Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Разработка биокаталитических методов получения (R) — и (S) — энантиомеров 1-фенилэтанола и эйкозапентаеновой кислоты

Диссертация: Разработка биокаталитических методов получения (R) — и (S) — энантиомеров 1-фенилэтанола и эйкозапентаеновой кислоты
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Показана возможность использования гриба Mortierella alpina 18−1 и его галорезистентного мутанта ХН1 для трансформации растительных масел (льняного, соевого, подсолнечного и оливкового) с высоким содержанием а-линоленовой, линолевой и олеиновой кислот в грибные липиды, обогащенные эйкозапентаеновой кислотой, образующейся с выходом 3,4 — 7,9 г/кг среды в составе других ценных полиненасыщенных… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Литературный обзор
    • 1. 1. Микробиологические методы получения хиральных вторичных 10 спиртов
      • 1. 1. 1. Кинетическое разделение
      • 1. 1. 2. Восстановление
      • 1. 1. 3. Стереоинверсия
    • 1. 2. Особенности трансформации липофильных соединений клетками 25 микроорганизмов
    • 1. 3. Трансформации органических соединений в эмульсиях
    • 1. 4. Биоэмульгаторы и адгезия клеток. Трансформация в биоэмульсиях
      • 1. 4. 1. Биоэмульгаторы
      • 1. 4. 2. Синтез биоэмульгаторов микроорганизмами
      • 1. 4. 3. Биоэмульсии. Трансформация органических соединений в 39 биоэмульсиях
    • 1. 5. Полиненасыщенные жирные кислоты
      • 1. 5. 1. Биосинтез и метаболизм ПНЖК в организме
      • 1. 5. 2. Физиологическая роль
      • 1. 5. 3. Природные источники ЭПК
      • 1. 5. 4. Получение ЭПК с помощью грибов
        • 1. 5. 4. 1. Условия и способ культивирования
        • 1. 5. 4. 2. Влияние состава питательной среды
        • 1. 5. 4. 3. Влияние температуры культивирования грибов 50 1.5 А, А Трансформация растительных масел 51 1.5.4.5 Генетическая модификация продуцентов ПНЖК
  • 2. Объекты, материалы и методы исследования
  • 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Разработка биокаталитических систем и методов получения оптически 67 активных (S) — и (К)-1-фенилэтанолов
      • 3. 1. 4. Трансформация ацетофенона в буфере с помощью 88 пермеабилизованных клеток
      • 3. 1. 5. Исследование трансформации ацетофенона с помощью гриба 91 Geotrichum sp. 85−1 в системах буфер -изопропанол
      • 3. 1. 6. Исследование условий получения (S)-(-)-l-фенилэтанола с помощью 95 гриба Geotrichum sp. 85−1 в системе буфер — изопропанол (33%)
      • 3. 1. 7. Исследование стереоинверсии рацемического 1 -фенилэтанола
      • 3. 1. 8. Принципиальная технологическая схема получения 100 оптических изомеров (S) — и ®-l-фенилэтанола
    • 3. 2. Разработка методов биоконверсии растительных масел в грибные 103 липиды, обогащенные ЭПК
      • 3. 2. 1. Исследование трансформации льняного масла галорезистентным 104 грибом Mortier ella alpina ХН-1 на среде ОГ с 5% NaCl
      • 3. 2. 2. Исследование влияния сульфата цинка на синтез ЭПК de novo у 107 галорезистентного мутанта
      • 3. 2. 3. Исследование трансформации льняного масла грибами, 109 выращенными на средах с сульфатом цинка
      • 3. 2. 4. Исследование влияния хлористого натрия на синтез ЭПК de novo у 111 галорезистентного мутанта
      • 3. 2. 5. Исследование трансформации растительных масел, несодержащих 114 или содержащих небольшие количества а-линоленовую кислоту
      • 3. 2. 6. Анализ выхода липидов и ПНЖК при трансформации растительных 117 масел
  • Выводы

Разработка биокаталитических методов получения (R) — и (S) — энантиомеров 1-фенилэтанола и эйкозапентаеновой кислоты (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Процессы биотрансформации органических соединений, осуществляемые с помощью оксидоредуктаз микроорганизмов (карбонилредуктаз и десатураз), представляют значительный интерес, поскольку позволяют получать ряд практически важных веществ, синтез которых химическими методами или их выделение из природного сырья нецелесообразны из-за их низкой эффективности.

Незаменимая эйкозапентаеновая кислота (ЭПК) является важнейшим природным биологически активным соединением. Она используется в качестве диетарных добавок при лечении и профилактики различных хронических и воспалительных заболеваний, включая сердечно-сосудистые заболевания, ревматоидные артриты, астму, экзему, псориаз и рак. Перспективным подходом к получению ЭПК является трансформация растительных масел, с высоким содержанием а-линоленовой кислотой, с помощью десатураз и элонгаз грибов Mortierella alpina — продуцентов арахидоновой кислоты.

Оптически чистые энантиомеры широко используются в современном стереонаправленном синтезе. ® — и (8)-энантиомеры 1-фенилэтанола (1-ФЭ), а также их производные являются синтонами лекарственных препаратов, обладающих антидиабетическим, антидепрессантным и антирабическим действием. Эти соединения используются также при получении жидких кристаллов и в синтезе оптически активных полимеров, применяемых для разделения рацемических смесей органических веществ. Энантиоселективное микробиологическое восстановление широко доступного прохирального предшественника ® — и (8)-1-фенилэтанолов, ацетофенона, является одним из наиболее перспективных путей их синтеза.

Вместе с тем описанные в настоящее время биокаталитические методы получения этих соединений имеют ряд недостатков, обусловливающих низкие выходы целевых продуктов.

Существенным недостатком методов трансформации льняного масла в ЭПК, накапливающуюся в липидной фракции грибов — известных продуцентов арахидоновой кислоты, является ее низкое содержание в биомассе.

Низкая эффективность известных микробиологических методов энантиоселективного восстановления ацетофенона в (Я) — и (З)-энантиомеры 1-фенилэтанола обусловлена неспособностью биокатализатора функционировать при высоких концентрациях субстрата, и как следствие необходимостью повышения его концентрации, а также введения экзогенных коферментов.

В связи с этим актуальной задачей является поиск более эффективных биокаталитических систем для создания на их основе практически перспективных методов получения эйкозапентаеновой кислоты и оптически чистых (Я) — и (8)-1-фенилэтанолов.

Диссертационная работа выполнена в соответствии с Федеральной целевой программой «Государственная поддержка интеграции высшего образования и фундаментальной науки в 2002;2006 гг.» (2004;2006 гг., госконтракт № 02.438.11.7003), планами научно-исследовательских работ Уфимского государственного нефтяного технического университета (2003;2006 гг.), ведомственной научной программой «Развитие научного потенциала высшей школы» (2006;2008 гг., № РНП.2.2.3.1.5668).

Целью настоящей работы являлась разработка биокаталитических методов получения эйкозапентаеновой кислоты и оптически чистых энантиомеров 1-фенилэтанола из доступного сырья.

В соответствии с поставленной целью решались следующие задачи: ® проведение скрининга микроорганизмов, способных осуществлять энантиоселективное восстановление ацетофенона (АФ) при высоких концентрациях субстрата;

• разработка энантиоселективных биокатализаторов на основе клеток микроорганизмов для получения оптически чистых энантиомеров 1-фенилэтанола;

• разработка методов получения (S) — и (Я)-энантиомеров 1 -фенилэтанола с помощью разработанных биокатализаторовразработка эффективного метода получения эйкозапентаеновой кислоты биотрансформацией доступных растительных масел.

Научная новизна. Создан новый биокатализатор на основе гриба Geotrichum sp. 85−1 и найдены условия, в которых с его участием осуществляется энантиоселективное восстановление ацетофенона в S-энантиомер 1-фенилэтанола при высоких концентрациях субстрата.

Обнаружена реакция изомеризации (З)-изомера рацемической смеси 1-фенилэтанола в (Я)-изомер при инкубировании биомассами культур микроорганизмов Geotrichum sp. 85−1, Candida sp. 81−12, Metschnikowia sp. 84−13 и Candida sake 111.

Показана способность гриба Mortierella alpina 18−1 или его галорезистентного мутанта ХН1 трансформировать соевое, подсолнечное и оливковое масла в липиды, обогащенные эйкозапентаеновой кислотой.

Практическая значимость. Разработаны методы получения эйкозапентаеновой кислоты с помощью гриба Mortierella alpina 18−1 биотрансформацией растительных масел (льняного, соевого, подсолнечного и оливкового) с выходом 5,2 — 7,9 г/кг среды.

Созданы методы получения (S)-(-)-l-фенилэтанола энантиоселективным биовосстановлением ацетофенона с помощью культуры микроорганизма Geotrichum sp. 85−1 с выходом 83,6% и оптической чистотой не менее 99%ее, а также ®-(+)-1-фенилэтанола изомеризацией S-энантиомера рацемической смеси с помощью культуры микроорганизма Candida sp. 81−12 с выходом 95% и оптической чистотой 95,8%ее.

Результаты научных исследований легли в основу создания новых лабораторных работ и используются в учебном процессе при подготовке инженеров по специальности 24.09.01 — Биотехнология в Уфимском государственном нефтяном техническом университете.

Структура и объем работы: Диссертация включает введение, обзор литературы (1 глава), описание объектов и методов исследования (2 глава), обсуждение результатов (3 глава), выводы, список цитируемой литературы и приложения. Работа изложена на 143 страницах машинописного текста, содержит 34 рисунка, 19 таблиц.

выводы.

1 В результате скрининга найдены микроорганизмы Geotrichum sp. 85−1, Candida sake 111, Candida sp. 81−12, Metschnikowia sp. 84−13, проявляющие карбонилредуктазную активность в отношении ацетофенона при высоких концентрациях субстрата (5−15 г/л).

2 Разработаны методы получения (S)-l-фенилэтанола с выходом 56−83% высокой оптической чистоты (не менее 99%ее) с помощью клеток Geotrichum sp. 85−1, пермеабилизованных ацетоном или изопропанолом, а также с помощью интактных клеток в буфере, содержащем 33% изопропанола.

3 Обнаружена реакция окислительно-восстановительной изомеризации (8)-изомера 1 -фенилэтанола в (11)-изомер при инкубировании их рацемической смеси с биомассами микроорганизмов Geotrichum sp. 85−1, Candida sake 111, Candida sp. 81−12, Metschnikowia sp. 84−13.

4 На основе культуры микроорганизма Candida sp. 81−12 предложен метод получения ®-l-фенилэтанола стереоизомеризацией S-энантиомера рацемического 1-фенилэтанола с выходом 95% и оптической чистотой 95,8%ее.

5 Научно обоснована принципиальная технологическая схема получения (S)-(-)-l-фенилэтанола энантиоселективным восстановлением ацетофенона и ®-(+)-lфенилэтанола дерацемизаций рацемической смеси 1-фенилэтанола с использованием разработанных биокатализаторов на основе культур микроорганизмов Geotrichum sp. 85−1 и Candida sp. 81−12.

6 Показана возможность использования гриба Mortierella alpina 18−1 и его галорезистентного мутанта ХН1 для трансформации растительных масел (льняного, соевого, подсолнечного и оливкового) с высоким содержанием а-линоленовой, линолевой и олеиновой кислот в грибные липиды, обогащенные эйкозапентаеновой кислотой, образующейся с выходом 3,4 — 7,9 г/кг среды в составе других ценных полиненасыщенных жирных кислот (общий выход 7,9 — 17,3 г/кг среды).

7 Выявлена способность гриба Mortierella alpina 18−1 и его галорезистентного мутанта ХН1 трансформировать льняное масло в дигомо-у-линоленовую кислоту с выходом 3,5−3,6 г/кг среды.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Oldham N.J., Morgan E.D., Holldobler B., Konig W.A. Recruitment pheromones in the ants Aphaenogaster albisetosus and A. cockerelli (Hymenoptera: Formicidae) // J. Insect Physiol.- 1995.-V. 41.- P. 739−744.
  2. Patent US 2005/148 801 Al.3 Patent US 5 442 118.
  3. Hamada H., Miura Т., Kumobayashi H., Matsuda Т., Harada Т., Nakamura K. Asymmetric synthesis of ®-2-chloro-l-(m-chlorophenyl)ethanol using acetone powder of geotrichum candidum // Biotechnol. Lett.- 2001.-V. 23.-P. 1603 -1606.
  4. Raku Т., Tokiwa Yu. Chemoenzymatic synthesis of optically active, biodegradable polymers based on phenyl- and naphthyl-ethanols esterified with divinyladipate // Biotechnol. Lett.- 2004.- V. 26.- P. 665−670.
  5. Krishnamurthy S., Chen S.H. New thermotropic chiral nematic copolymers. 2. A study of helical sense and twisting power based on copolymers containing (S)-(-)-l-phenylethanol and ®-(-)-methyl mandelate // Macromolecules.- 1991.- V. 24.- P. 3481−3484.
  6. Mastrangelo J.C., Chen S.H. New thermotropic chiral nematic polymers. 3. Copolymers containing a cyanobiphenyl group and (S)-(-)-l-phenylethanol or (S)-(-)-phenylethylamine // Macromolecules.- 1991.- V. 24.- P. 3481−3484.
  7. Faber K. Biotransformations in Organic Chemistry. Springer, Berlin, 1997.-245 p.
  8. Faber K. Biotransformation in Organic Chemistry. Springer, Berlin, 2000.- 218 p.
  9. Saul S., Corr S., Micklefleld J. Biotransformations in low-boiling hydrofluorocarbon solvents // Angew.Chem.Int.Ed. 2004.-V. 43 .-P. 5519−5523.
  10. Frings K., Koch M., Hartmeier W. Kinetic resolution of 1-phenylethanol with high enantioselectivity with native and immobilized lipase in organic solvents // Enzym. Microb. Technol.- 1999.- V. 25.- P. 303−309.
  11. Kanerva L.T. Hydrolase-catalyzed asymmetric and other transformations of synthetic interest. In. Koskinen A.M.P., Klibanov A.M., editors. Enzymatic reactions in organic media. Glasgow: Blackie A&P, 1990.- P. 170−213.
  12. Hult K., Norin T. Enantioselectivity of some lipases: control and prediction // Pure Appl. Chem.- 1992.- V. 64.- P. 1129 1134.
  13. Oppermann U.C., Maser E. Molecular and structural aspects of xenobiotic carbonyl metabolizing enzymes: role of reductases and dehydrogenases in xenobiotic phase I reactions // Toxicology.- 2000.-V. 144.- P. 71−81.
  14. Kataoka M., Sakai H., Morikawa T., ICatoh M., Miyoshi T., Shimizu S., Yamada H. Characterization of aldehyde reductase from Sporobolomyces salmonicolor II Biochim. Biophys. Acta.- 1992.- V. 1122.- P. 57−62.
  15. Kuhn A., C. van Zyl, A. van Tonder, Prior B.A. Purification and partial characterization of an aldo-keto reductase from Saccharomyces cerevisiae II Appl. Environ. Microbiol.- 1995.- V. 61.- P. 1580−1585.
  16. Kataoka M., Doi Y., Sim T.-S., Shimizu S., Yamada H. A novel NADPH-dependent carbonyl reductase of Candida macedoniensis: purification and characterization//Arch. Biochem. Biophys.- 1992.-V. 294.- P. 469−474.
  17. Peters J., Minuth T., Kula M.-R. A novel NADH-dependent carbonyl reductase with an extremely broad substrate range from Candida parapsilosis: purification and characterization // Enzyme Microb. Technol.- 1993.- V. 15.- P. 950−958.
  18. Bradshaw C.W., Fu H., Shen G.J., Wong C.H. A Pseudomonas sp. alcohol dehydrogenase with broad substrate specificity and unusual stereospecificity for organic synthesis I I J. Org. Chem. 1992.- V. 57.- P. 1526−1532.
  19. Prelog V. Specification of the stereospecificity of some oxido-reductases by diamond lattice sections // Pure Appl. Chem.-1964. -V. 9.-P. 119−130.
  20. Macau E., Aragozzini F. Stereoselective reduction of non-cyclic ketones with lactic acids bacteria// Appl. Microbial. Bionechnol. -1989.- V. 31 -P. 29−31.
  21. Itoh N., Mizuguchi N., Mabuchi M. Production of chiral alcohols by enantioselective reduction with NADH-dependent phenylacetaldehyde reductase from Corynebacterium strain ST-10 // J. Mol. Catal. B: Enzymatic.- 1999.- V. 6.- P. 41−50.
  22. Findrik Z., Vasic-Raclci D., Lutz S., Dausmann T., Wandrey C. Kinetic modeling of acetophenone reduction catalyzed by alcohol dehydrogenase from Thermoanaerobacter sp. //Biotechnol. Lett.- 2005.- V. 27.- P. 1087 1095.
  23. Kataoka M., Kita K., Wada M., Yasohara Y., Hasegawa J., Shimizu S. Novel bioreduction system for the production of chiral alcohols // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2003.- V. 62.- P. 437.
  24. Chartrain M., Greasham R., Moore J., Reider P., Robinson D., Buckland B. Asymmetric bioreductions: application to the synthesis of pharmaceuticals // J. Mol. Catal. B.- 2001.- V. 11.- P. 503.
  25. Somers W.A.C., van Hartingsveldt W., Stigter E.C.A., van der Lugt J.P. // TIBTECH.- 1997.- V. 15.- P. 495.
  26. W. // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 1990.- V. 34.- P. 15.
  27. J.A., Jones J.B. // J. Am. Chem. Soc.- 1982.-V. 104.- P. 4668.
  28. Nakamura K., Inoue Y., Ohno A. Improvement of enantioselectivity of microbial reduction by using organic solvent redox coupler system // Tetrahedron Lett.- 1995.- V. 36.- P. 265.
  29. Nakamura K., Matsuda T. Asymmetric reduction of ketones by the acetone powder of Geotrichum candidum II J. Org. Chem.- 1998.- V. 63.- P. 8957 8964
  30. P. // Enzyme Microb. Technol.- 1991.- V. 13.- P. 9.
  31. Nakamura K., Fujii M., Ida Y. // Tetrahedron: Asymmetry.- 2001 .-V. 12.- P. 3147
  32. Nakamura K., Matsuda T., Ohno A. Asymmetric synthesis of (S)-arylalkanols by microbial reduction // Tetrahedron: Asymmetry.- 1996.- V. 7.- P. 3021 3024.
  33. Comasseto J.V., Omori A.T., Andrade L.H., Porto A.L.M. Bioreduction of fluoroacetophenones by the fungi Aspergillus terreus and Rhizopus oryzae II Tetrahedron: Asymmetry.- 2003.- V. 14.- P. 711 715.
  34. Mandal D., Ahmad A., Khan M.I., Kumar R. Enantioselective bioreduction of acetopthenone and its analogous by the fungus Trichothecium sp. // J. Mol. Catal. B.- 2004.- V. 27.-P. 61−63.
  35. Salvi N., Chattopadhyay S. Studies on Rhizopus arrhizus mediated enantioselective reduction of arylalkanones // Tetrahedron.- 2001.- V. 57.- P. 2833 -2839.
  36. Maconi E., Aragozzini F. Stereoselective reduction of noncyclic ketones with lactic acid bacteria // Microbiol. Biotechnol. 1989. — V. 31 — P. 29 — 31.
  37. Hayakawa R., Nozawa K., Shimizu M., Fujisawa T. Control of enantioselectivity in the baker’s yeast reduction of P-keto ester derivatives in the presence of a sulfur compound // Tetrahedron Lett.- 1998.- V. 39.- P. 67−70.
  38. Nakamura K., Kawai Y., Nakajima N., Ohno A. J. Stereochemical control of microbial reduction. 17. A method for controlling the enantioselectivity of reduction with baker’s yeast. // Org. Chem.- 1991.- V. 56.- P. 4778-^1783.
  39. Nakamura K., Kawai Y., Oka S., Ohno A. A new method for stereochemical control of microbial reduction. Reduction of p-keto esters with bakers' yeast immobilized by magnesium alginate // Tetrahedron Lett.- 1989.- V. 30.- P. 2245−2246.
  40. Mohamed A.H., Chirala S.S., Mody N.H., Huang W.Y., Garay-Arroyo A., Covarrubias A.A. Three genes whose expression is induced by stress in Saccharomyces cerevisiae // Yeast.- 1999.- V. 15.- P. 879−892.
  41. Medson C., Smallridge A.J., Trewhella M.A. The stereoselective preparation of b-hydroxy esters using a yeast reduction in an organic solvent // Tetrahedron: Asymmetry.- 1997.- V. 8.-P. 1049.
  42. Athanasiou N., Smallridge A.J., Trewhella M.A. Baker’s yeast mediated reduction of p-keto esters and P-keto amides in an organic solvent system // J. Mol. Catal. B.- 2001.-V. 11.-P. 893.
  43. Buque E. M., Chin-Joe I., Straathof A.J.J., Jongejan J.A., Heijnen JJ. Immobilization affects the rate and enantioselectivity of 3-oxo ester reduction by baker’s yeast // Enzym. Microbial. Technol.- 2002.- V. 31P. 656.
  44. Hasegawa Yu., Adachi S., Matsuno R. Asymmetric reduction of acetophenone by immobilized Hansenula capsulata cells // J. Ferment. Bioenigeer.- 1998.- V. 85,-P. 322 327.
  45. Ogawa J., Xie S.-X., Shimizu S. Stereoinversion of optically active 3-pentyn-2-ol by nocardia species // Biotechnol. Lett.- 1999.- V. 21.- P. 331.
  46. Barbieri C., Bossi L., D’Arrigo P., Fantoni G.P., Servi S. Bioreduction of aromatic ketones: preparation of chiral benzyl alcohols in both enantiomeric forms // J. Mol. Catal. B.- 2001.- V. 11.- P. 415.
  47. Roy A., Bhattacharya M.S., Kumar L.R., Chawla H.P.S., Banerjee U.C. Microbial reduction of 1-acetonapthone: a highly efficient process for multigram synthesis of S-(-)-l-(l'-napthyl)ethanol // Enzym. Microbial Technol.- 2003.- V. 33.- P. 576 580.
  48. Hamada H., Miura T., Kumobayashi H., Matsuda T., Harada T., Nakamura K. Asymmetric synthesis of ®-2-chloro-l-(m-chlorophenyl)ethanol using acetone powder of Geotrichum candidumll Biotechnol. Lett.- 2001.- V. 23.- P. 1603.
  49. Brzezinska-Rodak M., Zymanczyk-Duda E., Klimek-Ochab M., Kafarski P., Lejczak B. A simple and green procedure for the microbial effective synthesis of 1-phenylethyl alcohol in both enantiomeric forms // Biotechnol. Lett.- 2006.- V. 28.- P. 511 513.
  50. Nakamura K., Matsuda T. Asymmetric reduction of ketones by the acetone powder of Geotrichum candidum II J. Org. Chem.- 1998.- V. 63.- P. 8957 8964.
  51. Matsuda T., Harada T., Nakajima Y., Itoh T., Nakamura K. Two classes of enzymes of opposite stereochemistry in an organism: one for fluorinated and another for nonfluorinated substrates// J. Org. Chem.- 2000.- V. 65.- P. 157 -163.
  52. Nakamura K., Matsuda T., Shimizu M., Fujisawa T. Asymmetric reduction of trifluoromethyl ketones containing a sulfur functionality by the alcohol dehydrogenase from Geotrichum II Tetrahedron.- 1998.- V. 54.- P. 8393 8402.
  53. Yasohara Y., Kizaki N., Hasegawa J., Takahashi S., Wada M., Kataoka M., Shimizu S. Synthesis of optically active ethyl 4-chloro-3-hydroxybutanoate by microbial reduction // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 1999.- V. 51.- P. 847 851.
  54. Adiercreutz P. Novel biocatalyst for the asymmetric reduction of ketones: Permeabilized cells of Gluconobacter oxydans// Enzyme Microb. Technoh. -1991.-V. 13.-P.9−15.
  55. J.D. // Curr. Opin. Chem. Biology.- 2001.- V. 5.- P. 120.
  56. S., Kayser M., Stewart J.D. // Org. Lett.- 1999.- V. 1.- P. 1153.
  57. K., Kataoka M., Shimizu S. // J. Bioscien. Bioeng.- 1999.- V. 88.- P. 591.
  58. Johanson T., Katz M., Gorwa-Grauslund M.F. Strain engineering for stereoselective bioreduction of dicarbonyl compounds by yeast reductases // FEMS Yeast Research.- 2005.- V. 5.- P. 513−525.
  59. J., Ogura M., Tsuda S., Maemoto S., Kutsuki H. // Agric. Biol. Chem.- 1990.-V. 54.-P. 1819−1827.
  60. S., Kawai Y., Takahashi Y., Toshima K. // Biotechnol. Lett.- 1994.-V. 16.-P. 485−495.
  61. A.J., Iacazio G., Roberts S.M., Willets A.J. // Tetrahedron Lett.- 1994.-V. 35.- P. 331−334.
  62. Goswami A., Mirfakhrae K.D., Patel R.N. Deracemization of racemic 1,2-diol by biocatalytic stereoinversion//Tetrahedron Asymmetry.-1999.-V. 10.-P.4239−4244
  63. Shimizu S., Hattori S., Hata H., Yamada H. One step microbial conversion of a racemic pantoyl lactone to optically active D-(-)-pantoyl lactone // Appl. Environ. Microbiol.- 1986.- V. 53.- P. 519−522.
  64. Shimizu S., Hattori S., Hata H., Yamada H. Stereoselective enzymatic oxidation and reduction system for the production of D-(-)-pantoyl lactone from a racemic mixture of pantoyl lactone // Enzyme Microb.Technol.- 1987.-V. 9.- P. 411—416.
  65. Tuchiya S., Miyamoto K" Ohta H. // Biotechnol. Lett.-1992.-V.14.-P.l 137−1142
  66. D., Azerad R., Sanner C., Lalcheveque M. // Biocatalysis.- 1992.- V. 5.-P. 249−265.
  67. Takemoto M., Matsuoka Y., Achiwa K., Kutney J. P. Biocatalytic dediastereomerization of dibenzylbutanolides by plant cell cultures // Tetrahedron Lett.- 2000.- V. 41.- P. 499−502.
  68. E., Nakamichi K., Furui M.J. // Ferment. Bioeng.- 1995.- V. 80.- P. 247−250.
  69. Xie S.X., Ogawa J., Shimizu S. Production of ®-3-pentyn-2-ol through stereoinversion of racemic 3-pentyn-2-ol by Nocardia fusca AKU 2123 // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 1999.- V. 52.- P. 327−331.
  70. Ogawa J., Xie S. X., Shimizu S. Stereoinversion of optically active 3-pentyn-2-ol by Nocardia species // Biotechnol. Lett.- 1999.- V. 21.- P. 331−335.
  71. Xie S. X., Ogawa J., Shimizu S. NAD±dependent (S)-specific secondary alcohol dehydrogenase involved in stereoinversion of 3-pentyn-2-ol catalyzed by Nocardia fusca AKU 2123//Biosci.Biotech.Biochem.-1999.-V.63.-P.1721−1729.
  72. Nakamura K., Inoue Y., Matsuda T., Ohno A. Microbial deracemization of 1-arylethanol // Tetrahedron Lett.- 1995.- V. 36.- P. 6263−6266.
  73. Allan G.R., Carnell A.J.J. // Org. Chem.- 2001.- V. 66.- P. 6495−6497.
  74. Takemoto M., Achiwa K. The synthesis of optically active pyridyl alcohols from the corresponding racemates by catharanthus roseus cell cultures // Tetrahedron: Asymmetry.- 1995.-V. 6,-P. 2925−2928.
  75. Takemoto M., Achiwa K. Deracemization of racemic 4-pyridyl-l-ethanol by Catharanthus roseus cell cultures // Phytochemistiy.-1998.-V.49.- P. 1627−1629.
  76. Nakamura K., Inoue Y., Matsuda T., Ohno, A. Microbial deracemization of 1-arylethanol // Tetrahedron Lett.- 1995.- V. 36.- P. 6263−6266.
  77. Hasegawa Yu., Adachi S., Matsuno R. Production of homochiral 1-phenylethanol through enantioselective oxidation of its racemate with whole cells of yeast Hansenula capsulata IFO 0974 // J.Ferment.Bioenigeer.-1997.-V.83.-P. 346 -351.
  78. Van der Meer В., Fluidity W., Shinitzky M. Biomembranes Physical Aspects // VCN Publisher. — P. 98−158.
  79. Angelova В., Schmauder H.-P. Lipophilic compounds in biotechnology — interactions with cells and technological problems // J. Biotechnol. 1999. -V.67.-P. 13−32.
  80. E.A., Кощеенко К. А., Соколова JT.B. Микробиологическое 1,2-дегидрирование микрокристаллических субстратов эпигидрокортизона и его 21-ацетата // Изв. АН СССР. Серия биологическая. — 1978.- № 6 — С. 925−927.
  81. В. и др. Биотехнология. Кн. 6: Микробиологическое производство биологически активных веществ и препаратов.- М.: — 1987.
  82. Э.Ф., Рыжкова В. М., Воробьева Л. И. Гидроксилирование 16а-метил-17а, 21-диоксипрегнан-4-ен-3-она // Хим.-фарм. журн. 1990.- т. 24.-№ 6.-С. 56−58.
  83. Т.М., Рыжкова В. М., Гусарова Т. И. Микробиологическая трансформация водорастворимых стероидов // Хим.-фарм. журн. 1992.- т. 26.-№ 9−10.-С. 106−108.
  84. Decleire M., De Cat W., Van Huynh N. Comparison of various permeabilization treatments on Kluyveromyces by deter-mining in situ P-galactosidase activity // Enzyme Microb. Technol.- 1987.- V. 9.- P. 300−302.
  85. Flores M. V., Voget С. E., Ertola R. J. J. Permeabilization of yeast cells (Kluyveromyces lactis) with organic solvents // Enzyme Microb. Technol. -1994.-V. 16.-P. 340−346.
  86. Holland L.H. Recent advances in applied and mechanistic aspects of the enzymatic hydroxylation of steroids by whole-cell biocatalysts // Steroids. -1999.-V. 64.- P. 178−186.
  87. Seip J. E., Di Cosimo R. Optimization of accessible catalase activity in Polyacrylamide gel-immobilized Saccharomyces cerevisiae II Biotechnol. Bioeng. 1992. — V. 40. — P. 638−642.
  88. Rao K. J., Panda T. Release of periplasmic penicillin amidase from Escherichia coli by chloroform shock // Bioproc. Eng.- 1996.- V.14.- P. 101−103.
  89. Smolders A. J. J., Pinheiro H. M., Noronha P., Cabral J. M. S. Steroid bioconversion in a microemulsion system // Biotechnol. Bioeng.- 1991.- V. 38.-P. 1210−1217.
  90. Mazumder Т., Sonomoto K., Tanaka A., Fukui S. Sequential conversion of cortexolone to prednisolone by immobilised mycelia of Curvularia lunata and immobilized cells of Arthrobacter simplex // Appl. Microbiol. Biotechnol.-1985.-V. 21.- P. 154−161.
  91. Laour L., Lowe К. C., Mulligan B. J. Yeast response to nonionic surfactants // Enzyme Microb. Technol.- 1996.- V. 18.- P. 433-^138.
  92. Christova N., Tuleva В., Galabova D. Dependence of yeast permeabilization with Triton X-100 on the cell age // Biotechnol. Tech.- 1996.- V. 10.- P. 77−78.
  93. T.M., Рыжкова B.M., Гусарова Т. И., Куракова В. В., Клубничкина Г. А. Микробиологическая трансформация соединений включения стероидов с ß--циклодекстрином // Хим.-фарм. журн. 1993.- т. 27, — № 4. -С. 59−62.
  94. Н.С., Кестнер А. И., Вокк P.A. // Итоги науки и техники. Сер. Микробиология.- 1988.- т. 20, ч.1.- С. 4−52.
  95. К.Э., Дихтярев С. И., Сугробова Н.П.// Итоги науки и техники. Сер. Микробиология.- 1988.- т. 21, ч. II.- С. 74−120.
  96. Hesselink P.G.M., van Vliet S., de Vries H. I I Enzyme Microb. Technol.- 1989.-V. 11.-P. 398−404.
  97. А.И., Пальм Т. Б. // Итоги науки и техники. Сер. Микробиология.-1988.- т. 21, ч. И.-С. 128−152.
  98. С.И., Штейнберг М. В., Чайка JI.A. // Итоги науки и техники. Сер. Микробиология.- 1988.- т. 20, ч.1.- С. 97−130.
  99. Leon R., Fernandes P., Pinheiro H.M., Cabral J. M. S. Whole-cell biocatalysis in organic media // Enzyme Microb. Technol.- 1998.- V. 23.- P. 483−500
  100. Cappaert L., Larroche C. Behaviour of dehydrated baker’s yeast during reduction reactions in a biphasic medium // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2004.-V. 64.- P. 686−690.
  101. Cameotra S.S., Makkar R.S. Synthesis of biosurfoctants in extreme conditions // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998. — V. 50. — P. 520 — 529.
  102. Chevalier J., Pommier M.-T., Cremieux A., Michel G. Influence of Tween 80 on the mycolic acid composition of three cutaneous corynebacteria // J. Gen. Microbiol. 1988. — V. 134. — P. 2457−2461.
  103. Marchesi J.R., White G.F., House W.A., Russell N.J. Bacterial cell hydrophobicity is modified during the biodegradation of anionic surfactants // FEMS Microbiol. Lett. 1994. — V. 124. — P. 387−392.
  104. Garcia-Carmona F., Bru R., Sanchez-Ferrer R. In: Gomez-Puyou A, editor, Biomolecules in organic solvents. Boca Raton, FL: CRC Press.- 1992.- P. 163.
  105. Haering G., Luisi P.L., Meussdoerffer F. Solubilization of bacterial cells in organic solvents via reverse micelles // Biochem. Biophys. Res. Comm.- 1985.-V.- 127.- P. 911−915.
  106. Haering G., Pessina A., Meussdoerffer F., Hochkoeppler S., Luisi P.L. Solubilization of bacterial cells in organic solvents via reverse micelles and microemulsions //Ann NY Acad Sci.- 1987.- V. 506.- P. 337−344.
  107. Prichanont S., Leak D.J., Stuckey D.C. The solubilisation of mycobacterium in a water in oil microemulsion for biotransformations: system selection and characterization // Physicochem. Eng. Aspects.- 2000.- V. 166.- P. 177−186.
  108. Stamatis H., Xenakis A., Kolisis F.N. Bioorganic reactions in microemulsions: the case of lipases // Biotechnology Advances.- 1999.- V. 17.- P. 293−318.
  109. Orlich В., Berger H., Lade M., Schomacker R. Stability and activity of alcohol dehydrogenases in W/O-microemulsions: Enantioselective reduction including cofactor regeneration // Biotechnol. Bioeng.- 2000.- V. 70, — № 6.- P. 638−646.
  110. Chen S.-X., Wei D.-Z., Hu Z.-H. Synthesis of galacto-oligosaccharides in AOT/isooctane reverse micelles by P-galactosidase // J. Mol. Catal. B: Ensym.-2001.- V. 16.- P. 109−114.
  111. O.C., Клячко H.JL, Левашов A.B. Синтез алкилгликозидов, катализируемый р-гликозидазами в системе обращенных мицелл // Биоорганическая химия.- 2001.- т.27.- № 6.- С. 429−433.
  112. Prichanont S., Leak D.J., Stuckey D.C. Chiral epoxide production using mycobacterium solubilized in a water-in-oil microemulsion // Enzyme Microbial. Technol.- 2000.- V. 27.- P. 134−142.
  113. Fadnavis N.W., Reddy N.P., Bhalerao U.T. Reverse micelles, an alternative to aqueous medium for microbial reactions: yeast-mediated resolution of a-amino acids in reverse micelles // J. Org. Chem.- 1989.- V. 54.- P. 3218 3221.
  114. Famiglietti M., Hochkoppler A., Wehrli E., Luisi P.L. Photosynthetic activity of Cyanobacteria in oil in water micoemulsions // Biotechnol. Bioeng.- 1992.- V. 40.-P. 173- 178.
  115. Haering G., Pessina A., Meussdoerffer F., Hochlcoeppler S., Luisi P.L., Ann N.Y. // Acad. Sci.- 1987.- V. 506.- P. 337.
  116. Smolders A.J.J., Pinheiro H.M., Noronha P., Cabral J.M.S. Steroid bioconversion in a microemulsion system // Biotechnol. Bioeng.- 1991.- V. 38.-P. 1210−1217.
  117. N., Hochkoppler A., Luisi P.L. // Biotechnol. Bioeng.- 1992.- V. 40.-P. 167.
  118. C.A., Кучер P.B. Поверхностно-активные вещества и биотехнология.- Киев: Наукова думка, 1991, — 60 с.
  119. Neu T.R. Significance of bacterial surface-active compounds in the interaction of bacteria with interfaces // Microbiol. Reviews.- 1996.- V. 60.- P. 151−166.
  120. Desay J.D., Banat I.M. Microbial production of surfactants and their commercial potential // Microbiol. Mol. Biol. Reviews.- 1997.- V. 61.- P. 47−64.
  121. Karanth N.G.K., Deo P.G., Veenanadig N.K. Microbial production of biosurfactants and their importance // Current Science.- 1999.-V. 77.-P.116−126.
  122. Rosenberg E., Ron E.Z. High- and low-molecular-mass microbial surfactants // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 1999.- V. 52.- P. 154−162.
  123. Cooper D.G. Biosurfactants //Microbiol. Sci.- 1986.- V. 3.- P. 145−149.
  124. Van Dyke M.I., Lee H., Trevors J.T. Applications of microbial surfactants // Biotech. Adv.- 1991.- V. 9.- P. 241−252.
  125. Я.В. Поверхностно-активные вещества микробного происхождения // Биотехнология.- 1988.- т. 4.- № 5.- С. 575−583.
  126. Christofi N., Ivshina I.B. Microbial surfactants and their use in field studies of soil remediation// J. Appl. Microbiol.- 2002.- V. 93.- P. 915−929.
  127. Lang S., Philp J.C. Surface-active lipids in rhodococci // Antonie van Leeuwenhoek.- 1998.- V. 74.- P. 59−70.
  128. Lin S.-C. Biosurfactants: recent advances // J. Chem. Tech. Biotechnol.- 1996.-V. 66.- P.109−120.
  129. Ron E.Z., Rozenberg E. Natural role of biosurfactants // Environ. Microbiol.-2001.- V. 3940.- P.229−236.
  130. Duvnjak Z., Kosaric N. Production and release of surfactant by Corynebacterium lepus in hydrocarbon and glucose media // Biotechnol. Lett. -1985.- V. 7.-P. 793−796.
  131. Banat I.M. Biosurfactant production and possible uses in microbial enchanced oil recovery and pollution remediation: a review // Biorecource Technol.- 1995.-V.51.-P. 1−12.
  132. Robert M., Mercade M.E., Bosch M.P., Parra J.L., Espuny M.J., Manresa M.A., Guinea J. Effect of the carbon source on biosurfactant production by Pseudomonas aeruginosa 44T // Biotechnol. Lett.-1989.-V. 11.-P.871−874.
  133. Haba E., Espuny M.J., Busquets M., Manresa A. Screening and production of rhamnolipids by Pseudomonas aeruginosa 47T2 NCIB 40 044 from waste frying oils // J. Appl. Microbiol.- 2000.- V. 88.- P. 379−387.
  134. Yu-Hong W., Li-Fen W., Jo-Shu C. Optimizing iron supplement strategies for enhanced surfactin production with Bacillus subtilis / Biotechnol.Progr. -2004.-V. 20.- № 3.- P. 979−983.
  135. Wei Yu.-H., Chu I.-M. Mn2+ improves surfactin production by Bacillus subtilis II Biotechnol. Lett.- 2002.- V. 24.- P. 479−482.
  136. Suzuki T., Tanaka H., Itoh S. Sucrose lipids of Arthrobacter, Corynebacteria and Nocardia grown on sucrose // Agricultural and Biological Chemistry.- 1974.- V. 38.- P. 557−563.
  137. Guerra-Santos L.H., Kappeli O., Fiechter A. Pseudomonas aeruginosa biosurfactant production in continuous culture with glucose as carbon source // Appl. Environ. Microbiol- 1984.- V. 48.- P. 301−305.
  138. Calder PC, Grimble RF. Polyunsaturated fatty acids, inflammation and immunity // European Journal of Clinical Nutrition.- 2002.- V. 56.- P. S14-S19
  139. Ratledge C. Single cell oils—have they a biotechnological future?// Trends Biotechnol. 1993. — V. 11. — P. 278−284.
  140. Van der Westhuizen J.P.J., Kock J.L.F., Botha A., Botes P.J. The distribution of the w3 and w6 series of cellular long — chain fatty acids in fungi// Systematic and Appl. Microbiol. — 1994. — V. 17. — P. 327−345.
  141. Yongmanitchai W., Ward O.P. Omega-3 fatty acids: Alternative sources ofproduction // Proc. Biochem. 1989. — V. 9. — P. 117 — 125.
  142. Calder P.C. Dietary modification of inflammation with lipids // Proc. Nutr. Soc.-2002.- V. 61.- P. 345−358.
  143. Shimokawa H. Beneficial effects of eicosapentaenoic acid on endothelial vasodilator functions in animals and humans // World Rev. Nutr. Diet.- 2001.-V. 88.-P. 100−108.
  144. Larsson S.C., Kumlin M., Ingelman-Sundberg M., Wolk A. Dietary long-chain n-3 fatty acids for the prevention of cancer: a review of potential mechanisms // Am. J. Clin. Nutr.- 2004.- V. 79.- P. 935- 945.
  145. Cleland L.G., James M.J. Fish oil and rheumatoid arthritis: anti-inflammatory and collateral health benefits // J. Rheumatol.- 2000.- V. 27.- P. 2305−2307.
  146. Mantzioris E., et al. Dietary substitution with alpha- linolenic acid-rich vegetable oil increases eicosapentaenoic acid concentrations in tissues // Am. J. Clin. Nutr.- 1994.- V. 59.- P. 1304−1309.
  147. Hardman W. E. Omega-3 fatty acids to augment cancer therapy // J. Nutr.-2002.- V. 132.- P. 3508S-3512S.
  148. Tinoco J. Dietary requirements and functions of -linolenic acid in animals // Prog. Lipid Res.- 1982.- V. 21.- P. 1−45.
  149. Holman R.T. Nutritional and metabolic interrelationships between fatty acids // Fed. Proc.- 1964.- V. 23.- P. 1062−1067.
  150. Sardesai V. M. The essential fatty acids// J. Nutr. Biochem. 1992. — № 7:3. — P. 562−579.
  151. Lands W.E.M. Eicosanoids and health// Ann. NY Acad. Sci.- 1993.- V.15.- P. 46−59.
  152. Simopoulos A.P. Omega-3 fatty acids in health and disease and in growth and development // Am. J. Clin. Nutr 1991.- V. 54 — P.438−463.
  153. Fernandes G., Venkatraman J. T. Role of omega-3 fatty acids in health and disease// Nutr. Res.- 1991.- V. 13.- P. 19−45.
  154. Ward O.P., Singh A. Omega-3/6 fatty acids: Alternative sources of production // Process Biochemistry.- 2005.- V. 40.- P. 3627−3652.
  155. Sijtsma L., de Swaaf M.E. Biotechnological production and applications of the w-3 polyunsaturated fatty acid docosahexaenoic acid // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 2004.- V. 64.- P. 146−153.
  156. Kendrick A., Ratledge C. Lipids of selected molds grown for production of n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids // Lipids.- 1992.- V. 27.- P. 15−20.
  157. Dyal S.D., Narine S.S. Implications for the use of Mortierella fungi in the industrial production of essential fatty acids // Food Research International.-2005.- V. 38.- P. 445−467.
  158. Wen Z.-Y., Chen F. Fleterotrophic production of eicosapentaenoic acid by microalgae // Biotechnol. Adv.- 2003.- V. 21.- P. 273−294.
  159. Yazawa K. Production of eicosapentaenoic acid from marine bacteria // Lipids.-1996.- V. 31.-P. S297-S300.
  160. Iqbal G., Valivety R. Polyunsaturated fatty acids, part 1: occurrence, biological activities and applications // Trends in Biotechnology.- 1997.-V. 15, — P.401−409.
  161. Yongmanitchai W., Ward O.P. N-3 fatty acids: alternative sources of production // Proc. Biochem.- 1989.- P. 117−25.
  162. Ahern T.J., Katoh S, Sada E. Arachidinic acid production by the red alga Porphyridium cruentum // Biotechnol. Bioeng.- 1983.- V. 25.- P. 1057−1070.
  163. Bajpai P., Bajpai P.K. Eicosapentaenoic acid (EPA) production from microorganisms: a review//J. Biotechnol.- 1993.- V. 30.- P. 161−183.
  164. Certik M., Shimizu S. Biosynthesis and regulation of microbial polyunsaturated fatty acid production // J. Biosci. Bioeng.- 1999.- V. 87.- P. 1−14.
  165. Li Z.Y., Lu Y.Y., Yadwad V.B., Ward O.P. Process for production of arachidonic acid concentrate by a strain of Mortierella alpina // Canadian Journal of Chemical Engineering.- 1995.-V. 73.-P. 135−139.
  166. Higashiyama K., Yaguchi T., Akimoto K., et al. Enhancement of arachidonic acid production by Mortierella alpina 1S-4 // J. Am. Oil Chem. Soc.- 1998.- V. 75.- P. 1501−1505.
  167. Bajpai P., Bajpai P.K., Ward O.P. Eicosapentaenoic acid (EPA) formation: comparative studies with Mortierella strains and production by Mortierella elongate // Mycological Research.- 1991.- V. 95.- P. 1294−1298.
  168. Stinson E.E., Kwoczak R. and Kurantz M. Effect of cultural conditions on production of eicosapentaenoic acid by Pythium irregulare // J. Ind. Microbiol.-1991.-V. 8.-P. 171−178.
  169. Obrien D.J., Kurantz M.J., Kwoczak R. Production of eicosapentaenoic acid by the filamentous fungus pythium irregulare // Appl. Microbiol. Biotechnol.-1993.- V. 40.- P. 211−214.
  170. Gandhi S.R., Weete J.D. Production of the polyunsaturated fatty acids by fungus Pythium ultimum // J. General Microbiol.- 1991.- V. 137.- P. 1825−1830.
  171. Stredansky M., Conti E., Salaris A. Production of polyunsaturated fatty acids by Pythium ultimum in solid-state cultivation // Enzyme Microb. Technol.- 2000.-V. 26.- P. 304−307.
  172. Jang H.-D., Lin Y.-Y., Yang S.-S. Polyunsaturated fatty acid production with Mortierella alpina by solid substrate fermentation // Bot. Bull. Acad. Sin. 2000. — V. 41. — P.41−48.
  173. Conti E., Stredansky M., Stredanska S., Zanetti F. Gamma-Linolenic acid production by solid-state fermentation of Mucorales strains on cereals // Bioresource Technol.- 2001.- V. 76.- P. 283−286.
  174. J.P., Hamid A.A., Midgley M., Ratledge C. // Wold J. Microbiol. Biotechnol. 1998. — V. 14. — P.145.
  175. Krishnaiah M.M. Scale-up strategies for solid state fermentation systems. // Process Biochemistry. 1992. — V. 27. — P. 259−273.
  176. Mitchell D.A., Grenfield P.F., Doelle H.W. A model substrate for solid state fermentation // Biotechnol. Lett. 1986. — V.6. — P. 827−832.
  177. Costa J.A.V., Alegre R.M., Hasan S.D.M. Packing density and thermalconductivity determination for rice bran solid-state fermentation // Biotechnol. Technol.- 1998.- V. 12.- P. 747−750.
  178. Feng K.C., Liu B.L., Tzeng Y.M. Veiticillium lecanii spore production in solidstate and liquid-state fermentations // Bioprocess Eng.- 2000.- V. 23.- P. 25−29.
  179. Shinmen Y., Shimizu S., Akimoto D. Production of arachidonic acid by Mortierella fungi. Selection of a potent producer and optimization of culture conditions for large-scale production // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1989. — V.31.-P. 11−16.
  180. Lindberg A.M., Molin G. Effect of temperature and glucose supply on the production of polyunsaturated fatty acids by fungus Mortierella alpina CBS343.66 in fermentor cultures // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. — V. 39. -P. 450−455.
  181. Bajpai P.K., Bajpai P., Review: arachidonic acid production by microorganisms //Biotechnol. Appl. Biochem.- 1992.-V. 15.-P. 1−10.
  182. Park E.Y., Koike Y., Higashiyama K., Fujikawa S., Okabe M. Effect of nitrogen source on mycelial morphology and arachidonic acid production in cultures of Mortierella alpine // J. Biosci. Bioeng. 1999. — V. 88. — P. 61−67.
  183. Totani N., Hyodo K., Ueda T. A study on new nitrogen source for cultivation of genus Mortierella // J. Jpn. Oil Chem. Soc. 2000. — V. 49. — P. 479−485.
  184. Koike Y., Cai H.J., Higashiyama, K, Fujikawa, S., Park, E.Y. Effect of consumed carbon to nitrogen ratio on mycelial morphology and arachidonic acid production in cultures of Mortieralla alpina // J. Biosci. Bioeng.- 2001.- V. 91.-P. 382−389.
  185. Kyle D.J. Arachidonic acid and methods for the production and use thereof. PCT Patent W096/21 037. 1996.
  186. Bajpai P., Bajpai P.K., Ward O.P. Eicosapentaenoic acid (EPA) production by
  187. Mortierella alpina ATCC 32 222 // Appl. Biochem. Biotechnol.- 1991.- V. 31.- P. 267−272.
  188. Shimizu S., Akimoto K., Kawashima H., Shinmen Y., Yamada, H. Production of dihomo-gamma-linlenic acid by Mortierella alpinalS-4 // J. Am. Chem. Soc.-1989a.- V. 66.- P. 237−241.
  189. Shimizu S., Kawashima H., Akimoto K., Shinmen Y., Yamada H. Conversion of linseed oil to an eicosapentaenoic acid-containing oil by Mortierella alpina 1S-4 at low temperature // Appl. Microbiol. Biotechnol.- 1989.- V. 32.- P. 1−4.
  190. Ю.Р. Разработка метода получения полиненасыщенных жирных кислот: Автореф. дис. канд. техн. наук. Казань, 2007.- 20 с.
  191. Shimizu S., Kawashima Н., Akimoto К., Shinmen Y., Yamada H. Microbial conversion of an oil containing alphalinolenic acid to an oil containing eicosapentaenoic acid // J. Am. Chem. Soc.- 1989b.- V. 66.- P. 342−347.
  192. Kendrick A., Ratledge C. Cessation of polyunsaturated fatty acid formation in four selected filamentous fungi when grown on plant oils // J. Am. Oil Chem. Soc.- 1996.- V. 73.- P. 431−435.
  193. Shimizu S., Akimoto K., Shinmen Y., Kawashima H., Sugano L. M., Yamada, H. Sesamin is a potent and specific inhibitor of delta5 desaturase in polyunsaturated fatty acid biosynthesis // Lipids.- 1991.- V 26.- P. 512−516.
  194. Funtikova N. S., Mysyakina, I. S. Synthesis of gammalinolenic acid by mucaraceous fungi utilizing exogenous fatty acids // Microbiology.- 1997.- V. 66.- P. 76−79.
  195. Kavadia A., Komaitis M., Chevalot I., Blanchard F., Marc I., Aggelis G. Lipid and gamma-linolenic acid accumulation in strains of Zygomycetes growing on glucose // J. Am. Oil Chem. Soc.- 2001.- V. 78.- P. 341−346.
  196. Guo X., Ota Y. Incorporation of eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids bya yeast (F0726A) // J. Appl. Microbiol.- 2000.- V. 89.- P. 107−115.
  197. Guo X., Tomonaga Т., Yanagihara Y., Ota Y. Screening for yeasts incorporating the exogenous eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids from crude fish oil // J. Bioscien. Bioeng.- 1999.- V. 87.- P. 184−188.
  198. Hottinger H.H., Richardson Т., Amundson C.H., Stuiber D.A. Utilization offish oil by Candida lipolytica and Geotrichum candidum // Journal of Milk and Food Technology.- 1974a.- V. 37.- P. 463−468.
  199. Hottinger H.H., Richardson Т., Amundson C.H., Stuiber D.A. Utilization of fish oil by Candida lipolytica and Geotrichum candidum. II. Optimization of conditions // Journal of Milk and Food Technology.- 1974b.- V. 37.- P. 522−528
  200. Kinoshita H., Ota Y. Concentration of Docosahexaenoic Acid from Fish Oils Using Geotrichum sp. F0347−2 // Bioscien. Biotechnol. Biochem.-2001.- V. 65.-P. 1022−1026.
  201. Certik M., Sakuradani E., Shimizu S. Desaturase-defective fungal mutants: useful tools for the regulation and overproduction of polyunsaturated fatty acids // Tibtech December. 1998. — V. 16. — P. 500−505.
  202. Shimizu S., Kawashima H., Shinmen Y., Akimoto K., Yamada H. Production of eicosapentaenoic acid by Mortierella fungi // J. Am. Oil Chem. Soc.- 1988.- V. 65.-P. 1455−1459.
  203. Jareonkitmonkol S., Shimizu S., Yamada H. Production of an eicosapentaenoic acid-containing oil by a Al2desaturase-defective mutant of Mortierella alpina 1S-4 // J. Am. Oil Chem. Soc.- 1993.- V. 70.- P. 119−123.
  204. MRS Lipid Analysis Unit Электронный ресурс.: Режим доступа: www.lipid.co.uk. — Загл. с экрана. Яз. англ.
  205. Sigma-Aldrich Электронный ресурс.: Режим доступа: www. sigma-aldrich.com.
  206. Практикум по микробиологии / Под ред. Н. С. Егорова / Учеб. пособие.- М.: Изд-во Моск. гос. ун-та, 1976.- 307 с.
  207. Н.П. Морфология грибов: Учеб. пособие.- Новосибирск: Сиб. унив. изд-во, 2003.- 215 с.
  208. Д., Фотергилл А., Ринальди М. Определитель патогенных и условно патогенных грибов: Пер. с англ.- М.: Мир, 2001.-486 с.
  209. В.М. Стереохимия.- М.: Химия, 1988 464 с.
  210. А.С. 968 072. СССР, МКИ С 12 Q 1/100. / Султанович Ю. А., Нечаев А. П., Барсукова И. А. Способ количественного определения жирно-кислотного состава липидов микроорганизмов. //Б.И. — 1982. — № 39.- С. 223.
  211. Henke Н., Schubert J. HPLC of fatty acid esters of mono- and polyhydric alcohols, part 1: Analytical separation// J. High Resol. Chromat. Chromat. Comm. 1980. — Vol. 3. — P. 69−78.
  212. И.М., Петухова Н. И., Зорин B.B. Скрининг низших грибов -потенциальных продуцентов незаменимых полиненасыщенных жирных кислот // Баш. хим. ж. 2000. — Т.7- № 5.- С. 40−42.
  213. Zhao Yu., DeLancey G.B. Transmembrane distribution of substrate and product during the bioreduction of acetophenone with resting cells of Saccharomyces cerevisiae II Biotechnol. Bioeng.- 1999.- V. 64.- P. 434−441.
  214. Н.И., Давлетова A.P., Привалова И. В., Зорин В. В. Стереоселективное восстановление этилацетоацетата микроорганизмами // Баш. хим. ж.-1998.- т.5.- № 3.-С. 42−45.
  215. ФГУН «Уфимский НИИ медицины труда и экологии человека» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека Аттестат аккредитации ГСЭН.11и.ЦОА.155
  216. Микроморфология. Гифы септированные, бесцветные ползучие, в большинстве погруженные. Нарастающие гифы дихотомически разветвленные. Конидиеносцы отсутствуют. Воздушные гифы вскоре фрагментируются на артроконидии. Форма артроконидий цилиндрическая.
  217. Выделен из кисломолочных продуктов.
  218. В работе использовались белые мыши с исходной массой тела 16−18 г. Содержание животных соответствовало санитарным правилам.
  219. Вирулентность культуры микроорганизма оценивалась в острых опытах на белых мышах и крысах при различных путях введения взвеси бактерий в физиологическом растворе (внутрибрюшинно, перорально и интраназально).
  220. Вводимая доза выражалась величиной десятичного логарифма, соответствующей количеству микробных клеток, полученных животными- каждая доза испытывалась не менее, чем на 6 животных.
  221. Результаты приведены в таблице. Таблица. Оценка вирулентности
  222. Путь введения Вид животных дл501. Внутрибрюшинно Мш > 61. Кс >71. Рег об Мш >91. Кс >91. Интраназально Мш >71. Кс >7
  223. При анализе результатов посевов крови и внутренних органов животных ни в одном из исследований не был обнаружен рост культуры микроорганизма на питательной среде.
  224. Таким образом, диссеминация культуры микроорганизма Оео^сЬиш М (ОеоМсЬиш 85−1) во внутренние органы при поступлении в организм отсутствует.
  225. ЗАКЛЮЧЕНИЕ: Культура микроорганизма ОеойсЬиш М (ОеойсЬигп 85−1) не вирулентна и не обладает способностью к диссеминации во внутренние органы.
  226. Р. Ф. Ткачева С.Г. Черняева Н.Ю.
  227. В.н.с. канд. биол Научные со
Заполнить форму текущей работой

На отлично!