Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Особенности структурной организации митохондриального генома высших растений

Диссертация: Особенности структурной организации митохондриального генома высших растений
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Ситуация несколько сложней. К настоящему времени точно не известна организация данного генома in vivo. Согласно данным физического картирования с использованием клонированных в космидах последовательностей мтДНК ряда растений, митохондриальный геном растений представлен master-хромосомой (гигантская кольцевая ДНК, равная по размеру митохондриальному геному), а также различных по размеру кольцевых… Читать ещё >

Содержание

  • 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Общая характеристика митохондрии
    • 1. 2. Митохондрии растительной клетки при стрессе
    • 1. 3. Особенности митохондрий растений
    • 1. 4. Происхождение митохондрий
    • 1. 5. Митохондриальный геном растений
      • 1. 5. 1. Нуклеотидный состав митохондриальной ДНК
      • 1. 5. 2. Размер митохондриального генома
      • 1. 5. 3. Содержание митохондриальной ДНК
      • 1. 5. 4. Гетерогенность митохондриального генома
        • 1. 5. 4. 1. Кольцевые молекулы митохондриальной ДНК
        • 1. 5. 4. 2. Рибонуклеотиды в митохондриальных ДНК животных
        • 1. 5. 4. 3. Плазмидоцодобные ДНК
        • 1. 5. 4. 4. Модели организации митохондриального генома растений
        • 1. 5. 4. 5. Короткие повторы в митохондриальной ДНК
    • 1. 6. Межоргане л л льный перенос генов
      • 1. 6. 1. П чренос последовательностей ДНК из митохондрий в ядро
      • 1. 6. 2. Перенос ДНК из ядра в митохондрии
      • 1. 6. 3. Перенос последовательностей хлоропластной ДНК в мито-хондриальную ДНК
    • 1. 7. Генетический код митохондрий
    • 1. 8. Митохондриальные гены растений
    • 1. 9. Химерные гены
    • 1. 10. Интроны в митохондриальных генах растений
    • 1. 11. Транскрипция РНК
    • 1. 12. Редактирование РНК 2. Материалы и методы 2.1.Объект исследования
    • 2. 2. Выделение митохондриальной ДНК
    • 2. 3. Расщепление митохондриальной ДНК рестрикционными эндо-нуклеазами
    • 2. 4. Фракционирование митохондриальной ДНК в агарозном геле
    • 2. 5. Фракционирование митохондриальной ДНК в полиакриламидном геле
    • 2. 6. Электроэлюция высокомолекулярной митохондриальной ДНК из агарозного геля
    • 2. 7. Элюция ДНК из агарозного геля методом замораживания-оттаивания
    • 2. 8. Элюция ДНК из полиакриламидного геля
    • 2. 9. Дот-блот гибридизация ДНК на нейлоновых фильтрах
    • 2. 10. Блот-гибридизация ДНК на нитроцеллюлозных фильтрах
    • 2. 11. Выделение плазмид и клонированных ДНК
    • 2. 12. Клонирование ДНК в плазмидах
    • 2. 13. Получение библиотеки митохондриальных генов
      • 2. 13. 1. Получение рекомбинантных клонов
      • 2. 13. 2. Отбор бляшек
      • 2. 13. 3. Выделение ДНК фага А,
    • 2. 14. Анализ низкомолекулярных ДНК методом малоуглового рентгеновского рассеяния
    • 2. 15. Определение содержания фитогормонов в каллусных тканях 2.15.1 Экстракция, очистка и концентрирование гормонов 2.15.2. Твердофазный иммуноферментный анализ
    • 2. 16. Цитологическая характеристика каллусных тканей
      • 2. 17. 0. пределение конформации низкомолекулярных митохондриальных ДНК с помощью S1 и Ва131 нуклеаз
    • 2. 18. Анализ низкомолекулярных митохондриальных ДНК с помощью люминесцентной микроскопии
  • 3. Экспериментальная часть
  • ЗЛ.Одноцепочечные кольцевые ДНК в митохондриях гороха посевного
    • 3. 2. Митохондриальный геном гороха посевного и кормовых бобов при длительном культивировании in vitro
    • 3. 3. Рибонуклеотиды в митохондриальных ДНК высших растений
    • 3. 4. Митохондриальный геном гороха посевного при солевом стрессе и аноксии
    • 3. 5. Метилирование митохондриальной ДНК гороха посевного
    • 3. 6. Картирование митохондриального генома гороха посевного
  • Заключение
  • Выводы
  • Список литературы

Особенности структурной организации митохондриального генома высших растений (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность Митохондрии являются одним из тех объектов исследований, который в последнее время привлекает все большее внимание физиологов растений, молекулярных биологов, биофизиков, генетиков. Это может объясняться той ролью, которую митохондрии играют в жизнедеятельности клетки и организма в целом, а также тем, что с митохондриальным геномом растений связаны такие практически важные признаки, как устойчивость к па-тотоксинам и цитоплазматическая мужская стерильность и продуктивность растений. К ъастоягцему времени достаточно подробно изучены митохондри-альные геномы млекопитающих и грибов, а у растений — значительно хуже. Отчасти это объясняется тем, что структурно-функциональная организация мито-хондриального генома высших растений является наиболее сложной среди эу-кариот. Кроме того, следует отметить видоспецифичность организации данного генома, проявляющуюся в его размере, популяционном составе кольцевых и линейных молекул, наличии плазмидоподобных ДНК, степени стабильности при культивировании клеток in vitro. В настоящее время доминирующими являются две модели структурной организации митохондриального генома растений. Согласно первой [Lonsdale, 1989], в митохондриях присутствует master-хромосома, представляющая собой кольцевую молекулу, равную по размеру всему митохондриальному геному, и образующиеся из нее путем рекомбинации субгеномные кольцевые ДНК, которые находятся в состоянии динамичного равновесия. Вторая модель [Small et al., 1989] предполагает наличие, кроме функционирующего митохондриального генома, последовательностей мтДНК, представленных низким числом копий. Скачкообразное изменение организации митохондриального генома растений, согласно [Small et al., 1989], может произойти путем их амплификации с одновременным уменьшением представленности ранее доминировавших классов мтДНК. Однако, существующие модели не в полной мере отражают все наблюдаемые явления. Они также находятся в некотором противоречии с данными исследований, полученных при 6 анализе препаратов митохондриальной ДНК с помощью электронной микроскопии и пульс-электрофореза. Поэтому дальнейшее изучение митохондриаль-ного генома отдельных видов растений при различных физиологических условиях их культивирования позволит расширить представление об организации и функционировании данного генома in vivo.

Целью данной работы являлось изучение структурной организации мито-хондриального генома высших растений, а именно, гороха посевного (Pisum sativum L.) и кормовых бобов (Vicia faba L.) и степени его стабильности при действии различных стрессовых факторов. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследование низкомолекулярных митохондриальных ДНК гороха посевного.

2. Анализ стабильности структурной организации митохондриального генома гороха посевного и кормовых бобов при длительном культивировании клеток in vitro.

3. Выяснение присутствия в митохондриальной ДНК гороха рибонуклео тидов ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами.

4. Изучение влияния стрессовых факторов (засоление и аноксия) на структурную организацию митохондриального генома гороха.

5. Исследование метилирования митохондриальной ДНК гороха.

6. Физическое картирование митохондриального генома гороха.

Научная новизна работы: На примере гороха впервые показано наличие в митохондриях растений одноцепочечных кольцевых ДНК небольшого размера. Методом малоуглового рентгеновского рассеяния получены интегральные характеристики одноцепочечных ДНК. В митохондриях этиолированных проростков, листьев двухнедельных растений и каллусной ткани гороха меняется копийность этих молекул ДНК. Методом дот-блот гибридизации показано наличие гомологии между высокомолекулярной мтДНК и одноцепочечными ДНК. 7.

Разработан методический подход для определения наличия рибонуклео-тидов, ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами в мтДНК растений. С использованием данного подхода показано, что мтДНК гороха, ржи, картофеля, кукурузы не устойчива к действию 0.2М КОН, РНКазыА, РНКазыН, что свидетельствует о наличии рибонуклеотидов в мтДНК.

Построены рестрикционные карты трех классов плазмидоподобных мтДНК кормовых бобов. Показано, что в 19-ти летней суспензионной культуре копийность одного из классов падает примерно в 26 раз по сравнению с целыми растениями.

Исследована степень стабильности митохондриального генома гороха при культивировании клеток in vitro. Показано, что до 24-го пассажа электро-форетически детектируемых изменений в митохондриальном геноме каллусов гороха не происходит. В четырехлетнем каллусе (48 пассажей) плотной и рыхлой консистенции обнаружены плазмидоподобные ДНК, не выявляемые при электрофоретическом анализе препаратов мтДНК проростков и каллусной ткани до 24 пассажа, причем спектр плазмидоподобных ДНК в этих двух типах каллусов различался. Показано, что в каллусной ткани рыхлой консистенции при культивировании на свету увеличивается количество классов плазмидоподобных ДНК, а в плотном каллусе — они не детектируются. Рестрикционным анализом выявлено изменение структурной организации митохондриального генома длительно культивируемых каллусных тканей по сравнению с целыми растениями. •.

Установлено, что при солевом стрессе происходит увеличение содержания мтДНК гороха и количества рибонуклеотидов, ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами. Крупные структурные перестройки в митохондриальном геноме гороха при первичной аноксии и засолении не наблюдаются.

Обнаружен полиморфизм в рестрикционных профилях мтДНК гороха, расщепленной ферментами Mspl и Hpall, что дает основание полагать о нали8 чии 5-метилцитозина в мтДНК гороха. Данное явление не характерно для мтДНК однодольных растений.

С использованием фага X получен представительный банк митохондри-альных генов гороха. Физическое картирование клонированных последовательностей мтДНК позволило получить 11 линейных групп сцепления общим размером 386 тпн.

Научно-практическая значимость работы. Полученные результаты имеют прежде всего теоретическое значение, расширяющие наши представления о структурно-функциональной организации митохондриального генома высших растений. Использованные в работе подходы при анализе влияния стрессовых факторов на митохондриальный геном гороха могут быть применены при исследовании молекулярных механизмов адаптации галлофитов к засолению и адаптации растений к условиям первичной и вторичной аноксии. Плазмидоподобные ДНК, обнаруженные в митохондриях кормовых бобов и гороха, в дальнейшем могут быть использованы при конструировании векторных систем для генетической трансформации растений. Клонированные последовательности мтДНК гороха могут найти применение при определении первичной структуры митохонд-риальных генов, выявлении гомологичных последовательностей в ядерном и хлоропластном геноме, а также в качестве молекулярных зондов при дальнейших исследованиях степени стабильности митохондриального генома гороха при действии различных стрессовых факторов.

Благодарности: Глава 3.1 выполнена совместно с Матвеевой Е.В.- 3.2 -Валиевой Р.Д., Зиякаевой K.P., Загидуллиным A.M., Волковой JI.B., Ступиным А.П.- 3.4,3.5 — Губайдуллиным М. И- 3.6 — Арслангуловой A.C., Мехедовым C.JI.

Исследования митохондриального генома Vicia faba были проведены в Отделе биологии культивируемых клеток и биотехнологии Института физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН (г. Москва) под руководством д.б.н. Не-грука В.И.

Автор выражает признательность вышеупомянутым коллегам. 9.

1. Обзор литературы.

Выводы.

1. При электрофоретическом анализе препаратов митохондриальной ДНК гороха обнаружено 6 дискретных классов ДНК, мигрирующих в 8%-ном полиакриламидном геле быстрее, чем линейный фрагмент двуцепочечной ДНК размером 34 пн. На основании экспериментов с использованием S1 и Ва131 нуклеаз и люминесцентной микроскопии можно предположить, что эти низкомолекулярные ДНК являются одноцепочечными кольцевыми ДНК с большим процентом спаренных оснований. Методом дот-блот гибридизации показано наличие гомологии между высокомолекулярной митохондриальной ДНК и одноцепочечными кольцевыми ДНК.

2. В митохондриях клеток в составе целого растения гороха и клеток, культивируемых in vitro, а также в клетках тканей различного физиологического состояния (этиолированные проростки и зеленые листья) меняется копийность одноцепочечных кольцевых ДНК. Это может свидетельствовать о том, что, в отличие от двуцепочечных мтДНК, эти необычайно малые ДНК вовлечены в определенные достаточно быстрые процессы, происходящие в митохондриальном геноме гороха.

3. Показано, что митохондриальная ДНК гороха, пшеницы, картофеля и кукурузы не устойчива к действию 0.2 М КОН, РНК-азы, А и РНК-азы Н, что может свидетельствовать о наличии в митохондриальной ДНК этих видов растений рибонуклеотидов, ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами.

Сравнительных анализ степени чувствительности к действию РНК-азы, А мтДНК 4-х суточных проростков, двухи четырехлетней каллусной ткани гороха, а также рестрицированных ферментами Hindlll, ВатШ и EcoRI мтДНК 4-х суточных проростков и пятилетней каллусной ткани гороха дает основание полагать, что локализация сайтов рибонуклеотидов в мтДНК является случайной. По-видимому, рибонуклеотиды в мтДНК, главным образом, являются результатом ошибок при биосинтезе митохондриальной ДНК.

4. При действии на растения гороха стрессовых факторов (засоление и первичная аноксия) рестрикционные профили митохондриальной ДНК контрольных и опытных растений не меняются, что может свидетельствовать об отсутствии крупных перестроек в структурной организации митохондриального генома. Однако при засолении увеличивается количество мтДНК в расчете на единицу сырой биомассы и количество ошибок при биосинтезе мтДНК, проявляющееся в увеличении содержания рибонуклеотидов, ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами.

5. Установленно наличие полиморфизма в рестрикционных профилях мтДНК 4-х суточных этиолированных проростков гороха, расщепленных ферментами Mspl и Hpall. Это может свидетельствовать о наличии 5-метилцитозина в последовательностях CCGG митохондриальной ДНК гороха. Данный модифицированный нуклеотид отсутствует в мтДНК однодольных растений. Практически идентичный спектр препаратов мтДНК четырехсуточных этиолированных проростков, листьев 14-ти суточных растений, выращенных на 0.6%-ном растворе NaCl и растений в контроле, а также 6-ти месячной каллусной ткани гороха, обработанных рестриктазами Mspl и Hpall, может означать, что содержание и местоположение 5-метилцитозина в полинуклеотидной цепи мтДНК гороха не меняется при солевом стрессе и непродолжительном культивировании клеток in vitro. Кроме того, эти результаты также могут свидетельствовать об относительно высокой степени стабильности структурной организации митохондриального генома гороха при стрессе.

6. Показаны изменения в митохондриальном геноме кормовых бобов и гороха при длительном культивировании клеток in vitrojlB 19—летней суспензионной культуре Vicia faba копийность одного из классов плазмидоподобных ДНК падает в 26 раз по сравнению с целыми растениями. В митохондриях 4-х летних каллусов гороха выявлены плазмидоподобные ДНК,.

198 электрофоретически не детектируемые в препаратах мтДНК проростков и каллусной ткани до 24 пассажа. Отмечено различие в спектре плазмидоподобных мтДНК в каллусных тканях гороха рыхлой и плотной консистенции. Рестрикционным анализом показано, что при длительном культивировании каллусов гороха реорганизация митохондриального генома отмечается и в высокомолекулярных мтДНК.

7. Наблюдаются отличия в спектре плазмидоподобных ДНК и рестрикционных профилях мтДНК 4-х летних каллусов плотной и рыхлой консистенции, культивируемых в темноте и на свету.

8. При физическом картировании митохондриального генома гороха с использованием клонированных в фаге X последовательностей мтДНК показано наличие 14-ти линейных групп сцепления общим размером 386 тпн. Несмотря на то, что было картированно около 95% размера анализируемого генома, ни одного субгеномного кольца не было получено. Возможно, что это связано с особенностями структурной организации митохондриального генома гороха, и он представлен гетерогенной по размеру популяцией линейных молекул ДНК за исключением кольцевых плазмидоподобных ДНК, детектируемых в длительно культивируемом каллусе и кольцевых одноцепочечных ДНК.

Заключение

.

Известно, что митохондриальный геном растений имеет ряд особенностей, отличающих его от митохондриального генома млекопитающих. К ним относятся: большой размер, гетерогенность, наличие у многих видов растений плазмидоподобных ДНК, наличие последовательности хлоропластной ДНК в мтДНК. В митохондриях некоторых линий кукурузы обнаружены однои двуцепочечные кольцевые РНК. Генетический код митохондрий растений, в отличие от млекопитающих, практически схож с универсальным генетическим кодом. Митохондриальные рРНК растений (18S и 26S) больше, чем у животных (12S и 16S). Кроме того, миторибосомы растений содержат 5S рРНК. МтДНК растений кодирует 10 рибосомных белков, в то время как у млекопитающих ни один из 85 рибосомных белков не кодируется ее мтДНК. В митохондриальном геноме растений были идентифицированы некоторые субъединицы дыхательного комплекса, не характерные для млекопитающих: а-субъединица Fi АТФ-азы и субъединица 9 Fo АТФ-азы [Wolstenholme, Fauron, 1995].

В результате проведенной работы были выявлены новые особенности организации митохондриального генома растений. На примере гороха показано, что в митохондриях растений содержатся необычайно малые кольцевые ДНК, функция которых не известна. Копийность этих молекул ДНК является тканеспецифичной. Данное явление представляет собой интерес, поскольку ранее не были известны факты достаточно быстрого изменения представленности определенных классов мтДНК в тканях растений различной степени дифференцировки. Другой особенностью митохондриального генома растений является пластичность его структурной организации, выявляемая при культивировании клеток in vitro. Показано, что степень изменчивости митохондриального генома зависит от вида растений и длительности культивирования клеток in vitro и затрагивает как плазмидоподобные, так и.

194 высокомолекулярные ДНК. Также установлен полиморфизм структурной организации митохондриального генома гороха в каллусных тканях, различающихся по консистенции (плотные и рыхлые), а также от условий их культивирования (темнота, свет). Кроме того, нельзя исключить и возможность того, что электрофоретически детектируемые изменения в митохондриальном геноме культивируемых in vitro клеток наступают лишь в том случае, когда изменения в ядерном геноме достигнут определенного уровня.

К особенностям митохондриального генома растений следует отнести и одинаковую плавучую плотность комплементарных цепей мтДНК в градиенте плотности CsCl, не позволяющую использовать методы детекции рибонуклеотидов, ковалентно связанных с дезоксирибонуклеотидами мтДНК, применявшиеся при работе с мтДНК млекопитающих. Это потребовало разработки нового методического подхода при анализе наличия рибонуклеотидов в мтДНК растений. Было установлено, что только элюированная из агарозного геля мтДНК (при этом образуются разрывы ковалентных связей) гороха, ржи, картофеля, кукурузы не устойчива к действию вышеупомянутых рибонуклеаз и щелочи. Необходимость образования дополнительных разрывов в мтДНК путем электроэлюции, по-видимому, может свидетельствовать о невысокой частоте встречаемости рибонуклеотидов в мтДНК растений.

Интересной особенностью мтДНК растений является различие, наблюдаемое при гидролизе мтДНК однодольных (пшеница) и двудольных (горох) рестрикционными эндонуклеазами Msp I и Нра И. Полиморфизм в рестрикционных профилях мтДНК гороха по этим двум ферментам дает основание полагать о возможности наличия в ней 5-метилцитозина, не обнаруженного в мтДНК однодольных растений.

Если митохондриальный геном млекопитающих представлен кольцевыми молекулами, варьирующими по размеру в зависимости от вида, то у растений.

195 ситуация несколько сложней. К настоящему времени точно не известна организация данного генома in vivo. Согласно данным физического картирования с использованием клонированных в космидах последовательностей мтДНК ряда растений, митохондриальный геном растений представлен master-хромосомой (гигантская кольцевая ДНК, равная по размеру митохондриальному геному), а также различных по размеру кольцевых субгеномных ДНК. Исключением из этого является лишь митохондриальный геном Brassica hirta, представленный только master-хромосомой. Картирование митохондриального генома гороха с использованием клонированных в фаге X последовательностей мтДНК не позволило обнаружить ни одного субгеномного кольца. Не исключено, что это связано с видовыми особенностями митохондриального генома гороха. Но наши данные соответствуют результатам, полученным различными авторами, методами электронной микроскопии и пульс-электрофореза при исследовании j мтДНК различных видов растений, согласно которым митохондриальный | геном растений представлен гетерогенной по размеру популяцией линейных j j молекул ДНК.

В результате проведенной работы получены данные, указывающие на участие митохондриального генома в адаптации клеток и целых растений к действию стрессовых факторов. При засолении наблюдается увеличение количества мтДНК, что, по-видимому, обеспечивает возрастание содержания мтРНК. При культивировании клеток in vitro наблюдается реорганизация митохондриального генома, затрагивающая как плазмидоподобные, так и высокомолекулярную ДНК. По-видимому, уровень транскрипции в митохондриях свободноживущих клеток может регулироваться путем селективной амплификации определенных групп сцепления.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Л.В., Кадыков В. А. Ультраструктура клеток апикальной меристемы побега пшеницы, развивающегося при низких положительных температурах // Цитология.-1985.-T.XXYII.-№ 2.-С.136−141.
  2. P.A. Физиологическая роль кальция в солеустойчивости хлопчатника. Ташкент: ФАН.-1973.-204с.
  3. Х.А. Влияние температуры на ультраструктуру клеток зародыша Euonymus europaea L. в процессе стратификации и прорастания семян // Ботанический журнал.-1975.-Т.10.-№ 10.-С.1448−1456.
  4. В.Ю., Генерозова И. П., Вартапетян Б. Б. Действие аноксии и постаноксической аэрации на ультраструктуру и энергетический метаболизм корней Pisum sativum // Второй съезд Всесоюзного общества физиологов растений. Тез. докладов. Минск: 1990.-С.10.
  5. А. Биотехнология в растениеводстве.-Новосибирск: 1993.-241с.
  6. Ю.В., Строганов Б. П. Солевой обмен и проблема солеустойчивости растений // Новые направления в физиологии растений. М.: Наука.-1985.-С. 199−213.
  7. Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений.-М.: Наука.-1964.-272с.
  8. Р.Г. Физиология клеточных культур, состояние и перспективы //Физиология растений.-1978.-Т.25 .-№ 5 .-С. 1009−1024.200
  9. .Ф., Огаркова O.A. Отсутствие содержащих метилированный аденин Gm6АТС-последовательностей в хлоропластных и ядерных ДНК бобовых // Биохимия.-1990.-Т.55.-вып.5.-С.946−951.
  10. .Б. Анаэробиоз и структурно-функциональные перестройки растительной клетки // Новые направления в физиологии растений. М.: Наука.-1985 а.-С.175−199.
  11. .Б. Кислород и структурно-функциональная организация растительной клетки. М.: Наука.-1985 б.-89с.
  12. С.Ю. Использование антител для количественного определения, очистки и локализаци регуляторов роста растений.-Уфа: Баш. Гос. У ниверситет,-1998.-136с.
  13. В.К. Температурный стресс и митохондрии растений. Новосибирск: Наука CO.-1987.-135с.
  14. В.К., Константинов Ю. М., Негрук В. И. Генетические функции митохондрий растений .-Новосибирск, 1991.-182с.
  15. Л.Ф. Активность некоторых окислительных ферментов и количество митохондрий в меристематических клетках подсолнечника и ячменя при засолении. // Вопросы солеустойчивости растений.-Ташкент: ФАН.-1973 .-С. 176.
  16. Э.Л., Машанский В. Ф., Крыленков В. А., Третьяков A.B. Сопоставление аденозинтрифосфотазной активности митохондрий с их размерами при действии на клетку повышенной температурой // Цитология.-1976.-T.XYIII.- № 5.-С.600−604.
  17. С.А. Генетическая изменчивость клеток растений при культивировании // Успехи современной генетики.-М.: Наука.-1987.-Т. 14.-С.48−63.
  18. С.А., Багрова A.M., Ежова Т. А. Обнаружение и цитогенетический анализ изменчивости, возникающей при регенерации201растений из культуры тканей посевного гороха // Доклады Академии наук СССР.-1985 .-Т.283 .-№ 4.-С. 1007−1011.
  19. В.Г. О возможности синтеза нуклеиновых кислот и белка при низких температурах // Цитология.-1966.-Т.8.-№ 5.-С.659−661.
  20. Де Робертис Э., Новинский В., Саэс Ф. Биология клетки.- М.: Мир, 1973.487с.
  21. Де Робертис Э., Новинский В., Саэс Ф. Биология клетки. М.: Мир.-1973.-487с.
  22. Ю.И., Шамина З. Б. Современные представления о причинах и механизмах сомаклональной изменчивости //Молекулярные механизмы генетических процессов.-М.: Наука.-1991.-С. 123−127.
  23. Т.А., Багрова A.M., Гостимский С. А. Побегообразование в каллусах из верхушки стеблей, эпикотилей, междоузлий и листьев различных генотипов гороха // Физиология растений.-1985.-Т.32.-вып.З.-С.513−520.
  24. Н.В., Матухин Г. Р. Влияние разнокачественного засоления почвы на содержание фосфорорганических соединений у ячменя //Агрохимия.-1967.-№ 11.-С.82−87.
  25. A.B. Люминесцентная цитохимия нуклеиновых кислот.-М.: Наука.-1967.-136с.
  26. Д.Б. Митохондриальный транспорт нуклеиновых кислот. Участие бензодиазепинового рецептора. // Биохимия.-1996.-Т.21.-вып.7.-С. 1320−1332.
  27. В.В., Ценов В. И., Строганов Б. П. Влияние NaCl на содержание и синтез нуклеиновых кислот в листьях гороха //Физиология растений.-1973.-Т.20.-вып.З.- С.466−472.
  28. Ф.Л., Сарнацкая В. В., Полищук В. Е. Методы культуры тканей в физиологии растений.-Киев: Наукова думка.-1980.-488с.202
  29. Х.И., Ярвеюольг Л. Я. О морфологической и цитологической разнокачественности каллуса гороха // Цитология и генетика.-1968.-Т.2.-№ 5.-С.408−414.
  30. М.Д., Александрушкина Н. И., Ванюшин Б.Ф. N6 -метиладенин в митохондриальной ДНК высших растений //Биохимия.-1988.-Т.53.-вып.11.-С.1791−1795.
  31. М.Д., Бакеева Л. А., Волкова С. А., Ганичева Н. И., Ванюшин Б. Ф. Митохондриальная природа новообразованной ДНК в стареющих колеоптилях этиолированных проростков пшеницы // Биохимия.-1983.-Т.48.-вып.9.-С. 1 SOS-IS^.
  32. Л.К., Приходько Л. С., Достанова Р. Х., Раква Н. М., Алина Б. А., Гильманов М. К., Валаханова Г. Ж., Кабишева Т. З., Амиржанова Г. М., Ибраева Б. Ш. Регуляция метаболизма растения при засолении среды. Алма-Ата: Наука.-1975.- 127с.
  33. Е.В., Митюшин В. М. О взаимосвязи ультраструктуры и функционального состояния митохондрий печени крыс. // Митохондрии. Структура и функции в норме и патологии.-М.: Наука.-1971 .-С. 113−119.
  34. Ю.М., Ривкин М. И. Возможный свободнорадикальный механизм возникновения сомаклональной изменчивости у растений //Молекулярные механизмы генетических процессов.-М.: Наука.-1991.-С. 127 130.
  35. Г. Р., Веселов С. Ю., Каравайко H.H., Гюли-Заде В.З., Чередова Е. П., Мустафина А. Р., Мошков И. Е., Кулаева О. Н. Иммуноферментная система для определения цитокининов //Физиология растений.-1990.-Т.З7.-вып.1.-С.193−199.
  36. Вл.В., Рощупкин Б. В. Стрессорный ответ клеток Nicotiana sylvestris L. на засоление и высокую температуру. 2. Синтез белков теплового шока и фосфорилирование полипептидов // Физиология растений.- 1994.-Т.41.-№ 4.-С.566−572.
  37. Вл.В., Хазыров Б. Т., Рошупкин Б. В., Борисова H.H. Общие системы устойчивости хлопчатника к засолению и высокой температуре: факты и гипотезы // Физиология растений.-1990.-Т.37.-вып.5.-С.987−996.
  38. В.А. Изменчивость числа хромосом в онтогенезе высших растений // Цитология и генетика.-1978.-Т.ХШ.-№ 2.-С. 160−173.
  39. В.А., Войтюк Л. И., Алхимова Е. Г., Алпатова Л. К. Получение каллусных тканей и индукция органогенеза у Pisum sativum // Физиология растений.-1984.-Т.31.-вып.З.-С.542−548.
  40. C.B., Куркова Е. Б., Рогачева, А .Я., Жолкевич В. И. Влияние низких положительных температур на окислительное фосфорилирование и ультраструктуру митохондрий у Cucumis sativus // Физиология растений.-1969.-Т. 16.-№ 3 .-С.690−698.
  41. А. Митохондрия. М.: Мир.-1966.- С.47−51.
  42. А.Л. О роли энзиматического метилирования регуляторных элементов в контроле активности генов разных групп организмов //Молекулярная биология.- 1992.-Т.26.-№ 2.-С.244−268.204
  43. Мазин A. JI, Бойко JIM, Огаркова O.A., Ванюшин Б. Ф. Потеря динуклеотидов CpG из ДНК. VI. Метилирование генов митохондрий и хлоропластов // Молекулярная биология.- 1988.-Т.22.-вып.6.-С. 1688−1695.
  44. Мазин A. JI, Ванюшин Б. Ф. Потеря динуклеотидов CpG из ДНК. I. Метилированный и неметилированный компартменты генома у эукариот с различным содержанием 5-метилцитозина в ДНК //Молекулярная биология.-1987.-Т.21 .-вып.2-С.543−551.
  45. Маниатис Т, Фрич Э, Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. М.: Мир.-1984.-479с.
  46. Машанский В. Ф, Винниченко JI. H, Мосевич Т. Н., Дунаева С. Е, Синицкая И. А. Два типа изменений ультраструктуры митохондрий в животной и растительной клетках. JL: Наука.-1972.-С.98−103.
  47. Машанский В. Ф, Семихатова O.A., Бущуева Т. М. О связи морфологических и биохимических признаков поврежденных митохондрий // Ботанический журнал.-1965.-Т.50.-№ 5.-С.639−646.
  48. Методы биологии развития.-М.: Наука.-1974.-720с.
  49. Мирославов Е. А, Бубало JI.C. Ультраструктура клеток хлоренхимы листа некоторых представителей флоры крайнего севера // Ботанический журнал.-1980.-Т.65.-№ 11.-С. 1523−1530.
  50. Мусил Я, Новакова О, Кунц К. Современная биохимия в схемах. М.: Мир.-1984.-216с.
  51. Н.К. О функциональной гетерогенности митохондрий и опухолевых клеток // Митохондрии. Структура и функции. Материалы симпозиума «Структура и функции митохондрий». 10−12 мая.-1965.-М, 1966.-С.26.
  52. Мурашко Л. Н, Фадеева Т. С. Изучение характера регенерации у разных форм гороха // Вестник ЛГУ.-1973.-Т.З.-№ 15.-С.132−140.205
  53. В.И., Никифорова И. Д., Бутенко Р. Г. Электрофоретический анализ митохондриальной ДНК Vicia faba L. I ! Докл. Академии наук СССР,-1981.-Т.260.-№ 4.-С. 1018−1021.
  54. JI.A. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот.-М.: Наука.-1981.-286с.
  55. Петровская-Баранова Т.П. О структурной целостности клеточных органелл при охлаждении // Бюлл.Гл.бот.сада АН СССР.-1973.-вып.90.-С.62−66.
  56. Регуляторы роста растений (под ред. Г. С. Муромцева).-М.: Колос.-1979.-246с.
  57. Р., Михаэлис А. Генетический и цитологический словарь.-М.: Колос.-1967.-607с.
  58. Ю.А., Свергун Д. И., Щедрин Б. М. О сглаживании экспериментальных кривых малоуглового рассеяния // Кристаллография.-1980.-Т.25.-№ 2-С.231−235.
  59. Р.Г., Петросян Г. П. О влиянии почвенного засоления на содержание нуклеиновых кислот и азотистых веществ листьев винограда // Физиология растений.-1964.-Т. 11.-вып.4.-С.681−688.
  60. В.Н., Никитина Л. И. Молекулярно-генетические особенности адаптивных реакций у разных по морозоустойчивости растений к низким температурам //Журн. общей биологии,-1983.-Т.44.-№ 5.-С.627−635.
  61. Л.Р., Керабаев М. К., Айтхожин М. А. Влияние некоторых факторов на формирование морфогенных каллусов кукурузы и табака // Биологические науки.-1990.-№ 4.-С. 100−103.206
  62. Д.С., Втюрин Б. В. Электронная микроскопия деструктивных внутриклеточных процессов. М.: Наука.-1967.-С.54−68.
  63. Д.И., Фейгин JI.A. Рентгеновское и нейтронное малоугловое рассеяние. М.: Наука.-1986.-279с.
  64. Д.И., Фейгин JI.A. Рентгеновское и нейтронное малоугловое рассеяние.-М.: Наука.-1986.-279с.
  65. П.Г., Уваров Г. А. О специфических изменениях структуры митохондрий в культурах тканей растений // Цитология.-1972.-Т.14.-№ 2.-С.1535−1537.
  66. В.А. Биотехнология растений. Клеточная селекция.-Киев: Наукова Думка.-1990.-280с.
  67. В.А., Сидорова Н. В. Сомаклональная изменчивость источник генетического разнообразия у растений // Цитология и генетика.-1987.-Т.21.-№ 3.-С.230−237.
  68. У.М. Сомаклональная изменчивость: миф о клональном единообразии // Мобильность генома растений.-М.: ВО Агропромиздат.-1990,-С.228−260.
  69. .П. Метаболизм растений в условиях засоления. XXXIII Тимирязевские чтения. М.: Наука.-1973 .-51с.
  70. .П., Кабанов В. В., Шевякова Н. И., Лапина Л. П., Комизерко E.H., Попов Б. А., Достанова Р. Х., Приходько Л. С. Структура и функции клеток растений при засолении. М.: Наука, 1970.- 171с.
  71. Ф.В., Зиновьев В. В., Яшина Л. Н. и др. Изучение индуцируемых субстратом изменений в состоянии метилазы Ecodam методом малоуглового рентгеновского рассеяния //Молекулярная биология.-1986.-Т.20.-вып.4.-С. 10 021 007.
  72. Г. В. Механизмы адаптации растений к стрессам // Физиология и биохимия культурных растений.-1979 -Т.11.-№ 2.-С.99−107.207
  73. Г. В. Солеустойчивость культурных растений. Ленинград: Колос.-1977.-215с.
  74. Л.В. Особенности популяций культивируемых клеток //Культура клеток растений.-М.: Наука.-1981.-С.5−16.
  75. Л.В. Цитогенетическая изменчивость и автоселекция растительных клеток в условиях in vitro // Биотехнология. -M.: Наука.-1984.-С.272−277.
  76. Л.П. Роль структурно-функционального состояния митохондрий при адаптации растений к низкой температуре. Казань, 1976, с. 39.
  77. Е.И., Кабанов В. В., Строганов Б. П. Влияние NaCl на содержание и синтез различных фракций нуклеиновых кислот в апексах стебля гороха //Физиология растений.-1983 .-Т.30.-№ 3 .-С.537−543.
  78. A.A. Солеустойчивость растений. М.: Издательство АН СССР.-1956.-324с.
  79. B.C., Дегтярев C.B., Артамонова Г. М., Калашникова Е. А., Новиков H.H., Калашников Д. В., Ковалев В. М. Сельскохозяйственная биотехнология.-М.: МСХА.-1995 .-309с.
  80. .М., Фейгин Л. А. // Кристаллография.- 1966.-Т. 11 .-№ .-С. 158 163.
  81. Г. И. Структура митохондриальной ДНК бобовых. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук.-Москва.-1986.-24с.
  82. Е.В., Киямова Р. Г., Тюленева Н. М., Колесниченко Е. В., Горшкова Т. А., Желтоножская Л. В. Состав клеточных стенок каллусных культур земляники с различной способностью к морфогенезу // Биополимеры и клетка.-1996.-Т.12.-№ 2.-С.56−61.208
  83. Abbot A.G., O’Dell M., Flavell R.B. Quantitive variation in components of the maize mitochondrial genome between tissues and between plants with different male-sterile cytoplasms // Plant Molec. Biol.-1985.-V.4.-P.233−240.
  84. Abelman R., Saul R.L., Ames B.N. Oxidative damage to DNA: Relation to species metabolitic rate and life span // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1988.-V.85.-P.2706−2708.
  85. Akira K., Shinobu S., Norio N., Tadashi F. Differences in pectic polysaccharides between carrot embryogenic and non-embryogenic calli // Plant Cell Reports.-1995 .-V. 14.-P.279−284.
  86. Ambros P.F., Matzke A.J.M., Matzke M.A. Location of Agrobacterium rhizogenes T-DNA in plant chromosomes by in situ hybridisation // The EMBO J.-1986.-V.5.-P.2073−2077.
  87. Anderson S., de Bruijn M.H.L., Coulson A.R., Eperon I.C., Sanger F., Young I.G. The complete sequence of bovine mitochondrial DNA: Conserved features of the mammalian mitochondrial genome// J. Mol. Biol.-1982.-V.156.-P.683−717.
  88. Anderson S., Lewis-Smith A.C., Smith S.M. Methylation of ribosomal RNA genes in Petunia hybrida plants, callus cultures, and regenerated shoods // Plant Cell Res.-1990.-V.8.-P.554−557.
  89. Andre A., Levy A., Walbot V. Small repeated sequences and the structure of plant mitochondrial genomes // TIG.-1992.-V.4.-P.128−132.
  90. Andre C.P., Walbot V. Pulsed-field gel mapping of maize mitochondrial chromosomes // Mol. Gen. Genet.-1995.-V.247.-P.255−263.
  91. Annex B, Williams R.S. Mitichondrial DNA Structure and Expression in Specialized Subtypes of Mammalian Striated Muscle // Mol. Cell Biol.-1990.-V.10.-P.5671−5678.
  92. Antequera F, Bird A. Unmethylated CpG islands associated with genes in higher plant DNA // The EMBO J.-1988.-V.7.-P.2295−2299.
  93. Arnason U, Gulberg A, Widegren B. The complete nucleotide sequence of the mitochondrial DNA of the fin whale, Balaenoptera physalus // J.Mol. Evol.- 1991.-V.55.- P.231−249.
  94. Asakawa S, Kumazawa Y, Araki T, Himeno H, Miura K, Watanabe K. Strand-specific nucleotide composition bias in echinoderm and vertebrate mitochondrial genomes // J. Mol. Evol.-1991 .-V.32.-P.511−520.
  95. Auliffe M. A, Timmis J.N. Plastid DNA sequence homologies in the tobacco nuclear genome // Mol. Gen. Genet.-1992.-V.236.-P.105−112.
  96. Azcon-Bieto J, Lambers H, Day D.A. Respiratory properties of developing bean and pea leaves // Aust. J. Plant Physiol.-1983.-V, 10.-P.237−245.
  97. Backert S, Dorfel D, Borner T. Investigation of plant organellar DNAs by pulsed-field gel electrophoresis // Curr. Genet.-1995.-V.28.-P.390−399.
  98. Bailey-Serres J, Hanson D. K, Fox T. D, Leaver C.J. Mitochondrial genome rearragement leads to expression and locations of the cytochrome C oxidase subunit I gene in Sorgum // Cell.-1986.-V.47.-P.567−576.
  99. Barrell B. G, Bankier A. T, Drouin J. A different genetic code in human mitochondria // Nature.- 1979.-V.282.-P. 189−194.
  100. Bayliss M.W. Factors affecting the frequence of tetraploid cells in a predominantly diploid suspension culture of Daucus carota //Protoplasma.-1977.-V.92.-P. 109−115.210
  101. Bedinger P., de Hostos E.L., Leon P., Walbot V. Cloning and characterization of linear 2.3 kb mitochondrial plasmid of maize // Mol. Gen. Genet.-1986.-V.205.-P.206−212.
  102. Bedinger P., de Hostos E.L., Leon.P., Walbot V. Cloning and characterization of a linear 2.3Kb mitochondrial plasmid of maize // Mol. Cell Genet.-1986.-V.205,-P.206−212.
  103. Begu D., Graves P.-V., Domes C., Arselin G., Litvak S., Araya A. RNA editing of wheat mitochondrial ATP-synthase subunut 9: direct protein and cDNA sequencing // Plant Cell.-1990.-V.2.-P.1283−1290.
  104. Begu D., Graves P.V., Litvak S., Araya A. Nucleotide sequence of the F0 -ATPase subunit 9 genes from two lines of wheat // Nucleic Acids Res.-1989.-V.17.-P.9491−9492.
  105. Beliard G., Vedel F., Pellitier G. Mitochondrial recombination in cytoplasmic hybrids of Nicotiana tabacum by protoplast fusion //Nature.-1979.-V.281.-P.401−403.
  106. Bendall D.S., Bonner W.D. Cyanide-insensitive respiration in plant mitochondria // Plant Physiol.-1971.-V.47.-P.236−245.
  107. Bendich A.J. Plant mitochondrial DNA: unusial variation on a common theme // Genetic Flux in Plants (ed. Hohn B., Dennis E.S.). Springer-Verlag. Wien.-1985.-P.lll-138.
  108. Bendich A.J. Reaching for the ring: the study of mitochondrial genome structure // Curr.Genet.-1993.-V.24.-P.279−290.
  109. Bendich A.J. Structural analysis of mitochondrial DNA molecules from fungi and plants using moving pictures and pulsed-field gel electrophoresis // J. Mol. Biol.-1996.-V.255.-P.564−588.
  110. Bendich A.J., Gauriloff L.P. Morphometric analysis of cucurbit mitochondria- the relationship between chondriome volume and DNA content // Protoplasma.-1984.-V.119.-P. 1−7.211
  111. Benne R., Vandenburg J., Brakenhoff J., Sloof P., Vanboom J.H., Tremp M.C. Major transcript of the frameshift coxll from trypanosome mitochondria contains four nucleotides that are not encoded in the DNA //Cell.-1986.-V.46.-P.819−826.
  112. Berck K.S., Walbot V. Comparison of the restriction endonuclease digestion patterns of mitochondrial DNA from normal and male sterile cytoplasms of Zea mays L. // Genetics.-1982.-V.102.-P. 109−128.
  113. Berkover I., Leis J. and Hurwitz J. Isolation and characterization of an endonuclease from Escherichia coli specific for ribonucleic acid in ribonucleic acid deoxyribonucleic acid hybrid structures // J. Biol. Chem.-1973.-V.248.-P.5914−5921.
  114. Bhattacharya D., Stickel S.K., Sogin M.L. Isolation and molecular phylogenetic analysis of actin-coding regions from Emiliania huxleyi, a Prymnesiophyte alga, by reverse transcriptase and PCR methods // Mol. Biol. Evol.-1993.-V.10.-P.689−703.
  115. Bibb M.J., van Etten R.A., Wright C.T., Walberg M.W., Clayton D.A. Sequence and gene organization of mouse mitochondrial DNA // Cell. -1981.-V.26.- P. 167 180.
  116. Binder S., Brennicke A. Transcription initiation sites in mitochondria of Oenothera berteriana// Biol. Chem.-1993.-V.268.-P.7849−7855.
  117. Binder S., Hatzack F., Brennicke A. A novel pea mitochondrial in vitro transcription system recognizes homologous and heterologous mRNA and tRNA promoters // Biol. Chem.-1995.-V.270.-P.22 182−22 189.
  118. Binder S., Marchfelder A., Brennicke A., Wissenger B. RNA editing in trans-splicing intron sequences of mRNAs in Oenothera // Biol.Chem.-1992.-V.267.-P.7615−7623.
  119. Bird A.A. CpG-rich islands and the function of DNA methylation //Nature.-1986.-V.321 .-P.209−213.
  120. Birky C.W.Jr. Relaxed and stringent genomes: why cytoplasmic genes don’t obey Mendel’s laws // J. Heredity.-1994.-V.85.-P.355−365.212
  121. Birky C.WJr. Relaxed cellular controls and organelle heredity // Science.-1983 .-V.222.-P.468−475.
  122. Birnboim H.C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res.-1979.-V.7.-P. 1513.
  123. Bland M.M., Levings C.S. III, Matzinger D.F. The tobacco mitochondrial ATPase subunit 9 gene is closely linked to an open reading frame for a ribosomal protein // Mol.Gen.Genet.-1986.-V.204.-P.8−16.
  124. Bland M.M., Levings C.S. III, Matzinger D.F. The ATPase subunit 6 gene of tobacco mitochondria contains anunusual sequence // Curr. Genet.-1987.-V.12.-P.475−481.
  125. Boarman C.H. Cytodifferentiation in tissue culture: tissue culture and plant science // 3 Intern, congr. plant tissue and cell culture. London: Acad, press.-1974.-№ 7.-P.43−70.
  126. Bohr V.A., Croteau D., Hansford R., Anson R.M. Mitochondrial DNA repair // Age.-1995 .-V. 18.-P. 192.
  127. Bonen L. The mitochondrial S13 ribosomal protein gene is silent in wheat embryos and seedlings //Nucl. Acids Res.-1987.-V.15.-P.10 393−10 404.
  128. Bonen L., Bird S. Sequence analysis of the wheat mitochondrial atp6 gene reveals a fused upstream reading frame and markedly divergent N termini among plant ATP6 proteins // Gene.-1988.-V.73.-P.47−56.
  129. Bonen L., Bird S., Belanger L. Characterization of the wheat mitochondrial orf 25 gene //Plant Mol.Biol.-1990.-V.15.-P.793−795.
  130. Bonen L., Boer P.H., Gray M.W. The wheat cytochrome oxidase subunit II gene has an intron insert and three radical amino acid changes relative to maize // EMBO J.-1984.-V.3.-P.2531−2536.
  131. Bonen L., Chapdelaine Y., Zhuo D. RNA splicing and editing in wheat mitochondria // Proceedings of the Workshops «RNA editing-plant mitochondria «213and «Interactions of three genomes» .-Johannisstift Spandau, Berlin, Germany.-1992.-P.15.
  132. Bonen L., Huh T.Y., Gray M.W. Can partial methylation explain the complex fragment patterns observed wheat plant mitochondrial DNA is cleaved with restriction endonucleases // FEBS Letters.-1980.-V.111.-P.340−346.
  133. Bonen L., Williams K., Bird S., Wood C. The NADH dehydrogenase subunit 7 gene is interrupted by four group II introns in the wheat mitochondrial genome // Mol.Gen.Genet.-l 994.-V.244.-P.81 -89.
  134. Borck K.S., Walbot V. Comparison of the restriction endonuclease digestion patterns of mitochondrial DNA from normal and male sterile cytoplasms of Zea mays // Genetics.-1982.-V. 102.-P. 109−128.
  135. Borst P. Mitochondrial nucleic acids // Annu. Rev. Biochem.-1972.-V.41.-P.333−376.
  136. Borst P., van Bruggen E.E.J., Ruttenberg GJ., Kroon C.M. Mitochondrial DNA II. Sedimentation analysis and electron microscopy of mitochondrial DNA from chick liver // Biochim. Biophys.Acta.-1967.-V.149.-P.156−172.
  137. Boushore M.L., Lifshitz J., Hanson M., Izhar S. Novel composition of mitochondrial genomes in Petunia somatic hybrids derived from cytoplasmic male sterile and fertile plants //Mol. Gen. Genet.-1983.-V.190.-P.459−467.
  138. Boutry M., Briquet M. Mitochondrial modification associated with the cytoplasmic male sterility in Fafa beans // Eur. J. Biochem.-1982.-V.127.-P.129−135.
  139. Boyen G» Leblanc C., Bonnard G., Grienenberger J.M., Kloared B. Nucleotide sequence of the cox3 gene from chondrus crispus: evidence that UGA encodes tryptophan and evolutionary implications // Nucleic Acids Res.-1994.-V.22.-P. 14 001 403.
  140. Boyen C., Leblans C., Bonnard G., Kloareg B., Loiseauxde Goer S. Physilal map and gene organization of the mitochondrial genome of Chondrus crispus (Rhodophyta, Gigartinales) // Plant Mol. Biol.-1994b.-V.26.-P.691−697.214
  141. Braun C.J., Levings C.S.III. Nucleotide sequence of the FrATPase alpha subunit gene from maize mitochondria // Plant Physiol.-1985.-V.79.-P.571−577.
  142. Brears T., Lonsdale D.M. The sugar beet mitochondrial genome: A complex organisation generated by homologous recombination // Mol. Gen. Genet.-1988.-V.214.-P.514−522.
  143. Brendel V., Segel L.A. On Modes of Recombination, Replication, and Segregation of the Higher Plant Mitochondrial Genome // J. theor. Biol.-1987.-V.125.-P.163−176.
  144. Brennicke A. Mitochondrial DNA from Oenothera berteriana // Plant Phisiol.-1980.-V.65.-P. 1207−1210.
  145. Brennicke A., Blanz P. Circular mitochondrial DNA species from Oenothera with unique sequences // Mol.Gen.Genet.-1982.-V.187.-P.461−466.
  146. Brennicke A., Clayton D.A. Nucleotide assignment of alkalisensitive sites in mouse mitochondrial DNA // J. Biol. Chem.-1981.-V.256.-P.10 613−10 617.
  147. Brennicke A., Grohmann L., Knoop V., Schuster W. The mitochondrial genome on its way to the nucleus: different stages of gene transfer in higher plants // FEBS Letters.-1993.-V.325.-P. 140−145.
  148. Brettell R.J., Goddard B.V.D., Ingram D.S. Selection of Tms-cytoplasm maize tissue cultures resistant to Drechslera maydis T-toxin // Maydica.-1979.-V.24.-P.203−213.
  149. Brettell R.I.S., Thomas E., Ingram D.S., Reversion of Texas male-sterile cytoplasm maize in culture to give fertile, T-toxin resistant plants //Theor. Appl. Genet.-1980.-V.58.-P.55−58.
  150. Brown P.T.H. DNA methylation in plants and its role in tissue culture // Genome.-1989.-V.31.-P.717−729.
  151. Brown P.T.H, Lorz H. Molecular changes and possible origins of somaclonal variation // Somaclonal variation and crop improvement (ed. Semal J.). Martinus Nijhoff, Dordrecht, The Netherlands.-1986.-P. 148−159.
  152. Brown W.M. Evolution of animal mitochondrial DNA // Evolution of genes and proteins. (Ed. Nei M, Koehn R.K.). Sinawer, Sunderland M.A.-1983.-P.62−88.
  153. Brown W.M. The mitochondrial genome of animals // Monographs in evolutionary biology: Molecular evolutionary genetics (Ed.MacIntyre R.J.). New-York: Plenium.-1985 .-P.95−130.
  154. Butow R. A, Perlman P. S., Grossman L.J. The unusual var 1 gene of yeast mitochondrial DNA // Science.-1985.-V.228.-P.1496−1501.
  155. Cantatore P, Roberti M, Rainaldi G, Gadaleta M. N, Saccone C. The complete nucleotide sequence, gene organization, and genetic code of the mitochondrial genome of Paracentrotus lividus // J. Biol. Chem.-1989.- V.264.-P. 10 965−10 975.
  156. Carlson J. E, Erickson L. R, Kemble R.J. Cross hybridization between organelle RNAs and mitochondrial and chloroplast genomes in Brassica //Curr. Genet.-1986.-V.11.-P.161−163.
  157. Cech T.R. Structure and mechanism of the large catalytic RNAs: group I and group II introns and ribonuclease P // The RNA world: the nature of modern RNA suggests a prebiotic RNA world (Gesteland R. F, Atkins J.F. (eds)).-1993.-P.239−269.216
  158. Cedergren R., Gray M.W., Abel Y., Sankoff D. The evolutionary relationships among known life forms // J. Mol. Evol.-1988.-P.98-l 12.
  159. Chang D.D., Clayton D.A. Presize identification of individual promoters for transcription of each strand of human mitochondrial DNA // Cell.-1984.-V.36.-P.635−643.
  160. Chang D.D., Clayton D.A. Identification of primary transcriptional start sites of mouse mitochondrial DNA: accurate in vitro initiation of both heavy-and light-strand transcripts // Mol.Cell. Biol.-1986 a.-V.6.- P.1446−1453.
  161. Chang D.D., Clayton D.A. Presize assignment of the light-strand promotor of mouse mitochondrial DNA: a functional promotor consists of multiple upstream domains // Mol.Cell. Biol.-1986 b.- V.6.-P.3253−3261.
  162. Chang D.D., Clayton D.A. Precise assignment of the heavy- strand promoter of mouse mitochondrial DNA: cognate start sites are not required for transcriptional initiation // Mol. Cell. Biol.-1986 c.-V.6.-P.3262−3267.
  163. Chang D.D., Hixson J.E., Clayton D.A. Minor transcription iniciation events indicate that both human mitochondrial promoters function bidirectionally //Moll. Cell.Biol.-l 986.-V.6.-P.294−301.
  164. Chao S., Sederoff R., Levings C.S.III. Nucleotide sequence and evolution of the 18S ribosomal RNA gene in maize mitochondria // Nucl. Acids.Rev.-1984.-V. 12.-P.6629−6644.
  165. Chapdelaine Y., Bonen L. The wheat mitochondrial gene for subunit I of the NADH dehydrogenase complex: a trans-splicing model for this gene in pieces //Cell.-1991.-V.65.-P.465−472.
  166. Chase C.D., Pring D.R. Circular plasmid DNAs from mitochondria of Sorghum bicolor // Plant Molec. Biol.-1985.-V.5.-P.303−311.
  167. Chase C.D., Pring D.R. Circular plasmid DNAs from mitochondria of Sorghum bicolor. //PlantMol. Biol.-1985.-V.5.-P.303−311.217
  168. Chaudhy M.A., Weinfild M. Induction of double-strand breaks by SI nuclease, mung bean nuclease and nuclease PI in DNA containing abasis sites and nicks // Nucleic Acids Research.-1995.-V.23.-P.3805−3809.
  169. Chen J.-J., Jiang C.-Z., Britt A.B. Little or no repair of cyclobutyl pyrimidine dimers is observed in the organellar genomes of the young arabidopsis seedling //Plant Phisiol.-1996.-V. 11 l.-P. 19−25.
  170. Chetrit P., Mathieu C., Muller J.P., Vedel F. Physical and gene mapping of cauliflower (Brassica oleracea) mitochondrial DNA // Curr. Genet.-1984.-V.8.~ P.413−421.
  171. Chyi Y.-S., Jorgensen R.A., Goldstein D., Tanksley S.D., Loaiza-Figueroa F. Location and stabyility of Agrobacterium mediated T-DNA insertions in the Lycopersicon genome //Mol. Gen. Genet.-1986.-V.204.-P.64−69.
  172. Clark-Walker G.D. Evolution of mitochondrial genomes in fungi //t.Rev.Cytol.-1992.-V. 141.-P.89−127.
  173. Clary D.O., Wolstenholme D.R. The mitochondrial DNA molecule of Drosophila yakuba: nucleotide sequence, gene organization, and genetic code //J.Mol.Evol.-1985.-V.22.-P.252−271.
  174. Clary D.O., Wolstenholme D.R. Genes for cytochrome c oxidase subunit I, URF2 and three tRNAs in Drosophila mitochondrial DNA// Nucleic. Acids Res.-1983.-V.12.-P.6859−6872.
  175. Clayton D.A. Replication of animal mitochondrial DNA // Cell.-1982.-V.28.-P.693−705.
  176. Clayton D.A. Transcription of the mamalian mitochondrial genome //Annu.Rev.-1984.-V.53 .-P.573−594.218
  177. Clayton D.A. Replication and transcription of vertebrate mitochondrial DNA // Annu.Rev.Cell.Biol. -1991.- V.7.-P.453−478.
  178. Coe E.H.Jr. Maternally inherited abnormal plants in maize //Maydica.-1983.-V.28.-P.151−167.
  179. Colleaux L., D’Auriol L., Galibert F., Dujon B. Recognition and cleavage site of the intron-encoded omega transposase // Proc. Natl. Acad. Sci.USA.-1988.-V.85.-P.6022−6026.
  180. Conklin P.L., Hanson M.R. Ribosomal protein S19 is encoded by the mitochondrial genome in Petunia hybrida // Nucleic Acids Res.-1991.-V.19.-P.2701−2705.
  181. Conklin P.L., Wilson R.K., Hanson M. Multiple trans-splicing events are required to produce a mature nadl transript in a plant mitochondrion // Genes Dev.-1991.-V.5.-P. 1407−1415.
  182. Conley C.A., Hanson M.R. Tissue-specific protein expression in plant mitochondria // Plant Cell.-1994.-V.6.-P.85−91.
  183. Covello P. S., Gray M.W. RNA editing in plant mitochondria // Nature.-1989.-V.341.-P.662−666.219
  184. Covello P. S., Gray M.W. Differences in editing at homologous sites in messenger RNA from angiosperm mitochondria // Nucleic Acids Res.-1990.-V.18.-P.5189−5196.
  185. Covello P. S., Gray M.W. Sequence analysis of wheat mitochondrial transcripts capped in vitro: definitive indentification of transcription initiation sites // Curr. Genet.-1991.- V.20.-P.245−251.
  186. Covello P. S., Gray M.W. Silent mitochondrial and active nuclear genes for subunit 2 of cytochrome C oxidase (cox 2) in soybean: evidence for RNA-mediated gene transfer // The EMBO J.-1992.-V.11.-P.3815−3820.
  187. Cummings D.J., Tait A., Goodard J.M. Methylated bases in DNA from Paramecium Aurelia // Biochim Biophis. Acta.-1974.-V.374.-P. 1−11.
  188. Cutler R.G. Cellular aging: concepts and mechanisms, part 1. Interdiscipl. Topics in gerontol. (Cutler ed). Bazel, Switzerland.-1976.- V.9.- P.83−133.
  189. Dale R.M.K. Sequence homology among different size classes of plant mtDNA // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1981.-V.78.-P.4453−4457.
  190. Dale R.M.K., Duesing J.H., Keene D. Supercoiled mitochondrial DNA from plant tissue culture cells // Nucleic Acids Research.-1981.-V.9.-P.4583−4593.
  191. Dale R.M.K., Mendu N., Ginsburg H., Kridl J.C. Sequence analysis of the maize mitochondrial 26S rRNA gene and flanking regions // Plasmid.-1984.-V. 11.-P.141−150.
  192. Dale R.M.K., Wu M., Kiernan M.C.C. Analysis of four tobacco mitochondria DNA size classes // Nucleic Acids Research.-1983.-V.l 1.-P.1673−1685.
  193. J.B. 5-Methylcytidylic Acid: Absence from Mitochondrial DNA of Frogs and HeLa Cells // Science.-1974.-V.184.-P.80−81.
  194. Dawson A.J., Jones V.P., Leaver C.J. The apocytochrome b gene in maize mitochondria does not contain introns and is preceded by a potential ribosome binding site // The EMBO J.-1984.-V.3.-P.2107−2113.220
  195. Day D.A., Wiskich J.T. Transport processes of isolated plant mitochondria //Physiol. Veg.-1984.-V.22.-P.241−261.
  196. Dayhoff M.O., Schwartz R.M. Evidence on the origin of eukaryotic mitochondria from protein and nucleic acid sequences // Origins and Evolution of Eukariotic Intracellular organelles (Frederick J.F. ed).- Ann. N.Y. Acad. Sci.-1981.-V.361.-P.92−104.
  197. DeBuyser J., Hartmann C., Henry Y., Rode A. Variation in long-term wheat somatic tissue culture // Can. J. Bot.-1988.-V.66.-P.1891−1895.
  198. DeNeve M., de Buck S., Jacobs et al. T-DNA integration patterns in cotransformed plant cells suggest that T-DNA repeats originate from co-integration of separate T-DNAs // Plant J.-1997-V. 11 .-P. 15−29.
  199. De Souza A.P., Jubier M.-F., Delcher E., Lancelin D., Lejeune B. A trans-splicing model for the expression of the tripartite nad 5 gene in wheat and maize mitochondria//Plant Cell.-1991.-V.3.-P.1363−1378.
  200. Desjardins P., Morais R. Sequence and organization of the chicken mitochondrial genome. A novel gene order in higher vertebrates // J.Mol.Biol.-1990.-V.212.-P.599−634.
  201. Dewey R.E., Levings C.S.III, Timothy D.H. Nucleotide sequence of ATPase subunit 6 gene of maize mitochondria // Plant Physiol.-1985.-V.79.-P.914−919.
  202. Dewey R.E., Schuster A.M., Levings C.S.III, Timothy D.H. Nucleotide sequence of F0 -ATPase proteolipid (subunit 9) gene of maize mitochondria //Proc.Natl.Acad.Sci.USA.-1985 .-V.82.-P. 1015−1019.221
  203. Dewey R.E., Levings C.S. Ill, Timothy D.H. Novel recombinations in the maize mitochondrial genome produce a unique transcriptional unit in the Texas male-sterile cytoplasm // Cell.-1986.-V.44.-P.439−449.
  204. Dewey R. E, Siedow J. N, Timothy D. H, Levings III C.S. A 13-kilodalton maize mitochondrial protein in E. coly confers sensitivity to Bipolaris maydis toxin // Science.-1988.-V.239.-P.293−295.
  205. Dewey R. E, Timothy D. H, Levings C.S.III Chimeria mitochondrial genes expressed in the C male-sterile cytoplasm of maize // Curr. Genet.-1991.-V.20.-P.475−482.
  206. Dewey R. E, Timothy D. H, Levings C.S.III. A mitochondrial protein associated with cytoplasmic male sterility in the T cytoplasm of maize // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1987.-V.84.-P.5374−5378.
  207. Dietrich A, Weil J. H, Marechal-Douard L. Nuclear-encoded transfer RNAs in plant mitochondria // Ann. Rev. Cell. Biol.-1992.-V.8.-P.l 15−131.
  208. Douce R, Neuburger M. The uniqueness of plant mitochondria // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol.Biol.-1989.-V.40.-P.371−414.
  209. Falconet D, Lejeune B, Quetier F, Gray B. Evidence for gomologous recombination between repeated sequences containing 18S and 5S ribosomal RNA genes in wheat mitochondrial DNA // EMBO J.-1984.-V.3.-P.297−302.
  210. Farelly F, Butow R.A. Rearranged mitochondrial genes in the yeast nuclear genome // Nature.-1983 .-V.3 01 .-P.296−301.
  211. Fauron C.M.-R, Havlik M, Brettell RJ.S. The mitochondrial genome organization of a maize fertile CMS-T revertant line is generated through recombination between two sets of repeats // Genetics.- 1990.-V.124.-P.423−428.222
  212. Fauron C.M.-R., Havlik M., Hafezi S., Brettell R.I.S., Albertsen M. Study of two different recombination events in maize cmsT regenerated plants during reversion to fertility //Theor.Applied.Genetics.-1990.-V.79.-P.593−599.
  213. Fauron C.M.-R., Havlik M., Lonsdale D., Nichols L. Mitochondrial genome organization of the maize cytoplasmic male sterile type T // Mol. Gen. Genet.-1989.-V.216.-P.395−440.
  214. Fauron C.M.-R., Moore B., Casper M. Maize as a model of higher plant mitochondrial genome plasticity // Plant Science.-1995.-V.l 12.-P.11−32.
  215. Finnegan P.M., Brown G.G. Transcriptional and post-transcriptional regulation of RNA levels in maize mitochondria // Plant Cell.-1990.-V.2.-P.71−83.
  216. Folkerts O., Hanson M.R. Three copies of a single recombination repeat occur on the 443 kb mastercircle of the Petunia hybrida 3704 mitochondrial genome //Nucl. Acids Res.-1989.-V.17.-P.7345−7357.
  217. Folkerts O., Hanson M.R.The male sterility-associated pcf gene and the normal atp 9−1 gene in Petunia are located on different mitochondrial DNA molecules I I Genetics.-1991.-V.12.-P.885−895.
  218. Fontarnau F., Hernandes-Jago J. Characterization of mitochondrial DNA in citrus // Plant Physiol.-1982.-V.70.-P. 1678−1682.
  219. Forde B.G., Oliver R.J.C., Leaver C.J. Variation in mitochondrial translation products associated with male-sterile cytoplasms in maize // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1978.-V.75.-P.3841−3845.
  220. Fox T.D., Leaver C.J. The Zea mays mitochondrial gene coding cytochrome oxidase subunit II has an intervening sequence and does not contain TGA codons // Cell.-1981 .-V.26.-P.315−323.
  221. Gamborg O.L., Constabel F., Shyluk J.P. Organogenesis in callus from shoot apices of Pisum sativum//Phisiol. Plantarum.-1974.-V.30.-P.125−128.
  222. Gantt R., Schneider W.C. Presence of 5-methylcytosine in rat liver mitochondrial and microsomal DNA // Transmethylation (ed. Usdin E., Berchardt R.T., Greveling C.R.) Elsevier, Amsterdam.-1979.-P.465−471.
  223. Garesse R. Drosophila melanogaster mitochondrial DNA: gene organization and evolutionary considerations // Genetics.-1988.-V.118.-P.649−663.
  224. Gass D.A., Makaroff C.A., Palmer J.D. Variable intron content of the NADH-dehydrogenase subunit 4 gene of plant mitochondria // Curr.Genet.-1992.-V.21.-P.423−430.
  225. Gellisen G., Bradfield J.Y., White B.N., Wyatt G.R. Mitochondrial DNA sequences in the nuclear genome of a locust // Nature.-1983.-V.301 .-P.631−634.
  226. Gengenbach B.G., Green C.E., Donovan C.M. Inheritance of selected pathotoxin resistance in maize plant regenerated from cell cultures //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1977.-V.74.-P.5113−5117.
  227. Grabau E., Havlik M., Gesteland R. Chimeric organization of two genes the soybean mitochondrial ATPase subunit 6 // Curr. Genet.-1988.-V.13.-P.83−89.
  228. Grabau E.A. Cytochrome oxidase subunit II gene is adjacent to an initiator methionine tRNA gene in soybean mitochondria // Curr. Genet.-1987.-V.11.-P.287−293.224
  229. Grant M.E., Fuller K.W. Tissue culture of root cells of Vicia faba // J. Exp. Bot.-1968.-V.19.-P.667−680.
  230. Graves R.V., Begu D., Velours J., Neau E., Belloc F., Litvac S., Araya A. Direct protein sequencing of wheat mitochondrial ATP-synthase subunit 9 confirms RNA editing in plants // J.Mol.Biol.-1990.-V.214.-P.l-6.
  231. Gray M.W. Organelle origins and ribosomal RNA // Biochem. Cell Biol.-1988.-V.66.-P.325−348.
  232. Gray M.W. Origin and evolution of mitochondrial DNA // Annu. Rev. Cell Biol.-1989.-V.5.-P.25−50.
  233. Gray M.W. The evolutionary origins of organelles // Trends genet.- 1989.-V.5.-P.294−299.
  234. Gray M.W. The endosymbiont hypothesis revisited // Mitochondrial genome (Wolstenholme D.R., Jeon K.W., eds).-San Diego: Academic Press Inc.-1992.-P.233−257.
  235. Gray M.W., Doolittle W.F. Has the endosymbiont hypothesis been proven // Microbiological Reviews.-1982.-V.46.-P. 1 -42.
  236. Gray M.W., Gedergreen R., Abel Y., Sankoff D. The evolutionary relationships among known life forms // J. Mol. Evol.-1988.-V.28.-P.98-l 12.
  237. Gray M.W., Gedergreen R., Abel Y., Sankoff D. On the evolutionary origin of plant mitochondrion and its genome // Proc. Natl. Acad. Sci.USA.-1989.-V.86.-P.2267−2271.
  238. Gray M.W., Hanic-Joyce P.J., Covello P. S. Transcription, processing and editing in plant mitochondria // Annu.Rev.Plant Physiol. Plant Mol.Biol.-1992.-V.43.-P.145−175.
  239. Gray M.W., Sankoff D., Gedergreen R. On the evolutionary descent of organisms and organelles: a global phylogeny based on a highy conserved structural core in small subunit ribosomal RNA // Nucl. Acids Res.-1984.-V.12.-P.5837−5852.225
  240. Gray M.W., Spencer D.F. Wheat mitochondrial DNA encodes a eubacteria-like initiator methionine transfer RNA // FEBS Lett.-1983.-V.161.-P.323−327.
  241. Green C.E., Phillips R.L. Plant regeneration from tissue cultures of maize //Crop Sei.-1975.-V. 15.-P.417−421.
  242. Grivell L.A., Van der Veen R, Kwakman J.M., Ondshooru P., Meijer Mitochondrial biogenesis: recent developments and insights // Phil. Trans. R. Soc. Lond.-1988.-V.319.-P.85−95.
  243. Grohmann L., Thieck O., Herz U., Schroder W., Brennicke A. Translation of nad 9 mRNA in mitochondria from Solanum tuberosum is restricted to completely edited transcripts // Nucleic Acids Res.- 1994, — V.22.-P.3304−3311.
  244. Groot G.S.P., Kroon F.M. Mitochondrial DNA from various organisms does not contain internally methylated cytosine in -CCGG- sequences // Biochim. Biophys. Acta.-1979.-V.564.-P.355−357.
  245. Grossman L.J., Watson R., Vinograd J. The presence of ribonucleotides in mature closed circular mitochondrial DNA // Proc. Nat. Acad. Sei.-1973.-V. 70.-P.3339−3343.
  246. Gruenbaum Y., Naveh-Many T., Cedar H., Ratin A. Sequence specificity of methylation in higher plant DNA // Nature.-1981.-V.292.-P.860−862.
  247. Gualberto J.M., Bonnard G., Lamattina L., Grienenberger J.-M. Expression of the wheat mitochondrial nad3-rpsl2 transcription unit: correlation between editing and mRNA maturation // Plant Cell-1991 .-V.3 .-P. 1109−1120.
  248. Gualberto J.M., Lamattina L., Bonnard G., Weil J.-H., Grienenberger J.-M. RNA editing in wheat mitochondria results in the conservation of protein sequences // Nature.-1989.-V.341 .-P.660−662.226
  249. Gualberto J. M, Weil J.-H, Grienenberger J.-M. Editing of the wheat coxll transcript: evidence for twelve C to U and one U to C conversions and for sequence similarities around editing sites // Nucleic Acids Res.-1990.-V.18.-P.3771−3776.
  250. Hack E, Leaver C.J. The alpha-subunit of the maize Fi-ATFase is synthesized in the mitochondrion // The EMBO J.-1983.-V.2.-P.1783−1789.
  251. Hackenbrock C.R. Ultrastructural basis for metabolically linked mechanical activity in mitochondrial // J. Cell. Biol.-1966.-V.30.-Nl.-P.269−297.
  252. Handa H, Tsunewaki K, Kunesada T, Yamagishi H. Small circular DNA molecules in wheat mitochondria // Mol. Gen. Genet.-1984.-V.184.-P.368−372.
  253. Hansen B. M, Marcker K.A. DNA sequence and transcription of a DNA minicircular isolated from male-fertile sugar beet mitochondria // Nucl. Acids. Res.-1984.-V. 12.-P.4747−4750.
  254. Hanson M.R. Plant mitochondrial mutations and male sterility // Annu. Rev. Genet.-1991.-V.25 .-P.461−486.
  255. Hanson M. R, Folkerts O. Structure and function of the higher plant mitochondrial genome // International review of Cytology.-1992.-V. 141.-P. 129−172.
  256. Hanson M. R, Ptuit K. D, Nivison H.T. // Oxford Surv. Plant Mol. Cell Biol.1989.-V.6.-P.61−85.
  257. Harwood J.L. Plant mitochondrial lipids: structure, function and biosynthesis //Encyclopedia of Plant Physiology (eds Douce R., Day D.A.).-1985.-V.18.-P.37−71.
  258. Henry M.F., Nuns E.J. Cyanide-insensitive respiration. An alternative mitochondrial pathway // Sub-Cell Biocem.-1975.-V.4.-P.l-65.
  259. Hiesel R., Brennicke A. Cytochrome oxidase subunit II gene in mitochondria of Oenothera has no intron // The EMBO J.-1983.-V.2.-P.2173−2178.
  260. Hiesel R., Schobel W., Schuster W., Brennicke A. The cytochrome oxidase subunit I and subunit III genes in Oenothera mitochondria are transcribed from identical promoter sequences // The EMBO Journal.- 1987.-V.6.-P.29−34.
  261. Hiesel R., Wissinger B., Brennicke A. Cytochrome oxidase subunitll mRNA in Oenothera mitochondria are editing at 24 sites // Curr. Genet.-1990.-V.18.-P.371−375.
  262. Hiesel R., Wissinger B., Schuster W., Brennicke A. RNA editing in plant mitochondria // Science.-1989.-V.246.-P. 1632−1634.
  263. Higuchi M., Single F.N., Kohler M., Sommer B., Sprengel R., Seeburg P.H. RNA editing of AMPA receptor subunit GluR-B: a base-paired intron-exson structure determines position and efficiency // Cell.-1993.-V.75.-P. 1361−1370.
  264. Himeno H., Masaki H., Kawai T., Ohta T., Kumagi I., Miura I., Watanabe K. Unusual genetic codes and a novel gene structure for tRNASerAGY in starfish mitochondrial DNA // Gene.-1987.-V.56.-P.219−230.
  265. Hixson J.E., Clayton D.A. Initiation of transcription from each of the two human mitochondrial promoters requires unique nucleotides at the transcriptional start sites // Proc. Natl. Acad.Sci.USA.-1985.-V.82.-P.2660−2664.
  266. Hoch B., Maier R.M., Appel K., Igloi G.L., Kossel H. Editing of a chloroplast mRNA by creation of an initiation codon //Nature.-1991.-V.353.-P.178−180.228
  267. Hocht-Buchholz Ch., Pfluger R., Marschner H.Z. Einfluss von Natriumchlorid auf Mitochondrienzahl und Atmung von Maiswurzelspitzen HZ. Pflanzenphysiol.-1971.-V.65.-N.5.-P.410−417.
  268. Hodges-Garcia Y., Hagerman P.J., Pettijehn D.E. DNA ring closure mediated by protein HU // J. Biol. Chem.-1989.-V.264.-P. 14 621−14 623.
  269. Hrubcova M., Cvikrova M., Eder J. Peroxidase activites and contents of phenolic acids in embryogenic and non-embryogenic alfalfa cell suspension cultures // Biol, plant.-1994.-V.30.-P. 175−182.
  270. Jacobs H.T., Elliot D.J., Math V.B., Farquharson A. Nucleotide sequence and gene organization of sea urchin mitochondrial DNA // J.Mol.Biol.-1988.- V.202.-P.185−217.
  271. Jacobs H.T., Posakony J.W., Grula J.W., Robets J.W., Xin R.H., Britten R.J., Davidson E.H. Mitochondrial DNA sequences in the nuclear genome of Strongulocentrotus purpuratus // Mol. Biol.-1983.-V.165.-P.609−632.
  272. Janska H., Mackenzie S.A. Unusial mitochondrial genome organization in cytoplasmic male sterile common bean and the nature of cytoplasmic revertion to fertility // Genetics.-1993 .-V. 13 5.-P.869−879.229
  273. John P. Paracoccus as a free-living mitochondrion I I Ann. NY Acad. Sci.-1987.-V.503.-P.140−150.
  274. Joyce P.B.M., Gray M.W. Chloroplast-like transfer RNA genes expressed in wheat mitochondria // Nucleic Acids Res.-1989.-V.17.-P.5461−5476.
  275. Joyce P.B.M., Spencer D.F., Bonen L., Gray M.M. Genes for tRNAAsp, tRNAPro, tRNATyr and two tRNAsSer in wheat mitochondrial DNA //Plant Mol. Biol.-1988.-V.10.-P.251−262.
  276. Kadowaki K., Suzuki T., Kazama S. A chimeric gene containing the 5' portion of atp6 is associated with cytoplasmic male sterility of rise //Mol.Gen.Genet.-1990.-V.224.-P.10−16.
  277. Karn J., Brenner S., Barnett L., Cesareni G. Novel bacteriophage X cloning vector // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1980.-V.77.-P.5172−5177.
  278. Kemble R.J., Bedbrook J.R. Low molecular weight curcular and linear DNA in mitochondria from normal and male-sterile Zea mays cytoplasm // Nature.-1980.-V.284.-P.565−666.
  279. Kemble R.J., Mans R.J. Examination of the mitochondrial genome of revertant progeny from cms-S maize with cloned S-l and S-2 hybridization probes // J. Mol. Appl. Genet.-1983.-V.2.-P. 161 -171.
  280. Kemble R.J., Mans R.J., Gabay-Laughnan S., Laughnan J.R. Sequences homologous to episomal mitochondrial DNAs in the maize nuclear genome // Nature.-1983.-V.304.-P.744−747.
  281. Kemble R.J., Shepard J.F. Cytoplasmic DNA variation in a potato protoclonal population // Theor. Appl. Genet.-1984.-V.69.-P.211−216.
  282. Kemble R.J., Thompson R.D. SI and S2, the linear mitochondrial DNAs present in a male sterile line of maize, posses terminally attached proteins // Nucl. Acids. Res.-1982.-V.10.-P.8181−8190.230
  283. Kemmerer E.C., Wu R. The Pisum sativum mitochondrial gene encoding cytochrome oxidase subunit I has an unusual transcription pattern // Gene.-1990.-V.89.-P.157−162.
  284. Kempken F., Mullen J.A., Pring D., Tang R. RNA editing of sorghum mitochondrial atp6 transcripts changes 15 amine acids and generates a carboxy terminus identical to yeast // Curr.Genet.-l 991.-V.20.-P.417−422.
  285. Khristolyubova N.B., Khvostova V.V., Safonova V.T., Usova T.K. Studies of the functional activity of mitochondria and their hybrids (incomplete amphidiploids) during decreasing temperature // Theoret. App. Genet.-1974.-V.44.-P.255−261.
  286. Kibo T., Yanai Y., Kinoshita T., Mikami T. The chloroplast trnP-trnW~petG gene claster in the mitochondrial genomes of Beta vulgaris, B. trigyna and B. webbiana: evolutionary aspects // Curr. Genet.-1995.-V.27.-P.285−289.
  287. Kim B. D., Mans R.J., Conde M.E., Pring D.R., Levings C.S.III. Physical mapping of homologous segments of mitochondrial episomes from S-male-sterile maize//Plasmid.-1982.-V.7.-P. 1−14.
  288. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J., Cheng X. Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix // Cell.-1994.-V.76.-P.3 57−369.
  289. Knoop V., Brennicke A. A mitochondrial intron sequence in the 57-flanking region of a plant nuclear lectin gene // Curr. Genet.-1991.-V.20.-P.423−425.
  290. Knoop V., Brennicke A. Promiscuous mitochondrial group II intron sequences in plant nuclear genomes // J. Mol. Evol.-1994.-V.39.-P.144−150.
  291. Knoop V., Schuster W., Wissinger B., Brennicke A. Trans-splicing integrates an exon of 22 nucleotides into the nad 5 mRNA in higher plant mitochondria //The EMBO J.-1991 .-V. 10.-P.3483−3493.
  292. Koch J. Introduction of «nicks» and «chops» into human mitochondrial DNA in vivo and in vitro // Eur.J.Biochem.-1973.-V.33.-P.98−103.
  293. Kolodner R., Tewari K.K. Physicochemical characterization of mitochondrial DNA from pea leaves // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1972.-V.69.-P. 1830−1934.231
  294. Kolodner R, Warner R, Tewari K.K. The presence of covalently linked ribonucleotides in the closed circular desoxyribonucleic acid from higher plants //J. Biol. Chem.-1975.-V.250.-P.7020−7026.
  295. Korth K. L, Kaspi C. J, Siedov J. N, Levings C.SIII. UFR 13, a maize mitochondrial pore-protein, is oligomeric and has a mixed orientation in Escherichia coli //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1991.-V.88.-P.10 865−10 869.
  296. Kuroiwa T, Kuroiwa H, Mita T, Fujie M. Fluorescence microscopic study of the formation of giant mitochondrial nuclei in the young ovules of Pelargonium zonale // Protoplasma.-1990.-V. 158.-P.191−194.
  297. B.W., Hanson M.R. A single homogeneous form of ATP 6 protein accumulates in petunia mitochondria despite the presence of differentially edited atp 6 transcripts // Plant Cell.- 1994.- V.6.-P.1955−1968.
  298. Macfarlane J. L, Wahleithner J. A, Wolstenholme D.R. A broad bean mitochondrial atp 6 gene with an unusually simple, non-conserved 5'- region //Curr. Genet.-1990.- V.18.-P.87−91.
  299. Mahendran R, Spotts wood M. R, Miller D.L. RNA editing by cytidine insertion in mitochondria of Physarum polycephalum //Nature.-1991.-V.349.-P.434−438.
  300. Mahlberg P. G, Turner F. R, Walkinshaw C. Observations on incomplete cytokinesis in callus cells //Bot. Gaz.-1975.-V.136.-N.2.-P. 189−195.
  301. Makaroff C. A, Apel I. J, Palmer J.D. The role of coxl-associated repeated sequences in plant mitochondrial DNA rearrangements and radish cytoplasmic male sterility // Curr.Genet.-1991 .-V. 19.-P. 183−190.
  302. Makaroff C. A, Apel I. J, Palmer J.D. Characterization of radish mitochondrial atpA influence of nuclear background on transcription of atpA-associated sequences and relationship with male sterility // Plant Mol.Biol.-1990.-V.15.-P.735−746.
  303. Makaroff C. A, Palmer J.D. Mitochondrial DNA rearrangements and transcriptional alterations in the male-sterile cytoplasm of ogura radish //Mol. Cell.Biol.-1988.-V.8.-P. 1474−1480.
  304. Makaroff Ch. A, Palmer J.D. Extensive mitochondrial specific transcription of the Brassica campestris mitochondrial genome // Nucleic Acids Res.-1987.-V. 15.-P.5141−5156.
  305. Malmberg R.L. Genetic engineering of plants // Planta.-1979.-V.146.-P.243.
  306. Maloney A. P, Walbot V. Structural analysis of mature and dicistronic transcripts from the 18S and 5S ribosomal RNA genes of maize mitochondria //J. Mol.Biol.- 1990.-V.213 .-P.633−649.236
  307. Mannela C.A., Tedeschi H. Importance of the mitochondrial membrane channel as a model biological channel // J. Bioenerg. Biomembr.-1987.-V.19.-P.305−358.
  308. Marechal L., Guillemaut P., Grienenberger J.M., Jeannin G., Weil J.H. Sequence and codon recognition of bean mitochondria and chloroplast tRNATrp evidence for a high degree of homology // Nucleic Acids Res.-1985.-V.13.-P.4411−4416.
  309. Marechal-Drouard L., Guillemaut P., Cosset A., Arbogast M., Weber F., Weil JH., Dietrich A. Transfer RNA of potato (Solanum tuberosum) mitochondria have different genetic origins // Nucl. Acids Res.-1990.-V.18.-P.3689−3696.
  310. Marechal-Drouard L., Neuburger M., Guillemaut P., Douce R., Weil J.H., Dietrich A. A nuclear-encoded potato (Solanum tuberosum) mitochondrial tRNALeu and its cytosolic countepart have identical nucleotide sequences //FEBS Lett.-1990.-V.262.-P.170−172.
  311. Marechal-Drouard L., Weil J.H., Guillemaut P. Import of several tRNAs from the cytoplasm into the mitochondria in bean Phaseolus vulgaris // Nucleic Acids Res.-1988.-V. 16.-P.4777−4788.
  312. Margolin K., Doda J.N., Clayton D.A. Mechanism of mitochondrial DNA replication in mouse L cells- localization of alkalisensitive sites at the two origins of replication // Plasmid.-1981.-V.6.-P.332−341.
  313. Marienfeld J.R., Newton K.J. The maize NCS2 abnormal growth mutant has a chimeric nad4-nad7 mitochondrial gene and is associated with reduced complex I function // Genetics.-1994.-V. 13 8.-P.855−863.
  314. Marienfeld J.R., Newton K.J. The nad 4 gene of maize mitochondria is highy conserved // Plant Physiol.-1994.-V.104.-P.301−302.
  315. Maxam A.M., Gilbert W. A new method for sequencing DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1977.-V.74.-P.560−672.237
  316. McFadden G.I., Gilson P.R., Hill D.R. Geniomonas: rRNA sequences indicates that this phagotrophic flagellate is a close relative of the host component of cryptomonads // Eur. J. Phycol.-1994.-V.29.-P.29−32.
  317. McNay J.W., Chourey P. S., Pring D.R. Molecular analysis of mitochondrial DNA in tissue cultured cells of maize // Theor. Appl. Genet.-1984.-V.67.-P.433−437/
  318. Michel F., Dujon B. Conservation of RNA secondary structure in two intron families including mitochondrial-, chloroplast- and nuclear-encoded members // EMBO J.-1983.-V.2.-P.33−38.
  319. Michel F., Lang B.F. Mitochondrial class II introns encode proteins related to the reverse transcriptases of retroviruses // Nature.-1985.-V.316.-P.641−643.
  320. Michel F., Westhof E. Modelling of the three-dimensional architecture of group I catalytic introns based on comparative sequence analysis // J. Mol. Biol.-1990.-V.216.-P.585−610.
  321. Mikulska E., Odinsova M.S., Turischeva M.S. Electron microscopy of DNA in mitochondria of pea seedlings // J. Ultrastructure Res.-1970.-V.32.-P.258−267.
  322. Mitchell D.L., Vaughan J.E., Nairn R.S. Inhibition of transient gene expression in Chinese hamster ovary cells by cyclobutane dimers and (6−4) photoproducts in transfected ultraviolet- irradiated plasmid DNA //Plasmid.-1989.-V.21 .-P.21 -30.
  323. Miyaki M., Koide K., Ono T. Rnase and alkali sensitivity of closed circular mitochondrial DNA of rat ascites hepatoma cells // Biochem. Res. Commun.-1973.-V.50.-P.252−258.
  324. Molnar Z. Genetype dependent morfogenesis in Pisum sativum L. tissue culture // Abstr. 9-th Congr. Fed. Eur. Soc. Plant Phisiol. (Brno, 6−8 July, 1994).-Biol. Plant.-1994.-V.36.-Suppl.-P.88.
  325. Monteilhet C., Perrin A., Theirry A., Colleaux L., Dujon B. Purification and characterization of the in vitro activity of I-Scel, a novel and highly specific endonuclease encoded by a group I intron // Nucleic. Acids Res.-1990.-V.18.-P.1407−1413.238
  326. Montero L.M., Filipski J., Gil P. The distribution of 5-methylcytosine in the nuclear genome of plants //Nucleic Acids Res.-1992.-V.20.-P.3207−3210.
  327. Moon E., Kao T.-H., Wu R. Pea cytochrome oxidase subunit II gene has no intron and generates two mRNA transcripts with different 5'- termini // Nucleic Acids Res.-1985.-V. 13.-P.3195−3212.
  328. Moore A.L., Rich P.R. Organization of the respiratory chain and oxidative phosphorylation // Encyclopedia of Plant Physiology (eds Douce R., DayD.A.).-1985.-V.18.- P.137−172.
  329. Morikama A., Nakamura K. Structure and expression of pea mitochondrial FiATPase a-subunit gene and its pseudogene involved in homologous recombination // J. Biochem.-1987.-V.101.-P.967−976.
  330. S., Donn G., Nemeth J., Dudits D. // Theor. Appl. Genet.-1990.-V.80.-P.721−726.
  331. Mroginski L.A., Kartha K.K. Regeneration of pea (Pisum sativum L. cv Century) plants by in vitro culture of immature laeflets // Plant Cell Reports.-1981.-V.1.-P.64−68.
  332. R.C., Hauswirth W.W. // Curr. Genet.-1992.-V.22.-P.235−242.
  333. Muise R.C., Hauswirth W.W. Selective DNA amplification regulates transcript levels in plant mitochondria // Curr. Genet-1995.-V.28.-P.113−121.
  334. Muller E., Brown P.T.H., Hartke S., Lorz H. DNA variation in tissue-culture-derived rice plants // Theor. Appl. Genet.-1990.-V.80.-P.673−679.
  335. Mulligan R.M., Lau G.T., Walbot V. Numerous transcription initiation sites exist for the maize mitochondrial genes for subunit 9 of the ATP-synthase and239subunit 3 of cytochrome oxidase // Proc. Natl. Acad.Sci.USA.-1988 a.-V.85.-P.7998−8002.
  336. Mulligan R.M., LeonP., Walbot V. Transcriptional and posttranscriptional regulation of maize mitochondrial gene expression // Mol. Cell. Biol.-1991.-V.il.-P.533−543.
  337. Mulligan R.M., Maloney A.P., Walbot V. RNA processing and multiple transcription initiation sites result in transcript size heterogeneity in maize mitochondria // Mol.Gen.Genet.- 1988 b.-V.211.-P.373−380.
  338. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant.- 1962.-V. 15.-P.473−497.
  339. Nagley P. Trafficking in small mitochondrial RNA molecules // Trends Genet.-1989.-V.5.-P.67−69.
  340. Nagy F., Lazar G., Menczel L., Maliga P. A heteroplasmic state induced by protoplast fusion is a necessary condition for detecting rearrangements in Nicotiana mitochondrial DNA // Theor. Appl. Genet.-1983.-V.66.-P.203−207.
  341. Narayanan K., Andre C., Yang J., Walbot V. Organization of a 117-Kb circular mitochondrial chromosome in JR36 rice // Curr. Genet.-1993.-V.23.-P.248−254.
  342. Nass M.M.K. Differential methylation of mitochondrial and nuclear DNA in cultured mouse, hamster and virus-transformed hamster cells in vivo and in vitro methylation//J. Mol. Biol. -1973.-V.80.-P.155−175.
  343. Nass M.M.K. Mitochondrial DNA II. Structure and physicochemical properties of isolated DNA // J.Mol.Biol.-1969.-V.42.- P.529−545.
  344. Nass M.M.K. Restriction endonuclease analysis of mitochondrial DNA from virus-transformed tumor and control cell of human, hamster and avian origin sequence conservation and intraspecific variation // J. Cell Biol.-1984.-V.99.-P. 143.
  345. Negruk V.J., Cherny D.J., Nikiforova I.D., Aleksandrov A.A., Butenko R.G. Isolation and characterization of minicircular DNAs found in mitochondrial fraction of Vicia faba // FEBS Letters.- 1982.-V.142.-P.115−116.240
  346. Newton K.J. Plant mitochondrial genomes: organization, expression and variation // Ann. Rev .Plant Physiol. Plant Mol. Biol.-1988.-V.39.-P.503−532.
  347. Newton K.J., Coe E.H., Gabay-Laughnan S., Laughnan J.R. Abnormal growth phenotypes and mitochondrial mutations in maize //Maydica.-1989.-V.34.-P.291−296.
  348. Newton K.J., Coe E.H.Jr. Mitochondroal DNA changes in abnormal growth mutants of maize //Proc.Natl.Acad.Sci.USA.-1986.-V.83.-P.7363−7366.
  349. Newton K.J., Knudsen C., Gabay-Laughnan S., Laughnan J.R. An abnormal growth mutant in maize has a defective mitochondrial cytochrome oxidase gene //Plant. Cell.-1990.-V.2.-P. 107−113.
  350. Ngernprasirtsiri J., Kobayashi H., Akazawa T. DNA methylation as a mechanism of transcriptional regulation in nonphotosynthetic plastids in plant cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1988.-V.85.-P.4750−4754.
  351. Nieman R.H. Expantion of bean leaves and its suppression by salinity // Plant phisiol.-1965.-V.40.-№ 1.-P. 156−161.
  352. Nivison H.T., Sutton C.A., Wilson R.R., Hanson M.R. Sequencing processing and localization of the petunia CMS-associated mitochondrial protein // Plant J.-1994.-V.5.-P.613−623.
  353. Nomiyama H., Fukuda H., Wakasugi S., Tsuzuki T., Shimada K. Molecular structure of mitochondrial-DNA-like sequences in human nuclear DNA // Nucl. Acids Res.-1985.-V. 13.-P. 1649−1658.
  354. Nowak C., Kuck U. RNA editing of the mitochondrial atp 9 transcript from wheat//Nucleic Acids Res.- 1990.- V.18.-P.7164−7168.
  355. Ntambut J.M., Shapirot T.A., Ryan K.A., Englundf P.T. Ribonucleotides associated with a gap newly replicated kinetoplast DNA minicircules from Trypanosoma equiperdum // J. Biol. Chem.- 1986.-V.261.-P. 11 890−11 895.241
  356. Nugent J.M., Palmer J.D. RNA-mediated transfer of the gene cox II from the mitochondrion to the nucleus during flowering plant evolution //Cell.-1991.-V.66.-P.473−481.
  357. Oda K., Yamato K., Ohta E., Nakamura Y., Takemura M. et al. Gene organization deduced from the complete sequence of liverwort Marchantia polymorpha mitochondrial DNA: a primitive form of plant mitochondrial genome // J. Mol. Biol.-1992.-V.223.-P. 1−7.
  358. Ohama T., Osawa S., Watanabe K., Jukes T.H. Evolution of the mitochondrial genetic code IV. AAA as an asparagine codon in some animal mitochondria //J.Mol.Evol.,-1990.- V.30.-P.329−332.
  359. Okimoto R., Macfarlane J.L., Wolstenholme D.R. The mitochondrial genomes of two nematodes, Caenorhabditis elegans and Ascaris suum//Genetics-1992.-V.130.-P.471−498.
  360. Osawa S., Jukes T.H., Watanabe K., Muto A. Recent evidence for evolution of the genetic code //Microbiol. Rev.-1992.- V.56.-P.229−264.
  361. Paillard M., Sederoff R.R., Levings C.S.III. Nucleotide sequence of the SI mitochondrial DNA from the S cytoplasm of maize // The EMBO J.-1985.-V.4.-P.l 125−1128.
  362. Palmer J.M. The organization and regulation of electron transport in plant mitochondria // Annu. Rev. Plant Physiol.-1976.-V.27.-P.133−157.
  363. Palmer J.D., Herbon L.A. Tripartite mitochondrial genomes of Brassica and Raphanus: Reversal of repeat configurations by invertion // Nucleic Acids Res.-1986.-V.14.-P.9755−9765.242
  364. Palmer J. D, Herbon L.A. Unicircular structure of the Brassica hirta mitochondrial genome // Curr. Genet.-1987.-V.11.-P.565−570.
  365. Palmer J. D, Herbon L.A. Plant mitochondrial DNA evolves rapidly in structure, but slowly in sequence // J. Mol. Evol.-1988.-V.28.-P.87−97.
  366. Palmer J. D, Shields C.R. Tripartite structure of the Brassica campestris mitochondrial genome // Nature.-1984.-V.307.-P.437−440.
  367. Palmer J. D, Shields C. R, Cohen D. B, Orton T.J. An unusual mitochondrial DNA plasmid in the genus Brassica // Nature.-1983.-V.301 .-P.725−728.
  368. Palmer J. M, Ward J.A. The Oxidation of NADH by plant mitochondria //Encyclopedia of Plant Physiology (eds Douce R, DayD.A.).-1985.~V.18.- P. 173 201.
  369. Pelletier G.R. Plant organelle genetics through somatic hybridization // Oxford Surveys of Plant Molecular and Cell Biology (Miflin B. ed). Oxford University Press. Oxford.-1986.-P.97−121.
  370. Peschle V. M, Phillips R.L. Genetic implication of somaclonal variation in plants // Advances in Genetics.-1992.-V.30.-P.41−75.
  371. Phillips R. L, Kaeppler S. M, Olhoft P. Genetic instability of plant tissue cultures: Breakdown of normal controls // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1994.-V.91.-P.5222−5226.
  372. Phreaner C. G, Williams M. A, Mulligan R.M. Incomplete editing of rps 12 transcripts results in the synthesis of polymorphic polypeptides in plant mitochondria // The Plant Cell.-1996.- V.8.-P.107−117.
  373. Pichersky E, Logson J. M, McGrath J. M, Stasys R.A. Fragments of plasmid DNA in the nuclear genome of tomato: prevalence, chromosomal location, and possible mechanism of integration // Mol. Gen. Genet.-1991.-V.225.-P.453−458.
  374. Piko L, Blank D. G, Tyler A, Vinograd J. Cytoplasmic DNA in the unfertilized sea urchin egg: physical properties of circular mitochondrial DNA and the occurrence of catenated forms // Proc.Natl.Acad.Sci. USA.-1968.-V.59.-P.838−845.243
  375. Pollak Y., Kasir J., Shemer R., Metzger S., Szyf M. Methylation pattern of mouse mitochondrial DNA // Nucleic Acids Res.-1984.-V.12.-P.4811−4824.
  376. Powell L.M., Wallis S.C., Pease R.J., Edwards Y.H., Knott T.J., Scoff J. A novel form of tissue-specific RNA processing produces apolipoprotein B48 in intensine // Cell.-1987.-V.50.-P.831−840.
  377. Powling A. Species of small DNA molecules found in mitochondria from sugar beet with normal and male-sterile cytoplasm // Mol. Gen. Genet.-1981.-V. 183.-P.82−84.
  378. Prakash L. Repair of pyrimidine dimers in nuclear and mitochondrial DNA of yeast irradiated with low doses of UV light // J. Mol. Biol.-1975.-V.98.-P. 781−795.
  379. Prakash L. Repair of pyrimidine dimers in nuclear and mitochondrial DNA of yeast irradiated with low doses of UV light // J. Mol. Biol.-1975.-V.98.-P.781−795.
  380. Pring D.R., Conde M.F., Gengenbach B.G. Cytoplasmic genome variability in tissue culture-derived plants // Environ. Exp. Bot.-1981.-V.21.-P.369−377.
  381. Pring D.R., Conde M.F., Schertz K.F., Levings C.S.III. Plasmid-like DNAs associated with mitochondria of cytoplasmic male sterile sorghum // Mol. Gen. Genet.-1982.-V. 186.-P. 180−184.
  382. Pring D.R., Levings C.S.III. Heterogenity of maize cytoplasmic genomes among male-sterile cytoplasms // Genetics.-1978.-V.89.-P. 121−136.
  383. Pring D.R., Levings C.S.III., Hu W.W.L., Timothy D.H. Unique DNA associated with mitochondria in the «S"-tipe cytoplasm of male-sterile maize // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1977.-V.74.-P.2904−2908.
  384. Pring D.R., Lonsdale D.M. Molecular biology of higher plant mitochondrial DNA //Int. Rev. Cytol.-1985.-V.97.-P.l-46.244
  385. Pritocols for RNA and DNA transfer to biodyne™A nylon membranes. Pall ultrafine filtration corporation.-Glen Cove, N.Y. 11 542.-1983.-15p.
  386. Protic-Sabljic M., Kraemer K.H. One pyrimidine dimer gene in xeroderma pigmentosum cells // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1986.-V.82.-P.6622−6626.
  387. Pruitt K.D., Hanson M.R. Cytochrome oxidase subunit II sequences in Petunia mitochondria: two intron-containing genes and an intron-less pseudogene associated with cytoplasmic male sterility // Curr. Genet.-1989.-V.16.-P.281−291.
  388. Pruitt K.D., Hanson M.R. Splicing of the Petunia cytochrome oxidase subunit II intron //Curr. Genet.-1991.-V.19.-P. 191−197.
  389. Pruitt K.D., Hanson M.R. Transcription of the Petunia mitochondrial CMS-associated Pc/ locus in male sterile and fertility restored lines // Mol. Gen. Genet.-1991.-V.227.-P.348−355.
  390. Quagliariello C., Saiardi A., Gallerani R. The cytochrome oxidase subunit III gene in sunflower mitochondria is cotranscribed with an open reading frame conserved in higher plants // Curr.Genet.-1990.-V.18.-P.355−363.
  391. Quemada., Roth E.J., Lark K.G. Changes in methylation of tissue cultured soybean cells detected by digestion with the restriction enzymes Hpal and Mspl //Plant Cell Rep.-1987.-V.6.-P.63−66.
  392. Quetier F. Molecular organization and expression of the mitochondrial genome of higer plants // In Life Sciences (van Vloten-Doting L., Groot G.S.P., Hall T.C. eds).-1985.-P.413−420.
  393. Quetier F., Lejeune B., Delorme S., Falconet D. Molecular organization and expression of the mitochondrial genome of higher plants // Higher Plant Cell Respiration (Douce R., Day D.A. ed). Berlin: Springer-Verlag.-1985.-V.18.-P.25−36.
  394. Quetier F., Vedel F. Heterogeneous population of mitochondrial DNA molecules in higher plants //Nature.-1977.-V.268.-P.365−368.245
  395. Quitier F., Lejeune B., Delorme S., Falconet D. Molecular organization and expression of the mitochondrial genome of higher plants //Encyclopedia of Plant Phisiology.-1985.-V. 18.-P.25−3 6.
  396. Raven P.H. A multiple origin for plastids and mitochondria // Science.-1970,-V.169.-P.641−646.
  397. Reinert J., White P.R. The cultivation in vitro of tumor and normal tissues of Picea glauca // Phisiol. Plant.-1956.-V.9.-P. 177−189.
  398. Rich S.Y., Breiman A. RNA editing of the barley (Hordeum vulgare) mitochondrial ATP-synthase subunit 9 // Plant Mol.Biol.- 1993.-V.22.-P.711−714.
  399. Rode A., Hartmann C., De Buyser J., Henry Y. Evidence for a direct relationship between mitochondrial genome organization and regeneration ability in hexaploid wheat somatic tissue cultures // Curr. Genet.-1988.-V.14.-P.387−394.
  400. Rode A., Hartmann C., Falconet D., Lejeune B., Quitier F., Benslimane A., Henry Y., De Buyser J. Extensive mitochondrial DNA variation in somatic tissue cultures initiated from wheat immature embryos // Curr. Genet.-1987.-V.12.-P.369−376.
  401. Roe B.A., Ma D.P., Wilson R.K., Wong J.F.-H. The complete nucleotide sequence of the Xenopus laevis mitochondrial genome // J.Biol.Chem.-1985.-V.260.-9759−9774.
  402. Rosenkranz H.S. RNA in coliphage T5 // Nature.-1973.-V.242.-P.327−329.
  403. Rothenberg M., Boushere M. L, Hanson M., Izhar S. Intergenomic recombination of mitochondrial genomes in a somatic hybrid plant //Current Genetics.-1985.-V.9.-P.615−618.246
  404. Rothenberg M., Hanson M.R. Different transcript abundance of two dinergent ATP-synthase subunit 9 genes in the mitochondrial genome of Petunia hybrida // Mol. Gen. Genet. -1987.-V.209.- P.21−27.
  405. Sabbat S., Rais M., Tal M. Methylation of DNA in NaCl adapted cells of potato //Plant Cell Rep.-1995.-V.14.-P.467−470.
  406. Salazar R.A., Pring D.R., Kempken F. Editing of mitochondrial atp 9 transcripts from two sorghum lines // Curr. Genet.- 1991.- V.20.- P.483−486.
  407. Sangare A., Weil J.H., Grienenberger J.M., Fauron C., Lonsdale D. Localization and organization of tRNA genes on the mitochondrial genomes of fertile and malesterile lines of maize // Mol. Cell Genet.-1990.-V.223.-P.224−232.
  408. Schardl C.L., Pring D.R., Lonsdale D.M. Mitochondrial DNA rearrangements associated with fertile revertants of S-type male-sterile maize // Cell.-1985.-V.43.-P.361−368.
  409. Schenk R.U., Hildebrandt A.C. Medium and techniques for induction and growth of monocotyledonous and dicotyledonous plant cell cultures // Can. J. Bot.-1972.-V.50.-P. 199−204.5
  410. Schieber G., O Brien T.W. Site of synthesis of the proteins of mammalian ribosomes // J. Biol. Chem.-1985.-V.260.-P.6367−6372.
  411. Schlegel M. Molecular phylogeny of eukariotes // Tree.-1994.-V.9.~P.330−335.
  412. Schmidt E., Merrill G. Transcriptional Repression of the Mouse Digydrofolate Reductase Gene during Muscle Cell Commitment // J. Biol. Chem.-1989.-V.264.-P.21 247−21 256.
  413. Schuster W., Brennicke A. Plastid DNA in the mitochondrial genome of Oenothera: intra- and interorganellar rearrangements involving part of the ribosomal cistron // Mol. Cell Genet.-l 987a.-V.210.-P.44−51.
  414. Schuster W., Brennicke A. Plastid, nuclear and reverse transcriptase sequences in the mitochondrial genome of Oenothera: is genetic information transferred between organells via RNA// The EMBO J.-1987.-V.6.-P.2857−2863.247
  415. Schuster W, Brennicke A. Interorganellar sequence transfer: plant mitochondrial DNA is nuclear, is plastid, is mitochondrial // Plant Science.-1988.-V.54.-P.1−10.
  416. Schuster W, Brennicke A. Conserved sequence elements at putative processing sites in plant mitochondria // Curr. Genet. -1989.-V. 15.-P. 187−192.
  417. Schuster W, Brennicke A. RNA editing of ATPase subunit 9 transcripts in Oenothera mitochondria//FEBS Lett.- 1990.-V.268.-P.252−256.
  418. Schuster W, Brennicke A. RNA editing of ATPase subunit 6 mRNAs in Oenothera mitochondria: a new termination codon shortens the reading frame by 35 amino acids // FEBS Lett.- 1991.- V.295.-P.97−101.
  419. Schuster W, Brennicke A. The plant mitochondrial genome: physical structure, information content, RNA editing and gene migration to the nucleus // Annu. Rev. Plant Physiol.-1994.-V.45.-P.61−78.
  420. Schuster W, Grienenberger J.M., Weil J, Brennicke A. Comparison of tRNATrp and tRNAPro gene sequences in the chloroplast and mitochondrial genome of Oenothera // Nucleic Acids Res.-1988.-V.16.-P.7737.
  421. Schuster W, Hiesel R, Wissinger B, Brennicke A. RNA editing in the cytochrome b locus of the higher plant Oenothera berteriana includes a U-to- C transition//Mol. Cell.Biol.- 1990.- V.10.-P.2428−2431.
  422. Schuster W., Ternes R, Knoop V, Hiesel R, Wissinger B, Brennicke A. Distribution of RNA editing sites in Oenothera mitochondrial mRNA and rRNA // Curr. Genet.-1991.- V.20.- P.397−404.
  423. Schuster W, Unseld M, Wissinger B, Brennicke A. Ribosomal protein S14 transcripts are edited in Oenothera mitochondria // Nucleic Acids Res.-1990.- V.18.-P.229−233.
  424. Schuster W, Wissenger B, Unseld M, Brennicke A. Transcripts of the NADH-dehydrogenase subunit 3 gene are differentially edited in Oenothera mitochondria // The EMBO J.-1990.-V.9.-P.263−269.248
  425. Sederoff R., Levings C.S.III., Timothy D.H., Hu W.W.L. Evolution of DNA sequence organization in mitochondrial genomes of Zea // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1981 .-V.78.-P.5953−5957.
  426. Sederoff R.R. Structural variation in mitochondrial DNA // Advances in genetics.- 1984.-V.22.-P. 1−108.
  427. Sederoff R.R., Ronald P., Bedinger P., Rivin C., Walbot V., Bland M., Levings III C.S. Maize mitochondrial plasmid S-l sequences share homology with chloroplast genepsbA II Genetics.-1986.-V.113.-P.469−482.
  428. Seiden R.F., Steinmetz A., Mclntoch L., Bogorad L., Burkard G., Mubumbila M., Kuntz M., Crouse E.J., Weil J.H. Transfer RNA genes of Zea mays DNA //Plant Mol. Biol.-1983.-V.2.-P.141−153.
  429. Sharma P.M., Bowman M., Madden S.L., Rauscher F.J.III, Sukumar S. RNA editing in the wilms tumor susceptibility gene WT1 // Genet Dev.-1994.-V.8.-P.720−731.
  430. Shillito R.D., Carswell G.K., Johnson C.M., DiMario J.J., Harms C.T. O-acetyl-salicylic acid promotes colony formation from protoplasts of an elite maize inbred // Biotechnology.-1989.-V.7.-P581−587.
  431. Shumway L.K., Bauman L.F. Nonchromosomal stripe of maize //Genetics.-1967.-V.55.-P.33−38.
  432. Siculella L., Palmer J.D. Physical and gene organization of mitochondrial DNA in fertile and male sterile sunflower. CMS-associated alterations in structure and transcription of the atp A gene //Nucleic Acids Research.-1988.-V.16.-P.3787−3799.
  433. Small I.D., IsaakP.G., Leaver C.J. Stoichiometric differences in DNA molecules containing the atpA gene suggest mechanisms for generation of mitochondrial genome diversity in maize // EMBO J.-1987.-V.6.-P.865−869.
  434. Small I.D., Suffolk R., Leaver C.J. Evolution of plant mitochondrial genomes via substoichiometric intermediates // Cell.-1989.-V.58.-P.69~76.249
  435. Smart C.J., Moneger F., Leaver C.J. Cell-Specific Regulation of Gene Expression in Mitochondria during Anther Development in Sunflower //Plant Cell.-1994.-V.6.-P.811−825.
  436. Smith A.G., Chourey P., Pring D.R. Replication and amplification of the small mitochondrial DNAs in a cell suspension of Black Mexican Sweet maize // Plant Mol. Biol.-1987.-V. 10.-P.83−90.
  437. Smith A.G., Pring D.R. Nucleotide sequence and molecular characterization of a maize mitochondrial plasmid-like DNA // Curr. Genet.-1987.-V.12.-P.617−623.
  438. Sommer B., Kohler M., Sprengel R., Seeburg P.H. RNA editing in braincontrols a determinant of ion flow in glutamate gated channels // Cell.-1991.-V.67.-P.11−19.
  439. Southern E. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis // J. Mol. Biol.-1975.-V.98.-P.503−506.
  440. Sparks R.B.Jr., Dale R.M.K. Characterization of H-labeled supercoiled mitochondrial DNA from tobacco suspension culture cells //Mol.Gen.Genet.-1980.-V.180.-P.351−355.
  441. Spencer D.F., Schnare M.N., Gray M.W. Pronounced structural similarities between the small subunit ribosomal RNA genes of wheat mitochondria and Escerichia coli // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1984.-V.84.-P.493−497.
  442. Speyer J.F., Chao L. Ribonucleotides covalently lincer to deoxyribonucleic acid in T4 bacteriophage // J. Virology.- 1972.-V.10.-P.902−908.
  443. Spruill W.M., Levings C.S.III., Sederoff R. Recombinant DNA analysis indicates that the multiple chromosomes of maize mitochondria contain different sequences //Dev. Genet.-1980.-V.l.-P.363−378.
  444. Stern D.B., Lonsdale D.M. Mitochondrial and chloroplast genomes of maize have a 12-kilobase DNA sequence in common // Nature.-1982.-V.299.-P.698−702.
  445. Stern D.B., Newton K.I. Isolation of plant mitochondrial RNA // Methods Enzymol.-l 986.-V. 118.-P.488−496.250
  446. Stern D.B., Newton KJ. Mitochondrial gene expression in Cucurbitaceae: conserved and variable features // Curr.Genet.-1985.-V.9.-P.395−405.
  447. Stern D.B., Palmer J.D. Extensive and widespread homologies between mitochondrial DNA and chloroplast DNA in higher plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1984.-V. 81 .-P. 1946−1950.
  448. Stern D.B., Palmer J.D. Tripartite mitochondrial genome of spinach: physical structure, mitochondrial gene mapping, and locations of transposed chloroplast sequences // Nucleic Acids Res.-1986.-V.14.-P.5651−5666.
  449. Stewart K.D., Mattox K.R. The cuse for a polyphyletic origin of mitochondria: morphological and molecular comrarions // J. Mol. Evol.-1984.-V.21.-P.54−57.
  450. Storey B.T. Respiratory chain of plant mitochondria. XYIII. Point of interaction of the alternate oxidase with the respiratory chain // Plant Physiol.-1976.-V.58.-P.521−525.
  451. Strausberg R.L., Perlman P. S. The effect of zygote bud positions on the transmission of mitochondrial genes in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Gen. Genet.-1978.-V. 163 .-P. 131 -144.
  452. Strin S., Jacobsen H.J. Marker protein for embriogenic differentiation patters in pea callus // Plant Cell Reports.-1987.-V.6.-P.50−54.
  453. Sutton C.A., Conklin P.L., Pruit K.D., Hanson M.R. Editing of pre-mRNA can occur before cis-and trans- splicing in Petunia mitochondria //Mol. Cell. Biol.-1991.-V. 11.- P.4274−4277.
  454. Sutton-Jones, Street H.E. Changes in fine structure during the growth of Acer pseudoplatanus L. cells in suspension culture // J. Exper. Bot.-1968.-V.19.-N.5.-P. 114−118.
  455. Suyma Y., Bonner W.D. DNA from plant mitochondria // Plant Physiol.-1966.-V.41.-P.383−388.
  456. Suyma Y., Miura K. Size and structural variation of mitochondrial DNA //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1968.-V.60.-P.23 5−242.251
  457. Synenki R.M., Levings C.S. Ill, Shah D.M. Physico-chemical characterization of mitochondrial DNA from soybean // Plant Physiol.- 1978.-V.61.-P.460−464.
  458. Thorsness P.E. Structural dynamics of the mitochondrial compartment //Mutation Research.-1992.-V.275.-P.23 7−241.
  459. Timothy D.H., Levings C.S.III, Hu W.W.L., Goodman H.H. Plasmid-like mitochondrial DNAs in Diploperenial teosinte // Maydica.-1983.-V.28.-P.139−149.
  460. Tomohiko K., Yutaka S., Takato M., Toshiro K., Tetsuo M. Physical and gene organization of mitochondrial DNA from the fertile cytoplasm of sugarbeet (Beta vilgaris L.) // Curr. Genet.-1995.-V.28.-P.235−241.
  461. Torrey J.G. Morphogenesis in relation to chromosome constitution in long-term plant tissue cultures // Phisiol. Plantarum.-1967.-V.21.-P.265−275.
  462. Torrey J.G., Shidemura Y. Growth and controlled morfogenesis in pea root callus tissue grown in liquid media // Amer. J. Bot.-1957.-V.44.-P.334−344.
  463. Turmel M., Mercier J.-P., Cote M.-J. Croup I introns interrupt the chloroplast psa B and psb C and the mitochondrial rrnL gene in Chlamydomonas //Nucleic Acids Res.-1993 .-V.21 .P.5242−5250.
  464. Tzagoloff A. Mitochondria. New York: Plenum.-1982.-241 p.
  465. Tzagoloff A., Myers A.M. Genetics of mitochondrial biogenesis // Annu. Rev. Biochem.-1986.-V.55.-P.249−285.
  466. Umbeck P.F., Gengenbach B.G. Reversion of male-sterile T-cytoplasme maize to male fertility in tissue cultures // Crop. Sci.-1983.-V.23.-P.584−588.
  467. Uprely D.C., Sarin M.N. Physiological studies on salt tolerance in Pisum sativum L. IV Tonic composition and nitrogen metabolism // Acta agron. Acad. Sei. Hung.-1976.-V.25.-№ 3−4.-P.455−460.
  468. Vanyushin B.F., Kirnos M.D. Nucleotide composition and pyrimidine clusters in DNA from beef heart mitochondria // FEBS Lett.-1974.-V.39.-P. 195−199.252
  469. Vanyushin B.F., Kirnos M.D. Structure of animal mitochondrial DNA (base composition, pyrimidine clusters, character of methylation) // Biochim. Biophys. Acta.-1977.-V.475.-P.323−336.
  470. Vasil J.K. Advantages of embriogenic cell culture of Gramineae //Nuclear Technology and in vitro Culture Plant Improvment. Proceedings of International Symposium (Vienna, 19−23 August, 1985).-Vienna.-1986.-P.71−75.
  471. Vasil V., Vasil J.K., Lu C. Somatic embriogenesis in long-term callus cultures of Zea mays L. (Gramineae) // Amer. J. Bot.-1984.-V.71.-P.158−161.
  472. Vaughn J.C., Mason M.T., Sper-Whitis G.L., Kuhlman P., Palmer J.D. Fungal origin by horizontal transfer of a plant mitochondrial group I intron in the chimeric cox I gene of Peperomia // Journal of Molecular Evolution.-1995.-V.41.-P.563−572.
  473. Vedel F., Chetrit P., Mathieu C., Pelletier G., Primard C. Several different mitochondrial DNA regions are involved in intergenomic recombination in Brassica napus cybrid plants // Curr. Genet.-1986.-V. 11.-P. 17−24.
  474. Vedel F., Quetier F. Phisicochemical characterization of mitochondrial DNA from potato tubers // Biochem. Biophys. Acta.-1974.-V.340.-P.374−387.
  475. K.L., Espiritu M., Sing G. // Cell Phisiol.-1990.-V.143.-P.160−164.
  476. Waalwijk C., Flavell R.A. Mspl, an isoschizomer of Hpall which cleaves both unmethylated and methylated Hpall sites // Nucleic Acids Res.-1978.-V.5.-P.3231−3236.
  477. Wahleither J.A., Wolstenholme D.R. Origin and direction of replication in mitochondrial plasmid DNAs of broad bean, Vicia faba // Curr. Genet-1988a.-V.14.-P.163−170.
  478. Wahleithner J.A., Wolstenholme D.R. Ribosomal protein S14 genes in broad bean mitochondrial DNA // Nucl. Acids Res.-1988b.-V.16.-P.6897−6913.
  479. Wahleithner J.A., Macfarlane J.L., Wolstenholme D.R. A sequence encoding a maturase-related protein in a group II intron of a plant mitochondrial nad I gene // Proc.Natl.Acad.Sci.USA.-1990.-V.87.-P.548−552.253
  480. Wallace D.C. Structure and Evolution of Organelle Genomes // Microbiol. Rev.-1982.-V.46.-P.208−240.
  481. Ward B. L, Anderson R. S, Bendich A.J. The mitochondrial genome is large and variable in a family of plants (Cucurbitaceae) // Cell.-1981.-V.25.-P.793−803.
  482. Weissinger A. K, Timothy D.H., Levings C.S. III, Hu W.W.L, Goodman H.H. Unique plasmid-like mitochondrial DNAs from indigenous maize races of Latin America // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1982.-V.79.-P.1−5.
  483. Wells R, Ingle J. The constancy of the buoyant density of chloroplast and mitochondrial DNA in range of higher plants // Plant Phisiol.-1970.-V.46.-P.178−179.
  484. Welter M. E, Clayton D.S., Miller M. A, Petolino J.P. Morphotypes of friable embryogenetic maize callus // Plant Cell Reports.-1995.-V.14.-P.725−729.
  485. Wenzlau J. M, Saldanha R. J, Butow R. A, Perlman P. S. A latent intron-encoded maturase is also an endonuclease needed for intron mobility // Cell.-1989.-V.56.-P.421−430.
  486. Williams R.S. Mitichondrial Gene Expression in Mammalian Striated Muscle //J. Biol. Chem.-1986.-V.261 .-P. 12 390−12 394.
  487. Wilson A.C., Cann R. L, Carr S. M, Georg M, Gyllensten U. B, Helm-Bychowski K.M., Higuchi R. G, Palumbi S. R, Prager E. M, Sage R. D, Stoneking M. Mitochondrial DNA and two perspectives on evolutionary genetics // Biol. J. Linn.-1985.-V.26.-P.375−400.
  488. Wintz H, Hanson M.R. A termination codon is created by RNA editing in the Petunia mitochondrial atp 9 gene transcript // Curr. Genet.-1991.- V.19.- P.61−64.
  489. Wiskich J.T. Mitochondrial metabolite transport // Annu. Rev. Plant Physiol.-1977.-V.28.-P.45−69.254
  490. Wiskich J.T. Control of the Krebs cycle // The Biochemistry of Plants: A comprehensive Treatise, Metabolism, and Respiration.-1980.-V.2.-P.243−278.
  491. Wiskich J.T., Day LB. The tricarboxylic acid cycle in plant mitochondria: its operation and regulation // Encyclopedia of Plant Physiology (eds Douce R., DayD.A.).-1985.-V.18.- P.281−313.
  492. Wissinger B., Brennicke A., Schuster W. Regenerating good sense: RNA editing and trans splicing in plant mitochondria // TIG.-1992.-V.8.-P.322−328.
  493. Wissinger B., Hiesel R., Schuster W., Brennicke A. The NADH-dehydrogenase subunit 5 gene in Oenothera mitochondria contains two introns and is co-transcribed with the 5S rRNA gene // Mol.Gen.Genet.-1988.-V.212.-P.56−65.
  494. Wissinger B., Schuster W., Brennicke A. Species- specific RNA editing patterns in the mitochondrial rps 13 transcripts of Oenothera and Daucus //Mol. Gen. Genet.-1990.-V.224.-P.389−395.
  495. Wissenger B., Schuster W., Brennicke A. Trans-splicing in Oenothera mitochondria: nadl mRNAs are edited in exon and trans-splicing group II intron sequences // Cell.-1991.-V.65.-P.473−482.
  496. Woese C.R. Bacterial evolution // Microbiol. Rev.-1987.-V.51.-P.221−271.
  497. Wolf G., Burger G., Lang B.F., Kuck U. Mitochondrial genes in the colourless alga Prototheca wicker hamit resemble plant genes in their exons but fungal genes in their introns // Nucleic Acids Res.- 1993.-V.21.-P.719−726.
  498. Wolf G., Plante I., Lang B.F., Kuck U., Burger G. Complete sequence of the mitochondrial DNA of the chlorophyte alga Prototheca wickerhamii // J. Mol. Biol.-1994.-V.237.-P.75−86.
  499. Wolstenholme D.R. Animal mitochondrial DNA: structure and evolution //Mitochondrial genome (Wolstenholme D.R., Jeon K.W., eds).-San Diego: Academic Press Inc.- 1992.-P. 173−216.255
  500. Wolstenholme D.R., Fauron C.M.-R. Mitochondrial genome organization // The molecular biology of plant mitochondria (Levings C.S.III, Vasil I.K. (eds)).-1995.-P.l-59.
  501. Wolstenholme D.R., Gross N.J. The form and size of mitochondrial DNA of the red bean, Phaseolus vulgaris //Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1968.-V.61.-P.245−252.
  502. Wolstenholme D.R., Macfarlane J.L., Okimoto R., Clary D.O., Wahleithner J.A. Bizarre tRNAs inferred from DNA sequences of mitochondrial genomes of nematode worms // Proc.Natl.Acad.Sci.USA.-1987.-V.84.-P. 1324−1328.
  503. Wong-Staal F., Mendelson J., Goulian M. Ribonucleotides in closed circular mitichondrial DNA from Hela cells // Biochem. Biophys. Res. Commum.-1973.-V.53.-P.140−148.
  504. Yamato K., Ogura Y., Kenedae T., Yamada Y., Ohyama K. Mitochondrial genome structure of rise suspension culture from cytoplasmic male-sterile line (A-58 CMS): reappraisal of the master circle // Theoret. Appl. Genet.-1992.-V.83.-P.279−288.
  505. Yand A.J., Mulligan R.M. RNA editing intermediates of cox 2 transcripts in maize mitochondria // Mol. Cell. Biol.-1991.-V.l 1.-P.4278−4281.
  506. Yang D., Oyaizu Y., Oyaizu H., Olsen G.J., Woese C.R. Mitochondrial origins //Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1985.-V.82.-P.4443−4447.
  507. Young E.C., Hanson M.R. A fused mitochondrial gene associated with cytoplasmic male sterility is developmentally regulated // Cell.-1987.-V.50.-P.41−49.256
  508. Young E.G., Hanson M.R., Dierks P.M. Sequence and transcription analysis of the Petunia mitochondrial gene for the ATP synthase proteolipid subunit //Nucleic Acids Res.-1986.-V. 14.-P.7995−8006.
  509. Zanlungo S., Quinones V., Moenne A., Holuigue L., Jordand X. Splicing and editing of rps 10 transcripts in potato mitochondria // Curr. Genet.- 1995.- V.27.-P.565−571.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!