Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Разработка и применение методов диагностики метапневмовирусной инфекции птиц

Диссертация: Разработка и применение методов диагностики метапневмовирусной инфекции птиц
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

При анализе нуклеотидных последовательностей фрагментов генов в и N было установлено, что все выявленные изоляты МПВ птиц имели отличия от вакцинных штаммов, применяемых в России. В результате филогенетического анализа было показано разделение изолятов МПВ птиц подтипа В на 6 кластеров. Генетически сходные изоляты вируса каждого из кластеров выявляли преимущественно в смежных регионах, что можно… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Метапневмовирусная инфекция птиц
      • 1. 1. 1. Исторические и эпизоотологические данные
      • 1. 1. 2. Патогенез
        • 1. 1. 2. 1. Клинические признаки
        • 1. 1. 2. 2. Тропизм вируса и патологоанатомические изменения
        • 1. 1. 2. 3. Иммунитет при метапневмовирусной инфекции птиц
      • 1. 1. 3. Специфическая профилактика
    • 1. 2. Характеристика МПВ птиц
      • 1. 2. 1. Классификация
      • 1. 2. 2. Строение и состав
      • 1. 2. 3. Свойства
      • 1. 2. 4. Устойчивость к физическим и химическим факторам
      • 1. 2. 5. Цикл репродукции
    • 1. 3. Диагностика метапневмовирусной инфекции птиц
      • 1. 3. 1. Молекулярные методы диагностики
      • 1. 3. 2. Выделение вируса
      • 1. 3. 3. Серологические методы диагностики
      • 1. 3. 4. Гибридомная технология

Разработка и применение методов диагностики метапневмовирусной инфекции птиц (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

Метапневмовирусная инфекция (МПВИ) птицреспираторное заболевание, характеризующееся воспалительными процессами верхних дыхательных путей и инфраорбитальных синусов кур и индеек. Заболевание высококонтагиозно, однако уровень смертности обычно не превышает 2−5% [56, 101]. При коинфицировании другими патогенами {Escherichia coli, Mycoplasma sp., Pasteur ella sp., Bordetella avium, Ornitobacterium rhinotracheale, вирусы инфекционного бронхита кур, герпеса индеек и некоторые другие) уровень смертности может возрастать до 25% и более [59, 69, 114, 184]. Экономический ущерб от МПВИ обусловлен повышенной выбраковкой некондиционной птицы, снижением прироста живой массы и яичной продуктивности. Вызываемая вирусом иммуносупрессия может снижать эффективность вакцинации против других заболеваний [86, 148, 178].

Возбудителем заболевания является метапневмовирус птиц (МПВ птиц или Avian Metapneumovirus, aMPV) семейства Paramyxoviridae. Геном вируса представлен линейной несегментированной молекулой неинфекционной РНК и содержит 8 генов: нуклеопротеин (N), фосфопротеин (Р), матриксный белок (М), гликопротеин слияния (F), второй матриксный белок (М2), малый гидрофобный белок (SH), гликопротеин прикрепления (G) и РНК-зависимая РНК-полимераза (L) [54].

Выделяют четыре подтипа метапневмовируса птиц: А, В, С и D [23, 115, 141, 163]. Вирусы подтипов, А и В распространены в Европе, Азии, Африке, Южной и Северной Америке [55, 56], тогда как МПВ птиц подтипа С считали эндемичным для США [121, 163, 164]. Однако, имеются единичные сообщения о выявлении МПВ птиц подтипа С у диких птиц во Франции [110] и Южной Корее [94]. Метапневмовирус птиц подтипа D был выявлен лишь однажды во Франции [141].

В птицеводческих хозяйствах России отмечают случаи респираторных заболеваний у кур и индеек различной степени тяжести. При постановке диагноза учитывают эпизоотическую ситуацию, клинические признаки болезни, патологоанатомические изменения и результаты лабораторных исследований. Поскольку клинические и патологоанатомические признаки МГТВИ у птиц непатогномичны, основная роль в постановке диагноза принадлежит лабораторным методам, разработка и совершенствование которых является актуальным направлением исследований.

Степень разработанности проблемы. Вопросам молекулярной диагностики МПВИ птиц посвящены работы ряда зарубежных авторов [25, 52, 57, 69, 122, 128], однако некоторые из разработанных методов имеют недостатки.

Значительные отличия последовательностей МПВ птиц подтипов А, В, С и Б осложняют выбор универсальной системы праймеров. Предложенная М.Н.В Вауоп-АиЬоуег с соавт. одностадийная ОТ-ПЦР с праймерами N<1 и № для выявления генома вируса всех четырех подтипов [52] уступала по чувствительности подтипоспецифическим «пез1ес1"-ПЦР. Учитывая широкое распространение МПВ птиц подтипов, А и В в мире, в том числе и в России, необходимо было разработать ОТ-ПЦР для одновременного выявления генома вируса данных подтипов.

В лабораторной диагностике широко используют ПЦР в режиме реального времени. Ошоше О. с соавт. сообщали о создании подтипоспецифических ОТ-ПЦР в режиме реального времени (ОТ-ПЦР-РВ) для выявления МПВ птиц каждого из четырех подтипов [122]. Однако авторы указывали на перекрестное реагирование МПВ птиц различных подтипов на поздних стадиях реакции. В связи с этим целесообразно было разработать подтипоспецифические системы праймеров и ТацМап-зондов для выявления МПВ птиц, лишенные данного недостатка.

В ФГБУ «ВНИИЗЖ» молекулярную диагностику МПВИ птиц проводят с 2001 г. [8, 166] с помощью ОТ-ПЦР (ген О) для выявления и дифференциации МПВ птиц подтипов, А и В, предложенной С. Ыау1ог с соавт. [25] и Б. Cavanagll с соавт. [128]. В результате проведенных исследований в 2001;2005 гг. геном МПВ птиц подтипов, А и В был выявлен у птицепоголовья 3 и 9 хозяйств России, соответственно. При этом филогенетические связи изолятов вируса остались неизученными.

В работах Е. А. Лазуткиной и соавт. представлены результаты изучения клинических признаков и патологоанатомических изменений при МПВИ у цыплят-бройлеров в условиях птицефабрики [5, 6]. При этом выделение вируса и изучение его свойств при экспериментальном заражении птиц не проводили.

Для выделения МПВ птиц подтипов, А и В рекомендуют использовать трахеальную органную культуру (ТОК) [135]. Масштабное культивирование МПВ птиц проводят в культурах клеток почки зеленой мартышки (Vero), фибробластов эмбрионов кур (ФЭК) и некоторых других. В связи с этим возникла необходимость в разработке метода оценки содержания различных антигенов МПВ птиц в культуре клеток на основе иммуноферментного анализа с использованием моноклональных антител, обеспечивающих высокую специфичность метода. В литературе о существовании подобного метода не сообщалось.

Цели и задачи исследования. Целью данной работы являлась разработка методов лабораторной диагностики МПВИ птиц, их применение для изучения распространения МПВ птиц в хозяйствах России, а также изучение свойств изолятов вируса.

Для достижения поставленной цели было необходимо решить следующие задачи:

1. Разработать методы выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В в ОТ-ПЦР и ОТ-ПЦР в режиме реального времени.

2. С помощью разработанных методов исследовать пробы патологического материала, полученные из птицеводческих хозяйств, на наличие МПВ птиц.

3. Изучить свойства полевых изолятов МПВ птиц.

4. Провести анализ гибридом с целью отбора клонов, продуцирующих специфические моноклональные антитела к МПВ птиц.

5. Разработать метод определения активности антигена МПВ птиц, полученного в культуре клеток, на основе твердофазного непрямого «сэндвич"-варианта иммуноферментного анализа с использованием моноклональных антител.

6. Установить филогенетические связи изолятов МПВ птиц, выявленных в 2005;2010 гг.

Научная новизна исследований. Разработаны подтипоспецифические методы выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В в ОТ-ПЦР-РВ (ген в) и метод для одновременного выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В в ОТ-ПЦР (ген К).

Создана база нуклеотидных последовательностей фрагментов генов О и N изолятов МПВ птиц, выявленных у кур и индеек из хозяйств России и некоторых стран ближнего зарубежья в 2005;2010 гг.

Впервые определены полные последовательности генов в, Б и N семи полевых изолятов МПВ птиц подтипа В, выделенных от кур из хозяйств России и Украины в 2007;2010 гг.

Разработан твердофазный непрямой «сэндвич"-вариант ИФА с использованием моноклональных антител для оценки активности антигена МПВ птиц, полученного в различных культурах клеток.

Практическая значимость работы. С помощью разработанных методов ПЦР на наличие генома МПВ птиц подтипов, А и В исследовано 965 проб патологического материала от кур и индеек, поступивших в 2005;2010 гг. из птицеводческих хозяйств России и стран ближнего зарубежья. Установлено преобладание изолятов вируса подтипа В. Полученные результаты послужили обоснованием выбора штамма МПВ птиц подтипа В для производства вакцин против МПВИ птиц в ФГБУ «ВНИИЗЖ».

Разработанный метод твердофазного непрямого «сэндвич"-варианта ИФА с использованием моноклональных антител использовали для оценки качества вируссодержащего сырья на различных этапах изготовления диагностических тест-систем.

Соответствие диссертации паспорту научной специальности. В соответствии с формулой специальность 03.02.02 «Вирусология» представляет собой область науки, занимающуюся исследованием вирусов, их происхождения, состава, строения, генетики, морфологии, механизмов размножения, аспектов взаимоотношений с клеточными организмами, проблемами противовирусного иммунитета, патогенности вирусов, разработкой мер и средств предупреждения, диагностики и лечения вызываемых вирусами заболеваний. В диссертационной работе приведены результаты исследований по разработке методов диагностики МПВИ птиц на основе ПЦР и ИФА, их применению в лабораторной диагностике болезни, а также изучению биологических свойств изолятов МПВ птиц.

Результаты научного исследования соответствуют пунктам 6, 7, 8, 10 паспорта специальности.

Апробация работы. Результаты диссертационной работы представлены и обсуждены на VII Международном ветеринарном конгрессе по птицеводству (г. Москва, 2011 г.), VII Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Молекулярная Диагностика-2010» (г. Москва, 2010 г.), Международных научно-практических конференциях молодых ученых «Достижения молодых ученых — в ветеринарную практику» (г. Владимир, 2008 г. и 2010 г.), а также на заседаниях ученого совета ФГБУ «ВНИИЗЖ» в период с 2005 по 2010 гг.

Публикации научных исследований. По теме диссертационной работы опубликовано 8 научных статей, в том числе 1 статью в издании, рекомендованном ВАК Министерства образования и науки Российской Федерации.

Основные положения, выносимые на защиту:

Методы ОТ-ПЦР (ген !чГ) и ОТ-ПЦР-РВ (ген О) для выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В.

Результаты исследования проб патологического материала из птицеводческих хозяйств России и некоторых стран ближнего зарубежья в 2005;2010 гг. на наличие МПВ птиц.

Изучение биологических свойств изолята МПВ птиц подтипа В aMPV/B/02/2007 при экспериментальном заражении цыплят.

Анализ моноклональных антител на специфичность к МПВ птиц и разработка с их использованием твердофазного непрямого «сэндвич"-варианта ИФА для оценки активности антигена МПВ птиц, полученного в культуре клеток.

Результаты филогенетического анализа изолятов МПВ птиц по фрагментам генов G и N. Анализ полных последовательностей генов G, F и N семи полевых изолятов МПВ птиц, выделенных в трахеальной органной культуре в 2007;2010 гг.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 140 страницах и содержит следующие разделы: введение, обзор литературы, собственные исследования, результаты собственных исследований и их обсуждение, заключение и выводы.

Список литературы

включает 12 отечественных и 177 зарубежных источников. Работа иллюстрирована 27 таблицами и 23 рисунками.

5. ВЫВОДЫ.

1. Разработаны высокоспецифичные методы выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В в ОТ-ГЩР (ген Ы) и ОТ-ПЦР-РВ (ген О), аналитическая чувствительность которых составила 2,0±0,4 и 1,0±0,3 ^ ТЦД5о/мл вируса, соответственно.

2. С помощью разработанных методов в 2005;2010 гг. геном МПВ птиц подтипа, А выявили в 5 пробах от кур из 2 птицефабрик России, подтипа В — в 156 пробах от кур и индеек из 62 птицефабрик, расположенных в России, Украине и Беларуси. Геном МПВ птиц подтипа С не выявили.

3. Выделены 7 изолятов МПВ птиц подтипа В. При экспериментальном заражении изолят вируса аМРУ/В/02/2007 репродуцировался в эпителии верхних дыхательных путей цыплят, вызывал риниты, конъюнктивиты и гуморальный иммунный ответ.

4. В результате анализа из панели гибридом был выбран клон, секретирующий моноклональные антитела, специфичные к различным антигенам МПВ птиц подтипов, А и В.

5. Разработан непрямой твердофазный «сэндвич"-вариант ИФА с использованием моноклональных антител для оценки активности антигенов МПВ птиц подтипов, А и В, полученных в различных культурах клеток. Чувствительность метода составила 4,0±0,3 ТЦД5о/мл.

6. Установлены филогенетические связи изолятов МПВ птиц на основе анализа фрагментов генов в и N. Показано разделение изолятов МПВ птиц подтипа В на кластеры генетически родственных вирусов, выявляемых преимущественно в географически близкорасположенных регионах. Установлена способность МПВ птиц к длительной персистенции среди птицепоголовья отдельных хозяйств.

7. Впервые определены полные последовательности генов в, Б и N семи изолятов МПВ птиц подтипа В, выделенных от кур из хозяйств России и Украины. Филогенетические связи между изолятами были сходными при анализе последовательностей всех трех генов и соответствовали установленным ранее для фрагментов генов G и N.

6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

В результате проведенных исследований разработаны следующие нормативные документы:

Методические указания по выявлению генома метапневмовирусов птиц подтипов, А и В методом полимеразной цепной реакции (ген N)";

Методические указания по выявлению метапневмовирусов птиц подтипов, А и В с использованием полимеразной цепной реакции в режиме реального времени";

Методические указания по выделению и определению титра инфекционной активности метапневмовирусов птиц подтипов, А и В с использованием трахеальной органной культуры";

Методические указания по выявлению антигена метапневмовируса птиц в твердофазном непрямом «сэндвич"-варианте иммуноферментного анализа с использованием моноклональных антител».

Данные методические указания прошли комиссионные испытания, были одобрены учёным советом, утверждены директором ФГБУ «ВНИИЗЖ» и рекомендованы для использования в лабораториях при проведении диагностических и научных исследований.

4.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В птицеводческих хозяйствах России у кур и индеек наблюдают клинические признаки, характерные для МПВИ. Данная болезнь широко распространена в странах с развитым промышленным птицеводством. В большинстве случаев течение заболевания осложняется вторичной микрофлорой {Escherichia coli, Mycoplasma sp., Pasteurella sp., Bordetella avium, Ornitobacterium rhinotracheale, вирусы инфекционного бронхита кур, герпеса индеек и другие), что увеличивает экономический ущерб.

Поскольку респираторные клинические признаки и патологоанатомические изменения при МПВИ птиц не являются специфичными только для данной болезни, основная роль в постановке диагноза принадлежит лабораторным методам. В ФГБУ «ВНИИЗЖ» с помощью ОТ-ПЦР (ген G) [25, 128] в 2001;2005 гг. геном МПВ птиц подтипов, А и В выявили у птицепоголовья 12 хозяйств России. Однако филогенетические связи и другие характеристики изолятов вируса оставались малоизученными. В связи с этим перед нами стояла цель усовершенствовать диагностику МПВИ за счет разработки новых методов выявления МПВ птиц, а также выделения и изучения свойств изолятов вируса.

В результате проведенных исследований были разработаны методы ОТ-ПЦР (ген N) и ОТ-ПЦР-РВ (ген G). ОТ-ПЦР (ген N) предназначена для одновременного выявления генома МПВ птиц подтипов, А и В. В качестве гена-мишени использовали наиболее консервативный ген N вируса, кодирующий нуклеопротеин. Также разработаны два метода ОТ-ПЦР-РВ (ген G) для выявления МПВ птиц подтипов, А и В, соответственно. В качестве гена-мишени использовали высоковариабельный ген G, что позволило выбрать подтипоспецифические праймеры и TaqMan-зонды с наименьшей вероятностью перекрестных реакций. Специфичность разработанных методов ОТ-ПЦР (ген N) и ОТ-ПЦР-РВ (ген G) была продемонстрирована с использованием вакцинных штаммов и изолятов МПВ.

Ill птиц подтипов, А и В, а также проб, содержащих другие инфекционные агенты птиц. Положительные результаты реакций получили только для проб, содержащих МПВ птиц. Аналитическая чувствительность методов ОТ-ПЦР (ген N) и ОТ-ПЦР-РВ (ген G), рассчитанная при использовании десятикратных разведений вируса с известными титрами инфекционной активности, составила 2,0±0,4 lg ТЦД50/мл и 1,0±0,3 lg ТЦД5о/мл, соответственно.

С использованием различных методов в 2005;2010 гг. исследовано 965 проб патологического материала от птиц из 182 птицефабрик 50 регионов России и некоторых стран ближнего зарубежья. Геном МПВ птиц подтипа, А выявили в 5 пробах от кур из 2 птицефабрик, расположенных в Костромской и Ленинградской областях. Геном МПВ птиц подтипа В выявили в 156 пробах от кур и индеек из 62 птицефабрик, расположенных в 31 регионе России, а также Украине и Беларуси. Пробы патологического материала от индеек исследовали также на наличие генома МПВ птиц подтипа С с помощью ОТ-ПЦР-РВ (ген SH), предложенной О. Guionie с соавт. [122]. Геном МПВ птиц подтипа С не выявили.

В случае одновременного выявления идентичных по последовательностям фрагментов генов G и N изолятов вируса в нескольких пробах патологического материала из одного хозяйства, их считали одним случаем выявления изолята МПВ птиц. Таким образом, в 2005;2010 гг. установлено 4 и 110 случаев выявления МПВ птиц подтипов, А и В, соответственно.

Наиболее часто вирус выявляли у бройлеров в возрасте 20−40 суток. Большинство случаев выявления МПВ птиц ежегодно приходилось на периоды с февраля по апрель и с сентября по декабрь. Подобная сезонность описана для МПВИ птиц в США, где пики заболеваемости отмечали в апреле-мае и октябре-декабре [132]. В Израиле увеличение количества случаев выявления МПВ птиц отмечали в зимний период [42].

Таким образом, в результате наших исследований геном МПВ птиц подтипов, А и В был выявлен у поголовья 35% исследованных в 2005;2010 гг. птицеводческих хозяйств, установлено преобладание МПВ птиц подтипа В.

С использованием ТОК в 2007;2010 гг. получено 7 полевых изолятов МПВ птиц подтипа В, которые впоследствии были адаптированы к культурам клеток ФЭК и Vero. Для оценки содержания различных антигенов МПВ птиц, полученных в культуре клеток, был разработан метод твердофазного непрямого «сэндвич"-варианта ИФА с использованием моноклональных антител, обеспечивающих высокую специфичность метода.

Изучена специфичность мкАТ 28 гибридом, полученных совместно с сотрудниками МНИИМЭ в 2009 г. Моноклональные антитела гибридомы 13Е2 связывались с наибольшим количеством различных антигенов МПВ птиц и были выбраны в качестве улавливающих антител в непрямом с-ИФА. При исследовании антигенов МПВ птиц подтипов, А и В в непрямом с-ИФА в качестве детекторных антител использовали гипериммунные поликлональные сыворотки крови кур с антителами к вирусу того же подтипа. Специфичность разработанного метода непрямого с-ИФА подтвердили с использованием гетерологичных антигенов, активность которых не превышала фоновый уровень. Значение чувствительности метода в отношении различных штаммов и изолятов МПВ птиц составило 4,0±0,3 lg ТЦД50/мл. При исследовании антигенсодержащих образцов в нескольких повторностях отклонения в титрах не превышали величину одного 2-кратного разведения, что свидетельствовало о воспроизводимости результатов непрямого с-ИФА. Разработанный метод непрямого с-ИФА использовали для оценки качества вируссодержащего сырья на различных этапах изготовления диагностических тест-систем.

При экспериментальном заражении цыплят в возрасте 7 суток изучены биологические свойства изолята aMPV/B/02/2007, выделенного от бройлеров одной из птицефабрик Калужской области. У инфицированных цыплят наблюдали конъюнктивиты и риниты (мутные пенистые выделения из носовых щелей при легком надавливании). При патологоанатомическом вскрытии отмечали точечные кровоизлияния в слизистых носовых полостей, отечность и геморрагические поражения конъюнктивы, скопление слизи в ротовой полости и трахее. Геном изолята МПВ птиц аМРУ/В/02/2007 был выявлен в оральных смывах цыплят в период со 2 по 7 сутки после инфицирования. Вирус репродуцировался только в эпителии верхних дыхательных путей (носовых раковин и трахеи), где его выявили методом ОТ-ПЦР. Вирусспецифические антитела выявляли в сыворотках птиц, начиная с 10 суток после инфицирования.

При анализе нуклеотидных последовательностей фрагментов генов в и N было установлено, что все выявленные изоляты МПВ птиц имели отличия от вакцинных штаммов, применяемых в России. В результате филогенетического анализа было показано разделение изолятов МПВ птиц подтипа В на 6 кластеров. Генетически сходные изоляты вируса каждого из кластеров выявляли преимущественно в смежных регионах, что можно объяснить существованием для данных регионов единого источника возбудителя. Предположительно, им мог быть полевой изолят или вакцинный штамм вируса. В результате проведенных исследований также установлена способность МПВ птиц к длительной персистенции среди птицепоголовья отдельных хозяйств. Для семи полученных в ТОК изолятов МПВ птиц подтипа В были определены и опубликованы в вепБапк полные последовательности генов О (номера Ж651 915;Ж651 921), Б (номера № 792 492, № 81 066 № 810 666) и N (номера Ж651 922;Ж651 928). Гены в и Б кодируют поверхностные гликопротеины вируса, являющиеся его главными антигенными детерминантами. Ген N кодирует внутренний консервативный белок вируса — нуклеопротеин. Филогенетические отношения семи изолятов МПВ птиц были сходными при анализе последовательностей всех трех генов в, Р и N вируса.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.А., Мании Т. Б. Метапневмовирусная инфекция птиц: диагностика и профилактика // Био. 2010. — № ½. — С. 6−9.
  2. А.Г., Зайдес В. М. Молекулярная биология парамиксовирусов. -М.: Медицина, 1978. 184 с.
  3. С. А. Количественная эпизоотология: основы прикладной эпидемиологии и биостатистики. Владимир: Демиург, 2004. -460 с.
  4. Е.А., Бессарабов Б. Ф. Клинические признаки, патологоанатомические и гистоморфологические изменения при синдроме опухшей головы у цыплят-бройлеров // материалы III междунар. вет. конгресса по птицеводству. М., 2007. — С. 111−116.
  5. Е.А., Бессарабов Б. Ф., Мельникова И. И. Ветеринарно-санитарные мероприятия при синдроме опухшей головы // Птицеводство. -2007.-№ 10.-С. 35−36.
  6. В.В. Молекулярная эволюция и филогенетический анализ. М.: БИНОМ, 2009. — 256 с.
  7. И.В., Костюк И. В. Диагностика и профилактика пневмовирусной и реовирусной инфекций в промышленных стадах птицы // Эпизоотология, иммунология, фармакология, санитария. 2008. — № 3. — С. 15−21.
  8. Пневмовирусы птиц / Б. Ф. Бессарабов, Е. А. Лазуткина, И. И. Мельникова, А. Г. Яковлев // Био-инфо. 2007. — № 5. — С.7−9.
  9. В.А., Непоклонов Е. А., Алипер Т. И. Вирусы и вирусныевакцины. М.: Библионика, 2007. — 524 с.
  10. В.А., Орлянкин Б. Г. Структура и биология вирусов животных. М.: Колос, 1983. — 336 с.
  11. A comparison of three methods for detecting antibodies to turkey rhinotracheitis virus / C. Baxter-Jones, M. Grant, R.C. Jones, G.P. Wilding // Avian Pathol. 1989. — Vol. 18. — P. 91−98.
  12. A live attenuated turkey rhinotracheitis virus vaccine. Stability of the attenuated strain / J.K.A. Cook, M.M. Ellis, C.A. Dolby et al. // Avian Pathol. -1989.-Vol. 18.-P. 511−522.
  13. A live attenuated turkey rhinotracheitis virus vaccine. The use of the attenuated strain as an experimental vaccine / J.K.A. Cook, H.C. Holmes, P.M. Finney et al. // Avian Pathol. 1989. — Vol. 18. — P. 523−534.
  14. Alkahalaf A.N., Halvorson D.A., Saif Y.M. Comparison of enzyme-linked immunosorbent assays and vims neutralization test for detection of antibodies to avian pneumovirus // Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 700−703.
  15. A newly discovered human metapneumovirus isolated from young children with respiratory tract disease / B.G. Van den Hoogen, J.C. DeJong, J. Groen et al. // Nature Med. 2001. — Vol. 7. — P. 719−924.
  16. An improved ELISA and serum neutralization test for the detection of turkey rhinotracheitis virus antibodies / C.J. O’Loan, G. Allan, C. Baxter-Jones, M.C. McNulty // J. Virol. Meth. 1989. — Vol. 25. — P. 271−282.
  17. Antibodies to TRT in chickens with swollen head syndrome / P.J. Wyeth, N.J. Chettle, R. Gough, M.S. Collins // Vet. Rec. 1987. — Vol. 120. — P. 286−287.
  18. Antigenic cross-reactivity among avian pneumoviruses of subgroups A, B, and С at the matrix but not nucleocapsid proteins / H.C.M. Lwamba, D.A.
  19. Halvorson, K.V. Nagaraja et al. // Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 725−729.
  20. Antigenic differentiation of avian pneumovirus isolates using polyclonal antisera and mouse monoclonal antibodies /M.S. Collins, R.E. Gough, R.E., D.J. Alexander // Avian Pathol. 1993. — Vol. 22. — P. 469−479.
  21. Antigenic differentiation of strains of turkey rhinotracheitis virus using monoclonal antibodies / J.K.A. Cook, B.V. Jones, M.M. Ellis et al. // Avian Pathol. 1993. — Vol. 22. — P. 257−273.
  22. A possible viral candidate for the aetiology of turkey rhinotracheitis / P. Giraud, G. Bennejean, M. Guittet, D. Toquin // Vet. Rec. 1986. — Vol. 118, № 3.-P.81.
  23. Appearance of type B avian pneumovirus in Great Britain / C. Naylor, K. Shaw, P. Britton, D. Cavanagh // Avian Pathol. 1997. — Vol. 26. — P. 327−338.
  24. Arns C.W., Hafez H.M. Swollen head syndrome in poultry flocks in Brazil // Proceedings of the 41th Western Poultry Disease Conference. -Sacramento, CA, 1992. P. 81−83.
  25. A sequential histopathologic and immunocytochemical study of chickens, turkey poults and broiler breeders experimentally infected with turkey rhinotracheitis virus / N. Majo, G.M. Allan, C.J. O’Loan et al. // Avian Dis. -1995.-Vol. 39.-P. 887−896.
  26. A serosurvey using enzyme-linked immunosorbent assay for antibodies against poultry pathogens in Ostriches (Struthio camelus) from Zimbabwe / H.F. Cadman, P.J. Kelly, R. Zhou et al. // Avian Dis. 1994. — Vol. 38.-P. 621−625.
  27. A single polymerase (L) mutation in avian metapneumovirus increased virulence and partially maintained virus viability at an elevated temperature // P.A. Brown, C. Lupini, E. Catelli et al. // J. Gen. Virol. 2011. -Vol. 92, № 2.-P. 346−354.
  28. A turkey rhinotracheitis outbreak caused by the environmental spread of a vaccine-derived avian metapneumovirus / C. Lupini, M. Cecchinato, E. Ricchizzi et al. // Avian Pathol. 2011. — Vol. 40, № 5. — P. 525−530.
  29. Avian metapneumovirus (AMPV) attachment protein involvement in probable virus evolution concurrent with mass live vaccine introduction / M. Cecchinato, E. Catelli, C. Lupini et al. // Vet. Microbiology. 2010. — Vol. 146. -P. 24−34.
  30. Avian metapneumovirus subtype A in China and subtypes A and B in Nigeria / A.A. Owoade, M.F. Ducatez, J.M. Hiibschen et al. // Avian Dis. 2008. -Vol. 52.-P. 502−506.
  31. Avian pneumoviras and its survival in poultry litter / B.N. Velayudhan, V.C. Lopes, S.L. Noll et al. // Avian Dis. 2003. — Vol. 47. — P. 764−768.
  32. Avian pneumovirus infection in broiler chicks inoculated with Escherichia Coli at different time intervals / A.R. Al-Ankari, J.M. Bradbury, C.J. Naylor et al. // Avian Pathol. 2001. — Vol. 30. — P. 257−267.
  33. Avian pneumovirus infection in laying hens: experimental studies / J.K.A. Cook, J. Chesher, F. Orthel et al. // Avian Pathol. 2000. — Vol. 29. — P. 545−556.
  34. Avian pneumovirus infection in Minnesota turkeys: experimental reproduction of the disease / F.F. Jirjis, S.L. Noll, D.A. Halvorson et al. // Avian Dis. 2000. — Vol. 44. — P. 222−226.
  35. Avian pneumovirus infection in turkey and broiler farms in Italy: a virological, molecular and serological field survey / E. Catelli, M. Cecchinato, M. Delogu et al. // Ital. J. Anim. Sci. 2004. — Vol. 3. — P. 287−292.
  36. Avian pneumovirus RNA from wild and sentinel birds in the US has genetic homology with aMPV isolates from domestic turkeys / H.J. Shin, M.K. Njenga, B. McComb et al. // J. Clin. Microbiol. 2000. — Vol. 38. — P. 42 824 284.
  37. Avian pneumovirus update / D.A. Senne, R.K. Edson, J.C. Pedersen, B. Panigrahy // Proceedings of American Veterinary Medical Association, 134th Annual Congress. Reno, USA, 1997. — P. 190.
  38. Avian rhinotracheitis diagnostic kit / C. Gerrard, A. Whitworth, N.J. Chettle, P.J. Wyeth // Vet. Rec. 1990. — Vol. 126. — P. 342.
  39. Banet-Noach C., Simanov L., Perk S. Characterization of Israeli avian metapneumovirus strains in turkeys and chickens // Avian Pathol. 2005. — Vol. 34, № 3.-P. 220−226.
  40. Baxter-Jones C., Wilding G.P., Grant M. Immunofluorescence as a potential diagnostic method for turkey rhinotracheitis // Vet. Rec. 1986. — Vol. 119.-P. 600−601.
  41. Buys S.B., du Preez J.H. A preliminary report on the isolation of a virus causing sinusitis in turkeys in South Africa and attempts to attenuate the virus // Turkeys. 1980. — Vol. 28. — P. 36−46.
  42. Buys S.B., du Preez J.H., Els H.J. The isolation and attenuation of a virus causing rhinotracheitis in turkeys in South Africa // Onderstepoort J. Vet. Res. 1989. — Vol. 56. — P. 87−98.
  43. Cavanagh D., Barrett T. Pneumovirus-like characteristics of the mRNA and proteins of turkey rhinotracheitis virus // Virus Res. 1988. — Vol. 11. -P. 241−256.
  44. Chettle N.J., Wyeth P.J. Turkey rhinotracheitis: detection of antibodies using an ELISA test // Brit. Vet. J. 1988. — Vol. 144. — P. 282−287.
  45. Close relationship between TRT virus isolates / C. Baxter-Jones, J.K.A. Cook, J.A. Frazier et al. // Vet. Rec. 1987. — Vol. 121. — P. 562.
  46. Cold adapted avian pneumovirus for use as live attenuated vaccine in turkeys / D.P. Patnayak, B.R. Gulati, A.M. Sheikh, S.M. Goyal // Vaccine. 2003. -Vol. 21.-P. 1371−1374.
  47. Collins M.S., Gough R.E. Characterization of a virus associated with turkey rhinotracheitis // J. Gen. Virol. 1988. — Vol. 69. — P. 909−916.
  48. Comparative pathogenesis of a subtype A with a subtype B avian pneumovims in turkeys / S. Van de Zande, H. Nauwynck, S. De Jonghe, M. Pensaert // Avian Pathol. 1999. — Vol. 28. — P. 239−244.
  49. Comparison of F-, G- and N-based RT-PCR protocols with conventional virological procedures for the detection and typing of turkey rhinotracheitis virus / M.H. Bayon-Auboyer, V. Jestin, D. Toquin et al. // Arch. Virol. 1999. — Vol. 144. — P. 1091−1109.
  50. Comparison of the full-length genome sequence of avian metapneumovirus subtype C with other paramyxoviruses / H.C.M. Lwamba, R. Alvarez, M.G. Wise et al. // Virus Res. 2005. — Vol. 107. — P. 83−92.
  51. Complete nucleotide sequences of avian metapneumovirus subtype B genome / M. Sugiyama, H. Ito, Y. Hata et al. // Virus Genes. 2010. — Vol. 41, № 3.-P. 389−395.
  52. Cook J.K.A. Avian pneumovirus infections in turkeys and chickens // Vet. J.-2000.-Vol. 160, № 2.-P. 118−123.
  53. Cook J.K.A. Avian rhinotracheitis // Rev. Sci. Techn. Off. Intern. Epiz. 2000. — V. 19, № 2. — P. 602−613.
  54. Cook J.K.A., Cavanagh D. Detection and differentiation of avian pneumoviruses (metapneumoviruses) // Avian Pathol. 2002. — Vol. 31. — P. 117 132.
  55. Cook J.K.A., Dolby C.A. Demonstration of antibodies to turkey rhinotracheitis virus in serum from commercially reared flocks of chickens // Avian Pathol. 1988. — Vol. 17. — P. 403−410.
  56. Cook J.K.A., Ellis M.M., Huggins M.B. The pathogenesis of turkey rhinotracheitis virus in turkey poults inoculated with the virus alone or together with two strains of bacteria // Avian Pathol. 1991. — Vol. 20. — P. 155−166.
  57. Cook J.K.A., Kinloch S., Ellis M.M. In vitro and in vivo studies in chickens and turkeys on strains of turkey rhinotracheitis virus isolated from the two species // Avian Pathol. 1993. — Vol. 22. — P. 157−170.
  58. Decanini E.L., Miranda E.C., Le Gros F.X. Swollen head syndrome inheavy breeders in Mexico // Proceedings of the 40th Western Poultry Disease Conference. Acapulco, Mexico, 1991.-P. 158−159.
  59. Demonstration of a candidate virus for turkey rhinotracheitis in experimentally inoculated turkeys / R.C. Jones, C. Baxter-Jones, G.P. Wilding, D.F. Kelly // Vet. Rec. 1986. — Vol. 119, № 24. — P. 599−600.
  60. Demonstration of loss of attenuation and extended field persistence of a live avian metapneumovirus vaccine / E. Catelli, M. Cecchinato, C.E. Savage et al. // Vaccine. 2006. — Vol. 24, № 42−43. — P. 6476−6482.
  61. Detection by reverse transcriptase-polymerase chain reaction and molecular characterization of subtype B avian metapneumovirus isolated in Brazil / J.L. Chacon, P.E. Brandao, M. Buim et al. // Avian Pathol. 2007. — Vol. 36, № 5.-P. 383−387.
  62. Detection of and phylogenetic studies with avian metapneumovirus recovered from feral pigeons and wild birds in Brazil / P.A. Felippe, L.H.A. da Silva, M.B. dos Santos et al. // Avian Pathol. 2011. — Vol. 40, № 5. — P. 445 452.
  63. Detection of antibodies to US isolates of avian pneumovirus by a recombinant nucleocapsid protein-based sandwich enzyme-linked immunosorbent assay / R.B. Gulati, S. Munir, D.P. Patnayak et al. // J. Clin. Microbiol. 2001. -Vol. 39.-P. 2967−2970.
  64. Detection of avian pneumovirus in tissues and swab specimens from infected turkeys / J.C. Pedersen, D.A. Senne, B. Panigrahy, D.L. Reynolds // Avian Diseases. 2001. — Vol. 45. — P. 581−592.
  65. Detection of avian pneumovirus in wild Canadian geese (Branta canadensis) and blue-winget teal (Anas discors) / R.S. Bennett, B. McComb, H-J. Shin et al. // Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 1025−1029.
  66. Detection of turkey rhinotracheitis virus in turkeys using the polymerase chain reaction / L. Jing, J.K.A. Cook, T.D.K. Brown et al. // Avian Pathol. 1993. — Vol. 22. — P. 771−783.
  67. Droual R., Woolcock P.R. Swollen head syndrome associated with E. coli and infectious bronchitis virus in the Central Valley of California // Avian Pathol. 1994. — Vol. 23. — P. 733−742.
  68. Duration of cross-protection between subtypes A and B avian pneumovirus in turkeys / S. Van de Zande, H. Nauwynck, C.J. Naylor, M. Pensaert // Vet. Rec. 2000. — Vol. 147. — P. 132−134.
  69. Easton A.J., Domachowske J.B., Rosenderg H.F. Animal pneumoviruses: molecular genetics and pathogenesis // Clinical Microbiol. Rev. -2004.-Vol. 17, № 2.-P. 390−412.
  70. Effect of an immunomodulator on the efficacy of an attenuated vaccine against avian pneumovirus in turkeys / S. Rautenschlein, A.M. Sheikh, D.P. Patnayak et al. // Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 555−561.
  71. Effect of bacterial coinfection on the pathogenesis of avian pneumovirus infection in turkeys / F.F. Jirjis, S.L. Noll, D.A. Halvorson et al. // Avian Dis. 2004. — Vol. 48. — P. 34−49.
  72. Effect of cyclophosphamide immunosuppression on the immunity of turkeys to viral rhinotracheitis / R.C. Jones, C.J. Naylor, A.I. AI Afaleq et al. // Res. Vet. Sei. 1992. — Vol. 53. — P. 38−41.
  73. Emergence of a virulent type C avian metapneumovirus in turkeys in
  74. Minnesota / B.T. Velayudhan, B. McComb, R.C. Bennett et al. // Avian Dis. -2005.-Vol. 49.-P. 520−526.
  75. European and American subgroup C isolates of avian metapneumovirus belong to different genetic lineages / D. Toquin, O. Guionie, V. Jestin et al. // Virus Genes. 2006. — Vol. 32. — P. 97−103.
  76. Evaluation of different turkey rhinotracheitis virus used as antigens for serological testing following live vaccination and challenge / N. Eterradossi, D. Toquin, M. Guittet, G. Bennejean // J. Vet. Med. 1995. — Vol. 42. — P. 175−186.
  77. Evidence of avian metapneumovirus subtype C infection of wild birds in Georgia, South Carolina, Arkansas and Ohio, USA / E.A. Turpin, D.E. Stallknecht, R.D. Slemons et al. // Avian Pathol. 2008. — Vol. 37, № 3. — P. 343−351.
  78. Evidence of avian pneumovirus spread beyond Minnesota among wild and domestic birds in central North America / R.S. Bennett, J. Nezworski, B.T. Velayudhan et al. // Avian Dis. 2004. — Vol. 48. — P. 902−908.
  79. Evolutionary dynamics of human and avian metapneumoviruses / M. de Graaf, A.D.M.E. Osterhaus, R.A.M. Fouchier, E.C. Holmes // J. Gen. Virol. -2008. Vol. 89. — P. 2933−2942.
  80. Exacerbation of Mycoplasma gallisepticum infection in turkeys by rhinotracheitis virus / C.J. Naylor, A.R. Al-Ankari, A.I. Al-Afaleq et al. // Avian Pathol. 1992. — Vol. 21. -P. 295−305.
  81. Experimental and serologic observations on avian pneumovirus (APV/turkey/colorado/97) infection in turkeys / B. Panigrahy, D.A. Senne, J.C. Pendersen et al. // Avian Dis. 2000. — Vol. 44. — P. 17−22.
  82. Experimental infection of chickens with a ciliostatic agent isolated from turkeys with rhinotracheitis / R.C. Jones, C. Baxter-Jones, C.E. Savage et al. // Vet. Ree. 1987. — Vol. 120. — P. 301−302.
  83. Experimental infection of laying turkeys with rhinotracheitis virus: distribution of tissues and serological response / R.C. Jones, R.A. Williams, C. Baxter-Jones et al. // Avian Pathol. 1988. — Vol. 17. — P. 841−850.
  84. Experimental infection of turkeys, chickens, ducks, geese, guinea fowl, pheasants and pigeons with turkey rhinotracheitis virus / R. Gough, M.C. Collins, W.J. Cox, N.J. Chettle // Vet. Rec. 1988. — Vol. 123. — P. 58−59.
  85. Field avian Metapneumovirus evolution avoiding vaccine induced immunity / E. Catelli, C. Lupini, M. Cecchinato et al. // Vaccine. 2009. — Vol. 28, № 4.-P. 916−921.
  86. Follett E.A., Pringle C.R., Pennington Т.Н. Virus development in enucleate cells: echovirus, poliovirus, pseudorabies virus, reovirus, respiratory syncytial virus and Semliki Forest virus // J. Gen. Virol. 1975. — Vol. 26, № 2. -P. 183−196.
  87. Further studies on the development of a live attenuated vaccine against turkeys rhinotracheitis / R.A. Williams, C.E. Savage, K.J. Worthington, R.C. Jones // Avian Pathol. 1991. — Vol. 20. — P. 585−596.
  88. Ganapathy K., Jones R.C., Bradbury J.M. Pathogenicity of in vivo-passaged Mycoplasma imitans in turkey poults in single infection and in dual infection with turkey rhinotracheitis virus // Avian Pathol. 1998. — Vol. 27. — P. 80−89.
  89. Genetic characterization of avian metapneumovirus subtype С isolated from pheasants in a live bird market / E. ho Lee, M.-S. Song, J.-Y. Shin et al. // Virus Res. 2007. — Vol. 128. — P. 18−25.
  90. Genetic relationships among strains of avian Escherichia coli associated with swollen head syndrome / D.G. White, R.A. Wilson, A.S. Gabriel et al. // Infect. Immun. 1990. — Vol. 58, № 11. — P. 3613−3620.
  91. Gharaibeh S.M., Algharaibeh G.R. Serological and molecular detection of avian pneumovirus in chickens with respiratory disease in Jordan // Poultry Science. 2007. — Vol. 86. — P. 1677−1681.
  92. Govindarajan D., Yunus A.S., Samal S.K. Complete sequence of the G glycoprotein gene of avian metapneumovirus subtype C and identification of a divergent domain in the predicted protein // J. Gen. Virol. 2004. — Vol. 85. — P. 3671−3675.
  93. Grant M., Baxter-Jones C., Wilding G.P. An enzyme-linked immunosorbent assay for the serodiagnosis of turkey rhinotracheitis virus infection // Vet. Rec. 1987. — Vol. 120. — P. 279−280.
  94. Hafez H.M., Emele J., Woernle H. Turkey rhinotracheitis: serological flock profiles and economic parameters and treatment trials using Enterofloxacin (Baytril) // Zeitschr. Gebiete Veterinarmed. 1990. — Bd. 45. — S. 111−114.
  95. Hafez H.M., Lohren U. Swollen head syndrome: clinical observations and serological examinations in West Germany // Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. -1990. Bd. 97, № 8. — S. 322−324.
  96. Hafez H.M. The role of pneumovirus in swollen head syndrome of chickens: a review//Arch. Geflugelkde. 1993. — Bd. 57. — S. 181−185.
  97. Hess M., Huggins M.B., Heincz U. Hatchability, serology and virus excretion following in ovo vaccination of chickens with an avian metapneumovirus vaccine // Avian Pathol. 2004. — Vol. 33, № 6. — P. 576−580.
  98. Human metapneumovirus in turkey poults / B.T. Velayudhan, K.V. Nagaraja, A.J. Thachil et al. // Emerg. Infect. Dis. 2006. — Vol. 12, № 12. — P. 1853−1859.
  99. Immunity to avian pneumovirus infection in turkeys following in ovo vaccination with an attenuated vaccine / K.J. Worthington, B.A. Sargent, F.G. Davelaar, R.C. Jones // Vaccine. 2003. — Vol. 21. — P. 1355−1362.
  100. Infections and reinfections with avian pneumovirus subtype A and B on Belgian turkey farms and relation to respiratory problems / S. van de Zande, H. Nauwynck, D. Cavanagh, M. Pensaert // J. Vet. Med. 1998. — Vol. 45. — P. 621
  101. Infectious agents associated with respiratory disease in pheasants / D.B. Welchman, J.M. Bradbury, D. Cavanagh, N.J. Aebischer // Vet. Rec. 2002. -Vol. 150.-P. 658−664.
  102. Infectious bronchitis virus vaccine interferes with th replication of avian pneumovirus vaccine in domestic fowl / J.K.A. Cook, M.B. Huggins, S.J. Orbell et al. // Avian Pathol. 2001. — Vol. 30. — P. 233−241.
  103. Isolation and characterization of avian metapneumovirus from chickens in Korea / J.S. Kwon, H.J. Lee, S.H. Jeong et al. // J. Vet. Sci. 2010. -Vol. 11, № 1. — P. 59−66.
  104. Isolation of a pneumovirus from Muscovy duck / D. Toquin, M.H. Bayon-Auboyer, N. Eterradossi, V. Jestin // Vet. Rec. 1999. — Vol. 145. — P. 680.
  105. Isolation of a TRT-like virus from chickens with swollen-head syndrome / J.P. Picault, P. Giraud, P. Drouin et al. // Vet. Rec. 1987. — Vol. 121.-P. 135.
  106. Isolation of avian pneumovirus from an outbreak of respiratory illness in Minnesota turkeys / S.M. Goyal, S.J. Chiang, A.M. Dar et al. // J. Vet. Diagn. Invest.-2000.-Vol. 12.-P. 166−168.
  107. Isolation of avian pneumovirus from mallard ducks that is genetically similar to viruses isolated from neighboring commercial turkeys / H.-J. Shin, K.V. Nagaraja, B. McComb et al. // Virus Res. 2002. — Vol. 83. — P. 207−212.
  108. Jones R.C. Avian pneumovirus infection: questions still unanswered // Avian Pathol. 1996. — Vol. 25. — P. 639−648.
  109. Juhasz K., Easton A.J. Extensive sequence variation in the attachment (G) protein gene of avian pneumovirus: evidence for two distinct subgroups // J. Gen. Virol. 1994. — Vol. 75. — P. 2873−2880.
  110. Kapczynski D.R. Development of a virosome vaccine against avian metapneumovirus subtype C for protection in turkeys // Avian Dis. 2004. — Vol. 48, № 2.-P. 332−343.
  111. Kapczynski D.R., Sellers H.S. Immunization of turkeys with a DNAvaccine expressing either the F or N gene of avian metapneumovirus // Avian Dis. 2003. — Vol. 47, № 4. — P. 1376−1383.
  112. Khehra R.S., Jones R.C. In vitro and in vivo studies on the pathogenicity of avian pneumovirus for the chicken oviduct // Avian Pathol. -1999.-Vol. 28.-P. 257−262.
  113. Khehra R.S., Jones R.C., Bradbury J.M. Dual infection of turkey poults with avian pneumovirus and Mycoplasma synoviae II Avian Pathol. 1999. -Vol. 28.-P. 401−404.
  114. Kim I.J., Garic M., Sharma J.M. Recovery of antibody-producing ability and lymphocyte repopulation of bursal follicles in chickens exposed to infectious bursal disease virus // Avian Dis. 1999. — Vol. 43. — P. 401−413.
  115. Kleven S.H. Report of the Committee: transmissible diseases of poultry and other avian species // Proceedings of the U.S. Animal Health Association, 101st Annual Meeting. Washington, USA, 1997. — P. 486−491.
  116. Laemmli U.K. Cleavage of stuctural proteins during the assembly of the head ob bacteriophage T4 // Nature. 1970. — Vol. 227. — P. 680−685.
  117. Liman M., Rautenschlein S. Induction of local and systemic immune reactions following infection of turkeys with avian metapneumovirus (aMPV) subtypes A and B // Vet. Immunol, and Immunopathol. 2007. — Vol. 115. — P. 273−285.
  118. Lister S.A., Alexander D.J. Turkey rhinotracheitis: a review // Vet. Bull. 1987. — Vol. 56. — P. 637−663.
  119. Local immune response in the chicken Harderian gland to antigen given by different ocular routes / M. Gallego, E. del Cacho, C. Arnal, J.A. Bascuas //Res. Vet. Sci. 1992. — Vol. 52. — P. 38−43.
  120. Longitudinal field studies of infectious bronchitis virus and avian pneumovirus in broilers using type-specific polymerase chain reactions / D. Cavanagh, K. Mawditt, P. Britton, C J. Naylor // Avian Pathol. 1999. — Vol. 28. -P. 593−605.
  121. Longitudinal survey of avian metapneumoviruses in poultry in Israel: infiltration of field strains into vaccinated flocks / C. Banet-Noach, L. Simanov, N. Laham-Karam et al. // Avian Dis. 2009. — Vol. 53. — P. 184−189.
  122. McDougall J.S., Cook J.K.A. Turkey rhinotracheitis. Preliminary investigations // Vet. Rec. 1986. — Vol. 118. — P. 206−207.
  123. Molecular epidemiology of subgroup C avian pneumoviruses isolated in the United States and comparison with subgroup A and B viruses / H. Shin, K.T. Cameron, J.A. Jacobs et al. // J. Clin. Microbiol. 2002. — Vol. 40, № 5. — p. 1687−1693.
  124. Morley A.J., Thomson D.K. Swollen head syndrome in broiler chickens // Avian Dis. 1984. — Vol. 28. — P. 238−243.
  125. Naylor C.J., Jones R.C. Demonstration of a virulent subpopulation in a prototype live attenuated turkey rhinotracheitis vaccine // Vaccine. 1994. — Vol. 12.-P. 1225−1230.
  126. Naylor C.J., Jones R.C. Turkey rhinotracheitis: a review // Vet. Bull.1993.-Vol. 63.-P. 339−349.
  127. Naylor C.J., Worthington K.J., Jones R.C. Failure of maternal antibodies to protect young turkey poults against challenge with turkey rhinotracheitis virus // Avian Dis. 1997. — Vol. 41. — P. 968−971.
  128. Njenga M.K., Lwamba H.M., Seal B.S. Metapneumoviruses in birds and humans // Virus Res. 2003. — Vol. 91. — P. 163−169.
  129. Nucleotide sequence of the gene encoding the viral polymerase of avian pneumovirus / J.S. Randhawa, S.D. Wilson, K.P. Tolley et al. // J. Gen. Virol. 1996. — Vol. 77. — P. 3047−3051.
  130. Nucleotide sequences of the F, L and G protein genes of two non-A/non-B avian pneumoviruses (APV) reveal a novel APV subgroup / M.H. Bayon-Auboyer, C. Arnauld, D. Toquin, N. Eterradossi // J. Gen. Virol. 2000. — Vol. 81. -P. 2723−2733.
  131. O’Brien J.D.P. Swollen head syndrome in broiler breeders // Vet. Ree. 1985. — Vol. 117. — P. 619−620.
  132. Observation on swollen head syndrome in broiler and broiler breeder chickens / M. Pattison, N. Chettle, C.J. Randall, P.J. Wyeth // Vet. Ree. 1989. -Vol. 125.-P. 229−231.
  133. O’Loan C.J., Allan G.M. The detection of turkey rhinotracheitis virus antigen in formalin fixed, paraffin embedded tissue using a streptavidin-bionin-immunoperoxidase method // Avian Pathol. 1990. — Vol. 19. — P. 401−407.
  134. O’Loan C.J., Curran W.L., McNulty M.S. Immunogold labelling of turkey rhinotracheitis virus // Zentralblatt fur Veterinarmedizin, Reihe B. 1992. -Bd. 39. — S. 459−466.
  135. Pathogenesis and control of avian pneumovirus / J.M. Sharma, P. Chary, M. Khatri et al. // IV Symposium on Avian Corona- & Pneumovirus Infections. Rauischholzhausen, Germany, 2004. — P. 318−321.
  136. Pathogenesis of avian pneumovirus infection in turkeys / F.F. Jirjis, S.L. Noll, D.A. Halvorson et al. // Vet. Pathol. 2002. — Vol. 39. — P. 300−310.
  137. Pathogenic and immunosuppressive effects of avian pneumovirus in turkeys / P. Chary, S. Rautenschlein, M.K. Njenga, J.M. Sharma // Avian Dis. -2002.-Vol. 46.-P. 153−161.
  138. Pathogenicity, transmissibility, and tissue distribution of avian pneumovirus in turkey poults / A.N. Alkhalaf, L.A. Ward, R.N. Dearth, Y.M. Saif // Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 650−659.
  139. Preliminary antigenic characterization of an avian Pneumovirus isolated from commercial turkeys in Colorado, USA / J.K.A. Cook, M.B. Huggins, S.J. Orbell, D.A. Senne // Avian Pathol. 1999. — Vol. 28. — P. 607−617.
  140. Preliminary observations on a virus associated with turkey rhinotracheitis / R.J. Wyeth, R. Gough, N. Chettle, R. Eddy // Vet. Rec. 1986. -Vol. 119.-P. 139.
  141. Presence of avian pneumovirus subtypes A and B in Japan / M. Mase, S. Yamaguchi, K. Tsukamoto et al. // Avian Dis. 2003. — Vol. 47. — P. 481−484.
  142. Presence of avian pneumovirus type in continental Europe during the 1980s / H.M. Hafez, M. Hess, C. Prasas et al. // J. Vet. Med. 2000. — Vol. 47, № 8. -P. 629−633.
  143. Pringle C.R. Virus taxonomy 1996: a bulletin from the Xth International Congress of Virology in Jerusalem // Arch. Virol. 1996. — Vol. 141. -P. 2251−2256.
  144. Protection against turkey rhinotracheitis pneumovirus (TRTV) induced by fowlpox virus recombinant expressing the TRTV fusion protein glycoprotein / Y. Quingzong, T. Barrett, T.D.K. Brown et al. // Vaccine. 1994. -Vol. 12.-P. 569−573.
  145. Protection provided by a commercially available vaccine againstdifferent strains of turkey rhinotracheitis virus / J.K.A. Cook, M.B. Huggins, M.A. Woods et al. // Vet. Rec. 1995. — Vol. 136. — P. 392−393.
  146. Rescue of synthetic minireplicons establishes the absence of the NS1 and NS2 genes from avian pneumoviruses / J.S. Randhawa, A.C. Marriott, C.R. Pringle, A.J. Easton // J. Virol. 1997. — Vol. 71. — P. 9849−9854.
  147. Rubbenstroth D., Rautenschlein S. Investigations on the protective role of passively transferred antibodies against avian metapneumovirus infection in turkeys // Avian Pathol. 2009. — Vol. 38, № 6. — P. 427−436.
  148. Samal S.K. Paramyxoviruses of animals // Encyclopedia of Virology, 3th ed. USA, 2008. — Vol. 4. — P. 40−47.
  149. Seal B.S. Avian pneumovirus and emergence of a new type in the United States of America // Anim. Health Res. Rev. 2000. — Vol. 1. — P. 67−72.
  150. Seal B.S. Matrix protein gene nucleotide and predicted amino acid sequence demonstrate that the first US avian pneumovirus isolate is distinct from European strains // Virus Res. 1998. — Vol. 58. — P. 45−52.
  151. Seal B.S., Sellers H.S., Meinersmann R.J. Fusion protein predicted amino acid sequence of the first U.S. avian pneumovirus isolate and lack of heterogeneity among other U.S. isolates // Virus Res. 2000. — Vol. 66. — P. 139 147.
  152. Sequence of the nucleocapsid protein gene of subgroup A and B avian pneumoviruses / J. Li, R. Lingb, J.S. Randhawa et al. // Virus Res. 1996. — Vol. 41, № 2.-P. 185−191.
  153. Serological and molecular biological evidence of avian pneumovirus infection in chickens in Russia / Y. Botchkov, A. Borisov, V. Irza et al. // 11th European Poultry Conference. Bremen, Germany, 2002. — P. 175.
  154. Sheikh M. A. Vaccination strategies against avian pneumovirus: Ph. D. Thesis. University of Minnesota. St. Paul, USA, 2001.
  155. Specific detection of avian pneumovirus (APV) US isolates by RT-PCR / H.J. Shin, G. Rajashekara, F.F. Jirjis et al. // Arch. Virol. 2000. — Vol. 145.-P. 1239−1246.
  156. Suppressor macrophages mediate depressed lymphoproliferation in chickens infected with avian reovirus / T.L. Pertile, K. Karaca, M.M. Walser, J.M. Sharma // Vet. Immunol, and Immunopathol. 1996. — Vol. 53. — P. 129−145.
  157. Susceptibility of an avian pneumovirus isolated from Minnesota turkeys to physical and chemical agents / E. Townsend, D.A. Halvorson, K.V. Nagaraja, D.P. Shaw // Avin Dis. 2000. — Vol. 44. — P. 336−342.
  158. Susceptibility of ducks to avian pneumovirus of turkey origin / H.J. Shin, M.K. Njenga, D.A. Halvorson et al. //Am. J. Vet. Res. 2001. — Vol. 62. -P. 991−994.
  159. Swollen head syndrome in broiler chicken in Morocco / M. EltVi
  160. Houadfi, J. Hamam, J. Vanmarche, J.K.A. Cook // Proceedings of the 40 Western Poultry Disease Conference. Acapulco, Mexico, 1991. — P. 126−127.
  161. Swollen head syndrome in chickens: a preliminary report on the isolation of a possible aetiological agent / S.B. Buys, J.H. Du Preez, J.N., H.J. Els // J. South African Vet. Assoc. 1989. — Vol. 60. — P. 221−222.
  162. Swollen head syndrome in Taiwan isolation of an avian pneumovirus and serological survey / Y.S. Lu, Y.S. Shien, H.J. Tsaj et al. // Avian Pathol. -1994.-Vol. 23.-P. 169−174.
  163. Tarpey I., Huggins M.B. Onset of immunity following in ovo delivery of avian metapneumovirus vaccines // Vet. Microbiol. 2007. — Vol. 124. — P. 134−139.
  164. The use of virus isolation, histopathology and immunoperoxidase techniques to study the dissemination of a chicken isolate of avian pneumovirus in chickens / E. Catelli, J.K.A. Cook, J. Chesher et al. // Avian Pathol. 1998. -Vol. 27. — P. 632−640.
  165. Timms L.M., Jahans K.L., Marshall R.N. Evidence of immunosuppression in turkey poults affected by rhinotracheitis // Vet. Rec. 1986. -Vol. 119.-P. 91−92.
  166. Toquin D., Eterradossi N., Guittet M. Use of a related ELISA antigen for efficient TRT serological testing following live vaccination // Vet. Rec. 1996. -Vol. 139.-P. 71−72.
  167. Turkey rhinotracheitis in France: preliminary investigations on a ciliostatic virus / P. Giraud, G. Bennejean, M. Guittet, D. Touquin // Vet. Rec. -1986.-Vol. 119.-P. 606−607.
  168. Turkey rhinotracheitis (TRT) in Turkey flocks in Israel virus isolation and serological respose / Y. Weisman, C. Strengel, R. Blumenkranz, Y. Segal // Proceedings of the 37th Western Poultry Disease Conference. — Davis, USA, 1988.-P. 67−69.
  169. Turkey rhinotracheitis virus and Escherichia coli experimental infection in chickens: histopathological, immunocytochemical and microbiological study / N. Majo, X. Gibert, M. Vilafranca et al. // Vet. Microbiol. 1997. — Vol. 57.-P. 29−40.
  170. Turkey rhinotracheitis virus isolated from broiler chicken with swollen head syndrome in Japan / M. Tanaka, H. Takuma, N. Kokumai et al. // J. Vet. Med. Sci. 1995.-Vol. 57.-P. 939−941.
  171. Turpin E.A., Perkins L.E., Swayne D.E. Experimental infection of turkeys with avian pneumovirus and either Newcastle disease virus or Escherichia coli I I Avian Dis. 2002. — Vol. 46. — P. 412−422.
  172. Van de Zande S., Nauwynck H., Pensaert M. The clinical, pathological and microbiological outcome of an Escherichia coli 02: K1 infection in avian pneumovirus infected turkeys // Vet. Microbiol. 2001. — Vol. 81. — P. 353−365.
  173. Van de Zande S., Nauwynck H., Pensaert M. No effect of turkey herpesvirus infections on the outcome of avian pneumovirus infections in turkeys // Avian Dis. 2001. — Vol. 45. — P. 517−521.
  174. Vaccination of commercial broiler chicks against avian metapneumovirus infection: a comparison of drinking-water, spray and oculo-oral delivery methods / K. Ganapathy, A. Bufiton, A. Pearson et al. // Vaccine. 2010. — Vol. 28, № 23. — P. 3944−3948.
  175. Wilding G.P., Baxter-Jones C., Grant M. Ciliostatic agent found in rhinotracheitis // Vet. Rec. 1986. — Vol. 118. — P. 735.
  176. Williams R.A., Savage C.E., Jones R.C. Development of a live attenuated vaccine against turkey rhinotracheitis // Avian Pathol. 1991. — Vol. 20. -P. 45−55.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!