Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Новые сульфидогенные бактерии из солоноводных сообществ «Thiodendron»: Таксономия, физиология, экология

Диссертация: Новые сульфидогенные бактерии из солоноводных сообществ «Thiodendron»: Таксономия, физиология, экология
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Четыре штамма, выделенные ранее из серных матов «Thiodendron», относятся к облигатно анаэробным, грамотрицательным бактериям с бродильным типом метаболизма, способным — использовать белки, пептиды, аминокислоты и некоторые органические кислоты в качестве источника углерода й энергии. По совокупности фенотипических и генотипических признаков и филогенетического анализа штаммы сульфидогенов… Читать ещё >

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Общая характеристика сообщества «Thiodendron»
    • 1. 1. Бактериальные маты
    • 1. 2. Экология сообщества «Thiodendron»
    • 1. 3. Структура сообщества «Thiodendron» 12 Л А—Метаболическая активность сообщества «Thiodendron» в водоемах
  • 2. Общая характеристика сульфидогенных бактерий
    • 2. 1. Роль соединений серы в живых организмах
    • 2. 2. Бактерии, восстанавливающие соединения серы в процессе дыхания
      • 2. 2. 1. Сульфатредуцирующие бактерии
      • 2. 2. 2. Сероредуцирующие бактерии
      • 2. 2. 3. Бактерии, восстанавливающие другие соединения серы
      • 2. 2. 4. Бактерии, осуществляющие дисмутацию соединений серы
    • 2. 3. Бактерии, восстанавливающие соединения серы в процессе брожения
      • 2. 3. 1. Таксономический состав
      • 2. 3. 2. Функциональная роль процесса восстановления соединений серы при брожении
    • 2. 4. Распространение и активность сероредуцирующих бактерий в природе
  • 3. Фракционирование стабильных изотопов серы в процессе восстановления соединений серы

Новые сульфидогенные бактерии из солоноводных сообществ «Thiodendron»: Таксономия, физиология, экология (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

Изучение микробных сообществ является важным компонентом экологии микроорганизмов. Известно, что многие группы бактерий (цианобактерии, серобактерии) способны образовывать крупные, видимые невооруженным глазом, структурированные колонии или, иначе говоря, маты. В последнее время пристальное внимание микробиологов привлекают маты серобактерий, называемые по преобладающему в них бактериальному организму — мат Beggiatoa, мат Thioploca, мат Thiodendron.

Исследованием бактериального сообщества «Thiodendron» отечественные микробиологи начали заниматься давно. Открытый и изученный Б. В. Перфильевым «Thiodendron» был описан как новый род серных бактерий с единственным видом «Thiodendron latens». «Т. latens», по мнению Б. В. Перфильева, обладал сложным циклом развития, состоящим из тонких, неподвижных нитей и подвижных вибрионоподобных клеток, служащих для расселения. Новый организм обитал в сероводородных солоноводных источниках и обладал способностью образовывать гигантские плоские или сферические колонии со слоистой структурой и отложениями элементной серы внутри нитевидных клеток. Позже Г. А. Дубинина показала, что «Thiodendron» является не одним организмом, а симбиотическим сообществом в состав которого входят анаэробные аэротолерантные спирохеты нитевидной формы и подвижные сульфидогены вибриоидной формы, идентичные описанной Б. В. Перфильевым подвижной «стадии» развития «Thiodendron» .

Спирохеты, выделенные из сообщества «Thiodendron», были исследованы достаточно подробно, тогда как второй, сульфидогенный компонент сообщества оставался неизученным.

Цель работы. Изучение сульфидогенного компонента сообщества «Thiodendron» различных экосистем и его функциональной роли в сообществе.

Конкретные задачи работы состояли в следующем:

1. Исследование физиологических и биохимических свойств су ль ф идо ге иных бактерий;

2. Исследование роли неорганических соединений серы в их метаболизме;

3. Определение таксономического положения выделенных штаммов 5.

4. Определение трофических взаимодействий выделенных сульфидогенов со спирохетами в искусственной ассоциации спирохет и сульфидогенов;

5. Исследование способности новых сульфидогенов к фракционированию стабильных изотопов серы.

Научная новизна и практическая значимость работы. Установлено, что 4 штамма сульфидогенов вибриоидной формы, выделенные ранее из серных матов «Thiodendron» различных солоноводных экосистем, относятся к облжгатно анаэробным грамотрицательным бактериям с бродильным типом метаболизма, способным использовать белки, пептиды, аминокислоты и некоторые органические кислоты.

Все исследованные штаммы характеризуются своеобразным строением клеток и обладают редкой ультраструктурной особенностью — наличием множественных неполных внутриклеточных перегородок, представляющих собой глубокие инвагинации цитоплазматической мембраны. Эти перегородки характерны для всех стадий роста культур и не связаны с процессом деления клеток.

Новые бактерии способны в процессе сбраживания органических веществ восстанавливать элементную серу и тиосульфат до сероводорода для сброса избытка восстановительных эквивалентов. Восстановление серы или тиосульфата не влияет на скорость роста бактерий, но способствует увеличению клеточного урожая за счет удаления ингибирующего действия одного из продуктов метаболизма — молекулярного водорода.

По совокупности фенотипических и генотшшческих признаков все выделенные бактерии отнесены к роду Dethiosulfovibrio и описаны в качестве трех новых видов этого рода — D. russensis, D. marinus и D. acidaminovorans.

Показано, что в искусственной бинарной ассоциации взаимодействие основных бактериальных компонентов серных матов «Thiodendron» -аэротолерантных спирохет и исследованных штаммов сульфидогеновосуществляется по линии как углеродного, тате и серного метаболизма: развитие сульфидогенов обеспечивается продуктами метаболизма и лизиса клеток спирохет, а также образуемой ими элементной серойобразуемый сероредуцирующим компонентом сообщества сероводород окисляется спирохетами до элементной серы.

Впервые выявлена способность штаммов SR12 и WS100 фракгщонировать стабильные изотопы серы при восстановлении элементной серы или тиосульфата до сероводорода в процессе брожения. Изотопный эффект при восстановлении тиосульфата до сероводорода составлял 11,4%о, а при восстановлении элементной серы до сероводорода — 5,1 — 5,2%о. ~" г.

Полученные в работе результаты расширяют представления о таксономическом и физиолого-биохимическом разнообразии бактерий, участвующих в образовании H2S в морских и других солоноводных водоемах, и их функциональной роли в экосистемах. Результаты могут быть использованы при составлении определителей бактерий, а также для чтения курсов лекций по микробиологии в высших учебных заведениях.

Апробация работы. Материалы диссертации были доложены на семинарах Отделения микробиологии Института морской микробиологии Макса Планка (г. Бремен, Германия, 1997;1998 г.), на немецкой ежегодной конференции «Общая и прикладная микробиология» (г. Франкфурт-на-Майне, Германия, 1998 г.), на IV научной конференции Беломорской биологической станции МГУ (Беломорская биологическая станция МГУ, 1999 г.), на школе-конференции «Горизонты физико-химической биологии» (Пущгою, 2000 г.) и на совместном заседании лабораторий Гипертермофильных микробных сообществ, Микробиологии и биогеохимии водоемов и Экологии и геохимической деятельности микроорганизмов (ИНМИ РАН, 2000 г.).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 работ и 1 статья находится в печати.

Объем и структура работы. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, объектов и методов исследования, результатов и обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Материалы изложены на 144 страницах машинописного текста, содержат 11 таблиц и 31 рисунок.

Список литературы

содержит 47 отечественных и 244 иностранных наименований работ.

выводы.

1. Четыре штамма, выделенные ранее из серных матов «Thiodendron», относятся к облигатно анаэробным, грамотрицательным бактериям с бродильным типом метаболизма, способным — использовать белки, пептиды, аминокислоты и некоторые органические кислоты в качестве источника углерода й энергии. По совокупности фенотипических и генотипических признаков и филогенетического анализа штаммы сульфидогенов отнесены к роду Dethiosulfovibrio и описаны в качестве трех новых видов — D. russensis, D. marinus и D. acidaminovorans.

2. Все штаммы бактерий способны восстанавливать элементную серу и тиосульфат до сероводорода в процессе сбраживания органических веществ, что обусловлено «стоком» избытка восстановительных эквивалентов (электронов) на внешний акцептор. Восстановление серы или тиосульфата в среде не влияет на скорость роста, но существенно увеличивает урожай клеток. Это является следствием снижения содержания молекулярного водорода, образующегося при брожении и ингибирующего рост.

3. Исследованные штаммы обладают редкой ультраструктурной особенностьюналичием множественных неполных внутриклеточных перегородок, представляющих глубокие инвагинации цитоплазматической мембраны. Эти перегородки характерны для всех стадий роста культур, не связаны с процессом деления клеток и служат для активизации метаболизма бактерий, увеличивая площадь поверхности цитоплазматической мембраны.

4. При исследовании искусственной ассоциации основных бактериальных компонентов серных матов «Thiodendron» (анаэробных спирохет и сульфидогенов рода Dethiosulfovibrio) и условий их развития в серных матах «Thiodendron» показано, что их симбиотическое взаимодействие осуществляется по линии обмена соединениями углерода и серы: продукты метаболизма (пируват) и лизиса клеток спирохет (белки и пептиды) потребляются сульфидогенами, которые восстанавливают элементную серу и тиосульфат до сероводорода. Сероводород создает благоприятные условия для развития анаэробных спирохет в микроаэробных зонах придонных слоев морской воды.

5. На примере изучения новых представителей рода Dethiosulfovibrio, D. russensis, и D. marinus впервые обнаружена способность анаэробных бактерий к фракционированию стабильных изотопов серы в процессе редукции элементной серы до сероводорода. Помимо элементной серы названные виды осуществляют фракционирование стабильных изотопов серы при восстановлении тиосульфата. Способность анаэробных бактерий к фракционированию стабильных изотопов серы при брожении также обнаружена впервые.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Симбиотическая природа серных матов «Thiodendron» была обнаружена совсем недавно (Дубинина и др., 19 936). Один из структурных компонентов матов «Thiodendron», анаэробные спирохеты, был исследован достаточно подробно (Лещева, 1997), второй компонент, вибриоидные сульфидогены, исследован не был.

Основная задача нашей работы состояла в детальном изучении сульфидогенов, выделенных из серных матов «Thiodendron» различных экосистем, их таксономического положения, метаболизма и роли в сообществах «Thiodendron», а также в определении способности этих бактерий к фракционированию стабильных изотопов серы при тиосульфати сероредукции. .

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.В. Использование молекулярной серы в качестве окислителя Н2 факультативно-анаэробным псевдомонасом. Микробиология. 1985. Т. 54. № 2. С. 324−326.
  2. Бонч-Осмоловская Е. А. Восстановление элементной серы в микробных сообществах гидротерм. Дис.. докт. биол. наук. М. 1994. 61 с.
  3. Бонч-Осмоловская Е. А. Сероредуцирующие бактерии и их участие в процессе анаэробной деструкции органического вещества. Сборник «Хемосинтез: К 100-летию открытия С.Н. Виноградским». М.: Наука. 1989. С. 183−198.
  4. Бонч-Осмоловская Е.А., Мирошниченко М. Л. Влияние молекулярного водорода и элементной серы на метаболизм экстремально-термофильных архебактерий рода Thermococcus. Микробиология. 1994. Т. 63. № 5. С. 777 782.
  5. JI.B., Лафицкая Н. Т. Отнесение Agrobacterium polyspheroidum к роду Prosthecomicrobium polyspheroidum nov. comb. Изв. АН СССР. Сер. биол. 1976. № 6. С. 919−923.
  6. И.И. Геохимия серы в осадках океана. М.: Наука. 1984. 269 с.
  7. Ф. и др. (под ред.). Методы общей бактериологии. В 3 т. М.: Мир. 1983.
  8. В.М., Бонч-Осмоловская Е.А. Формирование микробных матов в горячих источниках и активность продукционных и деструкционных процессов. Сборник «Кальдерные микроорганизмы» М.: Наука. 1989. С. 7282.
  9. В.М., Компанцева Е. И., Пучкова Н. Н. Влияние температуры на распространение фототрофных бактерий в термальных источниках. Микробиология. 1985. Т. 54. С. 848−853.
  10. В.М., Коротков С. А. Морфологические и физиологические особенности новой нитчатой скользящей зеленой бактерии Oscillochloris trichoides nov. comb. Изв. Акад. Наук. СССР. Сер. биол. 1979. Т. 6. С. 848 857.
  11. В.М., Старынин Д. А., Дубинина Г. А., Намсараев Б. Б. Эволюционные аспекты геохимической деятельности микробных матов мелководных океанических гидротерм. Сборник «Экосистемные перестройки и эволюция биосферы». Вып. 1. М.: Недра. 1994. С. 325−332
  12. В.А., Гриненко Л. Н. Геохимия изотопов серы. М., Наука. 1974. 274 с.
  13. В.Г., Страшкрабова В., Фукса И. Гетеротрофное усвоение глюкозы бактериопланктоном озер разного типа. Микробиология. 1990. Т. 59. С. 1112−1117.
  14. Г. А. Бесцветные серобактерии. Сборник «Хемосинтез: К 100-летию открытия С.Н. Виноградским». М.: Наука. 1989. С. 76−100.
  15. Г. А., Грабович М. Ю., Лещева Н. В. Распространение, структура и метаболическая активность бактериальных серных матов «Thiodendron» в соленых водоемах различного типа. Микробиология. 1993а. Т. 62. № 4. С. 740−750.
  16. Г. А., Лещева Н. В., Грабович М. Ю. Выделение и таксономическое изучение бесцветных серобактерий рода «Thiodendron». Микробиология. 19 936. Т. 62. № 4. С. 717−732.
  17. М.В. Применение изотопов для изучения процесса редукции сульфатов в оз. Беловодь. Микробиология. 1956. Т. 25. С. 305−309.
  18. М.В. Изучение интенсивности процессов круговорота серы в озерах35с помощью радиоактивной серы S. Тр. б-го совещания по проблемам биологии внутренних вод. М.- Л.: Изд-во АН СССР. 1956. С. 152−158.
  19. М.В. Роль микробиологических процессов в генезисе месторождений самородной серы. М.: Наука. 1964. 368 с.
  20. М.В., Пименов Н. В., Саввичев А. С., Опекунов А. Ю., Барт М. Е. Микробиологические процессы образования сероводорода в реке Преголи (г. Калининград). Микробиология. 1995. Т. 64. С. 112−118.
  21. М.В., Теребкова Л. С. Изучение микробиологических процессов образования сероводорода в Соленом озере. Микробиология. 1959. Т. 28. С. 251−256.
  22. Г. И., Миллер Ю. М., Капустин О. А., Пивоварова Т. А. Фракционирование стабильных изотопов серы при ее окислении Thiobacillus ferrooxidans. Микробиология. 1980. Т. 49. С. 849−854.
  23. С.И., Дубинина Г. А. Методы изучения водных микроорганизмов. М.: Наука. 1989. 288 с.
  24. А.А. Бактериальное,.образование сероводорода в разныхводоемах в условиях антропогенного воздействия. Дис.. канд. биол. наук. М. 1988. 209 с.
  25. А.Ю., Иванов М. В. Продукция сероводорода в осадках шельфа и баланс сероводорода в Черном море. Микробиология. 1990. Т. 59. С. 921 928.
  26. А.Ю., Иванов М. В., Вайнштейн М. Б. Баланс сероводорода в глубоководной зоне Черного моря. Микробиология. 1990. Т. 59. С. 656 665.
  27. Н.В. Особенности биологии серобактерий рода Thiodendron: Дис. канд. биол. наук. М. 1997. 153 с.
  28. A.M., Гальченко В. Ф., Черных Н. А. Таксономическое изучение облигатных метанотрофных бактерий методом ДНК-ДНК гибридизации. Микробиология. 1988. Т. 57. С. 816−822.
  29. A.M., Карпушина С. Г., Суходолец В. В. Дивергенция по гомологии ДНК среди отечественных штаммов Streptococcus thermophilus. Микробиология. 1999. Т. 68. № 4. С. 514−518.
  30. Ю.М., Капустин О. А., Каравайко Г. И., Крашенинникова С. А., Пивоварова Т. А. О методе измерений незначительных вариаций изотопного состава серы при ее бактериальном окислении. Микробиология. 1984. Т. 53. С. 869−871.
  31. А.Д. О новых аутотрофных водосерных бактериях Hydrogenthiobacteria. Труды Соляной Лаборатории. 1936. Вып. 5. М-Л.: Изд. АН СССР. С. 109−126.
  32. М.А. Систематика и биология многоклеточных бактерий порядка Caryophanales Peshkoff. М., Наука. 1977. С. 1−262.
  33. Т.А., Миллер Ю. М., Крашенинникова С. А., Капустин О. А., Каравайко Г. И. О роли фосфолипидов в фракционировании стабильных изотопов серы при ее окислении Thiobacillus ferrooxidans. Микробиология. 1982. Т. 51. С. 552−555.
  34. Н.В., Давыдова И. А., Русанов И.И, Леин А. Ю., Беляев С. С., Иванов М. В. Микробиологические процессы круговорота углерода и серы в донных осадках района выноса реки Конго. Микробиология. 1994. Т. 63. С. 353−369.
  35. Н.В., Русанов И.И, Юсупов С. К., Фридрих Я., Леин А. Ю., Верли Б., Иванов М. В. Микробиологические процессы на границе аэробных и анаэробных вод в глубоководной зоне Черного моря. Микробиология. 2000. Т. 69. С. 527−540.
  36. Ё.П., Назина Т. Н. Мезофильная, палочковидная бесспоровая бактерия, восстанавливающая сульфаты. Микробиология 1976. Т. 45. С. 825−830.
  37. Е.П., Назина Т. Н., Галушко А. С. Выделение нового рода сульфатвосстанавливающих бактерий и описание нового вида этого рода Desulfomicrobium apsheronum gen. nov., sp. nov. Микробиология. 1988. Т. 57. С. 634−641.
  38. В.А., Слесарев А. И., Светличная Т. П., Заварзин Г.А. Caldococcus litoralis gen. nov. sp. nov.- новая морская экстремально термофильная архебактерия, восстанавливающая элементарную серу. Микробиология. 1987. Т. 56. № 5. С. 831−838.
  39. Н.Е., Северина Л. О., Сенюшкин А. А., Каравайко Г. И., Дуда В. И. Ультраструктурная организация мембранного аппарата Sulfobacillusthermosulfidooxidans. Микробиология. 1999. Т. 68. № 4. С. 491−500.
  40. А.В. Изотопный состав серы в метеоритах и земных объектах. Докл. АН СССР. 1949. Т. 66. № 2.
  41. Т. П. Применение данных ДНК-ДНК-гибридизации и анализа генов 16S рРНК для решения таксономических проблем на примере порядка Haloanaerobiales. Микробиология. 2000. Т. 69. № 6. С. 741−752.
  42. Allen R.E., Parkes R.J. Digestion procedures for determining reduced sulfur species in bacterial cultures and in ancient and recent sediments. ACS Symp. Ser. 1995. V. 612. P. 243−257.
  43. Allisson M.J., Mayberry, W.R., McSweeney, C.S., Stahl, D.A. Synergistes jonesii, gen. nov., sp. nov.: a rumen bacterium that degrades toxic pyridinediols. Syst. Appl. Microbiol. 1992. V. 15. P. 522−529.
  44. Anderson J.W. Sulfur in biology (Studies in biology). London. Arnold. 1978. No. 101.
  45. Andrews K.T., Patel B.K. Fervidobacterium gondwanense sp. nov., a new thermophilic anaerobic bacterium isolated from nonvolcanically heated geothermal waters of the Great Artesian Basin of Australia. Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V. 46. P. 265−269.
  46. Baenea S., Fardeau M.-L., Ollivier В., Labat M., Thomas P., Garcia J.-L., Patel B.KX. Aminomonas paucivorans gen. nov., sp. nov., a mesophilic, anaerobic, amino-acid-utilizing bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999a. V. 49. P. 975−982.
  47. Bak F., Pfennig N. Chemolithotrophic growth of Desulfovibrio sulfodismutans sp. nov., by disproportionation of inorganic sulfur compounds. Arch. Microbiol. 1987. V. 147. P. 184−189.
  48. Bak F., Widdel F. Anaerobic degradation of indolic compounds by sulfate-reducing enrichment cultures, and description of Desulfobacterium indolicum gen. nov., sp. nov. Arch. Microbiol. 1986a. V. 146. P. 170−176.
  49. Bak F., Widdel F. Anaerobic degradation of phenol and phenol derivatives by Desulfobacterium phenolicum sp. nov. Arch. Microbiol. 19 866. V. 146. P. 177 180.
  50. Barrett E.L., Clark M.A. Tetrathionate reduction and production of hydrogen sulfide from thiosulfate. Microbiol. Rev. 1987. V. 51. P. 192−205.
  51. Belkin S., Jannasch H.W. A new extremely thermophilic sulfur-reducing heterotrophic marine bacterium. Arch. Microbiol. 1985. V. 142. P. 181−186.
  52. Belkin S., Wirsen C.O., Jannasch H.W. A new sulfur-reducing, extremely thermophilic eubacterium from a submarine thermal vent. Appl. Environ. Microbiol, 1986. V. 51. № 6. P. 1180−1185.
  53. Biebl H., Pfennig N. Growth of sulfate-reducing bacteria with sulfur as electron acceptor. Arch. Microbiol. 1977. V. 112. P. 115−117.
  54. Bonch-Osmolovskaya E.A. Bacterial sulfur reduction in hot vents. FEMS Microbiol. Rev. 1994.V. 15. P. 65−77.
  55. Bonch-Osmolovskaya E.A., Sokolova T.G., Kostrikina N.A., Zavarzin G.A. Desulfurella acetivorans gen. nov. sp. nov. a new thermophilic sulfur-reducing eubacterium. Arch. Microbiol. 1990. V. 153. P. 151−155.
  56. Bottcher M.E., Sievert S.M., Kuever J. Fractionation of sulfur isotopes during dissimilatory reduction of sulfate by a thermophilic gram-negative bacterium at 60 °C. Arch. Microbiol. 1999. V. 172. P. 125−128.
  57. Bowen H.J.M. Environmental chemistry of the elements. New York. Academic Press. 1979. .:.
  58. Brandt K.K., Patel B.K., Ingvorsen K. Desulfocella halophila gen. nov., sp. nov., a halophilic, fatty-acid-oxidizing, sulfate-reducing bacterium isolated from sediments of the Great Salt Lake. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. № 1. P. 193−200.
  59. Brinkhoff Т., Muyzer G. Increased species diversity and extended habitat range of sulfur-oxidizing Thiomicrospira spp. Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 63. P. 3789−3796.
  60. Brysch K., Schneider C., Fuchs G., Widdel F. Lithoautotrophic growth of sulfate-reducing bacteria, and description of Desulfobacterium autotrophicum gen. nov., sp. nov. Arch. Microbiol. 1987. V. 148. P. 264−274.
  61. Buck J.D. Nonstaining (KOH) method for determination of Gram reaction of marine bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 1982.V. 44. P. 992−993.
  62. Caccavaco F., Jr., Lonegran D.J., Lovley D.R., Davies M., Stolz J.F., Mclnerney M.J. Geobacter sulfurreducens sp. nov., a hydrogen- and acetate-oxidizing dissimilatory metal-reducing microorganism. Appl. Environ. Microbiol. 1994. V. 60. P. 3752−3759.
  63. Canfield D.E., Teske A. Late proterozoic rise in atmospheric oxygen concentration inferred from phylogenetic and sulfur-isotope studies. Nature. V. 382. P. 127−132.
  64. Canfield D.E., Thamdrup B. The production of 34S-depleted sulfide during bacterial disproportionation of elemental sulfur. Science. 1994. V. 266. P. 19 731 975.
  65. Chambers L.A., Tmdinger P A. Microbial fractionation of stable sulfur isotopes: a review and critique. Geomicrobiol. J. 1979a. V. 1. P. 249−293.
  66. Chambers L.A., Tmdinger P.A. Thiosulfate formation and associated isotope effects during sulfite reduction by Chlostridium pasteurianum. Can. J. Microbiol. 19 796. V. 25. P. 719−721.
  67. Chambers L.A., Tmdinger Р.А., Smith J.W., Burns M.S. Fractionation of sulfur isotopes by continuous cultures of Desulfovibrio desulfuricans. Can. J. Microbiol. 1975. V. 21. P. 1602−1607.
  68. Childers S.E., Vargas H., Noll K.M. Improved methods for cultivation of the extremely thermophilic bacterium Thermotoga neapolitana. Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. P. 3949−3953.
  69. Cline J.D. Spectrophotometric determination of hydrogen sulfide in natural waters. Limnol. Oceanogr. 1969.V. 14. P. 454−458.
  70. Cline J.D., Richards F.A. Oxygenation of hydrogen sulfide in sea water at constant salinity, temperature, andpH. Environ. Sci. Technol. 1969. V. 3. P. 838 843.
  71. Y., Castenholz R.W., Halvorson H.O. (eds.) Microbial mats: Stromatolites. MBL Lectures in Biology. New York: Alan R. Liss. 1984. P. 1498.
  72. Cook A.M., Laue H., Junker F. Microbial desulfonation. FEMS Microbiol. Rev. 1998. V. 22. P. 399−419.
  73. Cord-Ruwisch R., Garsia J.L. Isolation and characterization of an anaerobic benzoate-degrading spore-forming sulfate-reducing bacterium, Desulfotomaculum sapomandens sp. nov. FEMS Microbiol. Lett. 1985. V. 29. P. 325−330.
  74. Cypionka H., Smock A.M., Bottcher M.E. A combined pathway of sulfur compound disproportionation in Desulfovibrio desulfuricans. FEMS Microbiol. Lett. 1998. V. 166. P. 181−186.
  75. De Ley J., Cattoir H., Reynaerts A. The quantitative measurement of DNA hybridization from renaturation rates. Eur. J. Biochem. 1970. V. 12. P. 133−142.
  76. Denger K., Laue H., Cook A.M. Thiosulfate as a metabolic product: the bacterial fermentation of taurine. Arch. Microbiol. 1997. V. 168. P. 297−301.
  77. Denger K., Stackebrandt E., Cook A.M. Desulfonispora thiosnlfatigenes gen. nov., sp. nov., a taurine-feimenting, thiosulfate-producing anaerobic bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. P. 1599−1603.
  78. Dirmeier R., Keller M., Hafenbradl D., Braun F.-J., Rachel R., Burggraf S., Stetter K.O. Thermococcus acidaminovorans sp. nov., a new hyperthermophilic alkalophilic archaeon growing on amino acids. Extremophiles. 1998. V. 2. P. 109−114.
  79. Etchebehere C., Pavan M.E., Zorzopulos J., Soubes M., Muxi L. Coprothermobacter platens is sp. nov., a new anaerobic proteolytic thermophilic bacterium isolated from an anaerobic mesophilic sludge. Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 1297−1304.
  80. Fardeau M.-L., Cayol J.-L., Magot M., Ollivier B. H2 oxidation in the presence of thiosulfate, by a Thermoanaerobacter strain isolated from an oil-producing well. FEMS Microbiol. Lett. 1993113. P. 327−332.
  81. Fauque G.D., Barton L.L., LeGall J. Oxidative phosphorylation linked to dissimilatory reduction of elemental sulfur by Desulfovibrio. In: Sulphur in biology. Ciba Foundation Symp. 72. Exceipta Medica, Amsterdam. 1980. P. 7186.
  82. Fiala, G., Stetter, K.O. Pyrococcus furiosus sp. nov. represents a novel genns of marine heterotrophic archaebacteria. growing optimally at 100 °C. Arch. Microbiol, 1986. V. 145. P. 56−61.
  83. Fiala G., Stetter K.O., Jannasch H.W., Langworthy Т., Madon J. Staphylоthermus marinus sp. nov. represents a novel genus of extremely thermophilic submarine heterotrophic archaebacteria growing up to 98 °C. Syst. Appl. Microbiol. 1986. V. 8. P. 106−113.
  84. Finster K., BaJk F., Pfennig N. Desulfuromonas acetexigens sp. nov., a dissimilatory sulfur-reducing eubacterium from anoxic freshwater sediments. Arch. Microbiol. 1994. V. 161. P. 328−332.
  85. Finster K., Coates J.D., Liesack W., Pfennig N. Desulfuromonas thiophila sp. до v., a new obligately sulfur-reducing bacterium from anoxic freshwater sediment. Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 754−758.
  86. Finster K., Liesack W., Thamdrup B. Elemental sulfur and thiosulfate disproportionation by Desulfocapsa sulfoexigens sp. nov., a new anaerobic bacterium isolated from marine surface sediment. Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. № 1. P. 119−125.
  87. Finster K., Liesack W., Tindall B.J. Sulfurospirillum arcachonense sp. nov., a new microaerophilic sulfur-reducing bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 1212−1217.
  88. Fisher F., Zillig W., Stetter K.O., Scbreiber G. Chemolithoautotropliic metabolism of anaerobic extremely thermophilic archaebacteria. Nature. 1983.1. V. 301. P. 511−513.
  89. Fitz R.M., Cypionka H. Fonnation of thiosulfate and trithionate during sulfite reduction by washed cells of Desulfovibrio desulfuricans. Arch. Microbiol. 1990. V. 154. P. 400−406.
  90. Fowler V.J., Widdel F., Pfennig N. Phylogenetic relationship of sulfate-reducing and sulfur-reducing eubacteria. Syst. Appl. Microbiol. 1986. V. 8. P. 32−41.
  91. Fox G.E., Wisotzkey J.D., Jurtshuk P., Jr. How close is close: 16S rRNA sequence identity may not be sufficient to guarantee species identity. Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. V. 42. P. 166−170.
  92. Fry В., Cox J., Gest H., Hayes J.M. Discrimiiiation between S and S during bacterial metabolism of inorganic sulfur compounds. J. Bacteriol. 1986. V. 165. P. 328−330.
  93. Fry В., Gest H., Hayes J.M. Isotope effects associated with the anaerobic oxidation of sulfite and thiosulfate by the photosynthetic bacterium, Chromatium vinosum. FEMS Microbiol. Lett. 1985. V. 27. P. 227−232.
  94. Ganther H.E., Kraus R.J. Identification of hydrogen selenide and other volatile ' selenols by derivattization with l-fluoro-2,4-dinitfobenzene. Anal. Biochem.1984. V. 138. № 2. P. 392−403.: .
  95. Grain J., Senaud J. Etude ultrastractural d’Oscillospira guilliermondii. C. R. Soc. Biol., 1974. Jfo 2−3- Microscopie electronique, P. 286.
  96. Habicht К., Canfield D.E. Sulfur isotope fractionation during bacterial sulfate reduction in organic rich sediment. Geochim. Cosmochim. Acta. 1997. V. 61. P. 5351−5361.
  97. Habicht K., Canfield D.E., Rethmeier J. Sulfur isotope fractionation during bacterial reduction and disproportionation of thiosulfate and sulfite. Geochim.-Cosmochim. Acta. 1998. V. 62. P. 2585−2595.
  98. Harder J. Anaerobic methane oxidation by bacteria employing 14С methane uncontaminated with 14C-carbon monoxide. Mar. Geol. 1997. V. 137. P. 13−23.
  99. Harrison A.G., Thode H.G. Mechanism of the bacterial reduction of sulfate from isotope fractionation studies. Transactions Faraday Soc. 54. p. 1., 1958.
  100. Harrison G., Curie C., Leishley E.J. Purification and characterization of an inducible dissimilatory type sulfite reductase from Clostridium pasteurianum. Arch. Microbiol. 1984. V. 138. P. 72−78.
  101. Hattory S., Kamagata Y., Hanada S., Shorn H. Thermacetogenium phaeum gen. nov., sp. nov., a strictly anaerobic, thermophilic, syntrophic acetate-oxidizing bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. № 4 P. 1601−1609.
  102. He S.-H, Der Vartanian D.V., LeGall J. Isolation of fumarate reductase from Desulfovibrio multispirans, a sulfate reducing bacterium. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1986. V. 135. P. 1000−1007.
  103. Hollaus F., Steytr A. On the taxonomy and fine structure of some hypeithennophilic saccharolytic Clostridia. Arch. Microbiol. 1972. V. 86. P. 129-H6. .iт.
  104. Hsieh H.S., Ganther H.E. Acid volatile selenium formation catalized by glutatione reductase. Biochemistry. 1975.V. 14. № 8. P. 1632−1636.
  105. Huber R., Woese C.R., Langworthy T.A., Fricke H., Stetter K.O. Thermos ipho africanus gen. nov., represents a new genus of thermophilic eubacteria within the «Thermotogales». Syst. Appl. Microbiol. 1989. V. 12. P. 32−37.
  106. Imhoff J.F. Occurrence and evolutionary significance of two sulfate assimilation pathways in the Rhodospirillaceae. Arch. Microbiol. 1982. V. 132. P. 197 203. ,
  107. Ishimolo M., Koyama J., Omura Т., Nagai Y. Biochemical studies on sulfate reducing bacteria. 111. Sulfate reduction by cell suspensions. J. Biochem. 1954. V. 41. P. 537−546.
  108. Itoh Т., Suzuki K., Nakase T. Thermocladium modesfius gen. nov., sp. nov., a new genus of rod-shaped, extremely thermophilic crenarchaeote. Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 879−887.
  109. Itoh Т., Suzuki К., Sanchez P.C., Nakase T. Caldivirga maquilingensis gen. nov., .sp. nov., a new genus of rod-shaped crenarchaeote isolated from a hot spring inthe Philippines. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. № 3. P. 1157−1163.
  110. Jackson B.E., Mclnemey M.J. Thjosulfate disproportionation by Desulfotomaculum thermobenzoicum. Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. № 8. P. 3650−3653.
  111. Jannasch H.W. Chemosynthetic microbial mats of deep sea hydrothermal vents. In: Microbial mats: Stromatolites. Cohen Y., Castenholz R.W. (eds.). New York: Allan R. Liss. Inc., 1984. P. 121−131.
  112. Jannasch H. W'., Huber R., Belkiii S., Stetter K.O. Thermotoga neapolitana sp. nov., of the extremely thermophilic eubacterial genus Thermotoga. Arch. Microbiol. 1988. V. 150. P. 103−104.
  113. Janssen P.H., Morgan H.W. Heterotrophic sulfur reduction by Thermotoga sp. strain FjSS3.Bl. FEMS Microbiol. Lett. 1992. V. 96. P. 213−218.
  114. Janssen P.H., Schuhmann A., Bak F., Liesalc W. Disproportionation of inorganic sulfur compounds by the sulfate-reducing bacterium Desulfocapsa thiozymogenes gen. nov., sp. nov. Arch. Microbiol. 1996. V. 166. P. 184−192.
  115. Jeanthon C., Reysenbach A.-L., L’Haridon S., Gamhacoita A., Pace N. R, Glenat P., Prieui- D. Thermotoga subterranea sp. nov., a new thermophilic bacterium isolated from a continental oil reservoir. Arch. Microbiol. 1995. V. 164. P. 91−97.
  116. Jensen M.L. Biogenic sulfur and sulfide deposits. Biogeochem. Sulf. Isot. 1962a.
  117. Jensen M.L. Sulfur isotopes. Science. 19 626. V. 137. № 3528.
  118. Jones G.E., Starkey R.L. Fractionation of stable isotope of sulfur by microorganisms and their role in deposition of native sulfur. Appl. Microbiol. 1957. V. 5. № 2.
  119. Jorgensen B.B. Ecology of the bacteria of the sulfur cycle with special reference to anoxic-oxic interface environments. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. 1982.- V. 298. P. 543−561.
  120. Jorgensen B.B. Mineralization of organic matter in the sea bed the role of sulphate reduction. Nature. 1982. V. 296. P. 643−645.
  121. Jorgensen B.B. A thiosulfate shunt in the sulfur cycle of marine sediments. Science. 1990. V. 249. P. 152−154
  122. Kaplan I.R., Rittenberg S.C. The microbial fractionation of sulfur isotopes. Biogeochem. Sulf. Isot. 1962.
  123. Kaplan I.R., Rittenberg S.C. The microbial fractionation of sulfur isotopes. J. Gen. Microbiol. 1964. V. 34.
  124. Kaiser G.E., Starzyk M.J. Ultrastracture and cell division of an oral bacterium resembling Alysiella filiformis. Can. J. Microbiol. 1973. V. 19. P. 325−327.
  125. Kelly R.M., Adams M.W. Metabolism in hyperthermophilic microorganisms. Antonie van Leeuwenhoek. 1994. V. 66. P. 247−270.
  126. Keller M., Braun F.-J., Dirmeier R., Hafenbradl D., Burggraf S., Rachel R., Stetter K.O. Thermococcus alcaliphilus sp. nov., a new hyperthermophilic archaeum growing on poly sulfide at alkaline pH. Arch. Microbiol. 1995. V. 164. P. 390−395.
  127. Kemp A.L., Thode H.G. The mechanism of of the bacterial reduction of sulphate and sulphite from isotope fractionation studies. Geochim. Cosmochim. Acta. 1968. V. 32.
  128. Kraemer M., Cypionka H. Sulfate formation via ATP sulfurilase in thiosulfate-and sulfite-disproportionating bacteria. Arch. Microbiol. 1989. V. 151. P. 232 237.
  129. Kuenen J.G., Robertson L.A., van Gemerden H. Microbial interactions among aerobic and anaerobic sulfur-oxidizing bacteria. Adv. Microbiol, and Ecol. 1985. V. 8. P. 1−60.
  130. Laanbroek H.J., Kingma W., Veldkamp H. Isolation of an aspartate-fermenting free living Campylobacter species. FEMS Microbiol. Lett. 1977. V. 1. P. 99−102.
  131. Laanbroek H.J., Lambers J.T., deVos W.M., Veldkamp H. L-Aspartate femientation by a free-living Campylobacter species. Arch. Microbiol. 1978a. V. 117. P. 109−114.
  132. Laanbroek H.J., Stal L.J., Veldkamp H. Utilization of hydrogen and formate by Campylobacter spec, under aerobic and anaerobic conditions. Arch. Microbiol. 19 786. V. 119. P. 99−102.
  133. Larkin J.M. Genus Alysiella. Bergey’s manual of systematic bacteriology. Williams & Wilkins, Baltimore. 1989. Y. 3. P. 2110−2112.
  134. Laue H., Denger K., Cook A.M. Taurine reduction in anaerobic respiration of Bilophila wadsworthia RZATAU. Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63- P. 2016−2021.
  135. Lengeler J.W., Drews G., Schlegel H.G. Biology of the prokaryotes. Thieme, Stuttgart. 1999. 955 p.
  136. Lien Т., Madsen M., Rainey F.A., Birkeland N.K. Petrotoga mobilis sp. nov., from a North Sea oil-production well. Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. Y. 48. P. 1007−1013.
  137. Lonergan D.J., Jenter H.L., Coates J.D., Phillips E.J.P., Schmidt T.M., Lovley D.R. Philogenetic analysis of dissimilatory Fe (lll)-reducing bacteria. J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 2402−2408.
  138. Lovley D.R., Phillips E.J.P. Novel process for anaerobic sulfate production from elemental sulfur by sulfate-reducing bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 1994. V. 60. P. 2394−2399.
  139. Lovley D. R, Phillips E.J.P., Lonergan D.J., Widman P.IC. Fe (lll) and S° reduction by Pelobacter carbinolocus. Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61. P. 2132−2138.
  140. Lowry J.H., Rosebrough N.J., Fair A.L., Randall R.J. Protein measurement with Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 1951. V. 193. P. 265−275.
  141. Ma K., Adams M.W.W. Sulfide dehydrogenase from the hyperthermophilic arhaeon Pyrococcus furiosus: a new multifunctional enzyme involved in the reduction of elemental sulfur. J. Bacteriol. 1994. V. 176. P. 6509−6517.
  142. Macnamara J., Thode H.G. Comparison of the isotopic composition of terrestrial and meteoritic sulfur. Phys. Rev. 1950. V. 78. P. 307−308.
  143. Macnamara J., Thode H.G. The distribution of 34S in nature and the origin of native sulfur deposits. Research. 1951. V. 4. № 12.
  144. Macy J.M., Schroeder I., Thauer R.K., Kroeger A. Growth of Wolinella succinogenes on H2S plus fumarate and on formate plus sulfur as energy sources. Arch. Microbiol. 1986. V. 144. P. 147−150.
  145. Madigan M.T. A novel photo synthetic bacterium isolated from a Yellostone hot spring. Science. 1984. V. 225. P. 313−315.
  146. Marmur J. A procedure for the isolation DNA from microorganisms. J. Mol. Biol. 1961. V. 3. P. 208−218.
  147. McGlennan M.F., Makemson J.C. HC03-fixation by naturally о с curing tufts and pure cultures of Thiotrix nivea. Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 730 738.
  148. McSweeny C.S., Allison M.J., Mackie R.I. Amino acid utilization by the rumen bacterium Synergist. es jonesii strain 78−1. Arch. Microbiol. 1993. V. 159. P. 131−135.
  149. Mesbah M., Premachandran U., Whitman W.B. Precise measurement of the G+C content of deoxyribonucleic acid by high-performance liquid chromatography. Int. J. Syst. Bacteriol. 1989. V. 39. P. 159−167.
  150. Min H., Zinder S.H. Isolation and characterization of a thermophilic sulfate-reducing bacterium Desulfotomaculum th e rm о ace tox idans sp. nov. Arch. Microbiol. 1990. V. 153. P. 399−404.
  151. Miroshnichenko M.L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Neuner A., Kostrikina N.A., Alekseev V.A. Thermococcus stetteri sp. nov., a new extremely thermophilic marine sulfur-metabolizing archaebacterium. Syst. Appl. Microbiol. 1989. V. 12. P. 257−262.
  152. Miroshnichenko M.L., Rainey F.A., Rhode M., Bonch-Osmolovskaya E.A. Hippea maritima gen. nov., sp. nov., a new genus of thermophilic, sulfur-reducing bacterium from submarine hot vents. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. P. 1033−1038.
  153. Moser D.P. Nealson K.H. Growth of the facultative anaerobe Schewanella putrefaciens by elemental sulfur reduction. Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 2100−2105.
  154. Murray R.G.E., Steed P., Elson H.E. The location of the mucopeptide in sections of the cell wall of Escherichia coli and other gram-negative bacteria. Can. J. Microbiol. 1965. V. 11. P. 547−560.
  155. Myers C.R. Nealson K.H. Bacterial manganese reduction and growth with manganese oxide as the sole electron acceptor. Science. 1988. V. 240. P. 13 191 321.
  156. Nanninga H.J., Drent W.J., Gottschal J.C. Fermentation of glutamate by Selenomonas acidaminophila sp. nov. Arch. Microbiol. 1987. V. 147. P. 152 157.
  157. Nelson D.C., Castenholz R.W. Use of reduced sulphur compounds by Beggiatoa sp. J. Bacteriol. 1981. V. 147. P. 140−154.
  158. Neuner A., Jannasch H.W., Belkin S., Stetter K.O. Thermococcus litoralis sp. nov.: a new species of extremely thermophilic marine archaebacteria. Arch. Microbiol. 1990. V. 153. P. 205−207.
  159. Oltmann L.F., van der Beek E.G., Stouthamer A.H. Reduction of inorganic sulfur compounds by facultative aerobic bacteria. Plant Soil. 1975. V. 43. P. 153−169.
  160. Oren A., Shilo M. Anaerobic heterotrophic dark metabolism in the cyanobacterium Oscillatoria limnetica: sulfur. respiration and lactate fermentation. Arch. Microbiol. 1979. V. 122. P. 77−84.
  161. Owen R.J., Hill L.R. Lapage S.P. Determination of DNA base composition from melting profiles in dilute buffers. Biopolymers. 1969. V. 7. P. 503−516.
  162. Peck H.D., Jr. Bioenergetic strategies of the sulfate-reducing bacteria. In: The sulfate-reducing bacteria: contemporary perspectives. Odom J.M., Singleton R., Jr. (eds.) New York: Springer, 1993. pp 41−76.
  163. Pfennig N., Lippeit R.D. Uber das Vitamin Bi2-Bedui"fiiis phototropher Schwefelbacterien. Arch. Microbiol. 1966. V. 55. P. 245−256.
  164. Pfennig N., Biebl H. Desulfuromonas acetoxidans gen. nov., sp. nov., a new anaerobic, sulfur-reducing acetate-oxidizing bacterium. Arch. Microbiol. 1976. V. 110. P. 3−12.
  165. Pfennig N., Biebl H. The dissimilatory sulfur-reducing bacteria. In: The prokaryotes. Starr M.P., Stolp H., Trueper H.G., Balows A., Schlegel H.G. (eds.) Berlin: Springer-Verlag. 1981. P. 941−947.
  166. Pley U., Schipka J., Gambacorta A., Jannasch H.W., Fricke H., Rachel R., Stetter K.O. Pyrodictium abissi sp. nov. represents a novel heterotrophic marine archaeal hyperthermophilie growing at 110 °C. Syst. Appl. Microbiol. 1991. V. 14. P. 245−253.
  167. Postgate J.R. The reduction of sulfur compounds by Desulfovibrio desulfuricans. J. Gen, Microbiol. 1951. V. 5. P. 725−738. .
  168. Postgate J.R. The sulfate-reducing bacteria. 2nd ed. Cambridge: Cambridge Univ. Press. 1984a.
  169. Postgate J.R. Genus Desulfovibrio. In: Bergey’s manual of systematic bacteriology. Krieg N.R., Holt H.G. (eds.) Baltimore: Williams & Wilkins. 19 846. V. 1. P. 666−672.
  170. Rainey F.A., Toalster R., Stackebrandt E. Desulfurella acetivorans, a thermophilic, acetate-oxidizing and sulfur-reducing organism, represent a distinct lineage within the Proteobacteria. Syst. Appl. Microbiol. 1993. V. 16. P. 373 379.
  171. Ravot G., Magot M., Fardeau M.L., Patel B.K.C., Thomas P., Garcia J.-L., Ollivier B. Fusibacter paucivorans gen. nov., sp. nov., an anaerobic, thiosulfate-reducing bacterium from oil-producing well. Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. P. 1141−1147.
  172. Ravot G., Ollivier В., Magot M., Patel B.K.C., Crolet J.-L., Fardeau M.L., Garcia J.-L. Thiosulfate reduction, an important physiological feature shared by members of the order Thermotogales. Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61. P. 2053−2055.
  173. Rees C.E. A steady state model for sulphur isotope fractionation in bacterial reduction processes. Geochim. Cosmochim. Acta 1973. V. 37. P. 1141−1162.
  174. Rees G.N., Patel B.K.C., Grassia, G.S., Sheehy A.J. Anaerobaciilum thermoterrenum gen. nov., sp. nov., a novel thermophilic bacterium which ferments citrate. Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 150−154.
  175. Reynolds S. The use of lead citrate at high pH as an electron opaque in electron microscopy. J. Cell. Biol. 1963. V. 17. P. 1133−1137.
  176. Richardson L.L., Castenholz R.W. Enhanced survival of the cyanobacterium Oscillatoria terebriformis in darkness under anaerobic conditions. Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. P. 2151−2158.
  177. Ryter A., Kellenberger E. Etude au microscope electronique des plasmas contenant de l’acide desoxyribonucleique. Les nucleoides des bacteries en croissance active. Z. Naturforsch. 1958. V. 13. P. 597−607.
  178. Schauder R., Kroeger A. Bacterial sulfur respiration. Arch. Microbiol. 1993. V. 159. P. 491−497.
  179. Schauder R., Mueller E. Polysulfide as a possible substrate for sulfur-reducing bacteria. Arch. Microbiol. 1993. V. 160. P. 377−382.
  180. Schiff J.A. Pathways of assimilatory sulfate, reduction in plants and microorganisms. In: Sulfur in biology (Ciba Foundation Symposium No. 72). Excerpta Medica, Amsterdam. 1980. P. 49−69.
  181. Schiff J.A., Franlthauser H. Assimilatory sulfate reduction. In: Biology of inorganic nitrogen and sulfur. Bothe H., Trebst A. (eds.) Heidelberg: Springer-Verlag. 1981. P. 153−168.
  182. Schiff J. A., Hobson R.C. The metabolism of sulfate. Annu. Rev. Plant. Physiol. 1973. V. 24. P. 381−414.
  183. J. Syst. Bacteriol. 1990. V. 40. P. 19−27. .
  184. Schroder K., Selig M., Schonheit P. Glucose fermentation to acetate, C02 and H2 in the anaerobic hyperthermophilic eubacterium Thermotoga maritima: involvement of the Embden ~ Meyerhof pathway. Arch. Microbiol. 1994. V. 161. P. 460−470.
  185. Schulz J.E., Weaver P.F. Fermentation and anaerobic respiration by Rhodospirillum rubrum and Rhodopseudomonas capsulata. J. Bacteriol. 1982. V. 149. P. 181−190.
  186. Segerer A., Langworthy T.A., Stetter K.O. Thermoplasma acidophilum and Thermoplasma. volcanicum. sp. nov. from solfatara fields. Syst. Appl. Microbiol. 1988. V. 10. P. 161−171.
  187. Segerer A., Stetter K.O., Klink F. Two contrary modes of chemolithotrophy in the same archaebacterium. Nature. 1985. V. 313. P. 787−789.
  188. Siegel L.M. Biochemistry of the sulfur cycle. In: Metabolic pathways. Metabolism of sulfur compounds. Greenberg D.M. (ed.). New York: Academic Press. 1975. V. 7. P. 217−286.
  189. Singleton R. Jr. The sulfate-reducing bacteria: an overview. In: The sulfate-reducing bacteria: contemporary perspectives. Odom J.M., Singleton R., Jr. (eds.). New York. Springer-Verlag. 1993. P. 1−20.
  190. Smith R.L., Klug M.J. Reduction of sulfur compounds in the sediments of a eutrophic lake basin. Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 41. P. 1230−1237.
  191. Smock A.M., Bottcher M.E., Cypionka H. Fractionation of sulfur isotopes during thiosulfate reduction by Desulfovibrio desulfuricans. Arch. Microbiol. 1998. V. 169. P. 460−463.
  192. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: a place for DNA-DNA reassociation and 1.6S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology. Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. V. 44. P. 846−849.
  193. Stetter K.O. Hypeithermophilic procaryotes. FEMS Microbiol. Rev. 1996. V. 18. P. 149−158.
  194. Stetter K.O., Gaag G. Reduction of molecular sulfur by methanogenic bacteria. Nature. 1983. V. 3,05. P. 309−311.
  195. Stetter K.O., Koenig H., Stackebrandt R. Pyrodictium gen. nov., a new genus of submarine disk-shaped sulfur-reducing archaebacteria growing optimally at 105 °C. Syst. Appl. Microbiol. 1983. V. 4. P. 535−551.
  196. Stolz J.F., Gugliuzza Т., Blum J.S., Oremland R., Murillo F. Differential citochrome content and reductase activity in Geospirillum bamesii strain SES3. Arch. Microbiol. 1997. V. 167. P. 1−5.
  197. Szabo A., — Tutge A., MacNamara J., Thode H.G. Distribution of 34S in nature and the sulfur cycle. Science. 1950. V. 111.
  198. Tanaka K., Stackebrandt E., Tohyama S., Eguchi T. Desulfovirga adipica gen. nov., sp. nov., an adipate-degrading, gram-negative, sulfate-redueing bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. № 2. P. 639−644.
  199. Thauer R.K., Jungermanri K., Decker K. Energy conservation in chemotrophic anaerobic bacteria. Bacteriol. Rev. 1977. V. 41. P. 100−180.
  200. Thode H.G., Kleerkoper H., McElcheran D. Isotope fractionation in the bacterial reduction of sulfate. Research. 1951. V. 4.
  201. Thode H.G., Macnamara J., Collins C. Natural variations in the isotopic content of sulfur and their significance. Can. J. Res. 1949. V. 27B.
  202. Trentini W.S., Gilleland H.E., Jr. Ultrastructure of the cell envelope and septation process in Caryophanon latum as revealed by thin section and freeze-etching technique. Can. J. Microbiol. 1974. V. 20. P. 1435−1442.
  203. Tmdinger P.A., Loughlin R.E. Metabolism of simple sulfur compounds. In: Comprehensive biochemistry. Neuberger A., van Deenen L.L.M. (eds.)., Amsterdam: Elsevier. 1981. Vol. 19A. P. 165−256.
  204. Trueper H.G. In: Biology of inorganic nitrogen and sulfur. Bothe H., Trebst A. (eds.). Heidelberg: Springer. 1981. P. 199−211.
  205. Trueper H.G., Pfennig N. Sulfur metabolism in Thiorhodaceae. Ill Storage and turnover of thiosulfate sulfur in Thiocapsa floridana and Chromatium species. Antonie van Leeuwenhoek. 1966. V. 32. P. 261−276.
  206. Utkin I., Woese C., Wiegel J. Isolation and characterization of Desulfitobacterium dehalogenans gen. nov., sp. nov., an anaerobic bacteriumwhich reductively dechlorinates chlorophenolic compounds. Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. V. 44. № 4. P. 612−619.
  207. Widdel F. Anaerober Abbau von Fettsaeuren und Benzoesaeure durch neu isolierte Arten Sulfat-reduzierender Balcterien. Ph.D. .Dissertation. University of tjoettingen. 1980. P. 1−443. Г
  208. Widdel F. Microbiology end ecology of sulfate- and sulfur-reducing bacteria. In: Biology of anaerobic microorganisms. Zehnder A.J.B. (ed.). John Wiley & Sons, Inc. 1988. P. 469−586.
  209. Widdel F., Hansen T.A. The dissimilatory sulfate- and sulfur-reducing bacteria. In: The Prokaryotes. Balows A., Triiper H.G., Dworkin M., Harder W., Schleifer K.H. (eds.). Berlin: Springer. 1992. V. 1. P. 583−624.
  210. Widdel F., Pfennig N. Spomlation and further nutritional characteristics of Desulfotomaculum acetoxidans. Arch. Microbiol. 1981. V. 129. P. 401−402.
  211. Widdel F., Pfennig N. The genus Desulfuromonas and other gram-negative sulfur-reducing eubacteria. In: The Prokaryotes. Balows A., Triiper H.G., Dworkin M., Haider W., Schleifer K.H. (eds.). Berlin: Springer. 1992. V. 4. P. 3379−3389.
  212. Wolfe R.S., Pfennig N. Reduction of sulfur by spirillum 5175 and syntrophism with Chlorobium. Appl. Environ. Microbiol. 1977. V. 33. P. 427−433.
  213. Wolin M. J, Wolin E.A., Jacobs N.J. Cytochrome-producing anaerobic vibrio, Vibrio succinogenes, sp. n. J. Bacteriol. 1961. V. 81. P. 911−917.
  214. Woolfolk C.A., Whiteley H.R. Reduction of inorganic compounds with molecular hydrogen by. Micrococcus lactilyticus. J. Bacteriol. 1962. V. 84. P. 647−668.
  215. Yao W., Millero F.J. Oxidation of hydrogen sulfide by Mn (IV) and Fe (III) (hydr)oxides in seawater. ACS Symp. Ser. 1995. V. 612. P. 260−279.
  216. Yao W., Millero, F.J. Oxidation of hydrogen sulfide by hydrous Fe (III) oxides in seawater. Mar. Chem. 1996. V. 52. P. 1−16.
  217. Yamamoto. I., Ishimoto M. Hydrogen-dependent growth of. Escherichia coli in anaerobic respiration and the presence of hydrogenases with different functions. J. Biochem. 1978. V. 84. P. 673−679.
  218. Yen H.-C., Man’s B. Growth of Rhodopseudomonas capsulata under anaerobic dark conditions with dimethyl sulfoxide. Arch. Biochem. Biophys. 1977. V. 181. P. 411−418.
  219. Zhang J-Z., Millero F.J. The products from the oxidation of H2S in seawater. Geochim. Cosmochim. Acta. 1993. V. 57. P. 1705−1718.
  220. Zhilina T. NL, Zavarzin G.A., Rainey F.A., Pikuta E.N.,. Osipov .G.A., Kostrikina N.A. Desulfonatronovibrio hydrogenovorans gen. nov., sp. nov., an alcalophilic, sulfate-reducing bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. № 1. P. 144−149.
  221. Zillig W., Gierl A., Schreiber C., Wunderl S., Janecovic D., Stetter K.O., Klenk H.-P. The archaebacterium Thermophilum pendens represents a novel genus of thermophilic sulfur-respiring Thermoproteales. Syst. Appl. Microbiol. 1983. V. 4. P. 79−87.
  222. Zillig W., Holz I., Janecovic D., Schaefer W., Reiter W.D. The archaebacterium Thermococcus celer represents a novel genus within the thermophilic branch of archaebacteria. Syst. Appl. Microbiol. 1983. V. 4. P. 88−94.
  223. Zillig W" Holz I., Klenk H.-P., Trent J., Wunderl S., Janecovic D., Emsel E., Haas B. Pyrococcus woesii sp.. nov., an ultra-thermophilic marine archarbacterium representing a novel order, Thermococcales. Syst. Appl. Microbiol. 1987. V. 9. P. 62−70.
  224. Zillig W" Yeats S" Holz I., Boeck A., Gropp F. Rettenberger M., Lutz S. Plasmid-related anaerobic autotrophy of the novel archaebacterium Sulfolobus
  225. Zinder S.H., Brock T.D. Dimethyl sulfoxide as an electron acceptor for anaerobic growth. Arch. Microbiol. 1978a. V. 116. P. 35−40.
  226. Zinder S.H., Brock T.D. Dimethyl sulfoxide reduction by microorganisms. J. Gen. Microbiol. 19 786. V. 105. P: 335−342.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!