Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Геномный полиморфизм представителей сем. 
Solanaceae (род Solanum, род Lycopersicon, род Capsicum)

Диссертация: Геномный полиморфизм представителей сем. Solanaceae (род Solanum, род Lycopersicon, род Capsicum)
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

На основе данных проведенного комплексного анализа были определены филогенетические связи и таксономический статус исследуемых представителей сем. Solanaceae. Было проведено определение филогенетических отношений по данным комплексного AFLP-, RAPDи ISSR-анализа и сравнение полученных результатов с известными классификациями клубнеобразующих видов Solanum, основанными на морфологическом анализе… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Структурно-функциональная организация генома растений W 1.1. Уникальные последовательности генома растений
    • 1. 2. Характеристика основных семейств генов растительного генома
      • 1. 2. 1. Семейство генов устойчивости растений
      • 1. 2. 2. Семейство MADS-box генов
      • 1. 2. 3. Семейство генов протеинкиназ растений
    • 1. 3. Повторяющиеся последовательности генома растений
      • 1. 3. 1. Фракция высокоповторяющейся ДНК
      • 1. 3. 2. Фракция умеренно-повторяющейся ДНК: гены рРНК и их спейсерные участки
      • 1. 3. 3. Фракция умеренно-повторяющейся ДНК: мобильные элементы % генома растений
    • 1. 4. Молекулярные методы анализа растительного генома
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ В
    • 3. 1. Анализ геномного полиморфизма представителей трех родов сем. Solanaceae
      • 3. 1. 1. Молекулярное маркирование генома методами AFLP-, RAPD- и ISSR анализа, выявление уровней геномного полиморфизма и определение филогенетических связей у видов и сортов рода Solanum L $
        • 3. 1. 1. 1. Анализ межвидового и внутри видового полиморфизма представителей рода Solanum методом AFLP
        • 3. 1. 1. 2. Анализ межвидового и внутривидового полиморфизма представителей рода Solanum методом RAPD
        • 3. 1. 1. 4. Анализ генома представителей рода Solanum методом
    • I. SSR маркирования межмикросателлитных ^ последовательностей
      • 3. 1. 1. 5. Определение филогенетических отношений представителей рода Solanum
        • 3. 1. 1. 6. Выявление межсортового полиморфизма у представителей Solanum: AFLP-, RAPD- и ISSR-маркирование сортов картофеля (S. tuberosum) и RAPD анализ сортов баклажана (S. melongena)
        • 3. 1. 1. 7. Молекулярный анализ фрагментов RAPD-спектра генома картофеля ^
        • 3. 1. 1. 7. Влияние одиночной замены в праймере на перекрьшаемость спектров RAPD- фрагментов 3.1.7.2. Анализ молекулярной природы полученных RAPD фрагментов

        3.1.2. Молекулярное маркирование генома методами RAPD-, AFLP- и ISSR-анализа, выявление уровней геномного полиморфизма и определение филогенетических связей у видов, разновидностей и сортов рода Lycopersicon (Tourn.)Mill.

        3.1.2.1.Определения генетического полиморфизма и филогенетических связей у представителей рода Lycopersicon методом RAPD 3.1.2.2. RAPD-анализ сортов культивируемого томата Lycopersicon esculentum

        3.1.2.3.Определение генетического полиморфизма и филогенетических связей у представителей рода Lycopersicon. методом ISSR

        3.1.2.4. Определение генетического полиморфизма и филогенетических связей у представителей рода Lycopersicon методом AFLP

        3.1.2.5. Таксономические и филогенетические взаимоотношения у дикорастущих и культивируемых видов Lycopersicon, выявляемые при использовании RAPD-, АР LP- и ISSR- маркирования генома

        3.1.3. Молекулярное маркирование генома RAPD-, AFLP- и ISSR- методами и определение филогенетических связей у видов, разновидностей и сортов рода Capsicum L.

        3.1.3.1. Анализ межвидового полиморфизма видов и сортов рода

        Capsicum методом AFLP

        3.1.3.2. Анализ внутривидового полиморфизма у Capsicum, выявляемого методом AFLP

        3.1.3.3. Использование AFLP-системы молекулярного маркирования для определения филогении видов рода Capsicum.

        3.1.3.4. Анализ генома видов и сортов рода Capsicum RAPD-методом

        3.1.3.5. RAPD-анализ межвидового и внутривидового полиморфизма и определение филогении рода Capsicum

        3.1.3.6. Анализ генома видов и сортов рода Capsicum методом ISSRмаркирования межмикросателлитных последовательностей ^^

        3.1.3.7. ISSR-анализ межвидового и внутривидового полиморфизма и определение филогении видов рода Capsicum ^

        3.1.3.8. Использование систем молекулярного маркирования для определения таксономически спорных образцов генетических коллекций Capsicum

        3.1.3.9. Комплексный анализ генетического разнообразия видов Capsicum chinense и Capsicum frutescens с использованием

        AFLP-, RAPD-, ISSR- систем молекулярного маркирования ^

        3.1.3.10. Комплексный анализ генома рода Capsicum с использованием AFLP-, RAPD- и ISSR-систем молекулярного маркирования.

        3.2. Молекулярный анализ основных адаптивно значимых семейств генов (генов резистентности, MADS-box генов и генов, кодирующих протеинкиназы) у представителей сем. Solanaceae

        3.2.1. Разработка метода DDP-маркирования генома.

        3.2.1.1. NBS-маркирование семейства генов резистентности (R-генов и RGAs)

        3.2.1.2. MADS- маркирование семейства гомеозисных генов и РК-маркирование семейства генов серин-треониновых протеинкиназ.

        3.2.2. Молекулярный анализ семейства генов резистентности у представителей рода Solanum

        3.2.2.1. Определение полиморфизма семейства генов резистентности у

        445 сортов картофеля европейской и отечественной селекции ^^

        3.2.3. Молекулярный анализ семейства генов резистентности у представителей рода Capsicum

        3.2.3.1. Общая характеристика полиморфизма RGA-фрагментов видов перца, выяв ленного при использовании метода NBS-маркирования

        3.2.3.2. Использование метода NBS-маркирования для определения филогении RGA-семейства последовательностей у Capsicum

        3.2.3.3. Анализ нуклеотидных последовательностей полиморфных RGA-фрагментов генома Capsicum

        3.2.4. Молекулярный анализ семейства MADS-box генов и их аналогов у представителей рода Capsicum

        3.2.4.1. Использование метода MADS-маркирования для определения филогении семейства MADS-содержащих последовательностей генома Capsicum

        3.2.5. Молекулярный анализ семейства генов, кодирующих серинтреониновые протеинкиназы у представителей рода Capsicum

        3.2.5.1. Анализ нуклеотидных последовательностей полиморфных РКфрагментов ^

        3.3. Разработка метода TAIL PCR для маркирования фланкирующих геномных последовательностей при транспозон-опосредованном AcDs инсерционном мутагенезе

        3.3.1. Использование метода TAIL PCR для анализа эмбрио-дефектной летальной мутации, вызванной инсерцией мобильного элемента

        3.4. Исследование нуклеотидного полиморфизма гена 5.8S и транскрибируемых спейсерных участков (ITS1, ITS2) рибосомной ДНК у представителей сем. Solanaceae

        3.4.1. Анализ последовательности внутренних транскрибируемых спейсерных последовательностей рибосомной ДНК у видов рода Solanum и Lycopersicon

        3.4.2. Анализ последовательности ITS1−5.8S-ITS2 рибосомной ДНК у видов рода Capsicum

        3.5. Детекция SNP в генах Lycopersicon esculentum и Solanum tuberosum и SNP- маркирование генома сортов картофеля

        3.5.1. Выявление SNP в генах томата, картофеля и перца

        3.5.2. Использование SNP для маркирования сортов S. tuberosum генома и определения аллельного статуса методом пиросеквенирования

        3.6. Анализ полиморфизма микросателлитных локусов ядерного генома Solanaceae

        3.6.1. Полиморфизм SSR локусов ядерного генома видов и сортов картофеля

        3.6.2. Полиморфизм SSR локусов ядерного генома видов и сортов перца.

        3.7. Молекулярный анализ хлоропластного генома представителей родов Solanum, Lycopersicon и Capsicum

        3.7.1. Рестрикционный анализ хлоропластной ДНК сортов картофеля

        3.7.2. Анализ микросателлитных локусов хлоропластной ДНК сортов картофеля

        3.7.3. Анализ микросателлитных локусов хлоропластного генома представителей родов Capsicum и Lycopersicon

Геномный полиморфизм представителей сем. Solanaceae (род Solanum, род Lycopersicon, род Capsicum) (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Семейство Solanaceae является одним из самых представительных семейств двудольных растений и, кроме того, включает виды, являющиеся основными овощными сельскохозяйственными культурами — картофель, томат и перец, относящиеся к трем основным родам семейства Solanum, Lycopersicon и Capsicum.

Род Solanum является самым многочисленным из родов семейства Solanaceae. Картофель {Solanum tuberosum) и родственные ему дикорастущие и культивируемые клубнеобразующие виды Solanum объединены в подсекцию Potatoe, которая, была подразделена на 19−25 серий (Юзепчук, 1938, Букасов, 1955, 1980, Жуковский 1964, Букасов, Камераз, 1972, Hawkes, 1990, 1994). Такая классификация основывалась прежде всего на морфо-физиологических данных и / или географии распространения видов, а также подразумевала наличие филогенетических отношений между видами, составляющими одну серию. Проводимая в последнее время ревизия и значительное расширение коллекций образцов видов Solanum выявили существенные проблемы, связанные с определением уровней биоразнообразия и филогенетических связей, а также установлением границ для видов и серий видов (Spooner, Castillo, 1997, Spooner, Hijmans, 2001, van der Berg et al., 2002). Для выявления спорных таксономических вопросов и более полной характеристики вида и серии видов рекомендовалось использовать молекулярные методы маркирования генома. Использование методов молекулярного анализа хлоропластной и ядерной ДНК картофеля показало часто встречающееся объединение в одну серию неродственных видов (Hosaka, 1996, Spooner, Castillo, 1997, Kardulos et al., 1998, Brayen et al., 1999, van der Berg et al., 2001). До настоящего момента статус некоторых таксонов внутри рода остается не вполне ясным, также не были проведены оценки межвидового и внутривидового полиморфизма и филогенетических отношений между сериями видов.

Несмотря на небольшое количество видов, составляющих род Lycopersicon (9−11), классификация томатов до сих пор окончательно не разработана. Исходно таксономия рода Lycopersicon базировалась на морфологических (Muller, 1940, Брежнев, 1958, Rick, 1976, Храпалова, 1999), цитологических (Rick, Yoder, 1988), а так же биохимических (Rick, 1983, Rick, Yoder, 1988) характеристиках, на основании которых было предложено несколько классификаций рода (Muller, 1940, Брежнев, 1958, Rick, 1976, Храпалова, 1999). Однако также как и в случае с родом Solanum, до настоящего момента статус некоторых таксонов внутри рода остается не вполне определенным.

Перец (род Capsicum) наряду с томатом и картофелем, является одной из основных овощных культур, однако, в отличие от последних представляет собой один из наименее исследованных родов этого семейства. Несмотря на то, что пять из двадцати семи, выделяемых на сегодняшний день, видов перца широко культивируются (Pickersgill, 1997), представители рода Capsicum изучены весьма скудно как в генетическом, так и молекулярном плане.

Данные по систематике рода Capsicum также весьма противоречивы (Eshbaugh, 1980; Walsh, Hoot, 2001). Некоторые систематики описывали свыше 100 видов, в то время как другие выделяли лишь несколько видов, составляющих этот род (Eshbaugh, 1980). При отмечаемом фенотипическом полиморфизме рода Capsicum многие виды имеют перекрывающуюся морфологию, в результате чего идентификация, основывающаяся на морфологическом анализе, часто бывает весьма затруднительна. Исследование запасных белков семян (Panda et al., 1986) и анализ полиморфизма изозимных локусов у представителей рода Capsicum (Jensen et al., 1979) нередко показывает невозможность выделить отдельные виды. Схожие трудности в идентификации возникают и при использовании цитологического анализа (Pickersgill, 1979). Все это указывает на необходимость использования дополнительных диагностических методов, в том числе и высокоразрешающих систем молекулярного маркирования.

Также крайне актуальны вопросы, связанные с оценкой и анализом геномного полиморфизма основных родов и видов, составляющих семейство Solanaceae. Большая часть биохимических и молекулярных исследований были сфокусированы в основном на анализе только культивируемых видов, таких как Solanum tuberosum, Lycopersicon esculentum и Capsicum annuum (Prince et al, 1992,.

Paran et al, 1998, Rodriguez et al, 1999), в то время как потенциал биоразнообразия остальных как культивируемых, так и дикорастущих видов упускался из виду. Между тем не исключено, что именно они могут стать донорами важных агрономических признаков, и в первую очередь устойчивости к фитопатогенам и вредителям (Pickersgill, 1980; Тимина, Балашова, 1983; Мамедов, Пивоваров, 2002).

Исходя из выше изложенного, целью данного исследования было проведение комплексного мультилокусного молекулярного анализа ядерного и хлоропластного генома Solanaceae, который позволил бы охарактеризовать различные его участкивыявление уровней межвидового и внутривидового геномного полиморфизма, в том числе и последовательностей семейств адаптивно-значимых генов, у представителей трех родов сем. Solanaceae. Также особый интерес представляло определение филогении взятых в анализ культурных и дикорастущих видов Solanum, Lycopersicon и Capsicum и подтверждение таксономические статусы каждого образца, а также в ряде случаев определение таксономических границ вида. Для достижения поставленных были целей сформулированы следующие задачи:

1. Использование методов молекулярного мультилокусного анализа (AFLP, RAPD, ISSR), маркирующие как уникальные, так и повторяющиеся участки генома, для определения уровней межвидовой и внутривидовой вариабельности у представителей Solanaceae. Определение молекулярной природы амплифицированных RAPD фрагментов. Выявление уровней полиморфизма и степени родства у сортов картофеля, томата и перца.

2. На основе комплексного молекулярного маркирования генома перца установление филогенетические связи между видами родов семейства.

3. Использование метода анализа микросателлитных локусов ядерного и хлропластного генома для определения уровней полиморфизма этих локусов и маркирования генома представителей Solanaceae.

4.Разработка метода маркирования полиморфизма последовательностей основных адаптивно-значимых семейств растительных генов (семейства генов устойчивости, гомеозисных генов и генов протеинкиназ), и определение потенциала биоразнообразия этих генов у представителей Solanaceae. Анализ представленности генов устойчивости в геноме и определения возможности генетической эрозии у современных сортов картофеля.

5. Создание коллекции SNP маркеров и применение ее для анализа и идентификации геномов сортов томата и картофеля.

6. Определение и характеристика последовательности внутренних транскрибируемых спейсерных участков (ITS1, ITS2) рибосомной ДНК и гена 5.8S рРНК у видов рода Solanum и Capsicum. Исследование нуклеотидного полиморфизма данных последовательностей.

ВЫВОДЫ.

1. Впервые проведено комплексное молекулярное маркирование ядерного и хлоропластного генома трех родов сем Solanaceae (род Solanum, род Lycopersicon, род Capsicum), включая анонимные участки генома, микросателлитные повторы рибосомальные опероны, семейства генов (гены устойчивости, гомеозисные MADS-box гены, гены серин-треониновых протеинкиназ).

2. На основе AFLP-, RAPD-, ISSR-маркирования определены уровни межвидового и внутривидового полиморфизма геномов каждого из анализируемых родов. Показано, что уровень межвидовых различий у исследованных представителей трех родов семейства Solanaceae в целом сходен и укладывается в рамки 0.14−0.53.

3. На основе ДНК маркеров определены филогенетические связи и таксономический статус представителей семейства Solanaceae.

— Молекулярная филогения видов рода Solanum подсекции Potatoe, построенная по AFLP, RAPD и ISSR маркерам, в целом совпадает с морфологической. Виды серии Tuberosa подразделяются на две основные группы: культивируемые и дикорастущие виды серии. В соответствии с морфо-экологическими данными показано сходство геномов географически разобщенных видов S. demissum серии Demissa и видов серии Acaulia. Для ряда видов (S. multidissectum, S. tarijense) показано филогенетическое родство с видами других серий.

— Подтверждены видовые статусы близкородственных таксонов рода Capsicum (С. аппиит, С. frutescens, С. chinense, С. baccatum, С. praetermissum) и установлены филогенетические связи между 11 видами перца, в том числе и ранее неисследованными. Впервые проведен молекулярный анализ генома видов С. galapagoense и С. tovarii и определено их филогенетическое положение. Предложена неформальная классификация рода Capsicum, подразделяющая его на комплексы близкородственных видов.

— Показано, что молекулярная филогения рода Lycopersicon, построенная по маркерам AFLP, RAPD и ISSR, коррелирует с систематикой этого рода, основанной на морфологических характеристиках. Предложен пересмотр таксономического статуса представителей вида L. peruvianum и возможное выделение образцов L, peruvianum ssp. dentatum в отдельный вид.

3. Установлена молекулярная природа амплифицируемых RAPD-фрагментов. Обнаружено, что анализируемый RAPD-спектр представлен преимущественно уникальными, а также слабо повторяющимися последовательностями генома. Показаны возможности использования клонированных фрагментов ДНК в качестве зондов для определения межвидовых и межсортовых различий у картофеля. Определен геномный полиморфизм и уровень родства геномов 54 сортов картофеля отечественной селекции.

4.Разработан и использован для определения уровней биоразнообразия у различных видов и сортов растений сем Solanaceae метод домен-направленного маркирования (DDP) семейства адаптивно-значимых генов. Клонированием и секвенированием ДНК показано, что DDP-спектры содержат последовательности, гомологичные генам устойчивости, гомеозисным генам и генам серин-треониновых протеинкиназ, в том числе и ранее неизвестным для данного семейства растений. Показано, что DDP-маркирование может быть использовано для филогенетического анализа соответствующих семейств генов. Впервые проведена оценка представленности генов устойчивости в геноме 445 современных сортов картофеля отечественной и европейской селекции и определены группы сортов наиболее дивергентные по этому признаку. Анализ пула генов устойчивости не выявил возможной генетической эрозии у современных сортов картофеля.

5. Разработана модифицикация метода TAIL PCR для маркирования фланкирующих геномных последовательностей при транспозон-опосредованном AcDs инсерционном мутагенезе. Показана возможность использования TAIL PCR фрагментов непосредственно для прямого секвенирования без предварительного клонирования, а также в качестве зондов для сканирования геномных библиотек. Использование TAIL PCR позволило выявить новый ген SSR16, отвечающий за развитие эмбриона в постглобулярно-серцевидной стадии.

6. Создана панель SNP-маркеров генов Lycopersicon esculentum и Solanum tuberosum, которые могут быть использованы для анализа и идентификации геномов сортов томата и картофеля. Впервые с использованием методом пиросеквенирования проведено SNP-маркирование генома 350 сортов S. tuberosum и определен аллельный статус SNP у тетраплоидного картофеля.

7. Проведен анализ микросателлитов ядерного генома видов и сортов Capsicum и Solanum. Идентифицированы аллельные варианты 4 микросателлитных локусов генома перца и 10 локусов генома картофеляопределены частоты встречаемости и информативность каждого локуса. Данные использованы для составления индивидуальной аллельной формулы и паспортизации 32 сортов картофеля и 33 образцов 10 видов и сортов Capsicum.

8. Проведен анализ эволюционной изменчивости ITS1−5.8S-ITS2 фрагмента рибосомного оперона у 15 видов сем Solanaceae. Впервые обнаружен и охарактеризован межвидовой полиморфизм у видов рода Solanum подсекции Potatoe и видов рода Capsicum. На основе данных анализа нуклеотидного полиморфизма внутренних транскрибируемых спейсеров рибосомных генов (ITS) перца выявлена внутригеномная вариабельность ITS-фрагментов и впервые показано одновременное присутствие в геномах индивидуальных растений двух дивергентных типов рДНК, различающихся наличием 43-нуклеотидной делеции.

9. Микросателлитный анализ был использован для исследования полиморфизма хлоропластного генома видов и сортов родов Capsicum и Solanum. Охарактеризованы 6 микросателлитных локусов хлДНК 43 представителей 11 видов рода Capsicum, определены частоты встречаемости, и информативность каждого локуса. Для каждого вида перца идентифицирован свой специфический гаплотип хлоропластной ДНК. Впервые продемонстрировано наличие у сортов картофеля хлоропластной ДНК двух типовТ и W. Показано, эти различия в хл ДНК связаны с делецией длиной ~ 230 н.п. в районе геновpsaA-psbD пластома.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Был проведен молекулярный мультилокусный анализ представителей трех родов сем. Solanaceae — рода Solanum, рода Lycopersicon и рода Capsicum — с использованием методов AFLP, RAPD и ISSR, маркирующих как уникальные, так и повторяющиеся участки генома. По данным AFLP-, RAPDи ISSR-маркирования были определены уровни межвидового и внутривидового полиморфизма геномов каждого из анализируемых родов. Показано, что уровень межвидовых различий у представителей трех родов сем. Solanaceae, в целом, сходен и укладывается в рамки 0.14−0.53. Был определен уровень внутривидовой вариабельности, который не превышал значений 0.12−0.13.

На основе данных проведенного комплексного анализа были определены филогенетические связи и таксономический статус исследуемых представителей сем. Solanaceae. Было проведено определение филогенетических отношений по данным комплексного AFLP-, RAPDи ISSR-анализа и сравнение полученных результатов с известными классификациями клубнеобразующих видов Solanum, основанными на морфологическом анализе (Букасов 1955, 1960, Hawkes, 1990). В целом, можно говорить о соответствии классификаций, основанных на морфологических и эколого-географических данных, результатам филогенетических построений на основе молекулярного анализа генома. Были подтверждены видовые границы. Молекулярные данные также подтвердили объединение видов в серии Pinnatisecta, Acaulia, Longipendicellata. При этом отмечены значительные отличия генома видов Pinnatisecta от генома представителей других серий, что совпадает с представлениями о серии Pinnatisecta, как более древней и примитивной и подтверждается морфологическими данными. Однако использование различных типов молекулярных маркеров не поддержало дробление серии Tuberosa, основанное на географии произрастания видов. Так, по данным проведенного нами филогенетического анализа, основанного на результатах комплексного молекулярного маркирования, взятые в анализ виды серии Tuberosa, подразделяются лишь на две основные группы, а не на пять, как было предложено.

Hawkes, 1990). Одна включает преимущественно культивируемые виды (S. tuberosum, S. andigenum, S phureja и S. weberbaueri), другая — все анализируемые дикорастущие виды серии. При этом не наблюдается более мелкого подразделения, основанного на видовых ареалах (Букасов, 1955, 1971, Hawkes, 1990). Молекулярные данные однозначно подтвердили предполагаемое по результатам морфо-экологического анализа сходство геномов географически разобщенных видов S. demissum и видов серии Acaulia. Для ряда видов (S. multidissectum, S. tarijense) показано филогенетическое родство с видами не своих серий.

В работе впервые был проведен AFLP-, RAPDи ISSR-анализ вариабельности культивируемых Solanum и определен геномный полиморфизм и уровень родства геномов 54 сортов картофеля S. tuberosum и 12 сортов баклажан S. melongena отечественной селекции.

В данной работе была также впервые определена молекулярная филогения рода Capsicum, включающая все 11 видов перца, выделяемых на сегодняшний день, в том числе и ранее неисследованные. Были подтверждены видовые статусы близкородственных таксонов рода Capsicum (С. аппиит, С. frutescens, С. chinenseС. baccatum, С. praetermissum) и установлены филогенетические связи между видами. Впервые проведен молекулярный анализ генома видов С. galapagoense и С. tovarii и определено их филогенетическое положение. По результатам молекулярного маркирования нами была предложена неформальная классификация рода Capsicum, подразделяющая его на комплексы близкородственных видов.

Была выявлена корреляция молекулярной филогении рода Lycopersicon, построенная по маркерам AFLP, RAPD и ISSR, и систематикой этого рода, основанной на морфологических характеристиках. По результатам маркирования генома нами предложен пересмотр таксономического статуса представителей вида L. peruvianum и возможное выделение образцов L. peruvianum ssp. dentatum в отдельный вид.

На основании полученных данных было показано, что разработанный в сотрудничестве с голландскими учеными метод домен-направленного маркирования (DDP) адаптивно-значимых генов, характеризующихся присутствием консервативных доменных структур, может быть широко применен для определения уровней биоразнообразия у различных видов и сортов растений. В работе было показано, что DDP-спектры высоко насыщены последовательностями генов и аналогов генов резистентности, гомеозисных генов и генов протеинкиназ. Выявленная на картофеле и перце корреляция между NBS-маркерами и устойчивостью к фитопатогенам может говорить о возможности применения метода DDP для поиска молекулярных маркеров, ассоциированных с признаками устойчивости у различных растений не только трех родов сем Solanaceae, а также других семейств (Poaceae, Brassicaceae, Oleaceae и др.). Помимо этого, маркерный фрагмент сам может быть начальной точкой для идентификации и клонирования новых адаптивно-значимых генов. Так, в работе были приведены данные по идентификации ряда новых для сем. Solanaceae R-генов, RGAи РК-последовательностей.

Проведенное нами сравнение современных сортов картофеля европейской и отечественной селекции позволило оценить степень представленности в их геномах RGA-фрагментов, выявить наиболее дивергентные группы, а также сорта, не отличающиеся по присутствию в их геномах последовательностей генов устойчивости. Впервые проведенная сравнительная оценка пула резистентных генов сортов, полученных в различные периоды времени (1902;1940, 1940;1970, 1970;1995 гг.), показала отсутствие процессов генетической эрозии у современных сортов картофеля. Как было показано для сортов S. tuberosum и С. аппиит, DDP-маркирование может быть использовано в качестве нового подхода для поиска образцов дикорастущих видов-доноров генов хозяйственно-ценных признаков и дальнейшего использования их в селекционной практике. Основываясь на данных анализа представителей сем. Solanaceae, можно сказать, что DDP-маркирование может быть надежным источником ДНК-маркеров различных процессов в клетке, таких как устойчивость к фитопатогенам, морфогенез и реакции, контролируемые различными протеинкиназами.

В результате проведенной работы нами был модифицирован метод TAIL PCR, позволяющий детектировать фланкирующие последовательностей при транспозон-опосредованном, А с Шз-инсер ционном мутагенезе. Разработаны специфические праймеры комплементарные 5'- и 3'-концам Ds-транспозона и случайные вырожденные AD праймеры. Показана возможность использования TAIL PCR фрагментов непосредственно, без предварительного клонирования для прямого секвенирования, а также в качестве зондов для сканирования фаговых, YACи ВАСгеномных библиотек.

Нами была получена мутантная коллекция линий арабидопсиса, основанная на использовании системы/!сlDs-транспозон-маркированной ловушки генов. Анализ линии, характеризующейся эмбрио-летальным фенотипом, методом TAIL PCR позволил идентифицировать последовательность гена-мишени. Это оказался ген, ранее у растений неидентифицированный и обозначенный нами как SSR16. Предполагается, что белок SSR16 участвует в сборке и стабилизации рибосомы, а также играет важную роль, либо качественную, либо количественную, в эмбриогенезе растений.

Проведенный в нашей работе анализ рибосомных оперонов позволил идентифицировать нуклеотидные последовательности ITS l-5.8S-ITS2-paftoHa и определить уровни его вариабельности у представителей видов подсекции Potatoe рода Solanum и видов Capsicum. Была впервые вьмвлена внутригеномная вариабельность ITS-фрагментов и одновременное присутствие в геноме двух дивергентных типов рДНКITSL и ITSSпоследний из которых, по всей видимости, является нефункциональной делегированной копией (псевдогеном) полноразмерного экспрессирующегося рибосомного оперона. Существование двух типов ITS в геноме рода Capsicum связывается нами с возможным существованием нескольких независимо корректируемых паралогов оперона рибосомных генов, локализованных на разных хромосомах. Сопоставление последовательностей рДНК трех родов Solanaceae показал сходство уровней межвидовой дивергенции, было выявлено неравномерное расположение точковых замен и выделены участки с повышенным их содержанием.

Сравнительный анализ рибосомных оперонов представителей всех трех родов показал большее сходство ITS1−5.8S-ITS2 районов Solanum и Lycopersicon. Последовательности Capsicum значительно отличались от них как по размеру, так и по количеству нуклеотидных замен и протяженных инделей. Наибольшим консерватизмом ITS-последовательностей и генов 5.8S отличался род Lycopersicon. Сравнение степени межвидового полиморфизма ITS1−5.8S-ITS2 районов рибосомных оперонов у представителей различных родов сем. Solanaceae с семейством однодольных — сем. Роасеае (род Aegilops) — выявило значительные различия в эволюционировании этих участков генома. Скорости межвидовой дивергенции у представителей сем. Solanaceae существенно превышали таковые у представителей сем. Роасеае.

На основании анализа 45 экзонных последовательностей генов в данной работе было выявлено 45 новых SNP-маркеров генома томата и картофеля. Для широкомасштабного анализа SNP генома растений впервые был использован метод пиросеквенирования. Было показано, что использование метода пиросеквенирования позволяет с высокой точностью определить степень гетерозиготности SNP-аллелей у полиплоидных геномов картофеля. По шести SNP было проведено генотипирование 350 сортов картофеля, были определены аллельные варианты и степень гетерозиготности шести анализируемых SNP локусов. Наиболее часто встречающимся генотипом был AClemir 3TAct4i AYTchln GGst206 AGppc TCcatДля 138 (38%) сортов был характерен уникальный SNP генотип.

Для детекции вариабельности 11 микросателлитных локусов видов и сортов картофеля был использован метод SSR-анализа. Для каждого SSR-локуса было определено количество аллельных вариантов и степень информативности микросателлита для выявления и маркирования полиморфизма генома представителей рода Solanum. В результате для каждого анализируемого генотипа был получен свой специфический набор аллельных вариантов микросателлитных локусов, который может являться своеобразным молекулярным паспортом данных сортов и образцов картофеля.

В результате проведенной работы показана ограниченная возможность использования для маркирования генома перца праймеров, разработанных к ядерным микросателлитным локусам генома картофеля и томата. Из 26 праймерных пар только четыре позволили амплифицировать SSR-локусы у.

Capsicum и было выявлено 26 аллельных фенотипов, а для ряда видов идентифицированы видоспецифичные варианты аллелей. Такое незначительное число микросателлитных локусов Capsicum, сходных по своим фланкирующим последовательностям с консервативными последовательностями Solanum и Lycopersicon, может говорить об относительно невысокой синтении их геномов по щ сравнению с коллинеарностью геномов S. tuberosum и L. esculentum.

В данной работе впервые вариабельность микросателлитных локусов хлоропластной ДНК была использована для анализа пластома сортов картофеля отечественной селекции. Для 27 сортов из 28анализируемых был определен сортоспецифичный гаплотип хлоропластного генома. Также в работе у сортов картофеля были определены аллельные варианты хлоропластных локусов и коэффициент информативности каждого. Показано, что использование лишь трех информативных микросателлитных локусовNTC6, NTC8, NTC9- позволяет маркировать пластом сортов картофеля и использовать их в качестве маркеров при проведении межвидовых и межсортовых скрещиваний и при анализе.

• цибридов. Кроме того, методом RFLP нами впервые продемонстрировано наличие у сортов картофеля хлоропластной ДНК двух типов — Т и W. Показано, что эти различия в хлДНК связаны с делецией длиной ~ 230 н.п. в районе геновpsaA-psbD пластома.

В нашей работе микросателлитный анализ был также впервые использован для исследования полиморфизма хлоропластного генома видов и сортов родов Capsicum и Lycopersicon. Так, для каждого вида перца был идентифицирован свой специфический гаплотип хлоропластной ДНК. Исследование внутривидового полиморфизма хлоропластной ДНК представителей С. аппиит в дополнение к данным о полиморфизме ядерного.

• генома подтвердило генетическую консервативность этого вида и в особенности культурных форм овощного перца. Наблюдаемое филогенетическое родство пластома проанализированных видов рода Capsicum в целом конгруэнтно филогении, основанной на данных морфологии видов, а также результатах изоферментного и молекулярного анализов ядерного генома перца, что, по всей видимости, может говорить о сходстве эволюционных процессов в ядерном и хлоропластном геномах перца. Сравнительный анализ cpSSR-локуеов пластома всех анализируемых сортов Lycopersicon показал их мономорфизм: все они имели одинаковый гаплотип пластома.

Результаты, полученные в данной работе, свидетельствуют о высокой эффективности применения различных молекулярных методов для комплексной характеристики генома растений, оценки уровней вариабельности и идентификации отдельных образцов, а также для филогенетических построений.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Д.Д. Томаты. Л., 1955. 349 с.
  2. Д.Д. Томат Lycopersicon Tourn. // Культурная флора СССР. М.- Л. 1958. С. 1−288.
  3. К.З. Использование мирового генофонда картофеля в селекции. // Доклады Рос. акад. с.-х. Наук. 1994а. № 3. С. 12−14.
  4. К.З. Мировой генофонд растений ВИР и его использование в селекции. // С.-х. Биология. Серия «Биология растений». 19 946. № 3. С.32−39.
  5. К.З., Гавриленко Т. А. Генетические основы отдаленной гибридизации картофеля. //Генетика. 1994. Т.ЗО. № 10. С.1413−1422.
  6. С.М. Огородные пасленовые./Возделываемые растения Мексики, Гватемалы, Колумбии. Л. 1930. С.261−278.
  7. С.М. Система видов картофеля.// В кн. Проблемы ботаники. М-Л., 1955. С. 317−326.
  8. С.М. Систематика видов картофеля секции Tuberarium (Dun)Buk. Рода Solanum L.// Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 1971, Т.46. С. 3−44.
  9. С.М., Камераз А. Я. Селекция и семеноводство картофеля. Л.: Колос, 1972. С. 358.
  10. С.М., Трулева Л. М. Очерк ботанической географии диких видов картофеля.// Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 1982, Т.73. С.91−94.
  11. С.М. К систематике вилов картофеля. // В кн. Вопросы эволюции, биогеографии, генетики и селекции. М-Л., 1980. С.61−67.
  12. А.Р., Бухаров А. Ф. Анализ репродуктивных взаимоотношений четырех видов перца.// Сб. науч. тр. Всеросс. НИИ селекции и семеноводства овощных культур. 1998. Вып.35.
  13. Н.И. Мексика и центральная Америка, как основной центр происхождения культурных растений Нового Света.//Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1931. Т.26. Вып.З. С. 135−178.
  14. Н.И. Закон гомологических рядов в наследственной изменчивости. JL: Наука. 1987. 259 с.
  15. B.JI. Овощные пасленовые. / Культурная флора СССР. М.: 1958. Т. XX. С. 289−393.
  16. Г. С. Перец Capsicum Tourn. Автореф. дис. на соиск. уч. степени д-ра с.-х. наук. Л. 1974.
  17. С.А., Кокаева З. Г., Боброва В. К. Использование молекулярных маркеров для анализа генома растений.// Генетика. 1999. Т. 35. № 11. С. 15 381 549.
  18. Ежова Т.А. Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Как модельный объект для изучения генетического контроля морфогенеза.//Генетика. 1999. Т.35. С. 1522−1537.
  19. П.М. Перец овощной (Capsicum L.). / Культурные растения и их сородичи. Ленинград. 1971. С.639−642.
  20. А.А., Балашова Н. Н., Король А. Б., Самовол А. П., Грати В. Г., Кравченко А. Н., Добрянский В. А., Смирнов В. А., Бочарникова Н. И. Эколого-генетические основы селекции томатов. Кишинев: Штиинца. 1988. 429 с.
  21. Картофель// под ред. Н. С. Бацанова, М., 1970.
  22. О.В., Кокаева З. Г., Гостимский С. А., Петрова Т. В., Осипова Е. С. Создание SCAR-маркера у гороха (Pisum sativum L.) на основании RAPD-анализа.// Генетика. 2001. Т. 37. № 4. Р. 574−581.
  23. З.Г., Боброва В. К., Вальехо-Роман К.М., Гостимский С. А., Троицкий А. В. RAPD-анализ самоклональной и межсортовой изменчивости гороха.// Докл АН. 1997. Т.355. № 1. С. 134−136.
  24. М.И., Пивоваров В. Ф. и др. Селекция томата, перца и баклажана на адаптивность / Всеросс. НИИ селекции и семеноводства овощ, культур. М.: 2002.
  25. М.И., Пышная О. Н. Интродукция некоторых видов Capsicum в условиях Нечерноземья России. // Междунар. науч.-практ. конф. Селекция и семеноводство овощных культур в XXI в. М.: 2000. Т.2.С. 182−183.
  26. Молекулярные основы геносистематики//под ред. Антонова А. С., Изд-во МГУ, М., 1980
  27. В.Ф. Селекция и семеноводство овощных культур. М.:1999. С.
  28. В. А. Получение пластомных хлорофиллдефектных мутантов у видов семейства Пасленовых.// Цитология и генетика, 1994, т.38, № 2, с.42−48.
  29. А.П., Муха Д. Б. Выявление внутривидового внутреннего полиморфизма внутренних спейсеров рибосомной ДНК кукурузы.//Молекулярная биология.2000.Т.34. С.308−310.
  30. В.А., Самойлов В. М., Самойлов A.M. и др. Цибриды картофеля с цитоплазмой различных видов пасленовых // Докл. АН СССР. 1989, т.308, № 3, с.741−743.
  31. О.О., Балашова Н. Н. Доноры устойчивости к болезням в генофонде рода Capsicum L.II Изв. АН МССР. Биол. и хим. науки. 1985. Т.2. С. 27−32.
  32. А.В. Исследование по молекулярной филогенетике расстений: от внутривидового полиморфизма до макросистематики. Автореф. дисс. д-ра биол. наукМ.: МГУ. 1999. 64с.
  33. И. А. Род Lycopersicon (Tourn.) Mill. // Труды по прикл. бот., ген. и сел. СПб., 1999. Т. 157. С. 24−55.
  34. И.А. История таксономии и наменклатуры рода Lycopersicon (Solanaceae). // Труды по прикл. бот., ген. и сел. СПб., 1999. Т. 157. С. 13−24.
  35. С.Н. Гены устойчивости растений: молекулярная и генетическая организация, функция и эволюция.//Журнал Общей Биологии. 2003. Т.64. С. 195−214.
  36. Aarts M.G.M., Те Lintel Hekkert В., Holub Е.В., Beynon J.L., Stiekema W.J. Pereira A. Identification of R-gene homologous DNA fragmentsgenetc ically linked to disease resistance loci in Arabidopsis thaliana.// MPMI. 1998. V. 11. P. 251−258.
  37. Ainouche M.L., Bayer R.J. On the origins of the tetraploid Bromus species (section Bromus, Роасеае): Insights from the internal transcribed spacer sequences of nuclear ribosomal DNA. // Genome. 1997. V.40. P.730 -743.
  38. Altschul S.F., Madden T.L., Schifer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs.//Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3389−3402.
  39. Angenent G.C., Colombo L. Molecular control of ovule development.//Trends Plant Sci. 1996. V. l P.228−232.
  40. Arabidopsis Genome Initiative, Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana.//Nature. 2000. V. 408. P.796−815. «Araujo P.G., Casacuberta, J.M., Costa A.P., Hashimoto R.Y., Grandbastien M.A., Van
  41. Arumuganathan K., Earle E.D. Nuclear DNA Content of Some Important Plant Species.
  42. Avise J.C. Molecular markers, natural history and evolution. Chapman and Hall, New York.
  43. Avramova Z., Tikhonov A., SanMiguel P., Jin Y.-K., Liu C., Woo S.-S., Wing R. A. and Bennetzen J. L. Gene identification in a complex chromosomal continuum by local genomic cross-referencing.//Plant J. 1996. V.10. P. l 163−1168.
  44. Baker В., Shell J., Lorz H., Fedoroff NV. Transposition of the maize controlling element Activator in tobacco// Pros Natl Acad Sci USA, 1986, V.83, P. 4844−4848.
  45. Baker В., Zambryski P., Staskawicz В., Dinesh-Kumar S.P. Signaling in plant-microbe interactions.//Science. 1997. V. 276. P. 726−733.
  46. Ballard R.E., McClure J.W., Eshbaugh W.H., Wilson K.G. A chemosystematic study of ^ selected taxa of Capsicum. ilAm J Bot. 1970.V.57.P.225−233.
  47. Barakat A., Matassi G., Bernardi G. Distribution of genes in the genome of Arabidopsis thaliana and its implication for the genome organization in plants.// Proc Natl Acad Sci USA. 1998. V.95. P. 10 044−10 049.
  48. Barkman T.J., Simpson B.B. Hybrid origin and parentage of Dendrochilum acuiferum (Orchidaceae)inferred in a phylogenetic context using nuclear and plastid DNA sequence data.// Syst.Bot. 2002. V.27. P. 209 -220.
  49. Batley J., Barker G., O’Sullivan H., Edwards K.J., Edwards D. Mining for Single Nucleotide Polymorphinsms and Insertions/Deletions in Maize Expressed Sequence Tag Data.// Plant Physiology. 2003. V. 132, P. 84−91.
  50. Baumel A., Ainouche M.L., Levasseur J.E. Molecular investigations in populations of Spartina anglica C.E.Hubbard (Poaceae) invading coastal Brittany (France).// Mol.Ecol. 2001. V.10. P.1689 -1701.
  51. Belfiore N.M., Hoffman F.G., Baker R. J. and Dewoody J.A. The use of nuclear and mitochondrial single nucleotide polymorphisms to identify cryptic species.// Molecular Ecology. 2003. V.12. P. 2011−2017.
  52. Benito M.I., Walbot V. Characterization of the maize Mutator transposable element
  53. MURA transposase as a DNA-binding protein. //Mol. Cell Biol., 1997, V. 17, P. 5165−5175.
  54. Bennetzen J. L. Mechanisms and rates of genome expansion and contraction inflowering plants.// Genetica. 2002 V.115. P. 29−36. Bennetzen J. Plant genomics takes root, branches out.// Trends Genet. 1999. V.15. P.85−87.
  55. Bent A.F. Plant disease resistance genes: function meets structure.// Plant Cell. 1996. V. 8. P. 1757−1771.
  56. Blanco A., Bellomo M.P., Cenci A., De Goiovanni C., D’Ovidio R., Iacono E., Laddomada В., Pagnotta M.A., Porceddu E., Sciancalepore A., Simeone R,
  57. Tanzarella О.A. A genetic linkage map of durum wheat.// Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.721−728.
  58. Boniebale MW., Plaisted RL., Tanksley SD. RFLP maps based on a common set of clones reveal modes of chromosomal evolution in potato and tomato.// Genetics. 1988. V. 120. P. 1095−1103.
  59. Bonnema AB, Melzer JM, Murray LW, O’Connell MA Non-random inheritance of organell genomes in symmetric somatic hybrids, between Lycopersicon esculentum and L. pennellii// Theor Appl. Genet. 1992. 84: 435−442.
  60. Borodulina O.R., Kramerov D.A. Short interspersed elements (SINEs) from insectivores. Two classes of mammalian SINEs distinguished by A-rich tail structure // Mammalian Genome. 2001. 12, 779−786.
  61. Bosland P.W. and Votava E.J. Vegetable and spice Capsicums.// Crop production science in horticulture series. CABI Publishing, CAB International. 2000.
  62. Braun D.M., Garcia X.U., Stone J.M. Protein phosphorylation: examining the plant PU.// Trends Plant Sci. 1996. V.l.P.289−291.
  63. Brochmann C., Nilsson Т., Gabrielsen T.M. A classic example of postglacial allopolyploid speciation reexamined using RAPD markers and nucleotide sequences: Saxifraga osloensis (Saxifragaceae).//Symb.Bot.Ups. 1996. V.31. P.75−89.
  64. Bryan G.J., McNicoll J., Ramsay G., Meyer R.C., De Jong W.S. Polymorphic simple sequence repeat markers in chloroplast genomes of Solanaceous plants. // Theor Appl Genet. 1999. V.99. P.859−867.
  65. Buckler E.S., Holtsford T.P. Zea ribosomal repeat evolution and substitution patterns.// Mol.Biol.Evol. 1996a. V.13. P. 623−632.
  66. Buckler E.S., Holtsford T.P. Zea systematics: Ribosomal ITS evidence.// Mol.Biol.Evol. 1996b. V.13. P.612 -622.
  67. Buckler E.S., Ippolito A. and Holtsford T.P. The evolution of riobosomal DNA: divergent paralogues and phylogenetic implication. // Genetics. 1997. V.145. P.826−832.
  68. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gresshoff P.M. Primer-template interactions during DNA amplification fingerprinting with single arbitrary oligonucleotides. //Mol Gen. Genet. V. 235. P. 157−165.
  69. Caicedo A.L., Schaal B.A., Kunkel B.N. Diversity and molecular evolution of the RPS2 resistance gene in Arabidopsis thaliana. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 302−306.
  70. Casacuberta E., Casacuberta J.M., Puigdomenech P., Monfort, A. Presence of miniature inverted-repeat transposable elements (MITEs) in the genome of Arabidopsis thaliana: characterisation of the Emigrant family of elements. Plant J., 1998, V.16, P.79−85.
  71. Cekic C., Battey N.H., Wilkinson M.J. The potantial of ISSR-PCR primer pair combinations for genetic linkage analysis using the seasonal flowering locus in Fragaria as a model // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 103. P. 540−546.
  72. Charmet G., Ravel C.> Balfourier F. Phylogenetic analysis in the Festuca-Lolium complex using molecular markers and ITS rDNA.// Theor. Appl. Genet. 1997. V.94(8).P. 1038- 1046.
  73. Chavanne F, Zhang DX, Liaud MF, Cerff R. Structure and evolution of Ty3/Gypsy family highly amplified in pea and other legume species.// Plant. Mol. Biol. 1998. V.37. P. 363-.375.
  74. Chen M., SanMiguel P. and Bennetzen J.L. Sequence organization and conservation in Sh2/Al-homologous regions of sorghum and rice.//Genetics. 1998. V.148. P.435−443.
  75. Chen X.M., Line R.F. and Leung H. Genome scanning for resistance-gene analogs in rice, barley, and wheat by high-resolution electrophoresis. //Theor. Appl.Genet. 1997. V.97. P.345−355.
  76. Chopra S, Brendel V, Zhang J, Axtell JD, Peterson T Molecular characterization of a mutable pigmintation phenotype and isolation of the first active transposable element from Sorghun bicolor. PNAS 1999, V.96, P. 15 330−15 335.
  77. Chung S-M, Staub E.J. The development and evalution of consensus chloroplast primer pairs that possess highly variable sequense regions in a diverse array of plant taxa. // Theor Appl Genet. 2003. Y.107. P.757−767.
  78. Clark S.E., Williams R.W., Meyerowitz E.M. The CLAVATA1 gene encodes a putative receptor kinase that controls shoot and floral meristem size in «Arabidopsis.//Cell. 1997. V.89.P.575−585.
  79. Clegg MT., Cummings MP, Durbin ML. The evolution of plant nuclear genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1997, V.94, P.7791−7798.
  80. Coen E.S., Meyerowitz E.M. The war of the whorls: genetic interactions controlling flower development. //Nature. 1991. V.353. P.31−37.
  81. Collins N.C., Webb C.A., Seah S., Ellis J.G., Hulbert S.H. and Pryor A. The isolation and mapping of disease resistance gene analogs in maize.// MPMI. 1998. P. 968 978
  82. Cooley M.B., Pathirana S» Wu H.J., Kach-roo P., Klessig D.F. 2000. Members of the Arabidopsis HRT/RPP8 family of resis-tance genes confer resistance to both vi-ral «and oomycete pathogens.//Plant Cell. V. 12. P.663−676.
  83. Correll DS. The potato and its wild relatives.// Contr Taxas Res Found, Bot Stud., 1962, V.4, P. 1−606.
  84. Cunillera N., Boronat A. and Ferrer A. Spatial and temporal patterns of GUS expression directed by 5 regions of the Arabidopsis thaliana farnesyl diphosphate synthase genes FPS1 and FPS2./I Plant Mol. Biol., 2000, V. 44, P. 747−758.
  85. D’Arcy W.G., Eshbaugh W.H. New World peppers (Capsicum— Solanaceae) north of Colombia: a resume.//Baileya. 1974.V.19.P.93−105.
  86. Daunay M.C., Maggioni L., Lipman E. Solanaceae genetic resources in Europe. Report of two meetings 21 September 2001, Nijmegen, The Netherlands / 22 may 2003, Skierniewice, Poland. International Plant Genetic Resources Institute, Rome, Italy, 2003.
  87. Davenport W.A. Progress report on the domestication of Capsicum (chili peppers).// Proc Assoc Am Geogr. 1970.V.2.P.46−47.
  88. В., Motte P., Keck E., Saedler H., Sommer H. & Schwarz-Sommer Z. PLENA and FARINELLI: Reduncancy and regulatory interactions between two Antirrhinum MADS-box factors controlling flower development.//EMBO J. 1999. V.18. P. 4023−4034.
  89. De Bodt S., Raes J., Florquin K., Rombauts S., Rouze P., Theissen, G. & Van de Peer, Y. Genomewide Structural Annotation and Evolutionary Analysis of the Type I MADS-Box Genes in Plants. // J. Mol. Evol. 2003. V.56. P.573−586.
  90. Debener Т., Salamini F., Gebhart C. Phylogeny of wild and cultivated Solanum species based on nuclear restriction fragment polymorphisms (RFLPs).// Theor Appl Genet., 1990, V.79, P.360−368.
  91. Deng Z., Huang S., Ling P., Chen C., Yu C., Weber C.A., Moore G.A. Gmitter Jr., F.G. Cloning and characterization of NBS-LRR class resistance gene candidate sequences in citrus. //Theor. Appl. Genet. 2000. V.101. P. 814−822.
  92. Downward J, Graves JD, Warne PH, Rayter S, Cantrell DA. Stimulation of p21ras upon T-cell activation. //Nature. 1990. V.346. P.719−723.
  93. Dubcovsky J., Ramakrishna W., SanMiguel P.J., Busso C.S., Yan L.L., Shiloff B.A., Bennetzen J.L. Comparative sequence analysis of colinear barley and rice bacterial artificial chromosomes.//Plant Physiol. 2001. V.125. P.1342−1353.
  94. Dubouzet J. G., Shinoda K. ITS DNA sequence relationships between Lilium concolor Salisb., L. dauricum Ker-Gawl. and their putative hybrid, L. maculatum Thunb.// Theor. Appl. Genet. 1999.V.98(2).P.213 218.
  95. Dwain N., Fluhr R., Eshed Y., Zamir D., Tanksley SD. Mapping of Ve in tomato: a gene conferring resistance to the broad-spectrum pathogen, Verticillium dahliae race 1.// Theor. Appl. Genet. 1999.V. 98:315−319.
  96. Eamens AL.,. Blanchard CL,. Dennis ES, Narayana M. A bidirectional gene trap construct suitable for T-DNA and Ds-mediated insertional mutagenesis in rice (Oryza sativa L.).// Plant Biotechnology Journal, 2004, 2: 5, 367−380.
  97. Edwards S.K., Johonstone C., Thompson C. A simple and rapid method for the preparation of plant genomic DNA for PCR analyses. // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. P. 1349.
  98. Egea-Cortines M., Saedler H. & Sommer H. Ternary complex formation between the MADS-box proteins SQUAMOSA, DEFICIENS and GLOBOSA is involved in the control of floral architecture in Antirrhinum majus.//EMBO J. 1999. V.18. P. 5370−5379.
  99. Eickbush TH, Malik HS. Origins and evolution of retrotransposons.// In: Craig et al. (eds) Mobile DNA II. ASM Press, USA, 2002. P. 1111−1144.
  100. Elder J.F. and Turner B.J. Concerted evolution of repetitive DNA sequences in eukaryotes.// Quart. Rev. Biol. 1995. V.70. P. 297−320.
  101. Ellis J., Dodds P. and Pryor T. Structure, function and evolution of plant disease resistance genes. //Curr. Opin. Plant Biol., 2000a, V.3, Р/ 278−284
  102. Ellis J.G., Lawrence G.J., Luck J.E., Dodds P.N. Identification of regions in alleles of the flax rust resistanse gene L that determine differences in gene-for-gene specificity.// Plant Cell. 1999. V. 11. P. 495−506.
  103. , M.C. 'Spot-On' SNP Genotyping.// Genome Res., 2000, V. 10, P/895−897.
  104. Emboden W.A. Jr. A preliminary study of the crossing relationships of Capsicum baccatum. I/Butler Univ Bot Stud. 1961.V. 14.P. 1−5.
  105. Eshbaugh W.H. The taxonomy of the genus Capsicum (Solanaceae).//Phytologia. 1980. V.47.P. 153−166.
  106. Eshbaugh W.H. A biosystematic and evolutionary study of Capsicum baccatum (Solanaceae).//Brittonia. 1970.V.22.P.31−43.
  107. W.H., Smith P.G. & Nickrent D.L. Capsicum tovarii (Solanaceae), a new species of pepper from Peru.//Brittonia. 1983. V.35(l).P.55−60.
  108. Eshbaugh W.H., Smith P.G., Nickrent D.L. Capsicum tovarii (Solanaceae), a new species of pepper from Peru.//Brittonia. 1983. V.35.P.55−60.
  109. Eshbaugh, W.H. Peppers: history and exploitation of a serendipitous new crop discovery. In: Janick, J. & J.E. Simon (Eds), New Crops, pp. 132−139. JohnWiley and Sons, Inc., New York. 1993.
  110. Fang D.Q., Roose M.L. Identification of closely related citrus cultivars with inter-simple sequence repeats markers.// Theor Appl Genet. 1997. V.95. P.408−417.
  111. Fans J.D., Haen K.M. and Gill B.S. Saturation mapping of a gene-rich recombination hot spot region in wheat.//Genetics. 2000. V.154. P.823−835.
  112. Federici C.T., Fang D.Q., Scora R.W., Roose M.L. Phylogenetic relationships within the genus Citrus (Rutaceae) and related genera as revealed by RFLP and RAPD analysis.// Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P.812−822.
  113. Fedoroff N. The Supressor-mutator element andevolutiomary riddle of transposons/ Genes Cells 1999, V.4. P. 11−19.
  114. Fedoroff N. Transposones and genome evolution in plants.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2000, V.97. P.7002−7007.
  115. Fedoroff N.V. and Smith D.L. A versatile system for detecting transposition in Arabidopsis. //Plant J., 1993, V.3, P. 273−289.
  116. Feiler H.S., JacobsT.W. Cell division in higher plants: a cdc2 gene, its 34 kDa product, and histone HI kinase activity in pea.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V.87.P.5397−5401.
  117. Feng Q., Zhang Y., Hao, P., et al. Sequence and analysis of rice chromosome 4.// Nature. 2002. V.420. P. 316−320.
  118. Feschotte C., Jiang N., Wessler S.R. Plant transposable elements: where genetics meets genomics.//Nat. Rev. Genet. 2002. V. 3. P.329−341.
  119. Feschotte С., Wessler S.R. Mariner-like transposases are widespread and diverse in flowering plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002, V.99, P.280−285.
  120. Fischer A., Baum N., Saedler H., Theissen G. Chromosomal mapping of the MADS-box multigene family in Zea mays reveals dispersed distribution of allelic genes as well as transposed copies.//Nucleic Acids Res. 1995. V.23. P. 1901−1911.
  121. Flor H.H. Current status of the gene-for-gene concept.//Annu. Rev. Phytopathol. 1971. V. 9. P. 275−296.
  122. Foolad M.R., Chen F.Q. RAPD markers associated with salt tolerance in an interspecific cross of tomato (Lycopersicon esculentum x L. pennellii).//Plant Cell Reports. 1998. V.17. P.306−312.
  123. Forapani S., Carboni A., Castellani E., Mandolino G., Rannalli P. RAPD markers for potato germplasm characterization.// J. Genet &Breed. 1999. V53. P. 143−147.
  124. Fuertes Aguilar J., Rosselloo J.A., Nieto Feliner G. Nuclear ribosomal DNA (nrDNA) concerted evolution in natural and articial hybrids of Armeria (Plumbaginaceae).// Mol. Ecol. 1999. V.8. P. 1341−1346.
  125. Gassmann W, Hinsch ME, Staskawicz BJ. The Arabidopsis RPS4 bacterial-resistance gene is a member of the TIR-NBS-LRR family of disease-resistance genes.// Plant J. 1999. V.20. P. 265−277.
  126. Gebhardt C, Valkonen J P.T. Organization of genes controlling disease resistance in the potato genome.// Anuual Review of Phytopath. 2001. V.39. P.79−102.
  127. Germano J. and Klein A.S. Species-specific nuclear and chloroplast single nuclotide polymorphisms to distinguish Picea glauca, P. mariana and P. rubens.// Theot. Appl. Genet. 1999. V.99. P. 37−99.
  128. Gianfranceschi L., Seglias N., Tarchini R., Komjanc M., Gessler C. Simple sequence repeats for genetic analysis of apple. // Theor Appl Genet. 1998. V.96. P. 10 691 076.
  129. Gilbert J.E., Lewis R.V., Wilkinnson M.J., Caligari P.D.S. Developing an appropriate strategy to assess genetic variability in plant germplasm collections.//Theor. Appl. Genet. 1999. V.98. P. 1125−1131.
  130. Gill K.S., Gill B.S., Endo T.R. and Boyko E. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 5 of wheat.//Genetics. 1996. V.143. P.1001−1012.
  131. Gill K.S., Gill B.S., Endo T.R., Taylor T. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 1 of wheat.//Genetics. 1996a. V.144. P.1883−1891.
  132. Goff S.A., Ricke D., Lan Т.Н., Presting G., Wang R., Dunn M., Glazebrook J., Sessions
  133. A., Oeller P., Varma H., Hadley D., Hutchison D., Martin C., Katagiri F., Lange
  134. Gorg R., Ritter E., Salamini F Gebhardt C. Discrimination among 136 tetraploid potato varaities by fingerprints using highly polymorphic DNA markers.// Crop Sci. 1992. V.32. P.815−819.
  135. Grant M.R., Godiard L., Straube E., Ashfield Т., Lewald J., Sattler A., Innes R.W., Dangl J.L. Structure of the Arabidopsis RPM1 gene enabling dual specificity disease resistance.// Science. 1995. V.269. P.843−846.
  136. Greco R, Ouwerkerk PBF, De Kam RJ, Sallaud C, Favalli C, Colombo L, Guiderdoni E, Meijer AH, Hoge JHC, Pereira A. Transpositional behaviour of an Ac/Ds system for reverse genetics in rice. // Theor Appl Genet. 2003. V.108. P. 10−24.
  137. Greco R, Ouwerkerk PBF, Taal AJC, Favalli C, Beguiristain T, Puigdomenech P, Colombo L, Hoge JHC, Pereira A Early and multiple Ac transpositions in rice suitable for efficient insertional mutagenesis. //Plant Mol Biol. 2001. V. 46. P. 215−227.
  138. Grimm D.A., Denesh D., Mudge J., Young N.D. Cregan P. B Assessment of single nucleotide polymorphisms (SNPs) in soybean. Proceedings of Plant and AnimalGenome Conference, 1999. P. 140.
  139. Grube R.C., Radwanski E.R., Jahn M. Comperative genetics of disease resistance within the Solanacae // Genetics, 2000, 155: 873−887
  140. Halushka M.K., Fan J.B., Bentley K., Hsie L., Shen N., Weder A., Cooper R., Lipshutz R., Chakravarti A. Patterns of single-nucleotide polymorphisms in candidate genes for blood-pressure homeostasis.// Nature Genet., 1999, V.22, P. 239−247.
  141. Hamalainen JH, Sorri VA, Watanabe KN, Gebhardt C, Valkonen JPT Molecular examination of a chromosome region that controls resistance to potato Y and A potyviruses in potato.// Theor Applied Genet. 1998. V. 96. P. 1036−1043
  142. Hancock J.M. The contribution of slippage-like processes to genome evolution. //J. Mol. Evol. 1995. V.41. P. 1038−1047.
  143. Hardie D.G., Carling D., Carlson M. The AMP-activated/SNFl protein kinase subfamily: metabolic sensors of the eukaryotic cell?//Annu. Rev. Biochem. 1998. V.67. P.821−855.
  144. Harmon A.C., Putnam-Evans C., Cormier M.J. A calcium-dependent but calmodulin-independent protein kinase from soybean.//Plant Physiol. 1987. V.83.P.830−837.
  145. Hartmann S., Nason J.D., Bhattacharya D. Extensive ribosomal DNA genie variation in the columnar cactus Lophocereus. // J Mol Evol. 2001. V.53. P. 124−134.
  146. Hauge B.M., Hanley S.M., Cartinhor S., Cherry J.M., Goodman H.M. An integrated genetic/RFLP map of Arabidopsis thaliana genome.//The Plant J. 1993. V. 3. P. 745 754.
  147. Hawkes JG. The potato: evolution, biodiversity and genetic resources// 1990, Belhaven Press, London.
  148. Hawkes, J.G. Origins of cultivated potatoes and species relationships. //In: Potato genetics, Bradshaw, J.E.& Mackay, G.R. (eds.). 1994. CAB International, Wallingford. pp. 3−42.
  149. Hayes A.J. and Saghai Maroof M.A. Targeted resistance gene mapping in soy bean using modified AFLPs. //Theor. Appl. Genet. 2000. V. 100. P. 1279−1283
  150. Hehl R., Faurie E., Hesselbach J., Salamini F., Whitham S., Baker В., Gebhardt C. TMV resistance gene N homologues are linked to Synchytrium endobioticum resistance in potato. //Theor. Appl. Genet. 1999. V.98. P. 379−386
  151. Heiser C.B. Jr., Smith P.G. New species of Capsicum from South America.//Brittonia 1958. V.10. P. 194−201.
  152. Hemerly A., Engler J.D., Bergounioux C., Vanmontagu M., Engler G., et al. Dominant negative mutants of the cdc2 kinase uncouple cell division from iterative plant development.// EMBO J. 1995. V.14. P.3925−3936.
  153. Henikoff, S. and Comai, L. A DNA methyltransferase homolog with a chromodomain exists in multiple polymorphic forms in Arabidopsis.// Genetics, 1998. V. 149. P. 307−318.
  154. Henschel, K. Two ancient classes of MIKC-type MADS-box genes are present in the moss Physcomitrella patens.// Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 801−814.
  155. Heslop-Harrison J.S. Comparative genome organization in plants: from sequence and markers to chromatin and chromosomes.//Plant Cell. 2000. V.12. P.617−635.
  156. Hijmans, R. and D.M. Spooner. Geographic distribution of wild potato species.// Amer.
  157. J. Bot. 2001. V.88. P.2101−2112.
  158. Hirochika H. Retrotransposons of rice: their regulation and use for genome analysis. Plant. Mol. Biol. 1997. V.35. P. 231−240.
  159. Hosaka K., Mori M., Ogawa K. Genetic relationships of Japanese potato cultivars assessed by RAPD analysis // Am/ Potato J. 1994. V.71. P.535−546.
  160. Hosaka, K. and Hannemann, R.E. A rapid and simple method for determination of chloroplast DNA type.// Am. Potato J. 1987 64: 345−352
  161. Hosaka, K. and Hannemann, R.E. The origin of the cultivated tetraploid potato based on chloroplast DNA.// Theor. Appl. Genet. 1988. V. 76. P. 172−176
  162. Hosaka, К., Ogihara, Y., Matsubayashi, M., & Tsunewaki, K. Phylogenetic relationship between the tuberous Solanum species as revealed by restriction endonuclease analysis of chloroplast DNA. // Jap. J. Genet. 1984. V.59. P. 349−369.
  163. Hsiao C., Chatterton N.J., Asay K.H. and Jensen K.B. Phylogenetic relationships of the monogenomic species of the wheat tribe, Triticeae (Роасеае), inferred from nuclear rDNA (internal transcribed spacer) sequences.// Genome. 1995. V.38. P.211−223.
  164. Hu J., van Eysden J., Quiros C.F. Generation of DNA-based markers in specific genome regions by two-primer RAPD reactions. // PCR Methods Appl. 1995. V.4. P. 346 351.
  165. Jaccard P. Nouvelles recherches sur la distribution florale.//Bull Soc Vaud Sci Nat. 1908.V.44.P.223−270.
  166. Jander G, Norris SR, Rounsley SD, Bush DF, Levin IM, Last RL. Arabidopsis Map-Based Cloning in the Post-Genome Era .//Plant Physiol. 2002. V. 129. P.440−450
  167. Jensen R. J., McLeod M. J., Eshbaugh W.H., Guttman S.I. Numerical taxonomic analyses of allozymic variation in Capsicum (Solanaceae).//Taxon. 1979. V.28. P.315−327.
  168. S. С., Saghai Maroof M. A. Detection and genotyping of SNPs tightly linked to two disease resistance loci, Rsvl and Rsv3, of soybean.// Plant Breeding. 2004. V. 123. P.305−314.
  169. Jia, Y., McAdams, S.A., Bryan, G.T., Hershey, H.P., Valent, B. Direct interaction of resistance gene and avirulence gene products confers rice blast resistance.// EMBO J. 2000. V. 19. P.4004−4014.
  170. Jones J.D.G. Putting knowledge of plant disease resistance genes to work.//Curr. Opin. Plant Biol. 2001. V.4.P.281−287.
  171. Jones, D.A., and Jones, J.D.G. The roles of leucine rich repeats in plant defences.// Adv. Bot. Res. 1996. V. 24. P.89−167.
  172. Jones, D.A., Thomas, C.M., Hammond-Kosack, K.E., Balint-Kurti, P.J., and Jones, J.D. Isolation of the tomato Cf-9 gene for resistance to Cladosporium fulvum by transposon tagging. //Science. 1994. V.266. P.789−793.
  173. Joosten M, de Wit P. The Tomato-Cladosporium Fulvum Interaction: A Versatile Experimental System to Study Plant-Pathogen Interactions.// Annu. Rev. Phytopathol. 1999. V.37. P. 335−367.
  174. Joseph J. L., Sentry J. W. and Smyth D. R. Interspecies distribution of abundant DNA sequences in Lilium.//J. Mol. Evol. 1990. V.30. P. 146−154.
  175. Joshi S.P., Gupta V.S., Aggarwal R.K., Ranjekar P.K., Brar D.S. Genetic diversity and phylogenetic relationship as revealed by inter simple sequence repeat (ISSR) polymorphism in the genus Oryza. ll Theor Appl Genet. 2000. V.100. P. 13 111 320.
  176. Kajikawa M., Okada N. LINEs mobilize SINEs in the eel through a shared 30 sequence.// Cell, 2002, V. Ill, P.433−444.
  177. Kalendar R., Tanskanen J., Immonen S., Nevo E., Schulman A.H. Genome evolution of wild barley (Hordeum spontaneum) by BARE-1 retrotransposon dynamics inresponse to sharp microclimatic divergence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, V.97, P.6603−6607.
  178. Karp A., Edvards K. Molecular techniques in the analysis of the extent and distribution of genetic diversity.// Molecular genetic techniques for plant genetic resourse. Report of an IPGRI Workshop, oktober 1995. Rome, Italy. 1997. P. 11−22.
  179. Kasai K, Morikawa Y, Sorri VA, Valkonen JPT, Gebhardt C, Watanabe KN Development of SCAR markers to the PVY resistance gene Ryadg based on a common feature of plant disease resistance genes.// Genome. 2000. V.43. P. 1−8
  180. Kashkush K., Feldman M., Levy A.A. Transcriptional activation ofretrotransposons alters the expression of adjacent genes in wheat.// Nat. Genet., 2003 V.33, P. 102 106.
  181. Katti M.V., Ranjekar P.K. and Gupta V.S. Differential distribution of simple sequence repeats in eukaryotic genome sequences. // Mol. Biol. Evol. 2001. V.18. P. 11 611 167.
  182. Kaziro, Y., Itoh, H., Kozasa, Т., Nakafuku, M., and Satoh, T. Structure and function of signal-transducing GTP-binding proteins.// Annual Review of Biochemistry. 1991. V.60. P.349−400
  183. Kearney В and Staskawicz BJ Widespread distribution and fitness contritution of Xanthomonas campestris avirulence gene avrBs2 // Nature. 1990.V.346. P.385−386.
  184. Keen, N. T. Gene-for-gene complementarity in plant-pathogen interactions.// Annu. Rev. Genet. 1990. V.24. P.447−463.
  185. Kim K.N. and Guiltinan M.J. Identification of cw-acting elements important for expression of the starch-branching enzyme I gene in maize endosperm.// Plant Physiol. 1999. V. 121, P. 225−236.
  186. Klein-Lankhorst R.M., Vermut A., Weide R., Liharska Т., Yabel P. Isolation of molecular markers for tomato (Lycopersicon esculentum) using random amplified polymorphic DNA (RAPD). // Theor. Appl.Genet. 1991. V. 83. P. 108−114.
  187. Knapp S., Coupland G., Uhrig H., Starlinger P., Salamini F. Transposition of the maize transposable element Ac in Solanum tuberosum! I Mol. Gen. Genet. 1988. V. 213. P.285−290
  188. Ко K.S., Jung H.S. Three nonorthologous ITS1 types are present in a polypore fungus Trichaptum a6iermi
  189. Kobe В., Deisenhofer J. Crystal glutaryl-CoA reductase kinase. Eur. J. Biochem.
  190. Kofuji R. et al. Evolution and divergence of MADS-box gene family based on genome wide expression analyses. // Mol. Biol. Evol. 2003. V.10. P. 1093
  191. Kollipara K. P., Singh R. J., Hymowitz T. Phylogenetic and genomic relationship in the genus Glycine wild, based on sequences from the ITS region of nuclear rDNA.//Genome. 1997. V.40.P.57−68.
  192. Kollipara K. P., Singh R. J. and Hymowitz T. Phylogenetic and genomic relationship in the genus Glycine wild, based on sequences from the ITS region of nuclear rDNA.//Genome. 1997. V.40.P.57−68.
  193. Koopman W. J.M., Zevenbergen M. J., van den Berg R.G. Species relationship in Lactuca s.l. (Lactuceae, Asteraceae) inferred from AFLP fingerprints. //American Journal of Botany. 1998. V.85. P. 1517−1530.
  194. Kuhlman, P., Palmer J. D. Isolation, expression, and evolution of the gene encoding mitochondrial elongation factor Tu in Arabidopsis thalianaJ/ Plant Mol. Biol. 1995. V.29. P. 1057−1070.
  195. Maeda Т., Wurglermurphy S.M., Saito H. A two-component system that regulates an osmosensing MAP kinase cascade in yeast.//Nature. 1994. V.369.P.242−245.
  196. Mago R., Nair S. and Mohan M. Resistance gene analogues from rice: Cloning, sequencing and mapping.// Theor. Appl. Genet. 1999. V.99. P. 50−57
  197. Manly B.F.J. The Statistics of Natural Selection. Chapman and Hall. 1985. London. 484 pp.
  198. Mantel N. The detection of disease clustering and a generalized regression approach. //Cancer Research. 1967. V.27. P.209−220.
  199. Mao L., Wood T.C., Yu, Y., Budiman M.A., Tomkins J., Woo S., Sasinowski M., Presting G., Frisch D., Goff S., Dean R.A., Wing R.A. Rice transposable elements: a survey of 73,000 sequencetagged-connectors.// Genome Res., 2000, V. 10, P. 982−990.
  200. Marks, G. E. Cytogenetic studies in tuberousSolanum species.I. Genomic differentiation in the group Demissa. H Journal of Genetics, 1955, V.53, P. 262−269.
  201. Marth G.T., Korf I., Yandell M.D., Yeh R.T., Gu Z., Zakeri H., Stitziel N.O., Hillier L., Kwok P.-K., Gish, W.R. A general approach to single-nucleotide polymorphism discovery.// Nature Genetics. 1999. V. 23. P. 452−456.
  202. Mayer M.S. and Soltis P. S. Intraspecific phylogeny analysis using ITS sequences: insights from studies of the Streptanthus glandulosus complex (cruciferae).// Syst Bot. 1999. V.24. P. 47−61.
  203. Mayol M., Rosselloo J.A. Why nuclear ribosomal DNA spacers (ITS) tell dierent stories in QwercHS.//Mol.Phylogenet.Evol. 2001. V.19.P.167 -176.
  204. Mayol M., Rosselloo J. A. Why nuclear ribosomal DNA spacers (ITS) tell dierent stories in 0wercms.//Mol.Phylogenet.Evol. 2001. V.19.P.167 -176.
  205. McClean P.E., Hanson M.R. Mitochordrial DNA sequence divergence among Lycopersicon and related Solanum species.// Genetics. 1986. V.112. P.649−667.
  206. McClintock, B. The significance of responses of the genome to challenge. Science, 1984, V. 226, P.792−801.
  207. McGregor, C.E., Lambert, C.A., Greyling, M.M., Louw, J.H., Warnich, L. A comparative assessment of DNA fingerprinting techniques (RAPD, ISSR, AFLP and SSR) in tetraploid potato (Solanum tuberosum L.) germplasm. // Euphytica. 2000. V. 113. P. 135−144.
  208. McLeod M.J., Eshbaugh W.H., Guttman S.I. An electrophoretic study of Capsicum (Solanaceae): the purple flowered taxa.//Bull Torrey Bot Club. 1979a. V. 106.P.326−333.
  209. Melotto M., Afanador L., Kelly J.D. Development of a SCAR markers linked to the 1 gene in common bean.// Genome. 1996. V.39. P. 1216−1219.
  210. Meyers B.C., Chin D.B., Shen K.A., Sivaramakrishnan S., Lavelle D.O., Zhang Z., Mitchelmore R.W. The major resistance gene cluster in lettuce is highly duplicated and spans several megabases// Plant Cell. 1998. V. 10. P. 1817−1832
  211. Meyers B.C., Tingey S.V., Morgante M. Abundance, distribution, and transcriptional activity of repetitive elements in the maize genome.// Genome Res., 2001, V. 11, P. 1660−1676.
  212. Michelmore R.W. and Meyers B.C. Clusters of resistance genes in plants evolve by divergent selection and a birth-and-death process.// Genome Res., 1998, V.8, P.1113−1130.
  213. Michelmore R.W. The impact zone: genomics and breeding for durable disease resistance.// Curr. Opin. Plant Biol. 2003. V.6. P. 397−404.
  214. Michelmore R.W. The impact zone: genomics and breeding for durable disease resistance.// Curr. Opin. Plant Biol. 2003. V.6. P. 397−404.
  215. Michelmore R.W., Meyers B.C. Clusters of resistance genes in plants evolve by divergent selection and a birth-and-death process. // Genome Res. 1998. V.8. P. l 113−1130.
  216. Milbourne D., Meyer R.C., Collins A.J., Ramsay L.D., Gebhardt C., Waugh R. Isolation, characterisation and mapping of simple sequence repeat loci in potato // Mol. Gen. Genet. 1998. V. 259. P. 233−245.
  217. J. Т., D. M. Spooner. Collapse of species boundaries in the wild potato Solanum brevicaule complex (Solanaceae, S. sect. Petota): molecular data. HPlant Systematics and Evolution, 1999, V.214, P. 103−130
  218. Miller J.C. and Tanksley S.D. RFLP analysis of phylogenetic relationships and genetic variation in the genus Lycopersicon.//Theor. Appl. Genet. 1990. V. 80. P.437−448.
  219. S. В., Bodeau J., Yaghoobi J., Kaloshian I., Zabel P., Williamson V.M. The root knot nematode resistance gene Mi from tomato is 29 genes.// Plant Cell. 1998. V.10. P. 1307−1319
  220. Mione, Т., Olmstead, R.G., Jansen, R.K., & Anderson, GJ. 1994. Systematic implications of chloroplast DNA variation in Jaltomata and selected physaloid genera (Solanaceae).// Amer. J. Bot. 1994. V.81. P. 912−918.
  221. Mishima M., Ohmido N., Fukui K., Yahara T. Trends in site number change of rDNA loci during polyploid evolution in Sanguisorba (Rosaceae).//Chromosoma. 2002.V. 110. P.550−558.
  222. Moreno S., Martin J. P, Ortiz J.M. Inter-simple sequence repeats PCR for characterization of closely related grapevine germplasm.// Euphytica.1998. V. 101. P.117−125.
  223. Moscone E.A., Lambrou M., Hunziker A.T., Ehrendorfer F. Giemsa C-banded karyotypes in Capsicum (Solanaceae).// Plant Syst Evol. 1993. V.186.P.213−229.
  224. P., Saedler H. & Schwarz-Sommer Z. Stylosa and Fistulata: Regulatory components of the homeotic control of Antirhhinum floral organogenesis. // Development. 1998. V.125. P. 71−84.
  225. Mouradov A., Hamdorf В., Teasdale R.D., Kim J., Winter K.-U., Theissen G. A DEF/GLO-like MADS-box gene from a gymnosperm: Pinus radiata contains an ortholog of angiosperm В class floral homeotic genes. // Dev. Genet. 1999. V.25. P.245−252.
  226. Muira A., Yonebayashi S, Watanabe K, Toyama T, Shimada H, Kakutani T. Mobilization of transposons by a mutation abolishing full DNA methilation in Arabidopsis. //Nature. 2001. V.411. P.212−214.
  227. Muller C.H. A revision of the genus Lycopersicon.// USDA Misc. Publ. 1940. V.328. P.29.
  228. Murray B.G. Trees, maps and FISH: The application of genome based technologies to the analysis of chromosome evolution.//Curr.Genom. 2002. V.3.P.539 -550.
  229. Myakishev M.V., Khripin Y., Hu S., Hamer D.H. High-throughput SNP genotyping by allele-specific PCR with universal energy-transfer-labeled primers.//Genome Research. 2001. V. 11. P. 163−169.
  230. Nacken WKF, Piotrowiak R, Saedler H, Sommer H The transposable element ТАМ-1 of A. majus shows structural homology to the maize transposon En/Spm and had no sequence specificity of insertion. Mol Gen Genet., 1991, V.228, P.201−208.
  231. Nagaoka T and Ogihara Y. Applicability of inter-simple sequence repeat polymorphisms in wheat for use as DNA markers in comparison to RFLP and RAPD markers. //Theor Appl Genet .1997. V.94. P.597−602.
  232. Navarro-Quezada A. and Schoen, D.J. Sequence evolution and copy number of Tyl-copia retrotransposons in diverse plant genomes.// Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2002 V. 99, P.268−273.
  233. Nebauer S.G., del Castillo-Agudo L., Segura J. RAPD variation within and among natural population of outcrossing willow-leaved foxglove (Digitalis obscura L.).// Theor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P. 985−994.
  234. Nebauer S.G., del Castillo-Agudo L., Segura J. RAPD variation within and among natural population of outcrossing willow-leaved foxglove (Digitalis obscura L.).// Theor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P. 985−994.
  235. Nei M., Li W.-H. Mathematical model for studying genetic variation in terms of restriction endonucleases.// Proc Natl Acad Sci USA. 1979. V.76.P.5269- 5273.
  236. Ng, M. and Yanofsky, M.F. Function and evolution of the plant MADS-box gene family.//Nat. Rev. Genet. 2001. V. 2. P. 186−195.
  237. Noir S., Combes M.-C., Anthony F., Lashermes, P. Origin, diversity and evolution of NBS-type disease-resistance gene homologues in coffee trees (Coffea L.). //Mol. Genet. Genom. 2001. V.265. P. 654−662
  238. Nues R.V., Venema J., Rientjes J.M.J., Dirksmulder A. and Raue H.A. Processing of eukaryotic pre-rRNA: the role of the transcribed spacers.//Biochem. Cell Biol. 1995. V.73. P.789−801.
  239. Ochman H., Gerber A.S., Hartl DL. Genetic applications of an inverse polymerase chain reaction.//Genetics. 1988. V.120. P. 621−623.
  240. Ochoa С M. The Potatoes of South America: V. l Bolivia//1991. Cambridge University Press, 512 p.
  241. Ogden R. and Thorpe R.S. The usefulness of amplified fragment length polymorphism markers for taxon discrimination across graduated fine evolutionary levels in Caribbean Anolis lizards. // Molecular Ecology. 2002. V. l 1. P.437−445.
  242. Ogura Y, Inohara N, Benito A, Chen FF, Yamaoka S, Nunez G. NOD2, a NODl/Aaf-1-family member that is restricted to monocytes and activates NF-кВ.// J Biol Chem. 2001. V. 276. P. 4812−4818.
  243. Olmstead RG. Species concept and plesiomorphic species.// Syst Bot., 1995, V.20, P. 623−630.
  244. , R.G. & Palmer, J.D. 1992. A chloroplast DNA phylogeny of the relationships in Lycopersicon. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1992. V. 79. P. 50 065 010.
  245. , R.G. & Palmer, J.D. Chloroplast DNA systematics: a review of methods and data analysis. // Amer. J. Bot. 1994. V.81. P. 1205−1224.
  246. Palmer J.D., Zamir D. Chloroplast DNA evolution and phylogenetic relationships in Lycopersicon.//Proc.Natl. Acad. Sci USA. 1982. V.79. P.5006−5010.
  247. Pan, Q.- Wendel, J.- Fluhr, R. Divergent Evolution of Plant NBS-LRR Resistance Gene Homologues in Dicot and Cereal Genomes. //J.Mol.Evol. 2000.V. 50. P. 203−213
  248. Panda R.C., Aniel Kumar O., Raja Rao K.G. The use of seed protein electrophoresis in the study of phylogenetic relationships in Chilli pepper (Capsicum L.).//Theor Appl Genet. 1986. V.72.P.665−670.
  249. Panstruga R., Buschges R., Piffanelli P. and Schulze-Lefert P. A contiguous 60 kb genomic stretch from barley reveals molecular evidence for gene islands in a monocot genome.//Nucl. Acids. Res. 1998. V.26. P. 1056−1062.
  250. Paran I, Aftergoot E, Shifriss C. Variation in Capsicum annuum revealed by RAPD and AFLP markers // Euphitica .1998. V. 99. P. 167−174.
  251. Paran I., Michelmore R.W. Development of reliable PCR-based markers linked to down mildew resistance genes in lettuce.// Theor. Appl. Genet. 1993. V.85. P. 985−993.
  252. Parani M., Lakshmi M., Senthilkumar P., Nivedita Ram., Ajay Panda. Molecular phylogeny of mangroves V. Analysis of genome relationships in mangrove species using RAPD and RFLP markers.// Theor. Appl. Genet. 1998. V. 97. P. 617−625.
  253. Parani M., Lakshmi M., Senthilkumar P., Nivedita Ram., Ajay Parida. Molecular phylogeny of mangroves V. Analysis of genome relationships in mangrove species using RAPD and RFLP markers.// Theor. Appl. Genet. 1998. V. 97. P. 617−625.
  254. Parenicova L. et al. Molecular and phylogenetic analyses of the complete MADS-box transcription factor family in Arabidopsis. new openings to the MADS world. // Plant Cell. 2003. V.15. P. 1538−1551.
  255. Parniske M., Jones J.D.G. Recombination between diverged clusters of the tomato Cf-9 plant disease resistance gene family.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999. V.96. P.5850−5855.
  256. Payne R.W., Lane P.W., Digby P.G.N. Genstat 5 Reference Manual. 1993. Release 3. Oxford University Press.
  257. Pearce S.R., Knox M., Ellis Т.Н., Flavell A.J., Kumar A. Pea Tyl-copia group retrotransposons: transpositional activity and use as markers to study genetic diversity in Pisum. Mol. Gen. Genet., 2000, V.263, P.898−907.
  258. Pelaz, S. et al. В and С floral organ identity function require SEPALLATA MADS-box genes.// Nature. 2000. V.405. P. 200−203.
  259. Pickersgil B. Genetic resourses and breeding of Capsicum spp.//Euphitica.l997.V.96.P. 129−133.
  260. Pickersgil В., Heiser C.B., McNeill J. Numerical taxonomic studies on variation and domestication in some species of Capsicum// in: The biology and taxonomy of the Solanaceae. Academic Press. Hawkes J.G., Lester R.N., Skelding A. D, edg. London. 1979.
  261. Pickersgill B. Relationships between weedy and cultivated forms in some species of chili peppers (genus Capszcww).//Evolution.l971.V.25.P.683−691.
  262. Pickersgill В. Some aspects of interspecific hybridization.// In: Capsicum. Unpublished and preliminary report at the IVth Eucarpia Capsicum working group meetings in Wageningen. The Netherlands. 1980.
  263. Picoult-Newberg L, Ideker R, Pohl M, Taylor S, Addelston MB, Nickerson DA, Boyce-Jacino M. Mining single nucleotide polymorphisms (SNPs) from expressed sequence tag (EST) databases. // Genome Res. 1999. V. 9. P. 167−174.
  264. Porceddu A., Albertini E., Barcaccia G., Marconi G., Bertoli F.B., Veronesi F. Development of S SAP markers based on an LTR-like sequence from Medicago sativa L.// Mol. Genet Genomics. 2002. V.267. P. 107−114.
  265. Powel W., Machray G.C., Pro van J. Polymorphism revealed by simple sequence repeats. // Trends in plant science. 1996. V. 1. P. 215−221.
  266. Prevost A., Wilkinson M.J. A new system of comparing PCR primers applied to ISSR fingerprinting of potato cultivars.// Theor Appl Genet. 1999. V.98. P. 107−112.
  267. Prince J.P., Lackney V.K., Angeles C., Blauth J.R., Kyle M.M. A survey of DNA polymorphism within the genus Capsicum and the fingerprinting of pepper cultivars.//Genome. 1995. V.38.P.224−231.
  268. Prince J.P., Loaiza-Figueroa F. and Tanksley S.D. Restriction fragment length polymorphisms and genetic distance among Mexican accession of Capsicum.// Genome. 1992. V. 35. P. 726−732.
  269. Prince J.P., Pochard E. and Tanksley S.D. Construction of a molecular linkage map of pepper and comparison of synteny with tomato. // Genome. 1992. V.36. P.404−417.
  270. Procunier J.D., Knox R.E., Bernier A.M. DNA markers linked to T10 loose smut resistance gene in wheat (Triticum aestivum L.).// Genome. 1997.V.40.P. 176−179.
  271. Provan J, Powell W, Hollingsworth P. Chloroplast microsatellites: new tools for studiesin plant ecology and systematics// Trends in Ecology and Evolution.2001. V.16. P. 142−147.
  272. Purugganan M.D., Rounsley S.D., Schmidt R.J., Yanofsky M. Molecular evolution of flower development: diversification of the plant MADS-box regulatory gene family .//Genetics. 1995. V. 140.P.345−356.
  273. Rafalski, A. Applications of single nucleotide polymorphisms in crop genetics.// Curr. Opin. Plant Bio., 2002, V. 5, P.94−100
  274. Raina R., Schlappi M., Karunanandaa В., Elhofy A., Fedoroff N. Concerted formation of macromoleculs Supressor-mutator transposition complex. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1998, V.95, P. 8526−8531.
  275. Raina S, Mahalingam R, Chen F, Fedoroff N. A collection of sequenced and mapped Ds transposon insertion sites in Arabidopsis thaliana//Plant Mol Biol 2002, V.50 P. 93−110.
  276. Reamon-Buttner SM, Schmidt T, Jung C. AFLP represents highly repetitive sequences in Asparagus officinalis L. // Chromosome Res. 1999. V.7. P.279−304.
  277. Renganayaki K., Read J.C., Fritz A.K. Geenetic diversity among Texas bluegrass genotypes (Poa arachnifera Torr.) revealed by AFLP and RAPD markers.// Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 1037−1045.
  278. Ribeiro M.M., Plomion C., Petit R., Vendramin G.G., Szmidt A.E. Variation in chloroplast single-sequence repeats in Portuguese maritime pine (Pinus pinaster Ait.). // Theor Appl Genet. 2001. V.102. P.97−103.
  279. Richter, Т.Е., Ronald, P.C. The evolution of disease resistance genes.// Plant Mol. Biol., 2000, V.42, P. 195−204.
  280. Rick C.M. Tomato.// In Evolutoin of crop plants. Edited by N.W. Simmonds. Longman Group. London. 1976. P.268−273.
  281. Rick С. M. Tomato (Lycopersicon), in isozymes in Plant Genetics and Breeding// (eds S.D. Tanksley and T.J. Orton), 1983, Eisevier, Amsterdam, p. 147−165
  282. Rick C.M. and Lamm R. Biosystematic studies on the status of Lycopersicon chilense. ll Am. J. Bot. 1955. V.42. P.663−675.
  283. Rick C.M. Biosystematic stadies in Lycopersicon and closely related species of Solanum In: The biology and taxonomy of Solanaceae.// Hawkes J. G (eds), 1979, Academic Press. London. P. 667−678.
  284. Rick C.M., and Yoder J.I. Classical and molecular genetics of the tomato: highlights and prospects.// Annu. Rev. Gen. 1988. V.22. P.282−300
  285. Rickert AM, Premstaller A, Gebhardt C, Oefner PJ. Genotyping of SNPs in a Polyploid Genome by Pyrosequencing™.// BioTechniques. 2002. V.32. P.592−603
  286. Riechmann J.L., Meyerowitz E.M. MADS domain proteins in plant development. // Biol Chem. 1997. V.378. P. 1079−1101.
  287. Riely B.K. and Martin G.B. Ancient origin of pathogen recognition specificity conferred by the tomato disease resistance gene Pto. ll Proc Natl Acad Sci USA. 2001. V.98. P.2059−2064.
  288. Rivas S., Romeis Т., Jones J.D.G. The Cf-9 Disease Resistance Protein Is Present in an ~420-Kilodalton Heteromultimeric Membrane-Associated Complex at One Molecule per Complex.// Plant Cell. 2002. V.14. P. 689−702.
  289. Robertson H.M. Molecular evolution of DNA transposons.// In: Craig N., Craigie R., Gellert M., Lambowitz A. (Eds.), Mobile DNA II, American Society of Microbiology Press, Washington, DC., 2002. P. 1020−1038.
  290. Rodriguez J.M., Berke Т., Engle L., Nienhuis J. Variation among and within Capsicum species revealed by RAPD markers. // Theor. Appl. Genet. 1999. V.99. P. 147−156.
  291. Rom M., Bar M., Rom A., Pilowsky M., Gidoni D. Purity control of F1 hybrid tomato cultivars у RAPD markers.// Plant Breeding. 1995. v. 114. P. 188−190.
  292. Rommens C.M., Kishore G.M. Exploiting the full potential of disease-resistance genes for agricultural use.//Curr. Opin. Biotechnol. 2000.V. 11. P. 120−125.
  293. Ronaghi M, Uhlem M., Nyren P. A sequencing method based on real-time pyrophosphate.// Science, 1998, V.281, P.363−365
  294. Ronald P.C. Resistance gene evolution. // Curr. Opin. Plant Biol. 1998. V.l. P.294−298.
  295. Rounsley S.D., Ditta G.S., Yanofsky M.F. Diverse roles for MADS box genes in Arabidopsis development.//Plant Cell. 1995.V.7. P. 1259−1269.
  296. Sablowski R.W.M., Meyerowitz E.M. A homolog of NO APICAL MERISTEM is an immediate target of the floral homeotic genes APETALA 3/PISTILLA ТА .//Cell. 1998.V.92. P.93−103.
  297. Salimath SS., de Oliveira AC, Gogwin ID., Bennetzen JL Assessment of genome origins and genetic diversity in the genus Eleusine with DNA markers.// Genome. 1995. V.38. P.757−763
  298. Salmeron J.M., Oldroyd G.E.D., Rommens C.M.T., Scofield S.R., Kim H.S., et al. Tomato Prf is a member of the leucinerich repeat class of plant disease resistance genes and lies embedded within the Pto kinase gene cluster.//Cell. 1996. V.86. P.123−133.
  299. Sandhu D., Gill K.S. Gene-Containing Regions of Wheat and the Other Grass Genomes.//Plant Physiology. 2002a. V.128. P.803−811.
  300. Sandhu D. and Gill K.S. Structural and functional organization of 'ISO.8 gene-rich region' in Triticeae.//Plant Molecular Biology. 2002b. V.48. P.791−804.
  301. Sandhu, D., Champoux, J. A., Bondareva, S. N., Gill, K. S. Identification and physicallocalization of useful genes and markers to a major gene-rich region on wheat group IS chromosomes.// Genetics. 2001. V.157. P. 1735−1747.
  302. Sang-Min Chung, Staub E.J. The development and evalution of consensus chloroplast primer pairs that possess highly variable sequense regions in a diverse array of plant taxa. // Theor Appl Genet. 2003. V.107. P.757−767.
  303. Santiago N., Herraiz C., Goni, J.R., Messeguer X., Casacuberta J. Genome-wide analysis of the Emigrant family of MITEs of Arabidopsis thaliana.// Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P.2285−2293.
  304. Saraste, M., Sibbald, P.R., Wittinghofer, A. The P-loop, a common motif in ATP- and GTP-binding proteins. //Trends Biotechnol. 1990. V.15 P. 430−435.
  305. Satterlee J.S., Sussman M.R. Unusual membrane-associated protein kinases in higher plants.//J. Membr. Biol. 1998.V.164.P.205−213.
  306. Schierholt A., Becker H.C., Ecke W. Mapping a high oleic acid mutation in winter oilseed rape (Brassica napus L.).// Theor. Appl. Genet. 2000. V.101. P.897−901.
  307. Schmidt R. J, Veit В., Mandel M.A., Mena M., Hake S., Yanofsky M.F. Identification and molecular characterization of ZAG1, the maize homolog of the Arabidopsis floral homeotic gene AGAMOUS.//Plant Cell. 1993. V.5. P. 729−737.
  308. Schwarz-Sommer Z., Huijser P., Nacken W., Saedler H., Sommer H. Genetic control of flower development by homeotic genes in Antirrhinum majus.llScience. 1990. V.250.P.931−936.
  309. Schwarz-Sommer Z., Shepherd N., Таске E., Gierl A., Rohde W. Influence of • transposable elements on the structure and function of the Al gene of Zeamays.//The EMBO Journal. 1987.V.6.P.287−294.
  310. Sharma T.R., Jana S. Species relationship in Fagopyrum reveald by PCR-based DNA fingerprinting.// Theor. Appl. Genet. 2002. V.105. P.306−312.
  311. Shore P., Sharrocks A.D. The MADS-box family of transcrip-tion factors. // Eur J Biochem. 1995. V.229. P. 1−13.
  312. Simons G., Groenendijk J., Wijbrandi J., Reijans M., Groenen J. Dissection of the Fusarium 12 gene cluster in tomato reveals six homologs and one active gene copy. // Plant Cell. 1998. V. 10. P. 1055−1068.
  313. Smith P.G., Heiser C.B. Jr. Taxonomy of Capsicum sinense Jacq. and the geographic distribution of the cultivated Capsicum species.//Bull Torrey Bot Club. 1957. V.84.P.413−420.
  314. Smulders M.J.M., Bredemeijer G., Rus-Kortekaas W., Arens P., Vosman B. Use of short microsatellites from database sequences to generate polymorphisms among Licopersicon esculentum cultivars and accessions of other Licopersicon species. //
  315. Sneath P.H., Sokal R.R. Numerical taxonomy. W.H. Freedman & Co. San Francisco. 1973. 573pp.
  316. Soleimani V.D., Baum B.R., Johnson D.A. AFLP and pedigree-based genetic diversity estimates in modern cultivars of durum wheat Triticum turgidum L. subsp. Durum (Desf.) Husn.// Theor. Appl. Genet. 2002. V. 104. P. 350−357.
  317. Song SU, Gerasimova T, Kurkulos M, Boeke JD, Corces VC. An env-ike protein encoded by a Drosophila retroelement: evidence that gypsy is an infectious retrovirus. //Genes Dev. 1994. V.8. P.2046−2057.
  318. Song W.-Y., Wang G.-L., Chen L.-L., Kim H.-S., Pi L.-Y. A receptor kinase-like protein encoded by the rice disease resistance gene, Xa2.//Science. 1995. V. 270. P. 1804−1806.
  319. Spooner DM., Hijmans R. Potato systematics and germplasm collecting, 1987−2000.//Am J Pot Res, 2001c, V. 78, P.237−268.
  320. Spooner DM., Van der Berg RG. An analysis of recent taxonomic concepts in wild potatoes (Solanum sect. Petota).H Genetic Resources and Crop Evolution. 1992.V.39. P. 23−37.
  321. Spooner DM., van der Berg RG., Miller JT Species and series Longipedicellata (Solanaceae) and phonetically similar species in ser. Demissa and ser. Tuberosa: implication for a praet Vical taxonomy of sect. Petota. // Am J Bot, 2001a, V.88, P.113−130.
  322. Spooner DM., van der Berg RG., Rivera-Pena A., Velguth P., del Rio A., Salas A. Taxonomy of Mexican and Central American members of Solanum Series Conicibaccata (sect. Petota)// Syst Bot. 2001b. V.26. P.743−756.
  323. Spooner DV., Castillo RO. Reexamination of series relationships of South American wild potatoes (Solanaceae, Solanum sect. Petota): evidence from chloroplast DNA restriction site variation.// Am J Bot, 1997, V. 84, P. 671−685.
  324. Spooner, D.M., Anderson, G.J., and Jansen, R.K. 1993. Chloroplast DNA evidence for Solanaceae: the interrelationships of tomatoes, potatoes, and pepinos (Solanaceae)//Amer. J. Bot. 1993. V.80. P. 676−688.
  325. Spooner, D.M., R. Hoekstra, R.G. van den Berg, and V. Martinez. Solanum sect. Petota in Guatemala: taxonomy and genetic resources.// Amer. J. Potato Res. 1998. V.75. P.3−17.
  326. Spooner, D.M., R.G. van den Berg, W. Garcia, and M.L. Ugarte. Bolivia potato collecting expeditions 1993, 1994: taxonomy and new germplasm resources.// Euphytica. 1994. V. 79, P. 137−148.
  327. Stein J.C., Dixit R., Nasrallah M.E., Nasrallah J.B. SRK, the stigma-specific S-locus receptor kinase of Brassica, is targeted to the plasma membrane in transgenic tobacco.//Plant Cell. 1996.V.8. P.429−445.
  328. Stratmann J.W., Ryan C.A. Myelin basic protein kinase activity in tomato leaves is induced systemically by wounding and increases in response to systemin and oligosaccharide elicitors.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94.P. 1185−1189.
  329. Straub J.E., Serquen F.C., Gupta M. Genetic markers, map construction and their application in plant breeding. //Hort Science. 1996. V.31P.729−741.
  330. Suoniemi A., Tanskanen J., Schulman A.H. Gypsy-like retrotransposons are widespread in the plant kingdom.//Plant J. 1998. V. 13.P.699−705.
  331. Tai Т., Dahlbeck D., Stall R.E., Peleman J., Staskawicz B.J. High-resolution genetic and physical mapping of the region containing the Bs2 resistance gene of pepper.// Theor. Appl. Genet. 1999. V.99. P. 1201−1206.
  332. Tang X., Xie M., Kim YL., Zhou J., Klessing DF., Martin GB. Overexpression of Pto activaties defense responces and confers broad resistance// Plant Cel. 1999. V.ll. P. 15−30
  333. TanksleySD and McCoughSR Seed banks amd molecular maps: unlocking geneticpotential from the wild//Science. 1997. V.277. P. 1063−1066. Tautz D. and Schlotterer C. Simple sequences. //Curr. Opin. Genet. Dev. 1994. V. 4. P. 832−837.
  334. Tautz D., Trick M. and Dover G. Cryptic simplicity in DNA is a major source of geneticvariation. //Nature. 1986. V.322. P.652−656. Theissen G. Development of floral organ identity: stories from the MADS house. //
  335. Curr. Opin. Plant Biol. 2001. V.4. P.75−85. Theissen G., Becker A., Di Rosa A., Kanno A., Kim J.T., Mtinster Т., Winter K.-U. & Saedler, H. A short history of MADS-box genes in plants. // Plant Mol. Biol. 2000. V. 42. P. 115−149.
  336. Curr. Opin. Plant Biol. 2001. V. 4. P. 75−85. Theissen, G., Becker, A., Di Rosa, A., Kanno, A., Kim, J.T., Mtinster, Т., Winter, K.-U. & Saedler, H. A short history of MADS-box genes in plants.// Plant Mol. Biol.2000. V.42. P. 115.149.
  337. Thomas H.M., Harper J.A., Morgan W.G. Gross chromosome rearrangements are occurring in an accession of the grass Lolium rigidum.//Chrom.Res.2001.V.9.P.585 -590.
  338. J. D., Gibson T. J., Plewnial F., Jeanmougin F. & Higgons D. G. The CLASTAL X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools.// Nucleic Acids Res. 1997. V.24. P. 4876−4882.
  339. Tilly J.J., Allen D.W., Jack T. The CArG boxes in the promoter of the Arabidopsis floral organ identity gene APETALA3 mediate diverse regulatory effects. // Development. 1998. V.125. P. 1647−1657.
  340. Timmerman-Vaughan G.M., Frew T.J., Weerden N.F. Characterization and linkage mapping of R-gene analogous DNA sequences in pea (Pisum sativum L). //Theor. Appl. Genet. 2000. V.101. P.241−247
  341. Tiwari K.R., Penner G.A., Warkentin T.D. Identification of coupling and repulsion phase RAPD markers for powdery mildew resistance gene er-1 in pea.//Genome. 1998.V.41. P.440−444.
  342. Tommiska J, Hamalainen JH, Watanabe KN, Valkonen JPT. Mapping of the gene Nxphu that controls hypersensitive resistance to potato virus X in Solanum phureja IvP35.// Theor Applied Genet. 1998. V. 96. P. 840−843
  343. N. & Bosland P.W. Capsicum tovarii, a new member of the Capsicum baccatum complex.//Euphitica. 1999. V.109.P.71−77.
  344. Torii K.U., Mitsukawa N., Oosumi Т., Matsuura Y., Yokoyama R., et al. The Arabidopsis erecta gene encodes a putative receptor protein kinase with extracellular leucine-rich repeats.// Plant Cell. 1996.V.8.P.735−746.
  345. Toth G., Gaspari Z. and Jurka J. Microsatellites in different eukaryotic genomes: survey and analysis. // Genome Research. 2000. V. 10. P. 967−981.
  346. Tsuchimoto S., van der Krol A.R., Chua N.-H. Ectopic expression of pMADS3 in transgenic petunia phenocopies the petunia blind mutant. // Plant Cell. 1993. V.5. P. 843−853.
  347. Turcotte K, Srinivasan S, Bureau T. Survay of transposable elements from rice genomic sequences .// Plant J. 2001. V.25. P. 169−179.
  348. Turpeinen Т., Vanhala Т., Nevo E., Nissila. AFLP genetic polymorphism in wild barley (Hordeum spontaneurri) population in Israel. // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 106. P. 1333−1339.
  349. Vaillancourt R.E., Jackson H.D. A chloroplast DNA hypervariable region in eucalypts. // Theor Appl Genet. 2000. V.101. P.473−477.
  350. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. // Comput. Applic. Biosci. 1994. V.10. P.569−570.
  351. Van den Berg, R.G., J.T. Miller, M L. Ugarte, J. P. Kardolus, J. Villand, J. Nienhuis, and D.M. Spooner. Collapse of morphological species in the wild potato Solanum brevicaule complex (sect. Petota).// Amer. J. Bot. 1998, V. 85, P.92−109.
  352. Van der Berg R.G., Bryan G.J., del Rio A., Spooner D.M. Reduction of species of the wild potato Solanum section Petota series Longipedicellata: AFLP, RAPD and chloroplast SSR data.//Theor. Appl. Genet. 2002. V.105. P. l 109−114.
  353. Van der Linden C.G., Wouters D.C.A.E., Mihalka V., Kochieva E.Z., Smulders M.J.M., Vosman B. Efficient targeting of plant disease resistance loci using NBS profiling.// Theor. Appl. Genet. 2004. V.109
  354. Van der Sande C.A.F.M., Kwa M., van Nues R.W., van Heerikhuizen H., Raue H.A., Planta R.J. Functional analysis of internal transcribed spacer 2 of Saccharomyces cerevisiae ribosomal DNA.// J.Mol.Biol. 1992. V.223.P.899−908.
  355. Van der Vossen E.A.G., Rouppe van der Voort J.N.A.M., Kanyuka K., Bendahmane
  356. A., Sandbrink S., Baulcombe D.C., Bakker J., Stiekema W.J. Klein-Lankhorst, R.M. Homologues of a single resistance-gene cluster in potato confer resistance to distinct pathogens: a virus and a nematode. //Plant J. 2000. V.23. P.567−576
  357. Van Nues R.V., Venema J., Rientjes J.M.J., Dirksmulder A. and Raue H.A. Processing of eukaryotic pre-rRNA: the role of the transcribed spacers.//Biochem. Cell Biol. 1995. V.73. P.789−801.
  358. Van Tienderen P.H., De Haan A.A., Van der Linden C.G., Vosman, B. Biodiversity assessment using markers for ecologically important traits. //Trends Ecol. Evol. 2002. V. 17. 577−582
  359. Vargas P., McAllister H.A., Morton C., Jury S.L., Wilkinson M.J. Polyploid speciation in Hedera (Araliaceae): Phylogenetic and biogeographic insights based on chromosome counts and ITS sequences.//Plant Syst.Evol. 1999.V.219.P.165 -179.
  360. Vicente JG and King GJ (2001) Characterization of disease resistance gene-like sequences in Brassica oleracea L.// Theor Appl Genet. 2001. V.102. P. 555−563.
  361. Vicient C.M., Kalendar R., Schulman A.H. Envelope-retrovirus-like elements are widespread, transcribed and spliced, insertionally polymorphic in plants.// Genome Res. 2001b. V.ll. P.2041−2049.
  362. Vicient C.M., Suoniemi A., Anamthawat-Jonsson K., Tanskanen J., Beharav A., Nevo E., Schulman A.H. Retrotransposon BARE1 and Its Role in Genome Evolution in the Genus Hordeum. //Plant. 1999. V.ll. P.1769−1784.
  363. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee Т., Homes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zebeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting.//Nucleic. Acids. Res. 1995. V.23. P. 4407- 4414.
  364. Walker J.C. Structure and function of the receptor-like protein kinases of higher plants.//Plant Mol. Biol. 1994. V.26.P. 1599−1609.
  365. Walsh B.M., Hoot S.B. Phylogenetic relationships of Capsicum (Solanaceae) using DNA sequences from two noncoding regions: the chloroplast atpB-rbcL spacer region and nuclear waxy introns.//Int J Plant Sci. 2001. V.162(6).P. 1409−1418.
  366. Wang D.G., Fan J.-В., Siao C.-J. Large-scale identification, mapping, and genotyping of single-nucleotide polymorphisms in the human genome.// Science. 1998. V. 280. P. 1077−1082.
  367. G., Mahalingam R., Knap H.T. (C-A) and (G-A) anchored simple sequence repeats (ASSRs) generated polymorphism in soybean, Glycine max (L.) Merr. //Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P. 1086−1096.
  368. G., Mahalingam R., Knap H.T. (C-A) and (G-A) anchored simple sequence repeats (ASSRs) generated polymorphism in soybean, Glycine max (L.) Merr.// Theor Appl Genet. 1998. V.96. P.1086−1096.
  369. Wang GL., Song WY., Ruan DL., Sideris S., Ronald PC. The clond gene Xa 21 confers resistance to multiple Xanthomonas orizae pv orizae isolates in transgenic plants// Mol Plant Microbe Interact. 1996. V. 9. P. 850−855.
  370. Wang Z., Weber J.L., Zhong G., Tanksley S.D. Survey of plant short-tandem DNA repeats .// Theor Appl Genet. 1994. V.88. P. 1−6.
  371. Warnock S.J. A review of taxonomy and phylogeny of the genus Lycopersicon. HortScience. 1988. V.23. P.669−673.
  372. Weigel D., Meyerowitz E.M. The ABCs of floral homeotic genes. // Cell. 1994. V.78. P.203−209.
  373. Wendel J.F., Schnabel A., Seelanan T. Bidirectional interlocus concerted evolution following allopolyploid speciation in cotton (Gossypium). И Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995.V.92.P.280−284.
  374. Wendel, J.F. Genome evolution in polyploids. // Plant. Mol. Biol. 2000. V.42. P.225−249.
  375. Wessler S.R. Transposable elements associated with normal plant genes. //Physiol. Plant. 1998. V.103. P.581−586.
  376. Wessler S.R., Bureau Т.Е., White S.E. LTR-retrotransposons and MITEs: important players in the evolution of plant genomes.// Curr.Opin.Genet. Dev. 1995. V. 5. P.814−821.
  377. Whitham S., Dinesh-Kumar S.P., Choi D., Hehl R, Corr C., Baker B. The product of the tobacco mosaic virus resistance gene N: Similarity to Toll and the interleukin-1 receptor.//Cell. 1994. V.78. P. 1101−1115.
  378. Whitham S., Dinesh-Kumar S.P., Choi D., Hehl R., Corr., Baker B. The product of the tobacco mosaic virus resistance gene N: similaryti to Toll and the interleukin-1 receptor.//Cell. 1994.V.78 (6).P. 1011−1015.
  379. Wicker T, Guyot R, Yahiaoui N, Keller В. CACTA transposons in triticeae. A Divice family of high copy elements. Plant Phys. 2003, V.132, p.52−63.
  380. Williams C.E., Clair D.A. Phenetic relationships and levels of variability detected by restriction fragment length polymorphisms and random amplified polymorphic DNA analysis of cultivated and wild accessions of Lycopersicon esculentum. II
  381. Genome, 1993, V.36. P.619−630.
  382. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. // Nucleic Acids Res. 1990. V.18. P.6531−6535.
  383. Wissemann V. Molecular evidence for allopolyploid origin of the Rosa canina complex (Rosaceae, Rosoideae).//J.Appl.Bot. 2002.V.76. P. 176 -178.
  384. Wolfe A.D., Xiang Q-Y., Kephard SR. Assessing hybridizatoin in natural populations of Pestemon (Scrophulariaceae) using hypervariable inter-simple sequence repeat (ISSR) bands. //Mol. Ecol 1998 V.7 P. 1107−1125.
  385. Wolff K. Morgan-Richards M. PCR markers distinguish Plantago majer subspecies.// Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P.282−286.
  386. Wu C, Li X, Yuan W, Chen G, Kilian A, Li J, Xu C, Li X, Zhang Q. Development of enhancer trap lines for functional analysis of the rice genome//Plant Journal, 2003, V.35, P. 418−427.
  387. Wu K.-S., Jones R., Danneberger L., Scolnik P.A. Detection of microsatellite * polymorphism without cloning // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. P. 3257−3258.
  388. Wunsch A. and Hormaza J.I. Molecular characterisation of sweet cherry (Prunus avium L.) genotypes using peach Prunus persica (L.) Batsch. SSR sequences. // Heredity. 2002. V.89. P.56−63.
  389. Xiong Y. and Eickbush Т.Н. Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences.//EMBO J. 1990.V.9.P.3353−3362.
  390. Xiong Y. and Eickbush Т.Н. Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences. EMBO J., 1990 V. 9, P.3353−3362.
  391. Xu D.H., Abe J., Gai J.Y., Shimamoto Y. Diversity of chloroplast DNA SSRs in wild and cultivated soybeans: evidence for multiple origins of cultivated soybean. // Theor Appl Genet. 2002. V.105. P.645−653.
  392. Yang W., Bai X., Eaton C., Kamoun S., van der Knaap E., Francis Discovery of single nucleotide polymorphisms in Lycopersicon esculentum by computer aided analysis of expressed sequence tags.// Molecular Breeding. 2004. V. 14. P.21−34.
  393. Yang G., Dong J., Chandrasekharan M.B., Hall T.C. Kiddo a new transposable element family closely associated with rice genes.// Mol. Genet. Genomics. 2001.V.266.P.417−424.
  394. Yanofsky M.F., Ma H., Bowman J.L., Drews G.N., Feldmann K.A., Meyerowitz E. M The protein encoded by the Arabidopsis homeotic gene agamous resembles transcription factors. //Nature. 1990. V.346. P.35−39.
  395. Yoshimura S., Yamanouchi U., Katayose Y., Toki S., Wang Z.-X. Expression of Xal, a bacterial blightresistance gene in rice, is induced by bacterial inoculation.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 5. P. 1663−1668.
  396. Young N.D. The genetic architecture of resistance.//Curr. Opin. Plant Biol. 2000. V.3. P. 285−290.
  397. Young N.D., Cregan P.B. Single-Nucleotide Polymorphisms in Soybean Genetics. 2003. V. 163. P.1123−1134.
  398. Youn-Kyu P., Kim B.-D., Kim B.-S., Armstrong K.C., Kim N.-S. Kariotyping of the chromosomes and physical mapping the 5S rRNA and 18S-26S gene families in five different species in Capsicum.//Genes Genet Syst. 1999. V.74. P. 149−157.
  399. Yu Z, Wright SI, Bureau T. Mutatio like elements in Arabidopsis thaliana: Structure, Diversity and Evolution// Genetics. 2000. V.156. P. 2019−2030.
  400. Zhang K., Letham D.S., John P.C.L. Cytokinin controls the cell cycle at mitosis by stimulating the tyrosine dephosphorylation and activation of p34(cdc2)-like hi histone kinase.//Planta. 1996. V.200. P.2−12.
  401. Zhang Q., Arbuckle J., Wessler S.R. Recent, extensive, and preferential insertion of members of the miniature inverted-repeat transposable element family Heartbreaker into genie regions of maize.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 1160−1165.
  402. Zhao Z.M., Boerwinkle E. Neighboring-Nucleotide Effects on Single Nucleotide Polymorphisms: A Study of 2.6 Million Polymorphisms Across the Human Genome. //Genome Research. 2002. V. 12. P. 1679−1686
  403. Zhong C.X., Marshall J.В., Topp C., Mroczek R., Kato A., Nagaki K., Birchler J.A., Jiang J., Dawe R.K. Centromeric retroelements and satellites interact with maize kinetochore protein CENH3. //Plant Cell. 2002. V.14. P.2825−2836.
  404. Zhou J.M., Loh Y.T., Bressan R.A., Martin G.B. The tomato gene Ptil encodes a serine/threonine kinase that is phosphorylated by Pto and is involved in the hypersensitive response.// Cell. 1995. V.83.P.925−935.
  405. Zhu Y. L.» Song Q. J.,. Hyten D. L, Van Tassell C. P., Matukumalli L. K., Grimm D. R., Hyatt S. M., Fickus E. W., Young and N. D., Cregan P. B. Single-Nucleotide Polymorphisms in Soybean//Genetics, 2003, V.163, P. 1123−1134
  406. Zietkiewicz E, Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification.// Genetics. 1994.1. V.20. Р176−183.
  407. Zou J., Wei Y., Jako C., Kumar A., Selvaraj G. and Taylor D.C. The Arabidopsis thaliana TAG1 mutant has a mutation in a diacylglycerol acyltransferase gene.// Plant J. 1999, V.19, P. 645−653.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!