Гомологическая рекомбинация у эукариот: Особенности гомологических ДНК-трансфераз RAD51 из дрожжей Pichia angusta и водорослей Chlamydomonas reinhardtii

Актуальность проблемы.

Рекомбинация ДНК — один из фундаментальных процессов, происходящих в живой клетке. К настоящему времени наиболее детально исследована гомологическая рекомбинация (ГР) у прокариот. Основой процесса ГР у прокариот является способность белка RecA катализировать клеточную реакцию синапсиса и обмена нитей ДНК. Белок RecA играет центральную роль в гомологической рекомбинации. Этот белок участвует в процессах: рекомбинационной репарации, репликации, мутагенеза, клеточного деления, регуляции экспрессии многих репарационных генов и индукции SOS-ответа клетки у бактерий [1−3].

Структурные и функциональные аналоги белка RecA обнаружены во всех организмах: от бактерий до эукариот, включая человека [4, 5]. Хотя многие принципиальные стадии ГР являются общими у прокариот и эукариот, механизм ГР у высших организмов отличается наибольшей сложностью. Поэтому поиск аналогов белка RecA и исследование механизма ГР у эукариот являются актуальными задачами современной молекулярной биологии.

Дрожжи Pichia augusta — один из видов таксономического комплекса метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha — интересный объект, привлекающий внимание в качестве продуцентов для получения рекомбинантных белков. Дрожжи Н. polymorpha способны расти до высокой плотности на доступных средах и субстратах. Эти одноклеточные микроорганизмы часто содержат в геноме мощные промоторные элементы, и имеют системы гомологической и негомологической рекомбинации, которые позволяют проводить множественную тандемную интеграцию (линейных) плазмид в дрожжевую хромосому. Уникальность дрожжей Р. angusta состоит в их термотолерантиости, то есть в способности расти при высоких температурах вплоть до 50 °C. Сравнение генома Р. angusta с дрожжевым геномом Saccharomyces cerevisiae выявило, что среди 2500 идентифицированных генов Р. angusta 94% обладают гомологией с S. cerevisiae, тогда как 6% не обладают такой гомологией. До настоящего времени в литературе не было сообщений об обнаружении в геноме Р. angusta генов, имеющих отношение к гомологической рекомбинации и рекомбинационной репарации. Не найдены также и гены, гомологичные гену RAD51 из S. cerevisiae, который является ключевым геном ГР необходимым для сохранения генома. Последний кодирует RecA/RadA/Rad51-подобный белок, найденный во всех трех доменах живого: Bacteria, Archaea и Eukarya. Белок Rad51 образует нуклеопротеиновые филаменты (НФ) на онДНК и днДНК в присутствии АТФ и ионов Mg2+. Этот белок катализирует реакции гомологического спаривания и обмена нитей ДНК — две основные стадии ГР и рекомбинационной репарации.

Семейство рекомбиназ RecA/RadA/Rad51 составляют белки, образующие нуклеопротеиновые филаменты со сходной структурой, стехиометрией и ДНК-специфичностью. Эти белки отличаются количественными характеристиками АТФ-зависимых и рекомбинационных функций. Что позволяет подразделить их на два субсемейства: RecA и Rad51/RadA. Белки субсемейства Rad51/RadA обладают низкой каталитической эффективностью в гидролизе АТФ и не имеют ярко выраженной АТФ-индуцируемой кооперативное&trade-, показанной для RecA.

К настоящему времени наиболее подробно исследованы системы ГР у Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae и Homo sapiens. Эти системы ГР имеют в своем составе различные белковые комплексы, и различным образом модулируют каталитическую активность ДНК-трансферазы Rad51 в проведении рекомбинационной реакции.

В Е. coli два белковых комплекса RecFO и RecRO обладают способностью к связыванию с потенциально рекомбиногенными сайтами ДНК и модулируют рекомбинационную реакцию с участием филамента RecA. В этой же реакции участвует и белок SSB, который расплавляет вторичные структуры в ДНК, что способствует полному образованию нуклеопротеинового филамента RecA [6].

У дрожжей S. cerevisiae кроме белкового комплекса RPA, играющего ту же роль, что и бактериальный белок SSB, ещё четыре белка усиливают рекомбинационную реакцию, которая катализируется белком Rad51. Два из них (белки Rad52 и Rad54) образуют динамический комплекс с Rad51, а два других (белки Rad55 и Rad57) образуют гетеродимер, стимулирующий ДНК-трансферазную активность Rad51. Термином «трансферазная активность» в дальнейшем будем называть способность белка катализировать реакцию образования синапса или переноса нитей ДНК [7]. Особенность данной системы ГР заключается в том, что белок Rad51 имеет относительно слабую АТФазную и ДНК-трансферазную активность. Белки Rad55 и Rad57 являются паралогами Rad51, т. е. имеющими, хотя и ограниченную, но достаточно выраженную гомологию с последним. В целом же система ГР у дрожжей-сахаромицетов достаточно мощная.

В настоящей работе клонирован ген RAD51 из термотолерантного штамма P. angusta, и исследованы основные рекомбинационные характеристики белка Rad51Pa, кодируемого этим геном. Белок Rad51Pa является ДНК-зависимой АТФазой и проявляет типичные свойства семейства белков Rad51. В контексте белковой термостабильности биохимические и рекомбинационные свойства белка Rad51Pa сравнивали с Rad51Sc [8].

В результате реализации международной программы «Геном человека», начатой в 1988 году в настоящее время имеется обобщенный вариант генома Н. sapiens. У человека (как и у других высших эукариот, включая растения) уровень ГР на три порядка величины ниже негомологичной рекомбинации [9]. Это явление объясняется наличием разнообразных нуклеотидных повторов, занимающих большую часть генома. У Н. sapiens ГР регулируется сложными комплексами. Нуклеопротеиновый филамент, образованный белком Rad51 человека, подобно его эукариотическим ортологам, имеет слабые АТФазные и ДНК-трансферазные активности [10]. Эти активности стимулируются белковыми комплексами Rad51C-XRCC3 [11, 12] и Rad51 C-Rad51В-Rad51D-XRCC2 [13]. Все пять белков, составляющих эти белковые комплексы, являются паралогами белка Rad51 [7, 14].

Обращает на себя внимание то, что белок Rad51C является участником обоих выявленных к настоящему времени комплексов. И это предполагает его определяющие функции в регуляции процесса ГР у высших. Возникает вопрос, так ли это? Имеющиеся на сегодня данные неоднозначны. С одной стороны, клеточные линии (RAD51C'') цыпленка DT40 проявляют менее сильные фенотипические дефекты в мишенной рекомбинации и в образовании спонтанных хромосомных аберраций, чем клеточные линии с дефектами по другим генам RAD51 [15]. С другой стороны, фенотипическое проявление мутации по гену RAD51C у дрозофилы при воздействии ионизирующего облучения характеризуется нарушением гомологической мейотической рекомбинации и дефектом репарации ДНР ДНК. Это приводит к образованию крупных хромосомных аберраций и доминантных «деталей» в половых и соматических клетках. При этом нормальный аллель RAD51C' показывает мощный материнский эффект, спасающий гомозигот-потомков RAD51Cу матерей, гетерозиготных по данной мутации [16, 17].

Недавние наблюдения [18] выявили резольвазную активность в грубых экстрактах человеческих клеток HeLa. То есть ту активность, которая необходима для завершения ГР через «разрешение» промежуточных рекомбинационных (или Холидеевских) структур. Оказалось, что эта активность требует неповрежденного (интактного) белка Rad51C и его комплексообразующего партнера белка XRCC3. Эти данные позволяют предположить, что Rad51C принимает прямое участие в конечных стадиях ГР в качестве, если не самой резольвазы, то ее активатора.

Одноклеточная зеленая микроводоросль Chlamydomonas reinhardtii — это перспективный объект биотехнологии. С. reinhardtii является модельной системой для исследования таких фундаментальных проблем, как: светопоглощение, фотосинтез, фототаксис, биогенез хлоропластов [19, 20]. У этого одноклеточного организма, обладающего 17 хромосомами, уровень гомологичной рекомбинации на три порядка ниже, чем негомологичной рекомбинации. Это явление характерно, скорее, для высших эукариот включая человека. У высших различные повторяющиеся последовательности ДНК занимают большую часть генома. При этом ГР может дестабилизировать структуру генома, и, следовательно, она должна быть не только ослабленной, но и тонко отрегулированной для своевременного функционирования в соответствующем месте и в нужное время.

Вторым модельным объектом наших биохимических исследований была одноклеточная зеленая микроводоросль С. reinhardtii. К моменту начала наших исследований ее система ГР, лежащая в основе рекомбинационной репарации двунитевых разрывов ДНК, была весьма слабо изучена. В последние годы реализуется программа секвенирования генома С. reinhardtii. В геноме были выявлены разнообразные нуклеотидные повторы. И было получено объяснение низкого уровня ядерной ГР относительно негомологичной рекомбинации. Анализ геномной и EST библиотек у микроводорослей С. reinhardtii позволил клонировать последовательность кДНК гена.

ЯАВ51С. В настоящей работе ген КАВ51С был экспрессирован, выделен и очищен его продукт. Были также изучены основные биохимические и рекомбинационные активности белка Кас151С [21]. Показано, что белок Кас151С из С. гетЬагйШ идентифицируется как типичный представитель субсемейства рекомбинационных 11ас151 С-подобных белков высших.

В нашей работе получено подтверждение консервативности функций белков семейства Кас151 из разных царств эукариот на примере термотолерантных дрожжей Р. ап^иБга и микроводорослей С. гетЬагйШ.

Дели и задачи исследования.

Целями данной работы являлись демонстрация и анализ основ термостабильности дрожжевого белка Яас151 из Р. ащШа и выявление рекомбинационных активностей белка 11ас151С из микроводорослей С. геткагЛи.

Для достижения этих целей были решены следующие задачи:

1. Клонирован ген ВАВ51 из термотолерантных дрожжей Р. а^Ша.

2. Выделен белок Кас151Ра.

3. Исследованы рекомбинационные и термодинамические характеристики белков Кас151ра из Р. ащт1а и 11ас151 Зс из 5. сггеу’тае.

4. Выделен белок Яа<151 С-Шз6 и Кас151С из С. гетЬагйШ.

5. Выявлены рекомбинационные характеристики белка Кас151С-Н1з6.

Научная новизна.

Впервые клонирован ген ЛАИЗ1 из метилотрофных термотолерантных дрожжей РгсЫа способных к выживанию при температуре 50 °C. Впервые показано, что белок 11а (151 из Р. angusta обладает термозависимыми характеристиками. При температуре выше оптимальной для роста клетки-хозяина (~40°С) по сравнению с 37°С:

1. уменьшается время образования и энергия активации АТФазной активности комплекса белка 11а (151ра и онДНК;

2. появляется способность комплекса катализировать ключевую реакцию ГРреакцию обмена протяженных молекул ДНК.

Впервые показано, что белок Кас151С из водорослей С. геткаг&и способен:

1. образовывать нуклеопротеиновый филамент на онДНК;

2. катализировать реакцию замещения нитей ДНК.

Впервые получены доказательства консервативности функций белков семейства Кас151 из разных царств эукариот на примере термотолерантных дрожжей Р. angusta и водорослей С. reinhardtii.

Научно-практическая значимость.

Результаты работы показывают сходство механизма ГР у низших и высших эукариот. Полученные данные могут быть использованы для дальнейшего изучения механизмов гомологической рекомбинации у различных эукариотических организмов. Теоретические результаты работы могут быть использованы в учебных спецкурсах по молекулярной биологии, читаемых на биолого-медицинских факультетах высших учебных заведений.

Апробация работы.

Материалы диссертации докладывались на ежегодных конференциях молодых ученых Петербургского института ядерной физики (Гатчина, 2000;2005 г.) — VIII, IX и X Международных школах-конференциях молодых ученых «Биология — наука XXI века» (Пущино, 2004;2006 г.) — Международной конференции «Chlamy 2004» Abstracts of 1 Ith International Conference on the Cell and Molecular Biology of Chlamydomonas (Kobe, Japan, 2004 г.), Политехническом Симпозиуме «Молодые ученые — промышленности Северо-Западного региона» (Санкт-Петербург, Россия, 2004 г.), Международной конференции «The N.W. Timofeeff-Ressovsky conference» (Ереван, Армения, 2005 г), Международной конференции «Chlamy 2006» Abstracts of 12th International Conference on the Cell and Molecular Biology of Chlamydomonas (Portland, Oregon, USA, 2006).

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Белок Rad51pa обладает биохимическими активностями, необходимыми для образования рекомбинационного пресинаптического комплекса.

2. При температуре 40−42°С, оптимальной для роста клетки-хозяина, по сравнению с контролем при 37 °C изменяются три характеристики пресинаптического комплекса [Rad51 Ра: :онДНК: АТР]:

• уменьшается время образования комплекса;

• уменьшается энергия активации АТФазной активности комплекса;

• появляется способность пресинаптического комплекса катализировать реакцию обмена протяженных молекул ДНК.

3. Белок Rad51CCr из водорослей С. reinhardtii обладает следующими биохимическими активностями: днДНК;

ДНК-зависимая АТФазная активностьспособность к образованию нуклеопротеинового филамента в присутствии АТФ на они ДНК-трансферазная активность нуклеопротеинового филамента.

Список сокращений.

В®- - ГР — гомологическая рекомбинация.

NHEJ — non-homologous end joining — негомологичное связывание концов нитей ДНК.

DNA — ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота.

RNA — РНК — рибонуклеиновая кислота онДНК — однонитевая ДНК днДНК — двунитевая ДНК tRNA — тРНК — транспортная РНК.

MB — molecular beaconмолекулярный бикон.

DSB — ДНР — двунитевые разрывы ДНК.

JM — joint molecule — сцепленная молекула ДНК.

HJ — СХ — соединение Холидея аа — аминокислота п — н — нуклеотидный остаток bp — нп — нуклеотидная пара.

S.pombe — дрожжи Schizosaccharomyces pombe.

S. cerevisiae — дрожжи Saccharomyces cerevisiae.

P. angusta — дрожжи Pichia angusta.

H. polymorpha — дрожжи Hansenulapolymorpha.

Название дрожжей H. polymorpha, используется в тексте наряду с названием P. angusta.

C. reinhardtii — водоросли Chlamydomonas reinhardtii.

D.melanogaster — дрозофила или плодовая мушка Drosophila melanogaster Н. sapiens — Homo sapiens.

E. coli — Escherichia coli.

Rad51scбелок Rad51 из Saccharomyces cerevisiae Rad51Spбелок Rad51 Schizosaccharomyces pombe Rad51Paбелок Rad51 из Pichia angusta Rad51CCrбелок Rad51C из Chlamydomonas reinhardtii.

Rad51Ccr-His6- белок Rad51C из С. reinhardtii, содержащий полигистидиновый тракт на С-конце последовательности.

Rad51Hsбелок Rad51 из Homo sapiens Rad51CHS — белок Rad51C из Homo sapiens RecAEcбелок RecA из E. coli RadAjviv — белок RadA из Methanococcus voltae RecAHpyi — белок RecA из Helicobacter pylori.

— 11.

SSBEcонДНК-связующий белок из Escherichia coli RPA — репликационный фактор А.

БСА — BSA — Bovine Serum Albumin — бычий сывороточный альбумин ATPase — АТФаза.

IB — inclusion bodies — водонерастворимые фракции белков или тельца включения.

LD — лактат дегидрогеназа.

РК — пируват киназа.

PEP — фосфоенолпируват.

DTT — дитиотрейтол.

EDTA — этилендиаминтетрауксусная кислота NADHNicotinamid-Adenin Dinucleotid-Hydroeen ATP или АТФ — аденозин-5'-0-(трифосфат) ATP-y-S — Аденозин-5'-0-(3-тиотрифосфат).

Трис — трис-(оксиметил)-аминометан (2-амино-2-оксиметилпропан-1,3 -диол) IPTG — ИПТГ — изопропил-р-О-тиогалактозид SDS — ДСН — Na-додецилсульфат.

FPLC — fast protein liquid chromatography — система для быстрой белковой хроматографии ПЦР — полимеразная цепная реакция.

FRET — Fluorescence Resonance Energy Transfer — флюоресцентный резонансный энергетический перенос.

PAAG — ПААГ — полиакриламидный гель.

VC — объем колонки.

ТСАТХУ — трихлоруксусная кислота.

STmp — salt titration midpoint — Концентрация соли (мМ) при которой скорость гидролиза АТР снижается в два раза, kcat — ЧИСЛО оборотов.

Км — константа Михаэлиса Т — температура t — время.

К — константа инактивации pi — изоэлектрическая точка U — unit — единица каталитической активности.

EST — Expressed Sequence Tags — маркеры экспрессированных последовательностей MW — молекулярная масса.

LD37 — Lethality Dose — Летальная доза, при которой количество выживших клеток уменьшается до 37%.

ФИД — фактор изменённой дозы. ГО — ионизирующее облучение X — длина волны (нм).

А2бо — оптическая плотность при X =260 нм. А280 — оптическая плотность при Х=280 нм.

1 ед. А2бо (1 ед. А2во) — количество вещества, которое при растворении в 1 мл растворителя создает в последнем оптическую плотность А2бо=1 (А28о=1).

1. Bianco PR, Tracy RB, Kowalczykowski SC: DNA strand exchange proteins: a biochemical and physical comparison. Frontiers in Bioscience (online journal) 1998, 3:560−603.

2. Roca AI, Cox MM: RecA protein: structure, function, and role in recombinational DNA repair. Progress in Nucleic Acid Research & Molecular Biology 1997, 56(129): 129−223.

3. Yoshioka K, Yumoto-Yoshioka Y, Fleury F, Takahashi M: pHand salt-dependent self-assembly of human Rad51 protein analyzed as fluorescence resonance energy transfer between labeled proteins. JBiochem (Tokyo) 2003, 133(5):593−597.

4. Shinohara A, Ogawa H, Matsuda Y, Ushio N, Ikeo K, Ogawa T: Cloning of human, mouse and fission yeast recombination genes homologous to RAD51 and recA. Nat Genet 1993, 4(3):239−243.

5. Brendel V, Brocchieri L, Sandler SJ, Clark AJ, Karlin S: Evolutionary comparisons of RecA-like proteins across all major kingdoms of living organisms. Journal of Molecular Evolution 1997, 44(5):528−541.

6. Webb BL, Cox MM, Inman RB: Recombinational DNA repair the RecF and RecR proteins limit the extension of RecA filaments beyond single-strand DNA gaps. Cell 1997, 91(3):347−356.

7. Symington LS: Role of RAD52 epistasis group genes in homologous recombination and doublestrand break repair. Microbiol Mol Biol Rev 2002, 66(4):630−670.

8. Shalguev VI, Kil YV, Yurchenko LV, Namsaraev EA, Lanzov VA: Rad51 protein from the thermotolerant yeast Pichia angusta as a typical but thermodependent member of the Rad51 family. Eukaryot Cell 2004, 3(6): 1567−1573.

9. Roth D, Wilson J: Illegimate recombination in mammalian cells. In: Genetic Recombination. Edited by Kucherlapati R, Smith GR. Washington, DC: ASM Press- 1988: 621−653.

10. Gupta RC, Bazemore LR, Golub El, Radding CM: Activities of human recombination protein Rad51. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1997, 94(2):463−468.

11. Kurumizaka H, Ikawa S, Nakada M, Eda K, Kagawa W, Takata M, Takeda S, Yokoyama S, Shibata T: Homologous-pairing activity of the human DNA-repair proteins Xrcc3. Rad51C. Proc Natl Acad Sci USA 2001, 98(10):5538−5543.

12. Masson JY, Stasiak AZ, Stasiak A, Benson FE, West SC: Complex formation by the human RAD51C and XRCC3 recombination repair proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2001, 98(15):8440−8446.

13. Masson JY, Tarsounas MC, Stasiak AZ, Stasiak A, Shah R, Mcllwraith MJ, Benson FE, West SC: Identification and purification of two distinct complexes containing tlie five RAD51 paralogs. Genes Dev 2001, 15(24):3296−3307.

14. Schild D, Lio Y, Collins DW, Tsomondo T, Chen DJ: Evidence for simultaneous protein interactions between human Rad51 paralogs. J Biol Chem 2000, 275(22): 16 443−16 449.

15. Takata M, Sasaki MS, Tachiiri S, Fukushima T, Sonoda E, Schild D, Thompson LH, Takeda S: Chromosome instability and defective recombinational repair in knockout mutants of the five Rad51 paralogs. Mol Cell Biol 2001, 21(8):2858,2866. ^.

16. Khromykh YM, Varentsova ER, Sarantseva SV, Kotlovanova LV: New characteristics ofDrosophila mutation Rad (2)201Gl: epigenetic transmission of a repair defect via meiosis and association with the Rad51C gene. Dokl Biol Sei 2004, 395:163−165.

17. Khromykh YM, Varentsova ER, Sarantseva SV, Kotlovanova LV: Drosophila genes controlling homologous recombination and repair of double-strand DNA breaks. Usp Sovrem Biol 2004, 124:223−233.

18. Liu Y, Masson JY, Shah R, O’Regan P, West SC: RAD51C is required for Holliday junction processing in mammalian cells. Science 2004, 303(5655):243−246.

19. Harris EH: Chlamydomonas as a Model Organism. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 2001, 52:363−406.

20. Grossman AR, Harris EE, Hauser C, Lefebvre PA, Martinez D, Rokhsar D, Shrager J, Silflow CD, Stern D, Vallon O et ah Chlamydomonas reinhardtii at the crossroads of genomics. Eukaryot Cell 2003, 2(6):1137−1150.

21. Shalguev VI, Kaboev OK, Sizova IA, Hagemann P, Lanzov VA: Identification of Chlamydomonas reinhardtii Rad51C: Recombinational Characteristics. Molecular Biology 2005, 39(1):98—104.

22. Clark AJ: recA mutants of E. coli K12: a personal turning point. Bioessays 1996, 18(9):767−772.

23. Roberts JW, Roberts CW, Craig NL, Phizicky EM: Activity of the Escherichia coli recA-gene product. Cold Spring Harbor Symp Quant Biol 1979, 43:917−920.

24. Ogawa T, Wabiko H, Tsurimoto T, Horii T, Masukata H, Ogawa H: Characteristics of purified recA protein and the regulation of its synthesis in vivo. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology 1979, 2(909):909−915.

25. Kowalczykowski SC, Dixon DA, Eggleston AK, Lauder SD, Rehrauer WM: Biochemistry of homologous recombination in Escherichia coli. Microbiological Reviews 1994, 58(3):401−465.

26. Roca AI, Cox MM: The RecA protein: structure and function. CRC Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology 1990, 25(6):415−456.

27. Shibata T, Das Gupta C, Cunningham RP, Radding CM: Purified Escherichia coli RecA protein catalyzes homologous pairing of superhelical DNA and single-stranded fragments. Proc Natl Acad Sei USA 1979, 76(4):1638−1642.

28. McEntee K, Weinstock GM, Lehman IR: Initiation of general recombination catalyzed in vitro by the RecA protein of Escherichia coli. Proc Natl Acad Sei USA 1979, 76(6):2615−2619.

29. Story RM, Weber IT, Steitz TA: The structure of the E. coli RecA protein monomer and polymer. Nature 1992, 355(6358):318−325.

30. Story RM, Bishop DK, Kleckner N, Steitz TA: Structural relationship of bacterial RecA proteins to recombination proteins from bacteriophage T4 and yeast. Science 1993, 259(5103):1892−1896.

31. Cao J, Combs C, Jagendorf AT: The chloroplast-located homolog of bacterial DNA recombinase. Plant Cell Physiol 1997, 38(12): 1319−1325.

32. Flory J, Tsang SS, Muniyappa K: Isolation and visualization of active presynaptic filaments of RecA protein and single-stranded DNA. Proc Natl Acad Sei USA 1984, 81(22):7026−7030.

33. Nishinaka T, Ito Y, Yokoyama S, Shibata T: An extended DNA structure through deoxyribose-base stacking induced by RecA protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1997, 94(13):6623−6628.

34. Cox MM: The bacterial RecA protein as a motor protein. Annu Rev Microbiol 2003, 57:551−577.

35. Story RM, Steitz TA: Structure of the RecA Protein-ADP complex. Nature 1992, 355(6358):374−376.

36. Xing X, Bell CE: Crystal Structures of Escherichia coli RecA in a Compressed Helical Filament. J Mol Biol 2004, 342(5): 1471−1485.

37. Sandler SJ, Satin LH, Sam ra HS, Clark AJ: recA-like genes from three archaean species with putative protein products similar to Rad51 and Dmcl proteins of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Research 1996, 24(11):2125−2132.

38. Sandler SJ, Hugenholtz P, Schleper C, DeLong EF, Pace NR, Clark AJ: Diversity of radA genes from cultured and uncultured archaea: comparative analysis of putative RadA proteins and their use as a phylogenetic marker. JBacteriol 1999, 181(3):907−915.

39. Kil YV, Baitin DM, Masui R, Bonch-Osmolovskaya EA, Kuramitsu S, Lanzov VA: Efficient strand transfer by the RadA recombinase from the hyperthermophilic archaeon Desulfurococcus amylolyticus. J Bacteriol 2000, 182(1): 130−134.

40. Seitz EM, Brockman JP, Sandler SJ, Clark AJ, Kowalczykowski SC: RadA protein is an archaeal RecA protein homolog that catalyzes DNA strand exchange. Genes & Development 1998, 12(9): 1248−1253.

41. Woods WG, Dyall SM: Construction and analysis of a recombination-deficient (radA) mutant of Haloferax volcanii. Molecular Microbiology 1997, 23(4):791−797.

42. Komori K, Miyata T, Daiyasu H, Toh H, Shinagawa H, Ishino Y: Domain analysis of an archaeal RadA protein for the strand exchange activity. J Biol Chem 2000, 275(43):33 791−33 797.

43. Komori K, Miyata T, DiRuggiero J, Holley-Shanks R, Hayashi I, Cann IK, Mayanagi K, Shinagawa H, Ishino Y: Both RadA and RadB are involved in homologous recombination in Pyrococcus furiosus. J Biol Chem 2000, 275(43):33 782−33 790.

44. Inwood W, Kane S, DiRuggiero J, Robb F, Clark AJ: The RadB protein from Pyrococcus does not complement E. coli recA mutations in vivo. Mol Genet Genomics 2001, 265(4):683−686.

45. Shinohara A, Ogawa H, Ogawa T: Rad51 protein involved in repair and recombination in S. cerevisiae is a RecA-like protein. Cell 1992, 69(3):457−470.

46. Bezzubova O, Shinohara A, Mueller RG, Ogawa H, Buerstedde JM: A chicken RAD51 homologueis expressed at high levels in lymphoid and reproductive organs. Nucleic Acids Res 1993, 21 (7):1577−1580.

47. Maeshima K, Morimatsu K, Shinohara A, Horii T: RAD51 homologues in Xenopus laevis: two distinct genes are highly expressed in ovary and testis. Gene 1995,160(2): 195−200.

48. Shinohara A, Ogawa H, Ogawa T: Structure and function of RAD51 gene in eukaryote., Nippon Rinsho 1995, 53(l):239−249.

49. Shinohara A, Gasior S, Ogawa T, Kleckner N, Bishop DK: Saccharomyces cerevisiae recA homologues RAD51 and DMC1 have both distinct and overlapping roles in meiotic recombination. Genes to Cells 1997, 2(10):6I5−629.

50. Klimyuk VI, Jones JD: AtDMCl, the Arabidopsis homologue of the yeast DMC1 gene: characterization, transposon-induced allelic-variation and meiosisassociated expression. Plant J 1997, 11(1):1−14.

51. Bishop DK, Park D, Xu L, Kleckner N: DMC1: a meiosis-specific yeast homolog of E. coli recA required for recombination, synaptonemal complex formation, and cell cycle progression. Cell 1992, 69(3):439−456.

52. Diener AC, Fink GR: DLH1 is a functional Candida albicans homologue of the meiosis-specific gene DMC1. Genetics 1996,143(2):769−776.

53. Nara T, Saka T, Sawado T, Takase H, Ito Y, Hotta Y, Sakaguchi K: Isolation of a LIM15/DMC1 homolog from the basidiomycete Coprinus cinereus and its expression in relation to meiotic chromosome pairing. Mol Gen Genet 1999, 262(4−5):781 -789.

54. Nara T, Yamamoto T, Sakaguchi K: Characterization of interaction of Cand N-terminal domains in LIM15/DMC1 and RAD51 from a basidiomycetes, Coprinus cinereus. Biochem Biophys Res Commun 2000, 275(1):97−102.

55. Nara T, Hamada F, Namekawa S, Sakaguchi K: Strand exchange reaction in vitro and DNA-dependent ATPase activity of recombinant LIM15/DMC1 and RAD51 proteins from Coprinus cinereus. Biochem Biophys Res Commun 2001, 285(l)-92−97.

56. Sato S, Seki N, Hotta Y, Tabata S: Expression profiles of a human gene identified as a structural homologue of meiosis-specific recA-Iike genes. DNA Res 1995, 2(4):183−186.

57. Karlin S, Weinstock GM, Brendel V: Bacterial classifications derived from RecA protein sequence comparisons. JBacteriol 1995, 177(23):6881−6893.

58. Myung K, Kolodner RD: Induction of genome instability by DNA damage in Saccharomyces cerevisiae. DNA Repair (Amst) 2003, 2(3)':243−258.

59. Pierce AJ, Stark JM, Araujo FD, Moynahan ME, Berwick M, Jasin M: Double-strand breaks and tumorigenesis. Trends Cell Biol 2001, ll (ll):52−59.

60. Paques F, Haber JE: Multiple pathways of recombination induced by double-strand breaks in Saccharomyces cerevisiae. Microbiology & Molecular Biology Review (Washington, DC) 1999, 63(2):349−404.

61. Cox MM, Goodman MF, Kreuzer KN, Sherratt DJ, Sandler SJ, Marians KJ: The importance of repairing stalled replication forks. Nature 2000,404(6773):37−41.

62. Michel B, Flores MJ, Viguera E, Grompone G, Seigneur M, Bidnenko V: Rescue of arrested replication forks by homologous recombination. Proc Natl Acad Sci USA 2001, 98(15):8181−8188.

63. Kolodner RD: Guarding against mutation. Nature 2000, 407(6805):687−689.

64. Richardson C, Jasin M: Recombination between two chromosomes: implications for genomic integrity in mammalian cells. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 2000, 65:553−560.

65. Symington LS: Role of RAD52 epistasis group genes in homologous recombination and doublestrand break repair. Microbiol Mol Biol Rev 2002, 66(4):630−670, table of contents.

66. Krejci L, Van Komen S, Li Y, Villemain J, Reddy MS, Klein H, Eiienberger T, Sung P: DNA helicase Srs2 disrupts the Rad51 presynaptic filament. Nature 2003, 423(6937):305−309.

67. Bianco PR, Tracy RB, Kowalczykowski SC: DNA strand exchange proteins: a biochemical and physical comparison. Front Biosci 1998, 3: D570−603.

68. Wu TC, Lichten M: Meiosis-induced double-strand break sites determined by yeast chromatin structure. Science 1994, 263(5146):515−518.

69. Cao L, Alani E, Kleckner N: A pathway for generation and processing of double-strand breaks during meiotic recombination in S. cerevisiae. Cell 1990, 61(6): 1089−1101.

70. Sun H, Treco D, Schultes NP, Szostak JW: Double-strand breaks at an initiation site for meiotic gene conversion. Nature 1989, 338(6210):87−90.

71. Ohta K, Shibata T, Nicolas A: Changes in chromatin structure at recombination initiation sites during yeast meiosis. EMBO J 1994, 13(23):5754−5763.

72. Fan Q, Xli F, Petes TD: Meiosis-specific double-strand DNA breaks at the HIS4 recombination hot spot in the yeast Saccharomyces cerevisiae: control in cis and trans. Mol Cell Biol 1995, 15(3):1679−1688.

73. Liu J, Wu TC, Lichten M: The location and structure of double-strand DNA breaks induced during yeast meiosis: evidence for a covalently linked DNA-protein intermediate. EMBO J1995,14(18):4599−4608.

74. Keeney S, Giroux CN, Kleckner N: Meiosis-specific DNA double-strand breaks are catalyzed by Spoil, a member of a widely conserved protein family. Cell 1997, 88(3):375−384.

75. Bergerat A, de Massy B, Gadelle D, Varoutas PC, Nicolas A, Forterre P: An atypical topoisomerase II from Archaea with implications for meiotic recombination. Nature 1997, 386(6623):414−417.

76. Sun H, Treco D, Szostak JW: Extensive 3'-overhanging, single-stranded DNA associated with the meiosis-specific double-strand breaks at the ARG4 recombination initiation site. Cell 1991, 64(6): 1155−1161.

77. Rattray AJ, Symington LS: Multiple pathways for homologous recombination in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 1995, 139:45−56.

78. Resnick MA: The repair of double-strand breaks in DNAa model involving recombination. J Theor Biol 1976, 59(1):97−106.

79. Szostak JW, Orr WTL, Rothstein RJ, Stahl FW: The double-strand-break repair model forrecombination. Cell 1983, 33(l):25−35.

80. Petrini JH, Bressan DA, Yao MS: The RAD52 epistasis group in mammalian double strand break repair. Seminars in Immunology 1997, 9:181−188.

81. Ogawa T, Shinohara A, Nabetani A, Ikeya T, Yu X, Egelman EH, Ogawa H: RecA-like recombination proteins in eukaryotes: functions and structures of RAD5I genes. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 1993, 58:567−576.

82. Ayora S, Piruat JI, Luna R, Reiss B, Russo VEA, Aguilera A, Alonso JC: Characterization of Two Highly Similar Rad51 Homologs ofPhyscomitrella patens. JMol Biol 2002, 316:35−49.

83. Li ZF, Golub El, Gupta R, Radding CM: Recombination Activities of Hsdmcl Protein, the Meiotic Human Homolog of RecA Protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1997, 94(21):11 221−11 226.

84. Lovett ST: Sequence of the RAD55 gene of Saccharomyces cerevisiae: similarity of RAD55 to prokaryotic RecA and other RecA-like proteins. Gene 1994, 142(1):103−106.

85. Johnson RD, Symington LS: Functional differences and interactions among the putative RecA homologs Rad51, Rad55, and Rad57. Mol Cell Biol 1995, 15(9):4843:4850.

86. Dresser ME, Ewing DJ, Conrad MN, Dominguez AM, Barstead R, Jiang H, Kodadek T: DMC1 functions in a Saccharomyces cerevisiae meiotic pathway that is largely independent of the RAD51 pathway. Genetics 1997, 147(2):533−544.

87. Chanet R, Heude M, Adjiri A, Maloisel L, Fabre F: Semidominant mutations in the yeast Rad51 protein and their relationships with the Srs2 helicase. Mol Cell Biol 1996, 16(9):4782−4789.

88. Donovan JW, Milne GT, Weaver DT: Homotypic and heterotypic protein associations control Rad51 function in double-strand break repair. Genes Dev 1994, 8(21):2552−2562.

89. Basile G, Aker M, Mortimer RK: Nucleotide sequence and transcriptional regulation of the yeast recombinational repair gene RAD51. Mol Cell Biol 1992, 12(7):3235−3246.

90. Ogawa T, Yu X, Shinohara A, Egelman EH: Similarity of the yeast RAD51 filament to the bacterial RecA filament. Science 1993, 259(5103): 1896−1899.

91. Sung P: Catalysis of ATP-dependent homologous DNA pairing and strand exchange by yeast RAD51 protein. Science 1994,265(5176):1241−1243.

92. Sugiyama T, Zaitseva EM, Kowalczykowski SC: A single-stranded DNA-binding protein is needed for efficient presynaptic complex formation by the Saccharomyces cerevisiae Rad51 protein. Journal of Biological Chemistry 1997, 272(12):7940−7945.

93. Zaitseva EM, Zaitsev EN, Kowalczykowski SC: The DNA binding properties of Saccharomyces cerevisiae Rad51 protein. Journal of Biological Chemistry 1999, 274(5):2907−2915.

94. Conway AB, Lynch TW, Zhang Y, Fortin GS, Fung CW, Symington LS, Rice PA: Crystal structure of a Rad51 filament. Nat Struct Mol Biol 2004, 11(8):791−796.

95. Benson FE, Stasiak A, West SC: Purification and characterization of the human Rad51 protein, an analogue of E. coli RecA. Embo Journal 1994, 13(23):5764−5771.

96. Morita T, Yoshimura Y, Yamamoto A, Murata K, Mori M, Yamamotp H, Matsushiro A: A mouse homolog of the Escherichia coli recA and Saccharomyces cerevisiae RAD51 genes. Proc Natl Acad Sei USA 1993, 90(14):6577−6580.

97. Muris DF, Vreeken K, Carr AM, Broughton BC, Lehmann AR, Lohman PH, Pastink A: Cloning the RAD51 homologue of Schizosaccharomyces pombe. Nucleic Acids Res 1993, 21(19):4586−4591.

98. Walker JE, Saraste M, Runswick MJ, Gay NJ: Distantly related sequences in the aand ?-subunits of ATP synthase, myosin, kinases and other ATP-requiring enzymes and a common nucleotide binding fold. EMBO J 1982, l (8):945−951.

99. Shin DS, Pellegrini L, Daniels DS, Yelent B, Craig L, Bates D, Yu DS, Shivji MK, Hitomi C, Arvai AS et al Full-length archaeai Rad51 structure and mutants: mechanisms for RAD51 assembly and control by BRCA2. Embo J2003, 22(17):4566−4576.

100. Stoiy RM, SteitzTA: Structure of the recA protein-ADP complex. Nature 1992, 355(6358):374−376.

101. Wu Y, He Y, Moya IA, Qian X, Luo Y: Crystal structure of archaeai recombinase RadA: a snapshot of its extended conformation. Mol Cell 2004, 15(3):423−435.

102. Yu Z, Chen J, Ford BN, Brackley ME, Glickman BW: Human DNA Repair Systems: An Overview. Environmental and Molecular Mutagenesis 1999, 33:3−20.

103. Ronen A, Glickman BW: Human DNA Repair Genes. Environmental and Molecular Mutagenesis 2001,37:241−283. .

104. Albala JS, Thelen MP, Prange C, Fan W, Christensen M, Thompson LH, Lennon GG: Identification of a novel human RAD51 homolog, RAD51B. Genomics 1997, 46(3):476−479.

105. Dosanjh MK, Collins DW, Fan W, Lennon GG, Albala JS, Shen Z, Schild D: Isolation and characterization of RAD51C, a new human member of the RAD51 family of related genes. Nucleic Acids Res 1998, 26(5): 1179−1184.

106. Cartwright R, Dunn AM, Simpson PJ, Tambini CE, Thacker J: Isolation of novel human and mouse genes of the recA/RAD51 recombination-repair gene family. Nucleic Acids Res 1998, 26(7):1653−1659.

107. Cartwright R, Tambini CE, Simpson PJ, Thacker J: The XRCC2 DNA repair gene from human and mouse encodes a novel member of the recA/RAD51 family. Nucleic Acids Res 1998, 26(13):3084−3089.

108. Pittman DL, Weinberg LR, Schimenti JC: Identification, characterization, and genetic mapping of Rad51d, a new mouse and human RAD51/RecA-related gene. Genomics 1998,49(1): 103−111.

109. Johnson RD, Liu N, Jasin M: Mammalian XRCC2 promotes the repair pf DNA double-strand breaks by homologous recombination. Nature 1999,401(6751):397−399.

110. Pierce AJ, Johnson RD, Thompson LH, Jasin M: XRCC3 promotes homology-directed repair of DNA damage in mammalian cells. Genes Dev 1999, 13(20):2633−2638.

111. Masson JY, Stasiak AZ, Stasiak A, Benson FE, West SC: Complex formation by the human RAD51C and XRCC3 recombination repair proteins. Proc Natl AcadsSci USA 2001, 98(15):8440−8446.

112. Sigurdsson S, Van Komen S, Bussen W, Schild D, Albala JS, Sung P: Mediator function of thehuman Rad51B-Rad51C complex in Rad51/RPA-catalyzed DNA strand exchange. Genes Dev 2001, 15(24):3308−3318.

113. Wiese C, Collins DW, Albala JS, Thompson LH, Kronenberg A, Schild D: Interactions involving the Rad51 paralogs Rad51C and XRCC3 in human cells. Nucleic Acids Res 2002, 30(4):1001−1008.

114. Liu N, Schild D, Thelen MP, Thompson LH: Involvement of Rad51C. in two distinct protein complexes of Rad5I paralogs in human cells. Nucleic Acids Res 2002, 30(4): 1009−1015.

115. Miller KA, Yoshikawa DM, McConnell IR, Clark R, Schild D, Albala JS: RAD51C interacts with RAD5IB and is central to a larger protein complex in vivo exclusive ofRAD51. J Biol Chem 2002, 277(10):8406−8411.

116. Lio YC, Mazin AV, Kowalczykowski SC, Chen DJ: Complex formation by the human Rad5IB and Rad51C DNA repair proteins and their activities in vitro. J Biol Chem 2003, 278(4):2469−2478.

117. Takata M, Sasaki MS, Tachiiri S, Fukushima T, Sonoda E, Schild D, Thompson LH, Takeda S: Chromosome instability and defective recombinational repair in knockout mutants of the five Rad51 paralogs. Mol Cell Biol 2001, 21 (8):2858−2866.

118. Takata M, Sasaki MS, Sonoda E, Fukushima T, Morrison C, Albala JS, Swagemakers SM, Kanaar R, Thompson LH, Takeda S: The Rad51 paralog Rad51B promotes homologous recombinational repair. Mol Cell Biol 2000, 20(17):6476−6482.

119. French CA, Masson JY, Griffin CS, O’Regan P, West SC, Thacker J: Role of mammalian RAD51L2 (RAD51C) in recombination and genetic stability. J Biol Chem 2002,277(22): 1 932 219 330.

120. Godthelp BC, Wiegant WW, van Duijn-Goedhart A, Scharer OD, van Buul PP, Kanaar R, Zdzienicka MZ: Mammalian Rad51C contributes to DNA cross-link resistance, sister chromatid cohesion and genomic stability. Nucleic Acids Res 2002, 30(10):2172−2182.

121. Moynahan ME, Cui TY, Jasin M: Homology-directed dna repair, mitomycin-c resistance, and chromosome stability is restored with correction of a Brcal mutation. Cancer Res 2001, 61(12):4842−4850.

122. Moynahan ME, Pierce AJ, Jasin M: BRCA2 is required for homology-directed repair of chromosomal breaks. Mol Cell 2001, 7(2):263−272.

123. Venkitaraman AR: Chromosome stability, DNA recombination and the BRCA2 tumour suppressor. Curr Opin Cell Biol 2001, 13(3):338−343'.

124. Xia F, Taghian DG, DeFrank JS, Zeng ZC, Willers H, Iliakis G, Powell SN: Deficiency of human BRCA2 leads to impaired homologous recombination but maintains normal nonhomologous end joining. Proc Natl Acad Sci USA 2001, 98(15):8644−8649.

125. Lisby M, Rothstein R: Localization of checkpoint and repair proteins in eukaryotes. Biochimie 2005, 87(7):579−589.

126. Kato M, Yano K, Matsuo F, Saito H, Katagiri T, Kurumizaka H, Yosiiimoto M, Kasumi F, Akiyama F, Sakamoto G el al: Identification of Rad51 alteration in patients with bilateral breast cancer. J Hum Genet 2000, 45(3):133−137.

127. Hughes AL: Gene duplication and the origin of novel proteins. Proc Natl Acad Sci USA 2005, 102(25):8791−8792.

128. Braybrooke JP, Spink KG, Thacker J, Hickson ID: The RAD51 family member, RAD51L3, is a DNA-stimulated ATPase that forms a complex with XRCC2. J Biol CHem 2000, 275(37):29 100−29 106.

129. Mazin A: An Ensemble of Proteins that Repairs DNA Double-Stranded Breaks in Eukaryotes. Молекулярная генетика, биофизика и медицина сегодня Бреслеровские чтения 2002:298−309.

130. Chen G, Yuan SS, Liu W, Xu Y, Trujillo K, Song B, Cong F, Goff SP, Wu Y, Arlinghaus R et al: Radiation-induced assembly of Rad51 and Rad52 recombination complex requires ATM and c-Abl. J Biol С hem 1999, 274(18): 12 748−12 752.

131. Yu X, Jacobs SA, West SC, Ogawa T, Egelman EH: Domain structure and dynamics in the helical filaments formed by RecA and Rad51 on DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2001, 98(15):8419−8424.

132. Yang SX, Yu X, Seitz EM, Kowalczykowski SC, Egelman EH: Archaeai RadA protein binds DNA as both helical filaments and octameric rings. Journal of Molecular Biology 2001, 314(5):1077−1085.

133. Guerra E, Chye PP, Berardi E, Piper PW: Hypoxia abolishes transience of the heat-shock response in the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha. Microbiology 2005, 151 (Pt 3):805−811.

134. Pignocchi C, Berardi E, Cox BS: Nitrate reduction and the isolation ofNitNmutants in Hansenula polymorpha. Microbiology 1998, 144:2323−2330.

135. Cabeca-Silva C, Madiera-Lopes A: Temperature relations of yield, growth and thermal death in the yeast Hansenula polymorpha. ZAllg Mikrobiol 1984, 24:129−132.143. van Uden N: Temperature profiles of yeasts .Adv Microb Physiol 1984, 25:195−248.

136. Madeira-Lopes A, Placido MT, Cabeca-Silva C: Comparative study of the temperature profiles of growth and death of the pathogenic yeast Ciyptococcus neoformans and the non-pathogenic Cryptococcus albidus. J Basic Microbiol 1986, 26(l):43−47.

137. Harris EH: The Chlamydomonas Sourcebook. A Comprehensive Guide to Biology and Laboratory Use. Academic Press, San Diego 1989.

138. Boynton JE, Gillham NW, Harris EH, Hosier JP, Johnson AM, Jones AR, Randolph-Anderson BL, Robertson D, Klein TM, Shark KB et al Chloroplast transformation in Chlamydomonas with high velocity microprojectiles. Science 1988, 240(4858):1534−1538.

139. Kindle KL, Schnell RA, Fernandez E, Lefebvre PA: Stable nuclear transformation of Chlamydomonas using the Chlamydomonas gene for nitrate reductase. J Cell Biol 1989, 109(6Ptl):2589−2601.

140. Goldschmidt-Clermont M: Transgenic expression of aminoglycoside adenine transferase in the chloroplast: a selectable marker of site-directed transformation of chlamydomonas. Nucleic Acids Res 1991, 19(15):4083−4089.

141. Kindle KL: High-frequency nuclear transformation of Chlamydomonas reinhardtii. Proc Natl Acad Sci USA 1990,87(3):1228−1232. ^.

142. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T: Molecular cloning: a laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Lab Press, Cold Spring Harbor NY 1989.

143. Остерман ЛФ: Хроматография белков и нуклеиновых кислот.: М: Наука.- 1986.

144. Захаров ИА, Кожин СА, Кожина ТН, Федорова ИВ: Сборник методик по генетике дрожжей-сахаромицетов. 1984:144.

145. Birnboim НС, Doly J: A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucleic Acids Res 1979, 7(6):1513−1523.

146. Rao VB: Direct sequencing of polymerase chain reaction-amplified DNA. Anal Biochem 1994, 216(1):1−14.

147. Laemmly UK: Clevage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 1970, 227:680−685.

148. Namsaraev E, Berg P: Characterization of strand exchange activity of yeast Rad51 protein. Molecular & Cellular Biology 1997, 17(9):5359−5368.

149. Cox MM, McEntee K, Lehman IR: A simple and rapid procedure for the large scale purification of the RecA protein of Escherichia coli. J Biol Chem 1981, 256(9):4676−4678.

150. Griffith J, Shores CG: RecA protein rapidly crystallizes in the presence of spermidine: a valuable step in its purification and physical characterization. Biochemistry 1985, 24(1): 158−162.

151. Gassmann M, Thommes P, Weiser T, Hubscher U: Efficient production of chicken egg yolk antibodies against a conserved mammalian protein. FASEBJ1990, 4(8):2528−2532.

152. Poison A, von Wechmar MB, Fazakerley G: Antibodies to proteins from yolk of immunized hens. Immunol СоттипШ, 9(5)-А95−54.

153. Laemmly UK, Favre M: Maturation of head of bacteriophage T4. JMol Biol 1973, 80(2):575−599.

154. Craig NL, Roberts JW: Function of nucleoside triphosphate and polynucleotide in Escherichia coli recA protein-directed cleavage of phage lambda repressor. Journal of Biological Chemistry 1981, 256(15):8039−8044. '.

155. Lohman TM, Overman LB: Two binding modes in Escherichia coli single strand binding proteinsingle stranded DNA complexes. Modulation by NaCl concentration. J Biol Chem 1985, 260(6):3594−3603.

156. Namsaraev EA, Berg P: Branch migration during Rad51 -promoted strand exchange proceeds in either direction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1998, 95(18):10 477−10 481.

157. Sugiyama T, Zaitseva EM, Kowalczykowski SC: A single-stranded DNA-binding protein is needed for efficient presynaptic complex formation by the Saccharomyces cerevisiae Rad51 protein. J Biol Chem 1997, 272(12):7940−7945.

158. Bradford MM: A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 1976, 72:248−254.

159. Kreuzer K, Jogeneel CV: Methods Enzymol 1983, 100:144−160.

160. Kowalczykowski SC, Eggleston AK: Homologous Pairing and DNA Strand-Exchange Proteins. Annu Rev Biochem 1994, 63:991−1043.

161. Flory J, Radding CM: Visualization ofRecA protein and its association with DNA: a priming effect of single-strand-binding protein. Cell 1982, 28(4):747−756.

162. Williams RC, Spengler SJ: Fibers ofRecA protein and complexes ofRecA protein and single-stranded фХ174 DNA as visualized by negative-stain electron microscopy. JMol Biol 1986, 187(1):109−118.

163. Kaboev 0, Luchkina L, Shalguev V, Andreichuk Y, Kulikov V, Kozarenko A, Lanzov V: Improved RecA-assisted fluorescence assay for DNA strand exchange reaction. Biotechniques 2006, 40(6):736, 738.

164. Кассандрова ОН, Лебедев BB: Обработка результатов измерений. 1970.

165. Corpet F: Multiple sequence alignment with hierarchical clustering. Nucl Acids Res 1988, 16(22):10 881−10 890.

166. Aihara H, Ito Y, Kurumizaka H, Yokoyama S, Shibata T: The N-terminal domain of the human Rad51 protein binds DNA: structure and a DNA binding surface as revealed by NMR. JMol Biol 1999, 290(2):495−504.

167. Eggler AL, Inman RB, Cox MM: The Rad51-dependent pairing of long DNA substrates is stabilized by Replication Protein A. Journal of Biological Chemistry 2002, 277(39 280−39 288).

168. Bedale WA, Cox M: Evidence for the coupling of ATP hydrolysis to the final (extension) phase of RecA protein-mediated DNA strand exchange. J Biol Chem 1996, 271(10):5725−5732.

169. Kil YV, Glazunov EA, Lanzov VA: Characteristic thermodependence of the RadA recombinase from the hyperthermophilic archaeon Desulfurococcus amylolyticus. JBacteriol 2005, 187(7):2555−2557.

170. Glazunov EA, Kil Y, Lantsov VA: Two types of temperature dependence of homologous recombinases in archaea: the properties of the Desulfurococcus amylolyticus recombinase. Dokl BiolSci 2001,379:389−392.

171. Namsaraev EA, Berg P: Rad51 uses one mechanism to drive DNA strand exchange in both directions. Journal of Biological Chemistry 2000, 275(6):3970−3976.

172. Baumann P, West SC: The human Rad51 protein: polarity of strand transfer and stimulation by hRP-A. Embo J 1997, 16(17):5198−5206.

173. Sigurdsson S, Trujillo K, Song B, Stratton S, Sung P: Basis for avid homologous DNA strand exchange by human Rad51 and RPA. J Biol Chem 2001, 276(12):8798−8806.

174. Rice KP, Eggler AL, Sung P, Cox MM: DNA pairing and strand exchange by the Escherichia coli RecA and yeast Rad51 proteins without ATP hydrolysis: on the importance of not getting stuck. J Biol Chem 2001, 276(42):38 570−38 581.

175. Fasullo M, Giallanza P, Dong Z, Cera C, Bennett T: Saccharomyces cerevisiae rad51 mutants are defective in DNA damage-associated sister chromatid exchanges but exhibit increased rates ofhomology-directed translocations. Genetics 2001, 158(3):959−972.

176. Shalguev VI, Kil Y, Yurchenko LV, Lantsov VA: Temperature dependence of HpRad51, the central protein of the homological recombination in the yeast Hansenula polymorpha. Dokl Biochem Biophys 2002, 387:328−330.

177. Tombline G, Fishel R: Biochemical characterization of the human RAD51 protein. I. ATP hydrolysis. J Biol Chem 2002, 277(17): 14 417−14 425.

178. Sung P, Stratton SA: Yeast Rad51 recombinase mediates polar DNA strand exchange in the absence of ATP hydrolysis. Journal of Biological Chemistry 1996, 271(45):27 983−27 986.

179. Wetmur JG, Wong DM, Ortiz B, Tong J, Reichert F, Gelfand DH: Cloning, sequencing, and expression of RecA proteins from three distantly related thermophilic eubacteria. Journal of Biological Chemistry 1994, 269(41):25 928−25 935.

180. Zaitseva EM, Zaitsev EN, Kowalczykowski SC: The DNA binding properties of Saccharomyces cerevisiae Rad51 protein. J Biol Chem 1999, 274(5):2907−2915,.

181. Chervyakova D, Kagansky A, Petukhov M, Lanzov V: L29M. substitution in the interface of subunit-subunit interactions enhances Escherichia coli RecA protein properties important for its recombinogenic activity. JMol Biol 2001, 314(4):923−935.

182. Bazemore LR, Takahashi M, Radding CM: Kinetic analysis of pairing and strand exchange catalyzed by RecA. Detection by fluorescence energy transfer. Journal of Biological Chemistry 1997, 272(23): 14 672−14 682.

183. Gupta RC, Folta-Stogniew E, Radding CM: Human Rad51 protein can form homologous joints in the absence of net strand exchange. J Biol Chem 1999, 274(3):1248−1256,.

184. Shim KS, Schmutte C, Tombline G, Heinen CD, Fishel R: hXRCC2 enhances ADP/ATP processing and strand exchange by hRAD51. J Biol Chem 2004, 279(29):30 385−30 394.

185. Gupta RC, Golub E, Bi B, Radding CM: The synaptic activity of HsDmcl, a human recombination protein specific to meiosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2001, 98(15):8433−8439.

186. Grogan DW: The question of DNA repair in hyperthermophilic archaea. Trends Microbiol 2000, 8:180−185.

187. Bernardi G: Isochores and the evolutionary genomics of vertebrates. Gene 2000,241:3−17.

188. Bernardi G: Compositional constraints and genome evolution. JMolEvol 1986, 24:1−11.

189. Wada A, Suyama A: Local stability of DNA and RNA secondary structure and its relation to biological functions. Prog Biophys Mol Biol 1986, 47:113−157.

190. Galtier N, Lobry JR: Relationships between genomic G+C content, RNA secondary structures, and optimal growth temperature in prokaryotes. J MolEvol 1997,44:632−636.

191. Hurst LD, Merchant AR: High guanine-cytosine content is not an adaptation to high temperature: a comparative analysis amongst prokaryotes. Proc R Soc Lond 2001, 268:493−497.

192. Muto A, Osawa S: The guanine and cytosine content of genomic DNA and bacterial evolution. Proc Natl Acad Sci USA 1997, 84:166−169.

193. Bernardi G: The vertebrate genome: isochore and evolution. Mol Biol Evol 1993, 10:186−204.

194. Musto H, Naya H, Zavala A, Romero H, Alvarez-Vain F, Bernardi G: Correlations betweengenomic GC levels and optimal growth temperatures in prokaryotes. FEBSLett 2004, 573:73−77.

195. Marashi S-A, Ghalanbor Z: Correlations between genomic GC levels and optimal growth temperatures are not 'robust'. Biochem Biophys Res Commun 2004, 325:381−383.

196. Dosanjh MK, Collins DW, Fan W, Lennon GG, Albala JS, Shen Z, Schild D: Isolation and characterization of RAD51C, a new human member of the RAD51 family of related genes. Nucleic Acids Res 1998, 26(5): 1179−1184.

197. Baumann P, West SC: The human Rad51 protein polarity of strand transfer and stimulation by Hrp-A. EMBO Journal 1997, 16(17):5198−5206.

198. Namsaraev EA, Baitin D, Bakhlanova IV, Alexseyev AA, Ogawa H, Lanzov VA: Biochemical basis of hyper-recombinogenic activity of Pseudomonas aeruginosa RecA protein in Escherichia coli cells. Molecular Microbiology 1998, 27(4):727−738.

199. Baitin DM, Lanzov VA: Induction of recombination by the bacterial RecA protein depends on the stability of the RecA-DNA complex. Dokl Biochem 2000, 371(l-6):43−45.

200. Baitin DM, Zaitsev EN, Lanzov VA: Hyper-recombinogenic RecA protein from Pseudomonas aeruginosa with enhanced activity of its primary DNA binding site. J Mol Biol 2003, 328(l):l-7.

201. Bakhlanova IV, Lantsov VA: Recombinational properties of the chimeric recA genes (Pseudomonas aeruginosa/Escherichia coli): gene regions responsible for the recombinational activity of the protein encoded. Dokl Biol Set2000, 371(1−6): 168−171.

202. Sano Y, Kageyama M: The sequence and function of the recA gene and its protein in Pseudomonas aeruginosa PAO. Mol Gen Genet 1987, 208(3):412−419.

203. Zaitsev EN, Zaitseva EM, Bakhlanova IV, Gorelov VN, Kuz’min NP: Cloning and characteristics of recA gene in Pseudomonas aeruginosa., Genetika 1986, 22(11):2721−2727.

204. Sano Y: Role of the recA-related gene adjacent to the recA gene in Pseudomonas aeruginosa. J Bacteriol 1993, 175(8):2451−2454,.

205. Ehrlich M, Norris KF, Wang RY, Kuo KC, Gehrke CW: DNA cytosine methylation and heat-induced deamination. Biosci Rep 1986, 6:387−393.

206. Petukhov MG, Kil IV, Lantsov VA: Nature of protein thermal resistance: stability of alpha-helices of RecA proteins of the thermophilic bacteria., DoklAkad Nauk 1997, 356(2):268−271.

207. Petukhov MG, Baitin DM, Kil IV, Lantsov VA: Optimal rigidity of the protein structure: three classes of rigidity in the eubacterial RecA protein family., DoklAkad Nauk 1998, 362(1):118−121.