Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Молекулярная детекция и разнообразие Crenarchaeota в наземных горячих источниках

Диссертация: Молекулярная детекция и разнообразие Crenarchaeota в наземных горячих источниках
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Практическая значимость. Предложен простой, надежный и чувствительный метод обнаружения архей Crenarchaeota, основанный на ПЦР амплификации генов 16S рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных праймеров. Также предложен надежный и чувствительный метод детекции кренархеот рода Desulfurococcus, основанный на ДНК-ДНК гибридизации на мембранах с олигонуклеотидными зондами. Методыспешно… Читать ещё >

Молекулярная детекция и разнообразие Crenarchaeota в наземных горячих источниках (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Археи филума Crenarchaeota представляют одну из наиболее глубоких филогенетических ветвей прокариот. С момента пионерских исследований Т. Брока (Brock, 1986) в Йеллоустонском Национальном парке в 70-х гг. и последующих работ В. Циллига и К. Штеттера (Zillig et al., 1982; Stetter, 1996) до середины 90-х гг. XX века все представители этого филума формировали небольшую гомогенную группу, представленную гипертермофилами с серным метаболизмом, обитающими только в зонах вулканической активности. В течение последних двух десятилетий в связи с развитием новых молекулярно-биологических подходов, позволяющих детектировать микроорганизмы в природных экосистемах без предварительного культивирования, огромное количество «филотипов» Crenarchaeota было найдено как в «холодных» местообитаниях, так и в морских и наземных гидротермах. В связи с таким широким распространением в природных экосистемах представители Crenarchaeota могут вносить значительный вклад в глобальные энергетические циклы (Schleper et al., 2005). Однако физиологические свойства и метаболизм новых линий Crenarchaeota остаются неясными, так как лишь единичные виды удается выделить в чистую культуру или хотя бы получить стабильный рост в лабораторных условиях.

Большой интерес к термофильным прокариотам, и, в частности, к термофильным Crenarchaeota как к представителям наиболее древних филогенетических линий, связан с теориями о происхождении жизни на Земле и с исследованиями механизмов приспособления к существованию при высоких температурах. Фундаментально-научный интерес к уникальным по стабильности биополимерам термофильных прокариот сопровождается интенсивным изучением возможности их практического применения в различных областях биотехнологии и индустрии.

В связи с этим изучение распространения и биоразнообразия термофильных Crenarchaeota, а также поиск новых культивируемых представителей этой группы, представляет научный и практический интерес.

Цели и задачи исследования. Целью настоящей работы была молекулярная детекция и идентификация представителей филума Crenarchaeota с помощью олигонуклетидных праймеров и зондов, специфичных к генам 16Б рРНК, а также выделение и характеристика новых представителей Сгепагскаео1а. Основные задачи исследования состояли в следующем:

1. Разработка методов молекулярной детекции представителей филума Сгепагскаео1а.

2. Проведение детекции представителей Сгепагскаео1а в накопительных культурах и природных образцах.

3. Мониторинг накопительных культур Crenarchaeota.

4. Выделение в чистую культуру новых термофильных представителей Сгепагскаео1а,.

5. Феноттщическая и филогенетическая характеристика новых изолятов. Научная новизна и значимость работы. Разработаны олигонуклеотидные праймеры для детекции представителей архей филума Сгепагскаео1а и зонды для детекции представителей рода ВеБгй/игососсш. Высокая специфичность праймеров позволяет делать выводы о наличии представителей Сгепагскаеога в накопительных культурах и природных образцах непосредственно по результатам ПЦР-амплификации. С использованием разработанных подходов изучен состав СгепагсНаео1а, населяющих горячие источники полуострова Камчатка, Байкальского региона, о. Кунашир и Исландии. В числе детектированных организмов были близкие как к культивируемым представителям филума Crenarchaeota порядков ОеБи^игососсаШ, Ткегторго1еа1е8, 8иЦо1оЪаеБ, так и к некультивируемым Сгепагскаео1а. Предлагаемый нами метод молекулярно-биологической детекции гипертермофильных архей рода ОеБШ/июсоссш позволил провести быстрый и достоверный скрининг этих организмов в культурах и природных образцах. На основании совокупности физиологических и филогенетических признаков описан новый вид Desulfurococcus fermentans и дана его полная фенотипическая характеристика. Применение комбинации молекулярно-биологических и культуральных методов позволило культивировать и дать первичную фенотипическую характеристику «Fervidococcus fontis» -представителя новой филогенетической ветви Crenarchaeota, ранее включавшей лишь некультивируемые организмы. Полученные результаты расширяют представления о биоразнообразии термофильных представителей филума Crenarchaeota. Новые организмы могут являться источниками новых ферментов для различных областей биотехнологии.

Практическая значимость. Предложен простой, надежный и чувствительный метод обнаружения архей Crenarchaeota, основанный на ПЦР амплификации генов 16S рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных праймеров. Также предложен надежный и чувствительный метод детекции кренархеот рода Desulfurococcus, основанный на ДНК-ДНК гибридизации на мембранах с олигонуклеотидными зондами. Методыспешно применены для детекции и идентификации чистых культур микроорганизмов, детекции Crenarchaeota и, в частности, рода Desulfurococcus в природных образцах и накопительных культурах.

Расширено представление о составе микробных сообществ, участвующих в процессе анаэробного разложения биополимеров в вулканических местообитаниях.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на международных конференциях: «IVth International Congress on Extremophiles», 2002; «1st FEMS Congress of European Microbiologists», 2003; «International Congress on Thermophiles», 2003; «Vth International Congress on Extremophiles», 2004; «International conference «Archaea», 2005; «International workshop «Biodiversity, molecular biology and biogeochemistry of thermophiles», 2005; «2nd FEMS Congress of European Microbiologists», 2006; «International Congress on Thermophiles», 2007; а также на XV международной молодежной зимней школе-конференции, 2003.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 печатных работ: 2 экспериментальные статьи, 9 тезисов конференций, 2 статьи находятся в печати.

Объем и структура диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, содержащей методы и результаты исследования с обсуждением, заключения, выводов и списка литературы, который содержит 207 наименований работ. Материалы диссертации изложены на 171 странице машинописного текста и включают 21 рисунок и 12 таблиц.

134 ВЫВОДЫ.

1. Разработан метод обнаружения архей филума Crenarchaeota, основанный на ПЦР-амплификации генов 16S рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных праймеров.

2. Разработан метод идентификации архей рода Desulfurococcus, основанный на ДНК-ДНК гибридизации на мембранах с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных зондов.

3. Описан новый вид Desulfurococcus fermentans sp. nov. и изменен диагноз рода Desulfurococcus.

4. Установлено, что в источниках с температурами 55−75°С присутствуют представители глубоких филогенетических ветвей филума Crenarchaeota. Культивируемые умеренно-термофильные Crenarchaeota являются анаэробными органотрофами, использующими сложные полимерные субстраты.

5. Путем сочетания молекулярно-биологических подходов и методов культивирования, выделен представитель нового рода и вида lFervidococcus fontis' gen. nov., sp. nov., относящийся к глубокой филогенетической ветви, до сих пор представленной лишь некультивируемыми организмами. Организмы группы lFervidococcus' широко распространены в вулканических местообитаниях с умеренными температурами, где участвуют в деструкции органического вещества в анаэробных условиях.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В течение многих лет горячие источники Камчатки, Байкальского региона, Курильских островов и Исландии были источником выделения термофильных микроорганизмов. В разные годы из гидротерм Камчатки и о. Кунашир сотрудниками ИНМИ РАН были выделены органотрофные анаэробные представители Сгепагскаео1а ОеяЫ/игососсш атуЫуИсиБ (Бонч-Осмоловская и др., 1988), Ткегтор^еш иготетк (ВопсЬ-Озшо1оузкауа е! а1., 1990), АЫсШоЬш асеИсш (Ргок^еуа е! а1., 2000). В последние годы молекулярно-биологических подходы к исследованию микробного разнообразия были применены и к микробным сообществам гидротерм. Довольно подробно было изучено биоразнообразие наземных и подземных гидротерм Исландии (МагТетзБОп еХ а1., 2001; Ку1з1 е! а1., 200?). Однако молекулярно-биологические данные, характеризующие микробное разнообразие в горячих источниках Камчатки, Байкальского региона и о. Кунашир отсутствовали.

В ходе нашей работы были разработаны новые способы детекции гипертермофильных архей филума Сгепагскаео1а и представителей рода ОейиЩгососсш, которые позволили нам обнаружить эти микроорганизмы в различных природных местообитаниях. Так, с помощью ПЦР с Сгепагскаео1а-специфичными праймерами нам удалось показать, что представители Сгепагскаео1а широко распространены в гидротермах Камчатки, Байкальского региона, Курильских островов, и подтвердить эти данные для гидротерм Исландии. Кроме того, в горячих источниках Камчатки, Исландии и Байкальского региона были детектированы представители глубоких филогенетических ветвей Сгепагскаео1а, присутствие которых приурочено к источникам с температурными характеристиками (57−75°С) слишком низкими для большинства анаэробных гипертермофильных культивируемых Сгепагскаео1а.

С помощью нового способа детекции представителей рода Оеяи1/игососсш нам удалось идентифицировать четыре новых штамма этого рода, выделенные из наземных гидротерм Камчатки и о. Кунашир, которые были отнесены нами к виду D. amylolyticus. Также с помощью нового молекулярно-биологического подхода нами были обнаружены представители этого рода непосредственно в наземных гидротермах Камчатки и прибрежной морской гидротерме о. Кунашир. Эти данные подтверждают сведения о широком распространении органотрофных гипертермофильных архей с кокковидными клетками в наземных гидротермах Дальнего Востока России (Бонч-Осмоловская, Светличный, 1988; Бонч-Осмоловская, Заварзин, 1989). Кроме того, нами был описан новый вид Desulfurococcus fermentans, который оказался способен к росту на ряде полимерных субстратов, таких как целлюлоза и пектин. При этом способность к росту на целлюлозе является уникальным свойством нового организма, т.к. среди гипертермофильных архей не было ранее обнаружено организмов, растущих на целлюлозных субстратах (Sunna, 1997). Таким образом, оказалось, что в род Desulfurococcus, исходно описанный как включающий гипертермофильных архей с серным дыханием, использующих пептиды (Zillig et al., 1982), входят также вид (ы), не нуждающиеся в сере и использующие широкий круг полисахаридов.

Нами был выделен в чистую культуру новый организм «Fervidococcus fontis», филогенетически удаленный от ближайших культивируемых представителей порядка Desulfurococcales (уровень сходства 87−89%), который также оказался органотрофом, способным к росту при температурах значительно ниже нижнего температурного предела роста ранее известных гипертермофильных Crenarchaeota. Эти данные, как и результаты наших исследований природных сообществ горячих источников, говорят о том, что многие «некультивируемые» Crenarchaeota относятся к новой группе «умеренных термофилов» .

Комбинация методов культивирования с новыми молекулярно-биологическими подходами в приложении к пробам и накопительным культурам из горячего источника Уринской группы (Байкальский регион) позволила дать первичную фенотипическую характеристику организма, являющегося представителем глубокой филогенетической ветви «некультивируемых» СгепагсИаео1а, ранее представленную клоном рЛЧ1 из к*.

Иеллоустонского Национального Парка, также оказавшегося умеренным термофилом и органотрофом.

Таким образом, наши данные свидетельствуют о том, что представители новой группы умеренно-термофильных СгепагсИаео1а являются органотрофами, участвующими в анаэробной деструкции органического вещества в гидротермах.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Е.А., Суриков С. Н. Гидротермы Земли. Д.: Недра, 1989.
  2. Бонч-Осмоловская Е.А., Светличный В. А. 1988. Экстремально-термофильные сероредуцирующие архебактерии // Архебактерии. Сборник научных трудов. Пущино. С. 50−60.
  3. Бонч-Осмоловская Е.А., Заварзин Г. А. 1989. Термофильные бактерии, восстанавливающие серу, и формирование ими геохимического барьера. Кальдерные микроорганизмы. М.: Наука. С. 98.
  4. А.В., Намсараев З. Б., Калашникова О. М., Бархутова Д. Д., Намсараев Б. Б., Горленко В. М. 2006. Биогеохимические процессы в альгобактериальных матах щелочного термального Уринского источника //Микробиология 75(5): 702−712.
  5. Ф. Методы общей бактериологии. М.: Наука. 1984.
  6. Г. А. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 1984.
  7. Г. А., Карпов Г. А. Деятельность микроорганизмов в кальдерах. Кальдерные микроорганизмы. М.: Наука. 1989. С. 3−29.
  8. Г. А. В кальдере вулкана. М.: Наука. 1980.
  9. Г. А. Узон земля заповедная. М.: Логата. 1998. 64 с.
  10. Н.В., Якушова А. Ф. Основы геологии. М. Высшая школа. 1991.420 стр.
  11. Р., Шеффилд В., Кокс Д. Обнаружение единичных нуклеотидных замен в ДНК: расщепление РНКазой и денатурирующий градиентный гель-электрофорез. Анализ генома: Методы. М.: Мир, 1990.- С. 123−175.
  12. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование: методы генетической инженерии. Пер. с англ. М.: Мир, 1984.
  13. Е.Е., 1999. Рифтогенез и его роль в развитии Земли // Соросовский образовательный журнал 8: 60−70.
  14. З.Б., Горленко В. М., Намсараев Б. Б., Бархутова Д. Д. 2006. Микробные сообщества щелочных гидротерм. Новосибирск. Издательство сибирского отделения РАН.
  15. В. 1988. В краю горячих источников. Дальневосточное книжное издательство, Камчатское отделение.
  16. А.В., Бонч-Осмоловская Е.А. 1994. Рост и образование продуктов метаболизма экстремально-термофильными археями рода Desulfurococcus в присутствии и в отсутствие элементной серы // Микробиология 63: 981−985.
  17. Г. Б., Слободкин А. И., Турова Т. П., Кострикина Н. А., Бонч-Осмоловская Е.А. 2004. Обнаружение культивируемой гипертермофильной археи рода Sulfophobococcus в метантенке, работающем в термофильном режиме // Микробиология 73: 716−720.
  18. А.И. 2004. Высший уровень деления в классификации организмов. Архебактерии, эубактерии и эукариоты // Журнал общей биологии 65:99−115.
  19. Т., Mevarech М. 2005. Archaeal genetics the third way // Nat. Rev. Gen. 6: 58−73.
  20. R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. 1995. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiological Reviews 59: 143−169.
  21. R., Ludwig W. 2000. Ribosomal RNA targeted nucleic acid probes for studies in microbial ecology // FEMS Microbiology Review 24: 555−565.
  22. S., Ishida H., Kosugi Y., Ishikawa K. 2002. Hyperthermostable endoglucanase from Pyrococcus horikoshii // Applied and Environmental Microbiology 68:430−433.
  23. A., Dziedzic J.M. 1987. Optical trapping and manipulation of viruses and bacteria // Science 235: 1517−1520.-
  24. Barbier G., Godfroy A., Meunier J.-R., Querellou J., Cambon M.-A., Lesongeur F., Grimont P. A. D. & Raguenes G. 1999. Pyrococcus glycovorans sp. nov., a hyperthermophilic archaeon isolated from the East Pacific Rise // Int J Syst Bacterid 49:1829−1837.
  25. Barns S.M., Fundyga R.E., Jeffries M.W., and Pace N.R. 1994. Remarkable archaeal diversity detected in a Yellowstone National Park hot spring environment // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 91:1609−1613.
  26. Barns, S., Delwiche, C., Palmer, J.D. and Pace, N. 1996. Perspectives on archaeal diversity, thermophily and monophyly from environmental rRNA sequences // Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America 93: 9188−9193.
  27. H.A., Taylor N.M., Lubbers B.R., Pemberton A.C. 2005. DNA extraction from low-biomass carbonate rock: An improved method with reduced contamination and the low-biomass contaminant database // Journal of Microbiological Methods 66(1): 21−31.
  28. M. W., Driskill L. E., Callen W., Snead M. A., Mathur E. J., Kelly R. M. 1999. An endoglucanase, EglA, from the hyperthermophilic archaeon
  29. Pyrococcus furiosus hydrolyzes ?-1,4 bonds in mixed-linkage (1—>3), (1—>4)-?-D-glucans and cellulose I IJ Bacteriol 181:284−290.
  30. S.B., Donohue T.J., Handelsman J., Roberts G.P., Goodman R.M. 1997. Molecular phylogeny of archaea from soil // Proceeding of the national Academy of Sciences of the United states of America 94:277−282.
  31. Blochl E., Burggraf S., Fiala G., Lauere G., Huber G., Huber R., Rachel R., Segerer A., Stetter K.O. and Volkl P. 1995. Isolation, taxonomy and phylogeny of hyperthermophilic microorganisms // World Journal of Microbiology & Biotechnology 11: 9−16.
  32. Blochl E., Rachel R., Burggraf S., Hafenbradl D., Jannasch H. W., and Stetter. K. O. 1997. Pyrolobus fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of Archaea, extending the upper temperature limit for life to 113 °C // Extremophiles 1:14−21.
  33. Bonch-Osmolovskaya E.A. 2004. Studies of thermophilic microorganisms at the Institute of Microbiology, Russian Academy of Sciences // Microbiology 73: 551−564. Translated from Mikrobiologiya 73: 644−658.
  34. Boom R., Sol C.J.A., Salimans M.M.M., Jansen C.L., Wertheim-van Dillen P.M.E., van der Noordaa J. 1990. Rapid and simple method for purification of nucleic acids // Journal of Clinical Microbiology 28(3): 495−503.
  35. T.D. 1986.Thermophiles: General, molecular and applied microbiology // By John Willey & Sons, Inc. USA.
  36. D.H., Graber J.R., Schmidt T.M. 1998. Phylogenese analysis of nonthermophilic members of the kingdom Crenarchaeota and their diversity and abundance in soils // Applied and Environmental Microbiology 64:43 334 339.
  37. S., Huber H., & Stetter K.O. 1997. Reclassification of the crenarchaeal orders and families in accordance with 16S rRNA sequence data // Int. J. Syst. Bacteriol. 47: 657−660.
  38. Burns B.P., Goh F., Allen M., Neilan B.A. 2004. Microbial diversity of extant stromatolites in the hypersaline marine environment of Shark Bay, Australia // Environmental Microbiology 6: 1096−1101.
  39. Chandler D.L., Stults J.R., Cebula S. et al. 2000. Affinity purification of DNA and RNA from environmental samples with peptide nucleic acid clamps // Applied Environmental Microbiology 66(8): 3438−3445.
  40. Chapelle, F.H., O’Neill, K., Bradley, P.M., Methe, B.A., Ciufo, S.A., Knobel, L.L., Lovley, D.R. 2002. A hydrogen-based subsurface microbial community dominated by methanogens // Nature 415:312−315.
  41. S.T., Girons I.S. 1994. Bacterial genomics // FEMS Microbial Reviews 14: 139−160.
  42. F. 1988. Multiple sequence alignment with hierarchical clustering // Nucl. Acids. Res. 16(22): 10 881−10 890.
  43. Dawson S.C., DeLong E.F., Pace N.R. 2006. Phylogenetic and Ecological Perspectives on Uncultured Crenarchaeota and Korarchaeota U The Prokaryotes. V.3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes. Springer New York.
  44. S.N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S., Liesack W. 2006. Phylogenetic analysis and in situ identification of Bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog // Applied and Environmental Microbiology 72(3): 2110−2117.
  45. Degrange V. and Bardin R. 1995. Detection and counting of Nitrobacter population in soil by PCR // Applied and Environmental Microbiology 61(6): 2093−2098.
  46. DeLong, E. F., G. S. Wickham, and N. R. Pace. 1989. Phylogenetic stains: ribosomal RNA-based probes for the identification of single cells // Science 243: 1360−1363.
  47. DeLong, E.F. 1992. Archaea in coastal marine environments // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 89: 56 855 689.
  48. E.M., Riggio M.P., Macpherson L. 2005. A novel species-specific PCR assay for identifying Lactobacillus fermentum II Journal of Medical Microbiology 54:299−303.
  49. V., Rainey F.A., Stackebrandt E. 1995. Effect of genome size and rrn gene copy number on PCR amplification of 16S rRNA genes from a mixture of bacterial species // Applied Environmental Microbiology 61:2798−2801.
  50. Fiala, G., Stetter, K. 0.1986. Pyrococcus furiosus sp. nov. represents a novel genus of extremely thermophilic submarine heterotrophic archaeobacteria growing optimally at 100 °C // Systematic and Applied Microbiology 8:106— 113.
  51. S.G., Lerman L.S. 1979. Length-independent separation of DNA restriction fragments in two-dimensional gel electrophoresis// Cell 16:191 200.
  52. P. 1996. A hot topic: the origin of hyperthermophiles // Cell 85: 789 792.
  53. Fox G.E., Magrum L.J., Balch W.E., Wolfe R.S., Woese C.R. 1977. Classification of methanogenic bacteria by 16S ribosomal RNAcharacterization // Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America 74:4537−4541.
  54. Fuchs, T., Huber, H., Teiner, K., Burggraf, S., Stetter, K. O. 1995. Metallosphaeraprunae sp. nov., a novel metal-mobilizing, thermoacidophilic Archaeum, isolated from a uranium mine in Germany I I Systemataic Applied Microbiology 18, 560−566.
  55. Fuhrman J.A., McCallum K., Davis, A.A. 1992. Novel major archaebacterial group from marine plankton // Nature 356:148−149.
  56. J.A., Davis A.A. 1997. Widespread archaea and novel bacteria from the deep sea as shown by 16S rRNA gene sequences // Marine Ecology-Progress Series 150: 275−285.
  57. Garcia-Martinez J., Rodriguez-Valera F. 2000. Microdiversity of uncultured marine prokaryotes: the SARI 1 sluster and the marine Archaea of Group I // Molecular Ecology 9:935−948.
  58. G.M., Boone D.R., Castenholz R.W. (eds). Bergey’s manual of systematic bacteriology. 2nd ed. 2001. // Springer-Verlag. New York, Berlin, Heidelberg.
  59. Giovannoni, S.J., DeLong E.F., Olsen G.J., Pace N.R. 1988. Phylogenetic group-specific oligodeoxynucleotide probes for identification of single microbial cells//Journal of Bacteriology 170: 720−726.
  60. Glockner F.O., Amann R., Alfreider A., Pernthaler J., Psenner R., Trebesius K., Schleifer K.-H. 1996. An in situ hybridization protocol for detection and identification of planktonic bacteria // Systematic and Applied Microbiology 19,403−406.
  61. Godon, J.J., Zumstein, E., Dabert P., Habouzit, F., Molettta, R. 1997 Molecular microbial diversity of an anaerobic digestor as determined by small-subunit rDNA sequence analysis // Applied and Environmental microbiology 63:2802−2813.
  62. R.S., Karavaiko G.I. 1978. A new genus of thermophilic spore-forming bacteria, Sulfobacillus II Microbiology (Engl. Transl. of Microbiologiia) 47: 658−664.
  63. R., Stubner S., Liesack W. 1998. Novel euryarchaeotal lineages detected on rice roots and in the anoxic bulk soil of flooded rice microcosms // Applied and Environmental Microbiology 65: 4983−4989.
  64. R.R. Larsen N., Woese C.R. 1994. Lessons from an evolving rRNA: 16S and 23 S rRNA structures from a comparative perspective // Microbiological Reviews 58:10−26.
  65. I.M., Saunders J.R., Pickup R.W. 1998. Microbial evolution, diversity, and ecology: a decade of ribosomal RNA analysis of uncultivated microorganisms // Microbial Ecology 35: 1−21.
  66. Hershberger K.L., Barns S.M., Reysenbach A.-L., Dawson S.C., Pace N.R. 1996. Wide diversity of Crenarchaeota II Nature 384: 420.
  67. S., Skienisdottir S., Hreggvidsson G.O., Hoist O., Kristiansson J.K. 2001. Species composition of cultivated and concultivated bacteria from short filaments in an Icelandic hot spring at 88 °C // Microbial Ecology 42: 117−125.
  68. M.J., Hedlund B.P., Huber H. 2002. Detection of 16S rDNA sequences representing the novel phylum «Nanoarchaeota»: Indication for a wide distribution in high temperature biotopes // Systematic Applied Microbiology 25:551−554.
  69. Huber R., Stoffers P., Cheminee J. L., Richnow H. H., and Stetter. K. O. 1990. Hyperthermophilic archaebacteria within the crater and open-sea plume of erupting Macdonald Seamount // Nature 345: 179−182.
  70. G., Stetter K.O. 1991. Sulfolobus metallicus sp. nov., a novel strictly chemolithotrophic thermophilic archaeal species of metal-mobilizers // Syst. Appl. Microbiol 14: 372−378.
  71. R., Huber H., Stetter K. O. 2000. Towards the ecology of hyperthermophiles: biotopes, new isolation strategies and novel metabolic properties // FEMS Microbiology Review 24: 615−623.
  72. Huber, H., and K. O. Stetter. 2001. Order II: Desulfiirococcales. In: G. Garrity (Ed.) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, 2nd ed. SpringerVerlag. New York, NY. 1:179−180.
  73. Huber, H., Hohn, M. J., Rachel, R., Fuchs, T., Wimmer, V.C., Stetter, K. O. 2002. A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont // Nature 417: 63−67.
  74. J.A., Butterfield D.A., Barossi J.A. 2002. Temporal changes in archaeal diversity and chemistry in a Mid-Ocean Ridge subseafloor habitat // Applied and Environmental Microbiology 68: 1585−1594.
  75. Huber H., Hohn M.J., Stetter K.O., and Rachel R. 2003. The phylum Nanoarchaea: present knowledge and future perspectives of a unique form of life // Research in Microbiology 154: 165−171.
  76. H., Stetter K.O. 2006. Desulfurococcales II The Prokaryotes. V.3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes. Springer New York.
  77. H., Prangishvili D. 2006. Sulfulobales II The Prokaryotes. V.3. Archaea. Bacteria: Firmicutes, Actinomycetes. Springer New York.
  78. P., 2002. Exploring prokaryotic diversity in the genomic era. Genome Biology 3(2): reviews0003.1−0003.8.
  79. Jackson C.R., Langner H.W., Donahoe-Christiansen J., Inskeep W.P., McDermott T.R. 2001. Molecular analysis of microbial community structure in an arsenite-oxidizing acidic thermal spring // Environmental Microbiology 3:532−542.
  80. H.W., Wirsen C.O., Molyneaux S.J., Langworthy T.A. 1988. Extremely Thermophilic Fermentative Archaebacteria of the Genus Desulfurococcus from Deep-Sea Hydrothermal Vents II Applied and Environmental Microbiology 54: P. 1203.
  81. T.H., Cantor C.R. 1969. Evolution of protein molecules. Pp. 21−123 in H. N. Munro, ed. Mammalian protein metabolism II Academic Press, New York.
  82. G., Lindstrom K., Saano A. 1997. Novel group within the kingdom Crenarchaeota from boreal forest soil // Applied and Environmental Microbiology 63: 803−805.
  83. P., Chanapan S., Pootanakit K., Eurwilaichitr L. 2004. Diversity and abundance of Bacteria and Archaea in the Bor Khlueng hot Spring in Thailand // Journal of Basic Microbiology 44: 430−444.
  84. Karavaiko G.I. Golyshina O.V., Troitskii A.V., Valieho-Roman K.M., Golovacheva R.S., Pivovarova T.A. 1994. Sulfurococcus yellowstonii sp. nov., a new species of iron- and sulfur-oxidizing thermoacidophilic archaebacteria // Microbiologiya 63: 668−682.
  85. B.P., Schmidt T.M., Hicks R.E. 2003. Archaeal nucleic acids in picoplankton from Great Lakes on three continents // Microbial Ecology 46: 238−248.
  86. Kimura H., Sugihara M., Yamamoto H., Patel Bharat K.C., Kato K., Hanada S. 2005. Microbial community in a geothermal aquifer associated with the subsurface of the Great Artesian Basin, Australia // Extremophiles 9:407−414.
  87. Klenk H.-P., Spitzer M., Ochsenreiter T., Fuellen G. Phylogenomic of hyperthermophilic Archaea and Bacteria // Biochemical Society Transaction 32: 175−178.
  88. K., Losekann T., Boetius A., Kort R., Amann R. 2005. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps // Applied and Environmental Microbiology 71(1): 467−479.
  89. M., Rudolph C., Moissl C., Huber R. 2006. A cold-loving crenarchaeon is a substantial partofa novel microbial community in cold sulphidicmarshwater// FEMS Microbiological Ecology 57: 55−66.
  90. Konneke M., Bernhard A.E., de la Torre J.R., Walken C.B., Waterbury J.B., Stahl D.A. 2005. Isolation of an autotrophic ammonia-oxidizing marine archaeon // Nature Letters 437: 543−546.
  91. T., Mengewein A., Manzei S., Ahring B.K., Westermann P. 2005. Diversity of thermophilic and non-thermophilic crenarchaeota at 80 °C //
  92. FEMS Microbiology Letters 244: 61−68. 50./ 7c>0 * / j 105. Kvist T., Ahring B.K., and Westermann P. 2006: Archaeal diversity in1. elandic hot springs // FEMS Microbial Ecology 59: 71−80.
  93. , D. J. 1991. 16S/23 S rRNA sequencing, In E. Stackebrandt and M. Goodfellow (ed.), Nucleic acid techniques in bacterial systematics. John Wiley & Sons, Inc., New York, N.Y. pp. 115−175.
  94. D., Cannio R., Fiorentino G., Rossi M., Bartolucci S. 2001. Identification and molecular characterization of an endoglucanase gene, celS, from the extremely thermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus // Extremophiles 5:213−219.
  95. K.S., Wolf Y.I., Koonin E.V. 2003. Potential genomic determinants of hyperthermophily//TRENDS in Genetics 19:172−176.
  96. Marteinsson, V.T., Hauksdottir, S., Hobel, C.F.V., Kristmannsdottir, H., Hreggvidsson, G.O., and Kristjansson, J.K. 2001a. Phylogenetic diversity analysis of subterranean hot springs in Iceland // Applied and Environmental Microbiology 67:4242−4248.
  97. Massana R., DeLong E.F., Pedros-Alio C. 2000. A few cosmopolitan phylotypes dominate planktonic archaeal assemblages in widely different oceanic provinces // Applied and Environmental Microbiology 66: 1777−1787.
  98. T., Watanabe K., Tanaka R. 2003. Genus- and species-specific PCR primers for the detection and identification of Bifidobacteria // Current Issues Intest. Microbiology 4: 61−69.
  99. McCliment E.A., Voglesonger K.M., O’Day P.A., Dunn E.E., Holloway J.R., and Cary S.C. 2006. Colonization of nascent, deep-sea hydrothermalvents by a novel Archaeal and Nanoarchaeal assemblage // Environmental Microbiology 8:114−125.
  100. Mclnerney J.O., Wilkinson M., Patching J.W., Embley T.M., and Powell R. 1995. Recovery and phylogenetic analysis of novel archaeal ribosomal RNA sequences from a deep-sea deposit feeder // Applied and Environmental Microbiology 61:1646−1648.
  101. Mehling, A., Wehmeier, U. F., Piepersberg, W. 1995. Nucleotide sequences of Streptomycete 16S ribosomal DNA: towards a specific identification system for Streptomycetes using PCR // Microbiology 141: 2139−2147.
  102. Meyer-Dombard D.R., Shock E.L., and Amend J.P. 2005. Archaeal and bacterial communities in geochemically diverse hot springs of Yellowstone National Park, USA // Geobiology 3: 211−227.
  103. S.L., Lazcano A. 1996. The origin of life-did it occur at high temperatures? // J. Mol. Evol 41: 689−692.
  104. M.I., Herrick J.B., Silva M.C., Ghiorse W.C., Madsen E.L. 1994. Quantitative cell lysis of indigenous microorganisms and rapid extraction of DNA from sediment // Applied and Environmental Microbioology 60: 15 721 580.
  105. Moyer, C.L., Tiedje, J.M., Dobbs, F.C., and Karl, D.M. 1998. Diversity of deep-sea hydrothermal vent Archaea from Loihi seamount, Hawaii // Deep-Sea Research Part Ii-Topical Studies in Oceanography 45: 303−317.
  106. Munson M.A., Nedwell D.B., and Embley M.T. 1997. Phylogenetic diversity of Archaea in sediment samples from a coastal salt marsh // Applied Environmental Microbiology 63: 4729−4733.
  107. G. 1999. DGGE/TGGE a method for identifying genes from natural ecosystems // Current Opinion in Microbiology 2: 317−322.
  108. S., Takai K., Horikoshi K., Sako Y. 2004. Aeropyrum camini sp. nov., a strictly aerobic, hyperthermophilic archaeon from a deep-sea hydrothermal vent chimney I I International Journal of Systematic Microbiology 54: 329−335.
  109. Nercessian O., Reysenbach A.L., Prieur D., and Jeanthon C. 2003. Archaeal diversity associated with in situ samplers deployed on hydrothermal vents on the East Pacific Rise (13°N) // Environmental Microbiology 5:492 502.
  110. T.D., Ronimus R.S., Morgan H.W. 2007. The microbial ecology of a high-temperature near neutral spring situated in Rotorua, New Zealand // Microbiological Research. In press.
  111. R.M., Heiskanen I., Wallenius K., Lindstrom K. 2001. Extraction and purification of DNA in rhizosphere soil samples for PCR-DGGE analysis of bacterial consortia//Journal of Microbiological Methods 45:155−165.
  112. G.W., Tscherko D., Embley T.M., Prosser J.I. 2005. Primary succession of soil Crenarchaeota across a receding glacier foreland // Environmental Microbiology 7(3): 337−347.
  113. M., Mizushima S., Ozaki M., Traub P., Lowry P.E. 1969. Structure and function of ribosomes and their molecular components // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 34: 49−61.
  114. T., Pfeifer F., Schleper C. 2002. Diversity of Archaea in hypersaline environments characterized by molecular-phylogenetic and cultivation studies // Extremophiles 6(4): 267−274.
  115. Ochsenreiter T., Selezi D., Quaiser A., Bonch-Osmolovskaya L., and Schleper C. 2003. Diversity and abundance of Crenarchaeota in terrestrial habitats studied by 16S RNA surveys and real time PCR // Environmental Microbiology 5: 787−797.
  116. Pearson A., Huang Z., Ingalls A.E., Romanek C.S., Wiegel J., Freeman K.H., Smittenberg R.H., and Zhang C.L. 2004. Nonmarine crenarchaeol in Nevada hot springs // Applied and Environmental Microbiology 70: 52 295 237.
  117. J., Glockner F.O., Schonhuber W., Amann R. ? Fluorescence in situ hybridization with rRNA-targeted oligonucleotide probes // In J. Paul (ed.), Methods in Microbiology: Marine Microbiology, vol. 30. Academic Press Ltd, London.
  118. A., Pernthaler J., Amann R. 2002. Fluorescence in situ hybridization and catalysed reporter deposition for the identification of marine bacteria // Applied and Environmental Microbiology 68(6): 3094−3101.
  119. Pichler T., Amend J., Garey J., Hallock P., Hsia N., Karlen D., McCloskey B., Meyer-Dombard D., Price R. 2006. A natural laboratory to study arsenic geobiocomplexity // EOS 87(23): 221−225.
  120. Pley U., Schipka J., Gambacorta A., Jannasch H. W., Fricke H., Rachel R., and Stetter K. O. 1991. Pyrodictium abyssi sp. nov. represents a novel heterotrophic marine archaeal hyperthermophile growing at 110 °C // Syst. Appl. Microbiol. 14:245−253.
  121. Preston C.M., Wu K.Y., Molinski T.F., DeLong E.F., 1996. A psychrophilic crenarchaeon inhibits a marine sponge: Cenarchaeum symbiosum gen. nov., sp. nov // Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America 93: 6241−6246.
  122. , G. S. 1963.The use of lead citrate at high pH as an electron opaque stain in electronic microscopy // Journal of Cell Biology 17: 208−212.
  123. Reysenbach A.-L., Giver L.J., Wickham G.S., Pace N.R. 1992. Differential amplification of rRNA genes by polymerase chain reaction // Applied Environmental Microbiology 58: 3417−3418.
  124. Reysenbach, A.-L., Ehringer, H., and Hershberger, K. 2000a. Microbial diversity at 83 degrees Celsius in calcite springs, Yellowstone National Park: another environment where the Aquificales and «Korarchaeota» coexist // Extremophiles 4: 61−67.
  125. Reysenbach, A.-L., Longnecker, K., and Kirshtein, J. 2000b. Novel bacterial and archaeal lineages from an in situ growth chamber deployed at a Mid-Atlantic Ridge hydrothermal vent // Applied and Environmental Microbiology 66:3798−3806.
  126. Rieu-Lesme F., Delbes C., Sollelis L. 2005. Recovery of partial 16S rDNA sequences suggests the presence of Crenarchaeota in the human digestive ecosystem // Current Microbiology 51:317−321.
  127. Rochelle P.A., Fry J.C., Parkes R.J., Weightman A.J. 1992. DNA extraction for 16S rRNA gene analysis to determine genetic diversity in deep sediment communities // FEMS Microbiological Letters 100: 59−66.
  128. Rogers K.L., and Amend J.P. 2005. Archaeal diversity and geochemical energy yields in a geothermal well on Vulcano island, Italy // Geobiology 3: 319−332.
  129. Saitou N., Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 4(4): 406−425.
  130. Sako, Y., Nomura N., Uchida A., Ishida Y., Morii H., Koga Y., Hoaki T., and Maruyama T. 1996. Aeropyrum pernix gen. nov., sp. nov., a novel aerobic hyperthermophilic archaeon growing at temperatures up to 100 °C // Int. J. Syst. Bact. 46:1070−1077.
  131. T., Schonheit P. 1992. Maltose fermentation to acetate, C02 and H2 in the anaerobic hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus: evidence for the operation of a novel sugar fermentation pathway // Arch Microbiol 158:188−202.
  132. Schleper, C" Holben, W., and Klenk, H.P. 1997. Recovery of Crenarchaeotal ribosomal DNA sequences from freshwater lake sediments // Applied and Environmental Microbiology 63:321−323.
  133. Schleper C., Jurgens G., and Jonuscheit M. 2005. Genomic studies of uncultured archaea // Nature Reviews Microbiology 3:479−488.
  134. Schonheit, P. and Schafer, T. 1995. Metabolism of hyperthermophiles // World Journal of Microbiological Biotechnology 11: 26−57.
  135. Shrenk M.O., Kelley D.S., Delaney J.R., and Baross J.A. 2003. Incidence and diversity of microorganisms within the walls of an active deep-sea sulfide chimney // Applied and Environmental Microbiology 69: 35 803 592.
  136. H.M., Dodsworth J.A., Goodman R.M. 2000. Crenarchaeota colonize terrestrial plant roots. Environmental Microbiology 2:495−505.
  137. Spear J.R., Walker J.J., McCollom T.M., and Pace N. 2004. Hydrogen and bioenergetics in the Yellowstone geothermal ecosystem // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 102:25 552 560.
  138. Speksnijder A.G.C.L., Kowalchuk G.A., De Jong S. et al. 2001. Microvariation artifacts introduced be PCR and cloning of closely related 16S rRNA gene sequences // Applied Environmental Microbiology 67(1): 469 472.
  139. D., Whissell G., Greer C. W. 2005. A survey of the methods for the characterization of microbial consortia and communities // Can. Journal Microbiology 51: 355−386.
  140. Stackebrandt E., and Woese C. 1981. The evolution of prokaryotes. // In Molecular and cellular aspects of microbial evolution. Carlise M.J., Collins J.R., and Moseley B.E.B. (eds). Cambridge: Cambridge University press 1−31.
  141. E., Woese C. R. 1981. Towards a phylogeny of the actinomycetes and related organisms // Curr. Microbiol 5:197−202.
  142. D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. 1985. Characterization of a Yellowstone hot spring microbial community by 5S rRNA sequences // Applied and Environmental Microbiology 49: 1379−1384.
  143. Stahl D., and Amann R. 1991. Development and application of nucleic acid probes // In: E. Stackebrandt and M. Goodfellow (Eds.), Nucleic acidtechniques in bacterial systematics, John Wiley and Sons, New York, NY, pp. 205−248.
  144. R.J., Goksoyr J., Asim K.B., Atlas R.M. 1988. Recovery of DNA from soils and sediments // Applied and Environmental microbiology 54: 2908−2915.
  145. Stein J.L., Marsh T.L., Wu K.Y., Shizuya H., DeLong E.F. 1996. Characterization of incultivated prokaryotes: isolation and analysis of a 40-kilobase-pair genome fragment front a planktonic marine archaeon // Journal of Bacteriology 178: 591−599.
  146. Stetter K. O., Konig H., and Stackebrandt E. 1983. Pyrodictium gen. nov., a new genus of submarine disc-shaped sulphur reducing archaebacteria growing optimally at 105 °C // Syst. Appl. Microbiol. 4:535−551
  147. Stetter K. O., and Zillig W. 1985. Thermoplasma and the thermophilic sulfur-dependent archaebacteria II In: C. Woese, and R. S. Wolfe (Eds.) The Bacteria. Academic Press. New York, NY. 8: 100−201.
  148. Stetter K.O. Diversity of extremely thermophilic archaebacteria. 1986. // Thermophiles: General, Molecular and Appl. Microbiol, ed Brock T.D. New York: John Wiley & Sons. pp. 40−74.
  149. K.O. 1996. Diversity of extremely thermophilic archaebacteria // Thermophiles. General, molecular, and applied microbiology, edited by T. D. Brock.
  150. A., Moracci M., Rossi M., Antranikian G. 1997. Glycosyl hydrolases from hyperthermophiles // Extremophiles 1:2−13.
  151. M.T., Giovannoni S.J. 1996. Bias caused by template annealing in the amplification of mixtures of 16S rRNA genes by PCR // Applied Environmental Microbiology 62:625−630.
  152. Takai, K. and Sako, Y. 1999. A molecular view of archaeal diversity in marine and terrestrial hot water environments // Fems Microbiology Ecology 28:177−188.
  153. Takai, K. and Horikoshi, K. 1999. Genetic diversity of archaea in deep-sea hydrothermal vent environments // Genetics 152: 1285−1297.
  154. Takai, K., Komatsu, T., Inagaki, F., and Horikoshi, K. 2001. Distribution of archaea in a black smoker chimney structure // Applied and Environmental Microbiology 67: 3618−3629.
  155. Triverdi S., Satyawada Rama Rao and Hukam Singh Gehlot. 2005. Nucleic acid stability in thermophilic prokaryotes: a review // Journal of Cell and Molecular Biology 4: 61−69.
  156. T., Suga Y., Matsuguchi T. 1995. Molecular phylogenetic analysis of a soil microbial community in a soybean field // European Journal of Soil Sciences 46:415−421.
  157. Van de Peer Y., Chapelle S., Wachter R.D. 1996. A quantitative map of nucleotide substitution rates in bacterial rRNA // Nucleic Acids Research 24: 3381−3391.
  158. Van de Peer Y. & De Wachter R. 1994. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment // Comput Appl Biosci 10,569−570.
  159. Van der Maarel M.J., Artz R.R., Haanstra R., Forney L.J. 1998. Association of marine archaea with the digestive tracts of two marine fish species // Applied and Environmental Microbiology 64: 2894−2898.
  160. Vetriani C., Jannasch H.W., MacGregor B.J., Stahl D.A., Reysenbach A.L. 1999. Population structure and phylogenetic characterization of marine benthic archaea in deep-sea sediments // Applied and Environmental Microbiology 65: 4375−4384.
  161. Wang P., Xiao X., and Wang F. 2005. Phylogenetic analysis of Archaea in the deep-sea sediments of west Pacific Warm Pool // Extremophiles 9:209 217.
  162. Ward D.M., Bateson M.M., Weller R., Ruff-Roberts A.L. 1992. Ribosomal RNA analysis of microorganisms as they occur in nature // Advanced Microbial Ecology 12:219−286.
  163. R.J., Grogan D.W., Taylor J.W. 2003. Geographic barriers isolate endemic populations of hyperthermophilic archaea // Science 301: 976 978.
  164. J. 1998. Anaerobic alkalithermophiles, a novel group of extremophiles // Extremophiles V.2. P. 257−267.
  165. Winker, S., Woese, C.R., 1991. A Definition of the domains Archaea, Bacteria and Eucarya in terms of small subunit RNA characteristics // Syst. Appl. Microbiol, vol. 14, no. 4, pp. 305−310.
  166. Woese, C.R., and Fox, G.E. 1977. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms // Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America 74: 5088−5090.
  167. C.R. 1987. Bacterial evolution // Microbiological reviews 51(2): 221−271.
  168. C.R., Kandler O., Wheelis M.L. 1990. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya // Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America 87:4576−4579.
  169. Zillig W., Holz I., and Wunderl S. 1991. Hyperthermus butylicus gen. nov., sp. nov., a hyperthermophilic, anaerobic, peptide-fermenting, facultatively H2S-generating archaebacterium // Int. J. Syst. Bact. 41:169−170.
  170. E., Pauling L. 1965. Molecules as documents of evolutionary history // Journal of Theoretical Biology 8(2): 357−66.159
Заполнить форму текущей работой

На отлично!