Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Новые методы анализа динамики почвенного микробиома, изученной с использованием метагеномных технологий

Диссертация: Новые методы анализа динамики почвенного микробиома, изученной с использованием метагеномных технологий
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Помимо решения проблем, связанных с описанием биоразнообразия в целом, ТП может быть использовано для решения проблемы наличия большого числа не-идентифицируемых последовательностей при анализе метагенома. Напомним, что в ходе исследования структуры микробного сообщества с помощью традиционных подходов, нами было отмечено наличие большого числа неидентифицируемых последовательностей (в том числе… Читать ещё >

Содержание

  • Цель и задачи исследования
  • Глава 1. Обзор литературы
  • Структура почвенного метагенома и методы ее изучения
    • 1. Источники почвенной ДНК
    • 2. Пространственная организация почвенного метагенома
    • 3. Биоразнообразие почвенных микробных сообществ как результат воздействия селективных географических и физико-химических факторов среды
    • 4. Влияние засоления на почвенное микробное сообщество
    • 5. Современные филогенетические и таксономические аспекты исследования биоразнообразия
  • Глава 2. Объекты и методы исследования
    • 1. Отбор почвенных образцов
    • 2. Приготовление препарата почвенной ДНК
      • 2. 1. Выделение ДНК из почвы
      • 2. 2. Очистка препарата ДНК
    • 3. Проведение количественной ПЦР
    • 4. Секвенирование нуклеотидных последовательностей
    • 5. Обработка результатов секвенирования
    • 6. Анализ нуклеотидных последовательностей ампликонных библиотек
    • 7. Использование статистических крнитериев для оценки достоверности различий средних и дисперсий
  • Глава 3. Результаты и обсуждение
    • 1. Анализ численности и общих показателей биоразнообразия микробных сообществ
    • 2. Анализ таксономической структуры микробных сообществ в условиях природного почвенного засоления
    • 3. Анализ таксономической структуры микробных сообществ в условиях искусственного почвенного засоления
    • 4. Сравнительный анализ таксономической структуры микробных сообществ в условиях природного и искусственного почвенного засоления
    • 5. Разработка новых подходов для анализа структуры и динамики микробиома
      • 5. 1. Выявление экологических групп галофильных, галотолерантных и негалофиль-ных микроорганизмов
      • 5. 2. Разработка и использование модели таксономического пространства (ТП) для гена 16Б рРНК
  • Выводы

Новые методы анализа динамики почвенного микробиома, изученной с использованием метагеномных технологий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Долгое время изучение почвенных микробных сообществ было основано на выделении культур микроорганизмов с последующим изучением их свойств. При этом прямой подсчет клеток микроорганизмов в почве показал, что их число примерно на порядок превышает оценки численности, полученные с использованием методов культивирования (Мишустин и др., 1978). Анализ почвенной ДНК подтвердил наличие в почве большого числа некультивируемых микроорганизмов, доля которых может составлять до 90% от состава сообщества. Доступ к изучению некультивируемых микроорганизмов появился только с внедрением в микробиологическую практику молекулярно-генетических подходов (Rondon et al., 1999). Оказалось, что почвенный метагеном содержит в себе огромный объем генетической информации (в 1 гр почвы может содержаться до 1015 — 1016 п.н. ДНК, что примерно соответствует 109 — Ю10 бактериальным геномам). Качественный анализ таксономического состава почвенного сообщества, проведенный на основе изучения полиморфизма гена 16S рРНК, показал, что число видов микроорганизмов, формирующих микробное сообщество, исчисляется тысячами (Vogel et al., 2009).

Уже сейчас становятся очевидными перспективы применения молекулярно-генетических методов в почвенной микробиологии. В первую очередь, это возможность более полного исследования почвенного микробиома, в перспективе включающее изучение свойств не только культивируемых, но и некультивируемых микроорганизмов, определение состава и функций почвенных микробных ассоциаций, выяснение объема и функциональной нагрузки почвенного микробиологического и генетического потенциала.

В начале своего развития исследования почвенного микробиома были ограничены отсутствием эффективных методик секвенирования (Wooley et al., 2010). Используемая в то время стандартная методика секвенирования по Сэнджеру требовала больших временных и материальных затрат (Маниатис и др., 1984). С появлением методов высокопроизводительного секвенирования стало возможным не только полное исследование таксономической структуры почвенного микробиома, но и изучение ее динамики (Lombard et al., 2011). В результате этого появилась возможность использовать метагеномные данные для решения основных задач почвенной микробиологии, среди которых большое значение имеет определение общих закономерностей в формировании и функционировании микробиомов различных почвенных местообитаний. Для решения данного вопроса требуется проведение микробиологического скрининга почв различных типов, а также осуществление масштабных мониторинговых исследований по изучению динамики микро-биома в ответ на действие того или иного экологического фактора. Данные исследования будут являться фундаментом для использования метагеномных данных на практике. В частности, они могут быть использованы в природоохранной сфере для сохранения природного биоразнообразия микроорганизмов и выявления факторов, нарушающих его структуру. Также данные по структуре почвенного микробиома могут быть востребованы для решения ряда проблем современного земледелия, таких как: ранняя диагностика и профилактика почвенного состояния, поиск новых потенциально плодородных земель, микробиологическая ремедиация почв, оптимизация использования биопрепаратов, создание новых эффективных растительно-микробных систем в практике адаптивного земледелия и др.

Технологическая база для проведения данных исследований намного опережает в своем развитии методологическую базу, связанную с разработкой адекватных методов анализа метагеномных данных, которые позволили бы извлекать из них биологически значимую информацию. На данный момент устойчивой тенденцией является применение методов, которые представляют собой синтез методов биоинформатики и традиционных экологических подходов к оценке биоразнообразия (Schloss et al., 2009). Очевидно, что работа со «списками организмов» при проведении масштабных мониторинговых исследований представляет собой практически невыполнимую задачу, поэтому использование данных по структуре метагено-ма для решения поставленных ранее задач фундаментальной и прикладной почвенной микробиологии будет напрямую зависеть от применения новых аналитических подходов, которые позволили бы упростить процедуру анализа данных по биоразнообразию и извлечь из них биологически значимую информацию. Работы в направлении поиска качественно новых методов обработки результатов метагеномных исследований активно ведутся (Lilburn et al., 2004; Hur et al., 2004, Hughes et al., 2004; Lee et al., 2006). Также наметилась ярко выраженная тенденция к интеграции метагеномных данных, проявляющаяся в возникновении крупных международных проектов по изучению биоразнообразия, таких как EMP (Earth Microbi-ome Project), HMP (Human Microbiome Project) и др.

В рамках данной работы нами будут предложены методы для обработки данных по таксономическому разнообразию гена 16S рРНК с целью их более эффективного использования в исследованиях по микробиологическому мониторингу почвенного состояния. Решение этой задачи необходимо начинать с создания наиболее простых модельных систем, в которых микробные сообщества будут подвергаться действию экологического фактора, вызывающего контрастные изменения в их структуре. Одним из таких факторов является засоление (Lozupone et al., 2007). Выбор этого фактора является важным не только с методической, но и с практической точки зрения, поскольку почвенное засоление является одним из факторов, ограничивающих эффективность современного земледелия, и с каждым годом достигает все больших масштабов (Evelin et al., 2009).

В качестве объектов данного исследования нами были выбраны две системы — природного засоления (пробы почвы, отобранные по градиенту засоленности в солончаке) и искусственного засоления (лабораторный эксперимент по искусственному засолению каштановой почвы).

Цель и задачи исследования

:

Целью исследования является разработка новых методов для анализа данных по таксономическому разнообразию микробных сообществ, полученных с использованием метагеномных технологий, на примере анализа модельных систем природного и искусственного почвенного засоления.

Задачами работы являлись:

1. На основе анализа данных пиросеквенирования библиотек гена 16S рРНК изучить изменение таксономической структуры почвенного микробиома вдоль градиента засоленности в условиях природного почвенного засоления;

2. Изучить изменение таксономической структуры почвенного микробиома в условиях искусственного засоления;

3. Выявить группы микроорганизмов, являющиеся маркерами процессов природного и искусственного засоления;

4. Разработать математические методы для анализа данных высокопроизводительного секвенирования, позволяющие провести ранжирование микроорганизмов в соответствии с реакцией на действие засоленности и дать интегральную оценку структуры и динамики микробных сообществ.

Научная новизна:

Впервые на основе анализа данных высокопроизводительного секвенирования описано изменение таксономической структуры метагенома микробного сообщества в условиях природного и искусственного почвенного засоления и выявлены кандидаты на роль индикаторов засоления — бактерий из сем. ВасШасеае (ПгтгсМез) и пор. 8рЫп§ оЬас (епа1е$ (Вас1егогс1е1е&). Впервые предложены новые методы для анализа данных высокопроизводительного секвенирования: 1) метод ранжирования микроорганизмов в соответствии с реакцией на засоленность, позволяющий выявить экологические группы галофильных, галотолерантных и негалофильных микроорганизмов на уровне рода 2) метод математического моделирования динамики микробиомов в таксономическом пространстве гена 16Б рРНК с вычислением интегральных параметров, описывающих их структуру (центральная точка) и динамику (вектор смещения центральной точки), позволяющих установить факт и определить направление сукцессии микробного сообщества.

Научно-теоретическая и практическая значимость исследования.

Предложенные новые методы могут быть использованы для анализа структуры и динамики почвенного микробиома. Они будут востребованы во многих областях практической микробиологии. В природоохранной сфере станет возможным проведение масштабных мониторинговых исследований по действию основных биогенных и антропогенных экологических факторов на структуру почвенных микробоценозов, что будет способствовать развитию программ, направленных на сохранение их природного биоразнообразия. В сельскохозяйственной практике исследование почвенного микробиома будет способствовать поиску новых потенциально плодородных земель, в криминалистике — формированию базы микробиологических маркеров, позволяющих установить регион происхождения почвенного образца.

Выполнение работы было поддержано:

Программой поддержки фундаментальных исследований по приоритетным направлениям Санкт-Петербургского государственного университета в рамках проекта «Метагеномный анализ микробиома как многофункционального высоко-интегрированного биосферного «интерфейса», грантом РФФИ 12−04−1 371-а «Основные факторы, влияющие на формирование структуры почвенного микробиома по данным высокопроизводительного секвенирования» и ГК № 16.512.11.2132 «Разработка метода массового метагеномного скрининга почв сельскохозяйственного назначения в целях оптимизации их использования».

Апробация работы.

Материалы диссертации опубликованы в 12 научных работах (из которых 8 статей и 4 тезиса). По результатам работы были сделаны сообщения на конференциях: VII Московский международный конгресс «Биотехнология: состояние и перспективы развития», 19−22 марта 2013 г., Москва, Россия (устный доклад), VI Всероссийской конференция молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой», 24−28 сентября 2012 г., Саратов, Россия (первая премия за устный доклад), школа-конференция для аспирантов AB-RMS («Адаптация к изменению климата в регионе Балтийского моря: вклад исследований из области растительной и микробной биотехнологии») 12−17 июля 2010 г., Миккеле, Финляндия, 4-й съезд европейского микробиологического общества 26.

30 июня 2011 г., Женева, Швейцария, 14-й международный симпозиум по экологии микроорганизмов 19−24 августа 2012 г., Копенгаген, Дания.

Публикации.

По материалам диссертации опубликовано 9 печатных работ (8 статей и одна глава в монографии) и 5 тезисов докладов на российских и международных научных конференциях.

Объем и структура диссертации.

Материалы диссертации изложены на 117 страницах машинописного текста, включающего в себя введение, 5 глав обзора литературы, описание материалов и методов исследования, 5 глав собственных исследований и обсуждения полученных результатов, выводы и список литературы. Работа проиллюстрирована 7 таблицами и 31 рисунками, указатель литературы содержит 154 источника, в том числе 10 отечественных и 144 иностранных.

Выводы:

1. Использование кластерного анализа и теста Мантеля показало, что основным фактором, определяющим структуру микробного сообщества в почвах солончака Шингирлау, является засоленность, определяющая смену состава микробного сообщества с доминирующих в незаселенных участках актинобактерий ЯиЬгоЬас1еп'асеае и 8оИгиЪгоЪас1епасеае на некультивируемых бактерий из класса АсИпоЬас1ег1а и бактерий из фил РШеоЪаМепа, Firmicut. es и Bacteroidetes в наиболее засоленном участке.

2. В модельном опыте по искусственному засолению наблюдалось значительное снижение уровня разнообразия. В сообществе увеличилась доля бактерий из семейств ВасШасеае, 8[гер1отусе1асеае, Nocardioidaceae и Ва1пео1асеае (в том числе его слабогалофильных представителей из рода СгасШтопая).

3. Выявлены группы микроорганизмов, которые могут рассматриваться в качестве кандидатов на роль индикаторов процесса засоления — бактерии из семейств ВасШасеае и Ва1пео1асеае.

4. Ранжирование микроорганизмов с использованием модели линейной регрессии позволило систематизировать данные по разнообразию и выявить роды микроорганизмов, принадлежащие к предполагаемым группам га-лофильных, галотолерантных и негалофильных микроорганизмов.

5. Разработанная модель таксономического пространства на основе оценки двух интегральных математических параметров — центральной точки и вектора ее смещения позволяет учитывать неидентифицируемые последовательности, проводить сравнительный анализ метагеномов и оценивать направление и глубину их сукцессии.

Заключение

.

На примере анализа процессов природного и искусственного почвенного засоления мы показали, что традиционный метагеномный анализ сталкивается с рядом методологических проблем при изучении динамики микробных сообществ. Прежде всего, это связано с большим объемом данных по биоразнообразию и отсутствием системности в их анализе. Предложенная в работе модель ТП представляет собой один из вариантов системного подхода к анализу метагеномных данных, рассматривая почвенный метагеном, как целостную надорганизменную систему наследственности, структура и динамика которой может быть описана с использованием интегральных математических параметров. Использование ТП для анализа микробных сообществ в условиях засоления показало, что данный подход позволяет оценивать глубину и направление сукцессии микробного сообщества при действии стрессовых экологических факторов различной природы. Помимо решения вопросов, связанных с динамикой микробиома, в работе предложен метод для выявления микроорганизмов, претендующих на роль экологических индикаторов при стрессовом воздействии. Совместное применение данных подходов в исследовании процессов почвенного засоления позволило выявить группы галофиль-ных, негало фильных и галотолерантных прокариот и показать наличие сходных тенденций в развитии систем природного и искусственного почвенного засоления. Поскольку в работе применялись наиболее простые статистические критерии, использование которых для оценки сходства или различия сообществ в ТП не вполне соответствует природе исследуемых данных, в дальнейшем необходима разработка дополнительных статистических оценок для каждого из интегральных параметров ТП.

Также стала очевидной необходимость в проведении ряда дополнительных экспериментов, позволяющих проводить градацию экологических факторов в зависимости от степени их влияния на структуру микробиома. Дальнейшая работа по обозначенным направлениям позволит перейти к практическому использованию информации о структуре почвенного метагенома для диагностики и профилактики почвенного агроэкологического состояния, а также для использования в таких отраслях сельскохозяйственной практики как биоремедиация, оптимизация использования биопрепаратов, поиск перспективных видов микроорганизмов, обеспечивающих рост и развитие растений и др.

Помимо решения проблем, связанных с описанием биоразнообразия в целом, ТП может быть использовано для решения проблемы наличия большого числа не-идентифицируемых последовательностей при анализе метагенома. Напомним, что в ходе исследования структуры микробного сообщества с помощью традиционных подходов, нами было отмечено наличие большого числа неидентифицируемых последовательностей (в том числе последовательностей с неустановленной таксономической характеристикой на уровне филы). Отсутствие точных таксономических характеристик у значительной части микроорганизмов не позволяет проводить сравнительный анализ данных, полученных в различных экспериментах. Представление данных в ТП позволяет решить данную проблему, посредством переноса анализа в систему, где строго фиксированное положение может быть определено для любого варианта гена 16Б рРНК без процедуры его таксономической идентификации. Это дает каждому микроорганизму своеобразное «удостоверение личности» в виде набора из 42 координат, которое позволяет идентифицировать его в различных экспериментах и, таким образом, производить интеграцию данных различных исследований.

Еще одной проблемой современных метагеномных исследований является проблема выбора критерия для формирования ОТЕ (большинство исследователей в данном случае используют формальный критерий 97% сходства в структуре гена 16Б рРНК). Использование ТП позволит осуществить научно-обоснованный выбор данного критерия. Поскольку в основе данной модели лежит описание филогенетических связей между нуклеотидными последовательностями, то при описании микробного сообщества, мы можем в полной мере использовать описанные выше эволюционные построения (см. главу «Обзор литературы»), В соответствии с ними можно, например, попытаться определить степень варьирования нуклеотидной последовательности гена 168 рРНК в пределах вида для различных таксонов или даже просто «разделить» ЭП на формальные сектора.

В рамках модели ТП могут найти свое решение и фундаментальные вопросы, связанные с эволюцией нуклеотидных последовательностей. Поскольку модель позволяет дать описание любому варианту структуры гена 16Б рРНК (включая как реализованные, так и еще не реализованные в ходе эволюции варианты), то в ее рамках могут решаться вопросы, связанные с происхождением и эволюцией прока-риотных таксонов (например, может быть определен гипотетический центр происхождения таксона). В последнем случае ТП может быть реорганизовано в эволюционное пространство. Реорганизация ТП в ЭП очевидно будет связана с предъявлением новых требований к выбору координат, участвующих в его построении. Рассмотрение микробных сообществ в эволюционном пространстве позволит подойти к решению целого ряда вопросов, таких как, например, установление связи между изменением таксономической структуры сообщества и эволюционными событиями в микробных популяциях, поиск «центров происхождения» прокариотных таксонов и многих других.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.П., Зенова Г. М. Биология почв. М.: МГУ, 1989. 336 с.
  2. Воробьева JI. A, Паикова Е. И. Щелочные засоленные почвы России // Почвоведение. 2008. № 5. С. 517−532.
  3. Е.В. Молекулярные аспекты адаптации прокариот. СПб.: Издательство С.-Петербургского университета, 2007. 299 с.
  4. Звягинцев Д. Г, Зенова Г. М, Оборотов Г. В. Мицелиальные бактерии засоленных почв // Почвоведение. 2008. № 10. С. 1250−1257.
  5. В.И. Классификация почв и агроэкологическая типология земель. СПб.: Лань, 2011.288 с.
  6. В.В. Молекулярная эволюция и филогенетический анализ. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2009. 256 с.
  7. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984. 479 с.
  8. Е.Н., Емцев В. Т. Микробиология. М.: Колос, 1978. 351 с.
  9. Е.В., Тамазян Г. С., Дольник А. С., Пинаев А. Г., Сергалиев Н. Х., Андронов Е. Е. Изучение структуры микробного сообщества засоленных почв сиспользованием высокопроизводительного секвенирования //Экологическая генетика. 2012. Т.Х. № 2. С.31−38.
  10. Acinas S.G., Marcelino L.A., Klepac-Cerajand V., Polz M.F. Divergence and redundancy of 16S rRNA sequences in genomes// Journal of bacteriology. 2004. № 186. P. 2629−2635.
  11. Andreetta A., Macci C., Ceccherini M.T., Cecchini G., Masciandaro G., Pietramellara G., Carnicelli S. Microbial dynamics in mediterranean moder humus //Biol Fertil Soils. 2004. № 48. P. 259−270.
  12. Ventosa A., Mellado E., Sanchez-Porro C. et al. Halophilic and halotolerant microorganisms from soils. In Dion P., Nautiyal C.S. (Eds) Microbiology of the extreme soils. 2008. P. 85−115.
  13. Ascher J., Ceccherini M.T., Nannipieri P., Pietramellara G. Extracellular DNA rise up in soil by water capillarity // Geophysical Research Abstracts. 2005. № 7. P. 7 946.
  14. Bakken L., Frostegard A. Nucleic acid extraction from soil. In: Nannipieri P., Smalla K. (Eds) Nucleic Acids and Proteins in Soil. 2006. P. 49−73.
  15. Baveye P.C. To sequence or not to sequence the whole-soil metagenome? // Nat Rev Microbiol. 2009. V. 10. № 7. P. 756.
  16. Bent S.J., Forney L.J. The tragedy of the uncommon: understanding limitations in the analysis of microbial diversity // ISME. 2008. № 2. P. 689−695.
  17. Bergmann G.T., Bates S.T., Eilers K.G., Lauber C.L., Caporaso J.G., Walters W.A., Knight R., Fierer N. The under-recognized dominance of Verrucomicrobia in soil bacterial communities // Soil Biol Biochem. 2011. № 43. P. 1450−1455.
  18. Bockelmann U., Liinsdorf H., SzewzykU. The detection of extracellular DNA as a structural component in the EPS of bacterial strains // Geophysical Research Abstracts. 2007. № 9. P. 1 325.
  19. Brockett B.F.T., Prescott C.E., Grayston S.J. Soil moisture is the major factor influencing microbial community structure and enzyme activities acrossseven biogeoclimatic zones in western Canada // Soil Biol Biochem. 2012. № 44. P. 9−20.
  20. Bru D., Ramette A., Saby N.P., Dequiedt S., Ranjard L., Jolivet C., Arrouays D., Philippot L. Determinants of the distribution of nitrogen-cycling microbial communities at the landscape scale // ISME J. 2011. № 5. P. 532−542.
  21. Burgmann H., Pesaro M., Widmer F., Zeyer J. A strategy for optimizing quality and quantity of DNA extracted from soil // J Microbiol Meth. 2001. № 45. P. 7−20.
  22. Burm0lle M., Johnsen K., Abu Al-Soud W., Hansen L.H., S0rensen S.J. The presence of embedded bacterial pure cultures in agar plates stimulate the culturability of soil bacteria // J Microbiol Meth. 2009. № 79. P. 166−173.
  23. Crump B.C., Hopkinson C.H., Sogin M.L. et al. Microbial biogeography along an estuarine salinity gradient: combined influences of bacterial growth and residence time // Applied and environmental microbiology. 2004. V. 70. № 3. P. 1494−1505.
  24. Cai P., Huang Q., Zhang X. Interactions of DNA with clay minerals and soil colloidal particles and protection against degradation by DNase// Environ Sci Techno1. 2006. № 40. P. 2971−2976.
  25. Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J. et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data// Nature Methods. 2010. V. 5. № 7. P. 335−336.
  26. Cardenas E., Cole J.R., Tiedje J.M. et al. Microbial Community Analysis using RDP II (Ribosomal Database Project II): methods, tools and new advances // Environ Eng Res. 2009. V. 14. № 1. P. 3−9.
  27. Carson J.K., Gonzalez-Quinones V., Murphy D.V., Hinz C., Shaw J.A., Gleeson D.B. Low pore connectivity increases bacterial diversity in soil // Appl Environ Microb. 2010. № 76. P. 3936−3942.
  28. Castro H.F., Classen A.T., Austin E.E., Norby R.J., Schadt C.W. Soil microbial community responses to multiple experimental climate change drivers // Appl Environ Microb. 2010. № 76. P. 999−1007.
  29. Caton T.M. Witte L.R., Ngyuen H. D et al. Schneegurt halotolerant aerobic heterotrophic bacteria from the great salt plains of Oklahoma // Microbial Ecology. 2004. V. 48. P. 449−462.
  30. Ceccherini M.T., Ascher J., Agnelli A., Borgogni F., Pantani O.L., Pietramellara G. Experimental discrimination and molecular characterization of the extracellular soil DNA fraction // Antonie van Leeuwenhoek. 2009. № 96. P. 653−657.
  31. Ceccherini M.T., Aschera J., Pietramellara G., Vogel T.M., Nannipieri P. Vertical advection of extracellular DNA by water capillarity in soil columns // Soil Biol Biochem. 2007. № 39. P. 158−163.
  32. Chaisson M.J., Pevzner P.A. Short read fragment assembly of bacterial genomes // Genome Res. 2008. № 18. P. 324−330.
  33. Chau J.F., Bagtzoglou A.C., Willig M.R.The effect of soil texture on richness and diversity of bacterial communities // Environmental Forensics. 2011. № 12. P. 333−341.
  34. Chiang W., Tolker-Nielsen T. Extracellular DNA as matrix component in microbial biofilms. In: Kikuchi Y., Rykova E.Y. (Eds) Extracellular Nucleic Acids. 2010. P. 1−14.
  35. Choi D.H., Zhang G.I., Noh J.H. et al. Gracilimonas tropica gen. nov., sp. no v., isolated from a Synechococcus culture // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2009. V.59. P. 1167−1172.
  36. Chong C.W., Pearce D.A., Convey P., Yew W.S., Tan I.K.P. Patterns in the distribution of soil bacterial 16S rRNA gene sequences from different regions of Antarctica // Geoderma. 2012. V. 181−182. P. 45−55.
  37. Chotte J. Importance of Microorganisms for Soil Aggregation. In: Buscot F, Varma A (Eds) Microorganisms in Soils: Roles in Genesis and Functions. 2005. P. 107−119.
  38. Chowdhury S.P., Schmid M., Hartmann A., Tripathi A.K. Diversity of 16S-rRNA and nifH genes derived from rhizosphere soil and roots of an endemic drought tolerant grass, Lasiurus sindicus //European journal of soil biology. 2009. № 45. P. 114−122.
  39. Chu H., Fierer N., Lauber C.L., Caporaso J.G., Knight R., Grogan P. Soil bacterial diversity in the Arctic is not fundamentally different from that found in other biomes // Environ Microb. 2010. № 12. P. 2998−3006.
  40. Cole J.R., Wang Q., Cardenas E. et al. The Ribosomal Database Project: improved alignments and new tools for rRNA analysis // Nucleic Acids Research. 2009. V. 37. P. D141-D145.
  41. Connon S.A., Lester E.D., Shafaat H.S., Obenhuber D.C., Poncel A. Bacterial diversity in hyperarid Atacama Desert soils // J Geophys Res. 2007. № 112. P. G04S17.
  42. Crosby L.D., Criddle C.S. Understanding bias in microbial community analysis techniques due to rrn operon copy number heterogeneity // Bio Techniques. 2003. V. 34. № 4. P. 790−794.
  43. Dechesne A., Pallud C., Debouzie D., Flandrois J.P., Vogel T.M., Gaudet J.P., Grundmann G.L. A novel method for characterizing the microscale 3D spatial distribution of bacteria in soil // Soil Biol Biochem. 2003. № 35. P. 1537−1546.
  44. Delmont T. O, Robe P., Cecillon S., Clark I.M., Constancias F., Simonet P., Hirsch PR., Vogel T.M. Accessing the soil metagenome for studies of microbial diversity // Applied and environmental microbiology. 2011. V. 77. №. 4. P. 13 151 324.
  45. DeSantis T.Z., Hugenholtz P., Larsen N. et al. Greengenes, a chimera-checked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARB // Applied and environmental microbiology. 2006. V. 72. №. 7. P. 5069−5072.
  46. Drenovsky R.E., Vo D., Graham K.J. et al. Soil water content and organic carbon availability are major determinants of soil microbial community composition//Microbial Ecology. 2004. V. 48. P. 424−430.
  47. Drenovsky R.E., VoD., GrahamK.J., Scow. K.M. Soil water content and composition // Microb. Ecol. 2004. № 48. P 424−430.
  48. Ettema C.H., Wardle D.A.Spatial soil ecology // TRENDS in Ecology & Evolution. 2002. № 17. P. 177−183.
  49. Feinstein L.M., Sul W.J., Blackwood C.B. Assessment of bias associated with incomplete extraction of microbial DNA from soil // Appl Environ Microb. 2009. № 75. P. 5428−5433.
  50. Fierer N., Bradford M.A., Jackson R.B. Toward an ecological classification of soil bacteria // Ecology. 2007. V6. № 88. P. 1354−1364.
  51. Fierer N., Jackson R.B. The diversity and biogeography of soil bacterial communities // P Natl Acad Sci USA. 2006. № 103. P. 626−631.
  52. Fierer N., Jackson R.B. The diversity and biogeography of soil bacterial communities // PNAS. 2006. V. 103. № 3.P. 626−631.
  53. Forney L.J., Zhou X., Brown C.J. Molecular microbial ecology: land of the one-eyed king // Current Opinion in Microbiology. 2004. № 7 P. 210−220.
  54. Ganley A., Kobayashi T. Total rDNA repeat variation revealed by whole-genome shotgun sequence data// Genome Research. 2007. № 17. P. 184−191.
  55. Garber R.C., Turgeon B.G., Selker E.U., Yoder O.C. Organization of ribosomal RNA genes in the fungus Cochliobolus heterostrophusll Current Genetics. 1988. V. 14. № 6. P. 573−582.
  56. Garrity T., Lilburn G. Exploring prokaryotic taxonomy// International journal of systematic and evolutionarymicrobiology. 2004. V. 54. P. 7−13.
  57. Grundmann G.L. Spatial scales of soil bacterial diversity the size of a clone // FEMS Microb Ecol. 2004. № 48. P. 119−127.
  58. Grundmann G.L., Gourbiere F. A micro-sampling approach to improve the inventory of bacterial diversity in soil // Appl Soil Ecol. 1999. № 13. P. 123−126.
  59. Handelsman J. Metagenomics: application of genomics to uncultured microorganisms // Microbiology and molecular biology reviews. 2004. № 68. P. 669−685.
  60. Herlemann D.P.R., Labrenz M., Jurgens K. et al. Transitions in bacterial communities along the 2000 km salinity gradient of the Baltic Sea // The ISME Journal.2011. V. 5. P. 1571−1579.
  61. Hillis D.M., Heath T.A., John K.S. Analysis and visualization of tree space // Syst Biol. 2005. № 54. V.3. P. 471−482.
  62. Hollister E.B., Engledow A.S., Hammett A.J.M., Provin T.L., Wilkinson H.H., Gentry T.L. Shifts in microbial community structure along an ecological gradient of hypersaline soils and sediments // ISME. 2010. № 4. P. 829−838.
  63. Hughes T., Hyun Y., Liberies D.A. Visualising very large phylogenetic trees in three dimensional hyperbolic space// BMC Bioinformatics. 2004. V. 5. P. 48.
  64. Hur I., Chun J. A method for comparing multiple bacterial community structures from 16S rDNA clone library sequences// The Journal of Microbiology. 2004. V. 42. № 1. P.9−13.
  65. Illian J.B., Prosser J.I., Baker K.L. et al. Functional principal component data analysis: A new method for analysing microbial community fingerprints // Journal of Microbiological Methods. 2009. V. 79. P. 89−95.
  66. Ishii K., Fukui M. Optimization of annealing temperature to reduce bias caused by a primer mismatch in multitemplate PCR// Applied and environmental microbiology. 2001. V. 67. № 8. P. 3753−3755.
  67. Janssen P.H. Identifying the dominant soil bacterial taxa in libraries of 16S rDNA and 16S rRNA genes //Appl Environ Microb. 2006. № 72. P. 1719−1728.
  68. Jose P.A., Robinson S., Jebakumar D. Phylogenetic diversity of actinomycetes cultured from coastal multipond solar saltern in Tuticorin, India // Aquatic Biosystems. 2012. V. 8. P. 23.
  69. Kakirde K.S., Parsley L.C., Liles M.R. Size does matter: application-driven approaches for soil metagenomics // Soil Biol Biochem. 2010. № 42. P. 1911−1923.
  70. King A.J., Freeman K.R., Mccormick K.F., Lynch R.C., Lozupone C., Knight R., Schmidt S.K. Biogeography and habitat modelling of high-alpine bacteria//Nature Comm. 2010. № 1. P. 53.
  71. Kitazoe Y., Kurihara Y., Narita Y. et al. A New Theory of Phylogeny Inference Through Construction of Multidimensional Vector Space // Mol Biol Evol. 2001. V. 18. № 5. P. 812−828.
  72. Kotenko M.E., Zubkova T.A., Gorlenko M.V. Functional diversity of microbial communities in saline soils of the semidesert zone // Moscow University Soil Science Bulletin. 2009. V. 64. № 2. P. 89−92.
  73. Kunin V., Copeland A., Lapidus A., Mavromatis K., Hugenholtz P. A bioinformatician’s guide to metagenomics // Microbiology and Molecular Biology Reviews. 2008. № 72. P. 557−578.
  74. Kushner D.J., Kamekura M. Physiology of halophilic eubacteria. In: Rodriguez-Valera F. (Ed) Halophilic Bacteria. 1988. P. 87−103.
  75. D.J. 16S/23S rRNA sequencing. In: Stackebrandt E., GoodfellowM. (Eds) Nucleic acid techniques in bacterial systematics. 1991. P. 115−175.
  76. Lauber C.L., Hamady M., Knight R., Fierer N. Pyrosequencing-based assessment of soil pH as a predictor of soil bacterial community structure at the continental scale //Appl Environ Microbiol. 2009. V. 15. № 75.P. 5111−5120.
  77. Lauber C.L., Strickland M.S., Bradford M.A., Fierer N. The influence of soil properties on the structure of bacterial and fungal communities across land-use types // Soil Biol Biochem. 2008. № 40. P. 2407−2415.
  78. Lee S., Ka J., Cho J. Members of the phylum Acidobacteria are dominant and metabolicallyactive in rhizosphere soil // FEMS Microbiol Lett. 2008. № 285. P. 263−269.
  79. Levy-Booth D.J., Campbell R.G., Gulden R.H., Harta M.M., Powellc J.R., Klironomos J.N., Pauls K.P., Swanton C.J., Trevorsa J.T., Dunfieldd K.E. Cycling of extracellular DNA in the soil environment // Soil Biol Biochem. 2007. № 39. P. 2977−2991.
  80. Lo' pez K.S., Alice A.F., Heras H. et al. Role of anionic phospholipids in the adaptation of Bacillus subtilis to high salinity// Microbiology. 2006. V. 152. P. 605−616.
  81. Lombard N., Prestat E., Elsas J.D.V., Simonet P. Soil-specific limitations for access and analysis of soil microbial communities by metagenomics // FEMS Microbiol Ecol. 2011. № 78. P. 31−49.
  82. Lozupone C.A., Knight R. Global patterns in bacterial diversity // PNAS. 2007. V. 104. № 27. P. 11 436−11 440.
  83. Lozupone C.A., Knight R. Species divergence and themeasurementofmicrobial diversity // FEMS Microbiol Rev. 2008. V. 32. P. 557 578.
  84. Lu N., Zilles J.L., Nguyen T.H. Adsorption of extracellular chromosomal DNA and its effects on natural transformation of Azotobacter vinelandii II Appl Environ Microbiol. 2010. V. 13. № 76. P. 4179−4184.
  85. Martin-Laurent F., Philippot L., Hallet S., Chaussod R., Germon J.C., Soulas G., Catroux G. DNA extraction from soils: old bias for new microbial diversity analysis methods // Appl Environ Microb. 2001. № 67. P. 2354−2359.
  86. Mering von C., Hugenholtz P., Raes J. et al. Quantitative phylogenetic assessment of microbial communities in diverse environments // Science.2007. V. 315. P.1126−1130.
  87. Mesbah N.M., Abou-El-Ela S.H., Wiegel J. Novel and unexpected prokaryotic diversity in water and sediments of the alkaline, hypersaline lakes of the Wadi AnNatrun, Egypt // Microbial Ecology. 2007. V. 54. P. 598−617.
  88. Mocali S., Benedetti A. Exploring research frontiers in microbiology: thechallenge of metagenomics in soil microbiology // Research in Microbiology. 2010. № 161. P. 497−505.
  89. Mohamed D.J., Martiny J.B. Patterns of fungal diversity and composition along a salinity gradient // ISME J. 2011. V. 3. № 5. P. 379−388.
  90. Mummey D., Holben W., Six J., Stahl P. Spatial stratification of soil bacterial populations in aggregates of diverse soils // Microbial Ecol. 2006.№ 51. P. 404−411.
  91. Mummey D.L., Stahl P.D. Analysis of soil whole- and innermicroaggregate bacterial communities // Microbial Ecol. 2004. № 48. P. 41−50.
  92. Newman M. E. J. Modularity and community structure in networks // PNAS.2006. V. 103. № 23. P. 8577−8582.
  93. Nielsen K.M., Calamai L., Pietramellara G. Stabilization of extracellular DNA and proteins by transient binding to various soil components. In: Nannipieri P., Smalla K. (Eds) Nucleic Acids and Proteins in Soil. 2006. P. 141−157.
  94. Nielsen K.M., Johnsen P.J., Bensasson D., Daffonchio D. Release and persistence of extracellular DNA in the environment // Environ Biosafety Res. 2007.№ 6. P. 37−53.
  95. Nunan N., Wu K., Young I.M., Crawford J.W., Ritz K. Spatial distribution of bacterial communities and their relationships with the micro-architecture of soil // FEMS Microb Ecol. 2003. № 44. P. 203−215.
  96. Oren A. Halophilic microorganisms and their environments. Dordrecht: Kluwer academic publishers, 2002. 575 c.
  97. Pace N.R. Mapping the tree of life: progress and prospects // Microbiology and molecular biology reviews. 2009. V. 73. № 4.P. 565−576.
  98. Paget E., Lebrun M., Freyssinet G., Simonet P. The fate of recombinant plant DNA in soil // Eur J Soil Biol. 1998. V. 2. № 34. P. 81−88.
  99. Pietramellara G., Ascher J., Borgogni F., Ceccherini M.T., Guerri G., Nannipieri P. Extracellular DNA in soil and sediment: fate and ecological relevance // Biol Fert Soils. 2009. № 45. P. 219−235.
  100. Polz M.F., Cavanaugh C.M. Bias in template-to-product ratios in multitemplate PCR// Applied and environmental microbiology. 1998. V. 64. № 10. P. 3724−3730.
  101. Pommier T., Canback B., Lundberg P. et al. RAMI: a tool for identification and characterization of phylogenetic clusters in microbial communities// Bioinformatics.2009. V. 25. № 6.P. 736−742.
  102. Pruesse E., Quast C., Knittel K. SILVA: a comprehensive online resource for quality checked and aligned ribosomal RNA sequence data compatible with ARB //Nucleic Acids Research. 2007. V. 35. № 21.P. 7188−7196.
  103. Raes J., Foerstner U.K., Bork P. Get the most out of your metagenome: computational analysis of environmental sequence data // Current Opinion in Microbiology. 2007. № 10. P. 1−9.
  104. Riesenfeld C.S., Schloss P.D., Handelsman J. Metagenomics, genomic analysis of microbial communities // Annual Review of Genetics. 2004. № 38. P. 525−552.
  105. Robe P., Nalin R., Capellano C., Vogel T.M., Simonet P. Extraction of DNA from soil // Eur J Soil Biol. 2003. № 39. P. 183−190.
  106. Rodriguez-Valera F. Characteristics and microbial ecology of hypersaline environments. In: Rodriguez-Valera F. (Ed) Halophilic Bacteria. 1988. P. 3−30.
  107. Roesch L.F.W., Fulthorpe R.R., Riva A., Casella G., Hadwin A.K.M., Kent A.D., Daroub S.H., Camargo F.A.O., Farmerie W.G., Triplett E.W.Pyrosequencing enumerates and contrasts soil microbial diversity // ISME J. 2007. № 1. P. 283 290.
  108. Romanowski G., Lorenz M.G., Sayler G., Wackernagel W. Persistence of free plasmid DNA in soil monitored by various methods, including a transformation assay // Appl Environ Microb. 1992. № 58. P. 3012−3019.
  109. Ruberto L.A.M., Vazquez S.C., Mac Cormack W.P. Bacteriology of extremely cold soils exposed to hydrocarbon pollution. In: Dion P., Nautiyal C.S. (Eds) Microbiology of Extreme Soils. 2008. P. 247−274.
  110. Rudi K., Zimonja M., Naes T. Alignment-independent bilinear multivariate modelling (AIBIMM) for global analyses of 16S rRNA gene phylogeny// International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2006. V. 56. P. 1565−1575.
  111. Saeki K., Kunito T. Adsorptions of DNA molecules by soils and variable-charged soil constituents. In: Mendez-Vilas A. (Ed) Current research technology and education topics in applied microbiology and microbial biotechnology. 2010. P. 188−195.
  112. Sagova-Mareckova M., Cermak L., Novotna J., Plhackova K., Forstova J., Kopecky J. Innovative methods for soil DNA purification tested in soils with widely differing characteristics // Appl Environ Microb. 2008. № 74. P. 29 022 907.
  113. Santhanam R., Okoro S.K., Rong X. Streptomyces deserti sp. nov., isolated from hyper-arid Streptomyces deserti sp. nov., isolated from hyper-arid // Antonie van Leeuwenhoek. 2012. V. 101. P. 575−581.
  114. Schloss P.D., Westcott S.L., Ryabin T. Introducing mothur: open-source, platform-independent, community-supported software for describing and comparing microbial communities // Applied and environmental microbiology. 2009. V. 75. № 23. P. 7537−7541.
  115. Sessitsch A., Weilharter A., Gerzabek M.H., Kirchmann H., Kandeler E. Microbial population structures in soil particle size fractions of a long-term fertilizer field experiment // Appl Environ Microb. 2001. № 67. P. 4215−4224.
  116. Sharpton T.J., Riesenfeld S.J., Kembel S.W. PhylOTU: a high-throughput procedure quantifies microbial community diversity and resolves novel taxa from metagenomic data // PLoS Computational Biology. 2011. V. 7. № 1. P. el001061.
  117. Simon C., Daniel R. Metagenomic analyses: past and future trends // Appl Environ Microbiol. 2011. V. 4. № 77. P. 1153−1161.
  118. Singh B.K., Campbell C.D., Sorenson S.D., Zhou J. Soil genomics //Nature Reviews Microbiology. 2009a. № 7. P. 756.
  119. Singh B.K., Dawson L.A., Macdonald C.A., Buckland S.M. Impact of biotic and abiotic interction on soil microbial communities and functions: a field study // Applied soil ecology. 20 096. № 41. P. 239−248.
  120. Torsvik V., Ovreas L. Microbial diversity and function in soil, from genes to ecosystems // Curr Opin Microbiol. 2002. № 5. P. 240−245.
  121. Trap J., Laval K., Akpa-Vinceslas M., Gangneux C., Bureau F., Decaens T., Aubert M. Humus macro-morphology and soil microbial community changes along a 130-yr-old Fagus sylvatica chronosequence // Soil Biol Biochem. 2011. № 43. P. 1553−1562.
  122. Tringe S.G., Hugenholtz P. A renaissance for the pioneering 16S rRNA gene // Curr Opin Microbiol. 2009. № 11. P. 442−446.
  123. Tringe S.G., von Mering C., Kobayashi A., Salamov A.A., Chen K., Chang H.W., Podar M., Short J.M., Mathur E.J., Detter J.C., Bork P., Hugenholtz P., Rubin E.M.Comparative metagenomics of microbial communities // Science. 2005. № 308. P. 554−557.
  124. Tsai S., Selvam A., Chang Y., Yang S. Soil bacterial community composition across different topographic sites characterized by 16S rRNA gene clones in the Fushan Forest of Taiwan// Botanical Studies. 2009. № 50. P. 57−68.
  125. Tsuchiya D., Taga M. Application of fibre-FISH (fluorescence in ?¦//?/hybridization) to filamentous fungi: visualization of the rRNA gene cluster of the ascomycete Cochliobolus heterostrophus II Microbiology. 2001. № 147. P. 1183−1187.
  126. Tyson G.W., Banfield J.F. Cultivating the uncultivated: a community genomics perspective // TRENDS in Microbiology. 2005.V. 9. № 13. P. 411−415.
  127. Valenzuela-Encinas C., Neria-Gonza'lez I., Alca’ntara-Herna'ndez I. Changes in the bacterial populations of the highly alkaline saline soil of the formerlake Texcoco (Mexico) following flooding // Extremophiles. 2009. V. 13.P. 609 621.
  128. Vogel T.M., Simonet P., Jansson J.K., Hirsh P.R., Tiedje J.M., Van Elsas J.D., Bailey M.J., Nalin R., Philippot L. TerraGenome: a consortium for the sequencing of a soil metagenome // Nat Rev Microbiol. 2009. № 7. P. 252.
  129. Voroney R.P. The Soil Habitat. In: Paul E.A. (Ed) Soil Microbiology, Ecology, and Biochemistry, 3rd edn. 2010.
  130. Wackernagel W. The Various Sources and the Fate of Nucleic Acids in Soil. In: Nannipieri P., Smalla K. (Eds) Nucleic Acids and Proteins in Soil. 2006. P. 117−139.
  131. Wagner D. Microbial Communities and Processes in Arctic Permafrost Environments. In: Dion P., Nautiyal C.S. (Eds) Microbiology of Extreme Soils. 2008. P. 133−154.
  132. Walsh D.A., Papke R.T., Doolittle F.W. Archaeal diversity along a soil salinity gradient prone to disturbance // Environmental Microbiology. 2005. V. 7. № 10. P.1655−1666.
  133. Wendland J., Phlmann R., Dietrich F., Steiner S., Mohr C., Philippsen P. Compact organization of rRNA genes in the filamentous fungus Ashbya gossypii // Current Genetics. V. 35. № 6. P. 618−625.
  134. Wexler M., Johnston A.W.B. Wide Host-Range Cloning for Functional Metagenomics. In: Streit W.R., Daniel R. (Eds) Metagenomics. Methods and Protocols. 2010. P. 77−96.
  135. White J.R., Navlakha S., Nagarajan N. et al. Alignment and clustering of phylogenetic markers implications for microbial diversity studies // BMC Bioinformatics. 2010. V. 11. P. 152.
  136. Wooley J.C., Ye Y. Metagenomics: facts and artifacts, and computational challenges // J Comp Sci Technol. 2009. № 25. P. 71−81.
  137. Young I.M., Crawford J.W. Interactions and selforganization in the soil-microbe complex // Science. 2004. № 304. P. 1634−1637.
  138. Yu Y., Lee Ch., Kim J., Hwang S. Group-specific primer and probe sets to detect methanogenic communities using quantitative real-time polymerase chain reaction // Biotechnology and Bioengineering. 2005. V. 89. № 6. P. 670−679.
  139. Zengler K., Toledo G., Rappe M., Elkins J., Mathur E.J., Short J.M., Keller M. Cultivating the uncultured // P Natl Acad Sci USA. 2002. № 99. P. 1 568 115 686.
  140. Zenova G.M., Oborotov G.V., Norovsuren Zh. et al. Halophilic and Alkaliphilic Streptomycetes in Salt-Affected Soils // Eurasian Soil Science.2007. V. 40. № 11. P. 1203−1207.1. Благодарности
  141. Работа выполнена при поддержке Министерства образования и науки РФ, ГК№ 16.512.11.2132 и грантом РФФИ 12−04−1 371-а.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!