Исследование механизмов митохондриальной деполяризации и кальциевой дизрегуляции, индуцируемой возбуждающим медиатором глутаматом в нейронах мозга

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Содержание

Список сокращений
Глава 1. Обзор данных литературы
Цели и задачи исследования
Глава 2. Материалы и методы исследования
Глава 3. Результаты исследования
Глава 4. Обсуждение результатов

Исследование механизмов митохондриальной деполяризации и кальциевой дизрегуляции, индуцируемой возбуждающим медиатором глутаматом в нейронах мозга (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

Одной из ключевых стадий повреждения нейронов при ряде патологий центральной нервной системы является токсическое действие нейромедиатора глутамата, избыточно выделяющегося и накапливающегося в межклеточном пространстве (Duchen, 2004;Nicholls, 2004). Исследования причин глутаматной нейротоксичности показали, что вход Са через NMDA подтип глутаматных каналов и последующее накопление Са2+ в митохондриях являются основными факторами, приводящими к клеточной гибели (обзоры (Khodorov, 2004;Nicholls and Budd, 2000)).

В исследованиях, проведенных на первичных культурах нейронов, было обнаружено, что гибель нейронов после глутаматного шока тесно связана с развитием вторичного подъема внутриклеточной концентрации Са ([Са ]-). Это вторичное увеличение [Са ]j получило название отсроченной кальциевой дизрегуляции (ОКД) (Tymianski et al., 1993). В последующих исследованиях было продемонстрировано, что ОКД сопровождается синхронной митохондриальной деполяризацией (МД) (Vergun et al., 1999). Было также показано, что МД играет решающую роль в механизме глутамат-индуцированного нарушения Са2+ гомеостаза (Khodorov et al., 1996;Ходоров и др., 2001) и что циклоспорин, А (ЦсА) и некоторые его производные замедляют или предотвращают развитие сильной МД и вторичного повышения [Са ]- в культивируемых нейронах центральной нервной системы (Vergun et al., 1999;Alano et al., 2002). Принимая во внимание способность этих веществ противодействовать формированию митохондриальной поры (МП) в изолированных митохондриях, было сделано заключение о том, что открывание МП приводит к коллапсу митохондриального потенциала (A*FM) во время глутаматного воздействия. Однако этот вывод в настоящее время поставлен под сомнение рядом других исследований, в которых не удалось воспроизвести защитный эффект ЦсА (Isaev et al., 1996;Castilho et al., 1998;Chinopoulos et al., 2004;Pivovarova et al., 2004). Эти противоречия и некоторые ограничения, связанные с применением ЦсА даже на изолированных митохондриях (Brustovetsky and Dubinsky, 2000) побудили нас использовать для изучения этой проблемы новый экспериментальный подход, основанный на сравнительном анализе изменений митохондриального и цитозольного рН (рНм и рНц, соответственно). Хорошо известно, что глутамат вызывает закисление цитозоля (Пинелис и др., 1992; Hartley and Dubinsky, 1993). Однако влияние глутаматного воздействия на динамику нейронального рНм in situ до сих пор не изучалось. Между тем, заманчиво было предположить, что открывание митохондриальной поры вызовет снижение рНм (поскольку рНц меньше рНм), в то время как блокада открывания МП предотвратит развитие этого митохондриального подкисления. Чтобы проверить это предположение мы исследовали изменения рНц и рНм во время длительного глутаматного воздействия, используя рН-чувствительные флуоресцентные белки, селективно экспрессированные в цитозоле и митохондриях (cytYFP, mtYFP, и экспрессируемый в митохондриях перикам 2mtRP (Porcelli et al., 2005;Nagai et al., 2001). Эти измерения мы проводили в сочетании с одновременным мониторингом изменений [Ca2+]j. В параллельных экспериментах мы регистрировали изменения [Ca2+]j и A4V Измерения проводились как в контрольных условиях, так и после воздействий, которые препятствуют открыванию МП в изолированных митохондриях. К числу таких воздействий, как известно, относятся замена внеклеточного Са2+ на Sr2* замена или применение ЦсА (Bernardi et al., 1992).

В результате всех проведенных исследований мы пришли к заключению о существовании двух альтернативных механизмов глутамат-индуцированной отсроченной МД: открывание поры и беспоровый механизм, при котором происходит подщелачивание митохондриального матрикса.

Научная новизна.

В нашей работе впервые использован новый прием для изучения роли митохондриальной поры в механизмах дестабилизации кальциевого гомеостаза нейронов при длительном действии глутамата — измерения рН митохондриального матрикса (рНм). Измерения рНм in situ в сочетании с другими подходами были использованы для демонстрации роли митохондриальной поры в развитии МД. у.

Нами впервые проведено сопоставление динамики [Са ]* и рН в цитозоле (рНц) и митохондриях при длительном глутаматном воздействии. Впервые показано, что снижение рН&bdquoво время глутаматного воздействия имеет двухфазный характер, причем вторая фаза падения рНм возникает с некоторой задержкой после начала ОКД. Мы также впервые обнаружили, что антагонисты митохондриальной поры (циклоспорин, А и ионы Sr2*) не предотвращают развитие ОКД и сильной МД, но существенно изменяют динамику рНм во время развития ОКД. Результаты этих экспериментов свидетельствуют в пользу того, что митохондриальная пора участвует в развитии ОКД и МД при глутаматном воздействии.

Впервые проведено сопоставление изменений морфологии митохондрий и динамики [Са ]j и рНм во время глутаматного воздействия. Мы показали, что начало вторичного митохондриального подкисления сопровождается изменениями митохондриальной формы, которые, согласно имеющейся литературе, можно рассматривать как митохондриальное набухание. Впервые показано, что в.

Si* -содержащей среде глутаматное воздействие не вызывает никаких изменений митохондриальной морфологии. На основании того, что митохондриальное набухание является характерной чертой формирования митохондриальной поры и того, что во время глутаматного воздействия оно возникает лишь в Сасодержащей среде было сделано заключение о том, что вторичное митохондриальное подкисление и сопровождающее его митохондриальное набухание являются следствием открывания митохондриальной поры.

Впервые показано, что сильная МД, развивающаяся во время глутаматного воздействия в присутствии цианида, обусловлена снижением активности митохондриальной АТФ-синтазы вследствие глутамат-индуцированного уменьшения внутриклеточного уровня АТФ.

Положения, выносимые на защиту.

1. Вторичное митохондриальное подкисление, сопровождающее отсроченную кальциевую дизрегуляцию (ОКД) во время глутаматного воздействия, является следствием открывания митохондриальной поры.

2. В присутствии ингибиторов классической митохондриальной поры (ионов Sr2″ 1″ или циклоспорина А) развитие сильной митохондриальной деполяризации (МД), сопровождающей ОКД, происходит по «беспоровому» механизму.

3. Существует два альтернативных механизма МД, сопровождающей ОКД: (1) открывание митохондриальной поры, ведущее к коллапсу митохондриального потенциала и закислению матрикса, и (2) беспоровая МД, сочетающаяся с митохондриальным защелачиванием. В отсутствии блокаторов митохондриальной поры глутамат-индуцированная МД в большинстве нейронов возникает только при активации митохондриальной поры.

4. В основе развития сильной МД, наблюдающейся во время глутаматного воздействия в присутствии цианидов, лежит быстрое истощение АТФ, необходимого для поддержания митохондриального потенциала в условиях, когда этот потенциал генерируется реверсированной митохондриальной АТФ-синтазой.

выводы.

1. В опытах на культивируемых кортикальных и гиппокампальных нейронах показано, что первичное повышение [Са ] и слабая митохондриальная деполяризация (МД), вызванные глутаматным воздействием, у всех нейронов сочетались с параллельным снижением цитозольного и митохондриального рН (рНц и рНм, соответственно).

2. Вторая фаза подъема [Са ]j (отсроченная кальциевая дизрегуляция, ОКД) и синхронная с ней сильная МД, развивающиеся во время глутаматного воздействия, у большинства нейронов сопровождались вторичным сильным закислением матрикса и ослаблением цитозольного ацидоза, свидетельствуя о перераспределении протонов между цитозолем и матриксом. У небольшой группы нейронов вторичному падению рНм предшествовало повышение рНм, сочетающееся с началом ОКД.

3. Воздействия, блокирующие формирование классической митохондриальной поры (замена Са2+ на.

Sr2+ или инкубация клеток в среде, содержащей циклоспорин А) препятствовали усилению вторичного митохондриального закисления в начале ОКД. Вместо этого закисления возникало выраженное транзиторное защелачивание митохондрий, что исключает возможность объяснения сильной МД открыванием не только классической, но и какой-либо другой поры в митохондриальной мембране.

4. В опытах на гиппокампальных нейронах показано, что вторичное митохондриальное закисление сопровождается набуханием митохондрий,.

Л I которое может быть предотвращено заменой ионов Са на антагонист митохондриальной поры ионы Sr24″ .

5. Сопоставление динамики рНм в присутствии и отсутствии ингибиторов митохондриальной поры привело нас к заключению о том, что существует два альтернативных механизма МД, сопровождающей ОКД: (1) открывание митохондриальной поры, ведущее к коллапсу митохондриального потенциала и закислению матрикса, и (2) беспоровая МД, сочетающаяся с митохондриальным защелачиванием. В отсутствии блокаторов митохондриальной поры глутамат-индуцированная МД в большинстве нейронов возникает только при активации митохондриальной поры. Блокада четвертого комплекса дыхательной цепи цианидами значительно усиливает митохондриальную деполяризацию, вызываемую глутаматным воздействием. В основе этого эффекта лежит быстрое истощение АТФ, необходимого для поддержания митохондриального потенциала в условиях, когда этот потенциал генерируется реверсированной митохондриальной АТФ-синтазой.

В отличие от цианидов, блокатор первого комплекса дыхательной цепи ротенон лишь слабо потенцирует эффекты глутамата, поскольку в этих условиях митохондриальный потенциал поддерживается не реверсированной АТФ-синтазой, а редуцированной (II-IV комплексы) дыхательной цепью.

Замена Са2+ на Sr2″ 1″ не предотвращает развития сильной МД при совместном применении глутамата и цианида, свидетельствуя о том, что открывание митохондриальной поры не является необходимым для усиления глутаматом митохондриальной деполяризации вызываемой цианидами.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор выражает сердечную благодарность своему научному руководителю профессору, доктору медицинских наук Борису Израилевичу Худый-Ходорову за чуткое отношение, терпение и понимание.

Автор также благодарен своему руководителю профессору, доктору медицинских наук Всеволода Григорьевича Пинелиса за ценные обсуждения, критику, техническую поддержку и методические рекомендации.

Автор очень признателен Александру Михайловичу Сурину за предоставленные данные, помощь в проведении экспериментов и обсуждение результатов, а также всем сотрудникам Лаборатории мембранологии НЦЗД РАМН за постоянную поддержку.

Отдельная благодарность профессору Николаю Брустовецкому (Университет Индианы, США) за предоставленные результаты и критические замечания в процессе работы.

Автор признателен профессору Р. Рицутто и Г. Сзабадкай (Университет Феррары, Италия) за предоставленные плазмиды.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (№ гранта: 05−04−49 409), гранта «Ведущие научные школы» (№ 9124.2006.4), и гранта НАТО.

Заключение

Таким образом, в нашей работе показано, что развитие ОКД и синхронной с ней МД сопровождается отсроченным митохондриальным подкислением, обусловленным открыванием МП. Вывод о формировании МП во время развития ОКД сделан на основе данных по исследованию морфологии митохондрий, а также результатов, полученных при применении антагонистов МП.

Сравнение динамики рНм, а также синхронность развития ОКД и МД помогли сделать заключение о механизме сильной МД во время глутаматного воздействия. По нашим представлениям, в нейронах, где вторичное подкисление развивалось практически синхронно с ОКД (и МД), эта МД индуцировалась открыванием МП. В клетках же, где открывание МП (вторичное снижение рНм) было отсрочено по сравнению с началом ОКД, развитие МД инициировалось входом Са2+ в митохондрии, которое сменялось последующим формированием МП.

Кроме того, мы выяснили механизм МД, вызываемой глутаматом в Sr2±содержащей среде, когда открывание МП невозможно. Согласно результатам, полученным нами, развитие МД инициировалось митохондриальным захватом Sr2″ 1″, который сменялся, по всей видимости, стронциевым циклом.

Суммируя все наши данные мы пришли к выводу, что существует два альтернативных механизма глутамат-индуцированной митохондриальной деполяризации: электрофоретический захват Са2+ (или Sr2*), сопровождающийся подщелачиванием митохондриального матрикса, и открывание митохондриальной поры, сопровождающееся подкислением митохондрий.

Мы также обнаружили, что механизмы МД, индуцированной глутаматом, различаются в присутствии и отсутствии блокаторов дыхания. Оказалось, что в присутствии цианида сильная глутамат-индуцированная МД является следствием недостатка АТФ в условиях реверсии митохондриальной АТФ-синтазы.

Показать весь текст

Список литературы

Богачев АП, Быкова ЛП, Ходоров БИ, Андреева Н, Хаспеков ЛГ, Пинелис ВГ, Викторов ИВ (1992) Устойчивое снижение содержания АТФ в культивируемых нейронах мозжечка и гиппокампа во время и после глутаматного воздействия. Биол мембраны 9:1057−1059.
Бородин АВ, Ходоров БИ (2003) Математическое моделирование нарушений Са2+ гомеостаза в нейронах мозга после гиперстимуляции глутаматных рецепторов. Биол мембраны 19:322−335.
Вабниц АВ, Сенилова ЯЕ, Колесникова ТВ, Сурин AM, Пинелис ВГ, Ходоров БИ (2006) Отсроченная Са дисрегуляция в молодых нейронах мозжечка при гиперстимуляции глутаматных рецепторов. Роль NMDA-каналов. Биол мембраны 23:311−319.
Исаев НК, Андреева НА, Стельмашук ЕА, Зоров ДБ (2005) Роль митохондрий в глутаматной токсичности. Биохимия 70(6):741−750ю
Пинелис ВГ, Быкова ЛП, Богачев АП, Исаев НК, Викторов ИВ, Ходоров БИ (1997) Токсическое воздействие глутамата на зернистые нейроны мозжечка снижает внутриклеточный уровень АТФ. Роль ионов Са2+. Бюлл Эксп Биол Мед 123:162−164.
Aarts М, Iihara К, Wei WL, Xiong ZG, Arundine M, Cerwinski W, MacDonald JF, Tymianski M (2003) A key role for TRPM7 channels in anoxic neuronal death. Cell 115:863−877.
Abad MF, Di BG, Magalhaes PJ, Filippin L, Pozzan T (2004) Mitochondrial pH monitored by a new engineered green fluorescent protein mutant. J Biol Chem 279:11 521−11 529.
Abercrombie RF, Hart СЕ (1986) Calcium and proton buffering and diffusion in isolated cytoplasm from Myxicola axons. Am J Physiol 250: C391-C405.
Adamec E, Didier M, Nixon RA (1998) Developmental regulation of the recovery process following glutamate-induced calcium rise in rodent primary neuronal cultures. Brain Res Dev Brain Res 108:101−110.
Agranoff BW, Wayne Albers R, Altermus M, Neerlands TR, Nestler EJ, Uhl GR, Uhler MD, Vanier MT, Youdim MBH, Yudkoff M (1999) Basic neurochemistry. Philadelphia: Lippincott-Raven Publishers.
Akerman KE (1978) Changes in membrane potential during calcium ion influx and efflux across the mitochondrial membrane. Biochim Biophys Acta 502:359−366.
Akerman KE, Jarvisalo JO (1980) Effects of ionophores and metabolic inhibitors on the mitochondrial membrane potential within isolated hepatocytes as measured with the safranine method. Biochem J 192:183−190.
Alano CC, Beutner G, Dirksen RT, Gross RA, Sheu SS (2002) Mitochondrial permeability transition and calcium dynamics in striatal neurons upon intense NMDA receptor activation. J Neurochem 80:531−538.
Almeida A, Bolanos JP (2001) A transient inhibition of mitochondrial ATP synthesis by nitric oxide synthase activation triggered apoptosis in primary cortical neurons. J Neurochem 77:676−690.
Andreeva N, Khodorov B, Stelmashook E, Cragoe E Jr, Victorov I (1991) Inhibition of Na+/Ca2+ exchange enhances delayed neuronal death elicited by glutamate in cerebellar granule cell cultures. Brain Res 548:322−325.
Andreyev AY, Fahy B, Fiskum G (1998) Cytochrome с release from brain mitochondria is independent of the mitochondrial permeability transition. FEBS Lett 439:373−376.
Ankarcrona M, Dypbukt JM, Bonfoco E, Zhivotovsky B, Orrenius S, Lipton SA, Nicotera P (1995) Glutamate-induced neuronal death: a succession of necrosis or apoptosis depending on mitochondrial function. Neuron 15:961−973.
Ankarcrona M, Dypbukt JM, Orrenius S, Nicotera P (1996) Calcineurin and mitochondrial function in glutamate-induced neuronal cell death. FEBS Lett 394:321 324.
Bano D, Young KW, Guerin С J, Lefeuvre R, Rothwell NJ, Naldini L, Rizzuto R, Carafoli E, Nicotera P (2005) Cleavage of the plasma membrane Na+/Ca2+ exchanger in excitotoxicity. Cell 120:275−285.
Baron KT, Wang GJ, Padua RA, Campbell C, Thayer SA (2003) NMDA-evoked consumption and recovery of mitochondrially targeted aequorin suggests increased Ca2+ uptake by a subset of mitochondria in hippocampal neurons. Brain Res 993:124−132.
Bernardi P (1999) Mitochondrial transport of cations: channels, exchangers, and permeability transition. Physiol Rev 79:1127−1155.
Bernardi P (1992) Modulation of the mitochondrial cyclosporin A-sensitive permeability transition pore by the proton electrochemical gradient. Evidence that the pore can be opened by membrane depolarization. J Biol Chem 267:8834−8839.
Bernardi P, Broekemeier KM, Pfeiffer DR (1994) Recent progress on regulation of the mitochondrial permeability transition pore- a cyclosporin-sensitive pore in the inner mitochondrial membrane. J Bioenerg Biomembr 26:509−517.
Bernardi P, Vassanelli S, Veronese P, Colonna R, Szabo I, Zoratti M (1992) Modulation of the mitochondrial permeability transition pore. Effect of protons and divalent cations. J Biol Chem 267:2934−2939.
Blaustein MP, Lederer WJ (1999) Sodium/calcium exchange: its physiological implications. Physiol Rev 79:763−854.
Boron WF (2004) Regulation of intracellular pH. Adv Physiol Educ 28:160−179.
Brocard JB, Tassetto M, Reynolds IJ (2001) Quantitative evaluation of mitochondrial calcium content in rat cortical neurones following a glutamate stimulus. J Physiol 531:793−805.
Brustovetsky N, Brustovetsky T, Jemmerson R, Dubinsky JM (2002) Calcium-induced cytochrome с release from CNS mitochondria is associated with the permeability transition and rupture of the outer membrane. J Neurochem 80:207−218.
Brustovetsky N, Dubinsky JM (2000a) Dual responses of CNS mitochondria to elevated calcium. J Neurosci 20:103−113.
Brustovetsky N, Dubinsky JM (2000b) Limitations of cyclosporin A inhibition of the permeability transition in CNS mitochondria. J Neurosci 20:8229−8237.
Budd SL, Nicholls DG (1996) Mitochondria, calcium regulation, and acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J Neurochem 67:2282−2291.
Budd SL, Tenneti L, Lishnak T, Lipton SA (2000) Mitochondrial and extramitochondrial apoptotic signaling pathways in cerebrocortical neurons. Proc Natl Acad Sci U S A 97:6161−6166.
Canzoniero LM, Sensi SL, Choi DW (1996) Recovery from NMDA-induced intracellular acidification is delayed and dependent on extracellular bicarbonate. Am J Physiol 270: C593-C599.
Castilho RF, Hansson O, Ward MW, Budd SL, Nicholls DG (1998) Mitochondrial control of acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J Neurosci 18:10 277−10 286.
Chalmers S, Nicholls DG (2003) The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria. J Biol Chem 278:1 906 219 070.
Chesler M (2003) Regulation and modulation of pH in the brain. Physiol Rev 83:11 831 221.
Chinopoulos C, Gerencser AA, Doczi J, Fiskum G, dam-Vizi V (2004) Inhibition of glutamate-induced delayed calcium deregulation by 2-APB and La3+ in cultured cortical neurones. J Neurochem 91:471−483.
Choi DW (1988) Glutamate neurotoxicity and diseases of the nervous system. Neuron 1:623−634.
Crompton M (1999) The mitochondrial permeability transition pore and its role in cell death. Biochem J 341 (Pt 2):233−249.
Czyz A, Baranauskas G, Kiedrowski L (2002) Instrumental role of Na+ in NMDA excitotoxicity in glucose-deprived and depolarized cerebellar granule cells. J Neurochem 81:379−389.
Dawson TM, Steiner JP, Dawson VL, Dinerman JL, Uhl GR, Snyder SH (1993) Immunosuppressant FK506 enhances phosphorylation of nitric oxide synthase and protects against glutamate neurotoxicity. Proc Natl Acad Sci U S A 90:9808−9812.
DiPolo R, Beauge L (2006) Sodium/calcium exchanger: influence of metabolic regulation on ion carrier interactions. Physiol Rev 86:155−203.
Dubinsky JM (1993) Intracellular calcium levels during the period of delayed excitotoxicity. J Neurosci 13:623−631.
Dubinsky JM, Levi Y (1998) Calcium-induced activation of the mitochondrial permeability transition in hippocampal neurons. J Neurosci Res 53:728−741.
Dubinsky JM, Rothman SM (1991) Intracellular calcium concentrations during «chemical hypoxia» and excitotoxic neuronal injury. J Neurosci 11:2545−2551.
Duchen MR (2004) Mitochondria in health and disease: perspectives on a new mitochondrial biology. Mol Aspects Med 25:365−451.
Duchen MR, Jackson JB, Keelan J, Mojet MH, Vergun О (2001) Functional imaging of mitochondria within cells. In: Methods in cellular imaging pp 88−111. Oxford university press.
Erdelt H, Weidemann MJ, Buchholz M, Klingenberg M (1972) Some principle effects of bongkrekic acid on the binding of adenine nucleotides to mitochondrial membranes. Eur J Biochem 30:107−122.
Filippin L, Abad MC, Gastaldello S, Magalhaes PJ, Sandona D, Pozzan T (2005) Improved strategies for the delivery of GFP-based Ca2+ sensors into the mitochondrial matrix. Cell Calcium 37:129−136.
Filippin L, Magalhaes PJ, Di BG, Colella M, Pozzan T (2003) Stable interactions between mitochondria and endoplasmic reticulum allow rapid accumulation of calcium in a subpopulation of mitochondria. J Biol Chem 278:39 224−39 234.
Forte M, Bernardi P (2005) Genetic dissection of the permeability transition pore. J Bioenerg Biomembr 37:121−128.
Frieden M, James D, Castelbou C, Danckaert A, Martinou JC, Demaurex N (2004) Ca (2+) homeostasis during mitochondrial fragmentation and perinuclear clustering induced by hFisl. J Biol Chem 279:22 704−22 714.
Gunter ТЕ (1994) Cation transport by mitochondria. J Bioenerg Biomembr 26:465−469.
Gunter ТЕ, Buntinas L, Sparagna G, Eliseev R, Gunter К (2000) Mitochondrial calcium transport: mechanisms and functions. Cell Calcium 28:285−296.
Gunter ТЕ, Pfeiffer DR (1990) Mechanisms by which mitochondria transport calcium. Am J Physiol 258: C755-C786.
Gursahani HI, Schaefer S (2004) Acidification reduces mitochondrial calcium uptake in rat cardiac mitochondria. Am J Physiol Heart Circ Physiol 287: H2659-H2665.
Halestrap AP, Quinlan PT, Whipps DE, Armston AE (1986) Regulation of the mitochondrial matrix volume in vivo and in vitro. The role of calcium. Biochem J 236:779−787.
Halestrap AP, Woodfield KY, Connern CP (1997) Oxidative stress, thiol reagents, and membrane potential modulate the mitochondrial permeability transition by affecting nucleotide binding to the adenine nucleotide translocase. J Biol Chem 272:3346−3354.
Hansson MJ, Mansson R, Mattiasson G, Ohlsson J, Karlsson J, Keep MF, Elmer E (2004) Brain-derived respiring mitochondria exhibit homogeneous, complete and cyclosporin-sensitive permeability transition. J Neurochem 89:715−729.
Hardingham GE, Fukunaga Y, Bading H (2002) Extrasynaptic NMDARs oppose synaptic NMDARs by triggering CREB shut-off and cell death pathways. Nat Neurosci 5:405−414.
Hartley DM, Kurth MC, Bjerkness L, Weiss JH, Choi DW (1993) Glutamate receptor-induced 45Ca2+ accumulation in cortical cell culture correlates with subsequent neuronal degeneration. J Neurosci 13:1993−2000.
Hartley Z, Dubinsky JM (1993) Changes in intracellular pH associated with glutamate excitotoxicity. J Neurosci 13:4690−4699.
Herscher CJ, Rega AF (1997) On the mechanism of inhibition of the PMCa (2+)-ATPase by lanthanum. Ann N Y Acad Sci 834:407−409.
Hille В (2001) Ion channels of excitable membranes. Massachusets, USA: Sinauer Associates Inc.
Hoyt KR, Arden SR, Aizenman E, Reynolds IJ (1998) Reverse Na+/Ca2+ exchange contributes to glutamate-induced intracellular Ca2+ concentration increases in cultured rat forebrain neurons. Mol Pharmacol 53:742−749.
Hyrc KL, Bownik JM, Goldberg MP (1998) Neuronal free calcium measurement using BTC/AM, a low affinity calcium indicator. Cell Calcium 24:165−175.
Hyrc KL, Bownik JM, Goldberg MP (2000) Ionic selectivity of low-affinity ratiometric calcium indicators: mag-Fura-2, Fura-2FF and BTC. Cell Calcium 27:75−86.
Ichas F, Mazat JP (1998) From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore. Switching from low- to high-conductance state. Biochim Biophys Acta 1366:33−50.
Irwin RP, Lin SZ, Long RT, Paul SM (1994) N-methyl-D-aspartate induces a rapid, reversible, and calcium-dependent intracellular acidosis in cultured fetal rat hippocampal neurons. J Neurosci 14:1352−1357.
Keelan J, Vergun 0, Duchen MR (1999) Excitotoxic mitochondrial depolarisation requires both calcium and nitric oxide in rat hippocampal neurons. J Physiol 520 Pt 3:797−813.
Khodorov В (2004) Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurones. Prog Biophys Mol Biol 86:279−351.
Khodorov B, Pinelis V, Golovina V, Fajuk D, Andreeva N, Uvarova T, Khaspekov L, Victorov I (1993) On the origin of a sustained increase in cytosolic Ca2+ concentration after a toxic glutamate treatment of the nerve cell culture. FEBS Lett 324:271−273.
Khodorov B, Pinelis V, Storozhevykh T, Vergun O, Vinskaya N (1996a) Dominant role of mitochondria in protection against a delayed neuronal Ca2+ overload induced by endogenous excitatory amino acids following a glutamate pulse. FEBS Lett 393:135−138.
Khodorov B, Pinelis V, Storozhevykh T, Yuravichus A, Khaspekhov L (1999) Blockade of mitochondrial Ca2+ uptake by mitochondrial inhibitors amplifies the glutamate-induced calcium response in cultured cerebellar granule cells. FEBS Lett 458:162−166.
Khodorov B, Pinelis V, Vergun O, Storozhevykh T, Vinskaya N (1996b) Mitochondrial deenergization underlies neuronal calcium overload following a prolonged glutamate challenge. FEBS Lett 397:230−234.
Kiedrowski L (1999) N-methyl-D-aspartate excitotoxicity: relationships among plasma membrane potential, Na (+)/Ca (2+) exchange, mitochondrial Ca (2+) overload, and cytoplasmic concentrations of Ca (2+), H (+), and K (+). Mol Pharmacol 56:619−632.
Kiedrowski L, Brooker G, Costa E, Wroblewski JT (1994a) Glutamate impairs neuronal calcium extrusion while reducing sodium gradient. Neuron 12:295−300.
Kiedrowski L, Costa E (1995) Glutamate-induced destabilization of intracellular calcium concentration homeostasis in cultured cerebellar granule cells: role of mitochondria in calcium buffering. Mol Pharmacol 47:140−147.
Kiedrowski L, Wroblewski JT, Costa E (1994b) Intracellular sodium concentration in cultured cerebellar granule cells challenged with glutamate. Mol Pharmacol 45:10 501 054.
Kirichok Y, Krapivinsky G, Clapham DE (2004) The mitochondrial calcium uniporter is a highly selective ion channel. Nature 427:360−364.
Koch RA, Barish ME (1994) Perturbation of intracellular calcium and hydrogen ion regulation in cultured mouse hippocampal neurons by reduction of the sodium ion concentration gradient. J Neurosci 14:2585−2593.
Kristal BS, Dubinsky JM (1997) Mitochondrial permeability transition in the central nervous system: induction by calcium cycling-dependent and -independent pathways. J Neurochem 69:524−538.
Kristian T, Bernardi P, Siesjo BK (2001) Acidosis promotes the permeability transition in energized mitochondria: implications for reperfusion injury. J Neurotrauma 18:10 591 074.
Kristian T, Gertsch J, Bates ТЕ, Siesjo BK (2000) Characteristics of the calcium-triggered mitochondrial permeability transition in nonsynaptic brain mitochondria: effect of cyclosporin A and ubiquinone O. J Neurochem 74:1999−2009.
Kristian T, Weatherby TM, Bates ТЕ, Fiskum G (2002) Heterogeneity of the calcium-induced permeability transition in isolated non-synaptic brain mitochondria. J Neurochem 83:1297−1308.
Kushnareva YE, Sokolove PM (2000) Prooxidants open both the mitochondrial permeability transition pore and a low-conductance channel in the inner mitochondrial membrane. Arch Biochem Biophys 376:377−388.
Kushnareva YE, Wiley SE, Ward MW, Andreyev AY, Murphy AN (2005) Excitotoxic injury to mitochondria isolated from cultured neurons. J Biol Chem 280:28 894−28 902.
Litsky ML, Pfeiffer DR (1997) Regulation of the mitochondrial Ca2+ uniporter by external adenine nucleotides: the uniporter behaves like a gated channel which is regulated by nucleotides and divalent cations. Biochemistry 36:7071−7080.
Lukacs GL, Kapus A (1987) Measurement of the matrix free Ca2+ concentration in heart mitochondria by entrapped fura-2 and quin2. Biochem J 248:609−613.
Lukacs GL, Kapus A, Fonyo A (1988) Parallel measurement of oxoglutarate dehydrogenase activity and matrix free Ca2+ in fura-2-loaded heart mitochondria. FEBS Lett 229:219−223.
Matsuyama S, Reed JC (2000) Mitochondria-dependent apoptosis and cellular pH regulation. Cell Death Differ 7:1155−1165.
McCormack JG, Halestrap AP, Denton RM (1990) Role of calcium ions in regulation of mammalian intramitochondrial metabolism. Physiol Rev 70:391−425.
Meech RW, Thomas RC (1977) The effect of calcium injection on the intracellular sodium and pH of snail neurones. J Physiol 265:867−879.
Nagai T, Sawano A, Park ES, Miyawaki A (2001) Circularly permuted green fluorescent proteins engineered to sense Ca2+. Proc Natl Acad Sci U S A 98:3197−3202.
Nicholls D, Attwell D (1990) The release and uptake of excitatory amino acids. Trends Pharmacol Sci 11:462−468.
Nicholls DG (2004) Mitochondrial dysfunction and glutamate excitotoxicity studied in primary neuronal cultures. Curr Mol Med 4:149−177.
Nicholls DG, Budd SL (2000) Mitochondria and neuronal survival. Physiol Rev 80:315−360.
Nicholls DG, Fergusson SJ (2002) Bioenergetics 3. Elsevier Science Ltd.
Nieminen AL, Petrie TG, Lemasters JJ, Selman WR (1996) Cyclosporin A delays mitochondrial depolarization induced by N-methyl-D-aspartate in cortical neurons: evidence of the mitochondrial permeability transition. Neuroscience 75:993−997.
Nowicky AV, Duchen MR (1998) Changes in Ca2+.i and membrane currents during impaired mitochondrial metabolism in dissociated rat hippocampal neurons. J Physiol 507 (Pt 1):131−145.
Ouyang YB, Kristian T, Kristianova V, Mellergard P, Siesjo BK (1995) The influence of calcium transients on intracellular pH in cortical neurons in primary culture. Brain Res 676:307−313.
Pallen С J, Wang JH (1984) Regulation of calcineurin by metal ions. Mechanism of activation by Ni2+ and an enhanced response to Ca2+/calmodulin. J Biol Chem 259:6134−6141.
Peng TI, Jou MJ, Sheu SS, Greenamyre JT (1998) Visualization of NMDA receptor-induced mitochondrial calcium accumulation in striatal neurons, Exp Neurol 149:1−12.
Pinelis VG, Segal M, Greenberger V, Khodorov BI (1994) Changes in cytosolic sodium caused by a toxic glutamate treatment of cultured hippocampal neurons. Biochem Mol Biol Int 32:475−482.
PivovarovaNB, Hongpaisan J, Andrews SB, Friel DD (1999) Depolarization-induced mitochondrial Ca accumulation in sympathetic neurons: spatial and temporal characteristics. J Neurosci 19:6372−6384.
Pivovarova NB, Nguyen HV, Winters CA, Brantner CA, Smith CL, Andrews SB (2004) Excitotoxic calcium overload in a subpopulation of mitochondria triggers delayed death in hippocampal neurons. J Neurosci 24:5611−5622.
Porcelli AM, Ghelli A, Zanna C, Pinton P, Rizzuto R, Rugolo M (2005) pH difference across the outer mitochondrial membrane measured with a green fluorescent protein mutant. Biochem Biophys Res Commun 326:799−804.
Rajdev S, Reynolds IJ (1994) Glutamate-induced intracellular calcium changes and neurotoxicity in cortical neurons in vitro: effect of chemical ischemia. Neuroscience 62:667−679.
Reeves J (1985) The sarcolemmal sodium-calcium exchange system. In: Current topics membrane transport pp 77−127.
Regan RF, Panter SS, Witz A, Tilly JL, Giffard RG (1995) Ultrastructure of excitotoxic neuronal death in murine cortical culture. Brain Res 705:188−198.
Rintoul GL, Bennett VJ, Papaconstandinou NA, Reynolds IJ (2006) Nitric oxide inhibits mitochondrial movement in forebrain neurons associated with disruption of mitochondrial membrane potential. J Neurochem.
Rintoul GL, Filiano AJ, Brocard JB, Kress GJ, Reynolds IJ (2003) Glutamate decreases mitochondrial size and movement in primary forebrain neurons. J Neurosci 23:78 817 888.
Rossi DJ, Oshima T, Attwell D (2000) Glutamate release in severe brain ischaemia is mainly by reversed uptake. Nature 403:316−321.
Sattler R, Charlton MP, Hafner M, Tymianski M (1998) Distinct influx pathways, not calcium load, determine neuronal vulnerability to calcium neurotoxicity. J Neurochem 71:2349−2364.
Sattler R, Xiong Z, Lu WY, Hafner M, MacDonald JF, Tymianski M (1999) Specific coupling of NMDA receptor activation to nitric oxide neurotoxicity by PSD-95 protein. Science 284:1845−1848.
Schinder AF, Olson EC, Spitzer NC, Montal M (1996) Mitochondrial dysfunction is a primary event in glutamate neurotoxicity. J Neurosci 16:6125−6133.
Schreier MH, Baumann G, Zenke G (1993) Inhibition of T-cell signaling pathways by immunophilin drug complexes: are side effects inherent to immunosuppressive properties? Transplant Proc 25:502−507.
Schwiening CJ, Boron WF (1994) Regulation of intracellular pH in pyramidal neurones from the rat hippocampus by Na (+)-dependent Cl (-)-. J Physiol 475:59−67.
Schwiening С J, Willoughby D (2002) Depolarization-induced pH microdomains and their relationship to calcium transients in isolated snail neurones. J Physiol 538:371−382.
Selivanov VA, Ichas F, Holmuhamedov EL, Jouaville LS, Evtodienko YV, Mazat JP (1998) A model of mitochondrial Ca (2+)-induced Ca2+ release simulating the Ca2+ oscillations and spikes generated by mitochondria. Biophys Chem 72:111−121.
Stout AK, Raphael HM, Kanterewicz BI, Klann E, Reynolds IJ (1998) Glutamate-induced neuron death requires mitochondrial calcium uptake. Nat Neurosci 1:366−373.
Stout AK, Reynolds IJ (1999) High-affinity calcium indicators underestimate increases in intracellular calcium concentrations associated with excitotoxic glutamate stimulations. Neuroscience 89:91−100.
Sultan A, Sokolove PM (2001a) Free fatty acid effects on mitochondrial permeability: an overview. Arch Biochem Biophys 386:52−61.
Sultan A, Sokolove PM (2001b) Palmitic acid opens a novel cyclosporin A-insensitive pore in the inner mitochondrial membrane. Arch Biochem Biophys 386:37−51.
Szabo I, Bernardi P, Zoratti M (1992) Modulation of the mitochondrial megachannel by divalent cations and protons. J Biol Chem 267:2940−2946.
Tymianski M, Charlton MP, Carlen PL, Tator CH (1993a) Secondary Ca2+ overload indicates early neuronal injury which precedes staining with viability indicators. Brain Res 607:319−323.
Tymianski M, Charlton MP, Carlen PL, Tator CH (1993b) Source specificity of early calcium neurotoxicity in cultured embryonic spinal neurons. J Neurosci 13:2085−2104.
Vergun О, Keelan J, Khodorov BI, Duchen MR (1999) Glutamate-induced mitochondrial depolarisation and perturbation of calcium homeostasis in cultured rat hippocampal neurones. J Physiol 519 Pt 2:451−466.
Vergun 0, Reynolds IJ (2005a) Distinct characteristics of Ca (2+)-induced depolarization of isolated brain and liver mitochondria. Biochim Biophys Acta 1709:127 137.
Vergun 0, Sobolevsky Al, Yelshansky MV, Keelan J, Khodorov BI, Duchen MR (2001) Exploration of the role of reactive oxygen species in glutamate neurotoxicity in rat hippocampal neurones in culture. J Physiol 531:147−163.
Vergun OV, Reynolds IJ (2005b) Developmental changes in the properties of Ca2±induced depolarization in brain mitochondria. In: 35th Annual meeting of society for neuroscience pp 550.6. Washington, DC: Society for Neuroscience.
Wabnitz AV, Storozhevykh T, Senilova YE, Pinelis V, Khodorov BI (2005) The permeability transition pore is not a prerequisite for glutamate-induced calcium deregulation and mitochondrial depolarization in brain neurons. Биол мембраны 22:346 350.
Wang GJ, Randall RD, Thayer SA (1994) Glutamate-induced intracellular acidification of cultured hippocampal neurons demonstrates altered energy metabolism resulting from Ca2+ loads. J Neurophysiol 72:2563−2569.
Wang GJ, Thayer SA (1996) Sequestration of glutamate-induced Ca2+ loads by mitochondria in cultured rat hippocampal neurons. J Neurophysiol 76:1611−1621.
Ward MW, Rego AC, Frenguelli BG, Nicholls DG (2000) Mitochondrial membrane potential and glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J Neurosci 20:7208−7219.
Werth JL, Thayer SA (1994) Mitochondria buffer physiological calcium loads in cultured rat dorsal root ganglion neurons. J Neurosci 14:348−356.
White RJ, Reynolds IJ (1996) Mitochondrial depolarization in glutamate-stimulated neurons: an early signal specific to excitotoxin exposure. J Neurosci 16:5688−5697.
Wu ML, Chen JH, Chen WH, Chen YJ, Chu КС (1999) Novel role of the Ca (2+)-ATPase in NMDA-induced intracellular acidification. Am J Physiol 277: C717-C727.
Xu-Friedman MA, Regehr WG (1999) Presynaptic strontium dynamics and synaptic transmission. Biophys J 76:2029−2042.
Zoratti M, Szabo I (1995) The mitochondrial permeability transition. Biochim Biophys Acta 1241:139−176.

Заполнить форму текущей работой