Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Гидролитические прокариотные комплексы наземных экосистем

Диссертация: Гидролитические прокариотные комплексы наземных экосистем
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Впервые с использованием метода FISH оценена численность и выявлен филогенетический состав метаболически активных бактериальных гидролитических (хитинолитических и пектинолитических) комплексов наземных экосистем в зависимости от уровня увлажненности, температурного и окислительно-восстановительного режимов. Численность, метаболически активных гидролитических прокариот составила третью часть… Читать ещё >

Содержание

  • Актульность проблемы
  • Цель и задачи исследования
  • Научная новизна работы
  • Практическая значимость
  • Основные защищаемые положения
  • Апробация работы
  • Публикации
  • Благодарности
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Вертикально-ярусная структура сообществ микроорганизмов
    • 1. 2. Полисахариды (хитин и пектин) в природных экосистемах
      • 1. 2. 1. Хитин
      • 1. 2. 2. Пектиновые вещества
      • 1. 2. 3. Сферы применения исследуемых полисахаридов
    • 1. 3. Микроорганизмы и гидролитические ферментные комплексы в наземных экосистемах
      • 1. 3. 1. Хитинолитические ферментные системы
      • 1. 3. 2. Пектинолитические микробные комплексы
      • 1. 3. 3. Воздействие экологических факторов на основные группы хитинолитических и пектинолитических микроорганизмов
    • 1. 4. Молекулярно-биологических анализ хитинолитических сообществ в природных экосистемах
  • ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объекты исследования
    • 2. 2. Методы исследования
      • 2. 2. 1. Постановка эксперимента по инициации микробной сукцессии
      • 2. 2. 2. Изучение эмиссии диоксида углерода и метана из исследуемых микрокосмов
      • 2. 2. 3. Определение численности разных групп микроогранизмов люминесцентномикроскопическим методом
      • 2. 2. 4. Определение структуры прокариотного хитинолитического и пектинолитического сообществ почв методом FISH
      • 2. 2. 5. Выделение суммарной ДНК из исследуемых микрокосмов и амплификация фрагментов генов 16S rRNA и chiA
      • 2. 2. 6. Денатурирующий градиентный гель-электрофорез
      • 2. 2. 7. Филогенетический анализ
      • 2. 2. 8. Получение и идентификация чистых культур хитинолитических микроорганизмов
      • 2. 2. 9. Оценка интенсивности потребления хитина чистыми культурами микроорганизмов
      • 2. 2. 10. Определение интенсивности образования хитиназы чистыми культурами микроорганизмов
      • 2. 2. 11. Определение хитиназной активности in situ
  • ГЛАВА 3. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКОЕ РАЗНООБРАЗИЕ ГИДРОЛИТИЧЕСКИХ ПРОКАРИОТНЫХ КОМПЛЕКСОВ В ПРОСТРАНСТВЕННО-СУКЦЕССИОННОМ РЯДУ НАЗЕМНЫХ ЛЕСНЫХ ЭКОСИСТЕМ
  • ГЛАВА 4. РАЗЛОЖЕНИЕ БИОПИЛИМЕРОВ (ХИТИНА И ПЕКТИНА) ПОЧВЕННЫМИ ГИДРОЛИТИЧЕСКИМИ МИКРОБНЫМИ КОМПЛЕКСАМИ
  • ГЛАВА 5. МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ДЕТЕКЦИЯ ПРОДУЦЕНТОВ ХИТИНАЗ В ПОЧВЕННЫХ СИСТЕМАХ
  • ГЛАВА 6. ВОЗДЕЙСТВИЕ ЭКОЛОГИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ НА СТРУКТУРУ И ФУНКЦИОНАЛЬНУЮ ДЕЯТЕЛЬНОСТЬ ПОЧВЕННЫХ ГИДРОЛИТИЧЕСКИХ МИКРОБНЫХ КОМПЛЕКСОВ
    • 6. 1. Влияние почвенной влаги на функциональную активность микробных гидролитических комплексов
    • 6. 2. Влияние температуры на функциональную активность микробов-гидролитиков
    • 6. 3. Корреляция накопления биомассы и активности хитинолитического и пектинолитического микробных комплексов почв, развивающихся при различных паметрах температуры и давления почвенной влаги
    • 6. 4. Анализ структурных и функциональных показателей развития гидролитического микробного комплекса
  • ГЛАВА 7. МОЛЕКУЛЯРНО-БИОЛОГИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ КОМПОНЕНТНОГО СОСТАВА ГИДРОЛИТИЧЕСКИХ БАКТЕРИАЛЬНЫХ КОМПЛЕКСОВ ПОЧВ, РАЗВИВАЮЩИХСЯ ПРИ РАЗЛИЧНЫХ ЗНАЧЕНИЯХ ВЛАЖНОСТИ И ТЕМПЕРАТУРЫ
    • 7. 1. Исследование прокариотных хитинолитических и пектинолитических комплексов почв in situ методом FISH
    • 7. 2. Исследование компонентного состава гидролитических почвенных комплексов методом ДГГЭ-анализа амплифицированных фрагментов гена 16S rRNA
  • ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Гидролитические прокариотные комплексы наземных экосистем (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

Вертикальная дифференциация наземных биогеоценозов обусловлена формированием вертикальных ярусов, существенно различающихся по составу и структуре микробных сообществ. Все три яруса, надземный, наземный (подстилка), и почвенный ярусы связаны единым потоком органического вещества и представляют собой разделенные в пространстве стадии сукцессии по разложению органических веществ (Звягинцев и др., 1999; Redford et al., 2010). Разложение органических остатков связано, прежде всего, с деятельностью микроорганизмов, продуцирующих ферменты — гидролазы и лиазы, разрушающие сложные органические соединения. Совокупность этих микроорганизмов формирует гидролитический микробный комплекс, структура которого, во многом, влияет на особенности круговорота веществ и превращения энергии в биогеоценозе.

Масштабы развития микробных гидролитических комплексов и эффективности микробной деструкции биополимеров, в частности, полисахаридов различны в биогеоценозах разных климатических зон, однако в научной литературе имеется лишь первичная информация о структурном разнообразии и устойчивости микробных гидролитических комплексов при изменении экологических факторов. Долгое время считалось, что основной группой организмов, обладающих комплексом гидролитических ферментов, являются грибы. За последнее десятилетие появляется все больше информации о способности прокариот синтезировать самые различные деполимеразы (De Boer, 2001; Schrempf, 2001; Bhattacharya, 2007), что ставит вопрос о пересмотре роли этой группы микроорганизмов в превращении органических соединений и круговороте веществ в природе. Не все прокариоты обладают полным комплектом гидролитических ферментов, в следствие чего степень разложения полимеров разными группами прокариот различна. Интенсивность деятельности прокариот — деструкторов, как и всех микроорганизмов, очень сильно зависит от экологических факторов, в том числе температуры, влажности, окислительно-восстановительных условий, осмотического давления почвенных растворов и др. (Gohel et al., 2006). Выявление закономерностей устойчивости и функциональной активности гидролитических прокариотных сообществ в широком диапазоне изменений основных экологических факторов важно для решения задач почвенного плодородия и запросов биотехнологии, связанных с переработкой возобновляемого сырья.

Поступающие в природную систему полисахариды различного строения чрезвычайно широко распространены в природе и являются важным источником органических веществ. Такие полисахариды как хитин, пектин, целлюлоза, постоянно присутствуя в наземной системе, составляют возобновляемый пул органического углерода и азота (De Boer, 2004, Parcham, Deng, 2000). Содержание полисахаридов в почвах разного типа колеблется в пределах от 0,06% до 3,0% от массы почвы и от 1% до 14% от массы органического вещества почв. В почвы с растительными остатками ежегодно поступает от 2 до 14 т/га полисахаридов, значительная часть которых минерализуется или участвует, в качестве структурных элементов, в формировании гуминовых кислот (Gomez, 2004). Для включения элементов питания в биологический круговорот необходима деструкция полисахаридов, которую осуществляют соответствующие ферментные комплексы микроорганизмов. Как в России, так и за рубежом эта область исследований практически не затронута. Хотя имеется обширнейшая научная и технологическая литература по вопросам синтеза микробных гидролаз в лабораторных и промышленных условиях и по их применению в различных областях хозяйственной отрасли, медицине и сельском хозяйстве. Опубликованные в мировой научной литературе материалы по предлагаемой проблеме, как правило, содержат результаты исследований микробных деполимераз (хитиназ, целлюлаз, лигниназ и др.), не в естественных системах, а получаемых из культур микроорганизмов, инкубируемых на искусственных питательных средах.

В последнее время большой интерес вызывают хитиназы и препараты, полученные с их помощью, как перспективные экологически безопасные средства биологического контроля за фитопатогенными грибами и средства защиты растений от инфекций и биосорбенты широкого назначения (Eltarabily, 2000; De Boer, 1998; Downing, Thomson, 2000; Kobayashi et al., 2002). Кроме того, на основе процессов микробной деструкции полисахаридов, особенно деятельности хитиназ, могут быть разработаны эффективные способы биоремедиации и детоксикации почв. Однако, проблема микробной деструкции полисахаридов в естественных системах, особенно почвах, несмотря на свою высокую востребованность, до настоящего времени почти не изучалась. Изучение структурного и функционального разнообразия гидролитических микробных комплексов, локализованных в вертикальных ярусах, поможет составить более полное представление о поэтапном разрушении биополимеров в наземных биогеоценозах и оценить роль различных групп микроорганизмов на разных стадиях этого процесса.

Цель работы — выявить специфику устойчивости и развития гидролитических прокариотных комплексов, осуществляющих деструкцию полисахаридов (хитина и пектина) в наземных экосистемах, установить закономерности их распространения в биогеоценозах и зависимость функциональной активности от основных экологических факторов (влажности, температуры, присутствия метаболизируемого субстрата).

Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:

1. Оценить разнообразие и определить численность отдельных филогенетических групп прокариотных метаболически активных микроорганизмов — гидролитиков в наземных экосистемах, различающихся параметрами основных экологических факторов.

2. Разработать методические подходы для определения молекулярно-биологическими методами in situ таксономического разнообразия прокариот — гидролитиков (хитинолитиков и пектинолитиков) и их метаболической активности.

3. Проанализировать динамику функциональных и структурных показателей (дыхание, численность, биомасса) метаболически активных микроорганизмов — гидролитиков в микробных комплексах наземных экосистем при различных параметрах основных экологических факторов в наземных экосистемах.

4. Выявить наиболее активные группы прокариот, участвующих в разложении биополимеров (хитина и пектина) в наземных экосистемахвыделить и определить видовое разнообразие доминантов гидролитичеких сообществ методами полифазной таксономии, включая использование как фенотипических, так и молекулярно-генетических критериев. !

5. Определить в различных условиях лабораторного микрокосма (влажность, температура, метаболизируемый субстрат) скорости деструкции полисахаридов в почвенных образцах и установить с помощью математического планирования эксперимента относительную значимость исследуемых экологических факторов и величину отклика микробных гидролитических комплексов на изменение их параметров в структурных и функциональных показателях.

Научная новизна.

Впервые выявлены закономерности распространения в биогеоценозах гидролитических прокариотных комплексов в зависимости от влажности, температуры, окислительно-восстановительного потенциала и проведена оценка потенциальной гидролитической активности микробных комплексов наземных экосистем, развивающихся в широком диапазоне параметров основных экологических факторов. На основе экофизиологических критериев определена функциональная значимость гидролитических прокариотных микробных комплексов в наземных экосистемах, выявлена степень толерантности исследуемых микробных комплексов к экстремальным параметрам экологических факторов.

Разработана модификация флюоресцентномикроскопического метода анализа гибридизации клеток in situ (FISH) для определения филогенетического положения метаболически активных гидролитических прокариот вертикальных ярусов наземных экосистем — почвенного, наземного (подстилка) и надземного (филлосфера).

Впервые с использованием метода FISH оценена численность и выявлен филогенетический состав метаболически активных бактериальных гидролитических (хитинолитических и пектинолитических) комплексов наземных экосистем в зависимости от уровня увлажненности, температурного и окислительно-восстановительного режимов. Численность, метаболически активных гидролитических прокариот составила третью часть от численности всех прокариотных организмов надземного (филлосфера), наземного (подстилка) и почвенного ярусов экосистем. Установлено, что деструкция полисахаридов осуществляется преимущественно представителями филогенетических групп Actinobacteria, Firmicutes, Bacteroidetes и Proteobacteria. Выявлены различия в филогенетической структуре метаболически активных гидролитических прокариотных комплексов пространственно-сукцессионного ряда. Деструкция биополимеров в надземном ярусе осуществляется, главным образом, группой протеобактерий (альфаи бета-) — в почвенном гидролитическом комплексе уменьшается доля протеобактерий и увеличиваются доли фирмикут и актинобактерий.

Установлено, что в почвенном ярусе уровень увлажненности в заданном диапазоне для некоторых структурных показателей оказывается наиболее значимым фактором среди таких существенных для микробного сообщества параметров, как внесение органических веществ и время. Влажность более значима для деятельности хитинолитического комплекса, чем для пектинолитического. Впервые показано, что наиболее благоприятные условия для микробного разложения хитина складываются при влажности почв, близкой к полной влагоемкости. В глинистых и суглинистых почвах интервал значений влажности, необходимый для интенсивной микробной трансформации хитина шире, чем в песчаных. При увеличении влажности почв увеличивается деятельность мицелиальных бактерий (актиномицетов) в хитинолитическом комплексе. Вместе с тем впервые показано, что развитие гидролитического комплекса происходило и при низкой влажности почвы, близкой к влажности завядания растений.

Установлена высокая активность (по структурным и функциональным показателям) минорных по биомассе компонентов микробного сообществамицелиальных и одноклеточных прокариот, проявляемая при гидролизе полисахаридов в широком диапазоне температур. При этом, в процессах деструкции хитина, особенно велика роль актиномицетов.

Обнаружено, что дыхание почвенного микробного сообщества в широком спектре условий (влажность, температура, поступление органического вещества, сукцессионное время) может существенно контролироваться минорными по биомассе компонентами — мицелиальными и одноклеточными прокариотами, роль которых, очевидно, реализуется их вкладом в регуляцию функционирования микробного сообщества. В процессе деструкции полисахаридов в почве при увеличении как влажности, так и температуры в микробном гидролитическом комплексе заметно возрастает роль прокариотных микроорганизмов, особенно мицелиальных актинобактерий (актиномицетов).

С помощью математического планирования показана принципиальная возможность решения оптимизационной задачи с определением оптимальных значений факторов (температуры, влажности и сукцессионного времени) для функционального показателя микробного гидролитического комплекса (дыхания).

Практическая значимость.

Разработана модификация флюоресцентномикроскопического метода анализа гибридизации клеток in situ (FISH) для определения численности и филогенетической принадлежности метаболически активных гидролитических прокариот ярусов наземных экосистем — почвенного, наземного (подстилка) и надземного (филлосфера).

Проведенная оценка потенциальной и реализуемой гидролитической активности микробных сообществ наземных экосистем, развивающихся в широком диапазоне действия экологических факторов, и анализ их компонентного состава могут быть полезны для разработки и применения хитинсодержащих компостов и биодеградабельного упаковочного материала (биопластика), а также для решения проблемы утилизации хитини пектинсодержащих отходов микробиологической, медицинской и пищевой промышленности. Полученные данные могут быть использованы в биотехнологии для подбора оптимальных условий при поиске и выделении активных организмов хитинои пектинолитиков, а также создании бакпрепаратов для борьбы с фитопатогенами.

Выявление закономерности микробного разложения биополимеров даст возможность управлять микробными популяциями, в частности откроет новые перспективы повышения урожайности сельскохозяйственных культур.

Оценка потенциальной гидролитической активности и анализ компонентного состава микробных сообществ наземных экосистем в широком диапазоне действия экологических факторов могут быть полезны: 1) для разработки и применения хитинсодержащих компостов и биодеградабельного упаковочного материала (биопластика) — 2) для решения проблемы утилизации хитини пектинсодержащих отходов- 3) для подбора оптимальных условий выделения изолятов хитинои пектинолитиков и 4) для содания биопрепаратов для борьбы с фитопатогенами.

Результаты проведенных исследований включены в учебные пособия «Образование и поглощение парниковых газов в почвенных агрегатах» (2006) — «Идентификация метаболически активных клеток прокариот в почвах с применением молекулярно-биологического флюоресцентно-микроскопического метода анализа fluorescence in situ hybridisation (FISH)» (2008) — «Молекулярно-биологические аспекты исследований в экологии и микробиологии» (2010) — «Экстремофильные и экстремортолерантные актиномицеты в наземных экосистемах» (2011) и использованы в лекционных курсах по биологии почв, почвенной бактериологии, молекулярной биологии, экологии почвенных микроорганизмов, читаемых на факультете Почвоведения МГУ имени М. В. Ломоносова.

Проведение исследований было поддержано грантами РФФИ (проекты 11−04−0093la- 11−04−92 202-Монга- 00−04−49 162а- 02−04−49 061а- 05−04−49 252а- 08−04−1 233а- 06−04−48 165а- 08−04−90 201-Монга- 03−04−6 911 (мае) — грантами президента РФ для молодых ученых (МК-4000.2005.4) — грантами президента РФ для поддержки Ведущих научных школ (НШ-1518.2003.4, НШ-8797.2006.4, НШ-2227.2008.4), ФЦНТП «Биологическое разнообразие».

Основные защищаемые положения диссертации.

1. Применение молекулярно-биологических методов (FISH) в экологических исследованиях обеспечивает получение более полной информации о таксономическом разнообразии и потенциальной гидролитической активности микробных комплексов наземных экосистем, существующих в широком диапазоне экологических факторов (влажности, температуры, окислительно-восстановительного потенциала, поступления органического вещества). Сочетание двух молекулярно-биологических методов (FISH и DGGE-анализа суммарного амплификата фрагментов гена 16S rRNA) обеспечивает возможность информативной оценки различий в структуре доминантных и минорных компонентов гидролитических комплексов, формирующихся в различных ярусах наземных экосистем.

2. Функциональная деятельность гидролитических микробных комплексов наземных экосистем определяется активностью как доминантных, так и минорных компонент, которые также обладают высокой валовой ферментативной активностью. Деструкция биополимеров в надземном ярусе осуществляется, главным образом, представителями филогенетической группы Proteobacteria (классы альфа и бета). В минеральных горизонтах почвы усиливается роль гидролитических представителей групп Firmicutes и Actinobacteria.

3. Среди основных экологических параметров, определяющих функциональную активность гидролитического (хитинолитического) комплекса почвенного яруса (влажность, питательный ресурс, время сукцессии) наиболее значимым является влажность. Уровень влажности, обусловливающий максимальную активность гидролитического микробного комплекса зависит от типа почвы. Развитие гидролитического микробного комплекса происходит в крайне широком диапазоне влажности — от близкой к полной влагоемкости до близкой к влаге завядания.

4. Функциональная роль мицелиальных актинобактерий в метаболизме хитина заключается, с одной стороны, в активном разложении этого биополимера, а с другой — в регуляции функционирования микробного гидролитического комплекса посредством продукции биологически активных регуляторных метаболитов, что реализуется в широком диапазоне экологических параметров (влажность, температура, поступление органического вещества, сукцессионное время).

5. Математическое планирование эксперимента принципиально применимо для определения in situ оптимальных значений экологических факторов, существенно влияющих на функциональные показатели гидролитических микробных комплексов.

Апробация работы.

Материалы, вошедшие в диссертацию, были доложены и обсуждены на международных конференциях и симпозиумах: II (Санкт-Петербург, 1996), III (Суздаль, 2000), IV (Новосибирск, 2004), V (Ростов-на-Дону, 2008) съездах Докучаевского общества почвоведовНациональной конференции с международным участием «Эмиссия и сток парниковых газов на территории Северной Евразии» (Пущино, 2000) — Научной конференции «Растение и почва» (Москва, 2001) — International symposium «Functions of soils in the geosphere-biosphere systems» (Moscow, 2001) — Международной научной конференции «Экология и биогеохимическая деятельность микроорганизмов» (Одесса, 2001) — Международной научной конференции «Ecosystems of Mongolia and frontier areas of adjacent countries: Natural resources, biodiversity and ecological prospects» (Ulan-Bator, 2005) — Международной научной конференции «Проблемы сохранения, восстановление и обогащение биоразнообразия в условиях антропогенно измененной среды», (Кривой Рог, 2005) — 18th World Congress of Soil Science (Philadelphia, 2006) — 10th International Conference on Chitin & Chitosan (Montpellier, 2006) — 14th International Symposium on the Biology of Actinomycetes (Sunday, 2007) — X European Workshop on Astrobiology (EANA'2010) (Pushchino, 2010) — Доклад на научной конференции «Ломоносовские чтения» (Москва, 2009) — Научной конференции «Чтения памяти академика В.Е. Соколова» (Москва, 2009) — на заседании кафедры в Институте почвоведения и оценки земель университета Хохенхайм.

Штутгарт, 2010), на заседаниях кафедры биологии почв факультета Почвоведения МГУ имени М. В. Ломоносова.

Публикации.

Материалы диссертации содержатся в 93 печатных работах: 2 коллективных монографиях, 37 экспериментальных статьях (в том числе обзорах), опубликованных в реферируемых журналах, входящих в список ВАК, 7 учебных пособиях и 47 тезисах докладов на Международных и Всероссийских симпозиумах и конференциях.

Объем работы.

выводы.

1. Проведено комплексное исследование гидролитических прокариотных комплексов, формирующихся в зависимости от структуры биогеоценоза и экологических факторов (температуры, влажности, окислительно-восстановительного потенциала, органического вещества, времени).

2. Установлено, что численность физиологически активных гидролитических прокариотных комплексов, по данным модифицированного метода анализа гибридизации клеток in situ (FISH), составляет третью часть от количества всех прокариотных организмов надземного (филлосфера), наземного (подстилка) и почвенного ярусов исследованных биогеоценозов. Выявлены различия в филогенетической структуре гидролитических прокариотных комплексов пространственно-сукцессионного ряда: функциональными] и филогенетическими доминантами при деструкции биополимеров в надземном ярусе являются представители группы Proteobacteria (альфаи бета-), тогда как в почве усиливается роль бактерий групп Firmicutes и Actinobacteria.

3. Исследование структурных и функциональных показателей гидролитических микробных комплексов широкого ряда почв выявило, что наиболее активно процессы разложение полисахаридов протекают в черноземе и сербй лесной почвах, где роль основных гидролитиков принадлежит прокариотам.

4. В черноземе впервые выявлены in situ молекулярные детерминанты хитинолитической активности микроорганизмов — фермент хитиназа и ген chi, А (хитиназ группы А), принадлежащий представителям филогенетических групп Actinobacteria и Firmicutes. Эти филумы определены как доминирующие в — прокариотном хитинолитическом комплексе чернозема совокупным применением классических методов посева из почвы и молекулярно-биологическими методами — гибридизации клеток in situ.

FISH) и ДГГЭ-анализом денатурирующего градиентного гель-электрофореза.

5. Среди широкого ряда исследованных в условиях микрокосмов экологических факторов (температура, влажность, внесение органического вещества, время сукцессии), влияющих на развитие и функциональную деятельность гидролитических микробных сообществ почв, наиболее значимым оказывался уровень увлажненности почв, при этом в большей степени для хитинолитического комплекса по сравнению с пектинолитическим. Уровень влажности', обусловливающий максимальную активность гидролитического комплекса, определялся типом почвы.

6. Продемонстрировано соответствие филогенетического состава гидролитических комплексов каждой совокупности факторов (температура, влажность, органическое вещество), при которых формируется специфический микробный комплекс. При высоких уровнях увлажненности и температуры в микробном комплексе заметно возрастает роль прокариотных организмов, в основном актиномицетов.

7. Обнаружена новая функциональная активность актиномицетов в гидролитическом прокариотном комплексе: их контролирующее влияние на уровень дыхания комплекса в широком диапазоне параметров (влажности, поступления органического вещества, сукцессионного времени).

8. При оптимальных для жизнедеятельности большинства микроорганизмов влажности (60% от полной влагоемкости) и температуре (27°С) среди тюктинолитических и хитинолитических комплексов исследуемых почв внутри домена Bacteria доминантами являются представители филогенетических групп Firmicutes и Actinobacteria. С возрастанием влажности и понижением температуры в прокариотном микробном комплексе возрастает доля протеобактерий (альфаи бета-). С понижением влажности и возрастанием температуры отмечается увеличение одноклеточных актинобактерий.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В работе приведено комплексное исследование структуры и функциональной активности гидролитических микробных почвенных комплексов с использованием широкого набора молекулярно-биологических и классических методов, что позволило многосторонне охарактеризовать биологическую активность изучаемых экосистем. В зависимости от уровня увлажненности, температурного и окислительно-восстановительного режимов и времени сукцессии разработанная модификация флюоресцентномикроскопического метода гибридизации in situ (FISH) дала возможность оценить численность и выявить филогенетический состав метаболически активных бактериальных гидролитических хитинолитических и пектинолитических) комплексов вертикальных ярусов наземных экосистем. Оказалось, что численность метаболически активных клеток гидролитических комплексов составляет третью часть от численности всех прокариотных организмов надземного, наземного и почвенного ярусов биогеоценозов, определяемой окрашиванием акридиновым оранжевым.

Доминировали в гидролитических комплексах, преимущественно, представители филогенетических групп Actinobacteria, Firmicutes, Bacteroidetes и Proteobacteria. Выявлены различия в филогенетической структуре метаболически активных гидролитических прокариотных комплексов пространственно-сукцессионного ряда. Если деструкция биополимеров в надземном ярусе осуществляется, главным образом, группой протеобактерий (альфаи бета-), то в гидролитических комплексах почв всех г исследуемых типов, увеличивается доля фирмикут и актинобактерий за счет уменьшения доли протеобактерий. Таким образом, в каждом ярусе формируется специфический гидролитический прокариотический комплекс.

Применение метода анализа суммарного амплификата 16S rRNA методом ДГТЭ показало существенно большее число компонентов гидролитического комплекса в образцах с добавлением полисахаридов по сравнению с контрольными (фоновыми) вариантами. Сиквенс-анализ характерных ДГТЭ полос во-первых выявил в образцах опытных микрокосмов спектр сиквенсных типов, сходных с группами, которые были определены флюоресцентным методом гибридизации клеток in situ (FISH) и, во-вторых, позволил охарактеризовать структуру комплексов. Для образцов филлосферы обнаружено присутствие филотипов, наиболее близких к бактериям семейства Oxalobacteriaceae класса Betaproteobacteria и семейству Acidobacteriaceae филлума Acidobacteria. Бактериальный компонент в наземном ярусе (для образцов подстилки) был представлен четырьмя филотипами, составляющими два филогенетических кластера, один из которых наиболее близок к семейству Enterobacteriaceae класса Gammaproteobacteria, второй — к семейству Clostridiaceae грамположительных бактерий. В почвенном ярусе гидролитический бактериальный компонент оказался наиболее разнообразным и включал 8 филотипов, принадлежащих к трем основным линиям эволюции бактерий: к семейству Chitinophagaceae филлума Bacteroidetes, семейству Bacillaceae грамположительных бактерий и филлуму Actinobacteria (роду Streptomyces).

Функциональная активность гидролитических комплексов в исследуемых образцах почвенных микрокосмов, развивающихся при различных уровнях экологически различных параметров (влажность, температура, время сукцессии) была охарактеризована комплексом г показателей, которые согласовывались между собой. Для хитинолитического комплекса зарегистрировано образование фермента хитиназы и определена динамика его концентрации в почвах, которая коррелировала с величинами эмиссии диоксида углерода и накоплением биомассы микроорганизмов в микрокосмах. При изменении экологических.

256 параметров в пределах заданных величин степень увлажненности почвы оказывается более существенным фактором для развития хитинолитического микробного комплекса (чем внесение органических веществ и время сукцессии), при этом в большей степени для деятельности хитинолитического комплекса, чем пектинолитического. Изменение влажности оказывает координирующее влияние на развитие доминантных компонентов гидролитического комплекса. Так, с увеличением влажности в хитинолитическом микробном комплексе заметно возрастает роль прокариотных организмов, особенно, актинобактерий. г.

Была обнаружена новая функция актинобактерий (мицелиальных форм) в развитии гидролитического комплекса. Оказалось, что дыхание 1 комплекса в широком диапазоне значений (влажности, поступления органического вещества, сукцессионного времени) может существенно контролироваться актиномицетами, роль которых определяется не столько их непосредственной гидролитической активностью, сколько вкладом в контроль функционирования микробного комплекса, по-видимому, посредством характерной для актиномицетов продукции биологически активных веществ, в данном случае — с регуляторной функцией.

Эти результаты были подтверждены обнаружением в почвенных образцах функциональных генов. Так, методом «вложенного» ПЦР-анализа (nested PCR) с использованием специфических праймеров было выявлено наличие хитиназного гена (chiA) группы, А (семейства гликозилгидролаз) в почвенных микробных комплексах in situ и чистых культурах микроорганизмов, изолированных из исследуемых почв. По результатам г сиквенс-анализа полученных последовательностей хитиназного гена он принадлежал представителям ряда некультивируемых бактерий и филогенетических групп Actinobacteria и Firmicutes. Наблюдалась корреляция между 'результатами, полученными при исследовании филогении функционального хитиназного гена, и филогении 16S rRNA, однако среди.

257 близкородственных организмов, у которых методом ДГТЭ был выявлен хитиназный ген, не всегда обнаруживались те, которые выделялись нами методом посева на плотные среды с хитином.

Внутри домена Bacteria при оптимальных для жизнедеятельности большинства микроорганизмов условиях (влажность 60% от полной влагоемкости, температура 27°С) среди хитинолитических и пектинолитических доминантов исследуемых почв выявляются представители филумов Firmicutes и Actinobacteria. С возрастанием влажности и понижением температуры отмечается увеличение представителей филума Proteobacteria (альфаи бетаклассов), а с уменьшением влажности и возрастанием температуры в прокариотном микробном комплексе усиливается роль филума Actinobacteria, что демонстрирует регуляторную роль комбинаций экологических параметров для изменения филогенетического состава гидролитических комплексов.

Таким образом, совокупность методов молекулярно-генетического анализа гидролитических прокариотных комплексов позволила пополнить перечень и отметить разнообразие микроорганизмов-гидролитиков. Полученные результаты предполагают наличие горизонтального переноса хитиназных генов, как большинства генов биодеградации, локализованных в плазмидной ДНК, внутри микробного комплекса. В приведенных исследованиях получена новая информация, интересная для понимания закономерностей стабильного существования и развития прокариотных i гидролитических комплексов и важная для решения ряда почвоведческих и биотехнологических задач. Получение этой информации стало возможным благодаря применению целого комплекса микробиологических и молекулярно-генетических методов, модифицированных для анализа почвенных систем.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Ю.В., Быкова В. М., Кривошейка Л. И., Сидоров H.H.,
  2. В.М. Применение хитозана в сельскохозяйственном и декоративном растениеводстве. Новые перспективы в исследовании хитина и хитозана. Москва Щелково. 1999.
  3. Н.С. Систематика термофильных актиномицетов. Пущино. 1986.130 с.
  4. И.В. Роль продуктов жизнедеятельности актиномицетовв образовании гумусовых веществ // Почвоведение. 1962. № 12. С. 1315.
  5. Алимова Ф.К. Trichoderma/Hypocrea (Fungi, Ascomycetes, Hypocreales):таксономия и распространение. Казань: Казанский государственный университет имени В.И. Ульянова-Ленина. 2005. 264с.
  6. Н.Д. Микробиологические аспекты самоочищения иустойчивости почв. Наука. 2003. 223 с.
  7. Е.С. Выделения ДНК из бактерий // Микробиология. 2002. Т.71. № 4. С. 500−508.
  8. .А. Збомикробные взаимодействия в почве. М.: ГЕОС.2005. 212с.
  9. С.Н. Микробиология почвы. М.: Изд-во АН СССР, 1952.792 с.
  10. Л.И. Археи. М.: ИКЦ «Академкнига», 2007. 447 с.
  11. Г. Ф., Преображенская Т. П., Свешникова М. А., Терехова Л.П.,
  12. Т.С. Определитель актиномицетов. М.: Наука. 1983. 245с.
  13. М.Г. Характеристика состава грибов-микромицетовпустынных' областей Туркмении и развитие их при различной активности «Воды // Автореф. дисс. .канд. биол. наук. М.: МГУ. 1978. 23 с.
  14. И.М., Кривова А. Ю. Технология ферментных препаратов. М.:
  15. Изд-во Эвалар, 2000. 512 с.
  16. В. С., Зайцев С. А., Бабьева И. П. Микробное сообщество филлосферы ели // Биологические науки. № 2. 1980
  17. В.П., Гунин П. Д. Тепловой режим почвогрунтов пустынныхэкосистем // Экология. 1984. № 5 с. 16−22.
  18. С.Н., Куличевская И.С.Плангтомицеты: Загадочные красавцыиз мира бактерий // Природа. 2010. № 5. С. 27−35.
  19. Г. В. Урусевская И.С. География почв. М.: МГУ, 2004.460 с.
  20. Т.Г. Структура бактериальных сообществ почв. М.:1. Академкнига. 2002. 281 с.
  21. В.В. Русский чернозем. М.: ОГИЗ, 1948. 480 с. (Избр. Соч.:1. Т. 1).
  22. Л.В., Фирсов Г. Г. Пектин основные свойства, производство иприменение. М.: ДеЛи принт, 2007. 276 с.
  23. Д. Почвы Монголии. Улан-Батор. Изд-во „Аётоп“. 2003.287 с. '
  24. Е.А., Зенова Г. М., Звягинцев Д. Г., Судницын И.И.
  25. Спорообразование и мицелиальный рост стрептомицетов при различных уровнях влажности // Микробиология Т. 74, № 6. 2005. С. 795−799. 1
  26. Е.В. Влияние отходов биотехнологического производстваантибиотиков на агрохимические свойства и ферментативную активность дерново-подзолистой почвы // Вестник Московск. университета. Серия Почвоведение. 2004. № 3. С. 48−52.
  27. Д.Г. Почва и микроорганизмы. М.: Изд-во Московск. ун-та.1987. 256.
  28. Д.Г., Бабьева И. П., Зенова Г. М. Биология почв. М.: Изд-во
  29. Московск. ун-та. 2005. 445 с.
  30. Д.Г., Добровольская Т. Г., Бабьева И. П., Зенова Г.М., Лысак
  31. J1.B., Полянская JI.M., Чернов И. Ю. Структурно-функциональная организация микробных сообществ / „Экология в России на рубеже 21 века“. М.: Изд-во Научный мир, 1999, С. 147−180.
  32. ДТ., Зенова Г. М. Экология актиномицетов. М.: ГЕОС, 2001.257 с. о
  33. Д.Г., Зенова Г. М. Актиномицеты засоленных и щелочныхпочв. М.: Книжный Дом Университет. 2007. 107с.
  34. Д.Г., Зенова Г. М. Экстремофильные и экстремотолерантныеактиномицеты в наземных экосистемах. М.: Университетская Книга. 2011. 134 с.
  35. Д.Г., Питрюк А. П. Развитие микроорганизмов в проточных инепроточных капиллярах разной толщины // Микробиология. 1973. Т. 42. Вып. 1.С. 23−31.
  36. Зенова Г. М.,.Звягинцев Д. Г. Разнообразие актиномицетов в наземныхэкосистемах. М.: Изд-во Московск. ун-та. 2002. 130 с.
  37. Г. М., Курапова А. И., Лысенко A.M. и Звягинцев Д.Г.структурно-функциональная организация комплексовтермотолерантных актиномицетов пустынных и вулканических почв // Почвоведение. 2009. № 5. С. 575−580.
  38. Г. М., Дуброва М. С., Звягинцев Д. Г. Структурнофункциональные особенности комплексов почвенных психротолерантных актиномицетов // Почвоведение. 2010. № 4. С. 482 487.
  39. Иванушкина (Н.Е. Влияние температуры и водного потенциала на рости развитие почвенных грибов. Автореф. диссерт. канд. биол. наук. 1984.23 с. ¦
  40. А.В., Варламов В. П. Энзимология синтеза и деградации хитинаи хитозана / Хитин и хитозан: получение свойства и применение. Подред. акад. РАСХН К. Г. Скрябина, д.х.н. Г. А. Вихоревой, д.х.н. В. П. Варламовой. М.: Наука. 2002. 368 с. V
  41. Л.В., Шарая JI.C. Актиномицеты и растения // Успехимикробиологии. 1990. Т.25. С. 26−65.
  42. A.B., Глушакова A.M., Юрков A.M., Чернов И.Ю.
  43. Особенности дрожжевых группировок в филлосфере сфагновых мхов //Микробиология. 2008. Т.77. № 4. С. 533−541.
  44. П.А. Микробные популяции в природе. М.: Изд-во Московск. ун-та. 1989. Л 75 с.
  45. И.К., Кизилова А. К., Быкова С. А., Менько Е.В., Гальченко
  46. В.Ф. Молекулярный анализ накопительных культур с высоким сродством к метану, выделенных из почв лесного биоценоза и агроценозов//Микробиология. 2010. Т. 79. № 1. С. 114−122.
  47. Куличевская- И.С., Зайчикова М. В., Деткова E.H., Дедыш С. Н.,
  48. Заварзин Г. А. Larkinella arboricola sp. nov. новая спиралеобразующая бактерия филогенетической группы Bacteroidetes из микробного сообщества разлагающейся древесины. Микробиология. 2009. Т.78. № 6 С.780−785.
  49. О.С., Манучарова H.A., Добровольская Т. Г. Особенностибактериальных сообществ гидроморфных почв северных регионов // Вестн. Московск. ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 2010. № 4. С. 41−43.
  50. А.Н. Род Botrytis micheli (Mititit fungi). Диссерт. докторабиологических наук. 2000. 300с.
  51. Л.В., Лапыгина Е. В., Конова И. А., Звягинцев Д. Г. Численность ибиол. наук. 2000. 300 с. таксономический состав ультрамикробактерий в почвах // микробиология. 2010. Т.79. № 3. С. 432.
  52. Манучарова * H.A., Власенко А. Н., Белова Э. В., Зенова Г. М.,
  53. Т. Г., Степанов А. Л. Методические аспекты определения использования хитина почвенными микроорганизмами. Известия РАН. Сер. Биол. 2008. № 5. С. 635−640.
  54. O.E. Микробиологические аспекты охраны почв. М. Изд-во1. МГУ.1991.120 с.
  55. А.И., Актуганов Г. Э., Галимзянова Н. Ф. Роль хитиназы впроявлении и антигрибной активности штаммов Bacillus sp. 739. // Микробиология. 2001. Т. 70. № 5. С. 636−641.
  56. Методы почвенной микробиологии и биохимии // М.: Изд-во МГУ.1991.303 с.
  57. E.H. Термофильные микроорганизмы в природе и практике.
  58. М.: Изд-во АН СССР. 1950. 635 с.
  59. E.H., Перцовская М. И. Микроорганизмы и самоочищениепочвы. М.: Изд-во АН СССР, 1954. 650 с.
  60. А.И., Бонч-Осмоловская Е.А., Горленко В. М. и др. Экологиямикроорганизмов. Под ред. А. И. Нетрусова. М.: Изд. центр „Академия“, 2004. 272 с.
  61. Определитель бактерий Берджи. 1997. М.: Мир. 799с.
  62. Д.С., Бирюкова О. Н., Суханова Н. И. Органическое веществопочв Российской Федерации. М. Наука. 1996. 253 с.
  63. Панкратов TIA., Белова С. Э., Дедыш С. Н. Оценка филогенетическогоразнообразия прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH // Микробиология 2005. Т. 74. № 6. С. 831−837. <
  64. О.М. Микрофлора тундровых почв. Л.: Наука, 1989. 159с.
  65. JI.M. Микробная сукцессия в почве. Автореферат дисс. доктора био! л. наук М.: Изд-во МГУ. 1996. 98 с.
  66. A.B. Газовая фаза почв. Москва: Издательство Московскогоун-та. 2005.-301 с.
  67. Современная микробиология. Прокариоты. Т.2/ Отв. Редакторы Й.
  68. , Г. Дрефе, Г. Шлегель. М.: Мир. 2005. 496 с.
  69. А.Л. Микробная трансформация парниковых газов в почвах.1. М.:ГЕОС. 2011. 192 с.
  70. И.И. Движение почвенной влаги и водопотреблениерастений. М.: Изд-во Московск. ун-та. 1979. 254 с.
  71. Е.А., Ананьева Н. Д., Благодатская Е. В. Разделение грибного ибактериального субстрат-индуцированного дыхания с использованием антибиотиков в почвах разных экосистем // Микробиология. 2005. Т.74.№З.С? 394−400.
  72. А.С. Экологические ниши почвенных актиномицетов.
  73. Диссертация кан. биол. наук. М.: МГУ, 2003. 182 с.
  74. Терехова Л. П, Алфёрова И. В. Комплексный метод выделения из почвыактиномицетов антагонистов // Поиск продуцентов антибиотиков среди актиномицетов редких родов. Алма — Ата: Гылым. 1990: 20−29.
  75. Л.П., Галатенко О.А.» Алферова И. В., Преображенская Т.П.
  76. Использование селективных сред для выделения актиномицетов // Поиск продуцентов антибиотиков среди актиномицетов редких родов. Алма-Ата. Гылым. 1990. С.5−12.
  77. Н.А., Пиреева Д. А., Фениксова Р.В. Образование хитиназы
  78. Actinomyces kurssanovii. // Микробиология. 1976. Т. XLV. С. 625−629.
  79. М.М., Кураков А. В., Степанов А. Л. Микробиологическаятрансформация азота в почве. М.: ГЕОС. 2007. 137.
  80. Е.П. Хитин грибов: распространение, биосинтез, физикохимические свойства и перспективы использования / Хитин и хитозан. Под ред. акад. РАСХН К. Г. Скрябина, д.х.н. Г. А. Вихоревой, д.х.н. В. П. Варламовой М.: Наука, 2002. 365 с.
  81. Е.П. Клеточная стенка грибов: современные представленияо составе и биологической функции // Микробиология. 2010. Т.79. № 6. С.723−733.
  82. Хитин и хитозан. Получение, свойства и применение / Под ред. К. Г.
  83. , Г. А. Вихоревой, В. П. Варламова. М.: Наука. 2002. 368с.
  84. И.Ю., Лысак JI.B. Общая экология. М.: МАКС Пресс. 2008.74с.
  85. И.Ю., Добровольская Т. Г., Лысак Л. В. Почва и микробноесразнообразие / Роль почвы в формировании и сохранении биологического разнообразия. Отв. Ред. Г. В. Добровольский, И. Ю. Чернов. М.: Товарищество научных изданий КМК. 2011. С.22−85.
  86. И. Ю. Марфенина O.E. Адаптивные стратегии грибов в связи сосвоением наземных местообитаний / Палеопочвы и индикаторы континентального выветривания в истории биосферы. М.: ПИР РАН. 2010. С.95−111.
  87. Е.В. Физика почв. М.: Изд-во Московско ун-та. 2005. 445с. с
  88. Л.Л., Тонконогов В. Д., Лебедева И.И, Герасимова М. И. Подред. Добровольского Г. В. Классификация и диагностика почв России. Смоленск: Ойкумена. 2004. 342 с.
  89. Г. Общая микробиология. М.: Изд-во иностр. лит-ры, 1972.476 с.
  90. Эль-Регистан Г. И., Мулюкин А. Л., Николаев Ю. А., Сузина Н. Е.,
  91. В.Ф., Дуда В. И. Адаптогенные функции внеклеточных ауторегуляторов микроорганизмов // Микробиология. 2006. Т.75. С. 446−456. |с
  92. Aber J. D. and Mellilo J. M. Terrestrial Ecosystems. Saunders College
  93. , PA. 1991. P. 84−88.
  94. M.P., Rainey F.A., Nobre M.F. & Cosata M.S. Thermomonashydrothermalis sp. nov., a new slightly thermophilic y-proteobacterium267isolated from a hot spring in central Portugal // Syst. Appl. Microbiol.2003. 26: 70−75.
  95. Amann R.I., Krunholz L., Stahl D.A. Fluorescent-oligonucleotide probing ofwhole cells for determinative, phylogenetic and environmental studies in microbiology//Bacteriol. 1990. 172: 762−770.
  96. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic identification and insitu detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. 1995. 59: 143−169.
  97. Amanda J. Redford, Robert M. Bowers, Rob Knight, Yan Linhart, Noah
  98. Fierer. The ecology of the phyllosphere: geographic and phylogenetic variability in the distribution of bacteria on tree leaves // Environmental Microbiology, 2010, 12(11), P. 2885−2893
  99. Anderson A. S. and Wellington E. M. H. The taxonomy of Streptomyces andrelated Genera // Int. J. Syst. Evol. Bacteriol. 2001. 51: 797−814.
  100. Andrews, J.H., and Harris, R.F. The ecology and biogeography ofmicroorganisms of plant surfaces. // Annu Rev Phytopathol, 2000, 38: 145−180. '
  101. Anjaiah V., Cornalis P., Koedam N. Effect of genotype and root colonizationin biological control of fusarium wilts in pigeonpea and chickpea by Pseudomonas aeruginosa PNA1 // Can. J. Microbiol. 2003. 49: 85−91.
  102. Y. & Muthukrishnan S. Insect chitinase and chitinase-like proteins
  103. Cell. Mol. Life Sei. 2010. 67: 201−216.
  104. Arotupin D. J., Akinyosoye F. A. and Onifade A. K. Purification andcharacterization of pectinmethylesterase from Aspergillus repens isolatedfrom cultivated soil // African Journal of Biotechnology Vol. 7 (12), pp. 1991−1998, 17 June, 2008.
  105. Baker G.C. and Cowan D.A. 16S rDNA primers and the unbiasedassessment of thermophile diversity // Biochem. Soc. Trans. 2004. 32: 218— 221.
  106. Barros M. D., Bonetti S. J. and Carsella J. S. Isolation of Penicilliumchitinases: a comparison of enzymes isolated from supernatant and pelleted fractions // FASEB J. 2006. 20: A 57.
  107. Beg Q.K., B. Bhushan, M. Kapoor, G.S. Hoondal. Production andcharacterization of thermostable xylanase and pectinase from Streptomyces sp. QG-11−3 // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2000. 24: 396−402.
  108. Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology // Eds. J.A.Holt, N.R. Krieg, Peter H.A. Smath, J.T. Stanley, S.T. Williams. Baltimore ets: Williams and Wilkins, 1994. 787 p.
  109. J., (c)loger U., Schmid M., Hartmann A., Scheu S. Routinefluorescence in situ hybridization in soil // J. Microbiol. Methods. 2007. 69: 451−460.
  110. Berthrong S.T., Schadt C.W., Pineiro G. and Jackson R.B. Afforestationalters the composition of functional genes in soil and biogeochemical processes in South American grasslands // Appl. Environ. Microbiol. 2009. 75 (19): 6240−6248.
  111. S., Singh S.A., Meens J. & Buchholz K. Cloning of the pelAgen from Baicillus licheniformis 14A and biochemical characterization of recombinant, thermostable, high alkaline pectate lyase // Appl. Microbiol. Biothechnol. 2004. 64: 560−567.
  112. Bhattacharya D., Nagpure A., Gupta R.K. Bacterial chitinases: propertiesand potential // Crit. Rev. Biotechnol. 2007. 27(1): 21−28.
  113. Bhushan B. and Hoondal G.S. Isolation, purification and properties of athermostable chitinase from an alkalophilic Bacillus sp. BG-11 // Biotechn. Lett. 1998. 20(2): 157−159.
  114. Boot R.G., Blommaart E.F.C., Swart E., Ghauharali-van der Vlugt K., Bijl
  115. N., Moe C., Place A. & Aerts J.M.G. Identification of a nivel acidic mammalian chitinase distinct from chitotriosidase // J. Biol. Chem. 2001. 276: 6770−6778.
  116. Boyer J.N. Aerobic and Anaerobic Degradation and Mineralization of 14C
  117. Chitin by Water Column and Sediment Inocula of the York River Estuary, Virginia//Appl. Environmen. Microbyol. 1994. P. 174−179.
  118. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for quantitationof microgramquantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. 72: 248−254.
  119. T. D. & Madigan M. T., 1988. Biology of Microorganisms. 5th edn. Prentice Hal| Incorporation. 835 pp.
  120. Bruhlmann F., Kim K.S., Zimmerman W. and Fiechter A. Pectinolytic Enzymes from actinomycetes for the degummining of raimie bast fibers // Appl. & Environ. Microbiol. 1994. 60 (6): 2107−2112.
  121. Busse H.-J., Kampfer P., Moore E.R.B. & 7 other authors. Thermomonas haemolytica gen. nov., sp. nov., a c-proteobacterium from kaolin slurry // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. 52: 473−483.
  122. Campbell J.H., Clark J.S. and Zak J.Z. PCR-DGGE Comparison of Bacterial Community Structure in Fresh and Archived Soils Sampled along a Chihuahuan Desert Elevational Gradient // Microb. Ecol. 2009. 57 (2): 261−266.
  123. Casida L.E. Jr. Industrial Microbiology. Enzymes as Fermentation Products 4th edition // Wiley Eastern Limited New Delhi, 1991. pp. 390−401.
  124. D. & Kirchman D.L. Composition of estuarine bacterial communities' assessed by denaturing gradient gel electrophoresis and fluorescence in situ hybridization // Limnol. Oceanogr.: Methods. 2004. 2: 303−314.
  125. Chandler D.P., Fredrickson J.K. and Brockman F.J. Effect of PCR template concentration on the composition and distribution of total community 16S rDNA clone libraries // Mol. Ecol. 1997. 6: 475182.
  126. Chen M.Y., Tsay S.S., Chen K.Y., Shi Y.C., Lin Y.T. & Lin G.H. Pseudoxanthomonas taiwanensis sp. nov., a novel thermophilic, N20-producing species isolated from hot springs // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. 52:2155−2161.
  127. Chin K.-J., Liesak W. and Janssen H. Optitus terrae gen nov., sp. Nov., to accommodate novel strain of the division «Verrucomicrobia» isolated from rice paddy soil//IJSEM. 2001. 51: 1965−1968.
  128. Christopher C.A. and Clauset A.O. 1980. U.S. Patent 4,210,204.
  129. Conrad R., Bak F., Seitz H.B., Thebrath B., Mayer H.P., Schutz H. Hydrogen turnover by psychrotrophic homoacetogenic and mesophilic methanogenic bacteria in anoxic paddy soil and lake sediments // FEMS Microbiol. Ecol. 1989. V. 62. P. 285−294.
  130. Cottrell M. Tt, Wood D.N., Yu L., Kirchman D.L. Selected chitinase genes in cultured and uncultured marine bacteria in the alpha- and gamma-subclasses of the proteobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 2000. 66(3): 1195−201. '
  131. Culbreath AK, Rodriguez-Cabana R, Morgan-Jones G. Chitin and Paecilomyces lilacinus for control of Meloidogyne arenaria // Nematropica. 1986.16: 153−166.
  132. Dahiya N., Tewari R., Tiwari R.P., Singh Hoodndal G. Chitinase from Enterobacter' sp. NRG4: Its purification, characterization and reaction pattern // Electron. J. Biotechnol. 2005. V.8. № 2.
  133. Dahiya N., Tewari R., Hoondal G.S. Biothechnological aspects of chitinolytic enzymes: a review // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. 71: 773−782.
  134. Davila-Rodriguez J.L.- Escobar-Barrios V.A., Shirai K. & Rangel-Mendez J.R. Synthesis of a chitin-based biocomposite for water treatment: Optimization for fluoride removal // Journal of Fluorine Chemistry. 2009. 130(8): 718−726.
  135. Davis B., Eveleigh D.E.// In: Chitin, Chitosan and Related Enzymes. J.P. Zikakis ed. Orlando Academic Press. 1984. P. 161−179.
  136. De Boer W, Gunnewiek PJAK, Lafeber P., Janse J.D., Spit B.E., WoldendorpiJ.W. Antifungal properties of chitinolytic dune soil bacteria // Soil Biol. & Biochem. 1998. 30(2): 193−203.
  137. De Boer W.,' Gerards S., Klein G. P.J.A. and Modderman R. Response of the chitinolytic microbial community to chitin amendments of dune soils // Biol. Fertil. Soils. 1999. 29: 170−177.
  138. De Boer W., Klein Gunnewiek P.J., Kowalchuk G.A. and Van Veen J.A. Growth of Chitinolytic Dune Soil B-Subclass Proteobacteria in Response to Invading Fungal Hyphae // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 67(8): 33 583 362.
  139. Dedysh S. N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S. and Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of Bacteria community composition. in an acidic Sphagnum peat bog // Appl. Envir Microbiol. 2006. 72(3): 2110−2117.
  140. Deshpande M.V. Enzymatic degradation of chitin and its biological applications // J. Sci. Ind. Res. 1986. 45: 273−281.
  141. S., Bunger U., Siefert E. // In: Advan. Chitin Sci. M.G. Peter, A. domard, R.A.A. Muzzarelli, eds. Postdam. Univercity of Postdam. 2000. V. 4. P. 506−510.
  142. Domsch K.H., Gams W., Traute-Heidi Anderson. «Compendium of soil fungi"// Eching: IHW Verl. Reprint der Ausg. Von 1980. Vol. 1 (1993).
  143. K.J. & Thomson J.A. Introduction of the Serratia marcescens chiA gene into an endophytic Pseudomonas fluorescens for the biocontrol of fitophatogenic fungi // Can. J. Microbiol. 2000. 46: 363−369.
  144. Edenborn S.L. and Sexstone A J. DGGE fingerprinting of culturable soil bacterial communities complements culture-independent analyses // Soil Biol. & Biochem. 2007. 39 (7): 1570−1579.
  145. Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M.D., Boeettge E.C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes, characterization of gene coding for 16S ribosomal RNA // Nucl. Acids Res. 1989. V. 17. P.7843−7853.
  146. Eickhorst T. iand Tippkotter R. Improved detection of soil microorganisms using fluorescence in situ hybridization (FISH) and catalyzed reporter deposition (CARD-FISH) // Soil Biol.& Biochem. 2008. 40(7): 18 831 891. i
  147. Eilenberg H., Pnini-Cohen S., Schuster S., Movtchan A. & Zilberstein A. Isolation and characterisation of chitinase genes from pitches of the carnivorous plant Nepenthes khasiana // J. Exp. Bol. 2006. 57: 2775−2784.
  148. Eltarabily-K.A., Soliman-M.H., Nassar-A.H., Alhassani-H.A. Biologycal-Control of Sclerotinia Minor Using a Chitinolytic Bacterium and Actinomycetes // Plant Pathology. 2000. 49(5): 573−583.
  149. Escott G.M.: and Adams D.J. Chitinase Activity in Human Serum and Leukocytes // Infection and Immunity. 1995. 63(12): 4770−4773
  150. Favela-Torres E., Volke-S.T. and Viniegra-Gonzalez G. Production of Hydrolytic Depolymerising Pectinases // Food Technol. Biotechnol. 2006. 44 (2) 221−227.
  151. Feller G., Narynx E., Arpigny J. L., Zekhini Z., Swings J. and Gerday C. Temperature dependence of growth, enzyme secretion and activity of psychrophilic Antarctic bacteria // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1994. 41: 477—479.
  152. Fenice M., Selbmann L., R. Di Giambattista and Federici F. Chitinolytic activity at lpw temperature of an Antarctic strain (A3) of Verticillium lecanii//Research in Microbiol. 1998. 149(4): 289−300.
  153. J., Pilet E., Jolles P. // In: Chitin Enzimology. R.A.A. Muzzarelly, Italy, ed. Atec. 1992. V. 48. P. 701−716.
  154. Friedrich J., Cinerman A., Steiner W. Production of pectolytotic enzymes by Aspergillus niger. Effect of inoculum size and Potassium Hexacyanoferrate II Trihydrate. // Appl. Microbiol. Biotechnol, 1990. 33: 377.
  155. Gao J., Bauer M. W., Shockley K.R., Pysz M.A. and Kelly R. M. Growth of Hyperthermophilic Archaeon Pyrococcus furiosus on Chitin Involves Two Family .18 Chitinases // Appl. Environ. Microbiol. 2003. 69(6): 31 193 128.
  156. Gao X.D., Katsumoto T., Onodera K. Purification and Characterization of Chitin Deacetylase from Absidia coerulea // J. Biochem. 1995. 117:257 263.
  157. Garcia J.L., Patel B.K.C., Ollivier B. Taxonomic, phylogenetic, and ecological diversity of methanogenic Archae // Anaerobe. 2000. V. 6. P. 205−226. :
  158. Georlette D., Blaise V., Collins T., D’Amico S., Gratia E., Hoyoux A., Marx J.-C., Sonan G., Feller G., Gerday C. Some like it cold: biocatalysis at low temperatures // FEMS Microbiol. Rev. 2004. 28: 25−42.
  159. Giersher K. Pectin and pectic enzymes in fruit and vegetables technology // Gordian. 1981. V.81. №№ 7−8. p. 171−176.o
  160. Gillichinsky D., Vishnivetskaya T., Petrova M., Spirina E., Mamykin V. and Rivkina E. Bacteria in Permafrost // In «Psychrophiles: from biodiversity to biotechnology» ed. by Margesin R., Schinner F., Marx J.K., Cerdey C. Springer Verlag. 2008. 462 p.
  161. Gohel V., Singh A., Vimal M., Ashwini P. and Chhatpar H.S. Bioprospecting and antifungal potential of chitinolytic microorganisms. // African Journal of Biotechnol. 2006. 5 (2): 54−72.
  162. Gonzalez-Franco A.C., Deobald L.A., Spivak A. and Crawford D.L. Actinobacterial chitinase-like enzymes: profiles of rhizosphere versus non-rhizosphere isolates // Can. J. Microbiol. 2003. 49: 683−698.
  163. Gooday G.W. Physiology of microbial degradation of chitin and chitosan //
  164. Biodegradation. 1990. 1: 177−190.275
  165. Gortari M.C. and Hours R. A. Fungal chitinases and their biological role in the antagonism onto nematode eggs. A review. // Mycol. Progress. 2008. 7(4): 221−238.
  166. Gould W.D., Bryant R.J., Trofimow J.A., Anderson R.V., Coleman D.C. Chitin decomposition in a model soil system. // Soil Biol. & Biochem. 1981. 13:487−492.
  167. A.M. & Russell N. J. Physiology of cold-adapted microorganisms // In «Cold-adapted Organisms», Edited by R. Margesin & F. Schinner. New York: Springer. 1999. 416 p.
  168. Gray T.R.G. and Baxby P. Chitin decomposition in soil. II. The ecology of chitinoclastic micro-organisms in forest soil // Trans. Br. Mycol. Soc. 1968. 51: 293−309J
  169. DM. 1985. A comparison of the roles of bacteria and fungi. In: Leadbetter ER, Poindexter JS (eds) Bacteria in nature. I. Bacterial activities in perspective // Plenum, New York, pp 221−255 x
  170. Gschwendtner S., Reichmann M., Miiller M., Radl V., Munch J.C. and Schloter M. Abundance of bacterial genes encoding for proteases and chitinases in the rhizosphere of three different potato cultivars // Biol. Fertil. Soils. 2010. 46: 649−652.
  171. Gummadi S.N., Kumar D.S. Microbial pectic transeliminases // Biotechnology Letters, 2005. V. 27. P. 451−458.
  172. Haki G. D. and Rakshit S. K. Developments in industrially important thermostable enzymes: a review // Bioresourse Technology. 2003. 89(1): 17−34.
  173. Hallmann J., Rodriguez-Kabana R., Kloepper J.W. Chitin-mediated changes in bakterial communities of the soil, rhizosphere and within roots of cotton in relation to nematode control // Soil biology and biochemistry. 1999. 31: 551−560.
  174. Y., Saito K., Yoshimatsu T., Ozawa T., Kobayashi T. & Ito S.
  175. Deduced amino-acid sequence and possible catalytic residues of a novel276pectate lyase from an alcalophilic strain of Bacillus // Eur. J. Biochem. 2000. 267: 2268−2275.
  176. B. & Bairoch A. New families in the classification of glycosyl hydrolases based on amino acid sequence similarities // Biochem. J. 1993. 293: 781−788.
  177. Henrissat B. Classification of chitinase modules // In Chitin and chitinases. Muzzarelli RAA (ed). Basel, Switzerland: Birkhauser-Verlag. 1999. pp. 137−159.
  178. Herron S.R., Benen J.A.E., Scavetta R.D., Visser J. & Jurnak F. Structure and function of pectic enzymes: virulence factors of plant pathogens // Proc. Natl. acad. Sci. USA. 2000. 97: 8762−8769.
  179. P. 1988. U.S. Patent 4,743,288.
  180. Howard M.B., Ekborg n.A., Weiner R.M., Hutcheson S.W. Detection and characterization of chitinases and other chitin-modifying enzymes // J. Ind. Microbiol. B’iot. 2003. 30: 627−635.
  181. Ikeda S., Ytow N. Ezura H., Minamisawa K., Miyashita K., Fujimura T. Analysis of molecular diversity of bacterial chitinase genes in the maize rhizosphere using culture-independent methods // Microbes and Environm. Microbiology. 2007. 66: 3290−3296.
  182. Iseli B., Boiler T., Neuhaus J.-M. // In: Chitin Enzimology. R.A.A. Muzzarelly, Italy, ed. Atec. Edizioni. 1996. V. 2. P. 135−142.
  183. Jayani R.S., Saxena S. and Gupta R. Microbial pectinolytic enzymes: A review // Process Biochemistry. 2005. 40: 2931−2944.
  184. Jeffries P. Mycoparasitism within the zygomycetes // Bot J Linn Soc 91: p. 135−150.1985
  185. Jiang C., Xu L. Actinomycete diversity in unusual habitats // Bioline Enternational. Actinomycetes. 1993. 4(2): 47−57.
  186. D., Martinou A., Bouriotis V. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 2564−2568.
  187. Kang H., Freeman C., Park S.S., and Chun J., N-Acetylglucosaminidase Activities in Wetlands: A Global Survey // Hydrobiologia. 2005. 535: 103 110. !
  188. Kapoor M., Kuhad R.C. Improved polygalacturonase production from Bacillus sp. Mg Cp — 2 under submerged (SMF) and solid state (SSF) fermentation.// Lett. Appl. Microbiol. 2002. 34: 317−322.
  189. Karlsson M. and Stenlid J. Comparative Evolutionary Histories of Fungal Chitinases. .// In Evolutionary Biology. Concept, Modeling and Application. Ed. by Pierre Pontarotti. Springer Verlag. 2009. Part 3. Chap. 19. pp. 323−337.
  190. Kashyap D.R., Vohra P.K., Chopra S. and Tewari R. Application of pectinases in the commercial sector: a review // Bioresource Technol. 2001. 77: 215−237.
  191. Kasugai H., Motojima S. and Inouse K. 1975. U.S. Patent 3,891,756.
  192. Kawase T., Saito A., Sato T., Kanai R., Fujii T., Nikaidou N., Miyashita K., Watanabe T. Distribution and phylogenetic analysis of family 19 chitinases in Actinobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70 (2): 1135−1144.
  193. Kertesz L.I. The pectin substances. New York: Intersciense Publishers, 1951.-628p.
  194. Kim S.-K. Chitin, Chitosan, Oligosaccharides and Their Derivatives: Biological Activities and Applications. CRC Press, USA. 2010. 662 p.
  195. Kirchman D.L. The ecology of Cytophaga-Flavobacteria in aquatic environments // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. 39: 91−100.
  196. Klappenbach J.A., P.R. Saxman P.R., Cole J.R. and Schmidt T.M. rrndb: The ribosomal RNA operon copy number database // Nucleic Acids Res. 2001.29: 18|-184.
  197. Klyotaka M-, Takeshi F., Akio W., Hideto U. Nucleotide sequence and expression of a gene (chB) for a chitinases from Streptomyces lividans // Journal of Fermentation and Bioengineering. 1997. V. 83. Iss. I. P. 26−31.
  198. Knudsen K.E.B. Carbohydrate and lignin contents of plant materials usedin animal feeding // Animal Feed Technology. 1997. 67: 319−338 279
  199. D.Y., Reedy R.M., Bick J. & Oudemans P.V. Characterisation of a chitinase gene from Stenotrophomonas maltophilia strain 34S1 and its involment in biologicalcontrol // Appl. Environ. Microbiol. 2002. 68(3): 1047−1054.
  200. G., Machova E., Chorvatovicova D., Sandula J. // Prog. 3 rd Asia-Pacific Chitin and Chitosan Symp. 1998. P. 372−379.4.
  201. Kong Y.H., Beer M., Seviour R.J., Lindrea K.C. and Rees G.N. Structure and functional analysis of microbial community in an aerobic: anaerobic sequencing batch reactor (SBR) with nophosphorus removal // Syst. Appl. Microbiol. 2001. 24: 597−609.
  202. J., Hodrova B. // Folia Microbiol. 2000. V. 45. P. 465−468.
  203. Kramer K. Ji, Muthukrishnan S., Lowell J., White F. Chitinases for insect control // In Advances in insect control. Eds. N. Carozzi, M. Koziel. Taylor and Francis, Bristol, 1997, p. 185−193.
  204. M. & Wellington E.M.H. Assessment of chitin decomposer diversity within an upland grassland //Antonie van Leeuwenhoek. 2001. 79: 261−267.
  205. Kuhad R.C.,' Kapoor M., Rustagi R. Enhanced production of an alkaline pectinase from Streptomyces sp. RCK-SC by wHole-cell immobilization and solid-state cultivation // World J. Microbiol. Biotechnol. 2004. 20: 257−263.
  206. Kuk J.H., Jung W.J., Jo G.H., Kun Y. C, Kim K.Y., Park R.D. Production of N-acetyl-beta-D-glucosamine from chitin by Aeromonas sp. GJ-18 crude enzyme // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005. 68(3): 384−389.c
  207. Labrie C., Heclerc P., Cote N., Roy S., Brzezinski R., Hogue R. and Beaulieu C. Effect of chitin waste-based composts produced by two-phase composting on two oomycete plant pathogens // Plant and Soil. 2001. 235: 27−34. i
  208. LeCleir G.R., Buchan A., Hollibaugh J.T. Chitinase Gene Sequences Retrieved from Diverse Aquatic Habitats Reveal Environment-Specific Distributions // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70(12). P. 6977−6983.
  209. LeCleir G.R., Buchan A., Maurer J., Moran M.A. and Hollibaugh J.T. Comparision of chitinolytic enzymes from an alkaline, hypersaline lake and an estuary // Environ. Microbiol. 2007. 9: 197−205.
  210. Lee E.M., Jeon C.O., Choi I., Chang K.S., Kim C.J. Silanimonas lenta gen. nov., sp. nov., a slightly thermophilic and alkaliphilic gammaproteobacterium isolated from a hot spring // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. 55: 385−389.
  211. Leininger S. j T. Urich, M. Schloter, L. Schwark, J. Qi, G. W. Nicol, J. I. Prosser, S. C. Schuster & C. Schleper. Archaea predominate among ammonia-oxidizing prokaryotes in soils //Nature. 2006. 442: 806−809.
  212. Leisner J. J., Larsen M. H., Jorgensen R. L., Brondsted L., Thomsen L. E. and Ingmer H. Chitin Hydrolysis by Listeria spp., Including L. monocytogenes // Appl. Environ. Microbiol. 2008. 74(12): 3823−3830.
  213. Le Mer J., Roger P. Production, oxidation, emission and consumption of methane by soils: A revew // Eur. J. Soil Biology. 2001. V. 37. P.25−50.
  214. Leuven van L. W. 1967. U.S. Patent 3,346, 407.
  215. Lezica R.P., Quesada-Allue L. Chitin // Methods in Plant Biochemistry. 1990. 2:443−474.
  216. Li D.-C. Review of Fungal Chitinases // Mycopathologia. 2006. 161 (6): 345−360.
  217. Lindow S.E., Brandl M.T. Microbiology of the Phillosphere. // Applied and Environmental Microbiology, 2003. Vol. 69. № 4. p. 1875−1883.
  218. Makarios-Laham I. and Lee T.-C. Biodegradability of chitin- and chitosan-containing films in soil environment // J. of Polymers&Environ. 1995. 3(l):31−36.
  219. Makoi J. H. J. R. and Ndakidemi P. A. Selected soil enzymes: Examples of their potential roles in the ecosystem // African Journal of Biotechnology. 2008. 7(3): 181−191.
  220. Manz W., .Amann R, Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.-H. Phylogenetic oligonucleotide probes for the major subclasses of Proteobacteria: problems and solutions// Syst. Appl. Microbiol. 1992. 15: 593−600.
  221. O. & Janecek S. Pectin degrading glycoside hydrolases of family 28: sequence-structural features, specificities and evolution // Protein Eng. 2001. 14:615−631.
  222. Marx M.-C., Wood M. and Jarvis S. C. A microplate fluorimetric assay for the study of enzyme diversity in soils // Soil Biol, and Biochem. 2001. 33: 1633−1640. .
  223. Mavromatis K., Feller G., Kokkinidis M. and Bouriotis V. Cold adaptation of a psychrophilic chitinase: a mutagenesis study. // Protein Engineering. 2003. 16(7): 497−503.
  224. Mediavilla J., Jain S., Kriakov J., Ford M.E., Duda R.L., Jacobs W.R., Hendrix R.W., Hatfull G.F. Genome organization and characterization of mycobacteriophage Bxbl // Mol. Microbiol. 2000. 38: 955−970.
  225. Meier H., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H. Specific oligonucleotide probes for in1 situ detection of a major group of gram-positive bacteria with low DNA G+C content // Syst. Appl. Microbiol. 1999. 22: 186−196.
  226. Mercier J., Lindow S.E. Role of Leaf Surface Sugars in Colonization of Plants by Bacterial Epiphytes. // Applied and Environmental Microbiology, 2000. Vol. 66. № 1. p. 369−374.
  227. Metcalfe A.C., Krsek M., Gooday G.W., Prosser J.I. and Wellington E.M.H. Molecular analysis of a bacterial chitinolytic community in an upland pasture // Appl. Environ. Microbiol. 2002a. 68 (10): 5042−5050.
  228. Metcalfe A.C., Williamson N., Krsek M. and Wellington E.M.H. Molecular diversity within chitinolytic actinomycetes determined by in situ analysis // Aetinomycetol. 2002b. 17: 18−22.
  229. Meyer A. F., Lipson D.A., Martin A.P., Schadt C. W., Schmidt S. K. Molecular and metabolic characterization of cold tolerant alpine soil Pseudomonas sensu stricto // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70(1): 483 489. <
  230. R. & Alexander M. Microbiological processes associated with the use of chitin for biological control // Soil Sci. Soc. Am. Proc. 1962. 26: 556−558.
  231. Mitchell R. Additionof faungal cell-wall components to soil for biological disease control//Phytopathology. 1963. 53(9): 1068−1071.
  232. Morris C. Phyllosphere. Encyclopedia of life sciences. 2001. P. 1−8.
  233. Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. Profiling of Complexc
  234. Microbial Populations by Denaturing Gradient Gel Electrophoresis Analysis of Polymerase Chain Reaction-Amplified Genes Coding for 16S rRNA // Appl. Environ. Microbiol. 1993. 59(3): 695−700.
  235. Muzzarelli R. Native, industrial, and fossil chitins // In R. A. Muzzarelli and P. Jooaes (ed.), Chitin and chitinases. Birkhauser, Basel, Switzerland. 1999. P. 1−5.
  236. Nakatsu C.H., Torsvik V. and Ovreas L. Soil community analysis using DGGE of 16S rDNA polymerase chain reaction products // Soil Sci. Soc. Am. J. 2000/64: 1382−1388.
  237. Nawani N. N., Kapadnis B. P., Das A. D., Rao A. S. and Mahajan S. K. Purification and characterization of a thermophilic and acidophilic chitinase froin Microbispora sp. v2 // J. Appl. Microbiol. 2002. 93 (6): 965 975.
  238. Neef A., Amann R., Schlesner H, Schleifer K.-H. Monitoring a widespread bacterial group: in situ detection of Planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes//Microbiology. 1998. 144:3257−3266.
  239. Nishimura T., Toyota K., Mochizuki M. Predominant culturable Bacillus species in Japanese arable soils and their potential as biocontrol agents // Microb. Environ. 2005. 20: 61−68.
  240. Novinscak A., Surette C., Allain C, Filion M. Application of molecular technologies to monitor the microbial content of biosolids and composted biosolids // Water Sci Technol. 2008. — V. 57. — № 4. — P. 471−477.
  241. Odutola O.O., Ikenebomeh M.J. Polygalacturonase and pectinmethyl’estherase produced by Erwinia carotovora and Fusarium oxysporum isolated from stared tomatoes (Lycopersicum esulentum) fruits.// Niger. J. Microbiol, 1997, 11: 108−111
  242. Okafor N. Ecology of microorganisms on chitin buried in soil // J. Gen. Microbiol. 1966a. 44: 311−327.
  243. Okafor N. Estimation of the decomposition of chitin in soil by the method of carbon dioxide release // Soil Science. 1966b. 102:140−142.
  244. Ordentlich A, Elad Y, Chet I. The role of chitinase of Serratia marcescens in biocontrol’of Sclerotium rolfsii // Phytopathology. 1988. 78: 84−88.
  245. Pankratov T. A, Kulichevskaya I. S, Liesack W. and Dedysh S. N: Isolation of aerobic, gliding, xylanolytic and laminarinolytic bacteria from acidic
  246. Sphagnum peatlands and emended description of Chitinophaga arvensicola // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. 56: 2761−2764.
  247. Parcham J. A., Deng S. P. Detection, guantification of (3-glucosaminidase activity in soil // Soil Biol. & Biochem. 2000. 32: 1183−1190.
  248. Pectinase database http://pec.biodbs.info/index.html
  249. Pel R., Hessels G., Aalfs H., Gottschal J.C. Chitin degradation by Clostridium sp. strain 9.1 in mixed culture with saccharolytic and sulfate-reducing bacteria // FEMS Microbiology Letters. 1989. V. 62. Iss. 3. P. 191−200.
  250. J.I. 1988. A laboratory guide to common Penicillium species. 2nd ed. North Ryde, N.S.W., Australia: Publ. by the author. 187 p.
  251. Poulsen P.H.'B., Muller J., Magid J. Determination of relationship between chitinase activity and microbial diversity in chitin amended compost // Bioresource Techonoly. 2008. 99: 4355−4359.
  252. Pourcher A-M., Sutra L., Hebe I., Moguedet G., Bollet C, Simoneau Ph., Gardan L. Enumeration and characterization of cellulolytic bacteria from refuse of a landfill // FEMS Microbiology Ecology. 2001. 34: 229−241.
  253. Ramaiah N., Hill R.T., Chun J., Ravel J., Matte M.H., Straube W.L. and Colwell R/r/ Use of a chiA probe for detection of chitinase genes in bacteria from the Chesapeake Bay // FEMS Microbial. Ecol. 2000. 34: 6371.
  254. Raskin L., Stromley J.M., Rittmann B.E., Stahl D.A. Group-specific 16S rRNA hybridization probes to describe natural communities of methanogens // Appl. Environ. Microbiol. 1994. 60: 1232−1240.
  255. Reguera Gemma L., Leschine Susan B. Chitin degradation by cellulolytic anaerobes and facultative aerobes from soils and sediments // FEMS Microbiology Letters 204. 2001. pp 367−374.
  256. Repka V. Intra- and extracellular isoforms of PR-3 class chitinase in virus-infected cucumber plants // Acta Virol. 1997. 41(2): 71−75.
  257. Revah-Moiseev S. & Carroad A. Conversion of the enzymatic hydrolysate of shellfish chitin to single-cell protein // Biotechnol.& Bioengng. 1981. 23(8): 1067−1072.
  258. Rodrigues J-, Santos M. J., Copa-Patio J. L. and Peprez-Leblic M. I. Chitinolytic Activity produced by Penicillium oxalicum in different culture media.//Letters Applied Microbiol. 1993. 16(2): 69−71.
  259. Rodrigues-Kabana R., Godoy G., Morgan-Jones G. and Shelby R. A. The determination of soil chitinase activity: Conditions for assay and ecological studies. // Plant and soil. 1983. 75 (1): 95−106.
  260. Roller C., Wagner M., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H. In situ probing of Gram-positive bacteria with high DNA G+C content using 23 S rRNA-targeted oligonucleotides//Microbiology. 1994. 140: 2849−2858.
  261. Rossello-Mora R., Thamdrup B., Shafer H., Weller R. and Amann R. The response of ¦ the microbial community of marine sediments to organic carbon input’under anaerobic conditions // Syst. Appl. Microbiol. 1999. 22: 237−248.
  262. Rowena L., Gabib R, Gabib E. // Anal. Biochem. 1982. V. 127. P. 402 412.
  263. Ruiz- Sanchez A., Cruz-Camarillo R., Salcedo-Hernandes R., Ibarra J.E., Barboza-Corona J.E. Molecular Cloning and Purification of an Endochitinase from Serratia marcescens // Mol. Biotechnol. 2005. № 31 (2). P. 103−112.
  264. Sahai A. S., Manocha M. S. Chitinases of fungi and plants: their involvement in morphogenesis and host-parasite interaction. // FEMS Microb. Reviews. 1993. 11: 317−338.
  265. T., Sakamoto T., Hallaert J. & Vandamme E.J. Pectin, pectinase and protopectinase: production, properties, and applications // Adv. Appl. Microbiol. 1993. 39: 213−294.
  266. Sato K., Azama Y., Nogawa M., Taguchi G. And Shimosaka M. Analysis of a change in bacterial community in different environments with addition of chitin or chitosan // J. Bioscience & Bioengineering. 2010. 109 (5):472−478.
  267. Satokari, R.M., E.E. Vaughan, A.D.L. Akkermans, M. Saarela, and W.M. de Vos. Bifi dobacterial diversity in human feces detected by genusspecific PCR and denaturing gradient gel electrophoresis // Appl. Environ. Microbiol. 2001. 67: 504−513.
  268. Schafer H., Muyzer G. Denaturing gradient gel electrophoresis in marine microbial ecplogy // Marine Microbiology. Methods in Microbiology. Ed. J.H. Paul. London: Acad. Press. 2001. 30: 425−468.
  269. Schiewer S. and Patil S.B. Pectin-rich fruit wastes as biosorbents for heavy metal removal: Equilibrium and kinetics. // Bioresource Technology. 2008. 99(6): 1896−1903.
  270. Schrempf H. Recognition and degradation of chitin by streptomycetes // Antonie vanLeeuwenhoek. 2001. 79: 285−289.
  271. Seidl V., Huemer B., Seiboth B., Kubicek C.P. A complete survey of Trichoderma chitinases reveals three distinct subgroups of family 18 chitinases // FEBS J. 2005. 272: 5923−5939.
  272. Sembiring, L., Ward, A.C., and Goodfellow, M. Selective isolation and characterization of members of the Streptomyces violaceusniger clade associated with the roots of Paraserianthes falcataria // Antonie Van Leeuwenhoek. 2001. 78: 353−366.
  273. Seymour G.B., Knox J.P. Pectin’s and their manipulation. USA: Blackwell, 2002. 250p.
  274. Song J. H., R. J. Murphy, R. Narayan and G. B. H. Davies. Biodegradable and compostable alternatives to conventional plastics. // Phil. Trans. R. Soc.B. 20 091 364: 2127−2139.
  275. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology//Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. 44 (4): 846−849.
  276. Stackebrandt E., Ebers J. Taxonomic parameters revisited: tarnished gold standards // Microbiology today. 2006. P. 152−155.
  277. Stahl D.A., Amann R. Development and application of nucleic acid probes // In E. Stackebrandt and M. Goodfellow (ed.), Nucleic Acid Techniques in
  278. Bacterial Systematics. 1991. Wiley, New York. p. 205−248.289
  279. Stopnisek N., Gubry-Rangin C., Hofferle S., Nicol G.-W., Mandic-Mulec I. and Prosser J.I. Thaumarchaeal Ammonia Oxidation in an Acidic Forest Peat Soil Is Not Influenced by Ammonium Amendment // Appl. Environm. Microbiol. 2010. 76 (22): 7626−7634.
  280. Stutzenberger F.J. Inducible thermoalkalophilic polygalacturonate lyase from Thermonomospora fusca // J. Bacteriol. 169: 2774−2780.
  281. Suzuki K., Taiyji M., Sugawara N., Nikaidou N., Henrissat B. and Watanabe TV The third chitinase gene (chi C) of Serratiamarcescens 2170 and the relationship of its product to other bacterial chitinases // Biochem. J. 1999. 343: 587−596.
  282. T., Ajisaka K., Takiguchi Y. &Shimahara K. Isolation and characterization of thermostable chitinases from Bacillus licheniformis X-7u // Biochim. Biophys. Acta. 1991. 1078: 404−410.
  283. Thakur B.R., Singh R.K. and Handa A.K. Chemistry and Uses of Pectin — A Review // Crit. Rev. Food Sci.& Nutrition. 1997. 37(1): 47−73.
  284. Tamura K., Dudley J., Nei M. and Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary genetic Analysis (MEGA) software version 4.0 // Molecular Biology and? Evolution. 2007. 24: 1596−1599.
  285. Terahara T., Ikeda S., Noritake C., Minamisawa K., Ando K., Tsuneda S., Harayama S J Molecular diversity of bacterial chitinases in arable soils and the effects of environmental factors on the chitinolytic bacterial community
  286. Soil. Biol, and Biochem. 2009. 41: 473−480.29029k Taranathan R.N. and Kittur F.S. Chitin the undisputed biomolecule of great potential // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2003. 43: 61−87.
  287. Thompson S. E, Smith M, Wilkinson M. C, Peek K. // Identification and Characterization of a Chitinase Antigen from Pseudomonas aeruginosa Strain 385 // Appl. and Environmental Microbiology. 2001. № 9. V. 67. P. 4001−4008.
  288. Timonen S. and Bomberg M. Archaea in dry soil environments // Phytochem. Rev. 2009. 8: 505−518.
  289. Tsigos I, Bouriotis V. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 26 286−26 291.
  290. Tsujibo H, Minoura K., Miyamoto K, Endo H, Moriwaki M. and Inamori Y. Purification and properties of a thermostable chitinase from Streptomyces thermoviolaceus OPC-520 // Appl. Environ. Microbiol. 1993. 59: 620−622.
  291. Veldkamp H. A study of the aerobic decomposition of chitin by microorganisms // Meded Landbouwhogesch Wageningen. 1955. 55: 127 174.
  292. Uffen R.L. Xylan degradation: a glimpse at microbial diversity // J. of Industr. Microb. Biochem, 1997. v. 19. p. 1−6e
  293. Wagner M, 'Horn M, Daims H. Fluorescence in situ hybridisation for the identification and characterisation of prokaryotes. // Curr. Opin. Microbiol. 2003. 6(3): 302−309.
  294. Watanabe TJ, Kanai R, Kawase T, Tanabe T, Mitsutomi M, Sakuda S, Miyashita K. Family 19 chitinases of Streptomyces species: ccharacterization and distribution//Microbiology. 1999. 145: 3353−3363.
  295. Williamson, N., Brian, P., and Wellington, E. M.: Molecular detection of bacterial and streptomycete chitinase in the environment // Antonie Van1.euwenhoek. 2000. 78: 315−321.
  296. D. 1988. U.S. Patent 4,735,737.
  297. Xiao X., Yin X., Lin J., Sun L., You Z., Wang P., and Wang F. Chitinase Genes in Lake Sediments of Ardley Island, Antarctica // Appl. Environm. Microbiol. 2005. 71 (12):7904−7909.
  298. Xiao Y., Bozd J., Grosse S., Beauchemin M., Coupe E., Lau P. Mining Xantomonas and Streptomyces genomes for new pectinase-encoding sequences and their heterologous expression in Escherichia coli // Appl. Microbiol. Biothechnol. 2008. 78: 973−981.
  299. Yang C.H. ahd Crowley D.E. Rhizosphere microbial community structure in relation to’root location and plant iron nutritional status // Appl. Environ. Microbiol. 2000. 66: 345−351.
  300. Zelentski S.N., Akopova T.A. Solid state modification of polysaccharides under conditions of plastic flow // Polymer Degradation and Stability. 2001. V. 73. P. 557−560.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!