Пространственная структура фенилаланил-тРНК-синтетазы из Thermus thermophilus в комплексе с функциональным лигандом

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Содержание

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Аминоацил-тРНК-синтетазы: краткий обзор функций
- 1. 2. Аминоацил-тРНК-синтетазы: два класса, семь подклассов
- 1. 3. Аминоацилирование: активация тРНК
- 1. 4. Взаимодействие аминоацил-тРНК-синтетаз с тРНК
- 1. 5. Ингибиторы аминоацил-тРНК-синтетаз: потенциальные эффективные антибиотики
- 1. 6. Аминоацил-тРНК-синтетазы: происхождение и эволюция
- 1. 7. Фенилаланил-тРНК-синтетаза
  - 1. 7. 1. Структура и свойства
  - 1. 7. 2. Неканонические функции
  - 1. 7. 3. Комплекс с тРНКРЬе
  - 1. 7. 4. Комплексы с Phe и PheOH-AMP
2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
- 2. 1. Материалы и методы
  - 2. 1. 1. Выделение и очистка фенилаланил-тРНК-синтетазы
  - 2. 1. 2. Кристаллизация фенилаланил-тРНК-синтетазы
  - 2. 1. 3. Получение комплекса PheRS-Phe-AMP
  - 2. 1. 4. Получение данных рентгеновской дифракции
- 2. 2. Обработка результатов
  - 2. 2. 1. Первичная обработка данных рентгеновской дифракции
  - 2. 2. 2. Построение и уточнение пространственной модели
3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
- 3. 1. Выделение, очистка и кристаллизация гомогенного фермента
- 3. 2. Реакция аминоацилирования в присутствии дивалентных ионов
- 3. 3. Обзор структуры функционального комплекса
- 3. 4. Связывание и распознавание фенилаланин-аденилата
- 3. 5. Распознавание фенилаланина в ряду ароматических аминокислот
- 3. 6. Ион металла в области взаимодействия а- и Р-субъединиц гетеродимера
- 3. 7. Ион сульфата на поверхности ДНК-связывающего домена
4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
ВЫВОДЫ

Пространственная структура фенилаланил-тРНК-синтетазы из Thermus thermophilus в комплексе с функциональным лигандом (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

Трансляция генетического кода является одним из определяющих свойств живых систем, и эта функция во многом базируется на небольшом семействе ферментов — аминоацил-тРНК-синтетаз. Более того, современные исследования продемонстрировали способность рибосомальной РНК самостоятельно проводить целый ряд химических реакций, которые прежде считались прерогативой белков, в том числе включение аминокислот в аминоацил-тРНК и гидролиз ее аналогов (Noller et al., 1992), что еще более подчеркивает важную роль этих ферментов. После образования молекулы аминоацил-тРНК (иначе называемого «активацией тРНК»), специфичность белкового синтеза во многом зависит от комплементарных взаимодействий между парами оснований, и дальнейший химический катализ может быть осуществлен представителями «мира РНК» (Carter С., 1993). Однако специфичность самого синтеза аминоацил-тРНК требует участия белков. Эта специфичность настолько высока, что примерно на 10 ООО верных реакций аминоацилирования происходит лишь одна ошибочная (Yamane & Hopfield, 1977). Реакция, на самом деле, базируется на стереоспецифическом узнавании между синтетазой, аминокислотой и тРНК в ходе двухстадийного процесса аминоацилирования:

1. aaRS + аа + АТР <-> aaRS (aa-AMP) + PPi.

2. aaRS (aa-AMP) + tRNA <-> aaRS + aa-tRNA + AMP.

Таким образом, понимание структуры и механизма функционирования этих ферментов может дать ответы на многие из важных вопросов, стоящих перед молекулярной биологией. А благодаря центральной роли aaRS в трансляции генетического кода, эволюцию синтетаз и их тРНК необходимо рассматривать в тесной связи с проблемой происхождения жизни (Schimmel Р., 1991; Moras D., 1992).

Каждый белок специфичен для одной определенной аминокислоты и одной или нескольких изоакцепторных тРНК (см. обзоры Delarue, 1995; Cusack, 1995, 1997; Arnez & Moras, 1997). В настоящее время четко определены основные взаимосвязи внутри семейства аминоацил-тРНК-синтетаз. Сравнение структур на различных уровнях — от первичной до третичной — позволяет разделить семейство синтетаз на два класса (Eriani et al., 1990), внутри которых различают 7 подклассов. Важнейшим различием ферментов двух классов является конечная точка аминоацилирования на 3'-концевом аденозине тРНК: синтетазы класса I производят присоединение по 2'-гидроксильной группе рибозы, тогда как синтетазы класса П переносят аминоацил-аденилат на З'-гидроксил (Freist W., 1988). Разделение на два класса подтверждается и результатами кристаллографических исследований, показавших две различных архитектуры активных сайтов, которая остается постоянной среди практически всех членов одного класса. Более того, в активных сайтах синтетаз обнаружены высоко консервативные аминокислотные последовательности (Perona etal., 1991), и их важность подтверждена кинетическими исследованиями мутантных ферментов (Wilkinson et al., 1983).

Механизм аминоацилирования является столь сложным, поскольку специфичное узнавание родственной тРНК, по-видимому, включает в себя конформационные перестройки как самой синтетазы, так и тРНК, происходящие в ходе связывания и переноса аминоацил-аденилата. Хотя большинство из определенных на настоящий день структур показывают важность взаимодействия с антикодоновым триплетом тРНК для точного ее узнавания, различные aaRS вовлекают во взаимодействие и иные сайты тРНК, изменяющиеся от фермента к ферменту (Carter С., 1993). Видимо, тРНК-связывающие домены были более подвержены эволюционным изменениям, нежели каталитические. То есть, две каталитические функции синтетаз — активация аминокислоты и перенос аминоацил-аденилата на молекулу тРНК — эволюционировали и развивались в значительной мере независимо друг от друга.

Фенилаланил-тРНК-синтетаза — наиболее крупный и сложный фермент группы, принадлежащий ко II классу и обычно выделяемый в отдельный подкласс d. Его субъединичная организация (сф)2 была установлена для белка, выделенного из Thermus thermophilus НВ8 (Mosyak et al., 1995). Каталитический домен, характерный для синтетаз II класса, входит в состав а-субъединицы (350 аминокислотных остатков), а более крупная Р-субъединица (785 аминокислотных остатков) включает, помимо прочих, домен, структурно весьма схожий с каталитическим, но не обладающий каталитической активностью. Наряду с этим, Р-субъединица включает и другие элементы, в том числе олигонуклеотид-связывающий домен и рибонуклеопротеидный домен. Структура PheRS в комплексе с тРНКРЬе установлена при низком разрешении (Goldgur et al., 1997). В ходе анализа этих структурных данных был продемонстрирован необычный способ связывания тРНК, в котором принимают участие одновременно оба гетеродимера белка.

Вообще, три аспекта изучения аминоацил-тРНК-синтетаз представляют особый интерес. Это — механизмы специфического узнавания и активации соответствующей аминокислоты, узнавание и аминоацилирование тРНК и, наконец, эволюция и дивергенция 20 молекул-синтетаз от древних предшественников. Ответы на эти вопросы способна дать атомная структура как самих синтетаз, так и их комплексов с функциональными субстратами.

Цель и задачи: Цель исследования — установить пространственную структуру фенилаланил-тРНК-синтетазы в комплексе с функциональным лигандом — фенилаланил-аденилатом — и выявить молекулярные механизмы, лежащие в основе распознавания субстратов и прохождения первого этапа реакции аминоацилирования.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Найти способ преодоления невозможности протекания реакции аминоацилирования в кристаллах нативной фенилаланил-тРНК-синтетазы, что связано с присутствием в маточном буфере высокой концентрации соли аммония, с одной стороны необходимого для стабилизации кристаллов, а с другой — ингибирующего строго необходимое для реакции взаимодействие с ионами магния.

2. Проведя первую стадию реакции в кристаллах нативной фенилаланил-тРНК-синтетазы, установить пространственную структуру образовавшегося комплекса при возможно большем разрешении.

3. На основе полученных данных, а также результатов предыдущих исследований установить молекулярные механизмы, лежащие в основе первой фазы катализируемой реакции, объяснить роль в них катионов Mg2+, а также обосновать высокую специфичность распознавания субстратов первой фазы реакции — молекул АТФ и фенилаланина.

Научная новизна. В ходе работы доказана возможность успешного прохождения реакции аминоацилирования в присутствии ионов Mn2+, а также установлена структура фенилаланил-тРНК-синтетазы в комплексе с фенилаланил-аденилатом, продуктом первой стадии катализируемой этим ферментом реакции. Структура получена при высоком разрешении 2.6 А, что позволило установить механизмы, лежащие в основе высокоспецифического распознавания белком субстратов — АТФ и фенилаланина.

2+ 9.

Выявлено присутствие в структуре катионов Мп и анионов S04 выдвинута гипотеза об их роли в функционировании фенилаланиловой системы, стабилизации пространственной структуры гетеродимерного белка и, возможно, специфическом связывании с ДНК.

На основе структурных данных установлена молекулярная схема прохождения первой стадии реакции аминоацилирования.

Практическая значимость. Большой практической значимостью обладают исследования механизмов всех этапов синтеза белка, а также структуры и молекулярных принципов функционирования вовлеченных в этот процесс ферментов. Результаты подобных работ не только способствуют более глубокому пониманию одного из наиболее фундаментальных жизненных процессов, но и помогают модулировать его, создавать антибиотики, специфически ингибирующие белковый синтез. Многообразие функций аминоацил-тРНК-синтетаз — в том числе, регуляторных, — позволяет говорить и о возможности использования их в решении самых разнообразных задач, связанных с необходимостью регуляции внутриклеточного метаболизма. С другой стороны, отсутствие четких знаний о структуре, механизмах регуляции и функционирования этих ферментов не позволяют пока активно использовать эти возможности в медицинских целях.

Особый интерес при этом представляет собой фенилаланил-тРНК-синтетаза, один из наиболее крупных и сложных ферментов данного класса, для которого продемонстрировано специфическое связывание с определенными участками ДНК, расположенными в районе 5-конца гена pheST, кодирующего этот белок (Lechler & Kreutzer, 1998), осуществляя авторегуляцию транскрипции. Некоторые данные говорят и в пользу возможности участия этого белка в раковых процессах, что еще более повышает значение детального изучения механизмов, лежащих в основе функционирования этого фермента.

В связи с этим, целью настоящей работы явилось установление пространственной структуры комплекса фенилаланил-тРНК-синтетазы с.

V О 1 продуктом первой стадии катализируемои ею реакции — фенилаланил-аденилатом. На основе полученных результатов мы показали наиболее вероятный механизм специфического распознавания субстратов, АТФ и фенилаланина, а также прохождения первого этапа реакции аминоацилирования.

Место выполнения работы. Работа выполнена на кафедре микробиологии Казанского государственного университета. Ряд экспериментальных исследований (выделение фенилаланил-тРНК-синтетазы, получение кристаллов белка и комплекса) выполнены на кафедре структурной биологии Института Вайцмана (г. Реховот, Израиль).

Апробация работы. Основные результаты работы доложены на II и IV научных конференциях молодых ученых, аспирантов и студентов «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2001, 2003), на III съезде биохимического общества (Санкт-Петербург, 2002), на отчетных научно-практических конференциях кафедры Структурной биологии университета Вайцмана (Реховот, Израиль, 2000, 2001).

Публикации. По теме настоящей диссертации опубликованы 4 научные работы. Из них 1 — в центральной зарубежной печати, 2 представлены в сборнике тезисов докладов российских конференций и 1 — в сборнике тезисов о научно-практических результатах работы лабораторий синхротрона NSLS (США).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 98 страницах машинописного текста, содержит 4 таблицы, 14 рисунков, включает введение, обзор литературы, описание материалов и методов исследования, их результаты, обсуждение результатов, выводы и список литературы.

Список литературы

содержит 135 источников, из них 132 зарубежных.

выводы.

1. Показано, что для фенилаланил-тРНК-синтетазы из Thermus thermophilics роль электрофильного катализатора реакции способны выполнять катионы марганца. Замена в реакционной смеси ионов Mg2+ на ионы Мп2+ позволяет проводить первую стадию реакции аминоацилирования в присутствии сульфата аммония, который является строго необходимым для сохранения кристаллов PheRS.

2. Впервые получены кристаллы функционального комплекса фенилаланил-тРНК-синтетазы с продуктом первой фазы аминоацилирования — фенилаланиладенилатом. Собраны данные рентгеноструктурной дифракции на кристаллах и подтверждено возникновение комплекса PheRS-Phe-AMP.

3. Определена пространственная структура комплекса при разрешении до 2,6 А. Показано, что сверхспецифическое узнавание фенольной части в составе Phe-AMP происходит в результате взаимодействия фенольного кольца с двумя близлежащими консервативными аминокислотными остатками в активном центре фермента, Phea258 и Phea260, а также за счет стерических особенностей строения субстрат-связывающего «пакета».

4. В активном сайте не обнаружено ионов марганцароль катионов металла в стабилизации необходимого для реакции переходного состояния АТФ выполняют остатки полярных аминокислот и молекулы воды, связанные в активном сайте. Расчет аномальной карты Фурье показал присутствие иона металла на интерфейсе аи р-субъединиц белка, поблизости от высоко консервативного мотива 3, принимающего участие в формировании белкового комплекса. На поверхности белка обнаружен анион S042″, который может служить одним из медиаторов взаимодействия синтетазы с ДНК.

5. Предложена принципиальная схема прохождения реакции аминоацилирования для PheRS, в рамках которой связывание небольших реактантов — фенилаланина и АТФ, а также успешное завершение первой фазы аминоацилирования образованием фенилаланил-аденилата в активном центре синтетазы является необходимым условием для последующего эффективного взаимодействия с тРНКРЬе. В рамках этого взаимодействия и образования тройного комплекса PheRS-Phe-AMP-TPHKFhe взаимное расположение участников второй стадии аминоацилирования внутри активного центра белка стабилизируется образованием двух ароматических «триад».

Показать весь текст

Список литературы

Васильева И. А., Анкилова В. Н., Лаврик О. И., Моор Н. А. Взаимодействие фенилаланил-тРНК-синтетазы Thermus thermophilus с З'-концевым нуклеотидомxPHKPhe Биохимия? 2000, Т. 65, С. 13 681 379.
Иванов К.А., Моор Н. А., Анкилова В. Н., Лаврик О. И. Фенилаланил-тРНК-синтетаза взаимодействует с ДНК: исследование активности с использованием дезоксирибоолигонуклеотидов. Биохимия. 2000. Т. 65. С. 515−521.
Киселев Л.Л., Фаворова О. О., Лаврик О. И. Биосинтез белков от аминокислот до аминоацил-тРНК. 1984. Москва. Изд-во Наука. 408 с.
Aberg A., Yaremchuk A., Tukalo М., Rasmussen В., Cusack S. Crystal structure analysis of activation of histidine by Thermus thermophilus histidine-tRNA synthetase. //Biochem. 1997. — Vol. 36. — P. 3084−3094.
Airas K.R. Differences in the magnesium dependences of the class I and class II aminoacyl-tRNA synthetases from E.coli. II Eur. J. Biochem. -1996.-Vol. 240.-P. 223−231.
Ankilova V.N., Reshetnikova L.S., Chernaya M.M., Lavrik O.I. Phenylalanyl-tRNA synthetase from Thermus thermophilus HB8: purification and properties of the crystallizing enzyme. // FEBS Lett. 1988. -Vol. 227.-P. 9−13.
Arnez J.G., Augustine J., Moras D., Franklyn C.S. The first step in aminoacylation st the atomic level in histidine-tRNA synthetase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1997. — Vol. 94. — P. 7144−7149.
Arnez J., Dock-Bregeon A.-C., Moras D. Glycyl-tRNA Synthetase Uses a. Negatively Charged Pit for Specific Recognition and Activation of Glycine.
J. Mol. Biol. 1999. — Vol. 286. — P. 1449−1459.
Logan D., Mazauric M.-H., Kern D., Moras D., Crystal structure of glycyl-tRNA synthetase from Thermus thermophilus // EMBO J. 1995. — Vol. 14.-P. 4156−4167.
Arnez J.G. and Moras D. Structural and functional considerations of the aminoacylation reaction. // Trends Biochem. Sci. 1997. — Vol.22. -P. 189−232.
Artymiuk P. J., Rice D. W., Poirette A.R., Willet P. A tale of two synthetases. // Nature Struct. Biol. 1994. — Vol. 1. — P. 758−760.
Belrhali H., Yaremchuk A., Tukalo M., Berthet-Colominas C., Rasmussen В., Bosecke P., Diat O., Cusack S. The structural basis for seryl-adenylate and Ap4A synthesis by seryl-tRNA synthetase. // Structure 1995. — Vol. 3. -P. 341−352.
Biou V., Yaremchuk A., Tukalo M., Cusack, S. The 2,9 A Crystal Structure of T. thermophilus Seryl-tRNA Synthetase Complexed with tRNA (Ser). // Science 1994. — Vol. 263. — P. 1404−1410.
Blow D.M., Bhat T.N., Metcalfe A., Risler J.L., Brunie S. Structural homology in the amino-terminal domains of two aminoacyl-tRNA synthetases. // JMB 1983. — Vol. 171. — P. 571−576.
Bochkarev A., Pfuetzner R., Edwards A., Frappier L Structure of the single-stranded-DNA-binding domain of replication protein A bound to DNA. // Nature 1997. — Vol. 385.-P. 176−181.
Bock A., Forchhammer K., Heider J., Baron С Selenoprotein synthesis: an expansion of the genetic code. // Trends Biol. Sci. 1991. — Vol. 16.1. P. 463−467.
Branden С. and Tooze J. in Introduction to protein structure. 1991, New York, Garland.
Brick P. and Blow D. Crystal structure of a deletion mutant of tyrosyl-tRNA synthetase complexed with tyrosine. // JMB 1987. — Vol. 194. — P. 287 297.
Brick P., Bhat Т., Blow D. Structure of tyrosyl-tRNA synthetase refined at 2.3 A resolution: interaction of the enzyme with the tyrosyl adenylate. // JMB 1988. — Vol. 208. — P. 83−98.
Brown J. and Doolittle W. Root of the universal tree of life based on ancient aminoacyl-tRNA synthetase gene duplications. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. — Vol. 92. — P. 2441−2445.
Brown J., Doolittle W. Archaea and the prokaryote-to-eukaryote transition. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. — Vol. 61. — P. 456−502.
Brown J., Zhang J., Hodgson J. A bacterial antibiotic resistance gene with eukaryotic origins. // Сшт. Biol. 1998. — Vol. 8. — P. 365−367.
Burbaum J.J., Starzyk R.M., Shimmel P. Understanding structural relationships in proteins of unsolved three-dimensional structure. // Proteins: Struct. Func. Genet. 1990. — Vol. 7. — P. 99−111.
Burbaum J.J. and Shimmel P. Structural relationships and the classification of aminoacyl-tRNA synthetases. // J. Biol. Chem. 1991. — Vol. 266. -P. 16 965−16 968.
Bycroft M., Hubbard Т., Proctor M., Freund S., Murzin A. The solution structure of the SI RNA binding domain: a member of an ancient nucleic acid-binding fold. // Cell 1997. — Vol. 88. — P. 235−242.-Vol. З.-Р. 39−44.
Cusack S. Eleven down and nine to go. // Nat. Struct. Biol. 1995. — Vol. 2. -P. 824−831.
Cusack S. Aminoacyl-tRNA synthetases. // Curr. Op. In Struct. Biol. 1997. -Vol. 7.-P. 881−889.
Cusack S., Yaremchuk A., Tukalo M. tRNA recognition by aminoacyl-tRNA synthetases. // in «The many faces of RNA» ed. Eggleston D., London, Ac. Press 1997. — P. 55−64.
Cusack S., Yaremchuk A., Krikliviy I., Tukalo M. tRNAPro anticodon recognition by Thermus thermophilus prolyl-tRNA synthetase. // Structure -1998, — Vol. 6.-P. 101−108.
Delarue M., Poterszman A., Nikonov S., Garber M., Moras D., Thierry J. Crystal structure of a procaryotic aspartyl-tRNA synthetase. // EMBO J.1994. Vol. 14. — P. 3219−3229.
Delarue M. Aminoacyl-tRNA synthetases. // Curr. Opin. In Struct. Biol.1995,-Vol. 5.-P. 48−55.
De Pauplana R., Turner R., Steer В., Schimmel, P. Genetic code origins: tRNAs older than their synthetases? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. -Vol. 95.-P. 11 295−11 300.
DePrat Gay G., Duckworth H., Fersht A. Modification of the amino acid specificity of tyrosyl-tRNA synthetase by protein engineering. // FEBS Lett. -1993.-Vol. 318.-P. 167−171.
Desogus G., Todone F., Brick P., Onesti S. Active Site of Lysyl-tRNA Synthetase: Structural Studies of the Adenylation Reaction. // Biochemistry 2000. — Vol. 39. — P. 8418−8425.
Dou X., Limmer S., Kreutzer R. DNA-binding of Phenylalanyl-tRNA Synthetase is Accompanied by Loop Formation of the Double-stranded DNA. // J. Mol. Biol. 2001. — Vol. 305. — P. 451−458.
Doublie S., Bricogne G., Gilmore C., Carter C. Tryptophanyl-tRNA synthetase crystal structure reveals an unexpected homology to tyrosyl-tRNA synthetase. // Structure 1995. — Vol. 3. — P. 17−32.
Eriani G., Delarue M., Poch O., Gangloff J., Moras D. Partition of tRNA synthetases into two classes based on mutually exclusive sets of sequence motifs. // Nature 1990. — Vol. 347. — P. 203−206.
Eriani G., Dirheimer G., Gangloff J. Cysteinyl-tRNA synthetase: determination of the last E. coli aminoacyl-tRNA synthetase primary structure. // Nucleic Acids Res. 1991. — Vol. 19 — P. 265−269.
Fersht A.R. DNA replication fidelity. // Proc. R. Soc. London 1981. -Vol. B212-P. 351−379.
Fersht A.R. // in Accuracy in Molecular Biology, ed. Kirkwood T.B., Rosenberger R.F., Galas D.J. 1986, London, Chapman & Hall — P. 67−82.
Freist W. // in Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1988. — Vol. 27. — P. 773−778.
Gilbart J., Perry C., Slocombe B. High-level mupirocin resistance in Staphylococcus aureus: evidence for two distinct isoleucyl-tRNA synthetases. Antimicrob. // Agents Chemother. 1993. — Vol. 37. — P. 3238.
Goldgur Y., Mosyak L., Reshetnikova L., Ankilova V., Lavrik O., Khodyreva S., Safro M. The crystal structure of phenylanalil-tRNA synthetase from Th. thermophilics complexed with cognate tRNAphe. // Structure 1997. — Vol. 5. — P. 59−68.
Heck J.D. and Hatfield G.W. Valyl-tRNA synthetase gene of Escherichia coli K12. // J. Biol. Chem. 1988. — Vol. 263. — P. 868−877.
Henkin T. tRNA-directed transcription antitermination. // Mol. Microbiol. -1994.-Vol. 13.-P. 381−387.
Herschlag D. RNA chaperones and the RNA folding problem. // J. Biol.
Chem. 1996. — Vol. 270. — P. 20 871−20 874.
Himeno H., Hasegawa Т., Ueda Т., Watanabe K., Shimizu H. Conversion of aminoacylation specificity from tRNATyr to tRNASer in vitro. II Nuc. Ac. Res.-1991.-Vol. 18.-P. 6815−6819.
Ibba M., Curnow A.W., Soil D. Aminoacyl-tRNA synthesis: divergent routes to a common goal. // Trends in Biol. Sci. 1997. — Vol. 22. — P. 3942.
Ibba M. Eyeing up tryptophanyl-tRNA synthetase. // Trends in Biochem. Sci.-2002-Vol. 27.-P. 227.
Ibba M., Morgan S., Curnow A., Pridmore D., Vothknecht U., Gardner W., Lin W., Woese C., Soil D. A eurearchaeal lysyl-tRNA synthetase: resemblance to class I synthetases. // Science. 1997. — Vol. 278. — P. 11 191 122.
Illangasekare M., Sanchez G., Nickles Т., Yarns M. Aminoacyl-tRNA synthesis catalyzed by an RNA. // Science 1995. — Vol. 267. — P. 643−647.
Jones Т., Zou J.-Y., Cowan S., Kjeldgaard M. Improved Methods for Building Protein Models in Electron Density Maps and the Location of Errors in these Models. // Acta Cryst. 1991. — Vol. A47. — P. 110−119.
Khodyreva S., Moor N., Ankilova V., Lavrik O. Phenylalanyl-tRNA synthetase from E. coli MRE-600: analysis of the active site distribution on the enzyme subunits by affinity labelling. // Bioch. Biophys. Acta 1985. -Vol. 830.-P. 206−212.
Kholod N., Pan’kova N., Mayorov S., Krutilina A., Shlyapnikov M., Kisselev L., Ksenzenko V. Transfer RNAPhe isoacceptors possess non-identical set of identity elements at high and low Mg2+ concentrations. // FEBS Lett. 1997. — Vol. 411. — P. 123−127.
Kim Y., Shin J., Li R., Cheong C., Kim K., Kim S. A novel anti-tumor cytokine contains a RNA binding motif present in aminoacyl-tRNA synthetases. // J. Biol. Chem. 2000. — Vol. 275. — P. 27 062−27 068.
Koch C.A., Anderson D., Moran M., Ellis C" Pawson T. SH2 and SH3domains: elements that control interactions of cytoplasmic signalling proteins. // Science 1993. — Vol. 252. — P. 668−674.
Krauss G., Reisner D., Maass G. Mechanism of discrimination between cognate and non-cognate tRNAs by phenylalanyl-tRNA synthetase from yeast. // Eur. J. Biochem. 1976. — Vol. 68. — P. 81−93.
Lamour V., Quevillon S., Diriong S., N’gyuen V., Lipinski M., Mirande M. Evolution of the Glx-tRNA synthetase family: The glutaminyl enzyme as a case of horizontal gene transfer. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. -Vol. 91.-P. 8670−8674.
Laskowski R., MacArthur M., Moss D., Thornton J. PROCHECK: a program to chek the stereochemical quality of protein structure. // J. Appl. Cryst. 1993. — Vol. 26. — P. 283−291.
Leatherbarrow R.J., Fersht A.R., Winter G. Transition-state stabilization in the mechanism of tyrosyl-tRNA synthetase revealed by protein engineering. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1985. — Vol. 82. — P. 7840−7844.
Lechler A. and Kreutzer R. The phenylalanyl-tRNA synthetase specifically binds DNA. // J.M.B. 1998. — Vol. 278. — P. 897−901.
Liu D., Magliery Т., Pastrnak M., Schlutz P. Engineering a tRNA and aminoacyl-tRNA synthetase for the site-specific incorporation of unnatural amino acids into proteins in vivo. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. -Vol. 94. — P. 10 092−10 097.
Logan D. Mazauric M.-H., Kern D., Moras D., Crystal structure of glycyl-tRNA synthetase from Thermus thermophilus // EMBO J. 1995. — Vol. 14. -P. 4156−4167.
Majerfeld I. and Yarns M. An RNA pocket for an aliphatic hydrophobe. // Nat. Struct. Biol. 1994. — Vol. 1. — P. 287−292.
Martinis S., Plateau P., Cavarelli J., Florenz C. Aminoacyl-tRNA synthetases: A new image for a classical family. // Biochimie 1999. -Vol. 81.-P. 683−700.
McClain W. and Foss K. Nucleotides that contribute to the identity of
Escherichia coli tRNAPhe. // J.M.B. 1988. — Vol. 202. — P. 697−709.
McClain W., Foss K., Jenkins R., Schneider J. Four sites in the acceptor helix and one site in the variable pocket of tRNAAla determine the molecule’s acceptor identity. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991. — Vol. 88. — P. 92 729 276.
Miller W., Hill K., Shimmel P. Evidence for a «Cys-Lys box» metal binding site in an E. coli aminoacyl-tRNA synthetase. I I Biochem. 1991. — Vol. 30. -P. 6970−6976.
Moras D. Aminoacyl-tRNA synthetases. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1992. -Vol. 2.-P. 138−142.
Mosyak L., Safro M. Phenylalanyl-tRNA synthetase from Thermus thermophilus has four antiparallel folds of which only two are catalytically functional. // Biochimie 1993. — Vol. 75. — P. 1091−1098.
Mosyak L., Reshetnikova L., Goldgur Y., Delarue M., Safro M. Structure of phenylalanyl-tRNA synthetase from Th. thermophilus. II Nat. Struct. Biol. -1995.-Vol. 2.-P. 537−547.
Nicholls A., Sharp K., Honig B. Protein Folding and Association: Insights from the Interfacial and Thermodynamic Properties of Hydrocarbons. // Proteins 1991. — Vol. 11. — P. 281−286.
Noller H.F., Hoofarth V., Zimniak L. Unusual resistance of peptidyl transferase to protein extraction procedures. // Science 1992. — Vol. 256. -P. 1416−1419.
Normalny J., Ogden R., Horvath S., Abelson J. Changing the identity of a transfer RNA. // Nature 1986. — Vol. 321. — P. 213−219.
Onesti S., Miller A., Brick P. The crystal structure of the lysyl-tRNA synthetase (LysU) from Escherichia coli. // Structure 1995. — Vol. 3. -P. 163−176.
Otani A., Slike В., Dorrell M., Hood J., Kinder K., Ewalt K., Cheresh D., Schimmel P., Friedlander M. A fragment of human TrpRS as a potent antagonist of ocular angiogenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002.
Caprara M.G., Mohr G. and Lambowitz A.M. A tyrosyl-tRNA synthetase protein induces tertiary folding of the group I intron catalytic core. // J.M.B. 1996.-Vol. 257.-P. 512−531.
Carson M. // in Methods Enzymol., ed. Abelson J., Simon M. 1997. -Vol. 277.-P. 493−505.
Carter C.W. Cognition, mechanism and evolutionary relationships in aminoacyl-tRNA synthetases. // Annu. Rev. Biochem. 1993. — Vol. 62. -P. 715−748.
Cavarelli J., Rees В., Ruff M., Thierry J.-C., Moras D. Yeast tRNAAsp recognition by its class II aminoacyl-tRNAsynthetase. // Nature 1993. -Vol. 362.-P. 181−184.
Cech T.R. Self-splicing of group I introns. // Annu. Rev. Biochem. 1990. -Vol. 59.-P. 543−568.
Chernaya M., Reshetnikova L, Korolev S, Safro M. Preliminary crystallographic study of the phenylalanil-tRNA synthetase from Th. themophilus HB8. // J.M.B. 1987. — Vol. 198. — P. 555−556.
Collaborative Computational Project, Number 4. // Acta Cryst. 1994. -Vol. D60.-P. 760−763.
Condon C., Grunberg-Manago M., Putzer, H. Aminoacyl-tRNA synthetase gene regulation in Bacillus subtilis. II Biochimie. 1996. — Vol. 78. -P. 381−389.
Cusack S., Berthet-Colominas C., Hartlein M., Nassar N., Leberman R. A second class of synthetase structure revealed by X-ray analysis of Escherichia coli seryl-tRNA synthetase at 2.5 A. // Nature 1990. -Vol. 347.-P. 249−255.
Cusack S. Aminoacyl-tRNA synthetases. // Curr. Op. In Struct. Biol. 1993.1. Vol. 99.-P. 178−183.
Otwinowski Z. // in «Proceedings of the CCP4 Study Weekend. Data Collection and Processing», eds. Sawyer L., Isaacs N., Bailey S., Warrington: Daresbury Laboratory. 1993. — P. 56−62.
Oubridge C., Ito N., Evans P.R., Teo C.-H. Nagai K. Crystal structure at 1.92 A resolution of the RNA-binding domain of the U1A spliceosomal protein complexed with an RNA hairpin. // Nature 1994. — Vol. 372. -P. 432−438.
Pepinsky R. & Okaya Y. Determination of crystal structures by means of anomalously scattered X-rays. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1956. -Vol. 42.-P. 286−292.
Perona J.J., Rould M., Steitz T. The structural basis of transfer RNA aminoacylation by E. coli glutaminyl-tRNA synthetase. // Biochem. 1993. -Vol. 32.-P. 8758−8771.
Poterszman A., Delarue M., Thierry J., Moras D. Synthesis and recognition of aspartyl-adenylate by Thermus thermophilus aspartyl-tRNA synthetase. // JMB 1994. — Vol. 244. — P. 158−164.
Putney S., Schimmel P. An aminoacyl-tRNA synthetase binds to a specific DNA sequence and regulates its gene transcription. // Nature 1981. -Vol. 306,-P. 441−447.
Putzer H., Grunberg-Manago M., Springer M. Bacterial aminoacyl-tRNA synthetases: genes and regulation of expression. // in Soli D., RajBhandary U. (eds.) tRNA: Structure, Biosynthesis and Function. ASM Press. Washington, DC — 1995. — P. 293−333.
Rao S.T. and Rossmann M.G. Comparison of super-secondary structures in proteins. // J. Mol. Biol. 1973. — Vol. 76. — P. 241−256.
Read R. Improved Fourier coefficients for maps using phases from partial structures with errors. // Acta Cryst. 1986. — Vol. A42. — P. 140−149.
Regan L., Bowie J., Shimmel P. Polypeptide sequebce essential for RNA recognition by an enzyme. // Science 1987. — Vol. 235. — P. 1651−1653.
Renaud M., Bollak C., Ebel J.P. Interpretation of incomplete aminoacylation of yeast tRNAPhe: evidence for a phenylalanyl-tRNA synthetase catalyzed transconformation of tRNAphe. // Biochimie 1974. — Vol. 56. — P. 12 031 209.
Reshetnikova L., Khodyreva S., Lavrik O., Ankilova V., Frolow F. and Safro M. Crystals os the phenylalanyl-tRNA synthetase from Thermus thernophilus HB8 complexed with tRNAphe. // J.M.B. 1993. — Vol. 231. -P. 927−929.
Reshetnikova L., Moor N., Lavrik O., Vassylyev D.G. Crystal structures of phenylalanyl-tRNA synthetase complexed with phenylalanine and phenylalanyl-adenylate analogue. // J.M.B. 1999. — Vol. 287. — P. 555−568.
Rhodova M., Ankilova V., Safro M.G., Human phenylalanyl-tRNA synthetase reveals different tRNA binding mode and non-canonical cellular functions. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. — Vol. 255. — P. 765 778.
Richardson J. The anatomy and taxonomy of protein structure. // Advances of protein chemistry 1981. — Vol. 34. — P. 167−339.
Rould M.A., Perona J.J., Soil D., Steitz T.A. Structure of E. coli glutaminyl-tRNA synthetase complexed with tRNAGln and ATP at 2.8 A resolution. // Science 1989. — Vol. 246. — P. 1135−1142.
Rould M.A., Perona J.J., Steitz T.A. High resolution crystal structure of
E. coli glutaminyl-tRNA synthetase eomplexed with its cognate tRNA. // Biophys. J. 1989. — Vol. 55. — P. 49.
Ruff M., Krishnaswamy S., Boeglin M., Potterszman A., Mitschler A. Class II aminoacyl transfer RNA synthetases: crystal structure of yeast aspartyl-tRNA synthetase eomplexed with tRNAAsp. // Science 1991. — Vol. 252. -P. 1682−1689.
Safro M. & Mosyak L. Structural similarities in the noncatalytic domains of phenylalanyl-tRNA and biotin synthetases. // Protein Sci. 1995. — Vol. 4. -P. 2429−2432.
Saks M., Sampson J., Abelson J. The transfer RNA identity problem: a search for rules. // Science 1994. — Vol. 263. — P. 191−197.
Sanni A., Walter P., Boulanger Y., Ebel J.P., fasiolo F. Evolution of aaRS quaternary structure and activity: S. cerevisiae mitochondrial PheRS. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991. — Vol. 88. — P. 8387−8391.
Sassanfar M., Kranz J., Gallant P., Schimmel P., Shiba K. A eubacterial Mycobacterium tuberculosis tRNA synthetase is eukaryote-like and resistant to eubacterial-speciflc antisynthetase drug. // Biochemistry 1996. -Vol. 35.-P. 9995−10 003.
Schmidt E. and Shimmel P. Mutational isolation of a sieve for editing in a transfer RNA synthetase. // Science 1994. — Vol. 264. — P. 265−267.
Schweins Т., Langen R., Warshel A. Why have mutagenesis studies not located the general base of ras p21? // Nat. Struct. Biol. 1994. — Vol. 1. -P. 476−484.
Shimmel P. Classes of aminoacyl-tRNA synthetases and the establishment of the genetic code. // Trends Biol. Sci. 1991. — Vol. 16. — P. 1−3.
Shimmel P. and De Pouplana R.L. Tranfer RNA: from minihelix to genetic code. // Cell 1995. — Vol. 81. — P. 983−986.
Schimmel P., Tao J., Hill J. Aminoacyl-tRNA synthetases as targets for new anti-infectives. // FASEB J. -1998 Vol. 12. — P. 1599−1609.
Schimmel P. and De Pouplana R. Genetic code origins: experiments confirm phylogenetic predictions and may explain a puzzle. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999. — Vol. 96. — Pp 327−328.
Schmidt, E. & Schimmel, P. Mutational Isolation of a Sieve for Editing in a Transfer RNA Synthetase. // Science 1994. — Vol. 264 — P. 265−267.
Shulman L. Recognition of tRNAs by aminoacyl-transfer RNA synthetases. // Prog. Nuc. Acid Res. Mol. Biol. 1991. — Vol. 41. — P. 23−87.
Schultz S., Shields G., Steitz T. Crystal Structure of a CAP-DNA Cmplex: The DNA Is Bent by 90° // Science 1991. — Vol. 253. — P. 1001−1007.
Siatecka M., Rozek M., Barciszewski J., Mirande M. Modular evolution of the Glx-RNA synthetase family rooting of the evolutionary tree between the bacteria and archaea/eukarya branches. // Eur. J. Biochem — 1998. -Vol. 256.-P. 80−87.
Schultz S.C., Shields G.C., Steitz T.A. Crystal structure of a CAP-DNA complex: the DNA is bent by 90°. // Science 1991. — Vol. 253. — P. 10 011 007.
Steitz J.A. and Tycowski K.T. Small RNA chaperones for ribosome biogenesis. // Science 1995. — Vol. 270. — P. 1626−1627.
Toth M, Shimmel P. Internal structural features of E. coli glycyl-tRNA synthetase examined by subunit polipeptide chain fusions. // J. Biol. Chem. 1986. — Vol. 261. — P. 6643−6646.
Ueda Т., Yotsumoto Y., Ikeda K., Watanabe K. The T-loop region of animalmitochondrial tRNASer (AGY) is a main recognition site for homologous seryl-tRNA synthetase. // Nuc. Ac. Res. 1992. — Vol. 20. — P. 475−478.
Wilkinson A.J., Fersht A.R., Blow D.M., Winter G. Site-directed mutagenesis as a probe of enzyme structure and catalysis: tyrosyl-tRNA synthetase cysteine-35 to glycine-35 mutation. // Biochemistry 1983. -Vol. 22.-P. 3581−3586.
Wakasugi K., Slike В., Hood J., Otani A., Ewalt K., Frielander M" Schimmel P. A human aminoacyl-tRNA synthetase as a regulator of angiogenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2002. — Vol. 99. — P. 173−177.
Yamane T. & Hopfield J., Experimental evidence for kinetic proofreadings in the aminoacylation of tRNA by synthetase. // Proc. Natl. Acad. Sci. -1977. Vol. 74. — P. 2246−2250.-J' I'1. ГОСУЬ'* ¦ БЛЕЛКО! f, F/y

Заполнить форму текущей работой