Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Метилотрофные бактерии как основа биотехнологического получения стабильно меченых биологически активных соединений

Диссертация: Метилотрофные бактерии как основа биотехнологического получения стабильно меченых биологически активных соединений
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Основное внимание в обзоре литературы уделяется данным, которые могли бы по возможности наиболее подробно проиллюстрировать современное состояние дел в области использования стабильных изотопов в научной и практической сферах современной биологии и медицины. Соответственно, более внимательно рассмотрены вопросы, связанные с исследованиями биологического действия основного источника дейтериевой… Читать ещё >

Содержание

  • I. ВВЕДЕНИЕ
  • II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Введение
    • 1. 1. Стабильные изотопы основных элементов, входящих в биологически активные соединения
    • 1. 2. Изотопный состав и общие свойства БгО и НгО
    • 1. 3. История изучения влияния БгО на биологические объекты
  • 2. Применение тяжёлой воды в биологических и медицинских исследованиях
    • 2. 1. Исследования, основанные на использовании физических свойств БгО
    • 2. 2. Исследование механизмов действия антибиотиков с применением БгО
    • 2. 3. Исследование структур различных белков с применением БгО
    • 2. 4. Изучение ориентации белков в мембранах
    • 2. 5. «Пурпурные мембраны» и фоточувствительные белки в В
    • 2. 6. Использование БгО при изучении фотореакций
    • 2. 7. Использование БгО при исследованиях биосинтеза холестерина и жирных кислот
    • 2. 8. Высокоточные методы измерения изотопного НЮ состава биомолекул
    • 2. 9. Стабилизирующее действие тяжёлой воды на органические молекулы
    • 2. 10. Терапевтическое действие БгО
    • 2. 11. Высокоточные методы измерения объёма жидкости в живых организмах
  • 3. Применение дейтерированных биологически активных соединений в биологических и медицинских исследованиях
    • 3. 1. Применение низкомолекулярных дейтерированных биологически активных соединений в научных экспериментах
    • 3. 2. Применение индивидуальных дейтерированных белков в научных исследованиях
    • 3. 3. Исследования биологической активности дейтерированных клеточных структур
    • 3. 4. Новые свойства дейтерированных аналогов биологически активных соединений
  • 4. Получение стабильно меченых биологически активных соединений
    • 4. 1. Получение стабильно меченых биологически активных соединений путём химического и ферментативного синтеза
    • 4. 2. Получение меченых биологически активных соединений иными методами
    • 4. 3. Микроводоросли как продуценты дейтерированных соединений
    • 4. 4. Культивирование иных микроорганизмов на с высокодейтерированных средах
    • 4. 5. Культивирование микроорганизмов для производства стабильно меченых биологически активных соединений
  • 5. Получение и применение иных изотопных вариантов стабильно меченых биологически активных соединений
  • 1−3 if
    • 5. 1. Получение и использование С- и N-меченных биологически активных соединений
    • 5. 2. Использование О-меченных биологически активных соединений
    • 5. 3. Использование в исследованиях и получение множественно изотопно-меченых биологически активных соединений
  • 6. Основные свойства и биотехнологический потенциал метилотрофных бактерий
    • 6. 1. Особенности С ¡--метаболизма метилотрофных бактерий
    • 6. 2. Биотехнологические возможности метилотрофов
  • III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Химикаты
  • Микроорганизмы и методы их культивирования
  • Оборудование и приборы
  • Методы получения и исследования стабильно меченых соединений
  • I. UI. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
  • 7. Общая схема предлагаемого подхода к получению стабильно меченых биологически активных соединений на основе использования автолизатов стабильно меченой биомассы метилотрофных бактерий
  • 8. Разработка специального оборудования для работы с тяжёловодными ростовыми средами
  • СТАБИЛЬНО МЕЧЕНЫЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ, СИНТЕЗИРУЕМЫЕ МЕТИЛОТРОФНЫМИ БАКТЕРИЯМИ
  • 9. Получение высокодейтерированных биологически активных соединений, синтезируемых облигатными метилотрофными бактериями
    • 9. 1. Определение природной устойчивости облигатных метилотрофных бактерий Methylobacillus? agellatum к высокодейтерированным ростовым средам
    • 9. 2. Изучение уровней включения дейтерия в аминокислоты M. flagellatum
    • 9. 3. Отбор форм метилотрофных бактерий M. flagellatum, адаптированных к высокодейтерированным средам
    • 9. 4. Культивирование M. flagellatum на высокодейтерированной среде в лабораторном ферментёре
    • 9. 5. Изучение биосинтеза экзополисахаридов метилотрофом M. flagellatum KTMFK5D
      • 9. 5. 1. Определение химического состава экзополисахаридов
      • 9. 5. 2. Отбор штамма-продуцента экзополисахаридов
      • 9. 5. 3. Изучение влияния состава ростовой среды на уровень секреции ЭПС
      • 9. 5. 4. Получение высокодейтерированных ЭПС бактерий M. flagellatum KT
      • 9. 5. 5. Определение химического и изотопного состава ЭПС M. flagellatum KT, получаемых на высокодейтерированных средах
  • 10. Получение высокодейтерированных биологически активных соединений, синтезируемых факультативными метилотрофами
    • 10. 1. Определение природной устойчивости факультативных метилотрофных бактерий Brevibacterium methylicum к высокодейтерированным средам
    • 10. 2. Изучение уровней включения дейтерия в секретируемые аминокислоты
    • 10. 3. Изучение уровней включения дейтерия в аминокислоты белка биомассы
    • 10. 4. Изучение ростовых и биосинтетических свойств факультативных метилотрофных бактерий Methylobacterium ext or quens на высокодейтерированных средах
  • 11. Получение униформно 13С- и 151Ч-меченных БАС, синтезируемых метилотрофными бактериями
    • 11. 1. Изучение уровня включения С в аминокислоты, синтезируемые метилотрофами
    • 11. 2. Изучение ростовых характеристик M. flagellatum на N-и на
  • 13. C+15N
  • -меченной среде
  • 12. Получение высокомеченных полноценных ростовых сред на основе стабильно меченой биомассы метилотрофных бактерий и изучение возможности их применения
    • 12. 1. Подбор условий для автолиза стабильно меченых биомасс метилотрофов
    • 12. 2. Определение питательной ценности стабильно меченых автолизатов метилотрофных бактерий
  • СТАБИЛЬНО МЕЧЕНЫЕ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ, СИНТЕЗИРУЕМЫЕ ВТОРИЧНЫМИ ПРОДУЦЕНТАМИ
  • 13. Получение стабильно меченых биологически активных соединений, синтезируемых бациллами
  • Введение к главе 13 (обзор литературы)
    • 13. 1. Отбор форм Bacillus subtilis, синтезирующих дейтеро-инозин
    • 13. 2. Выделение и изучение уровня включения дейтерия в дейтеро-инозине
    • 13. 3. Синтез дейтеро-тимидина клетками Bacillus amyloliquefaciens
    • 13. 4. Получение униформно дейтерированного 5-эндотоксина Bacillus thuringiensis
  • 14. Получение стабильно меченых биологически активных соединений, синтезируемых археобактериями Halobacterium salinarium
  • Введение к главе 14 (обзор литературы)
    • 14. 1. Отбор форм H. salinarium, адаптированых к высокодейтерированным средам
    • 14. 2. Оптимизация состава высокодейтерированной ростовой среды
    • 14. 3. Выделение и исследование липидов археобактерий H. salinarium
    • 14. 4. Выделение и исследование белковых аминокислот Н. salinarium
    • 14. 5. Синтез бактериородопсина, меченного дейтеро-аминокислотами
    • 14. 6. Изучение распределения изотопов водорода при культивировании H. salinarium на высокодейтерированной полноценной ростовой среде
  • 15. Получение стабильно меченого антибиотика зервамицина, синтезируемого культурой мицелиального гриба Emericellopsis salmasinnemata
  • Введение к главе 15 (обзор литературы)
    • 15. 1. Оптимизация метода выделения и очистки зервамицина
    • 15. 2. Опримизациа условий и состава ростовых сред для биосинтеза зервамицина
    • 15. 3. Получение зервамицина, униформно меченого дейтерием
    • 15. 4. Получение зервамицина, меченного 15N-Aib
    • 15. 5. Получение униформно 15КГ-меченного зервамицина
    • 15. 6. Определение биологической активности стабильно меченых препаратов зервамицина
  • 16. Реутилизация использованной тяжёлой воды и стабильно меченых биомасс
  • V. ВЫВОДЫ

Метилотрофные бактерии как основа биотехнологического получения стабильно меченых биологически активных соединений (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Настоящая работа посвящена исследованию научных основ использования метилотрофных бактерий для биотехнологического получения биологически активных соединений, меченных атомами стабильных изотопов. Получаемые меченые соединения предназначены для использования как в структурно-функциональных биохимических и фармакокинетических научных исследованиях, так и в различных областях медицины.

Основные открытия естествознания последней четверти XX века не были бы возможны без огромных успехов в электронном приборостроении и в области тонких химических технологий. Именно благодаря разработке всё более совершенного научного оборудования, позволяющего регистрировать и анализировать всё более тонкие молекулярные взаимодействия, пополняются наши знания. И именно на фоне развития мирового рынка особо чистых реактивов появляются возможности сравнительно легко обнаруживать, выделять, исследовать и модифицировать практически любые биологические соединения и структуры. Маркирование био-молекул для проведения таких работ может осуществляться только на молекулярном уровне. Применение радиоизотопов в таких экспериментах ограничивается опасностью для объекта исследования, а также изза наведённых радиационных эффектов на соседние молекулы. Использование стабильной изотопной метки не имеет ограничений. Тем не менее каталоги изотопно меченых соединений предлагают весьма ограниченный круг веществ, а высокие цены ещё более сдерживают применение в научной и медицинской практике препаратов, представленных на этом секторе мирового рынка особо чистых реактивов. Вместе с тем, нельзя представить себе дальнейший прогресс в естественных науках и медицине без расширения применения именно этой методологии — методологии стабильных изотопов.

Данная работа демонстрирует возможности использования биосинтетического потенциала метилотрофных бактерий для существенного расширения спектра производства биологически активных соединений (БАС), меченных атомами именно стабильных изотопов (СМ).

Метилотрофы — один из излюбленных объектов биотехнологических исследований, благодаря хорошим ростовым и биосинтетическим свойствам при доступности и низкой стоимости ростовых субстратов, непатогенности этих микроорганизмов, наличию весьма специфических, но достаточно хорошо изученных ферментативных и регуляторных систем. выделение СМ продукта I культивирование & приготовление культивирование метилотрофов на ^ СМ биомасса (О полноценных СМ ^ вторичных.

СОзСЮ и ЭгО ростовых сред продуцентов с? ?

— Оприготовление выделение полноценных СМ СМ продукта ц ростовых сред регенерация БгО и обогащение по дейтерию &.

Общая схема предлагаемого подхода к получению СМ БАС (тотально дейтерированных) на основе использования метилотрофных бактерий, представлена на схеме. Первый этап состоит в культивировании метилотрофных бактерий на ростовых средах с низкомолекулярными источниками изотопной метки для конверсии атомов стабильных изотопов в компоненты «метилотрофной» биомассы (метилотрофыпервичные продуценты СМ биомассы). Источниками изотопной метки были наиболее доступные низкомолекулярные соединения, содержащие изотопы водорода — дейтерийБ (2Н), углерода — 13С, азота -15К Поскольку среды не содержат немеченых соединений, основным продуктом, получаемым на этом этапе, является биомасса метилотрофов, тотально меченая по соответствующему типу атомов. После частичного разрушения (автолиза) этой СМ биомассы и приготовлении из неё полноценных ростовых сред, на втором этапе проводится культивирование вторичных гетеротрофных продуцентов, синтезирующих специфические целевые СМ БАС в значительных количествах. Таким образом, предлагаемая схема может быть использована для получения любых классов меченых органических соединений, накапливаемых в клетках микроорганизмов, либо секретируемых в ростовую среду.

Поскольку стоимость всех соединений, включающих атомы стабильных изотопов, весьма высока, мы провели исследования, направленные на существенное снижение потерь изотопно меченых материалов. В результате была отработана методика реутилизации тяжёлой воды из культуральных жидкостей, а также показана возможность использования любых препаратов СМ биомасс для приготовления следующих партий полноценных стабильно меченых ростовых сред.

Цель и задачи исследования

Основная цель работы состояла в разработке эффективной системы для получения любых СМ БАС, которые могут быть синтезированы клетками микроорганизмов разной таксономической принадлежности, на основе использования биотехнологического потенциала метилотрофных бактерий. В соответствии с этим в работе ставились следующие основные задачи:

1. Определить условия, позволяющие культивировать различные метилотрофные бактерий на средах из тяжёлой воды с дейтеро-метанолом в качестве единственного источника углерода и энергии. Изучить возможность получения БАС, тотально меченных дейтерием, 13С, 15>1, а также наработать препараты тотально меченой биомассы метилотрофов для выделения и исследования МС БАС.

2. Разработать методику приготовления полностью дейтерированных полноценных ростовых сред на основе высокодейтерированной биомассы метилотрофов, а также иных вариантов сред, тотально меченых стабильными изотопами.

3. Проверить приемлемость этих сред для наработки разнообразных СМ БАС, синтезируемых различными гетеротрофными микроорганизмами.

4. Изучить распределение изотопов водорода при культивировании археобактерий на высокодейтерированной ростовой среде.

5. Отработать метод реутилизации тяжёлой воды и образцов стабильно меченой биомассы использованных микроорганизмов.

Актуальность темы

определяется всё более расширяющимся использованием в разнопрофильных научных исследованиях и медицинской практике различных СМ БАС. Эта тенденция наблюдается несколько последних лет, и сдерживается только всё ещё высокой стоимостью самих СМ соединений и, в большей степени, ценой научных приборов для их детекции и исследований. Предлагаемая технология может частично решить первую из названых проблем.

Научная новизна. Впервые было проведено широкое исследование возмо-жности использования разных групп метилотрофных бактерий в качестве «первичного объекта» для биотехнологического мечения БАС атомами стабильных изотопов. Впервые проведена адаптация нескольких метилотрофов к полностью дейтерированным ростовым средам. Отработана методика культивирования адаптированных бактерий в условиях лабораторного ферментёра на тяжёловодной ростовой среде с дейтеро-метанолом в качестве единственного источника углерода для получения тотально дейтерированной биомассы. Впервые показано, что клетки облигатного метилотрофа Methylobacillus flagellatum KT синтезируют экзополифруктаны, как на обычных, так и на высокодейтерированных средах. Изучено распределение дейтериевой и 13С метки в аминокислотах метилотрофов. Определён способ приготовления полноценных тотально дейтерированных ростовых сред, обеспечивающих нормальный рост и биосинтез целевых продуктов различными гетеротрофными микроорганизмами. Проведён анализ динамики изменения уровня дейтерия в культуральной жидкости в процессе роста галобактерий. Впервые биосинтетическим путём получены разнообразные высокомеченные БАС.

Практическая значимость предлагаемой комплексной, практически безотходной технологии, состоит в том, что она позволяет относительно быстро получать широкий спектр органических соединений с максимальным содержанием атомов дейтерия, 13С, 15N. Получены в униформно дейтерированном виде нуклеозиды — инозин и тимидин (продуценты Bacillus subtillis и Bacillus amyloliquefaciens), а также тотально дейтерированные липиды Halobacterium salinarium и 5-эндотоксин Bacillus thuringiensis. Усовершенствованы методики выделения и очистки пептидного антибиотика зервамицина, синтезируемого мицелййальным грибом Emericelopsis salmasinnemata. Впервые биосинтетическим путём наработан тотально 15N-меченный зервамицин и показана возможность получения его аналогов, полностью дейтерированных и с двойной меткой 13C+15N.

В целом, использование предлагаемого комплексного, практически безотходного подхода, позволяет относительно быстро получать широкий спектр соединений, тотально меченых дейтерием, 13 С, 15N. Такими соединениями могут быть различные аминокислоты, белки, сахара и полисахариды, нуклеозиды, бациллярные токсины, жирные кислоты и антибиотики, требующихся для проведения самого разного рода научных и медицинских исследований.

Основные результаты исследований, изложенные в диссертации, получены автором в Институте генетики и селекции промышленных микроорганизмов. Часть работ по выделению и весь анализ молекулярного и изотопного состава получаемых соединений проводился совместно с сотрудниками и аспирантами кафедры Биотехнологии МГАТХТ им. М. В. Ломоносова.

Апробация работы состоялась на заседании Межлабораторного семинара ГосНИИ генетика 1 июля 1999 года. Материалы исследований представлялись на следующих научных конференциях: VII Международная конференция по стабильным изотопам 1989 г., Тбилиси (СССР) — Международный симпозиум «Interbiotech» 1990 г., Братислава (ЧССР) — VI Европейская Конференция «Биомасса для энергетики, промышленности и окружающей среды», 1991, Афины (Греция) — VII Международный Конгресс по генетике промышленных микроорганизмов 1994 г., Квебек (Канада) — VII, VIII Международные Симпозиумы по Ci соединениям — 1992 г., Варвик (Великобритания), 1995 г., Сан-Диего (США) — VIII Международный Конгресс по бактериологии и прикладной микробиологии, 1996 г., Иерусалим (Израиль) — VII Международная Конференция по ретинальсодержащим белкам, 1996 г., Зихрон Яков (Израиль) — Конференция по трансмембранным белкам 1998 г., Лондон (Великобритания) — VI Международная научно-практическая конференция «Наукоёмкие химические технологии-99», 1999 г., Москва (Россия).

Объём и структура диссертации. Содержание работы изложено на 204 страницах, содержит 25 таблиц и 36 рисунков. Работа включает следующие разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список цитированных публикаций (405 названий). Основные главы обзора литературы посвящены анализу новейших данных по вопросам получения и использования тяжёлой воды и более сложных дейтерированных биологически активных соединений. Далее обсуждаются возможности применения и множественно меченных БАС в научных исследованиях и медицинской практике. Рассмотрены также вопросы, связанные с использованными модельными микроорганизмами — метилотрофными и галофильными бактериями, бациллами, мицелиальными грибами (каждый из этих разделов обзора предшествует соответствующей главе, содержащей результаты собственных исследований).

Использованные сокращения и обозначения.

АЛ — автолизат микробной биомассы.

КЖ — культуральная жидкость свободная от клеток.

БМ — биомасса микроорганизмов.

БгО-среда — ростовая среда, приготовленная из высокообогащённой тяжёлой воды с безводными солями и, по возможности, не содержащая недейтерированных компонентов, за исключением водного (Н2О) раствор микроэлементов — 0,1об.%. Другие названия: дейтеро-среда, тяжеловодная среда, высокодейтерированная среда.

НгО-среда — ростовая среда, приготовленная их природной воды. Другие названия: обычная среда, протонированная среда, немеченная среда, контрольная среда.

С-среда — ростовая среда, приготовленная их природной воды и содержащая только 13С-меченные источники углерода.

51Ч-среда — ростовая среда, приготовленная их природной воды и содержащая только 151[-мсченные источники углерода.

ВР+УЕ — сухой преарат для приготовления полноценных ростовых сред, включающий бакто-пептон и дрожжевой экстракт.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.

Введение

.

Основное внимание в обзоре литературы уделяется данным, которые могли бы по возможности наиболее подробно проиллюстрировать современное состояние дел в области использования стабильных изотопов в научной и практической сферах современной биологии и медицины. Соответственно, более внимательно рассмотрены вопросы, связанные с исследованиями биологического действия основного источника дейтериевой меткитяжёлой воды. В последующих разделах представлены результаты разнообразных исследований, успешное завершение которых определялось применением тех или иных биологически активных соединений, меченных стабильными изотопами. Далее рассматриваются основные пути получения стабильно меченых биологически активных соединений. Заключительная глава обзора посвящена описанию основных характеристик тех биологических объектов и модельных систем, которые исследовались в ходе выполнения части данной диссертационной работы.

V. выводы.

1. Разработана концепция использования биотехнологического потенциала метилотрофных бактерий для получения различных классов стабильно меченых биологически активных соединений. В рамках предложенной концепции изучены способности представителей основных групп метилотрофных бактерий осуществлять конверсию швкомолекулярных стабильно меченых ростовых субстратов в компоненты биомассы. Показано, что облигатные метилотрофные бактерии характеризуются более высокой чувствительностью к полностью дейтерированной среде с дейтеро-метанолом как единственным источником углерода и энергии, чем факультативные метилотрофы.

2. Предложен метод дансильной модификации препаратов культуральной жидкости и тидролизатов клеточных белков, позволивший изучить особенности уровня включения стабильных изотопов в секретируемые и вну триклеточные аминокислоты облигатных метилотрофных бактерий М&ку1оЬаеШт АщеЯМит КТ и факультативного метилотрофа Вгеч. ЬшЯептп теИгуИсит на средах разного изотопного состава. Отмечена чёткая корреляция между уровнем включения метки и уровнем её концентрации в ростовой среде.

3. Установлено, что облигатный метилотроф Ме (Ьу1оЬасШт Ах^еИайтг КТ секретирует полисахариды, состоящие из мономеров одного типа — фруктозы, причем данное свойство сохраняерся при культивировании метилотрофа и на высокодейтерированных средах. Показано, что культивирование факультативного метилотрофа МеЛкуЫЬа&егшт ехШциет на высоко дейтерированной среде усиливает его способность накапливать р-полиоксибутират.

4. Впервые при культивировании на полностью дейтерированной среде в условиях лабораторного ферментёра получены десятки граммов тотально дейтерированной биомассы облигатного метилотрофа М&куЫЪасШих АацсНаШт КТ. Апробированы условия автолиза препаратов стабильно меченой биомассы метилотрофных бактерии для использования в составе полноценных ростовых сред для гетеротрофных микрооргашемов-продуцентов различной таксономической принадлежности.

5. Показано, что представители рода jBacillus обладают высокой природной устойчивостью к высокодейтерированной полноценной ростовой среде. Впервые на такой среде отобран штамм Bacillus subtilis — продуцент дейтеро-инозина. Показано, что клетки штамма Bacillus amyloliquefaciens, продутщрутощие тимидин, сохраняют это свойство при культивировании на высокодейтерированной ростовой среде. При выращивании на полноценной дейтеро-среде культуры Bacillus thuringiensis получены кристаллы биологически активного тотально дейтерированного 5-эндотоксина.

6. Проведено изучение влияния состава высокодейтерированных сред на рост культур галобактерий Halobacterium saunarium. Получены и исследованы высокодейтерированные препараты липидов и аминокислот археобактерий. При изучении распределения изотопов водорода в процессе культивировангам галобактерий на высокодейтерированной среде показан нешшейный характер разбавления дейтерия тяжёлой воды протаем.

7. Изучены особенности накопления клетками мицелиального гриба Emericellopsis sabiwsinnemata пептидного антибиотика зервамицина. В ходе исследования усовершенствован метод определения зервамицина, оптимизированы пути выделения и очистки стабильно меченых препаратов этого антибиотика. Впервые биотехнологическим путём получены препараты селективно меченого 15Ы-аминожомасляной кислотой и тотально 15Н-меченного зервамицина, показана возможность получения тотально дейтерированного и иС+151Ч-меченного антибиотика.

8. Показана возможность полной утилизации тотально меченых биомасс в качестве компонентов высокомеченных ростовых сред. Определён способ очистки тяжёлой воды из культуральных жидкостей, что позволяет проводить её реутилизиащ-по для существенного снижения стоимости целевых тотально дейтерированных БАС.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.В., Рабинович М. Л., Синицын А. Исследование возможностей кинетического метода определения глюкозы. Биохимия, 1977, 24(9), 1631−36.
  2. Я.М. О распределении изотопа углерода 13С в биологических системах. Биофизика, 1988, 33, № 2, 351−55.
  3. М.Г., Семененко В. Е. Интенсивная культура одноклеточных водорослей, 1962, Изд-во АН СССР.
  4. Н.И., Клецова Л. В., Цыганков Ю. Д., Троценко Ю. А., Нетрусов А. И. Характеристика нового облигатного метилотрофа. Микробиология, 1987, 56(5), 849−54.
  5. Н.И., Троценко Ю. А. Содержание поли-|3-оксибутирата у метилотрофных бактерий с различными путями первичной ассимиляции метанола. Прикладная биохимия и микробиология, 1991, 27(1), 98−101.
  6. Т.А., Дерябин В. В., Старухина А. А., Малашенко Ю.Р.
  7. Экзополисахариды метилотрофных бактерий. Микробиологический журнал, 1987, 49(2), 101−11.
  8. Е.И. Действие тяжёлой воды (D20) на клетки животных, растений и микроорганизмы. Успехи Современной Биологии, 1970, 70(4), 41−64.
  9. А.В., Музалевский А. И., Королькова Н. В., Тяглов Б. В., Миронов А.С.
  10. Очистка тимидина, полученного биотехнологическим путём. Биотехнология, 1997, № 9−10,20−23.
  11. С.М., Казанцева Д. И., Цыганков Ю. Д. Оптимизация условий нитрозогуанидинового мутагенеза облигатного метилотрофа Methylobacillus flagellatum КТ. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 1986, № 8, 28−32.
  12. Л.А., Преображенская Е. С., Шакулов Р. С., Марков В. Ф., Щипанов Н. П., Гуляева Д. А., Савина Н. Н. Штамм бактерий Bacillus subtillis -продуцент инозина. 1993, Патент РФ № 2 003 678.
  13. JI.А., Королькова Н. В., Миронов A.C., Мосин О. В., Складнев Д. А., Юркевич A.M. Способ получения высокодейтерированных нуклеозидов и нуклеотидов. Заявка РФ № 95 118 778 от 14.11.1995.
  14. A.M., Альбицкая О. Н. Разработка промышленных линий для производства и переработки микроводорослей. Биотехнология, 1989, 5(3), 376−80.
  15. JI.B., Чибисова Е. С., Цыганков Ю. Д. Температурочувствительный мутант облигатного метилотрофа Methylobacillus flagellatum KT, дефектный по глюкозо-6-фосфатдегидрогеназе. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 1987, № 7, 39−44.
  16. Н.В., Миронов A.C., Гарибян A.M., Полануер Б. М., Тяглов Б. В. Штамм Bacillus amyloliquefaciens продуцент тимидина. 1997, Патент РФ№ 2 088 659.
  17. Н.К., Бочков А. Ф., Дмитриев Б. А. Методы химии углеводов. 1967, «Химия», М.
  18. И.А., Красноштанова A.A., Манаков М. Н. Кислотный гидролиз белковых веществ биомассы промышленных микроорганизмов. 2. Кинетика гидролиза белковых фракций дрожжей и бактерий серной кислотой. Биотехнология, 1996(a), № 3, 45−49.
  19. И.А., Красноштанова A.A., Манаков М. Н. Кислотный гидролиз белковых веществ биомассы промышленных микроорганизмов. 3. Кинетика кислотной экстракции белковых веществ из клеток дрожжей и бактерий. Биотехнология, 1996(6), № 3, 50−55.
  20. A.B., Окон М. С., Кутышенко В. П., Цоглин Л. Н., Каюшин Л. П., Семененко В. Е., Сибельдина Л. А., Чекулаева Л. Н. Массовое культивирование микроводорослей в тяжёлой воде. Физиология растений, 1974, 21(2), 359−65.
  21. О.В., Казаринова JI.A., Преображенская Е. С., Складнев Д. А., Юркевич A.M., Швец В. И. Рост бактерии Bacillus subtilis и биосинтез инозина на высокодейтерированной среде. Биотехнология, 1996, № 4, 19−26.
  22. О.В., Карнаухова E.H., Пшеничникова А. Б., Складнев Д. А., Акимова O.JI. Биосинтетическое получение дейтерий-меченного L-фенилаланина, секретируемого метил отрофным мутантом Brevibacterium methylicum. Биотехнология, 1993, № 9, 16−20.
  23. О.В., Карнаухова E.H., Складнев Д. А., Акимова O.JL, Цыганков Ю. Д. Штамм Brevibacterium methylicum продуцент униформно меченной дейтерием аминокислоты L-фенилаланина. Заявка РФ № 93 055 824 от 15.12.1993.
  24. О.В., Складнев Д. А., Егорова Т. А., Юркевич A.M., Швец В. И. Исследование биосинтеза аминокислот штаммом Brevibacterium methylicum на средах, содержащих тяжёлую воду. Биотехнология, 1996, № 3, 3−12.
  25. О.В., Егорова Т. А., Чеботаев Д. В., Складнев Д. А., Юркевич A.M., Швец В. И. Получение бактериородопсина, меченного по остаткам ароматических аминокислот L-фенилаланина, L-тирозина и L-триптофана .Биотехнология, 1996, № 3, 14−20.
  26. О.В., Складнев Д. А., Егорова Т. А., Швец В. И. Методы получения аминокислот и белков, меченных стабильными изотопами 2н, I3c, 15n, 18о. Биотехнология, 1996, № 10, 24−40.
  27. О.В., Складнев Д. А., Егорова Т. А., Юркевич A.M., Швец В.И.2 13
  28. Масспектрометрическая оценка уровня включения Ни С в молекулы аминокислот бактериальных объектов. Биоорганическая химия. 1996, 22(10−11), 856−69.
  29. О.В., Складнев Д. А., Швец В. И. Включение 2,3,4,5,6−2Н5.-фенилаланина, [3,5−2Н2]-тирозина и [2,4,5,6,7−2Нз]-триптофана в молекулу бактериородопсина Halobacterium salinarium. Прикладная биохимия и микробиология, 1999, 35(1), 34−42.
  30. О.В., Складнев Д. А., Швец В. И. Биосинтез 2Н-меченого инозина. Известия РАН, серия Биология, 1999,№ 4,403−13. Англ. вариант 1999,26(4), 331−340.
  31. О.В., Складнев Д. А., Швец В. И. Исследование физиологической адаптации бактерий к тяжёлой воде. Биотехнология, 1999, № 4, 21−31.
  32. А.Б., Карнаухова E.H., Звонкова E.H., Швец В. И. Методы получения дейтерированных аминокислот. Биоорганическая химия, 1995,21(3), 163.78.
  33. Д.А., Мосин О. В., Егорова Т. А., Ерёмин С. В., Швец В. И. Метилотрофные бактерии источники изотопно-меченных D- и !3С-аминокислот. Биотехнология, 1996, № 4, 25−34.
  34. Д.А., Цыганков Ю. Д., Мишина И. М. Способ получения униформно дейтерированной фруктозы. Заявка РФ № 2 000 103 007 от 10.3.2000(6).
  35. Т.А., Миненкова И., Шамшина Т., Константинова Т. Е., Кузнецова Н. И., Кузин А. И., Николаенко М., Клицунова Н., Ганушкина Л., Шагов Е., Азизбекян P.P. Характеристика природных штаммов Bacillus thuringiensis. Биотехнология, 1993, № 11−12, 12−16.
  36. А.И., Варшавский Я. М., Дыхно Н. М., Звягинцева Е. Н., Израилевич Е. А., Калиначенко В. Р., Яковлева Е. А. Изотопный состав воды. 1954, Изд. АН СССР.
  37. Abrahamsson S., Dinh-Nguyen N., Hellgren L.G., Vincent J.G. 1982, Patent SE426011B.
  38. Agarwalla S., Mellor I.R., Sansom M.S., Karle I.L., Flippen-Anderson J.L., Uma K., Krishna K., Sukumar M.I., Balaram P. Zervamicins, a structurally characterized peptide models for membrane ion channels. Biochem.Biophys.Res.Commun., 1992,186(1), 8−15.
  39. Allison S.D., Chang В., Randolph T.W., Carpenter J.F. Hydrogen bonding between sugar and protein is responsible for inhibition of dehydration-induced protein unfolding. Arch.Biochem.Biophys., 1999,365(2), 289−98.
  40. Anastasis P., Freer I., Overton K.H., Picken D., Rycrot D.S., Singh S.B. On the role of leucine in terpenoid methabolism. J.Chem.Soc.Perkin Trans., 1987,1(11), 2427−36.
  41. Anderson R.E., Dunham W.R., Sands R.H., Bearden A.J., Crespi H.L. On thenature of the iron sulfur cluster in a deuterated algal ferredoxin. Biochim.Biophys.Acta, 1975, 408(3), 306−18.
  42. Anderson T., Dawes A. Occurrence, metabolism, metabolic role, and industrial uses of bacterial polyhydroxyalkanoates. Microbiological Rev., 1990,54(4), 350−472.
  43. Antony C. The Biochemistry of Methylotrophs, A.P., N.Y., London, 1982.
  44. Anthonyl C., Ghosh M., Blake C.C.F. Structure and function of methanol degidrogenase and related quinoproteins containing pyrroloquinoline quinone. Biochem. J., 1994, 304(3), 665−74.
  45. Aoki R., Momose H., Kondo Y., Muramatsu N., Tsuchiya Y. Studies of inosine fermentation production of inosine by mutants of Bacillus subtilis. J.Gen.Appl. Microbiol., 1963,9(4), 3 87−95.
  46. Argade P.V., Rothschild K.J., Kawamoto A.H., Herzfeld J., Herlihy W.C. Resonance Raman spectroscopy of specifically s-15N.-lysine-labeled bacteriorhodopsin. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1981,78(3), 1643−46.
  47. Argoudelis A.D., Dietz A., Johnson L.E. Zervamicins I and II, polypeptide antibiotics produced by Emericellopsis salmosynnemata. J. of Antibiotics, 1974,27(5), 321−28.
  48. Armstrong G.A. Eubacteria show their true colors: Genetics of carotenoid pigment biosynthesis from microbs to plants. J.Bacteriol., 1994,176(16), 4795−802.
  49. Arndt K., Hofmann D., Gehre M., Krumbiegel P. I5N investigation into the effect of a pollutant on the nitrogen metabolism of Tetrahymena pyriformis as a model for environmental medical research. Environ. Health Perspect, 1998,106(8), 493−97.
  50. Aull J.L., Crespi H.L., Williams D.E., Evanochko W.T. Growth of Lactobacillus casei in deuterated media. Purification of deuterated thymidylate synthase and proton nuclear magnetic resonance studies. Biochim.Biophys.Acta, 1982,709(2), 310−17.
  51. Aull J.L., Crespi H.L., Williams D.E., Evanochko W.T. Growth of Lactobacillus casei in deuterated media. Purification of deuterated thymidylate synthase and proton nuclear magnetic resonance studies. Biochim.Biophys.Acta, 1982,709(2), 310−17.
  52. Baenziger J.E., Darsaut T.E., Morris M.L. Internal dynamics of the nicotinic acetylcholine receptor in reconstituted membranes. Biochemistry, 1999,38(16), 4905−11.
  53. Baev M.V., Kuznetsov E.V., Skladnev D.A., Govorukhina N.I., Sterkin V.E., Tsygankov Y.D. Growth and enzymological characteristics of a pink-pigmented facultative methylotroph Methylobacterium sp. MB1. Folia Microbiol (Praha), 1992, 37(2), 93−101.
  54. Baker M.T., Ronnenberg Jr.W.C., Ruzicka J.A., Chiang C-K., Tinker J.H.1.hibitory effects of deuterium substitution on the metabolism of sevoflurane by the rat. Drug Metaholism and Disposition, 1993,21,1170−71.
  55. Balaram P., Krishna K., Sukumar M., Mellor I.R., Sansom M.S. The properties of ion channels formed by zervamicins. Eur.Biophys.J., 1992,21 (2), 117−28.
  56. Barber J. Deuterated products from culture in a deuterated medium. 1997, Патент Великобритании № 2 304 343.
  57. Barth A., Mantele W. ATP-Induced phosphorylation of the sarcoplasmic reticulum Ca2+ATPase: molecular interpretation of infrared difference spectra. Biophys.J., 1998,75(1), 538−44.
  58. Batey R.T., Inada M., Kujawinski E., Puglisi J.D., Williamson J.R. Preparation of isotopically labeled ribonucleotides for multidimensional NMR spectroscopy of RNA. Nucleic Acids Res., 1992,20(17), 4515−23.
  59. Bayley T.M., Alasmi M., Thorkelson Т., Krug-Wispe S., Jones P.J.H., Bulani J.L., Tsang R.C. Influence of formula versus breast milk on cholesterol synthesis rates in four-month-old infants. Pediatr.Res., 1998,44(1), 60−67.
  60. Beldarrain A., Lopez-Lacomba J.L., FurrazoIa G., Barberia D., Cortijo M. Thermal denaturation of human y-interferon. A calorimetric and spectroscopic study. Biochemistry, 1999,3 8(24), 7865−73.
  61. Belova L.L., Sokolov A.P., Morgunov I.G., Trotsenko Yu.A. Purification and characterization of citrate synthase from Methylobacterium extorquens a methylotrophic producer of polyhydroxybutyrate. Biochemistry (Mosc.), 1997,62(1), 71−76.
  62. Benedict M., Pigford Т., Levi H. Nuclear Chemical Engineering, 2nd ed., 1981, McGraw-Hill, N.Y.
  63. Berneburg M., Grether-Beck S., Kurten V., Ruzicka Т., Briviba K., Sies H., Krutmann J. Singlet oxygen mediates the UVA-induced generation of the photoaging-associated mitochondrial common deletion. J.Biol.Chem., 1999,274(22), 15 345−49.
  64. Bhatti M., MacRobert A., Meghji S., Henderson В., Wilson M. A study of the uptake of toluidine blue О by Porphyromonas gingivalis and the mechanism of lethal photosensitization. Photochem.Photobiol., 1998,68(3), 370−76.
  65. Blake G.A., Qi C., Hogerheijde M.R., Gurwell M.A., Muhleman D.O. Sublimation from icy jets as a probe of the interstellar volatile content of comets. Nature, 1999, 398(6724), 213−16.
  66. Bodamer O., Hoffmann G., Visser G., Janecke A., Linderkamp O., Leonard J., Fasoli L., Rating D. Assessment of energy expenditure in metabolic disorders. Eur. J.Pediatr., 1997,156(1), S24−28.
  67. Boehringer Sohn C H CMBH. 1976, Patent DE 2 516 836.
  68. Bogusky M.J., Schiksnis R.A., Leo G.C., Opella S.J. Protein backbone dynamics by solid-state and solution I5N NMR spectroscopy. J.Magn.Res., 1987,72(1), 186−90.
  69. Bourque et al., Production of poly-?-hydroxybutyrate from methanol: characterization of a new isolate of Methylobacterium extorquens. Appl.Microbiol.Biotechnol., 1992, 37(1), 7−12.
  70. Borchert S., Patil S.S., Marahiel M.A. Identification of putative multifunctional peptide synthetase genes using highly conserved oligonucleotide sequences derived from known synthetases. FEMS Microbiol.Lett., 1992,71(2), 175−80.
  71. Born T.L., Zheng R., Blanchard J.S. Hydrolysis of N-succinyl-L, L-diaminopimelic acid by the Haemophilus influenzae dapE-encoded desuccinylase: metal activation, solvent isotope effects, and kinetic mechanism. Biochemistry, 1998,37(29), 10 478−87.
  72. Bose S., Crespi H.L., Blanke M.I., Katz J. J. Comparative studies of photo synthetic processes in ordinary and fully deuterated algae. Plant Cell Physiol., 1967,8,545−55.
  73. Bowen W.D., Iverson S.J. Estimation of total body water in pinnipeds using hydrogen-isotope dilution. Physiol.Zool., 1998,71(3), 329−32.
  74. Bradshaw J.P., Bushby R.J., Giles C.C., Saunders M.R. Orientation of the headgroup of phosphatidylinositol in a model biomembrane as determined by neutrondiffraction. Biochemistry, 1999,3 8(26), 8393−401.
  75. Braun T.F., Poulson S., Gully J.B., Empey J.C., Van Way S., Putnam A., Blair D.F. Function of proline residues of MotA in torque generation by the flagellar motor of Escherichia coli. J.Bacteriol., 1999,181(11), 3542−51.
  76. Brever D., Mason F.G., Taylor A. The production of alamethicins by Trichoderma spp. Can.J.Microbiol., 1987,33(3), 619−25.
  77. Brown A.D. Microbial Water Stress Physiology: Principles and Perspectives. 1990, John Wiley and Sons, Chichester, New York, Brisbane,'Toronto, Singapore, 313.
  78. Brown H.J., Gibbons N.E. The effect of magnesium, potassium, and iron on the growth of red halophilic bacteria. Can. J.Microbiol., 1955,1(6), 486−94.
  79. Bu’Lock J.D. Industrial aspects of biochemistry. 1974, North Holland Publ., 1,293−342.
  80. Bulygina E.S., Galchenko V.F., Govorukhina N.I., Netrusov A.I., Nikitin D.I., Trotsenko Y.A., Chumakov K.M. Taxonomic studies on methylotrophic bacteria by 5S ribosomal RNA sequencing. J.Gen.Microbiol., 1990,136(3), 441−46.
  81. Burkholder W.J., Thatcher C.D. Validation of predictive equations for use of deuterium oxide dilution to determine body composition of dogs. Am.J.Vet.Res., 1998,59(8), 927−937.
  82. Busujima U.K., Shimiba S., Narita K., Okada S. Biosynthesis with deuterated microorganisms. Chem.Pharm.Bull., 1988,36(5), 1828−32.
  83. Butko P., Huang F., Pusztai-Carey M., Surewicz W.K. Interaction of the delta-endotoxin CytA from Bacillus thuringiensis var. israelensis with lipid membranes. Biochemistry, 1997,36(42), 12 862−68.
  84. Campbell J., Weiner W.C., Chess E.K. Biomedical inveronment. Mass Spectrom., 1990,19, 520−22.
  85. Cardillo R. Pattern of incorporation of leucine samples asymmetrically labelled with13
  86. C in the C5- isopropyl unit of Echiruline and flavoglaucine. J. of Chem.Soc.D., 1977,474−76.
  87. Chakrabarti G., Kim S., Gupta M.L. Jr., Barton J.S., Himes R.H. Stabilization of tubulin by deuterium oxide. Biochemistry, 1999,38(10), 3067−72.
  88. Chanatry J.A., Schafer P.H., Kim M.S., LeMaster D.M. Synthesis of alpha, beta-deuterated 15N amino acids using a coupled glutamate dehydrogenase-branched-chain amino acid aminotransferase system. Anal.Biochem., 1993,213(1), 147−51.
  89. Chistoserdov A.Yu., Tsygankov Yu.D. Broad host range vectors derived from RSF1010: Tnl plasmid. Plasmid, 1985,16(1), 128−35.
  90. Chorney W., Scully N.J., Crespi H.L., Katz J.J. The growth of algae in deuterium oxide.Biochem. Biophis. Acta, 1960,37(1), 280−87.
  91. Clandinin M.T., Cook S.L., Konrad S.D., Goh Y.K., French M.A. The effect of palmitic acid on lipoprotein cholesterol levels and endogenous cholesterol synthesis in hyperlipidemic subjects. Lipids 1999, S121−24.
  92. Cordone L., Ferrand M., Vitrano E., Zaccai G. Harmonic behavior of trehalose-coated carbon-monoxy-myoglobin at high temperature. Biophys.J., 1999,76(2), 1043−47.
  93. Cotten M., Fu R., Cross T.A. Solid-state NMR and hydrogen-deuterium exchange in a bilayer-solubilized peptide: structural and mechanistic implications. Biophys.J., 1999, 76(3), 1179−89.
  94. Cotten M., Tian C., Busath D., Shirts R.B., Cross T.A. Modulating dipoles for structure-function correlations in the gramicidin A channel. Biochemistry, 1999,38(29), 9185−97.
  95. R., Simpson K. 1994, Patent WO 9 421 298.
  96. Crescenzi V. Microbial polysaccharides of applied Interest: Ongoing research activities in Europe. Biotechnology Progress, 1995,11(3), 251−59.
  97. Crespi H.L. Biosyntesis and uses of deuterated proteins. Synthesys and Applyed of Isotopic Labeled Compounds. 1986, Ed. R.R.Muccino, Elsevier, 111−112.
  98. Crespi H.L. The isolation of deuterated bacteriorhodopsin from fully deuterated Halobacterium halobium. Methods in Enzymology, 1982,88(1), 3−12.
  99. Crichton R.R., Engleman D.M., Haas J., Koch M.H., Moore P.B., Parfait R., Stuhrmann H.B. Contrast variation study of specifically deuterated Escherichia coli ribosomal subunits. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1977,74(12), 5547−50.
  100. Croncholm T., Curstedt T. Heterogeneity of the sn-glycerol-3-phosphate pool in isolated hepatocytes, demonstrated by the use of deuterated glycerols and etanol. Biochem.J., 1984, 224(2), 731−39.
  101. Cundliffe E. How antibiotic-producing organisms avoid suicide. Annual Review of Microbiology, 1989,43(2), 207−3 3.
  102. Curry J., Trelese S.F. Influence of deuterium oxide on the rate of photosynthesis. Science, 1935,82,18.
  103. Darmaun D., Robert J.J., Bier D.M., Mathews D.E., Young V.R. Study in vivo of the metabolism of non-essential amino acids using stable isotopes. Annales-d' Endocrinologie., 1985, 46(4/5), 355−56.
  104. Daub G.H. Syntheses with stable isotopes. In: Stable Isotopes, Proc. of the 3d Intern. Conference, Ed. by Klein E.R., Academic Press, N.Y., 1979,3−10.
  105. Demain A., Martin D. Secondary metabolism in fungies. Microbiol., 1992,44, 230−51.
  106. Demain A. Fungal secondary metabolism: regulation and functions. Published for the British Mycological Sosiety, Cambridge University Press, 1996,233−54.
  107. DeRosa M., Gambacorta A. The lipids of Archaebacteria. Prog. Lipid Res., 1988, 27(1), 153−75.
  108. D’Souza C., Nakano M.M., Zuber P. Identification of comS, a gene of the srfA operon that regulates the establishment of genetic competence in Bacillus subtilis. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1995,92(2), 646.
  109. Descomps B., Sebedio J.L., Perkins E.G. Utilization of stable isotopes to study lipid metabolism in humans. New trends in lipid and lipoprotein analyses. 1995, Ed. Sebedio J.L. AOCS Press, Champaign, USA, 299−308.
  110. Dhara K.P., Yamamoto E., Bokelman G.H., Wooten J.B. Incorporation of 2−13C.-ferulic acid, a lignin precursor in L. leucocephala. J.C.S.Chem.Commun., 1988,1626−28.
  111. Di BuonoM., Hannah J., Katzel L., Jones P. Weight loss due to energy restriction suppresses chole-sterol biosynthesis in overweight, mildly hypercholesterolemic men. J. Nutrition, 1999,129(8), 1545−48.
  112. Downs J., Harrison D.E.F. Studies on the production of pink pigment in Pseudomonas extorquens NCIB 9399 growing in continuous culture. J.Appl.Bacteriol., 1974,37,65−74.
  113. Du J., Knowles B.H., Li J., Ellar D.J. Biochemical characterization of Bacillus thuringiensis cytolytic toxins in association with a phospholipid bilayer. Biochem.J., 1999,338(1), 185−93.
  114. Eaton R.P., Allen R.C., Schade D.S. beta-lipoprothein secretion in man: investigation by analysis of 75Se-amino acid incorporation into apoprothein. In: Lipoprothein kinetics and modeling. Acad. Press, N.Y., 1982,77−97.
  115. Egorova-Zachernuk T.A., Shvetz V.I., Verslius K., Heerma W., Lugtenburg J., Raap J. Preparation of site-specific isotopically-labelled Zervamicin, the peptaibols, produced by E.salmosynnemata. J.Pept.Sci., 1996,12(6), 956−68.
  116. Ehrenberg B., Lewis A., Crespi H.L. Resonance Raman spectroscopy of chemically modified and isotopically labelled purple membranes. II. Kinetic studies. Biochim.Biophys. Acta, 1980, 593(2), 454−62.
  117. Ellis K.J., Wong W.W. Human hydrometry: comparison of multifrequency bioelectrical impedance with 2H20 and bromine dilution. J.Appl. Physiol., 1998,85(3), 1056−62.
  118. Enei, H., Matsui, H., Nakazawa, H., Okumura, S., Yamada, H. Culture conditions for the preparation of cells containing high tyrosine phenol lyase activity. Agric.Biol.Chem., 1973,37(3), 493−98.
  119. Eremin V.A., Chekulaeva L.N., Kharat’ian E.F., Ostrovskii D.N. Growth of Micrococcus lysodeikticus bacteria on deuterated medium. Mikrobiologija, 1978,47(4), 629−36.
  120. Esposito G., Fogolari F., Damante G., Formisano S., Tell G., Leonardi A., Dilauro R., Viglino P. Hydrogen-deuterium exchange studies of the rat thyroid transcription factor 1 homeodomain. J. of Biomolecular NMR, 1997,9(4), 397−407.
  121. Fahmy K. Binding of transducin and transducin-derived peptides to rhodopsin studiesby attenuated total reflection-Fourier transform infrared difference spectroscopy. Biophys.J., 1998,75(3), 1306−18.
  122. Faleev N.G., Ruvinov S.B., Saporovskaya M.B., Belikov V.M., Zakomyrdina L.N. Preparation of a-deuterated amino acids by E. coli cells containing tryptophanase. Izv.Akad.Nauk USSR, Khim., 1989,10,2341−43.
  123. Finley J.W., Vanderpool R.A., Korynta E. Use of stable isotopic selenium as a tracer to follow incorporation of selenium into selenoproteins. Proc.Soc.Exp.Biol.Med., 1995, 210(3), 270−77.
  124. Finn R.K., Tannahill A.L., Laptewicz J.E. Production of heteropolysaccharide by fermentation of methanol. 1977, US Patent № 4,016,085.
  125. Flaumenhaft E., Bose S., Crespi H.L., Katz J.J. Deuterium isotope effects in cytology. Int.Rev.Cytol., 1965,18,313−61.
  126. Foster R.T., Lewanczuk R., Caille G. Enhancement of the efficacy of nifedipine by deuteration. 1998, US Patent № 5,846,514.
  127. Franzin C.M., Macdonald P.M. Detection and quantification of asymmetric lipid vesicle fusion using deuterium NMR. Biochemistry, 1997,36(9), 2360−70.
  128. Fuma S., Fujishima Y., Corbell N., D’Souza C., Nakano M.M., Zuber P., Yamane K. Nucleotide sequence of 5' portion of srfA that contains the region required for competence establishment in Bacillus subtilus. Nucleic Acids Res., 1993,21(1), 93−97.
  129. Geiser F., Coburn D.K. Field metabolic rates and water uptake in the blossom-bat Syconycteris australis (Megachiroptera). J.Comp.Physiol.B., 1999,169(2), 133−38.
  130. Gochnaker M.B., Kushner D.J. Growth and nutrition of extremly halophilic bacteria. Can. J.Microbiol., 1969,15(10), 1157−65.
  131. Goshe M.B., Anderson V.E. Hydroxyl radical-induced hydrogen/deuterium exchange in amino acid carbon-hydrogen bonds. Radiat.Res., 1999,151(1), 50−58.
  132. Gottrand F. Measurement of energy expenditure of children in habitual living conditions. Arch.Pediatr., 1998,5(9), 1020−22.
  133. Gould S.J., Zhang Q. Cytosinine: pyridoxal phosphate tautomerase, a new enzyme in the blasticidin S biosynthetic pathway. J.Antibiot., 1995,48(7), 652−56.
  134. Graslund A., Ehrenberg A., Rupprecht A., Strom G., Crespi H. Ionic base radicals in gamma-irradiated oriented non-deuterated and fully deuterated DNA. Int.J.Radiat.Biol.Relat. Stud.Phys.Chem.Med., 1975,28(4), 313−23.
  135. Gregory R. B, Rosenberg A. Protein conformation dinamics measured by hydrogen isotope exchange techniques. Methods in Enzymol., 1986,131 (2), 448−508.
  136. Gretebeck R.J., Shoeller D.A., Socki R.A., Davis-Street J, Gibson E.K., Shultz L.O., Lane H.W. Adaptation of the doubly labelled water method for subject consuming isotopically enriched water. J.Appl.Physiol., 1997,82(2), 563−70.
  137. Griffiths D., Feeney J., Roberts G., Burgen A.S.V. Preparation of selectively deuterated aromatic amino acids for use in 'H NMR studies of proteins. Biochim.Biophys.Acta, 1976,446,479−85.
  138. Groleau D., Bourque D., Pomerieau Y. Methylobacterium extorquens microorganism useful for the preparation of poly-p-hydroxybutyric acid polymers. US Patent, 1994, № 5,302,525
  139. Gschwind R.M., Kessler H., Gemmecker G. A new multi-quantum version of the
  140. HBHA (CBCACO)NH experiment with enhanced sensitivity for partially deuterated samples. J.Magn.Reson., 1999,137(1), 285−88.
  141. Gulcicek E.E., Harrison D.H., Shen S. Determination of the relative percentage deuteration of the ribosomal protein S4 by electrospray ionization mass spectrometry. Arch.Biochem. Biophys., 1994,308(1), 24−30.
  142. Hadener A., Tamm C. J. Labeled Comp. and Radiopharm., 1987,24(7), 1291−306.
  143. Halliday D, Bodamer OA Measurement of glucose turnover—implications for the study of inborn errors of metabolism. Eur J Pediatr 1997 Aug- 156 Suppl 1: S35−38
  144. T., Horikoshi K. 1989, Patent JP 1 179 689.
  145. Han X., Li G., Li G., Lin K. FTIR study of the thermal denaturation of alpha-actinin in its lipid-free and dioleoylphosphatidylglycerol-bound states and the central and N-terminal domains of a-actinin in D20. Biochemistry, 1998,37(30), 10 730−37.
  146. Haon S., Auge S., Tropis M., Milon A. Low cost production of perdeuterated biomass using methylotrophic yeasts. J. Labelled Comp.Radiopharmaceuticals, 1993,22,1053−63.
  147. Heumann H., Lederer H., Baer G., M R.P., Kjems J.K., Crespi H.L. Spatial arrangement of DNA-dependent RNA polymerase of Escherichia coli and DNA in the specific complex. A neutron small angle scattering study. J.Mol.Biol., 1988,201(1), 115−25.
  148. Hilkert A.W., Douthitt C.B., Schluter H.J., Brand W.A. Isotope ratio monitoring gas chromatography/Mass spectrometry of D/H by high temperature conversion isotope ratio mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom., 1999,13(13), 1226−30.
  149. Hilger A., Sattler J., Littkowsky I. Studies on the a growth-associated accumulation of poly-p-hydroxybutyric acid with Methylobacterium rhodesiamun Z.Zentralbl. Mikrobiol., 1991, 146(1), 83−88.
  150. Homer RJ, Kim MS, LeMaster DM The use of cystathionine gamma-synthase in the production of alpha and chiral beta deuterated amino acids. Anal.Biochem., 1993,215(2), 211−15.
  151. Hoppe W., May R., Stockel P., Lorenz S., Erdmann V.A., Wittmann H.G., Crespi H.L., Katz J.J., Ibel K. Neutron scattering measurements with the label triangulation method on the 50S subunit of E. coli ribosomes. Brookhaven Symp.Biol., 1976,27(IV), 38−48.
  152. R.B., Flanagan J.M., Prestegard J.H. 'H and 15N magnetic resonance assignments, secondary structure, and tertiary fold of Escherichia coli DnaJ(l-78). Biochemistry, 1995, 34(16), 5587−96.
  153. Y., Murase Y. 1990, Radioactivity in deuterated compounds. J. Radioanalytical Nuclear Chem. 146(1), 205−10.
  154. Horner M.A., Powell R.A. Internal structure of home ranges of black bears and analyses of home range overlap. J.Mammal., 1990,71(2), 402−10.
  155. Hruby V.J. Synthesis and use of specific isotopically labelled peptide hormons for studying of conformation dynamics and hormon-protein interactions. Synth, and Appl.Isot. Label.Comp., 1985,4(2), 287−92.
  156. Ikeda Y., Naganawa H., Kondo S., Takeuchi T. Biosynthesis of bellenamine by Streptomyces nashvillensis using stable isotope labeled compounds. J.Antibiot.(Tokyo), 1992,45(12), 1919−24.
  157. Inoue K., Yamada H., Imoto T., Akasaka K. High pressure NMR study of a small protein, gurmarin. J.Biomol.NMR, 1998,12(4), 535−41.
  158. Ishii K., Shiio I. Regulation of purine nucleotide biosynthesis in Bacillus subtilis. Agr.Biol.Chem., 1973,37(2), 287−300.
  159. Jen W.C., Jones G.A., Brewer D., Parkinson V.O., Taylor A. The antibacterial activity of alamethicins and zervamicins. J.Appl.BacterioL, 1987,63(4), 293−98.
  160. Jennings G., Bluck L., Wright A., Elia M. The use of infrared spectrophotometry for measuring body water spaces. Clin.Chem., 1999,45(7), 1077−81.
  161. Jensen R.A., Calhoun D.H. Intracellular roles of microbial aminotransferases: Overlap enzymes across diffrent biochemical pathways. Crit.Rev.Microbiol., 1981,8,229−38.
  162. Jochi P., Dennis P.P. Characterization of paralogous and orthologous members of the superoxide dismutase gene family from genera of halophilic Archaebacteria. J.Bacteriol., 1993,175(6), 1561−71.
  163. Jochi P., Dennis P.P. Structure, function, and evolution of the family of superoxide dismutase proteins from halophilic Archaebacteria. J.Bacteriol., 1993,175(6), 1572−79.
  164. Jones J.G., Bellion E. Methanol oxidation and assimilation in Hansenula polymorpha.
  165. An analysis by l3CNMR in vivo. Biochem.J., 1991,280(2), 475−81.
  166. Jones P.J.H. Regulation of cholesterol biosynthesis by diet in humans source American J. of Clinical Nutrition, 1997,66(2), 438−46.
  167. Jones P.J.H., Ausman L.M., Croll D.H., Feng J.Y., Schaefer E.A., Lichtenstein A.H. Validation of deuterium incorporation against sterol balance for measurement of human cholesterol biosynthesis. J. Lipid Res., 1998,39(5), 1111−17.
  168. Jordan P.M., Akhtar M. Biochem. J., 1970,116(2), 277−86.
  169. Kahana Z. E., Lapidot A. Biosynthesis of L-15N. aspartic acid and L-[15N]-alanine by immobilized bacteria, Analyt. Biochem., 1982,126,389−93.
  170. Kahana Z.E., Lapidot A. Microbial production of L-15N.-glutamic acid and its gas chromatography-mass spectrometry analysis. Analyt.Biochem., 1983,132(1), 160−64.
  171. Kakinuma K., Yamagishi M., Fujimoto Y., Ikekawa N., Oshima N. Biosyntheyic mechanism of i"-2,3-Di-0-phitanylglycerol, core membrane lipid of the archaebacterium Halobacterium halobium. J.Am.Chem.Soc., 1990,112(10), 2740−45.
  172. Kahana Z.E., Lapidot A. Adaptation of biotechnological processes for preparation of compounds labeled with stable isotopes. In: Synthesis and Applications of Isot. Label. Compounds. Ed. Muccino, R. R., Elsevier, 1986,511−12
  173. Kanaizumi T., Nakano H., Shiratori T. Out line of measurement of gastric emptying using by radioisotope and its problems awaiting solution. J. Smooth Muscle Res., 1994, 30(1), 1−8.
  174. Karle I.L., Flippen-Anderson J.L., Agarwalla S., Balaram P. Crystal structure of Leu-1.-Zervamicin, a membrane ion-channel peptide: implication for gating mechanisms. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1991,88,5307−11.
  175. Karle I.L., Flippen-Anderson J.L., Agarwalla S., Balaram P. Conformation of the flexible bent helix of Leu-1.-Zervamicin in crystal C and a possible gating action for ion passage. Biopolymers, 1994,34(4), 721−35.
  176. Karnaukhova E.N., Skladnev D.A., Reshetova O.S. MS and NMR analysis of stableisotope labeled amino acids generated by methylotroph microorganisms. J.Pharm.Belg., 1992,47(3), 216−17.
  177. Karnaukhova E.N., Reshetova O.S., Semenov S.Y., Skladnev D.A., Tsygankov
  178. Yu.D. H- and 1JC-labeled amino acids generated by obligate methylotrophs. Biosynthesis and MS monitoring. Amino Acids, 1994, 6(1), 165−76.
  179. Katz J.J. The biology of heavy water. Scientific American, 1960(7), 106−15.
  180. Katz J.J. Chemical and biological studies with deuterium. 39th Annual Priestly Lecture, 1965, Pennsylvania State University, 1−110.
  181. Katznelson H., Lochhead A.G. Growth factors requirement of halophilic bacteria. Can. J. Research, 1952,64(1), 97−103.
  182. Khaled M.A., Lukaski H.C., Watkins C.L. Determination of total body water by deuterium NMR. Amer.J.of Clinic.Nutr., 1987,45(1), 1−6.
  183. Kigawa T., Muto Y., Yokoyama S. Cell-free synthesis and amino acid-selective stable isotope labeling of proteins for NMR analysis. J.Biomol.NMR, 1995,6(2), 129−34.
  184. Kigawa T., Yabuki T., Yoshida Y., Tsutsui M., Ito Y., Shibata T., Yokoyama S. Cell-free produc-tion and stable-isotope labeling of milligram quantities of proteins. FEBS Lett., 1999,442(1), 15−19.
  185. Kliender R. Studies on the incorporation of (2S, 3R)-4,4,4−2H3.-valine and (2S, 3S)-[4,4,4−2H3]-valine into (3-lactam antibiotics. J.Am.Chem.Soc., 1974,96(12), 4054−56.
  186. Kleinkauf H., Dohren H. Nonribosomal biosyntesis of peptide antibiotics. Eur.J. Biochem., 1990,192(1), 1−15.
  187. Koenigs L.L., Trager W.F. Mechanism-based inactivation of P450 2A6 by furanocou-marins. Biochemistry, 1998,37(28), 10 047−61.
  188. Kok N., Roberfroid M., Robert A., Delzenne N. Involvement of lipogenesis in the lower VLDL secretion induced by oligofructose in rats. Br.J.Nutr., 1996,76(6), 881−90.
  189. Konrad S.D., Cook S.L., Goh Y.K., French M.A., Clandinin M.T. Use of deuterium oxide to measure de novo fatty acid synthesis in normal subjects consuming different dietary fatty acid compositionl. Biochim.Biophys.Acta, 1998,1393(1), 143−52.
  190. Koo C.W., Blanchard J.S. Chemical mechanism of Haemophilus influenzae diaminopimelate epimerase. Biochemistry, 1999,38(14), 4416−22.
  191. Kostova I.P., Changov L.S., Keuleyan E.E., Gergova R.T., Manolov I.I. Synthesis, analysis and in vitro antibacterial activity of new metal complexes of sulbactam. Farmaco, 1998,53(12), 737−40.
  192. Kotyk A., Lapathitis G. Extracellular acidification by Saccharomyces cerevisiae in normal and in heavy water. Folia Microbiol, 1998,43(6), 623−25.
  193. Krishna K., Sukumar M.I., Balaram P. Sructural chemistry and membrane modifying activities of the fungal polypeptides Zervamicins, Antiamoebins and Efrapeptins. Pure and Appl.Chem., 1990,62(7), 1417−20.
  194. Krishna K., Sansom M., Sukumar M.I., Balaram P. Structural chemistry and membrane modi-fying activity of the fungal polypeptides Zervamicin. Pure and Appl. Chem., 1990,62(8), 1417−20.
  195. Krinsky N.I. Carotenoid protection against oxidation. Pure Appl.Chem., 1979,51(4), 649−60.
  196. Kumagai H., Kashima N., Torii H., Yamada H., Enei H., Okumura S.
  197. Agric.Biol.Chem., 1972,36(2), 472−75.
  198. Kumar N.S., Venkateswerlu G. Endogenous protease-activated 66-kDa toxin from Bacillus thuringiensis ssp. kurstaki active against Spodoptera littoralis. FEMS Microbiol.Lett., 1998,159(1), 113−20.
  199. Kushaza S.C., Kates M. Effect of glucerol on carotenogenesis in the halophile Halobacterium cutirubrum. Can.J.Microbiol., 1979,25(11), 1288−91.
  200. Kushner D.J., Baker A., Dunstal T.G. Biotechnological potential of heavy water and deuterated compounds, 1996, US Pat.
  201. Kyle D.J., Gladue R., Vail P. Biodeuteration: a novel method for the production of deuterated lubricants. J.Soc.Tribologists and Lubrication Engineers, 1988,45(2), 355−59.
  202. Lambert C.P., Ball D., Leiper J.B., Maughan R.J. The use of a deuterium tracer technique to follow the fate of fluids ingested by human subjects: effects of drink volume and tracer concentration and content. Exp.Physiol., 1999,84(2), 391−99.
  203. Lane H.W., Gretebeck R.J., Smith S.M. Nutrition, endocrinology, body composition during space flight. Nutrition Research, 1998,18(11), 1923−34.
  204. Lany J.K. Light energy conversion in Halobacterium halobium. Microb.Rev., 1978,42(4), 682−706.
  205. Le Coutre J., Gerwert K. Kinetic isotope effects reveal an ice-like and a liquid-phase-type intramolecular proton transfer in bacteriorhodopsin. FEBS Lett., 1996,398(2−3), 333−36.
  206. Leb run L., Junter G.A., Jouenne T., Mignot L. Exopolysaccharide production by free and immobilized microbial cultures. Enz. and Microb. Technology, 1994,16(12), 1048−54.
  207. Lederer H., Mortensen K., May R.P., Baer G., Crespi H.L., Dersch D., Heu mann
  208. H. Spatial arrangement of sigma-factor and core enzyme of Escherichia coli RNA. polymerase. A neutron solution scattering study. J.Mol.Biol., 1991,219(4), 747−55.
  209. Lederer H., May R.P., Kjems J.K., Schaefer W., Crespi H.L., Heumann H. Deuterium incorporation into Escherichia coli proteins. A neutron-scattering study of DNA-dependent RNA polymerase. Eur.J.Biochem., 1986,156(3), 655−59.
  210. Lee K.M., Ramalingam K., Son J.K., Woodard R.W. J.Org.Chem., 1989,54(13), 3195−98.
  211. Lee A.L., Urbauer J.L., Wand A.J. Improved labeling strategy for 13C relaxation measurements of methyl groups in proteins. J.Biomol.NMR, 1997,9(4), 437−40.
  212. Lee R.E., Armour J., Takayama K., Brennan P.J., Besra G.S. Mycolic acid biosynthesis: definition and targeting of the Claisen condensation step. Biochim.Biophys. Acta, 1997,1346(3), 275−84.
  213. Lee W.N., Lim S., Bassilian S., Bergner E.A. Calibration of isotope ratio mass spectrometry working standard for 2H/1H ratio analysis. J. Mass Spectrom., 1998,33(7), 627−30.
  214. LeMaster D. M. Deuterium labeling in NMR structural analysis of larger proteins. Quartely Rev.Biophys., 1990(a), 23(2), 133−74.
  215. LeMaster D.M. Uniform and selective deuteration in twodimensional NMR of proteins. Annu.Rev.Biophys.Biophys.Chem., 1990(6), 19(2), 243−66.
  216. Lichtenstein A.H., Cohn J.S., Hachey D.L., Millar J.S., Ordovas J.M., Schaefer E.J. Comparison of deuterated leucine, valine, and lysine in the measurement of human apolipoprotein A-I and B-100 kinetics. J. Lipid Res., 1990,31(9), 1693−701.
  217. Litvinenko L.A., Kravchuk L.A., Petrikevich S.B., Sakharovskii V.G., Ivanitskaia I.G., Guliamova D.E. Effect of heavy water on the growth, glucose assimilation and stability of Escherichia coli to freezing-thawing. Mikrobiologija, 1992,61(6), 1030−37.
  218. A. 1993, Patent US 5 223 269.
  219. Liu Chi-Li, Marrone P.G., Payne J.M., Gurtler H., Petersen A.S. Bacillus thuringiensis mutants which produce high yields of crystal delta-endotoxin, 1999, US Patent № 5,874,289.
  220. Liu X.Q., Sano Y. Effect of Na+ and K+ ions on the initial crystallization process of lysozyme in the presence of D20 and H20. J. Protein Chem., 1998,17(5), 479−84.
  221. Lubben M., Prutsch A., Mamat B., Gerwert K. Electron transfer induces side-chain confor-mational changes of glutamate-286 from cytochrome bo3. Biochemistry, 1999,38(7), 2048−56.
  222. MacDonald R.E., Green R.V., Lany J.K. Light-activated amino acid transport systems in Halobacterium halobium envelope vesicles: role of chemical and electrical gradients. Biochemistry, 1977,16(14), 3227−35.
  223. Malm D., Tollersrud O.K., Vonen B., Florholmen J. The effect of fructose metabolism on the accumulation of inositol phosphates in rat pancreatic islets. Scand.J.Clin.Lab. Invest., 1996,56(2), 129−34.
  224. Maniatis T., Fritsch E.F., Sambrook J. Molecular cloning: A laboratory manual. Cold Spr.Harb., N.Y., 1982.
  225. Mann L.R., Moses V. Properties of Escherichia coli grown in deuterated media. Folia Microbiol., 1971,16(4), 267−84.
  226. Marcus M.A., Lewis A., Crespi H. L. Physiological and structural investigations of bacteriorhodopsin analogs. Biochem.Biophys.Res.Commun., 1977,78(2), 669−75.
  227. Matthews D.E., Motil K.J., Rohrbaugh D.K., Burke J.F., Young V.R., Bier D.M. Measurement of leucine metabolism in man from a primed, continuous infusion of L-l-13C.-leucine. Am.J.Physiol., 1980,238(5)E473−79.
  228. Matthie J., Zarowitz B., De Lorenzo A., Andreoli A., Katzarski K., Pan G., Withers P. Analytic assessment of the various bioimpedance methods used to estimate body water. J.Appl.Physiol., 1998,84(5), 1801−16.
  229. Marahiel M.A., Nakano M.M., Zuber P. Regulation of peptide antibiotic production in Bacillus. Mol.Microbiol., 1993,7(5), 631−36.
  230. Mathis P., Shenck C.C. The functions carotenoid in photosynthesis. In: Carotenoid Chemistry and Biochemistry. Ed. by G. Britton, T. Goodwin, Perg. Press, Oxford, 1982,3 39−47.
  231. Matveev A.V., Mosin O.V., Skladnev D.A., Yurkevich A.M., Shvets V.I.
  232. Methylotrophic adaptation to highly deuterated substrates. 8th Intern. Symp. on Microbial Growth on Cj-Compounds, 1995, San Diego, USA, p.79.
  233. Maugeais C., Ouguerram K., Krempf M., Magot T. Kinetic study of apo B100 containing lipoprotein metabolism using amino acids labeled with stable isotopes: methodological aspects. Clin.Chem.Lab.Med., 1998,36(10), 739−45.
  234. May B., Dennis P.P. Unusual evolution of a superoxide dismutase-like gene from the extreme halophilic archeabacterium Halobacterium cutirubrum. J.Bacteriol., 1990,172(11), 3725−29.
  235. Merck and Co., Inc. 1977, US Patent 4,028,405.
  236. Michalczuk L., Ribnicky D.M., Cooke T.J., Cohen J.D. Regulation of indole-3-acetic acid biosynthetic pathways in carrot cell cultures. Plant Physiology, 1992,100(3), 1346−53.
  237. Middendorf H.D., Randall J.T., Crespi H.L. Neutron spectroscopy of hydrogenous and biosynthetically deuterated proteins. Basic Life Sci., 1984,27,381−400.
  238. Miller A.T., van Alstyne H.M. 1994, Heavy water: a distinctive and essential component of CANDU. Atomic Energy of Canada Ltd. report № 10 962,11.
  239. Misra S., Govindjee R., Ebrey T.G., Chen N., Ma J.X., Crouch R.K. Proton uptake and release are rate-limiting steps in the photocycle of the bacteriorhodopsin mutant E204Q. Biochemistry, 1997,36(16), 4875−83.
  240. Miyakoshi S., Haruyama H., Shioiri T., Takahashi S., Torikata A., Yamazaki M. Biosynthesis of griseolic acids: incorporation of 13C-labeled compounds into griseolic acid A. J.Antibiot.(Tokyo), 1992,45(3), 394−99.
  241. Mochan N., Mahadevan A. Response of plants and microorganisms to heavy water. Ind.Rev.of Life Sci., 1993,13(1), 3−18.
  242. Moore A.C. Ph.D.Dissertation, University of California USA, Berkeley, 1976.
  243. Moore P.B., Engelman D.M. The production of deuterated E.coli. Brookhaven Symp.Biol., 1976,27,12−23.
  244. Moses V., Hansen O.H., Calvin M. Response of Chlorella to a deuteriumenvironment. Biochim.Biophys.Acia, 1958,28(1), 62−70.
  245. Mosin O.V., Karnaukhova E.N., Pshenichnikova A.B., Skladnev D.A., Reshetova
  246. O.S. Electron impact spectrometry in bioanalysis of stable isotope labeled bacterio-rhodopsin. VI Intern. Conf. on Retinal Proteins, 1994, Leiden, The Netherlands, p. l 15.
  247. Mosin O.V., Karnaukhova E.N., Skladnev D.A., Shvets V.I. Preparation of D- and 13C-amino acids via bioconvertion of Ci-substrates. 8th International Symp. on Microbial Growth on CrCompounds, 1995, San Diego, USA, p.80.
  248. Mosin O.V., Skladnev D.A., Shvets V.I. Biosynthesis of 2H-labeled phenylalanine by a new mutant of RuMP facultative mrthylotroph Brevibacterium methylicum. Biosciense, biotechnology and bioengineering. 1998, 62(2), 225−229.
  249. Mudambo K.S., Scrimgeour C.M., Rennie M.J. Adequacy of food rations in soldiers during exercise in hot, day-time conditions assessed by doubly labelled water and energy balance methods. Eur.J.Appl.Physiol., 1997,76(4), 46−51.
  250. Mukohata Y., Ihara K., Uegaki K., Miyashita Y., Sugiyama Y. Australian Halobacteria and their retinal-proteinion pumps. Photochem.Photobiol., 1991,54(6), 1039−45.
  251. Murphy R.C., Anderson F.S., Clay K.L. In vitro and in vivo studies of amino acids labeled with i80 at the carboxyl moiety. In: Stable Isotopes, Proc. of the 3d Intern. Conference, Ed. by Klein E. R., Academic Press, N.Y., 1979,139−146.
  252. Nagasawa T., Utagawa T., Goto J., Kim C., Tani Y., Kumagai H., Yamada H. Eur.J. Biochem., 1981,117(1), 33−40.
  253. A., Hewlins M.J., Callely A.G. 13C-NMR studies of acetate and methanol metabolism by methylotrophic Pseudomonas. J.Gen.Microbiol., 1989,135(6), 1469−77.
  254. Neelis H.J., De Leenheer A.P. Microbial production of carotenoids other than p-carotene. In Biotechnology of Vitamins, Pigments and Growth Factors. Ed. by E.J.Vandamme, Elsevier Appl.Sci., 1989,43−80.
  255. Nelson J.E., Ruo T.I. Assay of stable isotope labeled urea in biological fluids by selected ion monitoring. Clinica Chemica Acta, 1988,175(1), 59−65.
  256. Nesvera J., Patek M., Hochmanova J., Chibisova E.S., Serebrijski I.G., Tsygankov Yu.D., Nertusov A.I. Transformation of a new Gram-positive methylotroph, Brevibacterium methylicum, by plasmid DNA. Appl.Microbiol.Biotechnol., 1991,35(3), 777−80.
  257. Nona D.A., Blake M.I., Crespi H.L. Effects of deuterium oxide on the culturing of Penicillum janczewskii. J.Pharm.Sci., 1968,57(6), 975−79.
  258. Obata H., Muryoi N., Kawahara H., Yamade K., Nishikawa J. Identification of a novel ice-nucleating bacterium of Antarctic origin and its ice nucleation properties. Cryobiology, 1999,38(2), 131−39.
  259. Ogrel A., Bloemhoff W., Lugtenburg J., Raap J. Total synthesis of zervamicin IIB and its deuterium-labelled analogues. J.Pept.Sci., 1997a, 3(3), 193−208.
  260. Ogrel A., Bloemhoff W., Lugtenburg J., Raap J. Synthesis of zervamicin IIB and isotopically-labelled C-terminal fragment of zervamicin IIB: an approach to the synthesis of Aib-containing peptide. Liebigs Annalen-Recneil, 1997b, 1,41 -47.
  261. Okar D.A., Felicia N.D., Gui L., Lange A.J. Labeling of recombinant protein for NMR spectroscopy: global and specific labeling of the rat liver fructose 2,6-bisphosphatase domain. Protein Expr.Purif., 1997,11(1), 79−85.
  262. Omori H., Nio Y., Takeda H., Tamura K. Application for therapeutic use of deuterium oxide (D20) against human pancreatic cancer. Gan.To.Kagaku Ryoho, 1996,23(12), 1665−68.
  263. Omura S. Trends in the search for bioactive microbial metabolites. J. of Industrial Microbiology, 1992,10(1), 13 5−56.
  264. Onishi H., McCance M.E., Gibbons N.E. A synthetic medium for extremly halophilic bacteria. Can.J.Microbiol, 1965,11(4), 365−73.
  265. V.Yu., Abdulaeva G.V., Musina L.Yu., Arseniev A.S. 'H-^N-NMR studies of bacteriorhodopsin Halobacterium halobium. Eur.J.Biochem., 1992,210(1), 223−29.
  266. Oren A. Enzyme diversity in halophilic archaea. Microbiologia, 1994,10(3), 217−28.
  267. Ostafin M., Haber J., Doronina N.V., Sokolov A.P., Trotsenko Yu.A. Methylobacterium extorquens strain PI4, a new methylotrophic bacteria producing poly-p-hydroxybutyrate (PHB). Acta Microbiol.Pol., 1999,48(1), 39−51.
  268. O Sullivan J., Ball C. Biochemistry and genetic regulation of commercially important antibiotics. 1985, Addison-Wesley Publ., Massachusets, l-15.
  269. Otte S, Schalk J, Kuenen JG, Jetten MS Hydroxylamine oxidation and subsequent nitrous oxide production by the heterotrophic ammonia oxidizer Alcaligenes faecalis. Appl.Microbiol.Biotechnol., 1999,51(2), 255−61.
  270. Packard C.J. The role of stable isotopes in the investigation of plasma lipoproteinmetabolism. Baillieres Clin.Endocrinol.Metab., 1995,9(4), 755−72.
  271. Parhofer K.G., Hugh P., Barrett R., Bier D.M., Schonfeld G. Determination of kinetic parameters of apolipoprotein B metabolism using amino acids labeled with stable isotopes. J. Lipid Res., 1991,32(8), 1311−23.
  272. Partridge J., Dennison P.R., Moore B.D., Hailing P.J. Activity and mobility of subtilisin in low water organic media: hydration is more important than solvent dielectric. Biochim.Biophys.Acta, 1998,1386(1), 79−89.
  273. Petersen K.F., Krssak M., Navarro V., Chandramouli V., Hundal R., Schumann W.C., Landau B.R., Shulman G.I. Contributions of net hepatic glycogenolysis and gluconeogenesis to glucose production in cirrhosis. Am.J.Physiol., 1999,276(3), 529−35.
  274. Pfeifer F., Betlach M. Genome organization in Halobacterium halobium: a 70kb island of more (AT) rich DNA in the chromosome. Mol.Gen.Genet., 1985,198(3), 449−55.
  275. Phillips J.E., Wong L.B., Yeates D.B. Bidirectional transepithelial water transport: measurement and governing mechanisms. Biophys.J., 1999,76(2)869−77.
  276. Pipkin P.A., Minor P.D. Studies on the loss of infectivity of live type 3 poliovaccine on storage. Biologicals, 1998,26(1), 17−23.
  277. Pluta P.L., Crespi H.L., Klein M., Blake M.I., Studier M.H., Katz J.J. Biosynthesis of deuterated riboflavin: structure determination by NMR and mass spectrometry. J.Pharm. Sci., 1976,65(3), 362−66.
  278. Pollegioni L., Blodig W., Ghisla S. On the mechanism of D-amino acid oxidase -structure/linear free energy correlations and deuterium kinetic isotope effects using substituted phenylglycines. J.ofBiol.Chem., 1997,272(8), 4924−34.
  279. Polo L., Presti F., Schindl A., Schindl L., Jori G., Bertoloni G. Role of ground and excited singlet state oxygen in the red light-induced stimulation of Escherichia coli cell growth. Biochem. Biophys.Res.Commun., 1999,257(3), 753−58.
  280. Pomper B.K., Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. A methenyl tetrahydromethanopterin cyclohydrolase and a methenyl tetrahydrofolate cyclo-hydrolase in Methylobacterium extorquens AMI. Eur.J.Biochem., 1999,261(2), 475−80.
  281. Rae H.K. Canada’s heavy water story. 1991, In: Shemilt L.W. ed., Chemical Engineering in Canada: a Historical Perspective. Canadian Society of Chemical Engineering, 334−365.
  282. Raghavan C.V., Super D.M., Chatburn R.L., Savin S.M., Fanaroff A.A., Kalhan
  283. S.C. Estimation of total body water in very-low-birth-weight infants by using1 Ranthropometry with and without bioelectrical impedance and H2 O. Am.J.Clin.Nutr., 1998,68(3), 668−74.
  284. Rambal C., Pachiaudi C., Normand S., Riou J.P., Louisot P., Martin A. Effects of specific dietary sugars on the incorporation of 13C label from dietary glucose into neutral sugars of rat intestine and serum glycoproteins. Br.J.Nutr., 1995,73(3), 443−54.
  285. Rampe D., Foster R.T., Lewanczuk R. Deuterated analogs of verapamil and nifedipine.Eur.J.ofMed.Chem., 1993,28(2), 259−63.
  286. Ruepp A., Muller H.N., Lottspeich F., Soppa J. Catabolic ornithine transcarbomylase of Halobacterium halobium (salinarium): purification, characterization, sequence determination, and evolution. J.Bacteriol., 1995,177(5), 1129−36.
  287. Ryter S.W., Tyrrell R.M. Singlet molecular oxygen ((1)02): a possible effector of eukaryotic gene expression. Free Radic.Biol.Med., 1998,24(9), 1520−34.
  288. Sakai Y., Mitsui R., Katayama Y., Yanase H., Kato N. Organization of the genes involved in the ribulose monophosphate pathway in an obligate methylotrophic bacterium, Methylomonas aminofaciens 77a. EMS Microbiol.Lett., 1999,176(1), 125−30.
  289. Samuel D. Methodology of oxyden isotopes. In: Oxygenases. Ed. by Hayaishi G., Academic Press, N.Y., 1972,31−86.
  290. Sansom M.S. Alamethicin and related peptaibols model ion channels. Eur.Biophys.J., 1993,22(2), 105−24.
  291. Sansom M.S., Kerr I.D., Mellor I.R. Ion channels formed by amphipathic helical peptides. A molecular modelling study. Eur.Biophys.J., 1991,20(4), 229−40.
  292. Sansom M.S., Balaram P., Karle I.L. Ion channel formation by zervamicin-IIB. A molecular modelling study. Eur.Biophys.J., 1993,21(6), 369−83.
  293. Sapienza C., Doolittle W.F. Unusual physical organization of the Halobacterium genome. Nature, 1982,295,384−89.
  294. Sato K., Mizutani T., Hiraoka M., Shimizu S. Carotenoid containing moiety from a facultative methylotroph, Protaminobacter ruber. J.Ferment.Technol, 1982,60,111−15.
  295. Saxild H.H., Nygaard P. Genetic and physiological characterization of Bacillus subtilis mutants resistant to purine analogs. J.Bacteriol., 1987,169(7), 2977−83.
  296. Schoeller D.A. Incorporating tracer-tracee differences into models to improveaccuracy. JPEN J.Parenter.Enteral.Nutr., 1991,15(3), 64−67.
  297. Schwanke U., Strauss H., Arnold G., Schipke J.D. Analysis of respiratory water a new method for evaluation of myocardial energy metabolism. J.Appl. Physiol., 1996,81(5), 2115−22.
  298. Seip S., Lanz R., Gutknecht R., Flukiger K., Erni B. The fructose transporter of Bacillus subtilis encoded by the lev operon: backbone assignment and secondary structure of the IIB (Lev) subunit. Eur.J.Biochem., 1997,243(1−2), 306−14.
  299. Serebrijski I.G., Gomelsky M., Bashkirova E., Chistoserdov A., Tsygankov Yu. Refined genetic map of the obligate methylotroph Methylobacillus flagellatum. Mol.Gen.Genet., 1998,258(1−2), 133−38.
  300. Serebrijski I.G., VasinV.M., Tsygankov Yu.D. Two new members of the Bio B superfamily: cloning, sequencing and expression of bioB genes of Methylobacillus flagellatum and Corinebacterium glutamicum. Gene, 1996,175(1), 15−22.
  301. Schneider A., Marahiel M.A. Genetic evidence for a role of thioesterase domains, integrated in or associated with peptide synthetases, in non-ribosomal peptide biosynthesis in Bacillus subtilis. Arch.Microbiol., 1998,169(5), 404−10.
  302. Schnepf E., Crickmore N., Van Rie J., Lereclus D., Baum J., Feitelson J., Zeigler D.R., Dean D.H. Bacillus thuringiensis and its pesticidal crystal proteins. Microbiol.Mol. Biol.Rev., 1998,62(3), 775−806.
  303. Shi Y., Wang S., Krueger S., Schwarz F.P. Effect of mutations at the monomer-monomer inter-face of cAMP receptor protein on specific DNA binding. J.Biol.Chem., 1999, 274(11), 6946−56.
  304. Shibata K., Watanabe A. Cell respiration and carbon dioxide assimilation in heavy water. Acta phytochim.1936,9,107−14.
  305. Shimba S., Unno K., Okada S. Differential cellular isotope effects of deuterium on photosynthetic metabolism of carbon in Chlorella ellipsoidea. Plant Cell Physiol., 1990,31(1), 159−61.
  306. Shimba S., Unno K., Okada S. Characteristics of the photosynthetic metabolism of carbon in deuterated Chlorella ellipsoidea C-27. Plant Cell Physiol., 1993,34(2), 255−62.
  307. Shimba S., Unno K., Okada S. Study on biodistribution of deuterated biomolecules in mice at new diagnostic radio-imaging agents. Chem.Pharm.Bull., 1990,38(9), 2610−13.
  308. Shimizu S., Sato K., Hiraoka M., Yamashita F., Kobayashi T. Carotenoid formation by a facultative methylotroph Protaminobacter ruber. J.Ferment.Technol., 1982,60(1), 163−66.
  309. Simpson N.E., He Z., Evelhoch J.L. Deuterium NMR tissue perfusion measurements using the tracer uptake approach: I. Optimization of methods. Magn.Reson.Med., 1999,42(1), 42−52.
  310. Shvets V.I., Yurkevich A.M., Mosin O.V., Skladnev D.A. Preparation of deuterated inosine suitable for biomedical application. Karadeniz Journal of Medical Sciences, 1995,8(4), 231−32.
  311. Skladnev D.A., Baev M.V. The bacterial carotenoid production from methanol. Proceeding of the VI Eur. Conf. «Biomass for energy, Industry and environment», Athens, Greece, 1991,1317−21
  312. Skladnev D.A., Egorova T.A. Stable isotopes labeled bacteriorhodopsin for computers. VII Тезисы Международной Конференции по ретинальсодержащим белкам, 1996, Зихрон Яков (Израиль), 1997, стр. 207.
  313. Skladnev D.A. Using of Methylobacillus flagellatum for the production of labelled compounds. Methabolic pathway of isotopic enrichment. Proceeding of the Intern. Symposium «Interbiotech», 1990, Bratislav, ChSSR, 39.
  314. Skye G.E., Potts R., Floss H.G. Stereochemistry of the tryptophan syntetase reaction. J.Amer.Chem.Soc., 1974,96(5), 1593−98.
  315. Smirnoff W.A. A stainingg method for differentiating spores, crystals and cells of Bacillus thuringiensis (Berliner). J. of Insect Pathology, 1962,'4,384−88.
  316. Smith D.E., Su J.Y., Jucker F.M. Efficient enzymatic synthesis of 13C, 15N-labeled DNA for NMR studies. J.Biomol.NMR, 1997,10(3), 245−53.
  317. Southgate G., Goodvin P.M. The regulation of EPS production and of enzymesinvolved in Ci assimilation in Methylophilus methylotrophys. J.Gen.Microbiol., 1989,135,2859−67.
  318. Stachelhaus T., Marahiel M.A. Modular structure of genes encoding multifunctional peptide synthetases required for non-ribosomal peptide synthesis. FEMS MicrobioLLett., 1995,125(1), 3−14.
  319. Stachelhaus T., Schneider A., Marahiel M.A. Rational design of peptide antibiotics by targeted replacement of bacterial and fungal domains. Science, 1995,269(5220), 69−72.
  320. St Lawrence K.S., Lee T.Y. An adiabatic approximation to the tissue homogeneity model for water exchange in the brain: II. Experimental validation. J.Cereb.Blood Flow Metab., 1998(a), 18(12), 13 78−85.
  321. St Lawrence K.S., Lee T.Y. An adiabatic approximation to the tissue homogeneity model for water exchange in the brain: I. Theoretical derivation. J.Cereb.Blood Flow Metab., 1998(6), 18(12), 1365−77.
  322. Stockman B.J., Reily M.D., Westler W.M., Ulrich E.L., Markley J.L. Concerted two-dimentional NMR approaches to Hydrogen-1, Carbon-13, and Nitrogen-15 resonance assignments in proteins. Biochemistry, 1989,28(2), 230−36.
  323. Stoeckenius W., Lozier R.H., Bogomolni R.A. Bacteriorhodopsin and the purple membrane of halobacteria. Biochem.Biophys.Acta, 1979,505(2), 215−78.
  324. Stolinski M., Murphy J.L., Jones A.E., Jackson A.A., Wootton S.A. Stable-isotope method for determining the gastrointestinal handling of l-13C.-palmitic acid. Lipids, 1997,32(3), 337−40.
  325. Strain H.H., Thomas M.R., Crespi H.L., Blanke M.I., Katz J.J. Chloroplast pigments and photosynthesis in deuterated green algae. Ann.N.Y.Acad.Sci., 1960,84,617−33.
  326. Surmely J.F., Paquot N., Schneiter P., Jequier E., Temler E., Tappy L. Nonoxidative fructose disposal is not inhibited by lipids in humans. Diabetes Metab., 1999,25(3), 233−40.
  327. Szybalski W., Bryson E. Genetic studies on microbial cross resistance to toxic agents. J.Bacteriol., 1952,64(2), 489−99.
  328. Takahashi M., Tsutsui H., Tagawa H., Igarashi-Saito K., Imanaka-Yoshida K., Takeshita A. Microtubules are involved in early hypertrophic responses of myocardium during pressure overload. Am.J.Physiol., 1998,275(2), H341−48.
  329. Takeda H., Nio Y., Omori H., Uegaki K., Hirahara N., Sasaki S., Tamura K., Ohtani H. Mechanisms of cytotoxic effects of heavy water (deuterium oxide: D20) on cancer cells. Anticancer Drugs, 1998,9(8), 715−25.
  330. Takeda N., Nakano K., Kato M., Taniguchi Y. Pressure-induced structural rearrangements of bovine pancreatic trypsin inhibitor studied by FTIR spectroscopy. Biospectroscopy, 1998,4(3), 209−16.
  331. Tappy L., Paquot N., Tounian P., Schneiter P., Jequier E. Assessment of glucose metabolism in humans with the simultaneous use of indirect calorimetry and tracer techniques. Clin.Physiol., 1995,15(1), 1 -12.
  332. Thomson J.F. Biological effect of deuterium. International Series of Monographs on Pure and Applied Biology, Pergamon Press, N.Y., 1963,19,1−133.
  333. Tsygankov Yu.D., Kazakova S.M., Chistoserdov A.Yu. The development of gene transfer systems in Methylobacillus flagellatum KT. J. Biochemistry Abstracts, 1988, 17(11), 88−100.
  334. Tounian P., Schneiter P., Henry S., Delarue J., Tappy L. Effects of dexamethasone on hepatic glucose production and fructose metabolism in healthy humans. Am.J.Physiol., 1997,273(1), E315−20.
  335. Toyama H., Anthony C., Lidstrom M.E. Construction of insertion and deletion mxa mutants of Methylobacterium extorquens AMI by electroporation. FEMS Microbiol. Lett., 1998,166(1), 1−7.
  336. Toyama H., Lidstrom M.E. pqqA is not required for biosynthesis of pyrroloquinoline quinone in Methylobacterium extorquens AMI. Microbiology, 1998,144(1), 183−91.
  337. Tropis M., Bardou F., Bersch B., Daffe M., Milon A. Composition and phase behaviour of polar lipids isolated from Spirulina maxima cells grown in a perdeuterated medium. Biochim.Biophys.Acta, 1996,1284(2), 196−202.
  338. K., Nemoto N., Shimizu M., Wada T., Kyogoku Y., Kobayashi Y. 15Nlabeling method of peptides using a thioredoxin gene fusion expression system: anapplication to ACTH-(l-24). FEBS Lett., 1996,379(1), 47−50.
  339. Ulrich W.P., Vogel H. Polarization-modulated FTIR spectroscopy of lipid/gramicidin monolayers at the air/water interface. Biophys.J., 1999,76(3), 1639−47.
  340. Unno K., Shimba S., Okada S. Modification of thermal response of Chlorella ellipoidea by deuteration. Chem.Pharm.Bull., 1989,37,3047−49.
  341. Unno K., Okada S. Alterations in the heat response of Chlorella ellipsoidea by deuteration. Plant Cell Physiol., 1991,32,113−120.
  342. Unno K., Okada S. Deuteration causes the decreased induction of heat-shock proteins and increased sensitivity to heat denaturation of proteins in Chlorella. Plant Cell Physiol., 1994,35, 197−202.
  343. Unno K., Busujima H., Shimba S., Narita K., Okada S. Characteristics of growth and deuterium incorporation in Chlorella ellipsoidea growth in deuterium oxide. Chem.Pharm. Bull., 1988,36(5), 1828−33.
  344. Unno K., Ando I., Hagima N., Yokogaki S., Koike C., Okada S. Growth delay and intracellular changes in Chlorella ellipsoidea as a result of deuteration. Plant Cell Physiol., 1992,33(7), 963−69.
  345. Vancauwenberge J.E., Slininger P.J., Bothast R.J. Bacterial conversion of glycerol to beta-hydroxypropionaldehyde. Appl.Env.Microbiol., 1990,56(2), 329−32.
  346. Vanek Z., Hostalek Z., Spizek Z. Overproduction of microbial products facts and ideas. Biotech.Adv., 1990,8(1), 1 -27.
  347. Vasdev S., Gupta I.P., Sampson C.A., Longerich L., Parai S. Deuterium oxide normalizes blood pressure and elevated cytosolic calcium in rats with ethanol-induced hypertension. Canadian J. of Cardiology, 1993,9,802−08.
  348. Vasdev S., Prabhakaran V.M., Whelan M., Ford C.A., Longerich L., Parai S. Fructose-induced hypertension, hyperglyceridemia and elevated cytosolic calcium in rats: prevention by deuterium oxide. Artery, 1994,21,124−27.
  349. Vetter W. In: Biochemical Applications of mass-spectrometry. Eds. Walles G.R.,
  350. O.C., 1980, First supplementary volume, Wiley Interscience, N.Y., 439.
  351. Vidakovic M., Sligar S.G., Li H., Poulos T.L. Understanding the role of the essential Asp251 in cytochrome p450cam using site-directed mutagenesis, crystallography, and kinetic solvent isotope effect. Biochemistry, 1998,37(26), 9211−19.
  352. Vining L.C. Secondary metabolism. Biotecnology, 1986,4,20−38.
  353. Vining L.C., Shapiro S.I., Ahmed Z.U., Vats S., Doull J.J. Regulation of secondary metabolite formation. Com.J.Microbiol., 1985,30(5), 798−804.
  354. Walker T.E., Matheny C. An efficient cmemomicrobiological synthesis of stable isotope-labeled L-Tyrosine and L-Phenylalanine. J.Org.Chem., 1986,51 (6), 1175−79.
  355. Wang J., El-Sayed M.A. Temperature jump-induced secondary structural change of the membrane protein bacteriorhodopsin in the premelting temperature region: a nanosecond time-resolved Fourier transform infrared study. Biophys.J., 1999,76(5), 2777−83.
  356. Wang Y., Hollingsworth R.I. A solvent system for the high-resolution proton nuclear magnetic resonance spectroscopy of membrane lipids. Anal.Biochem., 1995,225(2), 242−51.
  357. Wang Z., Benkovic S.J. Purification, characterization, and kinetic studies of a soluble Bacteroides fragilis metallo-p-lactamase that provides multiple antibiotic resistance. J.Biol.Chem., 1998, 273(35), 22 402−28.
  358. Weiland B., Huttermann J. Free radicals from X-irradiated 'dry' and hydrated lyophilized DNA as studied by electron spin resonance spectroscopy: analysis of spectral components between 77K and room temperature. Int.J.Radiat.Biol., 1998, 74(3), 341−58.
  359. Wenzel M. Erhohte gehirn-affmitiit von 13IJ-markierten N-(alkyl)-amphetaminen nach deuterierung. J. Labelled Compounds Radiopharmaceuticals, 1989,27,1143−55.
  360. M. 1974, Patent DE 2 253 086.
  361. Werman M., Levi B. Fructose consumption May accelerate aging skin’s elasticity and softness may be affected. Journal of Nutrition, 1998.
  362. Wesche J., Elliott J.L., Falnes P.O., Olsnes S., Collier R.J. Characterization of membrane translocation by anthrax protective antigen. Biochemistry, 1998,37(45), 15 737−46.
  363. White R.H. Biosynthesis of the sulfonolipid 2-amino-3-hydroxy-15-methylhexadecane-1-sulfonic acid in the gliding bacterium Cytophaga johnsonae. J.Bacterid., 1984,159(1), 42−46.
  364. Whiteley H.R., Shnepf H.E. The molecular biology of parasporal crystal body formation in Bacillus thuringiensis. Ann.Rev.Microb., 1986,40,549−76.
  365. Whittaker M.M., Ballou D.P., Whittaker J.W. Kinetic isotope effects as probes of the mechanism of galactose oxidase. Biochemistry, 1998,37(23), 8426−36.
  366. Wong C.H., Whitesides G.M. Enzyme-catalyzed organic synthesis: regeneration of deuterated nicotinamide cofactors for use in large-scale enzymatic synthesis of deuterated substrates. J.Amer.Chem.Soc., 1983,105(15), 5012−14.
  367. Woese C.R., Kandler O., Wheelis M.L. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucaria. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1990,87,4576−79.
  368. Wood M.J., Komives E.A. Production of large quantities of isotopically labeled protein in Pichiapastoris by fermentation. J.Biomol.NMR, 1999,13(2), 149−59.
  369. Wright A.D., Sampson M.B., Michalczuk L., Slovin J.P., Cohen J.D. Indole-3-acetic acid biosynthesis in the mutant maize orange pericarp, a tryptophan auxotroph. Science, 1991,254(5034), 998−1000.
  370. Yamamoto T., Palmer G., Crespi H.L. Resonance raman studies of a c type algal cytochrome. Deuterium shifts and a comparison with mammalian cytochrome c. Biochim. Biophys. Acta, 1976, 439(1), 232−39.
  371. Yang J.L., Wang L.C., Chang C.Y., Liu T.Y. Singlet oxygen is the major species participating in the induction of DNA strand breakage and 8-hydroxydeoxyguanosine adduct by lead acetate. Environ.Mol.Mutagen., 1999,33(3), 194−201.
  372. Yang S.W., Cordell G.A. Deuterium labeling and mass fragmentation studies of saturosporine. Journal ofNatural Products, 1997,60(3), 236−41.
  373. Yee A.A., O’Neil J.D.J. Uniform 15N-labelling of a fungal peptide: the structure and dynamics of an Alamethicin by 15N- and 'H-NMR spectroscopy. Biochemistry, 1992, 32(12), 3135−43.
  374. Yuan T., Ouyang H., Vogel H.J. Surface exposure of the methionine side chains of calmodulin in solution. A nitroxide spin label and two-dimensional NMR study. J.Biol. Chem., 1999,274(13), 8411−20.
  375. Zavodszky P., Kardos J., Svingor, Petsko G.A. Adjustment of conformational flexibility is a key event in the thermal adaptation of proteins. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 1998,95(13), 7406−11.
  376. Zhang D., Mauzerall D. Volume and enthalpy changes in the early steps of bacteriorhodopsin photocycle studied by time-resolved photoacoustics. Biophys.J., 1996,71(1), 381−88.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!