Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Выделение и характеристика ДНК-полимеразы ? из яйцеклеток и эмбрионов костистой рыбы вьюн (Misgurnus fossilis L.)

Диссертация: Выделение и характеристика ДНК-полимеразы ? из яйцеклеток и эмбрионов костистой рыбы вьюн (Misgurnus fossilis L.)
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Полученные данные свидетельствуют о том, что репаративные интермедиаты, содержащие неспаренные 3'-концевые участки и короткие однонитевые бреши, могут служить мишенью для репарирующей активности ДНК-полимеразы 5 в клеточном ядре. Предполагается, что ДНК-полимераза 8 может заполнять короткие бреши без участия вспомогательных факторов процессивности. ДНК-полимераза 8 связывается… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. ВВЕДЕНИЕ
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 2. 1. Повреждения в ДНК и способы их устранения
    • 2. 2. Механизмы репарации ДНК
      • 2. 2. 1. Эксцизионная репарация основания
      • 2. 2. 2. Эксцизионная репарация нуклеотидного остатка
      • 2. 2. 3. Репарация разрывов ДНК
      • 2. 2. 4. Репарация межцепочечных сшивок ДНК
    • 2. 3. Репаративные ДНК-полимеразы
      • 2. 3. 1. ДНК-полимераза
      • 2. 3. 2. ДНК-полимеразы 5 и б
      • 2. 3. 3. ДНК-полимеразы А, 0 и j
    • 2. 4. ДНК-полимеразы, «преодолевающие» повреждения в ДНК
    • 2. 5. Репликативные ДНК-полимеразы
    • 2. 6. ДНК-полимеразы в раннем развитии животных
  • 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • Источник и квалификация основных реактивов и ферментов
  • Фракционирование ДНК-полимераз
  • Очистка ДНК-полимеразы
  • Иммуноблоттинг
  • Получение субстратов для экзонуклеазы, меченных 3Н и 32Р на З'-конце и на 5'-конце, соответственно
  • Определение активности 3f—"5'-экзонуклеазы
  • Элонгация затравов ДНК-полимеразой
  • Связывание ДНК-полимеразы 5 с ДНК-субстрвтами
  • Определение ДНК-полимеразной активности в геле
  • Определение активности ДНК-полимераз
  • Электрофоретическое разделение белков и нуклеиновых кислот
  • Определение концентрации белка и соли
  • 4. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 4. 1. Идентификация ДНК-полимеразы 5 в экстрактах яйцеклеток вьюна
    • 4. 2. Выделение ДНК-полимеразы
    • 4. 3. Характеристика ДНК-полимеразы
  • 3. '—"5'-экзонуклеазная активность
  • Матричные свойства ДНК-полимеразы
  • Ингибиторный анализ ДНК-полимеразы
    • 4. 4. Реакция элонгации, катализируемая ДНК-полимеразой
  • Связывание ДНК-полимеразы 5 с ДНК
    • 4. 5. Изменение активности ДНК-полимеразы 8 в раннем развитии вьюна
  • 5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
  • 6. ВЫВОДЫ

Выделение и характеристика ДНК-полимеразы ? из яйцеклеток и эмбрионов костистой рыбы вьюн (Misgurnus fossilis L.) (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Репликация и репарация ДНК являются важнейшими процессами, которые направлены на поддержание стабильности клеточного генома. Изучение этих процессов на ранних этапах эмбрионального развития животных представляется наиболее интересным ввиду интенсивного функционирования репликативных ферментов и факторов в активно пролиферирующих клетках и повышенной потребности в быстрой репарации различных повреждений ДНК в этих условиях. Репликативный и репаративный синтез ДНК в ходе первых делений клеток эмбриона обеспечивается запасенными в зрелых ооцитах ДНК-полимеразами. В течение двух десятилетий были известны пять эукариотических ДНК-полимераз — ДНК-полимеразы а, (3, у, 8 и 8, однако в последние несколько лет в клетках эукариот обнаружено еще 10 ДНК-полимераз — ДНК-полимеразы тj, 9, г, к, X, о, REV1 и TDT. Установлено, что некоторые ДНК-полимеразы (как, например, ДНК-полимераза а) выполняют, в основном, репаративные функции, некоторые (ДНК-полимеразы Р Д, 6, |л) — репаративный синтез ДНК, а ряд ДНК-полимераз (ДНК-полимеразы 5, 8, у) являются как репликативными, так и репаративными. Кроме того, показано, что несколько вновь открытых ДНК-полимераз (ДНК-полимеразы С, г|, I, к, REV1) способны «преодолевать» некоторые повреждения в ДНК без предварительного их устранения. Несомненно, идентификация и изучение ДНК-полимераз в эмбриогенезе животных могут способствовать пониманию механизмов репликации и репарации ДНК у эукариот.

Настоящее исследование является продолжением цикла работ по изучению ДНК-полимераз в раннем развитии костистых рыб (Misgurnus fossilis L.), проводимых в лаборатории биохимии Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН. Использование вьюна в качестве объекта биохимических исследований процесса развития предоставляет уникальную экспериментальную возможность получать синхронно развивающиеся яйцеклетки и эмбрионы в препаративных количествах, необходимых для выделения ферментов и анализа их свойств. Ранее из яйцеклеток и эмбрионов вьюна выделены и охарактеризованы репликативная ДНК-полимераза а, репаративная ДНК-полимераза (3 и митохондриальная ДНК-полимераза у (Mikhailov and Gulyamov, 1983; Шарова и др., 1992; Шарова и др., 1993; Шарова и Михайлов, 1995). Обнаружено, что зрелые яйцеклетки вьюна содержат аномально низкое количество ДНК-полимеразы р в сравнении с яйцеклетками других видов (Mikhailov and Gulyamov, 1983; Carre et al., 1981; Matsumoto et al., 1994). Поэтому стоит вопрос о возможном участии других ДНК-полимераз в репарации повреждений ДНК на ранних этапах эмбриогенеза костистой рыбы вьюн.

Цели данной работы сформулированы следующим образом. Идентифицировать ДНК-полимеразу 5 в зрелых яйцеклетках и эмбрионах вьюна, получить частично очищенный препарат ДНК-полимеразы 8 из зрелых яйцеклетокизучить энзиматические и физико-химические свойства ДНК-полимеразы 5, а также исследовать механизмы ее взаимодействия с репаративными интермедиатами в модельных системах. Решение поставленных задач может выявить новые пути репарации ДНК и их специфику в раннем развитии животных.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

6. выводы.

1. В яйцеклетках и эмбрионах костистой рыбы вьюн (Misgurnus fossilis L.) идентифицирована ДНК-полимераза 5 с помощью иммунохимического и ингибиторного анализа, а также на основе изучения физико-химических и энзиматических свойств. ДНК-полимераза 8 из яйцеклеток частично очищена с помощью колоночной хроматографии.

2. ДНК-полимераза 8 вьюна осуществляет процессивный синтез ДНК в дуплексах с короткими однонитевыми брешами (размером в 5 — 9 н.о.) в отсутствие факторов процессивности PCNA, RF-C и RPA. При этом фермент заполняет бреши полностью и терминирует синтез непосредственно перед 5'-концевым нуклеотидом, ограничивающим брешь, или добавляет в растущую цепь дополнительно 1 н.о. ДНК-полимераза 8 не осуществляет синтез ДНК со смещением нити, ограничивающей брешь.

3. Методом электрофореза в полиакриламидном геле с задержкой показано, что ДНК-полимераза 8 при связывании с ДНК, содержащей короткую брешь, одновременно взаимодействует с праймер-матрицей и 5'-концом фрагмента, ограничивающим брешь.

4. ДНК-полимераза 8 связывается с праймер-матрицами, содержащими неспаренные 3'-концы праймеров, с существенно большим сродством, чем с праймер-матрицами, содержащими спаренные 3'-концы праймеров. Этот результат указывает на участие экзонуклеазного центра фермента во взаимодействии с ДНК-субстратами, содержащими неспаренные 3'-концевые участки.

5. Полученные данные свидетельствуют о том, что репаративные интермедиаты, содержащие неспаренные 3'-концевые участки и короткие однонитевые бреши, могут служить мишенью для репарирующей активности ДНК-полимеразы 5 в клеточном ядре. Предполагается, что ДНК-полимераза 8 может заполнять короткие бреши без участия вспомогательных факторов процессивности.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Т., Фрич Е., Сэмбрук Д. // Молекулярное клонирование. -1984. -Мир
  2. А.А., Иваненков В. В., Мещеряков В. Н. Выделение актина на разных стадиях развития вьюна // Биохимия —1987. -т. 52. -ч. 2. -с.342−347
  3. B.C. ДНК-полимеразы эукариот // Мол. Биол. -1999. -т. 33. -№ 4. -с.567−580
  4. B.C., Гулямов Д. Б. Выделение и характеристика ДНК-полимераз альфа, бета и гамма из клеток вьюна Misgurnus fossilis L. // Биохимия-1981. -т. 46. -ч. 9. -с. 1539−1547
  5. А.А. Использование метода радиационной инактивации ядер для исследования их функций в раннем развитии рыб // Журн. Общ. Биол. -1959.-т. 20, -с.202−213
  6. Н.П., Елисеева Е. Д., Михайлов B.C. Изменение активности двух форм ДНК-полимеразы, а в эмбриогенезе костистой рыбы Misgurnus fossilis (вьюн) // Биохимия. -1992. -т. 57. -вып. 6. -с. 937−944
  7. Н.П., Елисеева Е. Д., Михайлов B.C. Взаимоотношение двух форм ДНК-полимеразы альфа из икры костистой рыбы Misgurnus fossilis L. // Биохимия -1993. -т. 58. -с.1965−1976
  8. Н.П., Михайлов B.C. ДНК-полимераза, а в раннем развитии костистой рыбы Misgurnus fossilis (вьюн) // Биохимия. -1995. -т. 60. -вып. 9. -с. 1477−1485
  9. Ahn J.W., Kraynov V.S., Zhong X.J., Werneburg B.G., Tsai M.D. Polymerase beta in single nucleotide gap filling synthesis // Biochem j. -1998. -v. 331. — p.79−87
  10. Arkin M.R., Stemp E.D.A., Pulver S.C., Barton J.K. Long-range oxidation of guanine by Ru (III) in duplex DNA //Chemistry & Biology -1997. -v. 4. -No. 5. -p.3 89−400
  11. Baker T.A., Bell S.P. Polymerases and the replisome: machines within machines // Cell -1998. -v. 92. -p. 295−305
  12. Banks G.R., Boezi J.A., Lehman I.R. A high molecular weight DNA polymerase from Drosophila melanogaster embryos. Purification, structure and partial characterization // J. Biol. Chem. -1979. -v. 254. -No. 19. -p.9886−9892
  13. Bauer G.R., Heller H.M., Burgers m. DNA polymerase III from Saccharomyces cerevisiae. Purification and characterization // J. Biol. Chem. -1988. -v. 263. -p.917−924
  14. Baumann P. and West S.C. DNA and joining catalized by human cell-free extracts // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1998. -v. 95. -p. 14 066−14 070
  15. Bennet R.A.O., Wilson D.M., Wong D., Demple B. Interaction of human apurinic endonuclease and DNA polymerase beta in the base excision repair pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1997. -v. 94. -No. 14. -p.7166−7169
  16. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of proteins utilitising the principal of protein dye binding // Analyt. Biochem. -1976. -v. 72. -No. 1. -p.248−254
  17. Burgers M. Saccharomyces cerevisiae replication factor C. Formation and activity of complexes with proliferating cell nuclear antigen and with DNA polymerases delta and epsilon // J. Biol. Chem. -1991. -v. 266. -p.22 698−22 706
  18. Carre D., Signoret J., Lefresne J., David J.C. Enzymes involved in DNA replication in the axolotl. Analysis of the forms and activities of DNApolymerase and DNA ligase during development // Develop. Biol. -1981. -v. 87.-No. 1.-p. 114−125
  19. Cary R.B., Peterson S.R., Wang J., Bear D.G., Bradbury E.M., Chen D.J. DNA looping by Ku and the DNA-dependent protein kinase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1997. -v. 94. -p.4267−4272
  20. Chagovetz A.M., Sweasy J.B., Preston B.D. Increased activity and fidelity of DNA polymerase beta on single-nucleotide gapped DNA // J. Biol. Chem. -1997. -v. 272. -p.27 501−27 504
  21. Chen S. Accurate in vitro end-joining of a DNA double-strand break with partially conesive З'-overhangs and З'-phosphoglycolate termini: effect of Ku on repair fidelity //J. Biol. Chem. -2001. -v.276. -p.24 323−24 330
  22. Cheng S., Sancar A. and Hearst J.E. RecA dependent incision of psoralen-crosslinked DNA by (A)BC excinuclease // Nucleic Acids Res. -1991. -v. 19. -p.657−663
  23. Chui G., Linn S. Futher characterization of HeLa DNA polymerase epsilon // J. Biol. Chem. -1995. -v. 270. -No. 14. -p.7799−7808
  24. Claycomb W.C. DNA synthesis and DNA enzymes in terminally differentiating cardiac muscle cells // Exp. Cell Res. -1979. -v. 118. -No. 1. -p. 111−114
  25. Cole R.S. Repair of DNA containing interstrend cross-links in Ecsherichia coli: sequential excision and recombination // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1973. -v. 70.-p. 1064−1068
  26. Cotterill S., Chui G., Lehman I.R. DNA polymerase-primase from embryos of Drosophila melanogaster // J. Biol. Chem. -1987. -v. 262. -No. 33. -p.16 105−16 108
  27. Cox L.S. Who binds with: competition for PCNA rings out cell-cycle changes // Trends Cell Biol. -1997. -v. 7. -p.493−498
  28. Critchlow S.E. and Jackson S.P. DNA end-joining: from yeast to man // Trends. Biochem. Sci. -1998. -v. 23. -p.394−398
  29. Dardalhon M. and Averbeck D. Pulsed-field gel electrophoroses analysis of the repair of psoralen plus UV indused DNA photoadducts in Saccharomyces cerevisiae II Mutat. Res. -1995. -v. 336. -p.49−60
  30. Dawid I. Deoxyribonucleic acid in amfibian eggs // J. Mol. Biol. -1965. -v. 3. -p.581−599
  31. Deng G.R., Wu R. Terminal transferase: use of the tailing of DNA and for in vitro mutagenesis. // Methods Enzymol. -1983. -v. 100. -p.96−116
  32. Dianov G., Price A., Lindahl T. Generation of single-nucleotide repair patches following excision of uracil residues from DNA // Mol. Cell. Biol. -1992. -v. 12. -p.1605−1612
  33. Dizdaroglu M. Oxidative damage to DNA in mammalian chromatin // Mutat. Res. -1992. -v. 275. -No. 3−6. -p.331−342
  34. Dresler S.L., Frattini M.K. DNA replication and UV-induced DNA repair syntesis in human fibroblasts are much less sensitive than DNA polymerase a to inhibition by butylphenyl-deoxyguanosine triphosphate // Nucleic Acids Res. -1986.-v. 14. -p.7093−7102
  35. Eissenberg J.C., Ayyagari R., Gomes X.V., Burgers P.M. Mutations in yeast proliferating cell nuclear antigen define distinct sites for interaction with DNA polymerase delta and DNA polymerase epsilon // Mol. Cell. Biol. -1997. -v. 17. -p.6367−6378
  36. Fansler В., Loeb L.A.Sea urchin nuclear DNA polymerase. Changing localization during early development // Exp. Cell Res. -1969. -v. 57. -p.305−310
  37. Foiani M., Liberi G., Lucchini G., Plevani P. Cell cycle-dependent phosphorylation and dephosphorylation of the yeast DNA polymerase a -primase В subunit К Mol. Cell. Biol. -1995. -v. 15. -p.883−891
  38. Fotedar R., Cannella D., Fitzgerald P., Rousselle Т., Gupta S., Doree M., Fotedar A. Role for cyclin A-dependent kinase in DNA replication in human S phase cell extracts // J. Biol. Chem. -1996. -v. 271. -p.31 627−31 637
  39. Fox A.M., Breaux C.B., Benbow R.M. Intracellular localization of DNA polymerase activities within large oocytes of the frog, Xenopus laevis // Develop. Biol. -1980. -v. 80. -No. 1. -p.79−95
  40. Garsia-Diaz M., Bebenek K., Kunkel T.A., Beanco L. Identification of an 5'-deoxyribose-5-phosphate lyase activity in human DNA polymerase a // J. Biol. Chem. -2001. -v. 276. -No. 37. -p.34 659−34 663
  41. Gaudette M.F., Benbow R.M. Replication forks are underrepresented in chromosomal DNA of Xenopus laevis embryos // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1986. -v. 83. -No. 16. -p.5953−5957
  42. Gottlieb T.M. and Jackson S.P. The DNA-dependent protein kinase: requirement for DNA ends and association with Ku antigen // Cell. -1993. -v. 72. -p.131−142
  43. Haber J.I. Partners and path ways: repairing a double-strand break // Trends Genet. -2000. -v. 16. -p.259−264
  44. Нага K., Tydeman P., Kirscher M. A cytoplasmic clock with the same period as the division cycle in Xenopus eggs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1980. -v. 77. -No. 1. -p.462−466
  45. Haracska L., Johnson R.E., Unk I., Phillips B.B., Hurwitz J., Prakash L., Prakash S. Targeting of human DNA polymerase iota to the replication machinery via interaction with PCNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -2001. -v. 98.-p. 14 256−14 261
  46. Haracska L., Prakash L., Prakash S. Yeast Revl protein is a G template-specific DNA polymerase // J. Biol. Chem. -2002. -v. 277. -p.15 546−15 551
  47. Hindges R., Hubscher U. DNA polymerase delta, an essential enzyme for DNA transactions // Biol. Chem/ -1997. -v. 378. -No. 5. -p.345−362
  48. Hobart P.M., Infante A.A. A low molecular weight DNA polymerase b in the sea urchin Strongylocentrorus purpuratus // J. Biol. Chem. -1978. -v. 253. -No. 22. -p.8229−8238
  49. Hoffmann J.S., Pillaire M.J., Maga G., Podust V., Hubscher U., Villani G. DNA polymerase beta bypasses in vitro a single d (GpG)-cisplatin adduct placed on codon 13 of the HRAS gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1995. -v. 92. -No. 12. —p.5356−5360
  50. Hubscher U., Kuenzle C.C., Sparadi S. Variation of DNA polymerase a, b and g during perinatal growth and differentiation // Nucl. Acids Res. -1977. -v. 4. -No. 8. -p.2917−2929
  51. Hubscher U., Maga G., Podust V. DNA replication accessory proteins // DNA replication in eukariotic cells / Ed. M.L. DePamphilis. N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory Press. -1996. -p.525−543
  52. Hubscher U., Seo Y.-S. Replication of the lagging strand: a consert of at least 23 polypeptides // Mol. Cells. -2001. -v. 12. -No. 2. -p. 149−157
  53. Hunting D.J., Gowans B.J., Dresler S.L. DNA polymerase 5 mediates excision repair in growing cells damages with ultraviolet radiation // Biochem. Cell. Biol. -1991.-v. 69. -p.303−308
  54. Jachymcryk W.S., Yon Borstel R.C., Mowat M.R., Hastings P.J. Repair of interstrand cross-links in DNA of Saccharomyces cerevisiae requires two systems for DNA repair: the RAD3 and the RAD51 system I I Mol. Gen. Genet. -1981.-v. 182.-p.l96−205
  55. Jackson S.P. Sensing and repairing DNA double-strand breaks // Carcinogenesis. -2002. -v. 23. -No. 5. -p.687−696
  56. Johansson E., Majka J. Burgers P.M. Structure of DNA polumerase (delta) from S. cerevisiae // J.Biol. Chem. -2001. -v.276. -No. 47. -p.43 824−43 828
  57. Johnson R.E., Prakash S., Prakash L. Efficient bypass of a thymine-thymine dimmer by yeast DNA polymerase r| // Sciences. -1999. -v. 283. -p. 1001−1004
  58. Johnson R.E., Prakash S., Prakash L. The human DINB 1 gene encodes the DNA polymerase Pol 0 // Рос. Natl. Acad. Sci. USA -2000. -v. 97. -p.3838−3843
  59. Jonsson Z.O., Hindges R., Hubscher U. Regulation of DNA replication and repair proteins through interaction with the front side of proliferating cell nuclear antigen // EMBO. -1998. -v. 17. -p.2412−2425
  60. Kanaar R., Holijmakers J.H., Van Gent D.C. Molecular mechanisms of DNA double-strand break repair // Trends. Cell. Biol. -1998. -v. 8(12). -p.483−489
  61. Klungland A., Lindahl T. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: Reconstitution with purified proteins and requirementfor DNase IV (FEN1) // EMBO J. -1997. -v. 16. -No. 11. -p.3341−3348
  62. Kohn K.W. Beyond DNA cross-linking: history and prospects of DNA-targeted cancer treatment // Cancer Res. -1996. -v. 56. -p.5535−5546
  63. Y., Asahara H., Patel V.S., Zhou S., Linn S. Purification, cDNA cloning, and gene mapping of the small subunit of human DNA polymerase epsilon // J. Biol. Chem. -1997. -v. 272. -p.32 337−32 344
  64. R., Hannon G.J., Beach D., Stillman B. Subcellular distribution of p21 and PCNA in normal and repair-deficient cells following DNA damage // Current Biol. -1996. -v. 6. -No. 2. -p. 189−199
  65. Maga G., Fronin I., Spadari S., Hubscher U. Replication protein A as a «fidelity clamp» for DNA polemerase a // J. Biol. Chem. -2001. -v. 276, -p.l8235−18 242
  66. Maga G., Hubscher U. DNA polymerase epsilon interacts with proliferating cell nuclear antigen in primer recognition and elongation // Biochemistry. -1995. -v. 32.-No. 3.-p.891−901
  67. Matsukage A., Kitani H., Yamaguchi M., Kusakabe M., Morita Т., Koshida Y. Differentiation of lens and neural cells in chiken embryo is accompanied by simultaneous decay of DNA replication machinery // Develop. Biol. -1986. -v. 117.-No. 1. -p.226−232
  68. Matsumoto Y., Kim K. Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase beta during DNA repair II Science. -1995. -v. 269. -No. 5224. p.699−702
  69. Matsumoto Y., Kim K., Bogenhagen D. Proliferating cell nuclear antigen-dependent abasic site repair in Xenopus laevis oosytes: an alternative pathway of base excision DNA repair // Mol. Cell Biol. -1994. -v. 14. -No. 9. -p.6187−6197
  70. Matsumoto Y., Kim K., Katz D.S., Feng J.A. Catalytic center of DNA polymerase beta for excision of deoxyribose phosphate groups // Biochemistry -1998. -v. 37. -p.6456−6464
  71. Mikhailov V.S. DNA polymerases in the early development of a teleost fish Misgurnus fossilis (Loach) // Sov. Sci. Rev.: Physiol. Gen. Biol. -1987. -v. 1. -p.501−527
  72. Morrison A., Araki H., Clark A.B., Hamatake R.K., Sugino A. A third essential DNA polymerase in S. cerevisiae // Cell -1990. -v. 62. -p. 1143−1151
  73. Mossi R., Jonsson Z.O., Allen B.L., Hardin S.H., Hubscher U. Replication factor С interacts with the c-terminal side of proliferating cell nuclear antigen // J. Biol. Chem. -1997. -v. 272. -No. 3. -p.1769−1776
  74. Mu D., Park C.H., Matsunaga Т., Hsu D.S., Reardon J.T., Sancar A. Reconstitution of human DNA repaie excision nuclease in a highly defined system // J. Biol. Chem. -1995. -v. 270. -No. 6. -p.2415−2418
  75. Mullen G.P., Antich W., Maciejewski M.W., Prasad R., Wilson S.H. Insights into the mechanism of the beta-elimination catalyzed by the N-terminal domain of DNA polymerase beta // Tetrahedron. -1997. -v. 53. -No. 35. -p. 1 205 712 066
  76. Narayan S., Beard W.A., Wilson S.H. DNA damage-indused transcriprional activation of a human DNA polymerase beta chimeric promoter: recruitment of preinitiation complex in vitro by ATF/CREB // Biochemistry. -1995. -v. 34. -No. 1. -p.73−80
  77. Narayan S., He F., Wilson S.H. Activation of the human DNA polymerase beta promoter by a DNA-alkylating agent through indused phosphorylation of cAMP response element-binding protein-1 // J. Biol. Chem. -1996. -v. 271. -p. 1 850 818 513
  78. Navas T.A., Zhou Z., Elledge S.J. DNA polymerase epsilon links the DNA replication machinery to the S phase checkpoint // Cell. -1995. -v. 80. p.29−39
  79. Nelson J.R., Lawrense C.W. and Hinkle D.C. Deoxycitidyl transferase activity of yeast REV1 protein // Nature. -1996a. -v. 382. -p.729−731
  80. Nelson J.R., Lawrense C.W. and Hinkle D.C. Thymine-thymine dimer bypass by yeast DNA polymerase? // Science. -1996b. -v. 272. -p. 1646−1649
  81. Nichols A.F., Sancar A. Purification of PCNA as a nucleotide excision repair protein //Nucleic. Acids. Res. -1992. -v. 20. -p.3559−3564
  82. Nishida C., Reinhard P., Linn S. DNA repair synthesis in human fibroblasts requires DNA polymerase 6 // J. Biol. Chem. -1998. -v. 263. -p.501−510
  83. Oakley B.R., Kirsch D.R., Morris N.R. A simplified ultrasensitive silver stain for detecting proteins in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. -1980. -v. 105. -No. 2. -p.361−366
  84. Park H., Davis R., Wang T.S.F. Studies of Schizosaccharomyces pombe DNA polymerase alpha at different stages of the cell cycle // Nucl. Acids. Res. -1995. -v. 23. -No. 21. -p.4337−4344
  85. Pastink A., Ecken J. C., Lohman P.H. Genomic integrity and the repair of double-strand DNA breaks // Mutat. Res. -2001. -v. 480. -p.37−50
  86. Peck V.M., Gerner E.W., Cress A.E. Delta-type DNA polymerase characterized from Drozophila melanogaster embryos // Nucl. Acids Res. -1992. -v. 21. -No. 20. -p.5779−5784
  87. Pelletier H., Sawaya M.R., Wolfle W., Wilson S.H., Kraut J. Crystal structures of human DNA polymerase beta complexed with DNA: implications for catalytic meshanism, processivity, and fidelity // Biochemistry. -1996. -v. 35. -No. 39. -p.12 742−12 761
  88. Piersen C.E., Prasad R., Wilson S.H., Lloyd R.S. Evidence for an imino intermediate in the DNA polymerase beta deoxyribose phosphate excision reaction//J. Biol. Chem. -1996. -v. 271. -p. 17 811−17 815
  89. Podust V.N., Georgaki A., Strack В., Hubscher U. Calf thymus RF-C as an essential component for DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes function // Nucl. Acids Res. -1992. -v. 20. -No. 16. -p.4159−4165
  90. Podust L.M., Podust V.N., Floth C., Hubscher U. Assembly of DNA polymerase 5 and s holoenzymes depends on the geometry of the DNA template // Nucleic Acids Res. -1994. -v. 22. -p.2970−2975
  91. Podust L.M., Podust V.N., Goubin F., Ducommun В., Hubscher U. Mechanism of inhibition of proliferating cell nuclear antigen-dependent DNA synthesis by the cyclin-dependent kinase inhibitor p21 // Biochemistry. -1995. -v. 34. -No. 27. -p.8869−8875
  92. Popanda O., Thielmann H.W. The function of DNA polymerases in DNA repair synthesis of ultraviolet-irradiated human fibroblasts // Biochem. Biophys. Acta. -1992.-v. 129.-p. 155−160
  93. Povirk L.F., Houlgrave C.W., Han Y.-H. Neocarzinostatin-induced DNA base release accompanied by staggered oxidative cleavage of the complementary strand // J. Biol. Chem. -1988. -v. 263. -No. 36. -p.19 263−19 266
  94. Prasad R., Beard W.A., Wilson S.H. Studies of gapped DNA substrate binding by mammalian DNA polymerase beta. Dependence on 5'-phosphate group // J. Biol. Chem. -1994. -v. 269. -p.18 096−18 101
  95. Ramadan K., Shevelev I.V., Maga G., Hubscher U. DNA polymerase lambda from calf thymus preferentially replicates damaged DNA // J. Biol. Chem. -2002, -v. 277. -p.l8454−18 458
  96. Ramsden D.A. and Gellert M. Ku protein stimulates DNA end joining by mammalian DNA ligases: a direct role for Ku in repair of DNA double-strand breaks // EMBO J. -1998. -.v. 17. -p.609−614
  97. Ruiz J.F., Dominguiz O., Lain de Lera Т., Garsia-Diaz M., Bernad A., Blanco L. DNA polimerase mu, a candidate hypermutase // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. -2001. -v. 1405. -p.99−109
  98. Sakumi Т., Sekiguchi T. Structures and functions of DNA glycosilases // Mutat. Res.-1990.-v. 236.-p.l61−172
  99. Sancar A. Mechanisms of DNA excision repair // Science -1994. -v. 266. -No. 5193. -p.1954−1956
  100. Sancar A. Excision repair in mammalian cells // J. Biol. Chem. -1995. -v. 270. -No. 27.-p. 15 915−15 918
  101. Sancar A. DNA excision repair // Annu. Rev. Biochem. -1996. -v. 65. -p.43−81
  102. Sancar A., Sancar G.B. DNA repair enzymes // Annu. Rev. Biochem. -1988. -v. 57. -p.29−67
  103. Sekelsky J.J., Burtis K.C., Scott Hawley R. Damage control: the pleyotropy of DNA repair genes in Drosophila melanogaster // Genetics -1998. -v. 148. -p.1587−1598
  104. Sexton D.J., Berdis A.J., Benkovic S.J. Assembly and disassembly of DNA polymerase holoenzyme // Curr. Opin. Chem. Biol. -1997. -v. 1. —p.316−322
  105. Shioda M., Nagano H., Mano Y. Association of DNA polymerase alfa and beta with rough endoplasmic reticulum in sea urchin eggs and changes in subcellular distribution during early embryogenesis // Eur. J. Biochem. -1980. -v. 108. -p.345−355
  106. Shioda M., Nagano H., Mano Y. Transition of DNA polymerase alfa and endoplasmic reticulum during gastrulation of sea urchin // Develop. Biol. -1982. -v.91.-No. l.-p.l 11−120
  107. Shivji M.K.K., Kenny M.K., Wood R.D. Proliferating cell nuclear antigen is required for DNA excision repair // Cell -1992. -v. 69. -p.367−374
  108. Shivji M.K.K., Podust V.N., Hubscher U., Wood R.D. Nucleotide excision repair DNA synthesis by DNA polymerase 8 un the presence of PCNA, RFC and RPA // Biochemistry -1995. -v. 34. -p.5011−5017
  109. Singh J., Su L., Snow E.T. Replication across Об-methylguanine by human DNA polymerase beta in vitro insightsinto the futile cytotoxic repair and mutagenesis of 06-methylguanine // J. Biol. Chem. -1996. -v. 271. -No. 45. -p.28 391−28 398
  110. Singhal R.K., Prasad R., Wilson S.H. DNA polymerase (3 conducts the gap-filling step in uracil-initiated base excision repair in a bovine testis nuclear extracts // J. Biol. Chem. -1995. -v. 270. -p.949−957
  111. Sladek F.M., Munn M.M., Rupp W.D., Howard-Flanders P. In vitro repair of psoralen DNA cross-links by Rec A, Uvr ABC and the 5'-exonuclease of DNA-polymerase I // J. Biol. Chem. -1989. -v. 264. -p.6755−6765
  112. Smith G.C. and Jackson S.P. The DNA-dependent protein kinase // Genes. Dev. -1999.-v. 13. -p.916−934
  113. Sobol R.W., Horton J.K., Kuhn R., Gu H., Singhal R.K., Prasad R., Rajewsky K., Wilson S.H. Requirement of mammalian DNA polymerase beta in base-excision repair // Nature -1996. -v. 379. -No. 6561. -p.183−186
  114. Sparadi S., Focher F., Hubscher U. Developmental activity profile of DNA polymerase delta and alfa in rat neurons sudgests a coordinated in vivo function // In vivo -1988. -v. 2. -p.317−320
  115. Srivastova D.K., Evans R.K., Kumar A., Beard W.A., Wilson S.H. dNTP binding site in rat DNA polymerase beta revealed by controlled proteolysis and azido photoprobe cross-linking // Biochemistry. -1996. -v. 35. -No. 12. -p.3728−3734
  116. Svoboda D.L., Taylor J.S., Sankar A. DNA repair by eukaryotic nucleotide excision nuclease. Removal of thymine dimer and psoralen monoadduct by
  117. HeLa cell-free extract and of thymine dimer by Xenopus laevis oocytes // J. Biol. Chem. -1993. -v. 268. -No. 3. -p. 1931−1936
  118. Syvaoja J., Siromensaari S., Nishida C., Goldsmith J.S., Chui G.S.J., Jain S., Linn S. DNA polymerase alfa, delta and epsilon three distinct enzymes from HeLa cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1990. -v. 87. -No. 17. -p.6664−6668
  119. Tsurimoto Т., Melendy Т., Stillman B. Sequential initiation of lagging and leading strand synthesis by two different polymerase complexes at the SV40 DNA replication origin //Nature. -1990. -v. 346. -p.534−539
  120. Vaisman A., Woodgate R. Unique misinsertion specifity of pol iota may decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines // EMBO J. -2001. -v. 20. -No. 22. -p. 6520−6529
  121. Van Dyck E., Stasiak A.Z., Stasiak A., West S.C. Binding of double-strand breaks in DNA by human Rad52 protein // Nature. -1999. -v. 398. -No. 6729. -p.728−731
  122. Van Houten В., Gamper H., Holbrook S.R., Hearts J.E., Sancar A. Action mechanism of ABC excision nuclease on a DNA substrate containing psoralen crosslink at a defined position // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1986. -v. 83. -p.8077−8081
  123. Voitenleitner C., Rehfuess C., Hilmes ML, O’Rear L., Liao P.-C., Gage D. A., Ott R., Nasheuer H.-P., Fanning E. Cell cycle-dependent regulation of human
  124. DNA polymerase a primase activity by phosphorilation // Moll. Cell. Biol. -1999. -v. 19. -No. 1. -p.646−656
  125. Waga S., Stillman B. The DNA replication fork in eukaryotic cells // Annu. Rev. Biochem. -1998. -v. 67. -p.721−751
  126. Walker J. K., Corpina R.A., Goldberg J. Structure of the Ku heterodimer bound to DNA and its implications for double-strand break repair // Nature. -2001. -v. 412. -p.607−614
  127. Wallase S.S. AP endonucleases that recognize oxidative DNA damage // Environmental and molecular mutagenesis -1988. -v. 12. -No. 4. -p.431−478
  128. Wang T.S.F. Cellular DNA polymerases // In: DNA replication in eukariotyc cells, edited by M.L.De Pamphilis. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Plainview, N.Y. -1996. -p.295−330
  129. Webster R.P., Bhattacharya R.K. Activity of some nuclear enzymes associated with DNA repair following hepatocarcinogen administration to rats // J. Biochem. Toxicol. -1995. -v. 10. -No. 1. -p.33−40
  130. Werneburg B.G., Ahn J., Zhong X.J., Hondal R.J., Kraynov V.S., Tsai M.D. DNA polymerase beta: pre-steady-state kinetic analysis and roles of arginine 283 in catalysis and hidelity // Biochemistry. -1996. -v. 35. -No. 22. -p.7041−7050
  131. Wilson D.M. Ill, ThompsonL.H. Life without DNA repair // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1997. -v. 94. -No. 24. -p. 12 754−12 757
  132. Wood R. DNA repair in eukaryotes II Annu. Rev. Biochem. -1996. -v. 65. -p.135−167
  133. Yuan F., Zhang Y., Rajpal D.K., Wu X., Guo D., Wang M., Taylor J.-S., Wang Z. Specificity of DNA lesion bypass by the yeast DNA polymerase r II J. Biol. Chem. -2000. -v. 275. -p.8233−8239
  134. Zeng X.R., Hao H., Jiang Y., Lee M. Regulation of human DNA polymerase delta during cell cycle И J. Biol. Chem. -1994. -v. 269. -No 39. -p.24 027−24 033
  135. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Wang M., Rechkoblit O., Taylor J.-S., Geacintov N.E., Wang Z. Error-free and error-prone lesion bypass by human DNA polymerase к in vitro // Nucleic Acids. Res. -2000. v. 28. -p.4138−4146
  136. Zhang P., Sun Y., Hsu H., Zhang L., Zhang Y., Lee M.Y.W.T. The interdomain connector loop of human PCNA is involved in a direct interaction with human polymerase delta // J. Biol. Chem. -1998. -v. 273. -p.713−719
  137. Zhang S. J., Zeng X.R., Zhang P., Toomey N.L., Chuang R.Y., Chang L.S., Lee M. A conserved region in the amino terminus of DNA delta is involved in PCNA binding // J. Biol. Chem. -1995. -v. 270. -No. 14. -p.7988−7982
  138. Zhou J.Q., He H., Tan C.K., Downey K.M., So A.G. The small subunit is required for functional interaction of DNA polymerase delta with the proliferating cell nuclear antigen // Nucleic Acids. Res. -1997. -v. 25. -No. 6. -p. 1094−1099
  139. Zierler M.K., Marini N.J., Stowers D.J., Benbow R.M. Stockpiling of DNA polymerases during oogenesis and embryogenesis in the frog, Xenopus laevis // J. Biol. Chem. -1985. -v. 260. -No. 2. -p.974−981
  140. Zuo S., Bermudez V., Zhang G., Kelmann Z., Hurwitz J. Structure and activity associated with multiple forms of Schizosaccharomyces pombe DNA polymerase delta // J. Biol. Chem. -2000. -v. 275. -No. 7. -p.5153−5162
  141. Zuo S., Gibbs E., Kelman Z., Wang T.S., O’Donnell M., MacNeill S.A., Hurwitz J. DNA polymerase delta isolated from Schizosaccharomyces pombe contains five subunits // Proc. Natl. Acad. Sci. USA -1997. -v. 94. -No. 21. -p.l 1244−11 249
Заполнить форму текущей работой

На отлично!