-1A virus infection of a Chlorella-liks green alga. Nucleic Acids Res 14: 6017−6030.
  308. Xu F, Lin-Chao S, Cohen SN. (1993). The Escherichia colipcnB gene promotes adenylylation of antisense RNAI of ColEl-type plasmids in vivo and degradation of RNAI decay. Proc Natl Acad Sci USA. 90: 6756−60.
  309. Yanisch-Perron C, Vieira J, Messing J. (1985). Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors. Gene 33: 103−119.
  310. Yang CC, Topal MD. (1992). Nonidentical DNA binding sites of endonuclease Nael recognize different families of sequences flanking the recognition sate. Biochemistry 31: 96 579 664.
  311. R. (1981). Structure and mechanism of multifunctional restriction endonucleases. Annu Rev Biochem 50: 285−319.
  312. Zakharova MV, Pertzev AV, Kravetz AN, Beletskaya IV, Shlyapnikov MG, Solonin AS. (1998). Complete nucleotide of the Hsd plasmid pEC029 and identification of its functional regions. Biochim Biophys Acta 1398: 106−112.
  313. ZakovaN, Szatmari GB. (1995). Site-specific recombination between ColEl cer andNTP16 nmr sites in vivo. Mol Gen Genet 247: 509−514−35 Рд -10 Рr SDK
  314. GGG|TTGGG^TATTAGCTTTATGATCGlTATCATAGGTGATGTTGAGTAGGAGTGTTAATATAAAGACCTTTCGGAAAACATAstart R Eco29kl
  315. ATG CAC AAT AAG AAA TTT GAT AGA TCT GAG CAT GTT TAT AGA AAT GAC TCT TTC1 MHNKKFDRSEHVYRNDSF
  316. СТА GAG TTA ATA AAA GAT GCC GTT CGT TTT TTT AGT GGT ACG CCT GTT CAT TCA 19 LELIKDAVRFFSGTPVHS4 98 TTA CCA CCA CCG GAA CGG TTT CAA GGT GCT GGG GTG TAT GCT CTT TAC TAT АСА 37 LPPPERFQGAGVYALYYT
  317. GGA CAT TAT TCA TTA TAT GAT GAA TAT 55 G HYSLYDEY
  318. CTT CCT ATT TAT GTT GGC AAG GCT GTT 73 L PIYVGKAV
  319. AGT GAT CAT GAA ACT AGG GCT GGT TCT 91 SDHETRAGS
  320. GGC CGA AAT ATA GCA AAA АСА TCG AAT 109 GR NIAKTSN7 68 TTT GTT АТС TTT GAG GCT ACG GGG TCT 127 FVI FEATGS
  321. CTT ATT AAA ATT TAT AAG CCT TTG TGG 145 LIKIYKPLW87 6 CAT ACC CCT GGT GCC GGG CGA TTT GCG 163 H T P G A G R FA-35 PM
  322. CAT CCT GGC AGG GA|G TGG GC|T GAG AAA 181 H PGREWAEK
  323. TCT CGT ATA AAT AGG TTG GCA TAT AAC SRINRLAYN
  324. CCT GCT GGT TGG CGT CAG TCT AGA ATT PAGWRQSRI
  325. GAA СТА TCT AAT AGA ATT AGA GAA CAT ELSNRIREH
  326. СТА GAT TTG TGT GAT TTT TCA TGT CGC LDLCDFSCR
  327. GAT ATG ATT AGT АСА GTT GAG GCC GCT DMISTVEAA
  328. AAT ACC GTT GTT GAT GGC TTT GGA AAT NTVVDG FGN
  329. CAA GCT AAA TCT GAT TGG GAT GTA ATA QAKSDWDVI-10 PM
  330. TGT АСА GGT G|TT CAT Т. СТ GAG CCA TAC CTG VHSEPY1. SDM R /MEco2 9 klstop/start
  331. TTT ATT GAG GAG AGA ATT AAA CAG TAT TTT TCT AAG AGT AAT TTT ACA|TA A^G AGiP" 199 F I EERIKQ YFSKSNFT* 1 MR104 0 tca tta gag att ttt tca gga gcc ggc ggc ttg gct aaa ggt // 3 sleifsgagg la к g //
  332. ДТСАСАТСАТТАОАСАТТТТТТСАССАОССССССССТТСССТАААССТСТАСАОТТСОСАСеАТТТСАССАТбТАОСАТТТСТТСАС М И Э Ь ЗГ- I Г Э б Л£ в б -Ь.А. К в Ь. Е I. А С Е О Н V в Г V ЕI
  333. ТТАААСААССАТССАТСТОАТТСТТТССОАСТТААТТТТОАТОАСОАСААСОТАТТТСАСООАСАТАТТАМААТТАТОАССТТТСА ьикн&ссзьЕЬНЕРЕЕКУгосргкнуоьз1. III
  334. АААТСАТТТСССОАСТАТТТТОААТАСАТААТТСТТССТТТСАСТТАТССТТОТТТАТССТТААСТААТСТААСТбАТТССАСААТА Й'' вЕАОУЕЕУ11ЪНЬТУРСЬЗЬЗКУЗОМК1
  335. САТСГАОАТСТАТТААаААААССТСССААСОАТАААСАСТСТбССТОТАСАТАТСАТСТСАСТТТТАААТТААТСААТССАЦСТСАТ НЬОУЬККАККБКНСОСТХВ? ЗГКЬ1НАА О1. VII
  336. ТАТССАСТТССАСАААТТАССОААСССеТСАТААТТСТТбСТСТТССААСТСАТТТСААТААААААТССТСТТТТССААСТетААСС ?еУРд1ИЕЕУ1 I V 6 V КЗРЬЫККИЗЕР в V т1. VIII V1
  337. САТАСССААСАААААТТССТСТССОААСАССАТСТТАСТССТСАСТАТТСССбАААССАТААТАТТСАТОССОТТАТАСАТААА.СОТ НТОЕКЬЬНЕОНУТООУИИКНЫ10АУ10К6
  338. АТТТСТОАОСбТТТААТСАААССТТТТССТАТТТТССССССАТСбСССААААССТСССТТАСТСТТАСОСАСССАТТАААСААТСТТ 13ЕКЬМКР. ЕС1 ГРРЗОКЗЯУТ VР, Р, А Ь К Н V1. V 2
  339. ССТСАЛССОТАТСАСТСАСАТССТАТТССАСАТСАТАТСТТТАААСАТСССССТССАСТТТАТССТССТСАТАСТСОААОТТАТАТС Р о Р У Е Б Н С I СРНТЕКРС АНУУРОНТбБУ!1. УЗ V 4
  340. СЙТТТС, ССТТСАААААСАСТТААСССТ60СССТСАТССССТАССТС0АССТСААААТАТСАТТАССТАТСАССАТСССАСТСТТССТ Р Ъ РЗКТЬКАСАНСУРОбЕЫ М1Г1 у.е.ПСТУЕ1. V 5 У6
  341. ТАТТТТАСССТТТАТСААСССААССТТСТТСАСАСТТТТССТССАСАСТТТСТСАТТССАССАССТТССССССАСССТАТС-АСССАС? Е Т V У В в К Т, Г { К Е Е Ь I, А й, А '/?. О М г (<21.
  342. АТТОСТААТССАетТССТСТСТТбСТАССТСАСААСАТАбСССАССААТТеТАТААСТТАТТСААТОААОАСетТвАСССОТТАТТС II С N, А V Р «V в О К Т'»<3 ООЬУМЬЬЫЕЕУЕРЬЬ
  343. ТвСТСТААСТТСААТТААТАА С Б N Г N * *
Заполнить форму текущей работой

На отлично!