Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Рецепция этилена и роль мономерных G-белков в передаче этиленового сигнала

Диссертация: Рецепция этилена и роль мономерных G-белков в передаче этиленового сигнала
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Рис. 77. Схема пути передачи этиленового сигнала у высших растений, включающая мономерные G-белки и этилен-активируемый МАП-киназный модуль. Указан пункт предполагаемого взаимодействия путей передачи этиленового и цитокининового сигналов. ститутивные активности как МАП-киназы, так и мономерных G-белков очень низки, может свидетельствовать в пользу того, что-либо рецептор репрессирует обе эти… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • I. ВВЕДЕНИЕ
  • II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • II. 1. Биохимические исследования этилен-связывающих сайтов в высших растениях
    • 11. 2. Рецепторы этилена из Arabidopsis thaliana
    • 11. 3. CTR1 — Raf-подобнэя протеинкиназа
    • 11. 4. Рецепторы этилена в растениях томатов
    • 11. 5. ГТФ-связывающие белки: структура, свойства, регуляция, функции
      • 11. 5. 1. Гетеротримерные G-белки
      • 11. 5. 2. Биохимические доказательства присутствия гетеротримерных
  • G-белков в клетках растений
  • II. 5.2.1. Использование аналогов ГТФ
  • И.5.2.2. Влияние холерного (СТХ) и коклюшного (РТХ) токсинов на связывание ГТФ
  • II. 5.2.3. Иммунологические доказательства наличия гетеротримерных G-белков в клетках растений
  • И.5.2.4. Физиологические и биохимические исследования возможного участия гетеротримерных G-белков в сигнальной трансдукции у растений
    • 11. 5. 3. Молекулярно-биологический анализ генов гетеротримерных
  • G-белков растений
    • 11. 5. 4. Мономерные ГТФ-связывающие белки
  • II. 5.4.1. Общие свойства мономерных G-белков
    • 11. 5. 4. 1. 1. Структура мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 1. 2. Регуляция активности мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 1. 3. Локализация мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 1. 4. Эффекторы мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 1. 5. Каскады мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 1. 6. Взаимодействие (cross-talk) мономерных Gбелков
  • II. 5.4.2. Мономерные G-белки растений
    • 11. 5. 4. 2. 1. Rop семейство мономерных G-белков
      • 11. 5. 4. 2. 2. Rab семейство мономерных G-белков

Рецепция этилена и роль мономерных G-белков в передаче этиленового сигнала (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Все аспекты функционирования клеток любого многоклеточного организма, в том числе и растительного, зависят от того, насколько эффективно и адекватно клетки реагируют на изменения внешней и внутренней среды. Одним из важней ших факторов, обеспечивающих и координирующих физиологические функции растений, являются фитогормоны. Наиболее актуальным и интенсивно развивающимся направлением современной фитогормонологии является исследование процессов восприятия, усиления, передачи и преобразования гормональных сигналов. Цегггральное положение в ряду этих проблем занимают процессы специфического узнавания гормона его рецепторами, в результате чего инициируется цепь биохимических реакций необходимых для осуществления конечного эффекта гормона на клетку, включая и процессы передачи гормонального сигнала к месту его реализации. Фитогормон этилен является глобальным регулятором физиологических изменений, происходящих в растениях как при нормальных, так и стрессовых условиях (Abeles et al, 1992). Так, под контролем этилена находятся такие процессы как прорастание семян, созревание климактерических плодов, растяжение клеток, ответы на патогены, образование корневых волосков, старение и опадение листьев и цветов. Этилен и ингибиторы его действия в отличие от остальных фитогормонов широко применяются в сельском хозяйстве и пищевой индустрии. Это кроме академического интереса является причиной того, что на протяжении многих лет исследования механизма действия этого фитогормона были и остаются одной из центральных задач биологии растений. Однако следует отметить, что исследования рецепторов этилена и наиболее ранних событий, происходящих на пост-рецепторном уровне, начались несколько позднее, чем для других фитогормонов. Это связано с тем, что этилен является уникальным фитогор моном, поскольку он является единственным газообразным гормоном растений. Кроме того, уникальность этилена выражается и в том, что это единственный фитогормон, который наряду с биотическим имеет и абиотическое 8 лению у растений конститутивного этиленового фенотипа, который наблюдается как у этиолированных проростков, так и у взрослых растений дикого типа, выращенных в присутствии этилена (Kieber, 1997а, Ь). На основании этих данных было постулировано, что в передачу этиленового сигнала вовлечен МАП-киназный модуль (каскад). В клетках животных и дрожжей МАП-киназные модули (каскады) являются эффекторами ГТФ-связывающих белков (G-белков) как гетеротримерных, так и мономерных (Gilman, 1987; Hall, 1990; Herskowitz, 1995). В указанных системах Gбелки интенсивно исследуются, поскольку не вызывает сомнений их важная роль в сигнальной трансдукции, а также ввиду того, что G-белки могут быть продуктами онкогенов (Hunter, 1997). Иная ситуация наблюдалась с растительными организмами, и к началу нашей работы информация о возможной роли G-белков в передаче сигналов в высших растениях была весьма незначительна и фрагментарна, не смотря на то, что были обнаружены и охарактеризованы гены, кодирующие растительные G-белки, гомологичные G-белкам животных и дрожжей (Terryn et ai, 1993; Ma, 1994). В работах ряда авторов была продемонстрирована возможная роль гетеротримерных G-белков в передаче ауксинового сигнала (Zaina et al, 1990), при световой регуляции (Romero et al, 1991; Warpeha et al, 1991), грибной инфекции (Legendre et al, 1992; Kawakita and Doke, 1994), a также при связывании фузикокцина с его предполагаемым рецептором (De Boer et al, 1994). Гомология между белком CTR1 и МАПЗ киназой Raf, которая в клетках животных регулируется мономерными G-белками Ras суперсемейства (Daum et al, 1994), позволяла предполагать, что G-белки могут участвовать в передаче этиленового сигнала. Правомерность такого предположения подкреплялась тем, что трехмерная структура акцептирующего (receiver) домена рецептора этилена ETR1 (Schaller et al, 1995) сходна со структурой представителей Ras суперсемейства (Bourne et al, 1991). Однако исследований возможного участрм G-белков в трансдукции этиленового сигнала не проводилось. 11 Перечисленные выше проблемы и определили необходимость проведения настоящей работы, поскольку исследования рецепторов этилена и событий, разворачивающихся на пост-рецепторном уровне, являются ключевыми для установления механизма действия фитогормона и приоритетны для выяснения общих принципов восприятия и передачи сигналов в растительной клетке. 12.

VI. выводы.

Впервые проанализировано связывание этилена in vitro с мембранами этиолированных эпикотилей гороха. Кинетические параметры связывания in vitro соответствуют таковым, полученным при связывании фитогормона in vivo с ин-тактными этиолированными эпикотилями гороха, и отражают закономерности, обнаруженные на других растительных объектах.

Связывание этилена in vitro с мембранами этиолированных проростков гороха зависит от фосфорилирования рецепторов. Фосфорилирование рецепторов может быть механизмом регуляции связывание этилена.

В семядолях фасоли идентифицированы полипептиды с мол. массами 28 и 26 кДа, обладающие этилен-связывающей функцией и иммунологическим сходством с мембранным рецептором этилена ETR1 из Arabidopsis. Впервые показано, что этилен транзиторно и дифференциально регулирует ГТФ-связывающую активность ряда G-белков в листьях Arabidopsis и этиолированных эпикотилях гороха. Совокупность свойств этилен-регулируемых G-белков позволила классифицировать их как мономерные G-белки Ras суперсемейства, часть которых относится к Rab семейству.

Модуляция активности мономерных G-белков рецептор-зависима и этилен-специфична, что доказано с использованием мутантов Arabidopsis и высокоспецифичных ингибиторов действия этилена рецепторного уровня. Этилен дифференциально и транзиторно регулирует экспрессию генов мономерных G-белков Rab семейства.

Взаимодействие этилена и цитокинина у Arabidopsis обнаружено на уровне активности мономерных G-белков и МАП-киназ. Этилен и цитокинин проявляют аддитивный эффект при ингибировании роста этиолированных гипокотилей Arabidopsis, причем угнетающее влияние цитокинина на рост этиолированных гипокотилей Arabidopsis может быть непосредственным следствием действия цитокинина и не опосредоваться этиленом, что показано с использованием рецепторных этилен-нечувствительных мутантов Arabidopsis и ингибиторов действия этилена рецепторного уровня.

Совокупность полученных данных позволяет заключить, что мономерные G-белки вовлечены в передачу этиленового сигнала в качестве промежуточных компонентов, функционирующих между рецепторами этилена и этилен-активируемым МАП-киназным каскадом.

V.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Результаты проведенных исследований являются экспериментальным обоснованием того, что мономерные G-белки вовлечены в трансдукцию этиленового сигнала в качестве компонентов, передающих информацию о воспринятом рецеп-&diamsтором (рецепторами) сигнале, на активируемый этиленом МАП-киназный каскад модуль). Основанием для подобного заключения являются следующие факты.

Первое: скорость и кинетика активации мономерных G-белков. Активация ряда мономерных G-белков в ответ на обработку этиленом эпикотилей гороха (Рис. 57, 61 и 62) происходит быстрее, чем какой-либо зарегистрированный биохимический эффект этилена в интактной ткани, но в тех же временных интервалах, что и некоторые биологические ответы, например, ингибирование роста корней у гороха (Warner and Leopold, 1971). Четырехкратная активация связывания ГТФ с мономерными G-белками у Arabidopsis в первые 10 мин обработки листьев представляется также очень быстрой (Рис. 60 и 63). Причем в обоих случаях быстрота ответа сходна с ситуацией, наблюдаемой в тканях животных (Foschi et al, 1997), и соответствует поведению сигнальных молекул, расположенных вблизи рецептора (сайта восприятия сигнала). В этой связи следует отметить, что изучение связывания этилена in vivo как в горохе, так и в Arabidopsis показало, что рецепторы этилена у этих растений имеют высокие скорости ассоциации (Sanders et al., 1991а, b), свидетельствуя, что трансдукция сигнала может инициироваться очень быстро после связывания лиганда рецептором. Исследования связывания этилена in vivo также показали, что в обоих объектах имеются связывающие компоненты с очень низкими скоростями ассоциации/диссоциации (Sanders et al., 1991а, b), и, кстати сказать, экспрессированный в дрожжах ETR1 имел низкую скорость ассоциации (Schaller and Bleecker, 1995). Эти факты указывают, что рецептор должен существовать в ^ обеих кинетических формах, поскольку в течение нескольких минут экспонирования с этиленом лишь очень малая часть «медленных» сайтов может быть оккупирована лигандом. На наш взгляд, важно, что мономерные G-белки, модулируемые этиленом, ассоциированы с эндомембранами, которые, как показано в этой работе, а также другими авторами, являются местом локализации рецепторов этилена (Evans et al., 1982а, bSchaller and Bleecker, 1995; Schaller et al., 1995; Chen et al., 2002).

Второе: двувершинная кривая активации мономерных G-белков у гороха (Рис. 57) сходна с активацией мономерных G-белков в некоторых клетках живот-&diamsных, подвергающихся продолжительному гормональному воздействию (Foschi et al., 1997). Интересно, что в таких случаях первый пик активации связан с инициацией МАП-киназных каскадов (Meloche et al., 1992; Lenormand et al., 1993; Buday et al., 1995; Marshall, 1995; Foschi et al., 1997; York et al., 1998; Egan et al., 2002).

Третье: быстрая активация транскрипции генов некоторых мономерных G-белков напоминает события, развивающиеся в ответ на ауксин, когда наблюдается как активация МАП-киназы (Mockaitis and Howell, 2000), так и усиление транскрипции ее гена (Mizoguchi et al., 1994).

Четвертое: у этилен-нечувствительного рецепторного мутанта etrl-1 ГТФ-связывающая активность мономерных G-белков, которые активировались в ответ Ш на этилен в диком типе, конститутивно низка (Рис. 58, 63 и 64), поскольку etrl-1 потерял способность отвечать на обработку этиленом из-за мутации в рецепторе этилена. Кроме того, у etrl-1 уровень транскрипции гена Rab8, активируемого этиленом в диком типе, очень низок и не активируется этиленом (Рис. 70). В отличие от etrl-1 у мутанта ctrl-1 уровень транскрипции Rab8 значительно выше, чем в диком типе, но, как и у etrl-1, не изменяется при обработке этиленом (Рис. 70). Следует также подчеркнуть, что сильному этиленовому фенотипу ctrl-1 соответствует высокая конститутивная активность ряда мономерных G-белков, тогда как у etrl-1 отсутствие чувствительности к этилену сочетается с низким конститутивным уровнем активности этих белков. Все эти данные свидетельствуют в пользу вовлечения мономерных G-белков в передачу этиленового сигнала.

Пятое: тот факт, что не все мономерные G-белки, активируемые этиленом в диком типе, обнаруживаются в активированном состоянии в ctrl-1, позволяет выдвинуть гипотезу, что вовсе не обязательно, что все компоненты, относимые к пути передачи этиленового сигнала, принадлежат одному пути, который оперирует через CTR1. Это соображение согласуется с тем, что рецессивный мутант Arabidopsis по четырем из пяти рецепторов этилена имеет экстремальный этиленовый фенотип (Hua and Meyerowitz, 1998).

Шестое: на регуляторную роль мономериых G-белков в грасдукции этиленового сигнала указывает антагонизм между этиленом и цитокинином в модуляции акт ивности мономерных G-белков в листьях Arabidopsis, что соответствует антагонизму этой пары фитогормонов при старении листьев Arabidopsis и указывает на вероятность взаимодействия путей передачи сигналов этилена и цитокинина на уровне близком к их рецепторам.

Анализ взаимоотношений между активацией мономерных G-белков и МАП-киназы в ответ на этилен дает основания думать, что они функционируют в одном пути. Об этом свидетельствует, в частности, характер зависимости изменения обеих активностей от времени обработки ткани этиленом (Рис. 75). Сходства, на наш.

Рис. 75. Зависимость ГТФ-связывающей и (•) и МАП-киназной активностей (•) этиолированных эпикотилей гороха от времени обработки проростков этиленом (1 мкл/л). Точки на графиках получены сканированием радиоавтографов аффинномеченых мономерных G-белков и фосфорилиро-ванного основного белка миелина при определении МАП-киназной активности in vitro. взгляд, очевидны, и, скорее всего, это может служить доказательством функционирования мономерных G-белков и этилен-активируемой МАП-киназы в одном сигнальном пути.

О 20 40 60 80 100 120.

Продолжительность обработки, мин.

У животных мономерные G-белки Ras семейства рассматриваются в качестве наиболее важных компонентов в осуществлении контроля МАП-киназных каскадов. Однако Ras семейство мономерных G-белков не обнаружено у Arabidopsis (The Arabidopsis Genome Initiative, 2000). Более того, в дрожжевой двугибридной системе показано прямое взаимодействие CTR1 и ETR1 (Clark et al., 1998), а также в последовательности CTR1 не обнаружено Ras-связывающего домена (Kieber et al., 1993). То есть, маловероятно, что Ras белки располагаются между рецептором и CTR1. Это позволило Li с соавт. (2001) предположить, что у растений роль Ras выполняют мономерные G-белки Rop (Rho семейство). Но следует помнить, что у животных Rho и Rab белки координируют процессы развития (Imamura et al., 1998), а белок Rab8ip, взаимодействующий с Rab8, является Сер/Тре протеинкина-зой (Takai et al, 2001). Подобно Rab8 эта киназа локализована в АГ, где она регулирует везикулярный транспорт к ПМ в ответ на Rab8. Rab8ip гомологична р21-активируемым протеинкиназам (РАК) животных и Ste20 (МАП4 киназа) дрожжей S. cerevisiae, активность которых стимулируется при связывании с Rac/Cdc42, находящимися в ГТФ-связанной активной конформации (Manser et al., 1994; Leberer et al, 1997).Bce PAK/Ste20, идентифицированные к настоящему времени, содержат CRIB мотив, ответственный за взаимодействие с Rac/Cdc42. Напомним, что у Arabidopsis обнаружены белки (11), содержащие CRIB мотив и взаимодействующие с ГТФ-связанной формой Ropl (Wu et al., 2001), являясь, таким образом, возможным эффектором мономерных G-белков растений. Это исключительно важный факт, поскольку он указывает, что у растений при отсутствии Ras белков мономерные G-белки других семейств могут работать как канонические Ras, которые в некоторых типах клеток в активированном состоянии непосредственно активируют МАП-киназы (Bagrodia et al, 1995; Zhang et al, 1995; Brown et al, 1996). Ситуация становится еще более сложной, если учесть, что РАК активирует МАП-киназу ERK (Lu et al, 1997), активность которой повышается в ответ на обработку этиленом (Novikova et al., 2000; Ouaked et al, 2003). Следует подчеркнуть, что активация.

МАП-киназы ERK протеинкиназой РАК является результатом фосфорилирования МАПЗ киназы Rafl (Morrison and Cutler, 1997).

Обнаруженный в нашей работе факт, что несколько мономерных G-белков имеют отношение к пути передачи этиленового сигнала, вносит дополнительный уровень сложности, поскольку потенциально модуляция активности каждого белка может приводить к появлению многих ответов. Следовательно, при помощи мономерных G-белков можно достичь тончайшей регуляции различных ответов на этилен. Однако такой уровень сложности делает задачу идентификации компонентов, вовлеченных в индивидуальный путь при этиленовом сигналинге чрезвычайно трудной, а также существенно осложняет изучение взаимодействий G-белков между собой и другими взаимодействующими путями. Если принять во внимание, что сами мономерные G-белки образуют каскады (Van Aelst and D’Souza-Schorey, 1997; Campbell et al, 1998; Bishop and Hall, 2000), то это может объяснять наличие множества белков, ГТФ-связывающая активность которых регулируется этиленом. Ш.

Тогда возникает вопрос, могут ли мономерные G-белки и МАП-киназа, активность которых регулируется этиленом, функционировать в пути передачи этиленового сигнала, постулированном на основании генетического анализа мутантов Arabidopsis (Рис. 76). Согласно этим представлениям, в отсутствие этилена рецепторы физически связаны с CTR1, что ведет к активации этой протеинкиназы и, следовательно, всего предполагаемого МАП-киназного каскада. Вследствие работы этого каскада репрессируется активность EIN2 и нижележащих факторов транскрипции, и не происходит экспрессии генов ответа на этилен. При связывании этилена с рецепторами нарушается их связь с CTR1, что ведет к инактивации CTR1 и всего МАП-киназного каскада. Снимается репрессирующий блок с EIN2, происходит активация этилен-зависимых факторов транскрипции и экспрессия этилен-регулируемых генов. Этот путь в литературе получил название «линейного пути» передачи этиленового сигнала. Следует отметить, что с линейным путем согласуются представления о рецепторах этилена и CTR1 как негативных регуляторах, поскольку для того чтобы линейный путь функционировал, приводя к ответу на.

Ethylene Receptors.

MAPKKK.

MAPKK? МАРК?

Nramp Metal Transporter.

EIN3/EIL Transcription Factors.

ERF Transcription Factors.

Nucleus.

Ethylene Responses.

Рис. 76. Схема линейного пути трансдукции этиленового сигнала в растениях Arabidopsis, основанная на молекулярно-генетическом анализе мутантов с измененной чувствительностью к этилену (Hirayama et al., 1999; Schaller and Kieber, 2002; Larsen and Cancel, 2003). этилен, необходимо, чтобы активность CTR1 была выключена или снижена. Однако результаты, полученные в настоящей работе, а также данные других авторов (Voesenek et al., 1997; Vriezen et al., 1997; Lashbrook et al., 1998; Sato-Nara et al., 1999; Novikova et al., 2000; Tieman et al., 2000) нельзя объяснить с точки зрения линейного пути передачи этиленового сигнала.

Обсуждение трансдукции этиленового сигнала через мономерные G-белки и этилен-акгивируемый МАП-киназный каскад приводит и к некоторым вопросам. Прежде всего, почему не обнаружены до сих пор мутанты по мономерным G-белкам и МАП-киназам? На наш взгляд, наиболее вероятной причиной этого может быть их функциональная избыточность, что является характерной чертой сигнальных систем клеток животных (Reuther and Der, 2000), а в настоящее время не вызывает сомнений, что сказанное в полной мере относится и к некоторым компонентам пути передачи этиленового сигнала у Arabidopsis (Hua and Meyerowitz, 1998) и томатов (Tieman et al, 2000). Заметим, что гены двух мономерных G-белков АгаЗ и Rab8, транскрипция которых увеличивается при обработке этиленом (Рис. 69), кодируют белки, имеющие 93% гомологии. И если бы не функциональная избыточность, тогда можно было бы ожидать наличие мутантов как по мономерным G-белкам, так и по МАП2 киназе и МАП-киназе, участвующим в передаче этиленового сигнала. Но пока таких мутантов не обнаружено, хотя отметим, что CTR1 и две наиболее близкие к ней Сер/Тре протеинкиназы имеют только 60% гомологии с Raf киназами животных.

Таким образом, на основании наших данных мы приходим к выводу, что кроме CTR1-зависимого пути передачи этиленового сигнала в растениях существует и иной путь передачи этиленового сигнала (Рис. 77). Этот путь инициируется теми же рецепторами, что и линейный путь, но в отличие от CTR1-зависимого пути, предлагаемый нами путь включает модулируемые этиленом мономерные G-белки и этилен-активируемый МАП-киназный каскад. Он не работает в отсутствие этилена, но активируется при связывании этилена с рецепторами, когда происходит инактивация CTR1-зависимого пути.

Но возникает вопрос, функционирует ли путь передачи этиленового сигнала, предлагаемый нами, полностью независимо от линейного пути или его контроль осуществляется через CTR1. На основании имеющихся данных нельзя исключить, что могут реализоваться обе возможности. Тот факт, что в etrl-1, где рецептор «заперт» в активированном состоянии, и CTR1, следовательно, также активна, кон.

— ЭТИЛЕН 1.

EIN2.

EIN3 ЭТИЛЕН.

ЦИТОКИНИН вшш м G-белки.

МЛЕЕК.

EIN2 *.

EIN3.

Эй этиления ируемых.

Экспрессия этилен-регул ируемых генов.

Рис. 77. Схема пути передачи этиленового сигнала у высших растений, включающая мономерные G-белки и этилен-активируемый МАП-киназный модуль. Указан пункт предполагаемого взаимодействия путей передачи этиленового и цитокининового сигналов. ститутивные активности как МАП-киназы, так и мономерных G-белков очень низки, может свидетельствовать в пользу того, что-либо рецептор репрессирует обе эти активности напрямую, либо CTR1 делает это каким-то иным способом. Например, МАП-киназы могут инактивировагь мономерные G-белки путем фосфорили-рования факторов ГДФ/ГТФ обмена, что приводит к снижению активности последних (Klarlund et al., 1995; Langlois et al., 1995; Porfiri and McCormik, 1996). Kaким бы ни оказался ответ на этот вопрос, очевидно, что CTR1 играет ключевую роль в возможном взаимодействии этих двух путей передачи этиленового сигнала, поскольку мутация ctrl приводит к появлению высокой степени фосфорилирования мембранных белков (Smith et al., 1999) и высокой МАП-киназной активности (Novikova et al., 2000), а также конститутивной активации как мономерных G-белков, так и транскрипции их генов. Дальнейшие исследования по идентификации индивидуальных мономерных G-белков и МАП-киназ, активность которых модулируется этиленом, позволят выяснить их роль в трансдукции этиленового сигнала и установить пункты взаимодействия предложенного в данной работе пути передачи этиленового сигнала с линейным путем.

Показать весь текст

Список литературы

  1. О.Н., Кузнецов В. В. (2002) Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов. Физиология растений, 49, 626−640.
  2. Г. В. (2002) Передача этиленового сигнала в высших растениях: роль фосфорилирования белков и МАП-киназ. Дисс. на соискание уч. ст. докт. биол. наук, Москва.
  3. Е.Г., Селиванкина С. Ю., Овчаров А. К. (1982) Участие цитокинин-связывающих белков из листьев ячменя в активации цитокинином синтеза РНК в изолированных ядрах и хлоропластах. Физиология растений, 29, 524 531.
  4. Е.Г., Селиванкина С. Ю., Овчаров А. К., Кулаева О. Н. (1980) Активация цитокинин-рецепторным комплексом из листьев ячменя синтеза РНК in vitro. Докл. АН СССР, 225, 1009−1011.
  5. С.Ю., Романко Е. Г., Куроедов В. А., Каравайко Н. Н., Кулаева О. Н. (1982) Активация цитокинин-рецепторным комплексом РНК-полимеразы из листьев ячменя. Докл. АН СССР, 267, 510−512.
  6. Abe Н., Yamaguchi-Shinozaki К., Urao Т., Iwasaki Т., Hosokawa D. and Shinozaki К. (1997) Role of Arabidopsis MYC and MYB homologs in drought- and abscisic acid-regulated gene expression. Plant Cell, 9, 1859−1868.
  7. F.B. (1984) A comparative study of ethylene oxidation in Vicia faba and Mycobacterium parqffinicum. J. Plant Growth Regul, 3, 85−95.
  8. Abeles F., Morgan P. and Saltveit M. (1992) Ethylene in Plant Biology. San Diego, California: Academic Press.
  9. Alonso J.M., Hirayama Т., Roman G., Nourizadeh S. and Ecker J.R. (1999) EIN2, a bifiinctional transducer of ethylene and stress responses in Arabidopsis. Science, 284,2148−2152.
  10. Ando S., Takumi S., Ueda Y., Ueda Т., Mori N. and Nakamura C. (2000) Nicotiana tabacum cDNAs encoding a and p subunits of a heterotrimeric GTP-binding protein isolated from hairy root tissues. Genes Genet. Syst., 75, 211−221.
  11. Antonny В., Beraud-Dufour S., Chardin P. and Chabre M. (1997) N-terminal hydro-^ phobic residues of the G-protein ADP-ribosylation factor-1 insert into membranephospholipids upon GDP to GTP exchange. Biochemistry, 36, 4675−4684.
  12. Aravind L. and Ponting C.P. (1997) The GAF domain: an evolutionary link between diverse phototransducing proteins. Trends Biochem. Sci., 22, 458−459.
  13. Arber S., Barbayannis F.A., Hanser H., Schneider C., Stanyon C.A., Bernard O. and Caroni P. (1998) Regulation of actin dynamics through phosphorylation ofщ) cofilin by LIM-kinase. Nature, 393, 805−809.
  14. Armstromg F. and Blatt M. (1995) Evidence for K+ channel control in Vicia guard cells coupled by G-proteins to a 7TMS receptor mimetic. Plant J., 8, 187−198.
  15. Arsene F., Kaminski P.A. and Elmerich C. (1996) Modulation of NifA activity by PII in Azospirillum brasilence: evidence for a regulatory role of the NifA N-terminal domain. J. BacterioL, 178, 4830−4838.
  16. S.M. (2002) Heterotrimeric and unconventional GTP binding proteins in plant cell signaling. Plant Cell, 14, S355-S373.
  17. Bagrodia S. and Cerione R.A. (1999) РАК to the future. Trends Cell Biol., 9, 350−355.
  18. Bagrodia S., Derijard В., Davis R.J. and Cerione R.A. (1995) Cdc42- and PAK-mediated signaling leads to Jun kinase and p38 mitogen-activated protein kinase * activation. J. Biol. Chem., 270, 27 995−27 998.
  19. J.R. (1999) Proteins of the ADF/cofilin family: essential regulators of actin dynamics.Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 15, 185−230.
  20. Barbier-Brygoo H. (1995) Tracking auxin receptors using functional approaches. Crit. Rev. Plant Sci., 14, 1−25.
  21. Barlow P.W. and Baluska F. (2000) Cytoskeletal perspectives on root growth and morphogenesis. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 51, 289−322.
  22. Barritt G.J. and Gregory R.B. (1997) An evaluation of strategies available for the identificationof GTP-binding proteins required in intracellular signaling pathways. Cell. Signal., 9,207−218.
  23. Bar-Sagi D. and Hall A. (2000) Ras and Rho GTPases: a family reunion. Cell, 103, 227 238.
  24. Batoko H., Zheng H.Q., Hawes C. and Moore I. (2000) A Rabl GTPase is required for transport between the endoplasmic reticulum and Golgi apparatus and for normal Golgi movement in plants. Plant Cell, 12, 2201−2217.
  25. Batt S. and Venis M.A. (1976) Separation and localization of two classes of auxin binding sites in corn coleoptile membranes. Planta, 130, 15−21.Ш
  26. B. (2002) Winging it: actin on the fly. Dev. Cell, 2, 125−126.
  27. Baxter-Burrell A., Yang Z.B., Springer P. S. and Bailey-Serres J. (2002) RopGAP4-dependent Rop GTPase rheostat control of Arabidopsis oxygen deprivation tolerance. Science, 296, 2026−2028.
  28. Beaudoin N., Serizet C., Gosti F. and Giraudat J. (2000) Interactions between abscisic acid and ethylene signaling cascades. Plant Cell, 12, 1103−1115.
  29. Bednarek S.Y., Reynolds T.L., Schroeder M., Grabowski R., Hengst L., Gallwitz D. and Raikhel N.V. (1994) A small GTP-binding protein from Arabidopsis thaliana functionally complements the yeast Ypt6 null mutant. Plant Physiol., 104, 591 596.
  30. BefTa R., Szell M., Meuwly P., Pay A., Voegeli-Lange R., Metraux J., Neuhaus G., mm
  31. Meins F. Jr. and Nagy F. (1995) Cholera toxin elevates pathogen resistance and induces pathogenesis-related gene expression in tobacco. EMBO J., 14, 57 535 761.
  32. Beggs M.J. and Sisler E.C. (1986) Binding of ethylene analog and cyclic olefins to a Triton X-100 extract from plants: comparison with in vivo activities. Plant Growth Regul., 4, 13−21.
  33. Bender A. and Pringle J.R. (1989) Multicopy suppression of the cdc24 budding defect in yeast by CDC42 and three newly identified genes including the ras-related gene RSR1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86, 9976−9980.
  34. Bengochea Т., Dodds J.H., Evans D.E., Jerie P.H., Niepel В., Shari A.R. and Hall M.A. (1980b) Studies on ethylene binding by cell-free preparations from cotyledons of Phaseolus vulgaris L.: separation and characterization. Planta, 148, 397 406.
  35. Beraud-Dufour S., Paris S., Chabre M. and Antonny B. (1999) Dual interaction of ADP ribosylation factor 1 with Sec7 domain and with lipid membranes during catalysis of guanine nucleotide exchange. J. Biol. Chem., 274, 37 629−37 636.
  36. Berstein G., Blank J.L., Jhon D.-Y., Exton J.H., Rhee S.G. and Ross E.M. (1992) Phospholipase Cpi is a GTPase-activating protein for Gqm, its physiological regulator. Cell, 70,411−418.
  37. E.M. (1977) 14C2H4, its incorporation and oxidation to 14C02 by cut carnations. Plant Physiol., 60, 203−206.
  38. Beyer E.M. and Sundin O. (1978) 14C2H4 metabolism in morning glory flowers. Plant Physiol., 61, 896−899.
  39. Bibikova T.N., Blancaflor E.B. and Gilroy S. (1999) Microtubules regulate tip growth and orientation in root hairs of Arabidopsis thaliana. Plant J., 17, 657−665.
  40. Birnbaumer L. and Birnbaumer M. (1995) Signal transduction by G proteins: 1994 edition. J. Recept. Signal Transdnct. Res., 15, 213−252.
  41. BischofT F., Molendijk A., Rajendrakumar C.S. and Palme K. (1999) GTP-binding proteins in plants. Cell. Mol. Life ScL, 55, 233−256.
  42. BischofT F., Vahlkamp L., Molendijk A. and Palme K. (2000) Localization of AtROP4 and AtROP6 and interaction with the guanine nucleotide dissociation inhibitor AtRhoGDIl from Arabidopsis. Plant Mol. Biol., 42, 515−530.
  43. Bishop A.L. and Hall A. (2000) Rho GTPases and their effector proteins. Biochem J., 348, 241−255.
  44. Blankenship S.M. and Sisler E.C. (1989) Ethylene binding changes in apple and morning glory during ripening and senescence. J Plant Growth Regul., 8, 37−44.
  45. Bleecker A.B., Estelle M.A., Somerville C. and Kende H. (1988) Insensitivity to ethylene conferred by a dominant mutation in Arabidopsis thaliana. Science, 241, 1086−1089.
  46. Blum W., Hisch K.-D., Schultz G. and Weiler E.W. (1988) Identification of GTP-binding proteins in the plasma membrane of higher plants. Biochem Biophys. Res. Commun., 156, 954−959.
  47. M. (1998) Sex and crime: heterotrimeric G proteins in fungal mating and pathogenesis. Fungal Genet. Biol., 25, 143−156.
  48. Boevink P., Martin В., Oparka K., Cruz S.S. and Hawes C. (1999) Transport of virally expressed green fluorescent protein through the secretory pathway in tobacco leaves is inhibited by cold shock and brefeldin A. Planta, 208, 392−400.
  49. Boevink P., Oparka K., Cruz S.S., Martin В., Betteridge A. and Hawes C. (1998) Stacks on tracks: the plant Golgi apparatus traffics on an actin/ER network. Plant J., 15,441−447.
  50. Bogdanove A.J. and Martin G.B. (2000) AvrPto-dependent Pto-interacting proteins and 0 AvrPto-interacting proteins in tomato. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 97, 8836−8840.
  51. Boguski M.S. and McCormick F. (1993) Proteins regulating Ras and its relatives. Nature, 366, 643−654.
  52. Boguski M.S., Lowe T.M.J. and Tolstoshev C.M. (1993) DBEST database for expressed sequence tags. Nat. Genet., 4, 332−333.
  53. G.M. (1995) Regulation of the phagocyte respiratory burst by small GTP-binding proteins. Trends Cell Biol., 5, 109−113.
  54. Bolte S., Schiene K. and Dietz K.J. (2000) Characterization of a small GTP-binding protein of the rab 5 family in Mesembryanthemum crystallinum with increased level of expression during early salt stress. Plant Mol. Biol., 42, 923−936.Ш
  55. Borg S., Podenphant L., Jensen T.J. and Poulsen C. (1999) Plant cell growth and differentiation may involve GAP regulation of Rac activity. FEBS Lett., 453, 341 345.
  56. Bos J. (2000) Ras. In. GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, pp. 6788.
  57. Bourne H.R., Sanders D.A. and McCormick F. (1990) The GTPase superfamily: a conserved switch for diverse cell functions. Nature, 348, 125−132.
  58. Bourne H.R., Sanders D.A. and McCormik F. (1991) The GTPase superfamily: conserved structure and molecular mechanism. Nature, 349, 117−127.
  59. Bowler C., Neuhaus G., Yamagata H. and Chua N.-H. (1994a) Cyclic GMP and calcium mediated phytochrome phototransduction. Cell, 77, 73−81.
  60. Bowler С., Yamagata H., Neuhaus G. and Chua N.-H. (1994b) Phytochrome signal-transduction pathways are regulated by reciprocal control mechanisms. Genes Dev., 8, 2188−2202.
  61. M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72, 248−254.
  62. Brown A.M. and Birnbaumer L. (1990) Ionic channels and their regulation by G protein subunits. Annu. Rev. Physiol., 52, 197−213.
  63. Brown J.L., Stowers L., Baer M., Trejo J., Coughlin S. and Chant J. (1996) Human Ste20 homologue hPAKl links GTPases to the JNK MAP kinase pathway. Curr. Biol., 6, 598−605.
  64. Bucci C., Parton R.G., Mather I.H., Stunnenberg H., Simons K., Hoflack B. and Zerial M. (1992) The small GTPase Rab5 functions as a regulatory factor in the early endocytic pathway. Cell, 70, 715−728.W
  65. Buday L. and Downward J. (1993) Epidermal growth factor regulates p21ras through the formation of a complex of receptor, Grb2 adapter protein, and Sos nucleotide exchange factor. Cell, 73, 611−620.
  66. Buday L., Warne P.H. and Downward J. (1995) Down-regulation of the Ras activation pathway by MAP kinase phosphorylation of Sos. Oncogene, 11, 1327−1331.
  67. Burbelo P.D., Drechsel D. and Hall A. (1995) A conserved binding motif defines numerous candidate target proteins for both Cdc42 and Rac GTPases. J. Biol. Chem., 270, 29 071−29 074.
  68. Burbelo P.D., Snow D.M., Bahou W. and Spiegel S. (1999) MSE55, a Cdc42 effector protein, induces long cellular extensions in fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 9083−9088.
  69. Cabib E., Drgonova J. and Drgon T. (1998) Role of small G proteins in yeast cell polarization and wall biosynthesis. Annu. Rev. Biochem., 67, 307−333.
  70. Campbell S.L., Khosravi-Far R., Rossman K.L., Clark G.J. and Der C.J. (1998) Increasing complexity of Ras signaling. Oncogene, 17, 1395−1413.
  71. Capper E.A. and Marshall L.A. (2001) Mammalian phospholipases A2: mediators of inflammation, proliferation, and apoptosis. Prog. Lipid Res., 40, 167−197.
  72. Carty D.J. and Iyengar R. (1994) Guanosine 5'-o-(y-thio)triphosphate binding assay for solubilized G proteins. Method. Enzymol., 237, 38−44.
  73. Carty D.J., Padrell E., Codina J., Birnbaumer L., Hildebrandt J.D. and Iyengar R.J. (1990) Distinct guanine nucleotide binding and release properties of the three G, proteins. J. Biol. Chem., 265, 6268−6273.
  74. P.J. (1994) Lipid modification of G proteibs. Curr. Opin. Cell. Biol., 6, 219−225.
  75. Casey P.J. and Seabra M.C. (1996) Protein prenyltransferases. J. Biol. Chem., 271, 5289−5292.
  76. Cavalli V., Corti M. and Gruenberg J. (2001) Endocytosis and signaling cascades: a close encounter. FEBS Lett., 498, 190−196.
  77. Celis J.E. and Gromov P. (1999) 2D protein electrophoresis: can it be perfected? Curr. Opin. Biotech, 10, 16−21.
  78. Cerione R.A. and Zheng Y. (1996) The Dbl family of oncogenes. Curr. Opin. Cell Biol., 8, 216−222.
  79. Chan A.M.-L., Fleming T.P., McGovern E.S., Chedid M., Miki T. and Aaronson S.A. (1993) Expression cDNA cloning of a transforming gene encoding the wild-type Gai2 gene product. Mol. Cell. Biol., 13, 762−768.
  80. Chang C. and Meyerowitz E.M. (1995) The ethylene hormone response in Arabidopsis: a eukaryotic two-component signaling system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 4129−4133.
  81. Chang C. and Shockey J.A. (1999) The ethylene-response pathway: signal perception to gene regulation. Curr. Opin. Plant Biol., 2, 352−358.
  82. Chang С., Kwok S.F., Bleecker A.B. and Meyerowitz E.M. (1993) Arabidopsis ethyl-ene-response gene ETR1 similarity of product to two-component regulators. Science, 262, 539−545.
  83. Chao Q., Rothenberg M., Solano R., Roman G., Terzaghi W. and Ecker J. (1997) Activation of the ethylene gas response pathway in Arabidopsis by the nuclear protein ETHYLENE-INSENSITIVE3 and related proteins. Cell, 89, 1133−1144.
  84. Chavrier P., Gorvel J.P., Stelzer E., Simons K., Gruenberg J. and Zerial M. (1991) Hypervariable C-terminal domain of Rab proteins acts as a targeting signal. Nature, 353, 769−772.
  85. Chen C.Y.H., Cheung A.Y. and Wu H.M. (2003) Actin-depolymerizing factor medi-* ates Rac/Rop GTPase-regulated pollen tube growth. Plant Cell, 15, 237−249.
  86. Chen Q.G. and Bleecker A.B. (1995) Analysis of ethylene signal-transduction kinetics associated with seedling-growth responses and chitinase induction in wild-type and mutant Arabidopsis. Plant Physiol., 108, 597−607.
  87. Chen Y.-F., Rand left M.D., Findell J.L. and Schaller G.E. (2002) Localization of the ethylene receptor ETR1 to the endoplasmic reticulum of Arabidopsis. J. Biol. С he т., 277, 19 861−19 866.
  88. Cheung A.Y., Chen C.Y.H., Tao L.Z., Andreyeva Т., Twell D. and Wu H.M. (2003) Regulation of pollen tube growth by Rac-like GTPases. J. Exp. Bot., 54, 73−81.
  89. Chong L.D., Traynor-Kaplan A., Bokoch G.M. and Schwartz M.A. (1994) The small GTP-binding protein Rho regulates a phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in mammalian cells. Cell, 79, 507−513.
  90. Choy E., Chiu V.K., Silletti J., Feoktistov M., Morimoto Т., Michaelson D., Ivanov I.E. and Philips M.R. (1999) Endomembrane trafficking of Ras: the CAAX motif targets proteins to the ER and Golgi. Cell, 98, 69−80.
  91. Ciardi J. A., Tieman D.M., Jones J.B. and Klee H. J. (2001) Reduced expression of the tomato ethylene receptor gene LeETR4 enhances the hypersensitive response to1.
  92. Xanthomonas campestris pv. vesicatoria. Mol Plant-Microbe Interactions, 14, 487−495.
  93. Ciardi J.A., Tieman D.M., Lund S.T., Jones J.B., Stall R.E. and Klee H. (2000) Response to Xanthomonas campestris pv. vesicatoria in tomato involves regulation of ethylene receptors gene expression. Plant Physiol, 123, 81−92.
  94. D.E. (1995) Calcium signaling. Cell, 80, 259−268.
  95. D.E. (1996) The G-protein nanomachine. Nature, 379, 297−299.
  96. Clapham D.E. and Neer E.J. (1993) New roles for G protein (3y dimers in transmembrane signaling. Nature, 365, 403−406.
  97. Clark G.B., Memon A.R., Tong C.-G., Thompson G.A. and Roux S.J. (1993) Phyto-chrome regulates GTP binding in the envelope of pea nuclei. Plant J., 4, 399−402.
  98. Clark K.L., Larsen P.B., Wang X. and Chang C. (1998) Association of the Arabidopsis CTR1 Raf-like kinase with the ETR1 and ERS ethylene receptors. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 95, 5401−5406.
  99. Clark S.E., Running M.P. and Meyerowitz E.M. (1993) CLAVATA1, a regulator of meristem and flower development in Arabidopsis. Development, 119, 397−418.
  100. Clark S.E., Williams R.W. and Meyerowitz E.M. (1997) The CLAVATA1 gene encodes a putative receptor kinase that controls shoot and floral meristem size in Arabidopsis. Cell, 89, 575−585.
  101. Clarkson J., Finan P.M., Ricart C.A., White I.R. and Millner P.A. (1991) Specific immunodetection of G-proteins in plant cell membranes. Biochem. Soc. Trans., 19, 239S.
  102. Codina J. and Birnbaumer L. (1991) Requirement for intramolecular domain interaction in activation of G protein a subunit by aluminum fluoride and GDP but not by GTPyS. J. Biol. Chem., 269, 29 339−29 342.
  103. Collins C.C. and Johnson D.I. (1997) An Arabidopsis thaliana expressed sequence tag cDNA that encodes a Rac-like protein (Accession No. U88402) (PGR 97−060). Plant Physiol., 113, 1463−1465.Ш
  104. Conklin B.R. and Bourne H.R. (1993) Structural elements of Ga subunits that interact with GPy, receptors and effectors. Cell, 73, 631−641.
  105. Connern C.P., Smith A.R., Turner R. and Hall M.A. (1989) Putative ethylene binding protein from abscission zones of Phaseolus vulgaris. In: Cell Separation in Plants, Osborne D.J. and Jackson M.B. (eds.), Berlin: Springer-Verlag, pp. 351−356.
  106. Cook L.A., Schey K.L., Cleator J.H., Wilcox M.D., Dingus J. and Hildebrandt J.D. (2001) Identification of a region in G protein у subunits conserved across species but hypervariable among subunit isoforms. Protein Sci., 10, 2548−2555.
  107. Couchy I., Minic Z., Laporte J., Brown S. and Satiat-Jeunemaitre B. (1998) Immunodetection of Rho-like plant proteins with Racl and Cdc42Hs antibodies. J. Exp. Bot., 49, 1647−1659.
  108. Crofts A.J., Leborgne-Castel N., Hillmer S., Robinson D.G., Phillipson В., Carlsson L.E., Ashford D.A. and Denecke J. (1999) Saturation of the endoplasmic reticulum retention machinery reveals anterograde bulk flow. Plant Cell, 11, 2233−2247.
  109. Dever Т.Е., Glynias M.J. and Merrick W.C. (1987) GTP-binding domain: three consensus sequence elements with distinct spacing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 1814−1818.
  110. Djordjevic S., Goudreau P.N., Xu Q., Stock A.M. and West A.H. (1998) Structural basis for methylesterase CheB regulation by a phosphorylation-activated domain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 1381−1386.
  111. J. (1998) Mechanisms and consequences of activation of protein kinase B/Akt. Curr. Opin. Cell Biol., 10, 262−267.
  112. Drgonova J., Drgon Т., Tanaka K., Kollar R., Chen G.C., Ford R.A., Chan C.S., Takai Y. and Cabib E. (1996) Rholp, a yeast protein at the interface between cell polarization and morphogenesis. Science, 272, 277−279.
  113. Dwyer S.C., Legendre L., Low P. S. and Leto T.L. (1996) Plant and human neutrophil oxidative burst complexes contain immunologically related proteins. Biochem. Biophys. Acta, 1289, 231−237.
  114. Egan J.E., Hall A.B., Yatsula B.A. and Bar-Sagi D. (2002) The bimodal regulation of epidermal growth factor signaling by human Sprouty proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 6041−6046.
  115. Emans N., Zimmermann S. and Fischer R. (2002) Uptake of a fluorescent marker in plant cells is sensitive to brefeldin A and wortmannin. Plant Cell, 14, 71−86.
  116. Evans D.E., Bengochea Т., Cairns A.J., Dodds J.H. and Hall M.A. (1982a) Studies on ethylene binding by cell-free preparations from cotyledons of Phaseolus vulgaris L.: subcellular localisation. Plant CellEnv., 5, 101−107.
  117. Evans D.E., Dodds J.H., Lloyd P.C., ap Gwynn I. and Hall M.A. (1982b) A study on the subcellular localisation of an ethylene binding site in developing cotyledons of Phaseolus vulgaris L. by high resolution autoradiography. Planta, 154, 48−52.
  118. Fairley-Grenot K. and Assmann S.M. (1991) Evidence for G-protein regulation of inward K+ channel current in guard cells of faba beans. Plant Cell, 3, 1037−1044.
  119. Fan W.T., Koch C.A., de Hoog C.L., Fam N.P. and Moran M.F. (1998) The exchange factor Ras-GRF2 activates Ras-dependent and Rac-dependent mitogen-activated protein kinase pathways. Curr. Biol, 8, 935−938.
  120. Feig L.A., Urano T. and Cantor S. (1996) Evidence for a Ras/Ral signaling cascade. Trends Biochem. Sci., 21, 438−441.
  121. Ferro-Novick S. and Jahn R. (1994) Vesicle fusion from yeast to man. Nature, 370, 191−193.
  122. Finkelstein R.R., Gampala S.S.L. and Rock C.D. (2002) Abscisic acid signaling in seeds and seedlings. Plant Cell, 14, S15-S45.
  123. Fisher D.D. and Cyr R.J. (1998) Extending the microtubule/microfibril paradigm: cellulose synthesis is required for normal cortical microtubule alignment in elongating cells. Plant Physiol, 116, 1043−1051.
  124. Fletcher L.C., Brand U., Running M.P., Simon R. and Meyerowitz E.M. (1999) Signaling of cell fate decisions by CLAVATA3 in Arabidopsis shoot meristems. Science, 283, 1911−1914.
  125. Foschi M., Chari S., Dunn M.J. and Sorokin A. (1997) Biphasic activation of $ 21™ by endothelin-1 sequentially activates the ERK cascade and phosphatidylinositol 3-m kinase. EMBO J., 16,6439−6451.
  126. Fox J.E. and Erion J.L. (1975) A cytokinin-binding protein from higher plant ri-bosomes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 64, 694−700.
  127. Fox J.E., Erion J.L. and McChesney D. (1979) A new intermediate in the synthesis of a tritiated cytokinin with high specific activity. Phytochem., 18, 1055−1056.
  128. Franklin-Tong V.E., Drobak B.K., Allan A.C., Watkins P.A.C. and Trewavas A.J.1996) Growth of pollen tubes of Papaver rhoeas is regulated by a slow-moving calcium wave propagated by inositol 1,4,5-trisphosphate. Plant Cell, 8, 13 051 321.
  129. Friml J., Wisniewska J., Benkova E., Mendgen K. and Palme K. (2002) Lateral relocation of auxin efflux regulator PIN3 mediates tropism in Arabidopsis. Nature, 415, 806−809.
  130. Fu Y., Li H. and Yang Z.B. (2002) The Rop2 GTPase controls the formation of cortical fine F-actin and the early phase of directional cell expansion during Arabidopsis organogenesis. Plant Cell, 14, 777−794.
  131. Fu Y., Wu G. and Yang Z.B. (2001) Rop GTPase-dependent dynamics of tip-localized F-actin controls tip growth in pollen tubes. J. Cell Biol., 152, 1019−1032.
  132. Fujisawa Y., Kato Т., Ohki S., Ishikawa A., Kitano H., Sasaki Т., Asahi T. and Iwa-saki Y. (1999) Suppression of the heterotrimeric G protein causes abnormal morphology, including dwarfism, in rice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 7575−7580.
  133. Fukui K., Sasaki Т., Imazumi K., Matsuura Y., Nakanishi H. and Takai Y. (1997) Isolation and characterization of a GTPase activating protein specific for the Rab3 subfamily of small G proteins. J. Biol. Chem., 272, 4655−4658.
  134. Gamble R.L., Coonfield M.L. and Schaller G.E. (1998) Histidine kinase activity of the ETR1 ethylene receptor from Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 78 257 829.
  135. Gan S. and Amasino R.M. (1995) Inhibition of leaf senescence by autoregulated production of cytokinin. Science, 270, 1986−1988.
  136. Garcia-Ranea J.A. and Valencia A. (1998) Distribution and functional diversification of the ras superfamily in Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett., 434, 219−225.
  137. Geldner N., Friml J., Stierhof Y.D., Jurgens G. and Palme K. (2001) Auxin transport inhibitors block PIN1 cycling and vesicle traficking. Nature, 413, 425−428.
  138. Geyer M. and Wittinghofer A. (1997) GEFs, GAPs, GDIs and effectors: taking a closer (3D) look at the regulation of Ras-related GTPbinding proteins. Curr. Opin. Struct. Biol, 7, 786−792.
  139. Ghassemian M., Nambara E., Cutler S., Kawaide H., Kamiya Y. and McCourt P. (2000) Regulation of abscisic acid signaling by the ethylene response pathway in Arabidopsis. Plant Cell, 12, 1117−1126.
  140. A.G. (1987) G-proteins: transducers of receptor-generated signals. Annu. Rev. Biochem., 56, 615−649.
  141. Glick J.L., Meigs Т.Е. and Casey P.J. (2000) G proteins II: Gq, Gn, and Gz. In: GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, pp. 35−66.
  142. Glomset J.A. and Farnsworth C.C. (1994) Role of protein modification reactions in programming interactions between ras-related GTPases and cell membranes. Annu. Rev. Cell Biol, 10, 181−205.
  143. Goldsmith P., Gierschik P., Milligan G., Unson C.G., Vinitsky R., Malech H.L. and Spiegel A.M. (1987) Antibodies directed against synthetic peptides distinguish between GTP-binding proteins in neutrophil and brain. J. Biol Chem., 262, 1 468 314 688.
  144. Goren R. and Sisler E.C. (1984) Ethylene binding: some parameters in excised tobacco leaves. Tobacco Sci., 62, 110−115.
  145. Goren R. and Sisler E.C. (1986) Ethylene-binding characteristics in Phaseolus, Citrus, and Ligustrum plants. Plant Growth Regul, 4, 43−54.
  146. Gotor C., Lam E., Cejudo F.R. and Romero L.C. (1996) Isolation and analysis of the soybean SGA2 gene (cDNA), encoding a new member of the plant G-protein family of signal transducers. Plant Mol. Biol., 32, 1227−1234.
  147. Goud В., Salminen A., Walworth N.C. and Novick P.J. (1988) A GTP-binding protein required for secretion rapidly associates with secretory vesicles and the plasma membrane in yeast. Cell, 53, 753−768.
  148. Grbic V. and Bleecker A.B. (1995) Ethylene regulates the timing of leaf senescence in Arabidopsis. Plant J., 8, 595−602.
  149. G. (2000) Gut thoughts on the Golgi complex. Traffic, 1, 738−745.
  150. Groom Q.J., Torres M.A., Fordham-Skelton A.P., Hammond-Kosack K.E., Robinson N.J. and Jones J.D.G. (1996) rbohA, a rice homologue of the mammalian gp91phox respiratory burst oxidase gene. Plant J., 10, 515−522.
  151. Gupta S.K., Gallego C. and Johnson G.L. (1992) Mitogenic pathways regulated by G protein oncogenes. Mol. Biol. Cell, 3, 123−128.
  152. Guzman P. and Ecker J.R. (1990) Exploiting the triple response of Arabidopsis to identify ethylene-related mutants. Plant Cell, 2, 513−523.
  153. Haizel Т., Merkle Т., Pay A., Fejes E. and Nagy F. (1997) Characterization of proteins that interact with the GTP-bound form of the regulatory GTPase Ran in Arabidopsis. Plant J., 11, 93−103.
  154. A. (1990) The cellular functions of small GTP-binding proteins. Science, 249, 635 640.
  155. A. (1998) Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science, 279, 509−514.
  156. Hall A., Marshall C.J., Spurr N.K. and Weiss R.A. (1983) Identification of transforming gene in two human sarcoma cell lines as a new member of the ras gene family located on chromosome 1. Nature, 303, 396−400.
  157. Hall A.E., Chen Q.G., Findell J.L., Schaller G.E. and Bleecker A.B. (1999) The relationship between ethylene binding and dominant insensitivity conferred by mutant forms of the ETRl ethylene receptor. Plant Physiol., 121, 291−299.
  158. Hall A.E., Findell J.L., Schaller G.E., Sisler E.C. and Bleecker A.B. (2000) Ethylene perception by the ERS1 protein in Arabidopsis. Plant Physiol., 123, 1449−1457.
  159. Hall M.A., Moshkov I.E., Novikova G.V., Mur L.A.J, and Smith A.R. (2001) Ethylene signal perception and transduction: multiple paradigms? Biol. Rev., 76, 103 128.
  160. Hall M.A., Smith A.R., Thomas C.J.R. and Howarth C.J. (1984) Binding sites for ethylene. In: Ethylene: Biochemical, Physiological and Applied Aspects, Fuchs Y. and Chalutz E. (eds.), The Hague: Martinus NijhofiEDr. W. Junk, pp. 55−63.
  161. Hancock J.F., Magee A.I., Childs J.E. and Marshall C.J. (1989) All ras proteins are polyisoprenylated but only some are palmitoylated. Cell, 57, 1167−1177.
  162. Hart M.J., Eva A., Evans Т., Aaronson S.A. and Cerione R.A. (1991) Catalysis of guanine nucleotide exchange on the CDC42Hs protein by the dbl oncogene product. Nature, 354, 311−314.
  163. Hart M.J., Jiang X.J., Kozasa Т., Roscoe W., Singer W.D., Gilman A.G., Sternweis P.C. and Bollag G. (1998) Direct stimulation of the guanine nucleotide exchange activity of pi 15 RhoGEF by Ga, 3. Science, 280, 2112−2114.
  164. Hashim S., Mukherjee K., Raje M., Basu S.K. and Mukhopadhyay A. (2000) Live Salmonella modulate expression of Rab proteins to persist in a specialized compartment and escape transport to lysosomes. J. Biol. Chem., 275, 16 281−16 288.
  165. Hasunuma K. and Funadera K. (1987) GTP-binding protein (s) in green plant, Lemna paucicostata. Biochem. Biophys. Res. Commun., 143, 908−912.
  166. Hasunuma K., Furukawa K., Tomita K., Mukai C. and Nakamura T. (1987) GNP-binding proteins in etiolated epicotyls of Pisum sativum (Alaska) seedlings. Biochem. Biophys. Res. Commun., 148, 133−139.
  167. Hawes C.R., Brandizzi F. and Andreeva A.V. (1999) Endomembranes and vesicle trafficking. Curr. Opin. Plant Biol., 2, 454−461.
  168. He C.J., Morgan P.W. and Drew M.C. (1996) Transduction of an ethylene signal is required for cell death and lysis in the root cortex of maize during aerenchyma formation induced by hypoxia. Plant Physiol., 112, 463−472.
  169. Heidecker G., K61ch W., Morrison D.K. and Rapp U.R. (1992) The role of Raf-1 phosphorylation in signal transduction. Adv. Cancer Res., 58, 53−73.
  170. I. (1995) MAP kinase pathways in yeast: for mating and more. Cell, 80, 187−197.
  171. Hertel R., Thomson K.-St. and Russo V.E.A. (1972) In vitro auxin binding to a particulate cell fraction from corn coleoptiles. Planta, 107, 325−340.
  172. Heslop-Harrison J., Heslop-Harrison Y., Cresti M. and Ciampolini F. (1991) Ultra-structural features of pollen tubes of Endymion nonscriptus modified by cyto-chalasin D. Sex. Plant Reprod., 4, 73−80.
  173. Hetherington A.M. and Quatrano R.S. (1991) Mechanisms of action of abscisic acid at the cellular level. New Phytol, 119, 9−32.
  174. Higashijima Т., Burnier J. and Ross E.M. (1990) Regulation of Gi and Go by masto-paran, related amphiphilic peptides, and hydrophobic amines. J. Biol. Chem., 265, 14 176−14 186.
  175. Higashijima Т., Uzu S., Nakajima T. and Ross E.M. (1988) Mastoparan, a peptide toxin from venom, mimics receptors by activating GTP-binding regulatory proteins (G proteins). J. Biol. Chem., 263, 6491−6494.
  176. Hobbie L. and Estelle M. (1994) Genetic approaches to auxin action. Plant Cell Environ., 17, 525−540.
  177. Holdaway-Clarke T.L., Feijo J.A., Hackett G.R., Kunkel J.G. and Hepler P.K.1997) Pollen tube growth and the intracellular cytosolic calcium gradient oscillate in phase while extracellular calcium influx is delayed. Plant Cell, 9, 1999−2010.
  178. Homann U. and Thiel G. (1999) Unitary exocytotic and endocytotic events in guard-cell protoplasts during osmotically driven volume changes. FEBS Lett., 460, 495−499.
  179. Hooykaas P.J.J., Hall M.A. and Libbenga K.R. (eds.) (1999) Biochemistry and Molecular Biology of Plant Hormones. Amsterdam: Elsevier Science B.V.
  180. Horazdovsky B.F., Busch G.R. and Emr S.D. (1994) Vps21 encodes a Rab5-like GTP-binding protein that is required for the sorting of yeast vacuolar proteins. EMBO J., 13, 1297−1309.
  181. Hornberg C. and Weiler E.W. (1984) High affinity binding sites for abscisic acid on the plasmalemma of Vicia faba guard cells. Nature, 310, 321−324.
  182. Hua J. and Meyerowitz E.M. (1998) Ethylene responses are negatively regulated by a receptor gene family in Arabidopsis thaliana. Cell, 94,261−271.
  183. Hua J., Chang C., Sun Q. and Meyerowitz E.M. (1995) Ethylene insensitivity conferred by the Arabidopsis ERS gene. Science, 269, 1712−1714.
  184. Hua J., Sakai H., Nourizadeh S., Chen Q.G., Bleecker A.B., Ecker J.R. and Mey-erowitz E.M. (1998) EIN4 and ERS2 are members of the putative ethylene receptor gene family in Arabidopsis. Plant Cell, 10, 1321−1332.
  185. Huang H., Weiss C.A. and Ma H. (1994) Regulated expression of the Arabidopsis Ga * gene GPA1. Int. J. Plant Sci., 155, 3−14.
  186. Twasaki Y., Kato Т., Daidoh Т., Ishikawa A. and Asahi T. (1997) Characterization of the putative a subunit of a heterotrimeric G protein in rice. Plant Mol. Biol., 34, 563−572.
  187. Jacob Т., Ritchie S., Assmann S.M. and Gilroy S. (1999) Abscisic acid signal trans-0 duction in guard cells is mediated by phospholipase D activity. Proc. Natl. Acad.
  188. Sci. USA, 96, 12 192−12 197.
  189. Jacobs M., Thelen M.P., Farndale R.W., Astle M.C. and Rubery P.H. (1988) Specific guanine nucleotide binding by membranes from Cucurbita pepo seedlings. Bio-chem. Biophys. Res. Commun., 155, 1478−1484.
  190. Jahn R. and Sudhof Т.О. (1999) Membrane fusion and exocytosis. Annu. Rev. Bio-chem., 68, 863−911.
  191. P.A. (1994) Phosphoinositides and calcium as regulators of cellular actin assembly and disassembly. Annu. Rev. Physiol., 56, 169−191.
  192. Jedd G., Richardson C., Litt R. and Segev N. (1995) The YPT1 GTPase is essential forфthe first two steps of the yeast secretory pathway. J. Cell Biol, 131, 583−590.
  193. Jelsema C.L. and Axelrod J. (1987) Stimulation of phospholipase A2 activity in bovine rod outer segments by the (3y subunits of transducin and its inhibition by the a subunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 3623−3627.
  194. Jerie P.H. and Hall M.A. (1978) The identification of ethylene oxide as a major metabolite of ethylene in Vicia faba L. Proc. Royal Soc., London, Series B, 200, 8794.
  195. Joberty G., Perlungher R.R. and Macara I.G. (1999) The Borgs, a new family of Cdc42 and TC10 GTPase-interacting proteins. Mol. Cell. Biol., 19, 6585−6597.
  196. Johnson D.I. and Pringle J.R. (1990) Molecular characterization of Cdc42, a Sac-charomyces cerevisiae gene involved in the development of cell polarity. J. Cell m Biol., Ill, 143−152.
  197. Jones H.D., Smith S.J., Desikan R., Plakidou-Dymock S., Lovergrove A and Holley R. (1998) Heterotrimeric G-proteins are implicates in gibberellin induction of a-amilase gene expression in wild oat aleurone. Plant Cell, 10, 245−253.
  198. Jones M.A., Shen J.J., Fu Y., Li H., Yang Z.B. and Grierson C.S. (2002) The Arabidopsis Rop2 GTPase is a positive regulator of both root hair initiation and tip growth. Plant Cell, 14, 763−776.
  199. R.A. (1991) Fluoride is not an activator of the smaller (20−25 kDa) GTP-binding proteins. J. Biol. Chem., 266, 15 595−15 597.
  200. Katz A., Wu D. and Simon M.I. (1992) Subunits py of heterotrimeric G protein activate (32 isoform of phospholipase C. Nature, 360, 686−689.
  201. Kawakita К. and Doke N. (1994) Involvement of a GTP-binding protein in signal transduction in potato tubers treated with the fungal elicitor from Phytophthora in-festans. Plant Sci., 96, 81−86.
  202. Kawasaki Т., Hen mi К., Ono E., Hatakeyama S., Iwano M., Satoh H. and Shima-moto K. (1999) The small GTP-binding protein Rac is a regulator of cell death in plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 10 922−10 926.
  203. Y. (1990) Molecular biology of G-protein. In: G-Proteins as Mediators of Cellular Signalling Processes, Honslay M.D. and Milligan G. (eds.), Chichester: Wiley and Sons Ltd., pp.47−66.
  204. Kaziro Y., Itoh H., Kozasa Т., Nakafuku M. and Satoh T. (1991) Structure and functions of signal-transducing GTP-binding proteins. Annu. Rev. Biochem., 60, 349 400.
  205. Keith В., Foster N.A., Bonettemaker M. and Srivastava L.M. (1981) In vitro gibberel-lin A4 binding to extracts of cucumber hypocotyls. Plant Physiol., 68, 344−348.
  206. Keller Т., Damude H.G., Werner D., Doerner P., Dixon R.A. and Lamb C. (1998) A plant homolog of the neutrophil NADPH oxidase gp91phox subunit gene encodes a plasma membrane protein with Ca2+ binding motifs. Plant Cell, 10, 255−266.
  207. Kelly W.B., Esser J.E. and Schroeder J.I. (1995) Effects of cytosolic calcium and limited, possible dual, effects of G protein modulators on guard cell inward potassium channels. Plant J., 8,479−489.
  208. Khosravi-Far R., Solski P.A., Clark G.J., Kinch M.S. and Der C.J. (1995) Activation of Rac 1, RhoA, and mitogen-activated protein kinases is required for Ras transformation. Mol. Cell Biol, 15, 6443−6453.
  209. A. (1999) Apoptosis: Akt is more than just a Bad kinase. Nature, 401, 33−34.
  210. J.J. (1997a) The ethylene response pathway in Arabidopsis. Anrtu. Rev. Plant Physiol., 48, 277−296.
  211. J.J. (1997b) The ethylene signal transduction pathway in Arabidopsis. J. Exp. Bot., 48, 211−218.
  212. Kieber J.J., Rothenberg M., Roman G., Feldmann K.A. and Ecker J.R. (1993) CTR1, a negative regulator of the ethylene response pathway in Arabidopsis, encodes a member of the Raf family of protein kinases. Cell, 72, 427−441.
  213. Kieffer F., Simon-Plas F., Maume B.F. and Blein J.P. (1997) Tobacco cells contain a protein, immunologically related to the neutrophil small G-protein Rac2 and involved in elicitor-induced oxidative burst. FEBSLett., 403, 149−153.
  214. Kim D., Lewis D.L., Graziadei L., Neer E.J., Bar-Sagi D. and Clapham D.E. (1989) G-protein J3y subunits activate the cardiac muscarinic K+ channel via phospholi-pase A2. Nature, 337, 557−560.
  215. Kim W.Y., Cheong N.E., Lee D.C., Je D.Y., Bahk J.D., Cho M.J. and Lee S.Y. (1995) Cloning and sequencing analysis of a full-length cDNA encoding a G protein a subunit, SGA1, from soybean. Plant Physiol., 108, 1315−1316.
  216. T. (2000) Three ways to make a vesicle. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 1, 187 198.
  217. Klarlund J.K., Cherniack A.D. and Czech M.P. (1995) Divergent mechanisms for homologous desensitization of p21ras by insulin and growth factors. J. Biol. Chem., 270, 23 421−23 428.
  218. Klee H. and Tieman D. (2002) The tomato ethylene receptor gene family: form and function. Physiol. Plantarum, 115, 336−341.
  219. H.J. (2002) Control of ethylene-mediated processes in tomato at the level of receptors. J. Exp. Bot., 53, 2057−2063.
  220. Knaus U.G., Heyworth P.G., Evans Т., Curnutte J.T. and Bokoch G.M. (1991) Regulation of phagocyte oxygen radical production by the GTP-binding protein Rac 2. Science, 254, 1512−1515.
  221. Knight L.I., Rose R.C. and Crocker W. (1910) Effects of various gases and vapors upon etiolated seedlings of the sweet pea. Science, 31, 635−636.
  222. Kodama A., Takaishi K., Nakano K., Nishioka H. and Takai Y. (1999) Involvement of Cdc42 small G protein in cell-cell adhesion, migration and morphology of MDCK cells. Oncogene, 18, 3996−4006.
  223. Корка J., Pical C., Hetherington A.M. and Muller-Rober B. (1998) Ca2+/phospholipid-binding (C2) domain in multiple plant proteins: novel components of the calcium-sensing apparatus. Plant Mol. Biol., 36, 627−637.
  224. Korolkov S.N., Garnovskaya M.N., Basov A.S., Chunaev A.S. and Dumler I.L. (1990) The detection and characterization of G-proteins in the eyespot of Chlamy-domonas reinhardtii. FEBSLett., 270, 132−134.
  225. Kost В., Spielhofer P. and Chua N.H. (1998) A GFP-mouse talin fusion protein labels plant actin filaments in vivo and visualizes the actin cytoskeleton in growing pollen tubes. Plant J., 16, 393−401.
  226. Kovtun Y., Chiu W.L., Zeng W.K. and Sheen J. (1998) Suppression of auxin signal transduction by, а МАРК cascade in higher plants. Nature, 395, 716−720.
  227. Kozasa Т., Jiang X.J., Hart M.J., Sternweis P.M., Singer W.D., Gilman A.G., Bollag G. and Sternweis P.C. (1998) pi 15 RhoGEF, a GTPaseactivating protein for Ga 12 and Ga13. Science, 280, 2109−2111.
  228. Kozma R., Ahmed S., Best A. and Lim L. (1995) The Ras-related protein Cdc42Hs and bradykinin promote formation of peripheral actin microspikes and filopodia in Swiss 3T3 fibroblasts. Mol Cell Biol, 15, 1942−1952.
  229. Kropf D.L., Bisgrove S.R. and Hable W.E. (1998) Cytoskeletal control of polar growth in plant cells. Curr. Opin. Cell Biol, 10, 117−122.
  230. Kulaeva O.N., Zagranichnaya Т.К., Brovko F.A., Karavaiko N.N., Selivankina S.Y., Zemlyachenko Y.V., Hall M., Lipkin V.M. and Boziev K.M. (1998) A new family of cytokinin receptors from Cereales. FEBSLett., 423, 239−242.
  231. Kumar D. and Klessig D.F. (2000) Differential induction of tobacco MAP kinases by the defense signals nitric oxide, salicylic acid, ethylene, and jasmonic acid. Mol Plant-Microbe Interact., 13, 347−351.
  232. Kusnetsov V.V. and Oelmueller R. (1996a) Isolation and characterization of cDNAs encoding the subunit p of heterotrimeric G proteins from N. tabacum (accession No. X98161). Plant Physiol, 111, 948.
  233. H., Lin Y.K., Heath R.M., Zhu M.X. and Yang Z.B. (1999) Control of pollen tube tip growth by a Rop GTPase-dependent pathway that leads to tip-localized calcium •influx. Plant Cell, 11, 1731−1742.
  234. H., Shen J.J., Zheng Z.L., Lin Y.K. and Yang Z.B. (2001) The Rop GTPase switch controls multiple developmental processes in Arabidopsis. Plant Physiol, 126, 670−684.
  235. H., Wu G., Ware D., Davis K.R. and Yang Z.B. (1998) Arabidopsis Rho-related GTPases: differential gene expression in pollen and polar localization in fission yeast. Plant Physiol, 118, 407−417.
  236. W.G., Katz S., Gupta R. and Mayer B.J. (1997) Activation of Рак by membrane localization mediated by an SH3 domain from the adaptor protein Nek. Curr. Biol, 1, 85−94.
  237. Ma H. (1994) GTP-binding proteins in plants: new member of an old family. Plant Mol Biol, 26, 1611−1636.
  238. Ma H., Yanofsky M.F. and Huang H. (1991) Isolation and sequence analysis of TGAJ cDNAs encoding a tomato G protein a subunit. Gene, 107, 189−195.
  239. Ма H., Yanofsky M.F. and Meyerowitz E.M. (1990) Molecular cloning and characterization of GPA1, a G protein a subunit gene from Arabidopsis thaliana. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 87, 3821−3825.
  240. Ma L., Xu X., Cui S. and Sun D. (1999) The presence of a heterotrimeric G protein and its role in signal transduction of extracellular calmodulin in pollen germination and tube growth. Plant Cell, 11, 1351−1363.
  241. Mackay D.J.G. and Hall A. (1998) Rho GTPases. J. Biol Chem., 273, 20 685−20 688.
  242. Maekawa M., Ishizaki Т., Boku S., Watanabe N., Fujita A., Iwamatsu A., Obinata Т., Ohashi K., Mizuno K. and Narumiya S. (1999) Signaling from rho to the ac-tin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science, 285, 895−898.
  243. Magee A.I., Newman C.M., Giannakouros Т., Hancock J.F., Fawell E. and Armstrong J. (1992) Lipid modifications and function of the ras superfamily of proteins. Biochem. Soc. Trans., 20, 497−499.
  244. R. (1998) Role of 1,4,5-inositol triphosphate-induced Ca2+ release in pollen tube orientation. Sex. Plant Reprod., 11, 231−235.
  245. Malho R. and Trewavas A.J. (1996) Localized apical increases of cytosolic free calcium control pollen tube orientation. Plant Cell, 8, 1935−1949.
  246. Malho R., Read N.D., Trewavas A.J. and Pais M.S. (1995) Calcium channel activity during pollen tube growth and reorientation. Plant Cell, 7, 1173−1184.
  247. Manser E., Leung Т., Salihuddin H., Zhao Z.S. and Lim L. (1994) A brain serine/threonine protein kinase activated by Cdc42 and Racl. Nature, 367, 40−46.
  248. МАРК Group (Ichimura К et al.) (2002) Mitogen-activated protein kinase cascades in plants: a new nomenclature. Trends Plant Sci., 7, 301−308.
  249. Marin-Rodriguez M.C., Orchard J. and Seymour G.B. (2002) Pectate lyases, cell wall degradation and fruit softening. J. Exp. Bot., 53, 2115−2119.
  250. Marsh J.F. Ill and Kaufman L.S. (1999) Cloning and characterization of PGA1 and PGA2: two G protein a-subunits from pea that promote growth in the yeast Sac-charomyces cerevisiae. Plant J., 19, 237−247.
  251. C.J. (1994) MAP kinase kinase kinase, MAP kinase kinase, and MAP kinase. Curr. Opin. Genet. Dev., 4, 82−89.
  252. C.J. (1995) Specificity of receptor tyrosine kinase signaling: transient versus sustained extracellular signal-regulated kinase activation. Cell, 80, 179−185.
  253. Martin C., Bhatt K. and Baumann K. (2001) Shaping in plant cells. Curr. Opin. Cell Biol., 4, 540−549.
  254. Martin T.F.J. (1997) Phosphoinositides as spatial regulators of membrane traffic. Curr. Opin. Neurobiol., 7, 331−338.
  255. Martinez O. and Goud B. (1998) Rab proteins. Biochim. Biophys. Acta, 1404, 101−112.
  256. Martinez О., Antony С., Pehau-Arnaudet G., Berger E.G., Salamero J. and Goud B.1997) GTP-bound forms of rab6 induce the redistribution of Golgi proteins into the endoplasmic reticulum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 1828−1833.
  257. Mason M.G. and Botella J.R. (2000) Completing the heterotrimer: isolation and characterization of an Arabidopsis thaliana G protein y-subunit cDNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 14 784−14 788.
  258. Mason M.G. and Botella J.R. (2001) Isolation of a novel G-protein у subunit from Arabidopsis thaliana and its interaction with G|3. Biochim. Biophys. Acta, 1520, 147−153.
  259. Matsui Y., Kikuchi A., Araki S., Hata Y., Kondo J., Teranishi Y. and Takai Y.1990) Molecular cloning and characterization of a novel type of regulatory protein (GDI) for smg p25A, a ras p21-like GTP-binding protein. Mol. Cell. Biol., 10, 4116−4122.
  260. Mayo M.W., Wang C.Y., Cogswell P.C., Rogers-Graham K.S., Lowe S.W., Der C.J. and Baldwin A.S. (1997) Requirement of NF-кВ activation to suppress p53-independent apoptosis induced by oncogenic Ras. Science, 278, 1812−1815.
  261. Mazur P. and Baginsky W. (1996) In vitro activity of 1,3-p-D-glucan synthase requires the GTP-binding protein Rhol. J. Biol. Chem., 271, 14 604−14 609.
  262. McCormick F. and Wittinghofer A. (1996) Interactions between Ras proteins and their effectors. Curr. Opin. Biotechnol., 7, 449−456.
  263. McElver J., Patton D., Rumbaugh M., Liu C., Yang L.J. and Meinke D. (2000) The TITAN5 gene of Arabidopsis encodes a protein related to the ADP ribosylation factor family of GTP binding proteins. Plant Cell, 12, 1379−1392.
  264. Mehdy M.C., Sharma Y.K., Sathasivan K. and Bays N.W. (1996) The role of activated oxygen species in plant disease resistance. Physiol. Plant., 98, 365−374.
  265. Melan?on P., Glick B.S., Malhotra V., Weidman P.J., Serafini Т., Gleason M.L., Orci L. and Rothman J.E. (1987) Involvement of GTP-binding G proteins in transport through the Golgi stack. Cell, 51, 1053−1062.
  266. Mellman I. and Warren G. (2000) The road taken: past and future foundations of membrane traffic. Cell, 100, 99−112.
  267. Meloche S., Seuwen K., Pagds G. and Pouyssegur J. (1992) Biphasic and synergistic activation of p44mapk (ERK1) by growth factors: correlation between late phase activation and mitogenicity. Mol Endocrinol, 6, 845−854.
  268. Merke Т., Haizel Т., Matsumoto Т., Harter K., Dallmann G. and Nagy F. (1996) Phenotype of the fission yeast cell cycle regulatory mutant piml-46 is suppressed by a tobacco cDNA encoding a small, Ran-like GTP-binding protein. Plant J., 6, 555−565.
  269. Milburn M.V., Tong L., Devos A.M., Brunger A., Yamaizumi Z., Nishimura S. and Kim S.H. (1990) Molecular switch for signal transduction: structural differences between active and inactive forms of protooncogenic ras proteins. Science, 247, 939−945.
  270. G. (1988) Techniques used in the identification and analysis of function of periltussis toxin-sensitive guanine-nucleotide binding-proteins. Biochem. J., 255, 1−13.
  271. P.A. (1987) Are guanine nucleotide-binding proteins involved in regulation of thylakoid protein kinase activity? FEBSLett., 226, 155−160.
  272. Millner P.A. and Robinson P. S. (1989) ADP-ribosylation of thylakoid membrane polypeptides by cholera toxin is correlated with inhibition of thylakoid GTPase activity and protein phosphorylation. Cell. Signal., 1, 421−433.
  273. Millner P.A., Groarke D.A. and White I.R. (1996) Synthetic peptides as probes of plant cell signaling: G-proteins and the auxin signalling pathway. Plant Growth Regul., 18, 143−147.
  274. MinkoffR., Bales E.S., Kerr C.A. and Struss W.E. (1999) Antisense oligonucleotide blockade of connexin expression during embryonic bone formation: evidence of functional compensation within a multigene family. Devel. Genet., 24, 43−56.
  275. Mira J.-P., Benard V., Groffen J., Sanders L.C. and Knaus U.G. (2000) Endogenous, hyperactive Rac3 controls proliferation of breast cancer cells by a p21-activated kinase-dependent pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 185−189.
  276. Miura Y., Kikuchi A., Musha Т., Kuroda S., Yaku H., Sasaki T. and Takai Y. (1993) Regulation of morphology by rho p21 and its inhibitory GDP/GTP exchange protein (rho GDI) in Swiss 3T3 cells. J. Biol. Chem., 268, 510−515.
  277. Mockaitis K. and Howel S.H. (2000) Auxin induces mitogenic activated protein kinase (МАРК) activation in roots of Arabidopsis seedlings. Plant J., 24, 785−796.
  278. Molendijk A.J., Bischoff F., Rajendrakumar C.S.V., Friml J., Braun M., Gilroy S. and Palme K. (2001) Arabidopsis thaliana Rop GTPases are localized to tips of root hairs and control polar growth. EMBO J., 20, 2779−2788.
  279. Moodie S.A. and Wolfman A. (1994) The 3Rs of life: Ras, Raf and growth regulation. Trends Genet., 10, 44−48.
  280. Moore I., Diefenthal Т., Zarsky V., Schell J. and Palme K. (1997) A homolog of the mammalian GTPase Rab2 is present in Arabidopsis and is expressed predominantly in pollen grains and seedlings. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 762−767.
  281. Morre D.J. and Andersson B. (1994) Isolation of all major organelles and membranous cell components from a single homogenate of green leaves. Method. Enzymol., 228,412−419.
  282. Morris A.J. and Malbon C.C. (1999) Physiological regulation of G protein-linked signaling. Physiol. Rev., 79, 1373−1430.
  283. Moshkov I.E., Mur L.A.J., Novikova G.V., Smith A.R. and Hall M.A. (2003) Ethylene regulates monomelic GTP-binding protein gene expression and activity in Arabidopsis thaliana. Plant Physiol., 131, 1705−1717.
  284. Morrison D.K. and Cutler R.E., Jr. (1997) The complexity of Raf-1 regulation. Curr. Opin. Cell Biol., 9, 174−17.
  285. Moss J. and Vaughan M. (1995) Structure and function of ARF proteins: activators of cholera toxin and critical components of intracellular vesicular transport processes. J. Biol. Chem., 270, 12 327−12 330.
  286. Mount S.M. and Chang C. (2002) Evidence for a plastid origin of plant ethylene receptor genes. Plant Physiol., 130, 10−14.
  287. Moutinho A., Trewavas A.J. and Malho R. (1998) Relocation of a Ca2±dependent protein kinase activity during pollen tube reorientation. Plant Cell, 10, 1499−1509.
  288. Mfiller-Dieckmann H.-J., Grantz A. A. and Kim S.-H. (1999) The structure of the signal receiver domain of the Arabidopsis thaliana ethylene receptor ETR1. Structure, 7, 1547−1556.
  289. Mulligan G.J., Wong J. and Jacks T. (1998) pi30 is dispensable in peripheral T lymphocytes: evidence for functional compensation by pi07 and pRB. Mol. Cell. Biol., 18, 206−220.
  290. S.M. (2000) G proteins I: Gs and Gj. In: GTPases, Hall A. (ed.), Oxford: Oxford University Press, pp. 1−34.
  291. Mumby S.M., Kahn R.A., Manning D.R. and Gilman A.G. (1986) Antisera of designed specificity for subunits of guanine nucleotide-binding regulatory proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 83, 265−269.
  292. Munnik Т., Arisz S.A., de Vrije R. and Musgrave A. (1995) G protein activation stimulates phospholipase D signaling in plants. Plant Cell, 7, 2197−2210.
  293. Muschietti J.P., Martinetto H.E., Coso O.A., Farber M.D., Torres H.N. and Flawia M.M. (1993) G-proteins from Medicago sativa: functional association to photoreceptors. Biochemical J., 291, 383−388.
  294. Nebenfuhr A. and Staehelin L.A. (2001) Mobile factories: Golgi dynamics in plant cells. Trends Plant Sci., 6, 160−167.
  295. E.J. (1994) G proteins: critical control points for transmembrane signals. Protein Sci., 3, 3−14.
  296. E.J. (1995) Heterotrimeric G proteins: organizers of transmembrane signals. Cell, 80, 249−257.
  297. D. (1901) Uber die horizontale Nutation der Stengel von Pisum sativum und einiger anderer Pflanzen. Beih. Bot. Zentralle, 10, 128−139.
  298. Nern A. and Arkowitz R.A. (2000) G proteins mediate changes in cell shape by stabilizing the axis of polarity. Moll. Cell, 5, 853−864.
  299. Neuhaus G., Bowler C., Kern R. and Chua N.-H. (1993) Calcium/calmodulin-dependent and -independent phytochrome signal transduction pathways. Cell, 73, 937−952.
  300. Nimnual A.S., Yatsula B.A. and Bar-Sag! D. (1998) Coupling of Ras and Racguanosine triphosphatases through the Ras exchanger Sos. Science, 279, 560−563.
  301. Niwa R., Nagata-Ohashi K., Takeichi M., Mizuno K. and Uemura T. (2002) Control of actin reorganization by Slingshot, a family of phosphatases that dephosphory-late ADF/cofilin. Cell, 108, 233−246.
  302. Nobes C.D. and Hall A. (1995) Rho, rac, and cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular focal complexes associated with actin stress fibers, lamellipodia, and filopodia. Cell, 81, 53−62.
  303. Novick P. and Zerial M. (1997) The diversity of Rab proteins in vesicle transport. Curr. Opin. Cell Biol, 9, 496−504.
  304. Novikova G.V., Moshkov I.E., Smith A.R. and Hall M.A. (2000) The effect of ethylene on MAPKinase-like activity in Arabidopsis thaliana. FEBS Lett., 474, 29−32.
  305. Novikova G.V., Moshkov I.E., Smith A.R., Kulaeva O.N. and Hall M.A. (1999) The effect of ethylene and cytokinin on guanosine 5'-triphosphate binding and protein phosphorylation in leaves of Arabidopsis thaliana. Planta, 208, 239−246.
  306. Nuoffer C. and Balch W.E. (1994) GTPases: multifunctional molecular switches regulating vesicular traffic. Annu. Rev. Biochem., 63, 949−990.
  307. O’Farrell P.H. (1975) High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins. J. Biol Chem., 250, 4007−4021.
  308. S. (2000) Mammalian G-protein function in vivo: new insights through altered gene expression. Rev. Physiol Biochem. Pharmacol, 140, 63−133.
  309. Olkkonen V.M. and Stenmark H. (1997) Role of Rab GTPases in membrane traffic. Int. Rev. Cytol., 176, 1−85.
  310. Olson M.F., Paterson H.F. and Marshall C.J. (1998) Signals from Ras and Rho GTPases interact to regulate expression ofp21Wafl/Cipl. Nature, 401,295−299.
  311. Ono E., Wong H.L., Kawasaki Т., Hasegawa M., Kodama O. and Shimamoto K.2001) Essential role of the small GTPase Rac in disease resistance of rice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 759−764.
  312. Ortiz D., Medkova M., Walch-Solimena C. and Novick P. (2002) Ypt32 recruits the Sec4p guanine nucleotide exchange factor, Sec2p, to secretory vesicles: evidence for a Rab cascade in yeast. J. Cell Biol., 157, 1005−1015.
  313. Ostin A., Kovalyczk M., Bhalerao R.P. and Sandberg G. (1998) Metabolism of in-dole-3-acetic acid in Arabidopsis. Plant Physiol, 118, 285−296.
  314. Ouaked F., Rozhon W., Lecourieux D. and Hirt H. (2003) А МАРК pathway mediates ethylene signaling in plants. EMBOJ., 22, 1282−1288.Ф
  315. Ozes O.N., Mayo L.D., Gustin J.A., Pfeffer S.R., Pfeffer L.M. and Donner D.B.1999) NF-кВ activation by tumour necrosis factor requires the Akt serine-threonine kinase. Nature, 401, 82−85.
  316. Pai E.F., Kabsch W., Krengel U., Holmes K.C., John J. and Wittinghofer A. (1989) Structure of the guanine-nucleotide-binding domain of the Ha-ras oncogene product p21 in the triphosphate conformation. Nature, 341, 209−214.
  317. Palme K., Diefenthal Т., Vingron M., Sander C. and Schell J. (1992) Molecular cloning and structural analysis of genes from Zea mays (L.) coding for members of the Ras-related ypt gene family. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 89, 787−791.
  318. Paris N., Stanley C.M., Jones R.L. and Rogers J.C. (1996) Plant cells contain two functionally distinct vacuolar compartments. Cell, 85, 563−572.
  319. Park J., Choi H.T., Lee S., Lee Т., Yang Z.B. and Lee Y. (2000) Rac-related GTP-binding protein in elicitor-induced reactive oxygen generation by suspension-cultured soybean cells. Plant Physiol., 124, 725−732.
  320. J.S. (1993) Signal-transduction schemes of bacteria. Cell, 73, 857−871.
  321. Parkinson J.S. and Kofoid E.C. (1992) Communication modules in bacterial signalling proteins. Annu. Rev. Genet., 26, 71−112.
  322. Pei Z.M., Ghassemian M., Kwak C.M., McCourt P. and Schroeder J.I. (1998) Role of farnesyltransferase in ABA regulation of guard cell anion channels and plant water loss. Science, 282, 287−290.
  323. Pelham H.R.B. (2002) Insights from yeast endosomes. Curr. Opin. Cell Biol., 14, 454 462.
  324. S.R. (1994) GTP-binding proteins: heterotrimeric G proteins. Protein Profile, 1, 169−234.
  325. Peranen J., Auvinen P., Virta H., Wepf R. and Simons K. (1996) Rab8 promotes polarized membrane transport through reorganization of actin and microtubules in fibroblasts. J. Cell Biol., 135, 153−167.
  326. Perdue D.O. and Lomax T.L. (1992) Characterization of GTP binding and hydrolysis in plasma membranes of zucchini. Plant Physiol. Biochem., 30, 163−172.
  327. Pereira-Liel J.B. and Seabra M.C. (2000) The mammalian Rab family of small GTPases: definition of family and subfamily sequence motifs suggests a mechanism for functional specificity in the Ras superfamily. J. Mol. Biol., 301, 10 771 087.
  328. Pereira-Liel J.B. and Seabra M.C. (2001) Evolution of the Rab family of small GTP-binding proteins. J. Mol. Biol., 313, 889−901.
  329. Perroud P.F., Diogon Т., Crevecoeur M. and Greppin H. (2000) Molecular cloning, spatial and temporal characterization of spinach SOGA1 cDNA, encoding an a subunit of G protein. Gene, 248, 191−201.
  330. Persson В. and Argos P. (1994) Prediction of transmembrane segments in proteins utilizing multiple sequence alignments. J. Mol. Biol., 237, 182−192.
  331. Porfiri E. and McCormick F. (1996) Regulation of epidermal growth factor receptor signaling by phosphorylation of the Ras exchange factor hSOSl. J. Biol. Chem., 271,5871−5877.
  332. Posas F., Wurgler-Murphy S.M., Maeda Т., Witten E.A., Thai T.C. and Saito H.1996) Yeast HOG1 MAP kinase cascade is regulated by a multistep phosphorelay mechanism in the SLN1-YPD-SSK1 «two component» osmosensor. Cell, 86, 865 875.
  333. Potikha T.S., Collins C.C., Johnson D.I., Delmer D.P. and Levine A. (1999) The involvement of hydrogen peroxide in the differentiation of secondary walls in cotton fibers. Plant Physiol., 119, 849−858.
  334. Poulsen C., Mai X.M. and Borg S. (1994) A Lotus japonicus cDNA encoding an a sub-unit of a heterotrimeric G-protein. Plant Physiol., 105, 1453−1454.
  335. Price A., Seals D., Wickner W. and Ungermann C. (2000) The docking stage of yeast vacuole fusion requires the transfer of proteins from a cis-SNARE complex to a Rab/Ypt protein. J. Cell Biol., 148, 1231−1238.
  336. Qadota H., Python C.P., Inoue S.B., Arisawa M., Anraku Y., Zheng Y., Watanabe Т., Levin D.E. and Ohya Y. (1996) Identification of yeast Rholp GTPase as a regulatory subunit of 1,3-P-glucan synthase. Science, 272, 279−281.
  337. Qiu R.G., Abo A., McCormick F. and Symons M. (1997) Cdc42 regulates anchorage-independent growth and is necessary for Ras transformation. Mol. Cell. Biol., 17, 3449−3458.
  338. Qiu R.G., Chen J., Kirn D., McCormick F. and Symons M. (1995a) An essential role for Rac in Ras transformation. Nature, 374, 457−459.
  339. Qiu R.G., Chen J., McCormick F. and Symons M. (1995b) A role for Rho in Ras transformation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 11 781−11 785.
  340. Quilliam L.A., Khosravi-Far R., Huff S.Y. and Der C.J. (1995) Guanine nucleotide exchange factors: activators of the Ras superfamily of proteins. BioEssays, 17, 395−404.
  341. Reddy M.M., Sun D. and Quinton P.M. (2001) Apical heterotrimeric G-proteins activate CFTR in the native sweat duct. J. Membr. Biol., 179, 51−61.
  342. Regad F., Bardet C., Tremousaygue D., Moisan A., Lescure B. and Axelos M. (1993) cDNA cloning and expression of an Arabidopsis GTP-binding protein of the ARF family. FEBSLett, 316, 133−136.
  343. Ren X.D., Bokoch G.M., Traynor-Kaplan A., Jenkins G.H., Anderson R.A. and Schwartz M.A. (1996) Physical association of the small GTPase Rho with a 68-kDa phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in Swiss 3T3 cells. Mol. Biol. Cell, 7,435−442.
  344. Reuther G.W. and Der C.J. (2000) The Ras branch of small GTPases: Ras family members don’t fall far from the tree. Curr. Opin. Cell Biol., 12, 157−165.
  345. Ridley A.J. and Hall A. (1992) The small GTP-binding protein rho regulates the assembly of focal adhesions and actin stress fibers in response to growth factors. Cell, 70, 389−399.
  346. Ridley A.J., Paterson H.F., Johnston C.L., Diekmann D. and Hall A. (1992) The small GTP-binding protein rac regulates growth factor-induced membrane ruffling. Cell, 70,401−410.
  347. Ritchie S. and Gilroy S. (2000) Abscisic acid stimulation of phospholipase D in the barley aleurone is G-protein-mediated and localized to the plasma membrane. Plant Physiol., 124, 693−702.
  348. Robinson D.G., Rogers J.C. and Hinz G. (2000) Post-Golgi, pre-vacuolar compartments. Annu. Plant Rev., 5, 270−298.
  349. Rodman J.S. and Wandinger-Ness A. (2000) Rab GTPases coordinate endocytosis: commentary. J. Cell Sci., 113, 183−192.
  350. Rodriguez F.I., Esch J.J., Hall A.E., Binder B.M., Schaller G.E. and Bleecker A.B.1999) A copper cofactor for the ethylene receptor ETR1 from Arabidopsis. Science, 283, 996−998.
  351. Rodriguez-Concepcion M., Yalovsky S. and Gruissem W. (1999) Protein prenylation in plants: old friends and new targets. Plant Mol. Biol., 39, 865−870.
  352. Roman G., Lubarsky В., Kieber J.J., Rothenberg M. and Ecker J.R. (1995) Genetic analysis of ethylene signal transduction in Arabidopsis thaliana: five novel mutant loci integrated into a stress response pathway. Genetics, 139, 1393−1409.
  353. Romashkova J. A. and Makarov S.S. (1999) NF-кВ is a target of АКТ in anti-apoptotic PDGF signaling. Nature, 401, 86−90.
  354. Romero L.C., Sommer D., Gotor C. and Song P. S. (1991) G-proteins in etiolated Avena seedlings. Possible phytochrome regulation. FEBSLett., 282, 341−346.
  355. Rommel C. and Hafen E. (1998) Ras: a versatile cellular switch. Curr. Opin. Genet. Dev., 8, 412−418.
  356. J.E. (1994) Mechanism of intracellular protein transport. Nature, 372, 55−63.
  357. Rothman J.E. and Wieland F.T. (1996) Protein sorting by transport vesicles. Science, 272, 227−234.
  358. Rutherford S. and Moore I. (2002) The Arabidopsis Rab GTPase family: another enigma variation. Curr. Opin. Plant Biol, 5, 518−528.
  359. Saalbach G., Natura В., Lein W., Buschmann P., Dahse I., Rohrbeck M. and Nagy F. (1999) The a-subunit of a heterotrimeric G-protein from tobacco, NtGPal, functions in K+ channel regulation in mesophyll cells. J. Exp. Bot., 50, 53−61.
  360. Sagi M. and Fluhr R. (2001) Superoxide production by plant homologues of the gp9. phox NADPH oxidase Modulation of activity by calcium and by tobacco mosaic virus. Plant Physiol, 126, 1281−1290.
  361. Sahai E., Olson M.F. and Marshall C.J. (2001) Cross-talk between Ras and Rho signalling pathways in transformation favours proliferation and increased motility. EMBOJ., 20, 755−766.
  362. Sakai H., Hua J., Chen Q.G., Chang C., Medrano L.J., Bleecker A.B. and Meyerowitz E.M. (1998) ETR2 is an ETRl-Wke gene involved in ethylene signalling in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 5812−5817.
  363. Salminen A. and Novick P.J. (1987) A Ras-like protein is required for a post-Golgi event in yeast secretion. Cell, 49, 527−538.
  364. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis T. (1989) Molecular Cloning, Noland C. (ed.), Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press.
  365. Sanders I.O., Harpham N.V.J., Raskin I., Smith A.R. and Hall M.A. (1991a) Ethylene binding in wild-type and mutant Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Ann. Bot., 68, 97−103.
  366. Sanders I.O., Ishizawa K., Smith A.R. and Hall M.A. (1990) Ethylene binding and action in rice seedlings. Plant Cell Physiol., 31, 1091−1099.
  367. Sanders I.O., Smith A.R. and Hall M.A. (1989) The measurement of ethylene binding and metabolism in plant tissue. Planta, 179, 97−103.
  368. Sanders I.O., Smith A.R. and Hall M.A. (1991b) Ethylene binding in Pisum sativum L. cv. Alaska. Planta, 183,209−217.
  369. Santagata S., Boggon T.J., Baird C.L., Gomez C.A., Zhao J., Shan W.S., Myszka D.G. and Shapiro L. (2001) G-protein signaling through tubby proteins. Science, 292, 2041−2050.
  370. Sato-Nara K., Yuhashi K., Higashi K., Hosoya K., Kubota M. and Ezura H. (1999) Stage- and tissue-specific expression of ethylene receptor homolog genes during fruit development in muskmelon. Plant Physiol., 120, 321−329.
  371. G. (1949) The attraction of proteins for small molecules and ions. Ann. N. Y. Acad. Sci., 51,660−672.
  372. Schaller G.E. and Bleecker A.B. (1995) Ethylene binding sites generated in yeast expressing the Arabidopsis ETRl gene. Science, 270, 1809−1811.
  373. Schaller G.E. and Kieber J.J. (2002) Ethylene. In: The Arabidopsis Book, Somerville C.R. and Meyerowitz E.M. (eds.), American Society of Plant Biologists, Rock-ville, MD, doi/10.1199/tab.0071, http://www.aspb.org/publications/arabidopsis/
  374. Schaller G.E., Ladd A.N., Lanahan M.B., Spanbauer J.M. and Bleecker A.B. (1995) The ethylene response mediator ETRl from Arabidopsis forms a disulfide-linked dimer. J. Biol. Chem., 270, 12 526−12 530.
  375. G.F. (1994) Phospholipid signaling by phospholipase A2 in plants: the role of mastoparan and lysophospholipids as weak «auxin-like» agonists. Soc. Exp. Biol. Symp., 48, 229−242.
  376. Scherer G.F. and Andre B. (1989) A rapid response to a plant hormone: auxin stimulates phospholipase A2 in vivo and in vitro. Biochem. Biophys. Res. Commun., 163, 111−117.
  377. Scherer G.F.E. (1992) Stimulation of growth and phospholipase A2 by the peptides mastoparan and melittin and by the auxin 2,4-dichlorophenoxyacetic acid. Plant Growth Regul., 11, 153−157.
  378. Scherer G.F.E. and Andre B. (1993) Stimulation of phospholipase A2 by auxin in microsomes from suspension-cultured soybean cells is receptor-mediated and influenced by nucleotides. Planta, 191, 515−523.
  379. Scheres B. and Heidstra R. (1999) Digging out roots: pattern formation, cell division, and morphogenesis in plants. Curr. Top. Dev. Biol., 45, 207−247.
  380. Schimmoller F., Simon I. and Pfeffer S.R. (1998) Rab GTPases, directors of vesicle docking. J. Biol. Chem., 213, 22 161−22 164.
  381. Schmidt A. and Hall M.N. (1998) Signaling to the actin cytoskeleton. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 14, 305−338.
  382. Schroeder J.I. and Hagiwara S. (1989) Cytosolic calcium regulates ion channels in the plasma membrane of Vicia faba guard cells. Nature, 410, 327−330.
  383. Schultheiss H., Dechert C., Kogel K.H. and Huckelhoven R. (2002) A small GTP-binding host protein is required for entry of powdery mildew fungus into epidermal cells of barley. Plant Physiol, 128, 1447−1454.
  384. Schumacher K., Vafeados D., McCarthy M., Sze H., Wilkins T. and Chory J. (1999) The Arabidopsis det3 mutant reveals a central role for the vacuolar fT-ATPase in plant growth and development. Genes Dev., 13, 3259−3270.
  385. Scita G., Nordstrom J., Carbone R., Tenca P., Giardina G., Gutkind S., Bjarnegard M., Betsholtz C. and Di Fiore P.P. (1999) EPS8 and E3B1 transduce signals from Ras to Rac. Nature, 401, 290−293.
  386. Seack J., Kruse M. and Muller W.E. (1998) Evolutionary analysis of G-proteins in early metazoans: cloning of a and P subunits from the sponge Geodia cydonium. Biochim. Biophys. Acta, 141, 93−103.
  387. Seek! M.J., Morri N., Narumiya S. and Rozengurt E. (1995) Guanosine 5'-3-o-(thio)triphosphate stimulates tyrosine phosphorylation of pl25FAK and paxillin in permeabilized Swiss 3T3 cells. J. Biol Chem., 270, 6984−6990.
  388. Segal A.W. and Abo A. (1993) The biochemical basis of the NADPH oxidase of phagocytes. Trends Biochem. Sci., 18,43−47.
  389. N. (2001) Ypt and Rab GTPases: insight into functions through novel interactions. Curr. Opin. Cell Biol., 13, 500−511.
  390. Sells M.A. and ChernofF J. (1997) Emerging from the РАК: the p21-activated protein kinase family. Trends Cell Biol., 7, 62−167,
  391. Seo H., Choi C.H., Lee S.-Y., Cho M.-J. and Bahk J.-D. (1997) Biochemical characteristics of a rice (Oryza sativa L. IR-36) G-protein a-subunit expressed in Escherichia coli. Biochem. J., 324, 273−281.
  392. Seo H.-S., Kim H.-Y., Jeong J.-Y., Lee S.-Y., Cho M.-J. and Bahk J.-D. (1995) Molecular cloning and characterization of RGA1 encoding a G protein a subunit from rice {Oryza sativa L. IR-36). Plant Mol. Biol., 27,1119−1131.
  393. Settleman J., Albright С.Г., Foster L.C. and Weinberg R.A. (1992a) Association between GTPase activators for Rho and Ras families. Nature, 359, 153−154.
  394. Settleman J., Narasimhan V., Foster L.C. and Weinberg R.A. (1992b) Molecular cloning of cDNAs encoding the GAP-associated protein pl90: implications for a signaling pathway from ras to the nucleus. Cell, 69, 539−549.
  395. Seuwen K. and Pouyssgur J. (1992) G protein controlled signal transduction pathways and the regulation of cell proliferation. Adv. Cancer Res., 58, 75−94.
  396. Seymour G.B., Manning K., Eriksson E.M., Popovich A.H. and King G.J. (2002) Genetic identification and genomic organization of factors affecting fruit texture. J. Exp. Bot., 53, 2065−2071.
  397. Shields J.M., Pruitt K., McFall A., Shaub A. and Der C.J. (2000) Understanding Ras: 'it ain’t over 'til it’s over'. Trends Cell Biol, 10, 147−154.
  398. Shih T.Y., Williams D.R., Weeks M.O., Maryak J.M., Vass W.C. and Scolnick E.M. (1978) Comparison of the genomic organization of Kirsten and Harvey sarcoma viruses. J. Virol, 17,45−55.
  399. Shimizu К., Goldfarb M., Perucho M. and Wigler M. (1983) Isolation and preliminary characterization of the transforming gene of a human neuroblastoma cell line. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 80, 383−387.
  400. Short В., Preisinger C., Korner R., Kopajtich R., Byron O. and Barr F.A. (2001) A GRASP55-rab2 effector complex linking Golgi structure to membrane traffic. J. Cell Biol, 155, 877−883.
  401. Simon M.I., Strathmann M.P. and Gautam N. (1991) Diversity of G-proteins in signal transduction. Science, 252, 802−808.
  402. Singer W.D., Brown H.A. and Sternweis P.C. (1997) Regulation of eukaryotic phos-phatidylinositol-specific phospholipase С and phospholipase D. Annu. Rev. Biochem., 66, 475−509.
  403. Singer-Kriiger В., Stenmark H. and Zerial M. (1995) Yeast Ypt51p and mammalian Rab5 counterparts with similar function in the early endocytic pathway. J. Cell Sci., 108, 3509−3521.
  404. E.C. (1979) Measurement of ethylene binding in plant tissue. Plant Physiol, 64, 538−542.
  405. E.C. (1980) Partial purification of an ethylene-binding component from plant tissue. Plant Physiol, 66, 404−406.
  406. E.C. (1982a) Ethylene binding properties of a Triton X-100 extract of mung bean sprouts. J. Plant Growth Regul., 1, 211−218.
  407. E.C. (1982b) Ethylene binding in normal, rin, and nor mutant tomatoes. J. Plant Growth. Regul, 1, 219−225.
  408. E.C. (1984) Distribution and properties of ethylene-binding component from plant tissue. In: Ethylene: Biochemical, Physiological and Applied Aspects, Fuchs Y. and Chalutz E. (eds.), The Hague: Martinus Nijhoff/Dr. W. Junk, pp. 45−54.
  409. E.C. (1991) Ethylene-binding components in plants. In: The Plant Hormone Ethylene, Mattoo A.K., Suttle J.C. (eds.), Boca Raton: CRC Press, pp. 81−99.
  410. Sisler E.C. and Wood C. (1987) Ethylene binding and evidence that binding in vivo and in vitro is to physiological receptor. In: Plant Hormone Receptors, Klambt D. (ed.), Berlin: Springer-Verlag, pp. 239−248.
  411. Sisler E.C. and Wood C. (1988) Competition of unsaturated compounds with ethylene for binding and action in plants. Plant Growth Regul., 7, 181−191.
  412. Sisler E.C. and Wylie P. A. (1978) In vivo measurement of binding to the ethylene binding site. Plant Physiol., 61, S-131.
  413. Sisler E.C., Dupille E. and Serek M. (1996) Effect of 1-methylcyclopropene and me-thylenecyclopropane on ethylene binding and ethylene action on cut carnations. Plant Growth Regul., 18, 79−86.
  414. Sisler E.C., Reid M.S. and Fujino D.W. (1983) Investigation of the mode of action of ethylene in carnation senescence. Acta Hort., 141, 229−234.
  415. Sisler E.C., Reid M.S. and Yang S.F. (1986) Effect of antagonists of ethylene action on binding of ethylene in cut carnations. Plant Growth Regul., 4, 213−218.
  416. Smalle J. and Van Der Straeten D. (1997) Ethylene and vegetative development. Physiol. Plant., 100, 539−605.
  417. Smalle J., Haegman M., Kurepa J., Van Montagu M. and Van Der Straeten D. (1997) Ethylene can stimulate Arabidopsis hypocotyl elongation in the light. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 2756−2761.
  418. Smith A.R., Robertson D., Sanders I.O., Williams R.A.N. and Hall M.A. (1987) Ethylene binding sites. In: Plant Hormone Receptors, KlSmbt D. (ed.), Berlin: Springer-Verlag, pp. 229−238.
  419. Solano R., Stepanova A., Chao Q. and Ecker J.R. (1998) Nuclear events in ethylene signalling: a transduction cascade mediated by ETHYLENE INSENSITIVE3 and ETHYLENE RESPONSE FACTOR 1. Genes Dev., 12, 3703−3714.
  420. Somers D.A., Nourse J.P., Manners J.M., Abrahams S. and Watson J.M. (1995) A gene encoding a cinnamyl alcohol dehydrogenase homolog in Arabidopsis thaliana. Plant Physiol, 108, 1309−1310.
  421. Sontag E., Fedorov S., Kamibayashi C., Robbins D., Cobb M. and Mumby M. (1993) The interaction of SV40 small tumor antigen with protein phosphatase 2A stimulates the MAP kinase pathway and induces cell proliferation. Cell, IS, 887 897.
  422. S.R. (1997) G protein mechanisms: insights from structural analysis. Annu. Rev. Biochem., 66, 639−678.
  423. Steinmann Т., Geldner N., Grebe M., Mangold S., Jackson C.L., Paris S., Gaiweiler L., Palme K. and JOrgens G. (1999) Coordinated polar localization of auxin efflux carrier PIN1 by GNOM ARF GEF. Science, 286, 316−318.
  424. Stenmark H. and Olkkone V.M. (2001) The Rab GTPase family. Genome Biol, 2, 3007.1−3007.7.
  425. Storrie В., Pepperkok R. and Nilsson T. (2000) Breaking the COPI monopoly on Golgi recycling. Trends Cell Biol, 10, 385−391.
  426. T.C. (1995) The synaptic vesicle cycle: a cascade of protein-protein interactions. Nature, 375, 645−653.
  427. Sumi Т., Matsumoto K., Takai Y. and Nakamura T. (1999) Cofilin phosphorylation and actin cytoskeletal dynamics regulated by Rho- and Cdc42-activated LIM-kinase 2. J. Cell Biol, 147,1519−1532.
  428. Sussman M.R. and Firn R.D. (1976) The synthesis of a radioactive cytokinin with high specific activity. Phytochem., 15, 153−155.
  429. Swanson R.V., Alex L.A. and Simon M.I. (1994) Histidine and aspartate phosphorylation: two-component systems and the limits of homology. Trends Biochem. Sci., 19,485−490.
  430. Swarup R., Friml J., Marchant A., Ljung K., Sandberg G., Palme K. and Bennett
  431. M. (2001) Localization of the auxin permease AUX1 suggests two functionally distinct hormone transport pathways operate in the Arabidopsis root apex. Genes Dev., 15, 2648−2653.
  432. Symons M., Derry J.M.J., Karlak В., Jiang S., Lemahieu V., McCormick F., Francke U. and Abo A. (1996) Wiskott-Aldrich syndrome protein, a novel effector for the GTPase Cdc42Hs, is implicated in actin polymerization. Cell, 84, 723 734.
  433. Takai Y., Kaibuchi K., Kikuchi A. and Kawata M. (1992) Small GTP-binding proteins./и*. Rev. Cytol., 133, 187−230.
  434. Takai Y., Sasaki T. and Matozaki T. (2001) Small GTP-binding proteins. Physiol. Rev., 81, 153−208.
  435. Takai Y., Sasaki Т., Shirataki H. and Nakanishi H. (1996) Rab3A small GTP-binding protein in Ca -dependent exocytosis. Genes Cells, 1, 615−632.
  436. Takai Y., Sasaki Т., Tanaka K. and Nakanishi H. (1995) Rho as a regulator of the cy-toskeleton. Trends Biochem. Sci., 20, 227−231.
  437. Tao L.Z., Cheung A.Y. and Wu H.M. (2002) Plant Rac-like GTPases are activated by auxin and mediate auxin-responsive gene expression. Plant Cell, 14, 2745−2760.
  438. Terryn N., Vanmontagu M. and Inze D. (1993) GTP-binding proteins in plants. Plant Mol. Biol., 22,143−152.
  439. The Arabidopsis Genome Initiative (2000) Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana. Nature, 408, 796−815.
  440. Thiel G., Blatt M.R., Fricker M.D., White I.R. and Millner P.A. (1993) Modulation of K+ channels in Vicia guard cells by peptide homologies to the auxin-binding protein С terminus. Proc. Natl. acad. Sci. USA, 90, 11 493−11 497.
  441. Thomas C.J.R., Smith A.R. and Hall M.A. (1984) The effect of solubilization on the character of an ethylene-binding site from Phaseolus vulgaris L. cotyledons. Planta, 160, 474−479.
  442. Thomas C.J.R., Smith A.R. and Hall M.A. (1985) Partial purification of an ethylene-binding site from Phaseolus vulgaris L. cotyledons. Planta, 164, 212−211.
  443. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmougin F. and Higgins D.G. (1997) The ClustalX Windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res., 24, 4876−4882.
  444. Tieman D. and Klee H. (1999) Differential expression of two novel members of the tomato ethylene-receptor family. Plant Physiol, 120, 165−172.
  445. Tieman D.M., Taylor M.G., Ciardi J.A. and Klee H.J. (2000) The tomato ethylene receptors NR and LeETR4 are negative regulators of ethylene response and exhibit functional compensation with a multigene family. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 97, 5663−5668.
  446. Tocque В., Delumeau I., Parker F., Maurier F., Multon M.C. and Schweighoffer F.1997) Ras-GTPase activating protein (GAP): a putative effector for Ras. Cell Signal, 9, 153−158.
  447. A. (1998) The synthesis and cellular roles of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate. Curr. Opin. Cell Biol, 10, 254−261.
  448. Torres M.A., Onouchi H., Hamada S., Machida C., Hammond-Kosack K.E. and Jones J.D.G. (1998) Six Arabidopsis thaliana homologues of the human respiratory burst oxidase (gp91phox). Plant J., 14, 365−370.
  449. Towbin H., Staehelin T. and Gordon J. (1979) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 76,4350−4354.
  450. A.E., Нао Т., Wu G., Yang Z.B. and Clark S.E. (1999) The CLAVATA1 receptor-like kinase requires CLAVATA3 for its assembly into a signaling complex that includes KAPP and a Rho-related protein. Plant Cell, 11, 393−405.
  451. Trotochaud A.E., Jeong S. and Clark S.E. (2000) CLAVATA3, a multimeric ligand for the CLAVATA1 receptor-kinase. Science, 289, 613−617.
  452. Ueda Т., Matsuda N., Uchimiya H. and Nakano A. (2000) Modes of interaction between the Arabidopsis Rab protein, Ara4, and its putative regulator molecules revealed by a yeast expression system. Plant J., 21, 341−349.
  453. Ueda Т., Yamaguchi M., Uchimiya H. and Nakano A. (2001) Агаб, a plant-unique novel type Rab GTPase, functions in the endocytic pathway of Arabidopsis thaliana. EMBO J., 20, 4730−4741.
  454. Ulmasov Т., Murfett J., Hagen G. and Guilfoyle T.J. (1997) Aux/IAA proteins repress expression of reporter genes containing natural and highly active synthetic auxin response elements. Plant Cell, 9, 1963−1971.
  455. Urao Т., Yamaguchi-Shinozaki K., Urao S. and Shinozaki K. (1993) An Arabidopsis MYB homolog is induced by dehydration stress and its gene product binds to the conserved MYB recognition sequence. Plant Cell, 5, 1529−1539.
  456. Valencia A., Chardin P., Wittinghofer A. and Sander C. (1991) The ras protein family: evolutionary tree and role of conserved amino acids. Biochemistry, 30, 46 374 648.
  457. Valster A.H., Hepler P.K. and ChernofT J. (2000) Plant GTPases: the Rhos in bloom. Trends Cell Biol., 10, 141−146.
  458. Van Aelst L. and D’Souza-Schorey C. (1997) Rho GTPases and signalling networks. Genes Dev., 11,2295−2322.
  459. Venis M.A. and Napier R.M. (1995) Auxin receptors and auxin binding proteins. Crit. Rev. Plant Sci., 14, 27−47.
  460. Vera-Estrella R., Barkla B.J., Higgins V.J. and Blumwald E. (1994a) Plant defense response to fungal pathogens. I. Activation of host-plasma membrane H^ATPase by elicitor-induced enzyme dephosphorylation. Plant Physiol., 104, 209−215.
  461. Vera-Estrella R., Higgins V.J. and Blumwald E. (1994b) Plant defense response to fungal pathogens. II. G-Protein-mediated changes in host plasma membrane redox reactions. Plant Physiol., 106, 97−102.
  462. Vernoud V., Horton A.C., Yang Z. and Nielsen E. (2003) Analysis of the small GTPase gene superfamily of Arabidopsis. Plant Physiol., 131, 1191−1208.
  463. Vida T.A. and Emr S.D. (1995) A new vital stain for visualizing vacuolar membrane dynamics and endocytosis in yeast. J. Cell Biol., 128, 779−792.
  464. Vitale A. and Raikhel N.V. (1999) What do proteins need to reach different vacuoles? Trends Plant Sci., 4, 149−15 5.
  465. Vogel J.P., Schuerman P., Woeste K.E., Brandstatter I. and Kieber J.J. (1998a) Isolation and characterization of Arabidopsis mutants defective in the induction of ethylene biosynthesis by cytokinin. Genetics, 149, 417−427.
  466. Voyno-Yasenetskaya T.A. (1998) G proteins and Na+/H* exchange. Biol. Signals Re-cept., 1, 118−124.
  467. Voyno-Yasenetskaya T.A., Conklin B.R., Gilbert R.L., Hooley R., Bourne H.R. and Barber D.L. (1994) Ga13 stimulates Na±H+ exchange. J. Biol. Chem., 269, 47 214 724.
  468. Vriezen W., van Rijn C., Voesenek A. and Mariani C. (1997) A homolog of the Arabidopsis thaliana ERS gene is actively regulated in Rumex palustris upon flooding. Plant J., 11, 1265−1271.
  469. Wada M., Nakanishi H., Satoh A., Hirano H., Obaishi H., Matsuura Y. and Takai Y. (1997) Isolation and characterization of a GDP/GTP exchange protein specific for the Rab3 subfamily small G proteins. J. Biol. Chem., 272, 3875−3878.
  470. Walter H. and Larsson C. (1994) Partitioning procedures and techniques: cells, organelles, and membranes. Method. Enzymol., 228, 42−63.
  471. Wang K.L.C., Li H. and Ecker J.R. (2002) Ethylene biosynthesis and signaling networks. Plant Cell, 14, S131 -S151.
  472. Wang M., Sedee N.J.A., Heidekamp F and Snaar-Jagalska B.E. (1993) Detection of GTP-binding proteins in barley aleurone protoplasts. FEBSLett., 329, 245−248.
  473. Warner H.L. and Leopold A.C. (1971) Timing of growth regulator-responses in peas. Biochem. Biophys. Res. Commun., 44, 989−999.
  474. Warpeha K.M.F., Hamm H.E., Rasenick M.M. and Kaufman L.S. (1991) A blue-light-activated GTP-binding protein in the plasma membranes of etiolated peas. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 8925−8929.
  475. Warpeha K.M.F., Kaufman L.S. and Briggs W.R. (1992) A flavoprotein may mediate the blue light-activated binding of guanosine 5'-triphosphate to isolated plasma membrane of Pisum sativum. Photochem. Photobiol, 55, 595−603.
  476. Weiss С.A., Garnaat C.W., Mukai K., Hu Y. and Ma H. (1994) Isolation of cDNAs encoding guanine nucleotide-binding protein p-subunit homologues from maize (ZGB1) and Arabidopsis (AGB1). Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 9554−9558.
  477. Welch M., Chinardet N., Mourey L., Birch C. and Samama J.P. (1998) Structure of the Chey-binding domain of histidine kinase CheA in complex with CheY. Nat. Struct. Biol., 5,25−28.
  478. White I.R., Wise A., Finan P.M., Clarkson J. and Millner P.A. (1992) GTP-binding proteins in higher plant cells. In: Transport and Receptor Proteins in Plant Membranes, Cooke D.T. and Clarkson D.T. (eds.), New York: Plenum Press, pp. 185 192.
  479. White J., Johannes L., Mallard F., Girod A., Grill S., Reinsch S., Keller P., Tzschaschel В., Echard A., Goud B. and Stelzer E.H.K. (1999) Rab6 coordinates a novel Golgi to ER retrograde transport pathway in live cells. J. Cell Biol, 147, 743−759.
  480. Wilkie T.M. and Yokoyama S. (1994) Evolution of the G protein a subunit multigene family. Soc. Gen. Physiol, 49, 249−270.
  481. Wilkinson J.Q., Lanahan M.B., Yen H.-C., Giovannoni J.J. and Klee H.J. (1995) An ethylene-inducible component of signal transduction encoded by Never-ripe. Science, 270,1807−1809.
  482. Williams N.T. and Roberts T.M. (1994) Signal transduction pathways involving the Raf proto-oncogene. Cancer Metastasis Rev., 13, 105−116.
  483. Williams R.A.N., Smith A.R. and Hall M.A. (1987) Characterization and purification of an ethylene binding component from developing cotyledons of Phaseolits vulgaris L. In: Plant Hormone Receptors, Klambt D. (ed.), Berlin: Springer-Verlag, pp. 303−309.
  484. Wilson B.S., Nuoffer C., Meinkoth J.L., McCaffery M., Feramisco J.R., Balch W.E. and Farquhar M.G. (1994) A Rabl mutant affecting guanine nucleotide exchange promotes disassembly of the Golgi apparatus. J. Cell Biol, 125, 557−57.
  485. Winge P., Brembu T. and Bones A.M. (1997) Cloning and characterization of Rac-like cDNAs from Arabidopsis thaliana. Plant Mol. Biol, 35, 483−495.
  486. Wise A. and Millner P. A. (1992) Evidence for the presence of GTP-binding proteins in tobacco leaf and maize hypocotyls plasmalemma. Biochem. Soc. Trans., 20, 7S.
  487. Wise A., Thomas P.G., Carr Т.Н., Murphy G.A. and Millner P.A. (1997) Expression of the Arabidopsis G-protein GPal: purification and characterization of the recombinant protein. Plant Mol Biol, 33, 723−728.
  488. Woeste K.E. and Kieber J.J. (2000) A strong loss-of-function mutation in RANI results in constitutive activation of the ethylene response pathway as well as a rosette-lethal phenotype. Plant Cell, 12, 443−455.
  489. Woeste K.E., Vogel J.P. and Kieber J.J. (1999) Factors regulating ethylene biosynthesis in etiolated Arabidopsis thaliana seedlings. Physiol Plant., 105, 478−484.
  490. Wu G., Gu Y., Li S.D. and Yang Z.-B. (2001) A genome-wide analysis of Arabidopsis Rop-interactive CRIB motif-containing proteins that act as Rop GTPase targets. Plant Cell, 13,2841−2856.
  491. Wu G., Li H. and Yang Z. (2000) Arabidopsis RopGAPs are a novel family of Rho GTPase-activating proteins that require the Cdc42/Rac-interactive binding motif for Rop-specific GTPase stimulation. Plant Physiol, 124, 1625−1636.
  492. Wu W.H. and Assmann S.M. (1994) A membrane-delimited pathway of G-protein regulation of the guard-cell inward K+ channel. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 91, 6310−6314.
  493. Xia G., Ramachandran S., Hong Y., Chan Y.S., Simanis V. and Chua N.H. (1996) Identification of plant cytoskeletal, cell cycle-related and polarity-related proteins using Schizosaccharomycespombe. Plant J., 10, 761−769.
  494. Xing Т., Higgins V.J. and Blumwald E. (1997a) Identification of G proteins mediating fungal elicitor-induced dephosphorylation of host plasma membrane FT-ATPases. J. Exp. Bot., 48,229−237.
  495. Xing Т., Higgins V.J. and Blumwald E. (1997b) Race-specific elicitors of Cladospo-rium fulvum promote translocation of cytosolic components of NADPH oxidase to the plasma membrane of tomato. Plant Cell, 9, 249−259.
  496. Yaku H., Sasaki T. and Takai Y. (1994) The Dbl oncogene product as a GDP/GTP exchange protein for the Rho family: its properties compared with those of Smg GDS. Biochem. Biophys. Res. Commun., 198, 811−817.
  497. Yamada M., Tachibana Т., Imamoto N. and Yoneda Y. (1998) Nuclear transport factor plO/NTF2 functions as a Ran-GDP dissociation inhibitor (Ran-GDI). Curr. Biol., 8, 1339−1342.
  498. Yang N., Higuchi O., Ohashi K., Nagata K., Wada A., Kangawa K., Nishida E. and Mizuno K. (1998) Cofilin phosphorylation by LIM-kinase 1 and its role in Rac-mediated actin reorganization. Nature, 393, 809−812.
  499. Yang S.F. and Hoffman N.E. (1984) Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants. Annu. Rev. Plant Physiol, 35, 155−189.
  500. Z. (2002) Small GTPases: versatile signaling switches in plants. Plant Cell, 14, S375-S388.
  501. Z.B. (1998) Signaling tip growth in plants. Curr. Opin. Plant Biol, 1, 525−530.
  502. Yang Z.B. and Watson J.C. (1993) Molecular cloning and characterization of Rho, a Ras-related small GTP-binding protein from the garden pea. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 90, 8732−873.
  503. Yip W.-K., Moore T. and Yang S.F. (1992) Differential accumulation of transcripts for four tomato 1-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase homologs under various conditions. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 89, 2475−2479.
  504. York R.D., Yao H., Dillon Т., Ellig C.L., Eckert S.P., McCleskey E.W. and Stork P.J.S. (1998) Rapl mediates sustained MAP kinase activation induced by nerve growth factor. Nature, 392, 622−626.
  505. Yoshida K., Nagano Y., Murai N. and Sasaki Y. (1993) Phytochrome-regulated expression of the genes encoding the small GTP-binding proteins in peas. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 6636−6640.
  506. S. (1994) Isolation of smooth endoplasmic reticulum and tonoplast from etiolated mung bean hypocotyls. Method. Enzymol., 228, 482−489.
  507. Zaina S., Breviario D., Mapelli S., Bertani A. and Reggiani R. (1994) Two putative G-protein a subunits dissociate from rice coleoptile membranes after GTP stimulation. J. Plant Physiol., 143, 293−297.
  508. Zaina S., Mapelli S., Reggiani R. and Bertani A. (1991) Auxin and GTPase activity in membrane from aerobic and anaerobic rice coleoptile. J. Plant Physiol., 138, 760 762.
  509. Zaina S., Reggiani R. and Bertani A. (1990) Preliminary evidence for involvement of GTP-binding protein (s) in auxin signal transduction on rice (Oriza sativa L.) coleoptile. J. Plant Physiol., 136, 653−658.
  510. Zerial M. and McBride H. (2001) Rab proteins as membrane organizers. Nat. Rev. Mol. Cell Biol, 2, 107−117.
  511. Zhang F.L. and Casey P.J. (1996) Protein prenylation: molecular mechanisms and functional consequences. Annu. Rev. Biochem., 65, 241−269.
  512. Zhang S.J., Han J.H., Sells M.A., Chernoff J., Knaus U.G., Ulevitch R.J. and Bokoch G.M. (1995) Rho family GTPases regulate p38 mitogen-activated protein kinase through the downstream mediator PAK1. J. Biol Chem., 270, 2 393 423 936.
  513. Zheng Y., Bender A. and Cerione R.A. (1995) Interactions among proteins involved in bud-site selection and bud-site assembly in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol Chem., 270, 626−630.
  514. Zheng Z.-L. and Yang Z.B. (2000a) The Rop GTPase switch turns on polar growth in pollen. Trends Plant Sci., 5, 298−303.
  515. Zheng Z.-L. and Yang Z.B. (2000b) The Rop GTPase: an emerging signaling switch in plants. Plant Mol. Biol, 44, 1−9.
  516. Zhou D" Kalaitzis P., Mattoo A. and Tucker M. (1996a) The mRNA for an ETRl homologue in tomato is constitutively expressed in vegetative and reproductive tissue. Plant Mol Biol, 30, 1331−1338.
  517. Zhou D., Mattoo A. and Tucker M. (1996b) Molecular cloning of a tomato cDNA encoding an ethylene receptor. Plant Physiol, 110, 1435−1436.
  518. Zhu X., Jiang M.S., Peyton M., Boulay G., Hurst R., Stefani E. and Birnbaumer L. (1996) trp, a novel mammalian gene family essential for agonist-activated capaci-tative Ca2+ entry. Cell, 85, 661−671.
  519. I.B. (2001) The superfamily of chemotaxis transducers: from physiology to genomics and back. Adv. Microb. Physiol, 45, 157−198.
  520. Zondag G.C.M., Evers E.E., ten Klooster J.P., Janssen L., van der Kammen R.A. and Collard J.G. (2000) Oncogenic Ras downregulates Rac activity, which leads to increased Rho activity and epithelial-mesenchymal transition. J. Cell Biol., 149, 775−782.
  521. JT никогда не забуду Майка, Фжилл и Сэйру Холл. Юля меня большая честь и счастье быть принятыми в замечательной семье.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!