Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Анализ вариабельности структуры кластера рибосомных генов рыжего таракана: Blattella germanika L

Диссертация: Анализ вариабельности структуры кластера рибосомных генов рыжего таракана: Blattella germanika L
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В настоящее время накоплена обширная информация о структуре рДНК насекомых (Beckingham, 1975; Jakubczak et al., 1990; Алешин и др., 1995), которая свидетельствует о существовании общих черт в макроструктуре рДНК различных видов (последовательность расположения генов, чередование их со спейсерными последовательностями в повторах тандемного кластера рДНК) и индивидуальных особенностей… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Структурно-функциональная организация кластера генов рибосомных РНК эукариот
      • 1. 1. 1. Общая характеристика организации кластера генов рибосомных РНК эукариот
      • 1. 1. 2. Сравнительный анализ структуры рДНК наиболее изученных видов насекомых
    • 1. 2. Рибосомная ДНК — биологический хронометр эволюционного процесса
      • 1. 2. 1. Макроэволюция кластера рибосомных генов
      • 1. 2. 2. Микроэволюция кластера рибосомных генов
    • 1. 3. Характеристика объекта исследований
      • 1. 3. 1. Биология Blattella germanica
      • 1. 3. 2. Обзор данных по генетике В. germanica
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Перечень видов тараканов, использованных в данном исследовании
    • 2. 2. Выборки В. germanica из природных популяций
    • 2. 3. Условия содержания В. germanica в инсектарии
    • 2. 4. Постановка скрещиваний
    • 2. 5. Анализ тотальной ДНК тараканов
    • 2. 6. Получение зондов и их характеристика
    • 2. 7. Методы статистической обработки
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Исследование внутривидовой изменчивости структуры кластера рибосомных генов рыжего таракана (В. germanica L.)
      • 3. 1. 1. Клонирование и анализ первичной последовательности фрагмента рДНК В. germanica
      • 3. 1. 2. Анализ структурной организации кластера рибосомных генов
  • В. germanica
    • 3. 1. 3. Анализ наследования вариантов структуры кластера рибосомных генов В. germanica в индивидуальном скрещивании
    • 3. 1. 4. Анализ вариабельности структуры кластера генов рибосомных РНК в лабораторных линиях и природных популяциях рыжего таракана
    • 3. 2. Изменчивость рДНК в отряде Blattoptera и возможность ее использования для выявления филогенетических связей В. germanica с представителями данного таксона

Анализ вариабельности структуры кластера рибосомных генов рыжего таракана: Blattella germanika L (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Интерес к структурно-функциональной организации кластера рибосомных генов обусловлен центральной ролью рРНК в биосинтезе белка, связью структуры рДНК со скоростью развития (Cluster et al., 1987), а также особенностями строения рДНК, отличающими ее не только от уникальных генов, но и от кластеров других многокопийных генов. Характеризуя гены рРНК, важно отметить, что они расположены в геноме в виде тандемного кластера, в каждой единице которого присутствуют высококонсервативные участки, кодирующие рРНК гены, и вариабельные спейсерные последовательности.

Вышеперечисленное, а также наличие механизмов, обеспечивающих согласованную эволюцию рибосомных повторов внутри тандемного кластера (Dover, 1982; Arnheim, 1983; Williams et al., 1989), позволяют использовать рДНК при решении многих вопросов популяционной генетики (Cluster, Allard, 1995; Crease, 1995; Demerida et al., 1995; Suzuki et al., 1994), селекции (Kavanagh, Timmis, 1986; Brown, 1990; Polanco, Perez de la Vega, 1997), систематики, эволюции (Cormean et al., 1992; Schlotterer et al., 1994; Nickrent et al., 1994; Titus, Larson, 1995; Halanych, 1996) и экологии. Кроме того, кластер генов рибосомных РНК является модельной системой для выявления закономерностей эволюции мультигенных семейств (Arnheim et al., 1980аLong,.

Dawid, 1980; Coen etal., 1982; Dover, 1982; Coen, Dover, 1983).

Специфичность вариантов рДНК широко используют для паспортизации сортов растений, пород животных и для идентификации видов в сложных сообществах при симбиозе и паразитизме (Appels, Dvorak, 1982; Ellis et al., 1984; Thomas et al., 1993; Lee et al., 1993; Rehner, Uecker, 1994; Beck, Ligon, 1995; Сидоренко и др., 1997).

Вариабельность рДНК в природных популяциях обеспечивает дополнительные генетические маркеры, которые наряду с белковым полиморфизмом и морфологическими признаками используются для мониторинга окружающей среды, а также решения проблем микрои макроэволюции (Kavanagh, Timmis, 1986; Brown, 1990; Polanco et al., 1997).

В настоящее время накоплена обширная информация о структуре рДНК насекомых (Beckingham, 1975; Jakubczak et al., 1990; Алешин и др., 1995), которая свидетельствует о существовании общих черт в макроструктуре рДНК различных видов (последовательность расположения генов, чередование их со спейсерными последовательностями в повторах тандемного кластера рДНК) и индивидуальных особенностей их микроструктуры (тонкое строение генов, высоковариабельных районов нетранскрибируемого и транскрибиремых спейсеров, степень внутривидовой изменчивости последних). Однако, большинство исследователей в своих работах ограничиваются изучением небольших участков кластера рДНК, размером от нескольких сот до полутора тысяч пар нуклеотидов (Harmsen et al., 1995; Cormean et al., 1992; Kambhampati, 1995, 1996), что осложняет получение целостной картины структурной организации рДНК конкретного вида, а тем более ее внутрии межвидовой изменчивости. При этом, вне поля зрения исследователей часто остаются не только виды, но семейства и даже отряды насекомых, среди которых отряд Blattoptera является одним из древнейших.

Представители его многочисленны (около 4000 видов) и сильно различаются по морфологическим и поведенческим признакам. Тараканы занимают различные экологические ниши (всеядные синантропные видылесные виды, перерабатывающие древесину) и характеризуются неодинаковыми адаптивными способностями.

Самый распространенный в России вид таракана, Blattella germanica (отряд Blattoptera, семейство Blattellidae), является генетически наиболее изученным по сравнению с другими представителями отряда Blattoptera. В отличие от Drosophila melanogaster — классического объекта генетических исследований, с детально изученной во всех отношениях структурой рДНК (Cluster et al., 1987; Terracol, Prud’homme, 1986; Tartof, 1973; Tartof, 1974; Jakubczak, 1990; Long et al., 1981; Williams et al., 1990), B. germanica обладает некоторыми преимуществами, имеющими существенное значение при генетическом анализе рДНК. Так, у D. melanogaster ядрышковый организатор расположен на обеих половых хромосомах, в то время как у рыжего тараканана Х-хромосоме. С учетом типа определения пола у В. germanica (самки — XX, самцы — ХО), это позволяет исследовать структуру и описывать изменчивость рибосомной ДНК индивидуальных Х-хромосом при анализе отдельных самцов популяции.

В. germanica является представителем одного из наиболее древних отрядов класса Insecta (Ross, Cochran, 1975; Wootton, 1981), обладает высоким уровнем морфологического и генетического консерватизма. Так, мутационный груз у исследуемого вида составляет 0,02 — 0,04% на особь, для примера, у дрозофил — 0,5 — 1,5% (van de Hey, 1969), а у москитов — 0,5 — 3,0% (Craig, Hickey, 1967). Это позволяет рассматривать структуру рДНК В. germanica в качестве предковой для класса Insecta и ее исследование является важным для понимания процесса эволюции кластера рибосомных генов в пределах данного таксона.

Интерес к генетической структуре популяций В. germanica обусловлен широким распространением вида на всех континентах, его синантропностью, устойчивостью к инсектицидам. Кроме того, В. germanica является источником аллергенов и механическим переносчиком многих серьезных заболеваний человека.

Очевидно, что для проведения сравнительного анализа структуры рДНК В. germanica с насекомыми других отрядов, важно предварительно оценить внутривидовую изменчивость кластера рибосомных генов у этого вида и межвидовую изменчивость в пределах отряда Blattoptera. Отметим отсутствие каких-либо данных на эту тему.

Целью настоящей работы являлось изучение структурной организации и полиморфизма кластера ядерных рибосомных генов В. germanica из естественных и искусственных популяций, а также определение степени родства исследуемого вида с другими представителями отряда Blattoptera на основе анализа их ядерной рДНК.

Перед нами стояли следующие задачи:

1) амплификация и секвенирование протяженного фрагмента ядерной рДНК В. germanica с целью получения первичной информации о структуре кластера рибосомных генов исследуемого вида, а также оценка возможности применения данного фрагмента в составе зонда для исследования полиморфизма структуры рДНК В. germanica;

2) выявление характера наследования различных типов структуры кластера рДНК рыжего таракана в индивидуальном скрещивании;

3) анализ внутрии межпопуляционной изменчивости кластера рибосомных генов в выборках из лабораторных линий и природных популяций В. germanica', 4) оценка межвидовой изменчивости кластера генов рРНК 6 видов из отряда Blattoptera и определение возможности применения ядерной рДНК в качестве маркера филогенетических связей В. germanica с представителями данного отряда.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

В настоящем обзоре описана структура кластера рибосомных генов, присущая большинству эукариотических организмов, и существующие отклонения от нее у низших эукариот, а также показано функциональное значение различных элементов кластера генов рРНК. Поскольку кластер рибосомных генов D. melanogaster исследован наиболее подробно, это нашло отражение и в обзоре. На примере ряда видов высших эукариот продемонстрированы существующие у них особенности микроструктуры, определяющие видоспецифичные характеристики последовательности кластера рДНК и особенности регуляции транскрипции. Эта информация представляется актуальной в связи с впервые проведенным нами исследованием структуры кластера рибосомных генов В. germanica, являющегося одним из наиболее древних видов насекомых, что позволяет рассматривать структуру его рДНК как предковую по отношению к большинству таксонов высших эукариот. В обзоре приводится также фактический материал по использованию кластера рибосомных генов как маркера микрои макроэволюционных событий. Существует множество литературы на эту тему, однако, большинство результатов оказались несопоставимыми и трудно поддавались систематизации из-за фрагментарного характера исследований. Тем не менее, изложение этого материала отражает существующую в науке тенденцию по исследованию небольших участков рДНК для проведения популяционных и филогенетических сравнений.

Раздел по биологии исследованных видов был включен в обзор литературы в связи с тем, что тараканы в целом, и даже наиболее изученный из них вид В. germanica, не являются традиционными объектами молекулярно-генетических исследований.

114 ВЫВОДЫ.

1. Определена последовательность нуклеотидов фрагмента рДНК В. germanica, размером 2737 п.н., содержащего внутренние транскрибируемые спейсеры (ITS1 и ITS2), 5,8S рРНК ген, а также фрагменты 18S- (188 п.н.) и 28S- (1282 п.н.) подобных генов рРНК.

2. Выявлен внутривидовой полиморфизм структурной организации кластера рибосомных генов В. germanica. Показано, что:

1) полиморфизм кластера рРНК генов в отдельных исследованных природных популяциях выше, чем в отдельных лабораторных линиях;

2) максимальной частотой встречаемости во всех популяциях обладают два одинаковых типа фрагментов кластера рРНК генов, тогда как в линиях — только один тип, причем для каждой линии он специфиченспецифичными для линий являются и типы паттернов;

3) генетические расстояния между популяциями значительно меньше, чем между лабораторными линиями;

4) структурная вариабельность кластера рибосомных генов В. germanica, исследованная методом ПДРФ, позволяет четко дифференцировать две группы: лабораторные линии и природные популяции;

5) стандартные статистические методы (метод %, средняя гетерозитотность, генетическое расстояние Нея) не позволяют четко дифференцировать исследованные природные популяции по структуре рДНК.

3. Определен сцепленный с полом характер наследования вариантов структуры рДНК. Показано, что гомологичные Х-хромосомы могут иметь неодинаковые типы структуры кластера рибосомных генов.

4. Оценена межвидовая изменчивость кластера генов рРНК 6 видов из отряда Blattoptera и показана возможность применения ядерной рДНК в качестве маркера филогенетических связей В. germanica с представителями данного отряда.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Кластер генов рибосомных РНК предоставляет большие возможности для исследования микрои макроэволюционных процессов, происходящих в природе.

Известно, что последовательности генов рРНК в пределах вида практически не отличаются. Однако, хотя между видами, семействами, классами и даже царствами существует сквозная гомология названных последовательностей, в их составе присутствуют как высококонсервативные области, не изменяющиеся в пределах больших таксономических групп, так и более вариабельные, поэтому анализ нуклеотидных последовательностей генов рибосомных РНК малой и большой субъединиц широко используют для установления или уточнения систематического положения организмов различных таксонов, а также выявления филогенетических связей между ними (Алешин, 1995).

Сравнение быстро эволюционирующих спейсерных последовательностей, позволяет исследовать систематические связи между близкородственными видами и популяционную изменчивость (Beebe, Saul, 1995; Suzuki et al., 1994; Brauner et al., 1992).

Анализ повтора кластера рибосомных генов довольно трудоемкий процесс, но только он способен дать полную картину эволюции рДНК, отражающую как процессы изменчивости, так и процессы стабилизации (консерватизма) данного участка генома конкретного вида.

В настоящей работе нам удалось получить первую информацию о структуре рДНК представителя одного из древнейших отрядов класса Insecta, В. germanica. Кроме того, нами получены оценки внутривидовой изменчивости кластера рибосомных генов у названного вида и межвидовой вариабельности в отряде Blattoptera.

В процессе данного исследования нами впервые амплифицирован протяженный фрагмент кластера рДНК В. germanica, размером 2737 п.о. Анализ нукпеотидной последовательности амплифицированного фрагмента, проведенный путем сравнения ее с последовательностями, помещенными в базы данных EMBL и GENBANK, позволил определить структурные элементы кластера рДНК, входящие в состав исследуемой последовательности. Было установлено, что она содержит внутренний транскрибируемый спейсер (ITS1 — 661 п.н., ITS2 — 464 п.н.), 5,8S рРНК ген (142 п.н.), фрагменты генов рРНК, гомологичные 18S и 28S рРНК генам насекомых (3-район 188-подобного рРНК гена размером 188 п.н. и 5'-конец 28Б-подобного рРНК гена размером 1282 п.н.). Таким образом, амплифицированная последовательность включает в себя сложный по структуре центральный район кластера рибосомных генов исследуемого вида.

Проведенный дальнейший анализ рДНК рыжего таракана методом ПДРФ позволил установить, что амплифицированный фрагмент входит в состав еще более протяженного в районе 18S рРНК гена высококонсервативного участка кластера. Нам удалось локализовать район, обуславливающий вариабельность повторяющихся единиц кластера рибосомных генов. Он довольно обширен и охватывает 5' участок 18S рРНК гена, ограниченный Hindlll сайтом, межгенный спейсер (IGS) и, возможно, 3' район 28S рРНК гена до Hindlll сайта. Поскольку, как уже отмечалось, последовательности, кодирующие рРНК, обладают значительным консерватизмом в пределах вида, полагаем, что выявленная нами изменчивость может быть вызвана вариабельностью нетранскрибируемого спейсера по числу и/или типу последовательности субповторов. Для получения однозначного ответа на вопрос о конкретной причине изменчивости повторяющихся единиц рДНК по длине у рыжего таракана необходимо провести в будущем дополнительные исследования.

Нами впервые методом ПДРФ получено подтверждение локализации рДНК на Х-хромосоме у В. germanica, что ранее было показано методом гибридизаци in situ (Cave, 1976). Анализ индивидуального скрещивания не выявил в первом поколении особей с рекомбинантными типами структуры рДНК. Возможно, этот факт является отражением низкой частоты рекомбинации между ядрышковыми организаторами гомологичных Ххромосом. Анализ большего числа индивидуальных скрещиваний в дальнейшем может позволить определить частоту кроссинговера в этом районе у В. germanica.

Анализ внутривидовой изменчивости района рДНК рыжего таракана, ограниченного Hindlll сайтами в 18Sи 28Sподобных генах, показал, что лабораторные линии находятся друг от друга на большом генетическом расстоянии и значительно обособлены от группы, состоящей из выборок природных популяций. По сравнению с природными популяциями лабораторные линии обладают меньшим генетическим разнообразием рДНК, проявляющемся как в спектре выявленных фрагментов, так и в частотах одинаковых типов фрагментов. Во всех природных популяциях максимальные частоты распространения имеют одни и те же два типа кластера, а для каждой лабораторной линии эти типы индивидуальны. Это может свидетельствовать о различной адаптивной ценности упомянутых типов кластера рДНК, а также о различиях в действии генетико-автоматических процессов в естественных и лабораторных условиях.

Нами показано, что характер выявленного в природных популяциях полиморфизма рДНК не позволяет четко их дифференцировать, несмотря на географическую удаленность исследованных популяций (от 700 до 2900 км) и принадлежность к разным климатическим зонам. Полученный результат может быть связан с высокой степенью синантропности В. germanica и высоким уровнем миграции между исследованными популяциями, а также с низким мутационным грузом, характерным для данного вида. О слабой дифференциации природных популяций В. germanica свидетельствуют результаты других исследователей, использовавших методы RAPD анализа и полиморфизма белков. Так, единственные на данный момент времени исследования популяционно-генетической структуры по комплексу признаков двух городских популяций В. germanica из Франции, показали, что из 41 белкового локуса и 60 RAPD-маркеров, только 8 локусов и 10 маркеров обнаруживают полиморфизм, причем он не позволяет дифференцировать популяции (Cloarec et al., 1999; Jobet et al., 2000). Полагаем, что эти данные вместе с результатами наших исследований отражают присущую исследуемому виду неярко выраженную популяционную дифференциацию. Тем не менее, для однозначной трактовки всех имеющихся на данный момент результатов, считаем необходимым проведение более масштабных популяционных исследований, охватывающих разные континенты.

В проведенном нами исследовании оценена межвидовая изменчивость рДНК в отряде Blattoptera на примере шести видов, включая В. germanica. Полученные данные представляют собой первые сведения об изменчивости ядерной рДНК в названном отряде. Как свидетельствуют результаты, межвидовая изменчивость рДНК в отряде Blattoptera, оцененная методом ПДРФ с использованием набора из трех рестриктаз и двух зондов, довольно значительная. По отдельным рестриктазам между видами наблюдаются различные уровни связи: полное совпадение паттернов рестрикции, наличие одного или нескольких общих фрагментов, либо полное отсутствие сходства. Филогенетическое дерево, построенное на основе полученных результатов, совпадает с традиционными классификациями, основанными на морфо-анатомических и физиологических признаках (McKittrick, 1964), а также с результатами сравнительного анализа первичной последовательности фрагментов рибосомных генов митохондрий тараканов (Kambhampati, 1995). Отметим, что в отличие от других исследователей, мы впервые применили маркер ядерной ДНК (рДНК) для описания филогенетических связей в отряде Blattoptera. Полагаем, что привлечение молекулярных маркеров, в том числе и апробированного в данной работе, в сочетании с традиционными морфологическими признаками, позволит уточнить существующие классификации тараканов. Это является актуальным для данного таксона, включающего около 4000 видов, особенно учитывая неоднозначность современных классификаций отряда Blattoptera (McKittrick, 1964; Rehn, 1951; Princis, 1960; Huber, 1974).

Таким образом, данная работа явилась первым этапом в исследовании структуры рДНК В. germanica, ее внутривидовой изменчивости, а также в определении перспектив использования полиморфизма структуры рДНК в филогенетических исследованиях.

Дополнение списка насекомых, чья рДНК исследована или исследуется, еще одним видом — В. germanica, расширит представления об изменчивости рДНК в пределах одного из наиболее многочисленных классов животных. Кроме того, высокие адаптивные способности рыжего таракана могут быть связаны в том числе и с особенностями строения и функционирования кластера рибосомных генов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.В., Владыченская Н. С., Кедрова О. С., Милютина И. Л., Петров Н. Б. Сравнение генов 18S рибосомной РНК в филогении беспозвоночных//Мол. Биология. 1995. Т. 29. № 6. С. 1408−1426.
  2. Н.А. Биологическое обоснование разработки и использования пищевых токсических приманок в системе интегрированной борьбы с синантропными тараканами: диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. 1992.
  3. Бей-Биенко Г. Г. Низшие, древнекрылые, с неполным превращением // Определитель насекомых европейской части СССР. 1964. Т.1. М.-Л.: Наука.
  4. Л.М., Частоколенко Л. В., Баранова В. А. Популяционный анализ активности ядрышкового организатора у растений Vicia cracca // Генетика. 1987. Т. 33. № 2. С. 317−324.
  5. Л.М., Частоколенко Л. В. Цитогенетический анализ популяций Vicia cracca в зоне действия линии высокого напряжения // Экология. 1988. № 6. С. 20−24.
  6. Н.В., Животовский Л. А., Хованов Н. В., Хромов-Борисов Н.Н. Биометрия // Ред. Тихомирова М. М. Л.: Изд. Ленинград. Универ. 1982. 264 с.
  7. И.А., Муха Д. В., Сидоренко А. П., Созинов А. А. Патент2 113 481 на изобретение «Способ исследования структурно-функциональной организации ДНК рибосомного кластера эукариот» // Российское агенство по патентам и товарным знакам. 1998.
  8. О.Г., Дроздов A.JI. Филема органического мира. Ч. 1. Пролегомены к построению филемы II 1994. С.-П.: Наука. 282 с.
  9. Н.Н., Мамаева С. Е. Структура и функция ядрышкообразующих районов хромосом: молекулярные, цитологические и климатические аспекты // Цитология. 1992. Т. 34. № 10. С. 3−25.
  10. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование // 1984. М.: Мир. 479 с.
  11. Г. П., Партии В. А. Использование полинуклеотидных последовательностей ДНК для изучения внутривидовой изменчивости у высших эукариот//Успехи совр. биологии. 1991. Т. 111. С. 323−338.
  12. Д.В., Сидоренко А. П., Хомякова Е. Б., Петрова Н. В., Марченко Г. Н. Оптимизация методов выделения высокомолекулярной ДНК Tetrahymena // Молекулярная биология. 1994. Т. 28. № 1. С. 172−174.
  13. Д.В., Сидоренко А. П. Выявление и анализ доменов последовательности 26S рибосомной ДНК Tetrahimena pyriformis, различающихся по степени эволюционного консерватизма // Молекулярная биология. 1995. Т. 29. № 3. С. 529−537.
  14. Д.В., Сидоренко А. П., Марченко Г. Н. Клонирование протяженной палиндромной последовательности рибосомной ДНК Tetrahymenapyriformis // Молекулярная биология. 1995. Т. 29. № 4. С. 824−829.
  15. Д.В., Сидоренко А. П. Выявление высококонсервативных доменов в последовательности 17S рибосомной ДНК Tetrahimena pyriformis II Генетика. 1996. Т. 32. № 11. С. 1494−1497.
  16. Д.В., Вигманн Б. М., Шал К. Сальтационные изменения в структуре кластера рибосомных генов в процессе эволюции тараканов рода Blattella//Докл. РАН. 1999. Т. 364. С. 134−139.
  17. А.П., Муха Д. В., Королев A.JI., Созинов А. А. Анализ внутривидовой вариабельности структуры кластера рибосомальных генов гороха посевного (.Pisum sativum L.) II Генетика. 1997. Т. 33. № 6. С. 826−831.
  18. А.П., Муха Д. В., Королев А. Л., Созинов А. А. Структурный полиморфизм кластера рибосомальных генов растений и перспектива его использования // Цитология и генетика. 1998. Т. 32. № 4. С. 97−104.
  19. С.В. Ядрышкообразующие районы хромосом как маркер популяций симы Oncorhynchus masou (Brevoort) II Генетика. 1995. Т. 31. № 6. С. 833−838.
  20. Abe Н., Aoyama М. In vitro culture of Gregarina blattarum II Bull. Fac. Educ., Yamaguchi Univ. 1979. V. 29. P. 1−9.
  21. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 1990. V. 215. P. 403−410.
  22. Altschul S.F., Boguski M.S., Gish W., Wootton J.C. Issues in searchingmolecular sequence databases // Nature Genetics. 1994. V. 6. P. 119−129.
  23. Appels R., Dvorak J. The wheat ribosomal DNA spacer region: its structure and variation in populations and among species // Theor. Appl. Genet. 1982. V. 63. P. 337−348.
  24. Archbold E.F., Rust M.K., Reierson D.A., Atkinson K.D. Characterization of a yeast infection in the german cockroach {Dictyoptera: Blattellidae) H Environ. Entomol. 1986. V. 15. P. 221−226.
  25. Archbold E.F. Rust M.K., Reierson D.A. Comparative life histories of fungus infected and uninfected German cockroaches, Blattella germanica (L.) {Dictyoptera: Blattellidae) I I Asm. Ent. S.A. 1987. V. 80. P. 571−577.
  26. Arnheim N. Concerted evolution of multigene femilies // In: Evolution of Genes and Proteins / Ed. Nei M., Koehn R.K. 1983. Sinauer, Boston.
  27. Arnheim N., Krystal M., Schmickel R., Wilson G., Ryder O., Zimmer E. Molecular evidence for genetic exchenges among ribosomal genes on non gomologous chromosomes in man and apes // Proc. Natl. Sci. USA. 1980a. V. 77. N. 12. P. 7323−7327.
  28. Beck J.J., Ligon J.M. Polymerase chain reaction assays for the detection of Stagonospora nodorum and Septoria tritici in wheat 11 Phytopathology. 1995. V. 85. P. 319−324.
  29. Beckingham K. The ribosomal DNA of Calliphora erythrocephala. The cistron classes of total genomic DNA // J. Mol. Biol. 1981. V. 149. P. 141 169.
  30. Beckingham К. Insect rDNA // In: The Cell Nucleus. V. X. / Ed. Busch H., Kethblum L. 1975. P. 205−269.
  31. Beebe N.W., Saul A. Descrimination of all members of the Anopheles punctulatus complex by polymerase chain reactin fragment length polimorphism // Am. J. Tropic. Medic. Hygiene. 1995. V. 53. P. 478−481.
  32. Besse P., Lebrun P., Seguin M., Lanaud C. Ribosomal DNA variations in wild and cultivated rubber tree (Hevea brasiliensis) // Genome. 1993. V. 36. P. 1049−1057.
  33. Birnstiel M.L., Wallace H., Sirlin J.L., Fischberg M. Localization of the ribosomal DNA complements in the nucleolar organizer region of Xenopus laevis //Natl. Cancer Inst. Monogr. 1966. V. 23. P. 431−447.
  34. Botstein D, White R.L. Skolmick M., Davis R.W. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment lengh polymorphism.// Am. J. Hum. Genet. 1980. V. 32. P. 314−331.
  35. Boudreaux H.B. Artropod phylogeny with special reference to insects. // NY: John Wiley and Sons. 1979.
  36. Brauner S., Crawford D.J., Stuessy T.F. Ribosomal DNA and RAPD variation in the rare plant family Lactoridaceae // American. J. Botany. 1992. V. 79. P. 1436−1439.
  37. Brown A.H.D. Genetic characterization of plant mating systems // In: Plant population genetics, breeding and genetic resources / Ed. Brown A.H.D., Clegg M.T., Kahler A.L., Weir B.S. 1990. Sunderland: Sinauer Associares. P.145.162.
  38. Bret B.L., Ross M.H. Insecticide-induced dispersal in the German cockroach, Blattella germanica (L.) (Ortoptera: Blattellidae) // J. Econ. Ent. 1985. V. 78. P. 1293−1298.
  39. Bret B.L., Ross M.H. Behavioral responses of German cockroach, Blattella germanica (L.) (Ortoptera: Blattellidae), to propoxur formulation // J. Econ. Ent. 1986. V. 79. P. 426−430.
  40. Bross K., Krone W. On the number of ribosomal RNA genes in man // Humangenetik. 1972. V. 14. P. 137−141.
  41. Carlson D.A., Brenner R.J. Hydrocarbon-based discrimination of three North American Blattella cockroach species (Orthoptera: Blattellidae) using gas chromatography//Ann. Ent. SA. 1988. V. 81. P. 711−723.
  42. Cave M.D. Absence of rDNA amplification in the uninucleolate oocyte of the cockroach Blattella germanica (Oorthoptera: Blattidae) // J. Cell Biol. 1976. V. 71. P. 49−58.
  43. Chattopadhyay S.K., Kohne D.E., Dutta S.K. Ribosomal RNA genes of Neurospora: isolation and characterization // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. V. 69. P. 3256−3259.
  44. Cloarec A., Rivault C., Cariou M.L. Genetic popualtion structure of the german cockroach, Blattella germanica-. Absence of geographical variation // Entomologia Experimentalis et Applicata. 1999. V. 92. P. 311−319.
  45. Coen E.S., Dover G.A. Unequal exchanges and the coevolution of X and YrDNA arrays in Drosophila melanogaster // Cell. 1983. V. 33. P. 849−855.
  46. Coen E.S., Thoday J.M., Dover G.A. Rate of turnover of the structural variants in the rDNA gene family of Drosophila melanogaster II Nature. 1982. V. 295. P. 564−568.
  47. Cluster P.D., Marinkovic D., Allard R.W., Ayala F.J. Correlation between developmental rates, enzyme activities, ribosomal DNA spacer-length phenotypes and adaptation in Drosophila melanogaster II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84, P. 610−614.
  48. Cluster P.D., Allard R.W. Evolution of ribosomal DNA (rDNA). Genetic structure in colonial Californian populations of Avena barbata // Genetics. 1995. V. 139. P. 941−954.
  49. Cochran D.G., Ross M.H. Cockroach genetics // In: Genetics of insect: vectores of disease / Ed. Wright J.W., Pol R. Amsterdam: Elsevier. 1967a. P. 403−415.
  50. Cochran D.G., Ross M.H. Preliminary studies of the chromosomes of twelve cockroach species (Blattaria: Blattidae, Blatellidae, Blaberidae) // Ann. Entomol. Am. 19 676. V. 60. P. 1265−1272.
  51. Cochran D.G., Ross M.H. Chromosome identification in the German cockroach // J. Hered. 1969. V. 60. P. 87−92.
  52. Cochran D. G., Ross M.H. Preliminary studies of the chromosomes of twelve cockroach species (Blattaria: Blattidae, Blatellidae, Blaberidae) // Ann. Entomol. Soc. Am. 1976. V.60. P. 1265−1272.
  53. Cockburn A.F., Newkirk M.J., Firtel R.A. Organization of the ribosomal RNA genes of Dictyostelium discoideum: mapping of the nontranscribed spacer regions // Cell. 1976. V. 9. P. 605−613.
  54. Cockburn A.F.- Taylor W.C.- Firtel R.A. Dictyostelium rDNA consists of nonchromosomal palindromic dimers containing 5S and 36S coding regions // Chromosoma. 1978. V. 70. P. 19−29.
  55. Cohen S., Roth L.M. Chromosome numbers of the Blattaria // Ann. Entomol. Soc. Am. 1970. V. 63. P. 1520−1547.
  56. D., Kimsey L.S., Berbee M.L. 18S rDNA sequences and the homometabolous insects // Molec. Phylog. Evol. 1992. V. 1. P. 270−278.
  57. Cornwell P.B. The cockroach. Vol. I. A laboratory insect and an industrial pest // 1968. London: Hutchinson and Co.
  58. Craig G.B., Hickey W.A. Genetics of Aedes aegypti И In: Genetics of Insect Vectors of Disease / Ed. Wrihht J.W., Pal R. 1967. Amsterdam: Elsevier. P. 67−131.
  59. Crease T.J. Ribosomal DNA evolution at the population level nucleotide variation in intergenic spacer arrays of Daphnia pulex H Genetics. 1995. V. 141. P. 1327−1337.
  60. Cullis C.A. Quantitative variation ribosomal RNA gene sin flax genotrophs // Heredity. 1979. V. 42. P. 237−246.
  61. Cutler M.G., Bartlett S.E., Hartley S.E., Davidson W.S. A polimorphism in the ribosomal RNA genes distinguishes Atlantic salmos (Salmo salar) from
  62. North America and Europe I I Can. J. Fish. Aquat. Sci.Vol. 1991. V. 48. P. 1655−1661.
  63. Degelmann A., Royer H.D., Hollenberg C.P. The organization of the ribosomal RNA genes of Chironomus tentans and some closely related species // Chromosoma. 1979. V. 71. P. 263−281.
  64. Demerida M.M.P., Demata M.P., Molina E., Porter C.H., Black W.C. Variation in ribosomal DNA intergenic spacers among populations of Anopheles albimanus in South and Central America // Am. J. Tropic. Medicin Hygiene. 1995. V. 53. P. 469−477.
  65. Denzer D.J., Fuchs M.E.A., Stein G. Zum Verhalten von Blattella germanica L.: Aktionsradius und Refugientreue. Behavioural studies on Blattella germanica L.: radius of action and loyality to the refuge. // J. Appl. Ent. 19 886. V. 105. P. 330−334.
  66. Doerschung E.B., Miksche J.P., Palmer K.G. DNA content, ribosomal RNA gene number and protein content in soybeans // Can. J. Genet, and Cytol. 1978. V. 20. P. 531−538.
  67. Dover G. Molecular drive: a cohesive mode of species evolution // Nature. 1982. V. 9. P. 111−117.
  68. Doyle J.J., Beachy R.N. Ribosomal gene variation in soybean (Glycine) and its relatives // Theor. Appl. Genet. 1985. V. 70. P. 369−376.
  69. Ellis T.H.N., Davies D.R., Castleton J.A., Bedford I.D. The organization and genetics of rDNA length variants in peas // Chromosoma (Berl.). 1984. V. 91. P. 74−81.
  70. Engberg J., Andersson P., Leick V., Collins J. Free ribosomal DNA molecules from Tetrahymena pyriformis GL are giant palindromes // J. Mol. Biol. 1976. V. 104. P. 455−470.
  71. Fan H., Yakura K., Miyanishi M., Sugita M., Sugiura M. In vitro transcription of plant RNA polymerase I dependent ribosomal RNA genes is species specific // Plant J. 1995. V. 8. P. 295−298.
  72. Findly R.C.- Gall J.G. Free ribosomal RNA genes in Paramecium are tandemly repeated // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 3312−3316.
  73. Gall L.G., Yao M.C., Blackburn E., Findly R.C., Wild M. The extrachromosomal ribosomal DNA of Tetrahymena and Paramecium // In: Specific eukariotic genes / Ed. Engberg J., et al. 1979. Copenhagen: Munksgaard. P. 299−305.
  74. Gasser R.B., Chilton N.B. Characterization of Taeniid cestode species by PCR-RFLP of ITS 2 ribosomal DNA // Acta Tropica. 1995. V. 59. P. 31−40.
  75. Gerbi S.A. Evolution of ribosomal DNA // Molecular evolutionary genetics / Ed. Maclntyre R.J. New York: Plenum Press. 1985. P.419−517.
  76. Good P. Permutation tests // 1993. Springer Verlag, New York.
  77. Gosden J., Lawrie S., Seuanez H. Ribosomal and human-homologous repeated DNA distribution in the orangutan (Pondo pygmaeus). Comparison with distribution of these DNAs in the other species of the Hominidae // Cell Genet. 1978. V. 21. P. 1−10.
  78. Gould G.E., Deay H.O. The biology of six species of cockroaches which inhabit buildings //Purdue Univ. Agr. Exp. Stat. Bull. 1940. V. 451. P. 31.
  79. Gubler U., Wyler Т., Braun R. The gene for the 26 S rRNA in Physarum contains two insertions // FEBS Lett. 1979. V. 100. P. 347−350.
  80. Guiyoule A., Grimont F., Iteman I., Grimont P.A.D., Lefevre M., Carniel E. Plague pandemics investigated by ribotyping of Yersinia pestis strains // J. Clinic. Microbiol. 1994. V. 32. P. 634−641.
  81. Guthrie D.M., Tindall A.R. The biology of the cockroach // 1968. London: Edward Arnold (Publishers) Ltd., NY: St. Martin’s Press.
  82. Halanych K.M. Testing hypotheses of Chaetognath: long branches revealed by 18 ribosomal DNA // Systematic Biology. 1996. V. 45. P. 223−246.
  83. Harmon J. D., Ross M.H. Effects of propoxur exposure on females of the German cockroach, Blattella germanica, and their oothecae // Ent. Exp. App. 1987. V. 44 P. 269−275.
  84. Harmon J. D., Ross M.H. Effects of malathion and diazinon exposure on female German cockroach (Dictyotera: Blattellidae) and their oothecae // Рос. Ent. Soc. Wash. 1988. V. 90 P. 248−255.
  85. Hilliker A.J., Appels R., Schalet A. The genetic analisis of Drosophila melanogaster heterochromatin // Gene. 1980. V. 21. P. 607−619.
  86. Hillis D.M., Davis S.K. Evolution of ribosomal DNA: fifty million years of recorded history in the frog genus Rana // Evolution. 1986. V. 40. P. 12 751 288.
  87. Hollenberg C.P. Proportionate representation of rDNA and Balbiani ring DNA in polytene chromosomes of Chironomus tentans I I Chromosoma. 1976. V. 57. P. 185−197.
  88. Huber I. Taxonomic and ontogenic studies of cockroaches (Blattaria) // Univ. Kansas Sci. Bull. 1974. V. 50. P. 233−332.
  89. Izutsu M., Veda S., Ishii S. Aggregation effects on the growth of the German cockroach, Blattella germanica (L.) (Ortoptera: Blattellidae) // Appl. Ent. Zo. 1970. V. 5. P. 159−171.
  90. Jakubczak J.L., Xiong Y., Eickbush Т.Н. Type I (RI) and Type II (R2) ribosomal DNA insertions of Drosophila melanogaster are retrotransposable elements closely related to those of Bombyx mori 11 J. Mol. Biol. 1990. V. 212. P. 37−52.
  91. Kambhampati S. A phylogeny of cockroaches and related insects based on
  92. DNA sequence of mitochondrial ribosomal RNA genes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 2017−2020.
  93. Kambhampati S. Phylogenetic relationship among cockroach families inferred from mitochondrial 12S rRNA gene sequence // Syst. Ent. 1996. V. 21. P. 8998.
  94. Kano Y., Maeda S., Sugiyama T. The location of ribosomal cistrons (rDNA) in chromosomes of the rat // Chromosoma. 1976. V. 55. P. 37−42.
  95. Karvonen P., Karjalainen M., Savolainen O. Ribosomal RNA genes in Scots pine (Pinus sylvestris L.): chromosomal organization and structure // Genetica. 1993. V. 88. P. 59−68.
  96. Kavanagh T.A., Timmis J.N. Heterogeneity in cucumber ribosomal DNA // Theor. Appl. Genet. 1986. V. 72, P. 337−345.
  97. Keil C.B., Ross M.H. An analysis of embryonic trapping in the German cockroach // Ent. Exp. App. 1977. V. 22. P. 220−226.
  98. Kiefer B.I. Dosage regulation of ribosomal DNA in Drosophila melanogaster //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1968. V. 61. P. 85−89.
  99. Kim S.C., Crawford D.J., Francisco-Ortega J., Santos-Querra A. A common origin for woody Sonchus and five related genera in the Macaronesian islands: molecular evidence for extensive radiation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 7743−7748.
  100. Komiyama M., Ogata K. Observations of density effects on the German cockroaches, Blattella germanica (L.) // Jpn. J. Sanit. Zool. 1977. V. 28. P.409.415.
  101. Kunz W., Petersen G., Renkawitz-Pohl R., Glatzer K.H., Schafer M. Distribution of spacer length classes and the intervening sequence among different nucleolus organizers in Drosophila hydei // Chromosoma. 1981. V. 83. P. 145−158.
  102. Lathe W.C., Eickbush Т.Н. A single lineage of R2 retrotransposable elements is an active, evolutionarily stable component of the Drosophila rDNA locus // Molec. Biol. Evol. 1997. V. 14. P. 1232−1241.
  103. Lee I.M., Hammond R.W., Davis R.E., Gundersen D.E. Universal amplification and analysis of pathogen 16S rDNA for classification and identification of mycoplasmalike organisms //Phytopathology. 1993. V. 83. P. 834−842.
  104. Lin D.M., Wu L.C., Rinald M.Q., Lehmann P.E. 3 distinct genotypes within Candida parapsilosis from clinical sources. // J. Clinic. Microbiol. 1995. V. 33. P. 1815−1821.
  105. Li J., Chakraborty R., A bias-corrected estimate of heterozygosity for single-probe multilocus DNA fingerprints // Mol. Biol. Evol. 1993. V. 10. P. 11 121 114.
  106. Long E.O., Dawid I.B. Repeated genes in eukariotes // Annu. Rev. Biochem.1980. V. 49. P.727−764.
  107. Long E.O., Collins M., Kiefer B.I., David I.B. Expression of ribosomal insertions in bobbed mutants of Drosophila melanogaster II Mol. Gen. Genet.1981. V. 182. P. 377−384.
  108. Macgregor H., Sherwood S. The nucleolus organizers of Plethodon and Aneides located by in situ nucleic acid hubridization with Xenopus 3H-ribosomal RNA// Chromosoma. 1979. V. 72. P. 271−80.
  109. McKittrick F.A. Evolutionary studies of cockroaches // Cornell Univ. Agricult. Experiment Station Memoir. 1964. V. 389. P. 1−197.
  110. Mandal R.K., Dawid I.B. The nucleotide sequence at the transcription termination site of ribosomal RNA in Drosophila melanogaster // Nucleic. Acids. Res. 1981. V. 9. P. 1801−1811.
  111. Manning R.F., Samols D.R., Gage L.P. The genes for 18S, 5.8S and 28S ribosomal RNA of Bombyx mori are organized into tandem repeats of uniform length// Gene. 1978. V. 4. P. 153−166.
  112. Metzger R., Trier K.-H. Zur Bedeutung der Aggregationspheromone von
  113. Blattella germanica und Blatta orientalis // Z. Angew. Parasit. 1975. V. 16. P. 16−27.
  114. Miller L., Brown D.D. Variation in the activity of nucleolar organizers and their ribosomal gene content // Chromosoma. 1969. V. 28. P. 430−444.
  115. Miller L., Gurdon J.B. Mutations affecting the size of the nucleolus in Xenopus laevis //Nature. 1970. V. 227. P. 1108−1110.
  116. Molgaard H.V., Matthews H.R., Bradbury EM Organisation of genes for ribosomal RNA in Physarum polycephalum // Eur. J. Biochem. 1976. V. 68 P. 541−549.
  117. Musters W., Boon K., van der Sande C.A.F.M., van Heerikhuizen H., Planta R.J. Functional analysis of transcribed spacers of yeast ribosomal DNA // EMBO J. 1990. V. 9. P. 3989−3996.
  118. Nei M. Genetic distance between populations // Am. Nat. 1972. V. 106. P. 283−292.
  119. Nei M., Li V. Mathematical model for studing genetic variation in terms of restriction endonucleases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 52 695 273.
  120. Nevo E., Beiles A. Ribosomal DNA non-transcribed spacer polymorphism in subterranean mole rats: genetic differentiation, environmental correlates and phylogenetic relationships//Evolut. Ecol. 1988. V. 2. P. 139−156.
  121. Nickrent D.L., Schuette K.P., Starr E.M. A molecular phylogeny of Arceuthobium (Viscaceae) based on nuclear ribosomal DNA internaltranscribed spacer sequences // American Journal of Botany. 1994. V. 81. P. 1149−1160.
  122. Di Nocera P.P., Graziani F., Lavorgna G. Genomic and structural organization of Drosophila melanogaster G elements I I Nucl. Acids Res., 1986. V. 14. P. 675−691.
  123. Pardue M.L., Gall J.G. Molecular hybridization of radioactive DNA to the DNA of cytological preparations // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. V. 64. P. 600−604.
  124. Pearson W.R. Rapid and sensitive sequence comparison with FASTP and FASTA // Meth. Enzymol. 1990. V. 183. P. 63−98.
  125. Petes T.D. Meiotic mapping of yeast ribosomal deoxyribonucleic acid on chromosome XII // J. Bacteriol. 1979a. V. 138. P. 185−192.
  126. Petes T.D. Yeast ribosomal DNA genes are located on chromosome XII // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 19 796. V. 76. P. 410−414.
  127. Phillips R.B., Hartley S.E. Fluorescent banding patterns in the chromosomesof the genus Salmo // Genom. 1988. V. 30. P. 193−197.
  128. Phillips R.B., Kapuscinski A.R. High frequency of translocation heterozygotes in odd stocks of salmon {Oncorhynchus gorbucha) // Cytogenet. Cell Genet. 1988. V. 48. P. 178−182.
  129. Phillips R.B., Pleyte K.A., Hartley S.E. Stock-specific differences in the number and chromosome position of the nucleolar organizer regions in arctic char (Salvelinus alpinus) II Cytogenet. Cell Genet. 1988. V. 48. P. 9−12.
  130. Phillips R.B., Zajicek K.D., Ihssen P.E. Population differences in chromosome-banding polymorphism in lake trout // Trans. Am. Fish. Soc. 1989. V. 118. P. 64−73.
  131. Pleyte K.A., Phillips R.B., Hartley S.E. A band chromosomal polimorphisms in Arctic char (Salvelinus alpinus) II Genom. 1989. V. 32. P. 129−133.
  132. Polanco C., Perez de la Vega M. Intergenic ribosomal spacer variability in hexaploid oat cultivars and landraces // Heredity. 1997. V. 78. P. 115−123.
  133. Princis K. Zur Systematik der Blattarien // Eos. 1960. V. 36. P. 427−449.
  134. Princis K. Orthopterorum catalogus // In: Blattariae / Ed. Beier M. Gravenhage: Junk (Germ.). 1969. P. 6−8.
  135. Rae P.M., Steele R.E. Absence of cytosine methylation at C-C-G-G and G-C-G-C sites in the rDNA coding regions and intervening sequences of Drosophila and the rDNA of other insects // Nucleic. Acids. Res. 1979. V. 6. P. 2987−2995.
  136. Rae P.M., Barnett Т., Murtif V.L. Nontranscribed spacers in Drosophilaribosomal DNA// Chromosoma. 1981. V. 82. P. 637−655.
  137. Raina S.N., Ogihara Y. Ribosomal DNA repeat unit polymorphism in 49 Vicia species // Theor. Appl. Genet. 1995. V. 90. P. 477−486.
  138. Rehn J.A.G. Man’s uninvited fellow traveller the cockroach // Sci. Monthly. 1945. V. 61. P. 265−276.
  139. Rehn J.W.H. Classification of the Blattaria as indicated by their wings (Orthoptera) // Am. Ent. Soc. Mem. 1951. V. 14. P. 1−134.
  140. Rehner S.A., Uecker F.A. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer phylogeny and host diversity in the Coelomycete phomopsis II Can. J. Botany. 1994. V. 72. P. 1666−1674.
  141. Renkawitz-Pohl R., Gerbi S.A., Glatzer K.H. Ribosomal DNA of fly Sciara coprophila has a very small and homogeneous repeat unit 11 Mol. Gen. Genet. 1979. V. 173. P. 1−13.
  142. Renkawitz-Pohl R., Glatzer K.H., Kunz W. Characterization of cloned ribosomal DNA from Drosophila hydei II Nucleic. Acids. Res. 1980. V. 8. P. 4593−4611.
  143. Ritossa F.M., Scala G. Equilibrium variations in the redundancy of rDNA in Drosophila melamogaster II Genetics. 1969. V. 61. P. 305−317.
  144. Rogstad S.H., Pelikan S. GELSTATS: a computer program for population genetics analyses using VNTR multilocus probe data // Biotechniques. 1996. V. 21. P. 1128−1131.
  145. Roiha H., Glover D.M. Duplicated rDNA sequences of variable lengthsflanking the short tipe I insertions in the rDNA of Drosophila melanogaster II Nucl. Acids Res. 1981. V. 9. P. 5521−5532.
  146. Rohlf F.J. Numerical taxonomy and multivariate analysis system (NTSYS-pc) // 1997. Ver. 1.80. Applied Biostatistics Inc. NY.
  147. Ross M.H. Three-point data for linkage group VI of the German cockroach // Ann. Entomol. Soc. Am. 1971. V. 64. P. 1178−1180.
  148. Ross M.H. Genetic variability in the German cockroach. VIII. Studies of deformed-leg and broad-banded pronotum // J. Hered. 1972. V. 63. P. 26−32.
  149. Ross M.H. Additional data for linkage group X of the German cockroach // J. Hered. 1973. V. 64. P. 44−45.
  150. Ross M.H. Laboratory population studies of the German cockroach using a two-chromosome and a three-chromosome reciprocal translocation // Ann. Ent. S.A. 1976. V. 69. P. 1073−1081.
  151. Ross M.H. A strain difference and ablation experiments involving a dispersal pheromone in the German cockroaches: Blattella germanica (Dictyotera: Blattellidae) // J. Entom. Sci. 1989. V. 24. P. 101−106.
  152. Ross M.H. Differencis in the response of the German cockroach (Dictyotera: Blattellidae) fieldstrains to vapors of pyrethroid formulations // J. Econ. Ent. 1992. V. 85. P. 123−129.
  153. Ross M.H., Cochran D.G. A body color mutation in the German cockroach // Nature (Lond.). 1962. V. 195. P. 518−519.
  154. Ross M.H., Cochran D.G. A preliminary report on genetic variability in the
  155. German cockroach, Blattella germanica II Ann. Entomol. Soc. Am. 1965. V. 58. P. 468−375.
  156. Ross M.H., Cochran D.G. Genetic variability in the German cockroach. I. Additional genetic data and the establishment of tentative linkage groups // J. Hered. 1966. V. 57. P. 221−226.
  157. Ross M.H., Cochran D.G. Genetic variability in the cockroach. VI. Studies of fused-antennae, crossveinless and downturned-wing // J. Hered. 1970. V. 61. P. 123−128.
  158. Ross M.H., Cochran D.G. German cockroach genetics and its possible use in control measures // Patna J. Med. 1973. V. 47. P. 325−337.
  159. Ross M.H., Cochran D.G. The German cockroaches, Blattella germanica // In Handbook of Genetics /. Ed. King R.C. NY: Plenum Press. 1975. V. 3. P. 3562.
  160. Ross M.H., Cochran D.G. Strain differences in the response of German cockroach (Dictyotera: Blattellidae) to emulsifiable concentrates // J.Econ. Ent. 1992. V. 85. P. 1201−1208.
  161. Ross M.H., Liu H. Hybridization studies on Blattella germanica and B. asahinai (Dictyoptera: Blattellidae): chiasma frequency and distribution // Ann. Entomol. Am. 1995. V. 88. P. 215−219.
  162. Ross M.H., Mullins D.E. Biology // In: Understanding and Controlling the German Cockroach / Eds. Rust M.K., Owens J.M., Reierson D.A. 1995. Oxford Univ. Press. P. 21−47.
  163. Ross M.H., Bret B.L., Keil C.B. Population growth and behavior of Blattella germanica (L.) in experimentally established shipboard infestations // Ann. Ent. S.A. 1984. V. 77. P. 740−752.
  164. Roth L.M. Evolution and taxonomic significance of reproduction in Blattaria // Ann. R. Entom. 1970. V. 15. P. 75−96.
  165. Roth L.M. A taxonomic revision of the genus Blattella Caudell (Dictyoptera, Blattaria: Blattellidae) //Entomol. Scand. Suppl. 1985. V. 22. P. 1−221.
  166. Roth L.M., Willis E.R. The biotic associations of cockroaches // Smith. Inst. Misc. Coll. 1960. V. 141. P. 1−470.
  167. Sakuma M., Fukami H. The aggregation pheromone of the German cockroach, Blattella germanica (L.) (Dictyotera: Blattellidae): isolation and identification of the attractant components of the pheromone. // Appl. Ent. Zo. 1990. V. 25. P. 355−368.
  168. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: Laboratory Manual // N.Y.: Cold Spring Harbor Univ. Press. 1989. V. 1−3. 1626 p.
  169. Schafer M., Wyman A.R., White R. Length variation in the non-transcribed spacer of Calliphora erythrocephala ribosomal DNA is due to a 350 base-pair repeat // J. Mol. Biol. 1981. V. 146. P. 179−199.
  170. Schlotterer C., Hauser M.T., von Haeseler A., Tautz D. Comparative evolutionary analysis of rDNA ITS region in Drosophila // Mol. Biol. Evol. 1994. V. 11. P. 513−522.
  171. Schmidtke J., Zenzes M.T., Weiler C., Bross K., Engel W. Gene action in fish of tetraploid origin. IV. Ribosomal DNA amount in clupeoid and salmonoid fish//Biochem. Genet. 1976. V. 14. P. 293−297.
  172. Schwarzacher H.C., Wachrler F. Nucleolus organizer regions and nucleoli // Hum. Genet. 1983. V. 63. P. 89−99.
  173. Schweizer E, MacKechnie C, Halvorson H.O. The redundancy of ribosomal and transfer RNA genes in Saccharomyces cerevisiae II J. Mol. Biol. 1969. V. 40. P. 261−277.
  174. Scudder S.H. Paleosoic cockroaches: A complete revision of the species of both worlds, with an essay toward their classification // Mem. Boston Soc. Nat. Hist. 1879. V. 3.P. 23−134.
  175. Silverman J., Bieman D.N. Glucose aversion in the German cockroach, Blattella germanica II J. Insect Phy. 1993. V. 39. P. 925−933.
  176. Sinclair J.H., Carroll C.R., Humphrey R.R. Variation in rDNA redundancy level and nucleolar organizer length in normal and variant lines of the Mexican axolotl // J. Cell Sci. 1974. V. 15. P. 239−257.
  177. Sollner-Webb В., Туе К., Steitz J. In: Ribosomal RNA: Structure, Evolution, Processing and Function in Protein Synthesis / Ed. Zimmerman R., Dahlberg A. 1995. New York: CRC Press.
  178. Sozansky O.A., Zakharov A.F., Terekhov S.M. Intercellular NOR-Ag-variability in man. Search for determining factors, clonal analisis // Hum. Genet. 1985. V. 69. P. 151−156.
  179. Spear B.B., Gall J.G. Independent control of ribosomal gene replication in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973. V. 70. P. 1359−1363.
  180. Stahl G. Genetic population structure of Atlantic salmon // In: Population Genetics and Its Application to Fisheries Management / Eds. Ruman N., Utter F. Seattle: University of Washington Press. WA. 1987. P. 121−140.
  181. StatSoft. STATISTIC A for Windows (computer program manual) / 1996. StatSoft, Inc., Tulsa, OK.
  182. Stephens J.C., Gilbert D.A., Yuhki N., O’Brien S. J. Estimation of heterozygosity for single-probe multilocus DNA fingerprints // Mol. Biol. Evol. 1992. V. 9. P. 729−743.
  183. Stothard J.R., Hughes S., Rollinson D. Variation within the internaltranscribed spacer (ITS) of ribosomal DNA genes of intermediate snail hosts within the genus Bulinus (Gastropoda: Planorbidae) // J. Acta Tropica. 1996. V. 61. P. 19−29.
  184. Sturmbauer C., Levinton J.S., Christy J. Molecular philogeny analisis of fiddler crabs: jest of the hypothesis of increasing behavioral complexity in evolution //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 10 855−10 857.
  185. Suzuki H., Tsuchiya K., Sakaizumi M., Wakana S., Sakura S. Evolution of restriction sites of ribosomal DNA in natural populations of the field mouse, Apodemus speciosus II J. Mol. Evol. 1994. V. 38. P. 107−112.
  186. Tartof K.D. Regulation of ribosomal RNA genes in Drosophila melanogaster II Genetics. 1971 V. 73. P. 57−71.
  187. Tartof K.D. Unequal mitotic sister chromatid exchange as the mechanism of ribosomal RNA gene magnification // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1974. V. 71. P. 1272−1276.
  188. Terracol R., Prud’homme N. Differential elimination of rRNA genes in bobbed mutations of Drosophila melanogaster II Mol. Cell. Biol. 1986. V. 6. P. 1023−1031.
  189. Thomas M.R., Matsumoto S., Cain P., Scott N.S. repetitive DNA of grapevine classes present and sequences suitable for cultivar identification // Theor. Appl. Genet. 1993. V. 86. P. 173−180.
  190. Thweatt R., Lee. Yeast precursor ribosomal RNA. Molecular cloning and probing the higher-order structure of the internal transcribed spacer I by r/kethoxal and dimethylsulfate modification // J. Mol. Biol. 1990. V. 211. P. 305−320.
  191. Tillyard R.J. Kansas Permian insects Pt. 20. The cockroaches, or order Blattaria // Am. J. Sci. 1937. V.34. P. 169−202, 249−276.
  192. Titus T.A., Larson A. A molecular philogenetic perspective on the evolutionary radiation of the salamander family Salamandriae // Systematic Biology. 1995. V. 44. P. 125−151.
  193. Tsai Y.H. and Cahill, Kevin M. Parasites of the German cockroach (Blattella germanica L.) in New York city // The Journal of Parasitology. 1970. V. 56. P. 375−377.
  194. Ueda Т., Ojima Y. Geographic and chromosomal polymorphisms in the iwana (Salvelinus leucomaenis) // Proc. Jpn. Acad. 1983. V. 59B. P. 259−262.
  195. Warburton D., Henderson A.S., Atwood K.C. Localization of rDNA and
  196. Giemsa-banded chromosome complement of white-hsnded gibbon, Hylobate larll Chromosoma. 1975. V. 51. P. 35−40.
  197. Wilbur W.J., Lipman D.J. Rapid similarity searches of nucleic acid and protein data banks // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. V. 80. P. 726−730.
  198. Williams S.M., DeSalle R., Strobeck C., 1985. Homogenization of geographical variants at the nontranscribed spacer of rDNA in Drosophila mercatorum II Mol. Biol. Evol. 1985. V. 2. P. 338−346.
  199. Williams S.M., Kennison J. A., Robbins L.G., Strobeck C. Reciprocal recombination and evolution of the ribosomal gene family of Drosophila melanogaster 11 Genetics. 1989. V. 122. P. 617−624.
  200. Williams S.M., Robbins L.G., Cluster P.D., Allard R.W., Strobeck C. Superstructure of the Drosophila melanogaster ribosomal gene family // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 3156−3160.
  201. Williams I.G.K., Kubelik A.R., Livar K.I. et al. DNA polymorphism amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucl.Acid. Res. 1990. V. 18. P. 6531−6535.
  202. Willis E.R., Riser G.R., Roth L.M. Observations on reproduction and development in cockroaches // Ann. Ent. S.A. 1958. V. 51. P. 53−69.
  203. Wooster M.T., Ross M.H. Subletal responses of the German cockroach to vapors of commercial pesticide formulations // Ent. Exp. App. 1989. V. 52. P. 49−55.
  204. Wootton R.J. Paleozoic insects //Ann. R. Entom. 1981. V. 26. P. 319−344.
  205. Xiong Y., Eickbush Т.Н. Functoinal expression of a sequence-specific endonuclease encoded by the retrotransposon R2Bm // Cell. 1988. V. 55. P. 235 246.
  206. Yeh F.C., Yang R.-C. Boyle T. POPGENE VERSION 1.21 // 1997.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!