Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Идентификация возбудителей неонатальных инфекций и заболеваний, имеющих схожую с натуральной оспой клиническую картину, с помощью биологических микрочипов

Диссертация: Идентификация возбудителей неонатальных инфекций и заболеваний, имеющих схожую с натуральной оспой клиническую картину, с помощью биологических микрочипов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Доминирующая часть населения сейчас не обладает устойчивостью к этому опасному возбудителю, и риск возникновения эпидемии при наличии даже спорадических случаев заболевания натуральной оспой весьма велик. Потенциальная возможность возникновения заболевания должна быть учтена по ряду причин: а) живые штаммы возбудителя до сих пор сохраняются в двух официально зарегистрированных коллекцияхб… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Литературный обзор
    • 1. 1. Натуральная оспа и возбудители, вызывающие схожую с натуральной оспой клиническую картину
    • 1. 2. Неонатальные инфекции
      • 1. 2. 1. Герпетическая неонатальная инфекция
      • 1. 2. 2. Хламидийная, микоплазменная и уреаплазменная неонатальные инфекции
      • 1. 2. 3. Цитомегаловирусная неонатальная инфекция
    • 1. 3. Современные методы идентификации инфекционных агентов
      • 1. 3. 1. Современные методы идентификации вирусов рода Orthopoxvirus
      • 1. 3. 2. Современные методы идентификации вирусов сем. Herpesviridae {HSV-1, HSV-2, VZV,
  • CMV)
    • 1. 3. 3. Современные методы идентификации С. trachomatis, М. hominis, U. Urealyticum
    • 1. 3. 4. Метод ПЦР и альтернативные методы амплификации нуклеиновых кислот
    • 1. 4. Биологические микрочипы
  • 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Образцы, использованные в работе
      • 2. 1. 1. Образцы HSV-1, HSV-2 и VZV
      • 2. 1. 2. Образцы Orthopoxvirus
      • 2. 1. 3. Клинические образцы HSV-1, HSV-2, CMV, HBV, М. hominis, С. trachomatis, U
  • Urealyticum
    • 2. 2. Олигонуклеотиды и праймеры
    • 2. 3. Подготовка образцов для гибридизации на микрочипе
  • 23. Л. HSV-1, HSV-2, Orthopoxvirus, VZV {Герпокс)
    • 2. 3. 2. HSV-1, HSV-2, CMV, HBV{Heo-l)
    • 2. 4. Подготовка проб для проведения ПЦР на чипе
    • 2. 4. 1. HSV-1, HSV-2, CMVj М hominis, U. urealyticum, C. trachomatis
  • Нео-2)
    • 2. 5. Биологический микрочип
    • 2. 6. Гибридизация
    • 2. 6. 1. Гибридизационные биочипы {Герпокс и Нео-1)
    • 2. 7. ПЦР на чипе {Нео-2)
    • 2. 8. Регистрация результатов
  • 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Метод одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, VZV и вирусов рода Orthopoxvirus на основе гибридизации на биологическом микрочипе {Герпокс)
      • 3. 1. 1. Гены-мишени {Герпокс)
      • 3. 1. 2. Конструирование олигонуклеотидов и праймеров {Герпокс)
      • 3. 1. 3. Описание работы гибридизационного биочипа для идентификации HSV-1, HSV-2, VZV и вирусов рода Orthopoxvirus {Герпокс)
      • 3. 1. 4. Регистрация результатов {Герпокс)
      • 3. 1. 5. Апробация Герпокс метода
  • ЗЛ.б.Область возможного применения Герпокс метода
    • 3. 2. Метод одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, CMV и HBV на основе гибридизации на биологическом микрочипе {Нео-1)
      • 3. 2. 1. Гены-мишени {Нео-1)
      • 3. 2. 2. Конструирование олигонуклеотидов и праймеров {Нео-1)
      • 3. 2. 3. Описание работы гибридизационного биочипа для идентификации HSV-1, HSV-2, CMVnHBV {Нео-1)
      • 3. 2. 4. Регистрация результатов {Нео-1)
      • 3. 2. 5. Апробация Нео-1 метода
        • 3. 2. 6. 0. бласть возможного применения Нео-1 метода
    • 3. 3. Метод одновременной идентификация HSV-1, HSV-2, CMV, М. hominis, С. trachomatis, U. urealyticum на основе ПЦР на биологическом микрочипе (Нео-2)
      • 3. 3. 1. Гены-мишени (Нео-2)
      • 3. 3. 2. Конструирование праймеров (Нео-2)
      • 3. 3. 3. Оптимизация мультиплексной ПЦР первой стадии Нео-2 метода
      • 3. 3. 4. Оптимизация второй стадии Нео-2 метода
      • 3. 3. 5. Описание работы биочипа для идентификации HSV-1, HSV-2, CMV,
  • М. hominis, С. trachomatis, U. Urealyticum (Нео-2)
    • 3. 3. 6. Регистрация результатов (Нео-2)
    • 3. 3. 7. Апробация Нео-2 метода
    • 3. 3. 8. Область возможного применения Нео-2 метода

Идентификация возбудителей неонатальных инфекций и заболеваний, имеющих схожую с натуральной оспой клиническую картину, с помощью биологических микрочипов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

К настоящему времени известны 4 основных вида вирусов, принадлежащих роду Orthopoxvirus семейства Poxviridae, способных вызвать заболевания человека различной степени тяжести. Наиболее опасным представителем данной таксономической группы является вирус натуральной оспы (variola major), обязательная вакцинация против которого была отменена в 1979 году после завершения международной программы по его искоренению.

Доминирующая часть населения сейчас не обладает устойчивостью к этому опасному возбудителю, и риск возникновения эпидемии при наличии даже спорадических случаев заболевания натуральной оспой весьма велик. Потенциальная возможность возникновения заболевания должна быть учтена по ряду причин: а) живые штаммы возбудителя до сих пор сохраняются в двух официально зарегистрированных коллекцияхб) на территории США был создан прецедент применения инфекционных агентов в качестве биологического оружияв) возможность образования новых естественных резервуаров инфекции не отрицается.

Схожую с натуральной оспой клиническую картину на ранних стадиях заболевания вызывают все патогенные для человека вирусы, принадлежащие роду Orthopoxvirus, а таюке вирусы простого герпеса первого {HSV-1) и второго типа (.HSV-2) и вирус ветряной оспы (VZV).

Быстрый и надежный метод идентификации вирусов рода Orthopoxvirus, а также HSV-1, HSV-2 и VZV позволит выявить инфекционного агента уже на ранней стадии развития заболевания, назначить адекватное лечение и предупредить распространение инфекции.

В настоящее время актуальной проблемой в перинатологии и неонаталогии является экстренная диагностика внутриутробных инфекций, являющихся причиной ранней детской смертности, соматических и психоневрологических отклонений в развитии детского организма в постнеонатальном периоде. Основными возбудителями опасных внутриутробных и неонатальных заболеваний являются: цитомегаловирус ('CMV), вирусы простого герпеса первого и второго типа, Chlamydia trachomatis, Ureaplasma urealyticum, Mycoplasma hominis. Развитие герпетической и цитомегаловирусной инфекции у новорожденных усиливается в присутствии вируса гепатита В (HBV) или в случае сочетания с различнымй другими возбудителями при микст инфекциях.

Своевременное применение соответствующей этиотропной и иммунопатогенетической терапии позволяет существенно снизить риск неблагоприятных исходов. Быстрый и надежный метод идентификации вышеперечисленных возбудителей позволит своевременно выявить патогенный агент у новорожденного и провести направленную терапию.

Биологический микрочип (биочип) — одна из прогрессивных современных разработок, являющаяся надежным инструментом для проведения молекулярно-биологических исследований и клинической лабораторной диагностики. Применение биочипов позволяет анализировать нескольких генетических мишеней одновременно.

Настоящее исследование посвящено разработке следующих методов идентификации возбудителей с помощью технологии биологических микрочипов: а) метода идентификации возбудителей, вызывающих схожую с натуральной оспой клиническую картину на основе гибридизации на биологическом микрочипе (Герпокс), б) метода одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, CMV, HBV на основе гибридизации на биологическом микрочипе (Нео-1), в) метода одновременной идентификации на биологическом микрочипе HSV-1, HSV-2, CMV, М. hominis, U. Urealyticum, С. trachomatis на основе ПЦР на биологическом микрочипе (Нео-2).

1. Литературный обзор

выводы.

1. Разработан метод на основе гибридизации на биологическом микрочипе для одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, VZV и вирусов рода Orthopoxvirus (Герпокс).

2. Разработан метод на основе гибридизации на биологическом микрочипе для одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, CMV и HBV (Нео-1).

3. Разработан метод на основе ПЦР на биологическом микрочипе для одновременной идентификации HSV-1, HSV-2, CMV, С. trachomatis, М. hominis, U. Urealyticum (Нео-2). В рамках метода сконструирован внутренний контроль, который позволяет контролировать прохождение реакции в каждом анализе.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Разработаны и исследованы методы на основе биологических микрочипов, позволяющие проводить идентификацию возбудителей неонатальных инфекций, а также заболеваний, имеющих схожую с натуральной оспой клиническую картину.

Разработанные методы показали высокую воспроизводимость, чувствительность и специфичность на проанализированных выборках образцов ДНК.

Разработанные методы могут найти применение, как в определенных сферах медицинской практики, так и для решения научных задач.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.Г. Вирусология 1986, Издательство «Медицина», Москва, с. 198−206.
  2. В.А., Тимофеев Э. Н., Суржиков С. А. и др. Метод получения микрочипов с помощью сополимеризации с акриламидом. Прикладная молекулярная биология, 1998, Т. 32, № 5, с. 923−925.
  3. Врожденные, перинатальные и неонатальные инфекции. Пер. с англ.под. ред. А. Гриноу, Дж. Осборна, Ш. Сазерленд. 2000, Медицина, Москва, 288с. ил.
  4. Н.Н., Кошелева Н. Г., Башлякова М. М. Хламидийная инфекция в акушерстве и перинатологии. Ст-Петербург, 1995.
  5. Инфекционные болезни у детей. Учебник для педиарических факультетов медицинских вузов, под ред. Проф. В. Н. Тимченко.
  6. Е.Ю., Крейндлин Э. Я., Барский В. Е., Мирзабеков А. Д. Изучение оптических свойств флуорофоров, перспективных для использования в биологических микрочипах. Молекулярная биология, 2000, Т. 34, № 2,с. 304−309.
  7. В.В. Инфекционные болезни в практике педиатра. 2-е издание, переработанное и дополненное. Нижний Новгород. Изд-во Нижегородской государственной медицинской академии. 2002, 222 с.
  8. Хламидийная инфекция, стр. 171 —187.
  9. Е.М., Гришаева О. Н. Методические рекомендации для врачей, Диагностика внутриутробных инфекций у новорожденных детей методом полимеразной цепной реакции. Томск, Кольцово, 2000.
  10. С.С. Выделение вируса натуральной оспы на куриных эмбрионах, Ж.микробиол, 1960, 6, с. 102−105.
  11. С.С., Щелкунов С. Н. Патогенные для человека ортопоксвирусы. КМК Scientific Press Ltd, 1998, с. 386.
  12. С.С., Янова Н. Н., Жукова О. А. Электронная микроскопия как метод диагностики при эпидемиологическом надзоре за поксвирусными инфекциями. Ж. микробиол, 1990, 8, с.57−62.
  13. Молекулярная биотехнология. Принципы и применения. Б. Глик, Дж. Пастернак. 2002, Издательство «МИР», г. Москва, с. 196−198.
  14. О.В. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата медицинских наук. 2006, Особенности клинического течения и лечения церебральных нарушений у детей с персистирующими вирусными инфекциями. Бишкек.
  15. Протоколы диагностики, лечения и профилактики внутриутробных инфекций у новорожденных детей, 2002, Министерство здравоохранения Российской Федерации, Российская ассоциация специалистов перинатальной медицины, Издание 2-ое, Москва, ГОУ ВУНМЦМЗ РФ.
  16. Н.И., Михайлович В. М., Донников М. Ю. и др. Разработка биологических микрочипов для выявления мутаций устойчивости ВИЧ-1 к ингибиторам протеазы и результаты их применении. Вопросы вирусологии, 2004,6, с. 10−15.
  17. Д.О., Наседкина Т. В., академик Мирзабеков А.Д. Бактериальный микрочип: принцип работы на примере обнаружения антибиотиков. Доклады академии наук, 2001, Т.381, № 6, с. 831−833.
  18. Aldea С., Alvarez C.P., Folgueira L., et al. Rapid detection of herpes simplex virus DNA in genital ulcers by real-time PCR using SYBR Green I dye as the Detection Signal. J. Clin. Microbiol., 2002, V.40, p. 1060−1062.
  19. Baczynska A., Helle F Svenstrup, Jens Fedder, et al. Development of real-time PCR for detection of Mycoplasma hominis. BMC Microbiology, 2004, 4, p.35
  20. Bas S., Muzzin P., Ninet B. et al. Chlamydial serology: comparative diagnostic value of Immunoblotting, Microimmunofluorescence test, and Immunoassays using different recombinant proteins as antigens. J. Clin. Microbiol., 2001, Vol.39, p. 1368 -1377.
  21. Biernat-Sudolska M., Rojek-Zakrzewska D. and Lauterbach R. Assessment. of various diagnostic methods of ureaplasma respiratory tract infections in newborns. Acta Biochimica Polonica, 2006, V. 53, № 3, p. 609−612.
  22. Birch С J., Druce J.D., Catton M.C. Detection of varicella zoster virus in genital specimens using a multiplex polymerase chain reaction. Sex.Transm.Infect, 2003, V.79, p. 298−300.
  23. Bouchard M. J. and Schneider R. J. Minireview. J Virol, 2004, V.78, p. 12 725−12 734.
  24. Brownie J, Shawcross S, Theaker J, Whitcombe D, Feme R, Newton С and Little S. The elimination of primer-dimer accumulation in PCR. Nucleic Acids Res, 1997, 25, p. 3235—3241.
  25. G. H., Waites К. В., Watson H. L., Crouse D. Т., and Harasawa R. Ureaplasma urealyticum Intrauterine Infection: Role in Prematurity and Disease in Newborns. Clin. Microbiol. Rev., 1993, V. 6, p. 69−87.
  26. Cassinotti, P., and G. Siegl. A nested-PCR assay for the simultaneous amplification of HSV-1, HSV-2, and HCMV genomes in patients with presumed herpetic CNS infection. J. Virol. Methods, 1998, 71, p. 105−114.
  27. Coffin S. E. and Hodinka R. L. Utility of Direct Immunofluorescence and Virus Culture for Detection of Varicella-Zoster Virus in Skin Lesions. J. Clin. Microbiol., 1995, V. 33, p. 2792−2795.
  28. , Т. Т., Т. Kuforiji, R. S. Sklar, and A. M. Pillers. PCR methods in clinical investigations of human ureaplasmas: a minireview. Mol. Genet. Metab., 2003, 80, p.389−397.
  29. Compton J. Nucleic Acid Sequence-Based Amplification. Nature, 1991, 350, p. 91−92.
  30. Cunha B.E. Monkeypox in the United States: an occupational health look at the first cases. AAOHN J., 2004, Vol. 52, № 4, p. 164−168.
  31. Druce J., Catton M., Chibo D., et al. Utility of a Multiplex PCR Assay for Detecting Herpesvirus DNA in Clinical Samples. J. Clin. Microbiol., 2002, V. 40, №.5, p. 1728−1732.
  32. Ellis L., Fleming D. M., and Zambon M. C. Multiplex reverse transcription -PCR for surveillance of influenza A and В viruses in England and Wales in 1995 and 1996. J. Clin. Microbiol, 1997, 35, p. 2076−2082.
  33. Elnifro E. M., Ashshi A. M., Cooper R. J., and Klapper P. E. Multiplex PCR: Optimization and Applicationin Diagnostic Virology. Clin. Microb. Rev., 2000, p. 559−570.
  34. Espy M. J., Cockerill F. R., Meyer R. F. et al. Detection of Smallpox Virus DNA by LightCycler PCR. J. Clin. Microbiol., 2002, V.40, p. 1985−1988.
  35. Gronowski A.M., Copper S., Baorto D., and Murray P. R. Reproducibility Problems with the Abbott Laboratories LCx Assay for Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. J. Clin. Microbiol., V.38, p. 2416— 2418.
  36. Gryadunov D., V. Mikhailovich, S. Lapa, et al. Evaluation of hybridisation on oligonucleotide microarrays for analysis of drug-resistant Mycobacterium tuberculosis. Clinical Microbiology and Iinfection, 2005, V. 11, p.531−539.
  37. Han J., Swan D. C., Smith S.J., et al. Simultaneous Amplification and Identification of 25 Human Papillomavirus Types with Templex Technologyio J. Clin. Microbiol., 2006, V. 44, p. 4157−4162.
  38. Hartley J. C., S. Kaye, S. Stevenson et al. PCR detection and molecular Identification of Chlamydiaceae speciesio J. Clin. Microbiol., 2001, V. 39, p. 3072−3079.
  39. Heymann D.L., Szczeniowski M., Esteves K. Re-emergence of monkeypox in Africa: a review of the past six years. Br. Med. Bull., 1998, V. 54, № 3, p. 693 702.
  40. Hiroko S., Tetsushi Y., Masaru I., et al. Comparison of Loop-Mediated Isothermal Amplification, Real-Time PCR, and Virus Isolation for the Detection of Herpes Simplex Virus in Genital Lesions. Journal of Medical Virology, 2005, 75, p.583−587.
  41. Hogrefe W., Su Xin, Song J. et al. Detection of Herpes Simplex Viruses Type 2 specific immunoglobulin G antibodies in African sera by using recombinant gG2, Western blotting, and gG2 inhibition. J. Clin. Microbiol, 2002, V.40, № 10, p. 3635−3640.
  42. Hutin Y. J. F., Williams R. J., Malfait Ph. et al. Outbreak of human monkeypox, Democratic Republic of Congo, 1996 —1997. Emerg. Infect. Dis., 2001, V. 7, № 3, p. 434 438. .
  43. Ibrahim, M. S., J. J. Esposito, P. B. Jahrling, and R. S. Lofits. The potential of 5'-nuclease PCR for detecting a single-base polymorphism in Orthopoxvirus, Mol. Cell. Probes, 1997, 11, p. 143−147.
  44. Kearns A. M., Draper В., Wipat W et al. Letters to the Editor LightCycler-Based Quantitative PCR for Detection of Cytomegalovirus in Blood, Urine, and Respiratory Samples. J. Clin. Microbiol., 2001, V.39, p. 2364−2365.
  45. Kessler H. H., Muhlbauer G., Rinner В., et al. Detection of Herpes Simplex Virus DNA by Real-Time PCR. J. Clin. Microbiol., 2000, V.38, p. 26 382 642.
  46. Kimberlin D.W., Lin C.Y., Jacobs R.F., et al. Natural history of neonatal herpes simplex virus infections in the acyclovir era. Pediatrics, 2001- V.108 № 2, p. 223−9.
  47. Knausz M., Niederland Т., Dosa E. and Rozgonyi F. Meningo-encephalitis in a neonate caused by maternal Mycoplasma hominis treated successfully with chloramphenicol. J. Med. Microbiol, 2002- 51, p. 187−188.
  48. Knezevic A., Martic J., Stanojevic M. et al. Disseminated neonatal herpes caused by herpes simplex virus types 1 and 2. Emerging Infectious Diseases, 2007, V.13, № 2, p. 302−304.
  49. Laassri M., Chizhikov V., Mikheev M. et al. Detection and discrimination of orthopoxviruses using microarrays of immobilized oligonucleotides. Journal of Virological Methods, 2003, 112, p. 67- 78.
  50. Lanari M., Lazzarotto Т., Venturi V., et al. Neonatal cytomegalovirus blood load and risk of sequelae in Symptomatic and Asymptomatic congenitally infected newborns. Pediatrics, 2006, V.117, № 1, p. e76-e83.
  51. Lander E. Array of hope. Nature genetics supplement. Nature, 1999, p. 21.
  52. Lapa S., Mikheev M., Shchelkunov S., et al. Species-Level Identification of Orthopoxviruses with an Oligonucleotide Microchip. J. Clin. Microbiol., 2002, V.40, p. 753−757.
  53. Leone G, Schijndel H, Van Gemen B, Kramer FR and Schoen CD. Molecular beacon probes combined with amplification by NASBA enable homogenous, real-time detection of RNA. Nucl Acids Res, 1998, 26, p.2150—2155.
  54. Liljeqvist J.-A., Svennerholm B, and Bergstom T. Typing of clinical Herpes Simplex Viruses type 1 and type 2 isolates with monoclonal antibodies. J.Clin. Microbiol., 1999, V.37, № 8, p. 2717−2718.
  55. Lim D. V., Simpson J. M, Kearns E. A., and Kramer M. F. Current and Developing Technologies for Monitoring Agents of Bioterrorism and Biowarfare, Clin Microbiol Rev, 2005, V.10, p. 583−607.
  56. Mackay I.M., Arden K.E. and Nitsche. Real-time PCR in virology. Nucleic Acids Research, 2002, V. 30, N.6, p.236−240.
  57. Mancini-Bourgine M., Bayard F., Soussan P. Hepatitis В Virus Splice-Generated Protein Induces T-Cell Responses in HLA-Transgenic Mice and Hepatitis В Virus-Infected Patients. J Viro., 2007, V. 81, p. 4963−4972.
  58. Marennikova, S. S., F. G. Nagieva, G. R. Matsevich, E. M. Shelukhina, N. A. Khabahpasheva, and G. M. Platonova. Monoclonal antibodies to monkeypox virus: preparation and application. Acta Virol., 1988, 32, p. 1926.
  59. Markoulatos P., Georgopoulou A., Siafakas N., Plakokefalos E., et al.1.boratory Diagnosis of Common Herpesvirus Infections of the Centralt
  60. Nervous System by a Multiplex PCR Assay. J. Clin. Microbiol., 2001, V.39, p. 4426−4432.
  61. Meyer H., De Perrichot M., Stemmler M., et al. Outbreaks of disease suspected of being due to human monkeypox virus infection in the Democratic Republic of Congo in 2001. J Clin Microbiol, 2002, V. 40, p.2919- 2921.
  62. Meyer H., Pfeffer M., and Rziha H.-J. Sequence alterations within and downstream of the A-type inclusion protein genes allow differentiation of Orthopoxvirus species by polymerase chain reaction. J. Gen. Virol, 1994, 75, p. 1975−1981.
  63. Mikhailovich V., Lapa S., Gryadinov D. et al. Identification of rifampin-resistant Mycobacterium Tuberculosis Srtin by hydridization, PCR, and Ligase Detection reaction on oligonucleotide microchips. J. Clin. Microbiol, 2001, p. 2531−2540.
  64. Minjolle S., Michelet C., Jusselin I., et al. Amplification of the Six Major Human Herpesviruses from Cerebrospinal Fluid by a Single PCR. J. Clin. Microbiol, 1999, V.37, p. 950−953.
  65. , V. В., G. Mweta, M. Kilundu, D. L. Heymann, A. S. Khan, J. J., Esposito, et al. Re-emergence of human monkeypox in Zaire in 1996. Lancet, 1997, 349, p.1449−1450.
  66. Nagasse Sugahara Т. K., Kisielius J. J., Ueda-Ito M. et al. Human vaccinialike virus outbreaks in Sao Paulo and Goias States, Brazil: virus detection, isolation and identification. Rev. Inst. Med. trop. S. Paulo, 2004, V. 46, № 6, p. 315−322.
  67. Nasedkina T.V., V.S. Zharinov, E.A. Isaeva, et al. Clinical screening of gene rearrangements in childhood leukemia using a multiplex PCR-microarray approach. Clinical Cancer Research, 2003, V.9, p. 5620−5629.
  68. Notomi Т., Okayama H., Masubuchi H. et al. Loop-mediated izotermal amplification of DNA Nucleic Acid research, 2000, V. 28, p. 129−136.
  69. Numazaki" K. Current problems of perinatal Chlamydia trachomatis infections. J Immune Based Ther Vaccines, 2004, V. 2, № 4.
  70. Panning M., Asper M., Kramme S., et al. Rapid Detection and Differentiation of Human Pathogenic Orthopox Viruses by a Fluorescence Resonance Energy Transfer Real-Time PCR Assay, 2004, Clinical Chemistry, V. 50, № 4, p. 702−708.
  71. Parinov S., Barsky V., Yershov G., et al. DNA sequencing by hybridization to microchip octa- and decanucleotides extended by stracked pentanucleotides. Nucleic. Acids. Res. 1996, V.24, № 15,p. 2998−3004.
  72. Razin S., Yogev D., and Naot Y., Molecular Biology and Pathogenicity of Mycoplasmas, Microbiol Molecul Biol Rev, 1998, V. 62, p. 1094−1156.
  73. Read S. J., Jeffery K. J. M., and Bangham C. R. M, Aseptic Meningitis and Encephalitis: the Role of PCR in the Diagnostic Laboratory, J Clin Microbiol, 1997, V.35, p. 691−696.
  74. Reed K. D., Melski J.W., Graham M.B. et al. The detection of monkeypox in humans in the Western Hemisphere. New Engl. J. Med., 2004, V. 350, p.342−350.
  75. Riedel S., Smallpox and biological warfare: a disease revisited, 2005
  76. Rithidech, K. N., J. J. Dunn, and C. R. Gordon. Combining multiplex and touchdown PCR to screen murine microsatellite polymorphisms. BioTechniques, 1997, 23, p.36−45.
  77. Ropp, S. L., Q. Jin, J. C. Knight, R. F. Massung, and J. J. Esposito. PCR strategy for identification and differentiation of smallpox and other orthopoxviruses. J. Clin. Microbiol, 1995, 33, p. 2069−2076.
  78. Rubina A.Yu., Pan’kov S.V., Ivanov S.M. et al. Protein microchips. Dpklady biochemistry and biophysics, 2001,381, p. 419−422.
  79. Rubina A. Yu, Pan’kov S.V., Dementieva E.I. et al. Hydrogel drop microchips with immobilized DNA: properties and methods for large-scale production. Anal. Biochem, 2004, 325, p. 92−106.
  80. Sachadyn P. and J. Kur. The construction and use of a PCR internal control.
  81. Molecular and Cellular Probes, 1998, 12, p. 259−262.f
  82. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S., et al. Primer directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. Science, 1988, 239, p. 419−422.
  83. Schachter J., Hook 1П E.W., Mccormack W.M., et al. Ability of the Digene Hybrid Capture II Test To Identify Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in Cervical Specimens. J. Clin. Microbiol, 1999, V. 37, p. 3668−3671.
  84. Schupp P., Pfeffer M., Meyer H., et al. Cowpox virus in a 12-year-old boy: rapid identification by an orthopoxvirus-specific polymerase chain reaction. British Journal of Dermatology, 2001, 145, p. 146−150.
  85. Sorokin N. V., Yurasov D. Y., Cherepanov A. I., et al. Effects of external transport on discrimination between perfect and mismatch duplexes on gel-based oligonucleotide microchips. J. Biomol. Struct. Dyn., 2007, V.24, № 6, p.571−578.
  86. Sugimura K., Ohno Т., Azuma I., and Yamamoto K. Polymorphism in Genes for the Enzyme Arginine Deiminase among Mycoplasma Species. Infecrion and immunity, 1993, V.61, p. 329−331.
  87. Tafreshia N. K., Sadeghizadeha M., Amini-Bavil-Olyaeeb S. et al. Development of a multiplex nested consensus PCR for detection and identification of major human herpesviruses in CNS infections. J Clin Virol, 2005, 32, p. 318−324.
  88. Thibault С, V Le Berre, S Casimirius, et al. Direct microcontact printing of oligonucleotides for biochip applications, Journal of nanobiotechnology, 2005.
  89. Van Der Pol В., Quinn T.C., Gaydos Ch. A. Multicenter evaluation of the Amplicor and automated Cobas Amplicor CT/NG tests for detection of Chlamydia trachomatis. J. Clin. Microbiol., 2000, V.38, p. 1105−1112
  90. Van Doornum G. J. J., Guldemeester J., Osterhaus A. D. M. E., and Niesters H. G. M. Diagnosing herpesvirus infections by real-time amplification and rapid culture, J. Clin. Microbiol., 2003, V. 41, p. 576−580.
  91. К. В., Katz В., and Schelonka R. L. Mycoplasmas and Ureaplasmas as Neonatal Pathogens, Clin Microbiol Rev, 2005, V. 18, p. 757−789.
  92. G. Т., Little M. C., Nadeau J. G., and Shank D. D. Isothermal in vitro amplification of DNA by a restriction enzyme/DNA polymerase system, Proc. Nati. Acad. Sci. USA, 2005, V.89, p. 392 396.
  93. Weidmann M., Meyer-Ko"nig U., and Frank T. Hufert. Rapid Detection of Herpes Simplex Virus and Varicella-Zoster Virus Infections by Real-Time PCR. J. Clin. Microbiol., 2003, V.41, p. 1565−1568.
  94. Wienecke R., Wolff H., Schaller M. Cowpox virus infection in an 11-year-old girl, J. Am. Acad. Dermatol., 2000, V. 42, № 5Pt2, p. 892−894.
  95. Yoon, В. H., R. Romero, M. Kim, E. C. Kim, T. Kim, J. S. Park, and J. K. Jun. Clinical implications of detection of Ureaplasma urealyticum in the amniotic cavity with the polymerase chain reaction. Am. J. Obstet. Gynecol, 2000, 183, p. l 130−1137.
  96. Yue J., Xie J., Li Ya. et al. Detection of rifampin-resistant Mycobacterium tuberculosis srtrain by using a specialized oligonucleotide miroarray. Diagn. Micr. Infec. Dis., 2004, 48, p. 47−54.1. БЛАГОДАРНОСТИ
  97. Отдельно автор благодарит доктора биологических наук Калинину Наталью Олеговну и кандидата биологических наук Заваду Ларису Леонидовну за помощь и терпеливое отношение при оформлении необходимой для защиты документации.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!