Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Закономерности SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений с разными физическими характеристиками

Диссертация: Закономерности SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений с разными физическими характеристиками
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Существующие методы слишком трудоемки и не могут быть использованы для решения таких задач. Для этой цели нами был разработан эффективный и весьма экономичный метод — SOS lux-mecm (Ptitsyn et al., 1997), основанный на использовании рекомбинантных клеток E. coli, способных к SOS-индуцибельной биолюминесценции. Такую способность они приобретают после трансформации их специально сконструированной… Читать ещё >

Содержание

  • Глава I. Обзор литературы
    • 1. 1. Регуляция SOS-ответа
    • 1. 2. Механизмы генерирования SOS-сигнала
    • 1. 3. Закономерности SOS-индукции при действии излучений 26 разного качества
    • 1. 4. Влияние некоторых белков на индукцию SOS-ответа
  • Глава II. Материалы и методы исследования
    • 2. 1. Бактериальные штаммы и плазмиды
    • 2. 2. Источники излучений
    • 2. 3. Питательные среды и буферы
    • 2. 4. Методы регистрации SOS-индукции
      • 2. 4. 1. SOS/их-тест
      • 2. 4. 2. SOS-хромотест
      • 2. 4. 3. Определение выживаемости клеток
      • 2. 4. 4. Трансформация клеток E. coli плазмидой pPLS
      • 2. 4. 5. Статистическая обработка данных
  • Глава III. Результаты исследования
    • 3. 1. Радиочувствительность использованных в работе штаммов
    • 3. 2. SOS-ответ при действии ультрафиолетового света
      • 3. 2. 1. Влияние эксцизионной репарации УФ-индуцированных 43 повреждений ДНК на SOS-индукцию
      • 3. 2. 2. Влияние фотореактивации пиримидиновых димеров на 51 SOS-индукцию
      • 3. 2. 3. Влияние регуляции клеточного цикла на SOS-индукцию
    • 3. 3. SOS-ответ при действии ионизирующих излучений
      • 3. 3. 1. у-облучение
        • 3. 3. 1. 1. Влияние мутации в гене итиС на SOS-индукцию
      • 3. 3. 2. Ускоренные заряженные ионы
      • 3. 3. 3. Влияние аноксического радиосенсибилизатора ТАН на 66 SOS-индукцию
    • 3. 4. Оценка чувствительности метода SOS /ш--тест
  • Глава IV. Обсуждение результатов
  • Заключение
  • Выводы
  • Список литературы
  • Список сокращений, использованных в работе

Закономерности SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений с разными физическими характеристиками (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

Проблема генетического действия излучений с разными физическими характеристиками является одной из наиболее актуальных в современной радиобиологии. Это обусловлено необходимостью решения многих важных задач в области радиоэкологии, радиационной безопасности космических полетов, лучевой терапии злокачественных опухолей и других сферах. Как известно, биологическая эффективность излучений определяется как их физическими характеристиками, так и биологическими факторами самой клетки, среди которых решающая роль принадлежит репарационным процессам, направленным на восстановление генетических структур. Из известных в настоящее время репарационных механизмов наименее исследованным, как у прокариот, так и у эукариот, остается индуцибельная репарация, хотя в экспериментах на бактериях Escherichia coli ее изучение ведется уже более тридцати лет. В этих клетках она получила название SOS-системы репарации и представлена более чем двадцатью генами, которые скоординированно дерепрессируются при возникновении в ДНК повреждений. Транскрипционная активизация этих генов приводит к синтезу белков, которые необходимы для спасения клетки при тяжелых повреждениях ее генетических структур. Индукция SOS-ответа в таких случаях позволяет решить две главные задачи: повысить эффективность эксцизионной репарации, с одной стороны, а с другой — повысить толерантность клетки к повреждениям, которые не могут быть эксцизированы. Последняя из этих задач в Escherichia coli решается путем снижения корректорских функций репликативной ДНК-полимеразы, что делает SOS-репарацию крайне мутагенной. Под ее контролем находится практически весь УФ-индуцированный и подавляющая часть у-индуцированного мутагенеза у Escherichia coli. Поэтому ее изучение является важным звеном в понимании молекулярных событий, приводящих к индукции мутаций.

В результате исследований SOS-системы Escherichia coli удалось установить принципы ее регуляции, природу SOS-индуцирующего сигнала, а также значительную часть функций, контролируемых SOS-генами. При этом было выявлено существенное сходство некоторых из них с функциями индуцибельных белков в клетках млекопитающих и дрожжей. На основе принципов регуляции экспрессии SOS-генов для E. coli был разработан ряд методов количественной оценки SOS-индукции. Все это делает данные клетки удобным объектом для изучения механизмов индуцибельных процессов при действии ДНК-повреждающих факторов различной природы.

Существующие методы измерения уровня SOS-индукции в бактериальных клетках, главным образом SOS-хромотест (Quillardet et.al., 1982; Jenek et.al., 1985; Nacamura et.al., 1987; Nunoshiba and Nishioka, 1991), позволили накопить обширные данные, касающиеся генотоксичности химических соединений. Однако в научной литературе имеется лишь незначительное число работ, посвященных изучению эффективности индукции SOS-системы различными типами излучений и ее взаимодействию с другими репарационными механизмами клетки. Данные, представленные в них, весьма фрагментарны и противоречивы. Часто такие исследования ограничивались одной дозой облучения или одним временем пострадиационного инкубирования клеток. Однако очевидно, что подробное исследование закономерностей SOS-индукции способно внести существенный вклад в понимание последовательности молекулярных событий, приводящих к ее запуску и активизации тех или иных функций. Использование для этой цели широкого спектра излучений 5 с разными физическими характеристиками позволяет выявить роль количества и качества повреждений в индукции данной системы, а следовательно, и в индукции мутаций. Учитывая тесную взаимозависимость SOS-репарации, эксцизионной репарации и репликации ДНК, весьма информативным может оказаться исследование закономерностей SOS-ответа в клетках с мутациями в генах, ответственных за различные пути эксцизионной репарации и регуляцию клеточного цикла.

Существующие методы слишком трудоемки и не могут быть использованы для решения таких задач. Для этой цели нами был разработан эффективный и весьма экономичный метод — SOS lux-mecm (Ptitsyn et al., 1997), основанный на использовании рекомбинантных клеток E. coli, способных к SOS-индуцибельной биолюминесценции. Такую способность они приобретают после трансформации их специально сконструированной плазмидой pPLS-1, несущей люциферазный оперон светящихся бактерий Photobacterium leiognathi под конторолем SOS-индуцибельного промотора cda-теяа. плазмиды Col D. Количественным показателем SOS — индукции в данном методе является световой выход, который может быть измерен на люминометре в течение нескольких секунд. Этот метод не требует разрушения клеток, поэтому позволяет исследовать эффективность SOS-ответа при действии различных ДНК-повреждающих факторов в режиме реального времени. Он успешно может быть использован для изучения влияния на SOS-индукцию различных белков, контролирующих, в частности, другие пути репарации. Для этого не требуется создания новых штаммов с мутацией в соответствующем гене, поскольку репортерный компонент с биолюминесцентной системой находится на плазмиде, которая может быть трансформирована в любой из имеющихся мутантных штаммов.

Цель и основные задачи исследования.

Целью настоящего исследования явилось изучение закономерностей SOS-индукции у бактерий E. coli с различным репарационным статусом при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов в широком диапазоне ЛПЭ с использованием метода SOS lux-тест.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1) изучить возможности разработанного нами метода SOS /га-тест для количественной оценки SOS-ответа в клетках Escherichia coli;

2) исследовать кинетические и дозовые зависимости SOS-индукции в клетках E. coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов с ЛПЭ 5 — 200 кэВ/мкм;

3) изучить влияние фотореактивации и эксцизионной репарации на SOS-индукцию при облучении клеток E. coli ультрафиолетовым светом;

4) исследовать роль UmuC-белка, ответственного за регуляцию клеточного цикла, в индукции SOS-ответа при облучении клеток E. coli ультрафиолетовым светом и у-лучами;

5) исследовать роль нерепарируемых эксцизионной репарацией у-индуцированных повреждений ДНК, образующихся в присутствии аноксического радиосенсибилизатора ТАН.

Научная новизна.

В работе впервые:

— для исследования SOS-индукции в клетках Escherichia coli использован разработанный нами биолюминесцентный метод SOS lux-тест (патент № 195 49 417,ФРГ);

— исследованы кинетические и дозовые зависимости SOS-индукции в клетках E. coli в широком диапазоне доз для ультрафиолетового света, и ионизирующих излучений с ЛПЭ 5 — 200 кэВ/мкм;

— исследована роль эксцизионной репарации и фотореактивации в индукции SOS-ответа в широком диапазоне доз ультрафиолетового света;

— исследована роль нерепарируемых эксцизионной репарацией у-индуцированных повреждений ДНК в индукции SOS-ответа;

— исследована роль регуляции клеточного цикла в индукции SOS-ответа при действии ультрафиолетового света и у-излучения.

Научно-практическая значимость работы.

Полученные результаты показывают, что SOS /их-тест является чувствительным и высокоинформативным методом для исследования SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии излучений разного качества. Он также может быть использован для изучения генетического действия различных факторов физической и химической природы, т.к. пусковым механизмом SOS-ответа являются повреждения ДНК. Результаты данной диссертации были использованы при разработке в рамках проекта COPERNICUS (грант CIPA СТ-94 0122) прибора для регистрации в автоматическом режиме генетического действия солнечной радиации.

В экспериментах in vivo получены новые данные о закономерностях SOS-индукции при действии излучений разного качества, что позволяет расширить понимание механизмов, приводящих к запуску индуцибельных репарационных процессов.

Положения и результаты, выносимые на защиту.

К защите представляются:

1. Метод SOS /га-тест для количественной оценки SOS-индукции, основанный на биолюминесценции;

2. Результаты исследования кинетических и дозовых зависимостей SOS-индукции в клетках E. coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов;

3. Результаты исследования влияния конститутивных репарационных механизмов (эксцизионной репарации и фотореактивации) на SOS-индукцию при действии ультрафиолетового света;

4. Результаты исследования влияния UmuCD-зависимой регуляции клеточного цикла на SOS-индукцию при действии ультрафиолетового света и у-излучения;

5. Результаты исследования влияния линейной передачи энергии ионизирующего излучения на SOS-индукцию.

выводы.

1. Исследованы количественные и качественные закономерности SOS-индукции в клетках E. coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и ускоренных тяжелых ионов с ЛПЭ 5 — 200 кэВ/мкм.

2. Установлено, что кинетика SOS-индукции различна в области больших и малых доз ультрафиолетового света. Для больших доз (> 3 Дж/м2 для клеток, дефектных по эксцизионной репарации, и > 20 Дж/м2 для клеток дикого типа) характерна задержка SOS-ответа, увеличивающаяся с дозой.

3. Блокирование эксцизионной репарации мутациями в генах, ответственных за различные ее стадии, приводит к возрастанию SOS-индукции при действии ультрафиолетового света, которое наиболее ярко выражено в области малых доз (< 5 Дж/м). При этих дозах максимальные значения фактора индукции в клетках, дефектных по узнаванию и по эксцизии фотопродуктов, были примерно в 20 и 9 раз выше, чем в клетках дикого типа, соответственно.

4. Фотореактивация пиримидиновых димеров приводит к снижению SOS-индукции, которое наиболее ярко выражено в области малых доз (< 2 Дж/м). При этих дозах максимальные значения фактора индукции после такой процедуры уменьшаются в -2.5 раза. Фотореактивирующий эффект видимого света отсутствует при дозах >10 Дж/м .

5. Нарушение регуляции клеточного цикла, контролируемой UmuCD-белками, приводит к задержке SOS-индукции как при УФ-, так и при у-облучении и снижению ее уровня до 8.5 и 3 раз, соответственно.

6. SOS-ответ при действии ионизирующих излучений зависит от линейной передачи энергии. С увеличением ЛПЭ от 0.3 кэВ/мкм до.

200 кэВ/мкм эффективность SOS-индукции возрастает в 1.7 раза. Дальнейшее увеличение ЛПЭ приводит к ее снижению.

7. При у-облучении клеток в присутствии аноксического сенсибилизатора ТАН, образующего крупные аддукты с у-индуцированными радикалами ДНК, наблюдается более чем пятикратное возрастание SOS-ответа. Это свидетельствует о том, что повреждения, которые не являются субстратами эксцизионной репарации и препятствуют синтезу ДНК, являются эффективными SOS-индуцирующими повреждениями при у-облучении.

8. Оценка чувствительности метода SOS /ш—тест показала, что доза, при которой наблюдается двухкратное увеличение фактора индукции при облучении клеток дикого типа ультрафиолетовым светом и у-лучами, по сравнению с контрольным уровнем, составляет 0.5 Дж/м2 и 5 Гр, соответственно. Для клеток, дефектных по эксцизионной репарации УФ-индуцированных повреждений, эта доза составляет «0.5 Дж/м2. Это позволяет заключить, что SOS /ш:-тест не уступает по чувствительности классическим методам измерения SOS-индукции. При этом он существенно превосходит их по простоте и информативности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В представленной работе впервые использован разработанный нами биолюминесцентный метод для количественной оценки SOS-индукции в клетках Escherichia coli — SOS lux-тест (Ptitsyn et al., 1997; раздел 2.4.1.). Широкие возможности данного метода позволили нам провести комплексное исследование закономерностей SOS-индукции при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений разного качества.

Проведенные исследования с использованием различных репарационных мутантов позволили установить, что отсутствие эксцизионной репарации и фотореактивации пиримидиновых димеров приводит к возрастанию SOS-индукции в области малых доз. Граница дозового диапазона, где наблюдался данный эффект, зависела от исследуемого репарационного механизма. Наибольшее возрастание SOS-ответа вызывало ингибирование начальной стадии эксцизионной репарации. Наименее эффективной в элиминации SOS-индуцирующих повреждений оказалась фотореактивация. Вместе с тем, при больших дозах блокирование указанных механизмов приводило к обратному эффекту, что выражалось в снижении способности клеток индуцировать SOS-ответ, в то время как в клетках дикого типа продолжалось его эффективное нарастание. Различное влияние репарационных процессов на SOS-индукицю в УФ-облученных клетках может быть обусловлено различиями как в количестве, так и в качестве повреждений в области больших и малых доз. Известно, что SOS-сигнал, в качестве которого у E. coli выступает однонитевая ДНК, генерируется в клетке только в процессе репликации ДНК (Sassanfar and Roberts, 1990). Основным источником однонитевой ДНК являются пробелы, оставляемые ДНК-полимеразой в дочерней нити напротив повреждения (Rupp and Howard-Flanders, 1968). Однако было показано, что с увеличением дозы все.

86 большее число репликативных вилок оказываются блокированными в поврежденных сайтах (Doudney, 1973). В этом случае генерирование SOS-сигнала возможно только после того, как синтез ДНК будет восстановлен. Элиминация повреждений путем их эксцизии или фотореактивации будет способствовать такому восстановлению и, как следствие, возрастанию SOS-ответа. Тогда как в области малых доз, где репликация ДНК не прерывается, элиминация повреждений приведет к его снижению.

В работе впервые показано влияние на SOS-ответ регуляции клеточного цикла, осуществляемого с участием UmuCи UmuD-белков как при УФ-, так и при у-облучении, что позволило подтвердить модель (Smith, Walker, 1998), описывающую их роль в координировании процессов репарации и репликации ДНК.

Исследование SOS-индукции в клетках Е. coli при действии у~ излучения и ускоренных тяжелых ионов в широком диапазоне ЛПЭ показало, что эффективность данного процесса зависит от линейной передачи энергии излучения. Она увеличивается в диапазоне ЛПЭ 0.320 кэВ/мкм и снижается с последующим увеличением линейной передачи энергии излучения. Использование аноксического радиосенсибилизатора ТАН позволило показать высокую SOS-индуцирующую способность неэксцизируемых и препятствующих синтезу ДНК повреждений при действии ионизирующих излучений. Это дает основания предполагать, что ответственными за возрастание SOS-ответа при увеличении ЛПЭ частиц могут являться комплексные повреждения ДНК.

Полученные в работе результаты согласуются с данными о характере таких фундаментальных клеточных процессов, как синтез ДНК в УФ-облученных клетках (Doudney, 1973, 1990; Verma et al., 1989; Kogoma, 1997; Michel, 2000) и мутагенез при действии ионизирующих излучений (Kozubek et al., 1994), который у E. coli находится под SOS-контролем. Таким образом, разработанный нами и использованный в.

87 работе метод SOS /mr-тест может быть рекомендован как чувствительный и эффективный метод количественной оценки SOS-индукции в клетках Escherichia coli.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Д. (1976). Эксперименты в молекулярной генетике. Москва, Мир.
  2. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1997a). The recombination hot spot X is a regulatory element that swithes the polarity of DNA degradation by RecBCD enzyme. Genes.Dev., 11, p.571−581.
  3. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1997b). The translocating RecBCD enzyme stimulates recombination by directing RecA protein onto ss DNA in a %-regulated manner. Cell, 90, p.77−86.
  4. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1998). Reconstitution of a SOS response pathway: derepression of transcription in response to DNA breaks. Cell, 95, p.975−979.
  5. R.K. (1954). Segregation of new lysogenic types during growth of a doubly lysogenic strain derived from Escherichia coli K12. Genetics, 39, p.440−452.
  6. Arthur H.M. and Lloyd R.G. (1980). Hyper-recombination in uvrD mutants of Escherichia coli K12. Mol.Gen.Genet., 180, p.185−191.
  7. AsaiT., SommerS., BaloneA. and KogomaT. (1993). Homologous recombination-dependent initiation of DNA replication from DNA damage-inducible origins in Escherichia coli. EMBO J., 12, p.3287−3295.
  8. AsaiT., ImaiM. and KogomaT. (1994a). DNA damage-inducible replication91of the Escherichia coli chromosome is initiated at separate sites within the minimal oriC. J.Mol.Biol., 235, p. 1459−1469.
  9. Asai Т., Bates D.B. and KogomaT. (1994b). DNA replication triggered by double-strand breaks in Escherichia coli: dependence on homologous recombination functions. Cell, 78, p. 1051 -1061.
  10. Asai T. and Kogoma T. (1994). D-loops and R-loops alternative mechanism for initiation of chromosome replication in Escherichia coli. J.Bacteriol., 176, p.1807−1812.
  11. Bates H. and Bridges B.A. (1991). Mutagenic DNA repair in Escherichia coli. XIX. On the roles of RecA protein in ultraviolet light mutagenesis. Biochem., 73, p.485−489.
  12. BergerM. and Cadet J. (1985). Radiation-induced binding of 2,2,6,6-tetramethyl-l, 4-piperidone-N-oxyl to the thymidine in oxigen-free aqueous solutions. Isolation and characterization of the adducts. CanJ.Chem., 63, p.6−14.
  13. Bierne H., Ehrlich S.D. and Michel B. (1991). The replication termination signal TerB of the Escherichia coli chromosome is deletion hotspot. EMBO J, 10, p.2699−2705.
  14. Bierne H. and Michel B. (1994). When replication forks stop. Mol.Microbiol., 13, p. 17−23.
  15. D. (1969). Replication of the bacterial chromosome: location of new initiation sites after irradiation, J.Bacteriol., 97, p. 1169−1175.
  16. Billen D., HellermanG. and CarreiraL. (1972). Gene frequency analysis of chromosomal initiation sites in Bacillus subtilis after ultraviolet light or X-ray exposure. J.Bacteriol., 109, p.379−384.
  17. Billen D. and Cain J. (1973). X-Ray-induced alterations in marker replication pattern in Bacillus subtilis W23. Radiat.Res., 56, p.271−281.
  18. Blanco M. and Pomes L. (1977). Prophage induction in Escherichia coli K12 cells deficient in DNA polimerase I. Mol.Gen.Genet., 154, p.287−292.
  19. Blattner F.R., PlunkettG., BlochC.A., PernaN. T et al. (1997). The complete genome sequence of Escherichia coli K-12. Science, 277, p.1453−1474.
  20. Bonev M.N., Kozubek S. and Krasavin E.A. (1989). The effect of genotype on the induction of prophage lambda in E. coli cells by ionizing radiation of various LET. Radiobiologia, 29, p.30−35.
  21. Breen A.P. and Murphy J.A. (1995) Reactions of oxil radicals with DNA. Free Radic.Biol.Med, 18, p. 1033−1077.
  22. BrenaM., TaveraL.T. and BalcazarM. (1996). SOS induction by low activity a sources: microdosimetric considerations. Int.J.Radiat.Biol., 69, p.219−223.
  23. Bridges B.A. and Brown G.M. (1992). Mutagenic DNA repair in Escherichia coli XXI. A stable SOS-inducing signal persisting after excision repair of ultraviolet damage. Mutat.Res., 270, p.135−144.
  24. Burckhardt S.E., Woodgate R., Scheuermann R.H. and RadmanM. (1988). UmuD mutagenesis protein of Escherichia coli: overproduction, purification, and cleavage by RecA. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p. 18 111 815.
  25. ButtinG. and Wright M. (1968). Enzymatic DNA degradation in Escherichia coli: its relationship to synthetic processes at the chromosome level. Cold Spring Harbor Symp. Quant.Biol., 33, p.259−269.
  26. ChaudryM.A. and WeinfeldM. (1995a). The action of Escherichia coli endonuclease III on multiply damaged sites in DNA. J.Mol.Biol., 249, p.914−922.
  27. Chaudry M.A. and Weinfeld M. (1995b). Induction of double-strand breaks by SI nuclease, mung bean nuclease and nuclease PI in DNA containing abasic sites and nicks. Nucl.Acids.Res., 23, p.3805−3809.
  28. P.K. (1982). Characterization of long path excision repair of DNA in ultraviolet-irradiated Escherichia coli: an inducible function under rec-lex control. Mol.Gen.Genet., 185,189−197.
  29. Courcelle J., Carswell-Crumpton C. and Hanawalt P.C. (1997). RecF and recR are required for the resumption of replication at DNA replication forks in Escherichia coli. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 94, p.3714−3719.
  30. Courcelle J., Crowley D.J. and Hanawalt P.C. (1999). Recovery of DNA replication in UV-irradiated Escherichia coli requires both excision repair and RecF protein function. J.Bacteriol., 181, p.916−922.
  31. CoxM.M. (2000). Recombinational DNA repair in bacteria and the RecA protein. Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology, 63, p.311−365.
  32. Craig N.L. and Roberts J.W. (1980). E. coli recA protein-directed cleavage of phage X repressor requires polynucleotide. Nature, 283, p.26−30.
  33. David-Cordonnier M-H., Laval J. and O’Neill P. (2001). Recognition and kinetics for excision of a base lesion within clustered DNA damage by the Escherichia coli proteins Fpg and Nth. Biochemistry, 40, p.5738−5746.
  34. DempleB. and Harrison L.(1994). Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology. Annu.Rev.Biochem., 63, p.915−948.
  35. Dixon D.A. and Kowalczykowski S.C. (1991). Homologous pairing in vitro stimulated by the recombination hotspot, Chi. Cell, 66, p.361−371.
  36. C.O. (1961). Recovery of deoxiribonucleic acid synthesis in ultraviolet-light-exposed bacteria. Biochem.Biophys.Res.Commun., 5, p.410−414.
  37. C.O. (1973). Chloramphenicol effects on DNA replication in UV-damaged bacteria. Mutat.Res., 17, p. 1 -12.
  38. C.O. (1990). DNA-replication recovery inhibition and subsequent reinitiation in UV-radiation-damaged E. coli: a strategy for survival.94
  39. MutatRes., 243, p. 179−186.
  40. Dunderdale H.J. and West S. (1994). Recombination genes and proteins. Curr. O pin.Gen.Develop., 4, p.221−228.
  41. Dunderdale H.J., Benson F.E., Parsons C.A. et al. (1991). Formation and resolution of recombination intermediates by RecA and RuvC proteins. Nature, 354, p.506−510.
  42. Elledge S.J. and Walker G.C. (1983) Proteins required for ultraviolet light and chemical mutagenesis. Identification of the products of the umuC locus of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 164, p.75−192.
  43. Fangman W.L. and Russel I.M. (1971). X-irradiation sensitivity in Escherichia coli defective in DNA replication. Mol.Gen.Genet., 110, p.323−347.
  44. Franklin W.A. and Haseltine W.A. (1986). The role of the (6−4) photoproduct in ultraviolet light-induced transition mutation in E.coli. Mutat.Res., 165, p. l-7.
  45. FreyJ., GhersaP., PalaciosP.G. and BeletM. (1986). Physical and genetic analysis of the ColD plasmid. J.Bacteriol., 166, p. 15−19.
  46. Harrison L., HatahetZ., PurmalA.A. and Wallace S.S. (1998). Multiply damaged sites in DNA: interactions with Escherichia coli endonucleases III and VIII. Nucl. Acids Res., 26, p.932−941.
  47. HarrisonL., HatahetZ. and Wallace S.S. (1999). In vitro repair of synthetic ionizing radiation-induced multiply damaged DNA sites. J.Mol.Biol., 290, p.667−684.
  48. HauserJ., LevineA.S., EnnisD.G., ChumakovK. and Woodgate R. (1992). The enhanced mutagenic potential of the MucAB proteins correlates with the highly efficient processing of the MucA protein. J.Bacteriol., 174, p.6844−6851.
  49. HegdeS., Sandler S.J., Clark A.J. and Madiraju M.V.V.S. (1995). RecO and RecR mutations delay induction of the SOS response in Escherichia coli. Mol.Gen.Genet., 246, p.254−258.
  50. Hewitt R. and Billen D. (1965). Reorientation of chromosome replication after exposure to ultraviolet light of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 13, p.40−54.
  51. Higashitani N., Higashitani A., Roth A. and Horiuchi K. (1992). SOS induction in Escherichia coli by infection with mutant filamentous phage that is defective in initiation of complementary-strand DNA synthesis. J.Bacteriol., 174, p. 1612−1618.
  52. Hohman W.F., Palcic B. And Skarsgard L.D. (1976). The effect of nitroimidazole and nitroxil radiosensitizers on the post-irradiation synthesis of DNA. Int.J.Radiat.Biol., 30, p.247−261.
  53. Jenek J., Quillardet P. and HoffhungM. (1985). Effect of a umuC mutation on phage X induction. Mol.Gen.Genet., 201, p. 158−160.
  54. JonsonR.C. and Mc. Neill W.F. (1978). Electron microscopy of UV-induced post replication repair daughter strand gaps. In: DNA repair mechanisms. Academic Press, New York. P.C.Hanawalt, E.C.Freidberg and C.F.Fox (eds), p. 95−99.
  55. JonczykP. and Nowicka A. (1996). Specific in vivo protein-protein interaction between Escherichia coli SOS mutagenesis protein. J.Bacteriol., 178, p.2580−2585.
  56. JonczykP. and CieslaZ. (1979). DNA synthesis in UV-irradiated Escherichia coli K-12 strains carrying dnaA mutations. Mol.Gen.Genet., 171, p.53−58.
  57. Kato T. and ShinouraY. (1977). Isolation and characterization of mutants of Escherichia coli deficient in induction of mutations by ultraviolet light. Mol.Gen.Genet, 156, p.121−131.
  58. KogomaT. and LarkK.G. (1970). DNA replication in Escherichia coli: replication in absence of protein synthesis after replication inhibition. J.Mol.Biol, 52, p.143−164.
  59. Kogoma T. and Lark K.G. (1975). Characterization of the replication of E. coli DNA in the absence of protein synthesis: stable DNA replication. J.Mol.Biol, 94, p.243−256.
  60. KogomaT, TorryT.A. and ConnaughtonM.J. (1979). Induction of UV resistant DNA replication in E. coli: induced stable DNA replication as an SOS function. Mol.Gen.Genet, 176, p. 1−9.
  61. KogomaT. (1997). Stable DNA replication: interplay between DNA replication, homologous recombination, and transcription. Microbiol.Mol.Biol.Rev, 61, p.212−238.
  62. Koudela K, RyznarL, Kozubek S. and SlotovaJ. (1992). Induction of SOS repair by ionizing radiation. Results from experiments at accelerators. Radiat.Environ.Biophys, 31, p.343−348.
  63. Kozubek S, Krasavin E. A, Soskal, Drasil V. et al. (1989). Induction of the SOS response in Escherichia coli by heavy ions. Mutat. Res, 215, p.49−53.
  64. Kozubek S, RyznarL and HorneckG. (1994). Mutation induction by accelerated heavy ions in bacteria. Mutat. Res, 309, p. 17−28.
  65. Kowalczykowski S.C., Dixon D.A., Eggleston A.K., Lauder S. D, and Rehrauer W.M. (1994). Biochemistry of homologous recombination in Escherichia coli. Microbiol.Rev., 58, p.401−465.
  66. Kuemmerly N.B. and Masker W.E. (1980). Effect of uvrD mutation on excision repair. J.Bacteriol., 142, p.535−546.
  67. A. (1993). RuvA, RuvB and RuvC proteins: cleaning-up after recombination repairs in E.coli. Bioassays, 15, p.355−358.
  68. MageeT.R. and KogomaT. (1990). Requirement of RecBC enzyme and an elevated level of activated RecA for induced stable DNA replication in Escherichia coli. J.Bacteriol., 172, p. 1834−1839.
  69. Magee T.R., Asai Т., Malka D. and Kogoma T. (1992). DNA damage-inducible origins of DNA replication in Escherichia coli. EMBO J., 11, p.4219−4225.
  70. Mandal T.N., Mahdi A.A., Sharpies G.J. and Lloyd R.G. (1993). Resolution of Holliday intermediates in recombination and DNA repair indirect supression of ruvA, ruvB and ruvC mutations. J.Bacteriol., 175, p.4325−4334.
  71. MarcovichH. and LatargetR. (1958). Radiobiological aspects of the induction of lysogenic bacteria to produce phage with X-ray, gamma ray and ultraviolet radiations. Adv. in Biol.Med.Physics, 6, p.75−94.
  72. Marsh L. and Walker G.C. (1985). Cold sensitivity induced by overproduction ofUmuDC in Escherichia coli. J.Bacteriol., 162, p.155−161.
  73. Masai H., Asai Т., Kubota Y., Arai K. and Kogoma T. (1994). Escherichia coli PriA protein is essential for inducible and constitutive stable DNA replication. EMBO J., 13, p.5338−5345.
  74. MichalikV. (1991). Model of DNA damage induced by radiations of various qualities. Int.J.Radiat.Biol., 62, p.9−20.
  75. Michel В., Ehrlich S.D. and UzestM. (1997). DNA double-strand breaks caused by replication arrest. EMBO J., 16, p.430−438.
  76. B. (2000). Replication fork arrest and DNA recombination. TIBS, 25, p.173−178.
  77. Min J., Lee C.W., Moon S.H., LaRossa R.A. and Gu M.B. (2000). Detection of radiation effects using recombinant bioluminescent Escherichia coli strains. Radiat.Environ.Biophys., 39, p.41−45.
  78. NacamuraS., OdaY., ShimadaT., Oki I and Sugimoto K. (1987). SOS-inducing activity of chemical carcinogenes and mutagenes in Salmonella tiphimurium TA1535/pSK1002: examination with 151 chemicals. Mutat.Res., 192, p. 239−246.
  79. Nakken K.F. and Brustad T. (1974). Studies on the mechanism of interaction of the radiosensitizing agent TAN with radiation-induced DNA and deoxyribonucleotide-radicals. Advances in chemical radiosensitization, Vienna, IAEA, p.37−53.
  80. Nohmi Т., Battista J.R., Dodson L.A. and Walker G.C. (1988). RecA-mediated cleavage activates UmuD for mutagenesis: mechanistic relationship between transcriptional derepression and posttransletional activation. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p. l816−1820.
  81. Nunoshiba T. and Nishioka H. (1991). Rec-lac test for detecting SOS-inducing activity of environmental genotoxic substances. Mutat.Res., 254, p.71−77.
  82. Opperman Т., Murli S and Walker G.C. (1996). The genetic requirements for UmuDC-mediated cold sensitivity are distinct from those for SOS mutagenesis. J.Bacteriol., 178, p.4400−4411.
  83. Opperman Т., Murli S., Smith B.T. and Walker G.C. (1999). A model for a wmwDC-dependent prokaryotic DNA damage checkpoint. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 96, p.9218−9223.
  84. Parson C.A., Tsaneva I., Lloyd R.G. and West S.C. (1992). Interaction of Escherichia coli RuvA and RuvB proteins with synthetic Holliday junctions. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 89, p.5452−5456.
  85. Ptitsyn L.R., Horneck G., Komova O.V., Kozubek S., Krasavin E.A., Bonev M. and RettbergP. (1997). A biosensor for environmental genotoxin screening based on an SOS/юс assay in recombinant Escherichia coli cells. Appl.Environ.Microbiol., 63, p.4377−4384.
  86. Quillardet P., HuismanO., D’AriR. and Hofnung M. (1982). SOS-chromotest, a direct assay of induction of an SOS function in Escherichia coli K12 tomeasure genotoxicity. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 79, p. 5971−5975.
  87. Quillardet P. and HofnungM. (1984). Induction by UV light of the function sfiA in Escherichia coli strains deficient or proficient in excision repair. J.Bacteriol., 157, p.35−38.
  88. Quillardet P., FrelatG., Nguyen V.D. and HofiiungM. (1989). Detection of ionizing radiation with the SOS chromotest, a bacterial short-term test for genotoxic agents. Mutat. Res., 216, p.251−257.
  89. Quillardet P. and HofiiungM. (1993). The SOS chromotest: a review. MutatRes., 297, p.235−279.
  90. Roberts J.W., Phizicky E.M., Burbee C.W., Roberts C.W. and MoreauP.L. (1982). A brief consideration of the SOS inducing signal. Biochemie, 64, p.805−807.
  91. Robu M.E., Inman R.B., Cox M.M. (2001). RecA protein promotes the regression of stalled replication forks in vitro. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 98, p. 8211−8218.
  92. Roots R., HolleyW., Chatterjee A., IrizaryM. and Kraft G. (1990). The formation of strand breaks in DNA after high-LET irradiation: a comparison of data from in vitro and cellular systems. Int.J.Radiat.Biol., 58, p.55−69.
  93. Rothman R.H., Margossian L.J. and Clare A.J. (1979). W-reactivation of phage lambda in recF, recL, uvrA and uvrB mutants of E. coli K-12.
  94. Mol.Gen.Genet., 169, p.279−287.
  95. Rothstein R., Michel B. and Gangloff S. (2000). Replication fork pausing and recombination or «gimme a break». Gen.Develop., 14, p. 1−10.
  96. Ruiz-Rubio M., Woodgate R., Bridges B.A., Herrera G. and Blanco M. (1986). New role for photoreversible pyrimidine dimers in induction of prototrophic mutations in excision-deficient Escherichia coli by UV light. J.Bacteriol., 166, p. l 141−1143.
  97. Rupp W.D. and Howard-Flanders P.(1968). Discontinuities in DNA synthesized in an excision-defective strain of Escherichia coli following ultraviolet irradiation. J.Mol.Biol., 31, p.291−304.
  98. A. (1996). DNA excision repair. Annu.Rev.Biochem., 65, p.43−81.
  99. SassanfarM. and Roberts J.W. (1990). Nature of the SOS-inducing signal in Escherichia coli: The involvement of DNA replication. J.Mol.Biol., 212, p.79−96.
  100. ScovK.A., PalcicB. and Skarsgard L.D. (1980). Lesions in DNA of hypoxic mammalian cells irradiated in the presence of TAN. Int.J.Radiat.biol., 37, p.529−536.
  101. Seigneur M., Ehrlich S.D. and Michel B. (2000). RuvABN-dependent double-strand breaks in dnaBts mutants require RecA. Mol.Microbiol., 38, p.565−574.
  102. Seigneur M., Bidnenco V., Ehrlich S.D. and Michel B. (1998). RuvAB acts at arrested replication forks. Cell, 95, p.419−430.
  103. SharmaB. and HillT.M. (1995). Insertion of inverted Ter sites into the terminus region of the Escherichia coli chromosome delays completion of DNA replication and disrupts the cell cycle. Mol.Microbiol., 18, p.45−61.
  104. ShinagawaH., IwasakiH., KatoT. and NakataA. (1988). RecA protein-dependent cleavage of UmuD protein and SOS mutagenesis. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p.1806−1810.
  105. K.C. (1969). DNA synthesis in sensitive and resistant mutants of102
  106. Escherichia coli after ultraviolet irradiation. Mutat. Res., 8, 481−495.
  107. Smith B.T. and Walker G.C. (1998). Mutagenesis and more: umuDC and the Escherichia coli SOS response. Genetics, 148, p. l599−1610.
  108. SommerS., Boudsocq F., DevoretR. and Bailone A. (1998). Specific RecA aminoacid changes affect RecA-UmuD'C interaction. Mol.Microbiol., 28, p.281−291.
  109. Taki K. and Horiuchi T. (1999). The SOS response is induced by replication fork blockage at Ter site located on a pUS-derived plasmid: dependence on the distance between ori and Ter sites. Mol.Gen.Genet., 262, p.302−309.
  110. TangM., Bruckl., EritjaR. et al., (1998). Biochemical basis of SOS-induced mutagenesis in Escherichia coli: reconstitution of in vitro lesion bypass dependent on the UmuD'2C mutagenic complex and RecA protein. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 95, p.9755−9760.
  111. TangM., ShenX., Frank E.G. et al. (1999). UmuD'2C is an error-prone DNA polymerase, Escherichia coli pol V. Biochem., 96, p.8919−8924.
  112. Taylor A.F. and Smith G.R. (1985). Substrate specificity of the DNA unwinding activity of the RecBCD enzyme of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 185, p.431−443.
  113. Uzert M., Ehrlich S.D. and Michel B. (1995). Lethality of reprecB and reprecC double mutants of Escherichia coli. J.Bacteriol., 17, p. l 177−1188.
  114. VermaM., MoffartK.G. and Egan J.B.(1989). UV irradiation inhibits initiation of DNA replication from oriC in Escherichia coli. Mol.Gen.Genet., 216. p.446−454.
  115. G.C. (1984). Mutagenesis and inducible responses to deoxyribonucleic acid damage in Escherichia coli. Microbiol.Rev., 48, p.60−93.
  116. G.C. (1995). SOS-regulated proteins in translesion DNA synthesis and mutagenesis. TIBS, 20, p.416−420.
  117. J.F. (1988). DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: identities, mechanisms of formation and reparability. Progress in103nucleic acid research and molecular biology, 35, p.95−125.
  118. Washburn B.K. and Kushner S.R. (1991). Construction and analysis of deletions in the structural gene (uvrD) for DNA helicase II of Escherichia coli. J. Bacteriol, 178, p.2569−2575.
  119. WechslerJ.A. and Gross J. (1971). Escherichia coli mutants temperature-sensitive for DNA synthesis. Mol.Gen.Genet, 113, p.273−284.
  120. West S. C, Powell K.A. and Emmerson P. (1975). RecA-dependent inactivation of the lambda phage in Escherichia coli lysogens by y-radiation and by tif expression. Mol.Gen.Genet, 141, p. 1−8.
  121. Whitby M. C, Bolt E. L, Chan S.N. and Lloyd R.G. (1996). Interaction between RuvA and RuvC at Holliday Junctions: inhibition of junction cleavage and formation of RuvA-RuvC-DNA complex. J.Mol.Biol, 264, p.878−890.
  122. Whitby M. C, Ryder L. and Lloyd R.G. (1993). Reverse branch migration of Holliday junctions by RecG protein: a new mechanism for resolution of intermediates in recombination and DNA repair. Cell, 75, p.341−350.
  123. Whitby M.C. and Lloyd RG. (1995). Altered SOS induction associated with mutations in recF, recQ and recR. Mol.Gen.Genet, 246, p. 174−179.
  124. WitkinE.M. (1967). The radiation sensitivity of Escherichia coli В: A hypothesis relating filament formation and prophage induction. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 57, p.1275−1279.
  125. WitkinE.M. (1976). Ultraviolet mutagenesis and inducible DNA repair in Escherichia coli. Bacteriol. Rev, 40, p.869−907.
  126. WoodRD. (1985). Pyrimidine dimers are not the principal pre-mutagenic lesions induced in lambda phage DNA by ultraviolet light. J.Mol.Biol, 184, p.577−585.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!