Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Организация пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК насекомых

Диссертация: Организация пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК насекомых
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Полученные нами материалы однозначно указывают на существование взаимосвязи между степенью сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК и интенсивностью ее возрастания в эмбриогенезе, с одной стороны, и хозяйственно-полезными качествами пород и гибридов тутового шелкопряда, с другой. Отмечена положительная корреляция с такими биологическими показателями, как средняя масса кокона, масса шелковой… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА I. Структурная организация и функционирование генома насекомых (обзор литературы)
    • 1. 1. Общие представления о структурной организации генома насекомых
    • 1. 2. Характеристика структурных элементов генома насекомых
      • 1. 2. 1. Сателлитная ДНК
      • 1. 2. 2. Обращенные повторы
      • 1. 2. 3. Умеренно повторяющиеся последовательности
        • 1. 2. 3. 1. Рассеянные повторы и их роль в регуляции активности генома насекомых
        • 1. 2. 3. 1. Сблоченные повторяющиеся последовательности
  • Гены высокомолекулярных рРНК
  • Гены 5S рРНК
  • Гены тРНК
  • Гистоновые гены
    • 1. 3. Изменения генома насекомых в процессе эволюции
  • Мобильные генетические элементы и их роль в шкроэЕОлюции насекомых
    • 1. 4. Изменения генома насекомых в процессе развития
  • ГЛАВА II. Материалы и методы
  • П. 1. Материалы
  • П. 2. Методы
  • П. 2.1. Выделение ДНК из грены тутового шелкопряда
  • П. 2.2. Выделение препарата ДНК из фиксированного биологического материала
  • П. 2.3. Удаление из препаратов ДНК примесей РНК
  • П. 2.4. Деградация ДНК до пиримидиновых последовательностей и подготовка гидролизата для хроматографии
  • П. 2.5. Разделение пиримидиновых олигонуклеотидов на изошшты с помощью колоночной хроматографии
  • П. 2.6. Разделение пиримидиновых изоплитов на компоненты, различающиеся содержанием тими-диловых и цитидиловых нуклеотидных остатков
  • П. 2.7. Количественное определение оодержания фракций изоплитов
  • ГЛАВА III. Исследование степени сблоченности пиримидиновых изоплитов в ДНК насекомых в видовом аспекте

ГЛАВА 1У. Сравнительное исследование блочной организации пиримидиновых последовательностей, различающихся содержанием цитидиловых и тимидиловых нуклеоти-дов, в ДНК некоторых представителей класса насекомых

1У.1. Общие закономерности в организации и содержании пиримидиновых последовательностей в ДНК насекомых

1У.2. Организация пиримидиновых последовательностей ДНК насекомых в видовом аспекте

ГЛАВА V. Организация пиримидиновых последовательностей в

ДНК породы 7Ф тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

У.1. Изменение степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов ДНК породы УФ тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

У.2. Динамика содержания пиримидиновых изоплитов, различающихся соотношением цитидиловых и тимидиловых нуклеотидов, в ДНК породы УФ тутового шелкопряда на разных фазах пост-диапаузного развития грены.

ГЛАВА VI. Блочная организация пиримидиновых нуклеотидных последовательностей в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

У1.1. Сравнительное исследование степени сбло-ченности пиримидиновых иуклеотидов в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в начале и конце постдиапаузного развития грены.

У1.2. Организация пиримидиновых последовательностей, различающихся содержанием тимиди-ловых и цитидиловых нуклеотидных остатков в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

Организация пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК насекомых (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Одним из методов изучения структуры ДНК является определение частоты встречаемости в ней пиримидиновых олигонуклеотид-ных последовательностей. Этот метод дает информацию не только о характере распределения пиримидиновых олигонуклеотидов в цепи ДНК, но и позволяет установить различия в первичной структуре ДНК далеко и близкородственных видов (Мазин, 1975; Критский и др., 1980). С помощью данного метода охарактеризована структура ДНК более чем 100 видов еивотных из II таксономических групп и выявлена тенденция увеличения степени сплоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК по мере прогрессивной эволюции этих видов (Мазин, 1975; 1980).

Однако, большинство работ в этой области проведено в рамках крупных таксонов и характеризует закономерности изменения блочной структуры ДНК высших организмов на уровне макроэволюци-онных процессов. В пределах таксонов низкого ранга, например, класса и отряда, данные об изменении блочной структуры ДНК эукариот столь малочисленны, что не позволяют пока сделать какие-либо обобщения (Медников, Попов, 1977; Лахтин, 1979). Между тем, проведение сравнительных исследований структуры ДНК эукариот на меквидовом и меаотрядном уровнях открывает возможность выявить специфичность процессов микроэволюции и установить степень филогенетической близости и своеобразие путей эволюционного развития близкородственных видов.

Beс Mia перспективны для такого рода исследований насекомые, поскольку они характеризуются не только чрезвычайно большим видовым и морфологическим разнообразием, но и значительным разнообразием современных таксонов по эволюционному возрасту и скорости эволюции (Родендорф, 1980; Петров, Алешин, 1983). В связи с этим бесспорный интерес представляет изучение блочной организации пиримидановых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК насекомых в видовом аспекте.

С практической точки зрения представляется ванным изучить закономерности в организации и содержании пиримидановых последовательностей в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе. Результаты этих исследований, закладывая фундамент для развития представлений о молекулярных основах клеточной дафферен-цировки и морфогенеза у этого хозяйственно-полезного вида, могут быть использованы дня решения практических задач шелководства: биохимическая оценка качества пород и гибридов тутового шелкопряда на стадии яйца монет служить одним из возможных критериев для раннего прогнозирования гетерозиса у этого насекомого, поскольку именно на самых ранних этапах развития организма закладываются будущие основы его продуктивности. Раннее прогнозирование продуктивности шелкопряда на основании биохимических тестов, дает значительный экономический эффект по сравнению с применением обычных классических методов селекции, основанных на скрещивании специально подобранных родительских пар с последующей генетической проверкой их по потомству, так как позволяет сократить количество выкормок и материальные затраты на их осуществление.

Цель и задачи исследования

Целью работы явилось сравнительное изучение блочной структуры ДНК насекомых в видовом аспекте, а также у пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

В задачи исследования входило:

— сравнительное исследование степени сблоченности пиримидановых изоплитов в ДНК ряда видов насекомых, принадлежащих к нескольким отрядам;

— изучение закономерностей в организации и содержании пиримидиновых изоплитов, различающихся соотношением цитидаловых и тимидаловых нуклеотидных остатков, в ДНК представителей класса насекомых;

— исследование блочной организации пиримидиновых нуклеотидных последовательностей в ДНК грены одной из пород тутового шелкопряда в процессе ее постдиапаузного развития;

— сравнительное исследование блочной структуры ДНК грены некоторых пород и полученных при их скрещивании гибридов тутового шелкопряда в период постдиапаузного развития грены с целью раннего прогнозирования по этому показателю основных хозяйственноI полезных показателей тутового шелкопряда.

Научная новизна. Исследована блочная организация пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК 16-ти представителей класса насекомых. Столь детальный анализ степени сблочен ности пиримидиновых изоплитов в ДНК эукариот в пределах таксонов ранга класса, отряда, а тем более семейства осуществлен впервые, что позволило выявить особенности изменения блочной структуры ДНК насекомых на уровне микроэволюционных процессов. Впервые составлены пиримидиновые каталоги по изошштам и составляющим их компонентам, различающимся содержанием тимидаловых и цитидаловых нуклеотидных остатков, включающие данные об олигонуклеотидах I длиной от двух до десяти звеньев. Впервые изучены закономерности в организации и содержании пиримидиновых изоплитов в ДНК грены одной из пород тутового шелкопряда в период постдиапаузного развития греныобнаружено, что в процессе эмбрионального развития шелкопряда и сопровождающей его клеточной дифференцировки проис ходят изменения в организации пиримидиновых последовательностей.

ДНК. Впервые осуществлен сравнительный анализ блочной структуры ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе, выявивший взаимосвязь интенсивности возрастания степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДЕК грены с хозяйственно-полезными качествами пород и гибридов тутового шелкопряда.

Научное и практическое значение. Представленные материалы вносят заметный вклад в разработку теоретических основ изменчивости генома эукариот как в эволюционном, так и в онтогенетическом аспектах, формулируя обще представления о закономерностях блочной организации пиримидиновых последовательностей в ДНК эукариот в целом.

Практическим аспектом работы является установление взаимосвязи между продуктивностью исходных пород тутового шелкопряда и их гибридов, обладающих определенной степенью гетерозиса, и степеI нью сблоченности пиримидиновых изоплитов в ДНК, а также интенсивI ностью ее возрастания в эмбриогенезе. Отмечена положительная корреляция этого явления с такими биологическими показателями, как средняя масса кокона, масса шелковой оболочки, шелконосность и жизнеспособность гусениц. Это позволило рекомендовать определение степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК грены пород и гибридов тутового шелкопряда в качестве биохимического I теста при подборе родительских пар для скрещивания с целью полуi чения высокопродуктивного потомства, отличающегося выраженным эффектом гетерозиса, а также высказать соображения о молекулярных механизмах продуктивности и гетерозиса хозяйственно-полезных видов насекомых.

По материалам диссертации разработана методическая пропись для спецпрактикума по биохимии белков и нуклеиновых кислот в педагогических институтах.

143 В Ы ВО Д Ы.

1. Степень сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК изученных видов насекомых специфична как в межвидовом, так и в межотрядном аспектах. Различия, выявленные в структуре геномов исследуемых видов насекомых по степени сблоченности пиримидиновых олигонуклеотидов ДНК, а также по содержанию компонентов, различающихся соотношением тимидиловых и цитидиловых нуклеотидных остатков, обусловлены главным образом контрастами в содержании длинных пиримидиновых блоков, состоящих из шести и более звеньев.

2. В пределах класса насекомых изменение блочной структуры ДНК по мере прогрессивной эволюции видов не носит векторного характера, как это было выявлено ранее при исследовании пиримидиновых изоплитов ДНК животного происхождения на уровне крупных систематических единиц. Эволюция генома насекомых сопровождалась как увеличением степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК (перепончатокрылые), так и ее уменьшением (чешуекрылые в сопоставлении с таракановыми).

3. Исходя из анализа соотношений цитидиловых и тимидиловых остатков в изоплитах ДНК насекомых, выявлены следующие общие черты их организации: а) в составе пиримидиновых изоплитов ДНК насекомых вплоть до пентануклеотидного блока включительно, встречаются все теоретически возможные по соотношениям нуклеотидных остатков сочетанияначиная с гексануклеотидов наблюдается прогрессирующее выпадение гомоолигомерных или близких к гомоолигомерным последовательностей нуклеотидов в ДНКб) олигодезокситшлидило-вые фрагменты представлены в геноме исследованных видов насекомых всегда и несколько большем количестве, нежели олигодезоксицити-ловые фрагментыв) наибольшим содержанием в составе изоплита отличаются компоненты, включающие в свой состав оба пиримидиновых нуклеотида и большей частью те, которые обогащены тимидиловой кислотойг) по мере увеличения степени полимерности пиримидиновых блоков в ДНК насекомых растет и степень их обогащенности тимидином.

4. Известная ранее концепция о возрастании степени сблоченности нуклеотидов в ДНК в процессе эволюции существенно дополнена материалами об обогащении пиримидиновых блоков параллельно увеличению степени сблоченности ДНК остатками тимидиловой кислоты, что связано с возрастанием помехоуст юйчивости матриц и имеет определенный биологический смысл для животных любого таксономического ранга, в том числе и для насекомых.

5. В процессе эмбрионального развития тутового шелкопряда происходит постепенное нарастание степени сблоченности пиримидиновых олигокуклеотидоЕ в ДНК, что в известной степени сопровождается обогащением их тимидиловой кислотой. Процесс накопления длинных пиримидиновых олигонуклеотидов в ДНК тутового шелкопряда, в основном, заканчивается к моменту завершения органогенеза зародыша, и это позволяет предположить, что изменения, происходящие в блочной организации пиримидиновых последовательностей в ДНК в эмбриогенезе, могут быть связаны с процессами клеточной дифференцировки.

6. Исследование организации пиримидиновых последовательностей в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе показало существование взаимосвязи между степенью сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК и интенсивностью ее увеличения в эмбриогенезе и хозяйственно-полезными качествами пород и гибридов тутового шелкопряда.

7. Характеристика степени сблоченности пириглидиновых нуклеотидов ДНК в грене монет быть использована в качестве биохимического теста для раннего прогнозирования эффекта гетерозиса у гибридов тутового шелкопряда.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Настоящая работа посвящена изучению блочной организации пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК представителей класса насекомых. Исходя из ограниченности данных по анализу степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК эука-риот в пределах таксонов низкого ранга и перспективности этих исследований для установления закономерностей молекулярных перестроек в организации пиримидиновых последовательностей ДНК высших организмов на уровне микроэволюционных процессов одной из первоочередных задач нашего исследования стало сравнительное изучение блочной структуры ДНК различных представителей класса насекомых в видовом аспекте. Проведение подобного рода исследований актуально, так как позволяет установить степень филогенетической близости и своеобразие путей эволюционного развития близкородственных видов организмов, в то время как большинство известных работ в этой области проведено в рамках крупных таксонов и характеризует закономерности изменения блочной структуры ДНК высших организмов на уровне макроэволюционных процессов.

На наш взгляд, насекомые являются одной из самых перспективных групп в: сравнительно-биохимических исследованиях структуры ДНК на межвидовом и межотрядном уровнях, поскольку их отличает не только чрезвычайно большое видовое и морфологическое разнообразие, но и значительное разнообразие современных таксонов по эволюционному возрасту и скорости эволюции. При помощи метода определения частоты встречаемости пиримидиновых изоплитов была исследована блочная структура ДНК 16-ти видов насекомых, принадлежащих к отрядам: перепончатокрылых, чешуекрылых, жесткокрылых и таракановых. Такой подробный анализ степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК эукариот в пределах таксонов ранга отряда, а тем более семейства был осуществлен впервые.

В результате наших исследований установлено, что распределение пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК насекомых заметно отличается от случайного. Каждый вид характеризуется определенным содержанием одноименных пиримидиновых изоплитов в составе их ДНК, то есть степень сблоченности нуклеотидов в ДНК насекомых специфична как на межвидовом, так и на межотрядном уровнях. Особенно заметные контрасты в количественном содержании одноименных пиримидиновых изоплитов ДНК насекомых были обнаружены в блоках длиной от шести до десяти нуклеотидных остатков, а также во фракции XI-ой, представленной одагопиримидинами, содержащими одиннадцать и более нуклеотидных звеньев. Следовательно, различия, выявляемые в блочной структуре ДНК насекомых в межвидовом и межотрядном аспектах, в большей мере обусловлены контрастами в содержании длинных пиримидиновых блоков ДНК, нежели коротких. Поэтому информативность данного метода анализа значительно повышается, если в анализе учитываются олигопиримидиновые последовательности, содержащие шесть и более нуклеотидных остатков.

Масштабы варьирования первичных структур ДНК исследованных видов насекомых по характеру распределения пиримидиновых изоплитов в пределах рассматриваемых нами отрядов насекомых неодинаковы: у таракановых и чешуекрылых наблюдается большая вариабельность изоплитного состава ДНК по сравнению с таковым у жесткокрылых и перепончатокрылых,.

В качестве обобщающей характеристики степени сблоченности ДНК насекомых для удобства сопоставлений в межвидовом и межотрядном аспектах нами введен индекс «К» — отношение суммы процентного содержания коротких последовательностей (с 1-го по 5-ый) к таковой длинных (с 6-го по 11-ый). По нашему мнению, индекс «К» отражает не только количественное соотношение между более короткими и более длинными шримидинбвыми последовательностями в ДНК, но и позволяет выявить реальный уровень сходства и различий в распределении пиримидиновых блоков в ДНК анализируемых видов насекомых. Величина индекса «К» варьирует в довольно широких пределах (от 4,32 до 7,43), демонстрируя существенные различия в структуре геномов исследуемых видов насекомых по степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в их ДНК, как в межвидовом, так и в межотрядном аспектах. Наибольшей сблоченностью нуклеотидов отличается ДНК перепончатокрылых, наименьшей (среди изученных нами видов насекомых) — ДНК чешуекрылыхтаракановые и жесткокрылые занимают по этому показателю промежуточное положение. Таким образом, изменение блочной структуры ДНК по мере прогрессивной эволюции видов в пределах класса насекомых не носит векторного характера, как это было ранее установлено для крупных таксонов (Мазин, 1980). Эволюция генома насекомых сопровождалась как увеличением степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК (перепончатокрылые), так и ее уменьшением (чешуекрылые в сопоставлении с таракановыми). В целом, полученные нами данные свидетельствуют о том, что характер изменений, происходящих в блочной структуре ДНК на уровне крупных систематических единиц не проявляется при рассмотрении этих закономерностей в пределах таксонов более низкого ранга.

Анализ состава компонентов пиримидиновых изоплитов ДНК, различающихся содержанием тимидиловых и цитидиловых нуклеотидных остатков, позволил получить ряд новых сведений о закономерностях распределения пиримидиновых последовательностей в ДНК насекомых.

Установлено, что в составе изоплитов ДБК исследованных видов насекомых вплоть до пентануклеотидного блока включительно, встречаются все теоретически возможные по соотношению нуклеотидных остатков сочетания. Однако, начиная с гексануклеотидов и постепенно возрастая в направлении к декануклеотидам, наблюдается прогрессирующее выпадение гомоолигомерных или близких к гомоолигомерным последовательностей, и в большей степени тех, что представлены олигоцитидиловыми и обогащенными цитидином изоплитами ДНК. Поэтому, олигодезокситимидиловые (олиго-дТ) фрагменты обнаруживаются в геноме насекомых всегда в несколько большем количестве, невеж олигодезоксицитидиловые (олиго-дЦ)-фрагменты, что, по-видимому, свидительствует о том, что представительство олиготимидиловых блоков в ДНК насекомых более существенно, нежели олигоцитидиловых. Это вполне согласуется с предетавленными в литературе данными о возможности участия (олиго-дТ)-блоков в процессах терминации транскрипции (Fedoroff, 1979).

Наибольшим содержанием в составе любого изоплита ДНК отличаются олигонуклеотиды, включающие в свой состав оба пиримидиновых основания, и большей частью те, которые существенно обогащены тимидином, причем, по мере возрастания длины анализируемого оли-гопиримидинового фрагмента ДНК насекомого увеличивается и степень обогащенности их тимином. Закономерно, что длинные пиримидиновые изоплиты ДНК, преимущественно содержащие тимидин, могут являться участками инициации транскрипции (Margulies et al., 1971; Sasaki et al., 1976).

Достоверно установлено, что виды насекомых, характеризующиеся большей степенью сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в их ДНК, содержат в составе ДНК и больше тимидиловых нуклеотидных остатков. Это обстоятельство позволяет подтвердить предположение о том, что в процессе эволюции накопление длинных пиримидиновых последовательностей в ДНК животных сопровождалось обогащением их тимидиловой кислотой, что в известной степени связано с возрастанием помехоустойчивости матриц в процессе эволюции и имеет определенный биологический смысл для животных любого таксономического ранга, в том числе и для насекомых. Накопление в структуре ДНК животных длинных пиримидиновых последовательностей, обогащенных тимидиловой кислотой, по-видимому, явилось ванным эволюционным приобретением, ибо способствовало уменьшению частоты ошибок при трансляции, и обеспечивало наибольшую стабильность передачи и реализации генетической информации в клетках.

Другим аспектом данной работы явилось исследование закономерностей изменения блочной организации пиримидиновых олигонук-леотидных последовательностей в ДНК породы УФ тутового шелкопряда в эмбриогенезе. Изучение структурной организации ДНК у насекомых и тутового шелкопряда в частности (как хозяйственно-полезч ного вида) в эмбриогенезе, представляет огромный интерес с точки зрения познания молекулярных основ клеточной дифференцировки и морфогенеза.

Результаты проведенного нами анализа частоты встречаемости пиримидиновых изоплитов в ДНК породы УФ тутового шелкопряда на 2-ой, 4-ый, 6-ой и 9-ый дни постдиапаузного развития грены свидетельствуют о том, что процессы эмбрионального развития этого насекомого могут сопровождаться определенного рода изменениями в блочной организации пиримидиновых последовательностей ДНК. Эти изменения, в целом, носят довольно закономерный характер, выражающийся в том, что от 2-го дня весенней инкубации грены к 9-му дню происходит увеличение относительного процентного содержания олигопиримидиновых фрагментов ДНК длиной от 4-х до 12-ти звеньев. Иначе говоря, в ходе эмбрионального развития тутового шелкопряда происходит постепенное возрастание степени сблоченности нуклеотидов в ДНК. Нарастание степени сблоченности ДНК в эмбриогенезе тутового шелкопряда, главным образом, обусловлено накоплением в ДНК зародыша длинных пиримидиновых последовательностей, содержащих от 5-ти до 10-ти нуклеотидных остатков, в то время как изоплиты длиной в II и более нуклеотидов не вносят существенного вклада в увеличение сблоченности ДНК.

Степень сблоченности ДНК, оцениваемая на основании индекса «К», увеличивается к 6-му дню постдиапаузного развития грены на 41,13%, а к 9-му дню развития на 46,83% соответственно, что, по-видимому, свидетельствует о том, что процесс накопления длинных пиримидиновых олигонуклеотидов в ДНК тутового шелкопряда, в основном, заканчивается к моменту завершения процесса органогенеза зародыша. Это в свою очередь позволяет предположить, что изменения, происходящие в блочной организации пиримидиновых последовательностей ДНК в эмбриогенезе тутового шелкопряда, могут быть связаны с процессами клеточной дифференцировки.

Анализ состава компонентов пиримидиновых изоплитов ДНК, различающихся содержанием тимидиловых и цитидиловых нуклеотидов, позволил выявить более тонкие детали в организации и содержании пиримидиновых последовательностей в ДНК тутового шелкопряда в эмбриогенезе.

Установлено, что от 2-го к 6-му дню весенней инкубации грены в структуре ДНК зародыша появляются и накапливаются в составе тетра — декануклеотидных блоков олигоцитидиловые и обогащенные цитидином последовательности, что совпадает с завершением процесса органогенеза у зародыша тутового шелкопряда. Наряду с этим, в ходе постдиапаузного развития грены тутового шелкопряда отмечено существенное нарастание содержания олиготимидиловых и обогащенных тимидином изоплитов ДНК, особенно в блоках длиной от 5-ти до 10-ти звеньев. Характерно, что на всех этапах постдиапаузного развития грены общее содержание олиготимидиловых и обогащенных тимидином фрагментов ДНК значительно превышает таковое олигоцитидияовых и обогащенных цитидином последовательностей, что, по-видимому, свидетельствует о более существенном значении тимидинсодеркащах пиримидиновых блоков в геноме тутового шелкопряда, нежели цитидинбогатых. К тому же, уровень нарастания тимидиловых нуклеотидных последовательностей в ДНК тутового шелкопряда в эмбриогенезе превышает таковой цитидиловых. Б связи с этим логично допустить, что и увеличение степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК тутового шелкопряда в ходе постдиапаузного развития грены сопровождалось обогащением олигонуклеотидных блоков длиной от 5-ти до 10-ти нуклеотидных остатков тимидиловой кислотой.

Характер изменений, происходящих в блочной структуре ДНК тутового шелкопряда в эмбриогенезе, в известной степени согласуется с динамикой фракционного состава РНК грены. В частности известно, что от стадии бластокинеза до момента выхода мурашей, в грене нарастает содержание фракций РНК, характеризующихся преобладанием пуриновых, и особенно, адениловых нуклеотидов в своем составе, что соответствует нарастанию уровня тимидина в составе изоплитов ДНК грены.

Обнаруженные нами изменения в организации пиримидиновых последовательностей ДНК тутового шелкопряда в процессе его эмбрионального развития в определенной мере отражают специфику отдельных периодов постдиапаузного развития грены и, в частности, происходящие при этом изменения в соотношении различных видов РНК в грене.

Заключительным этапом данной работы явилось изучение блочной организации пиримидиновых олигонуклеотидных последовательностей в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда в эмбриогенезе с целью выяснения возможности раннего прогнозирования эффекта гетерозиса у этого коконопрядущего насекомого.

Результаты проведенного анализа частоты встречаемости пиримидиновых изоплитов в ДНК пород СК-2, ПС-5 и гибридов СК-2хПС-5,.

ПС-5хСК-2 тутового шелкопряда" на 2-ой и 9-ый дни постдиапаузного развития грены свидетельствуют о том, что порода СК-2 характеризуется наименьшей степенью сблоченности пиримидинов в ДНК, гибрид ПС-5хСК-2 — наибольшей, а порода ПС-5 и гибрид СК-2хПС-5 занимают по этому показателю промежуточное положение. Выявлен индивидуальный характер организации пиримидиновых изоплитов в ДНК пород и гибридов тутового шелкопряда, тестирующий породу ПС-5 и высокопродуктивные гетерозисные гибриды СК-2хПС-5 и ПС-5хСК-2 по степени обогащенности их геномов длинными пиримидиновыми изоп-литами.

Увеличение степени сблоченности пиримидиновых изоплитов в ДНК сопровождается обогащением длинных олигонуклеотидных последовательностей, содержащих от 5-ти до 10-ти нуклеотидных остатков, тимидиловой кислотой. Поэтому гибрид ПС-5хСК-2, характеризующийся наибольшей степенью сблоченности ДНК, содержит в составе ДНК и больше олиготимидиловых и обогащенных тимидином нуклеотидных последовательностей.

Процессы эмбрионального развития исследованных наш пород и гибридов тутового шелкопряда сопряжены со строго определенными, свойственными каждой породе и гибриду, изменениями в блочной организации пиримидиновых нуклеотидов в их ДНК. Вследствие этого интенсивность увеличения сблоченности пиримидиновых нуклеотидов ДНК в эмбриогенезе пород и гибридов тутового шелкопряда неодинакова. Степень сблоченности ДНК, оцениваемая на основании индекса «К», возрастает к 9-му дню постдиапаузного развития грены в ДНК пород СК-2 и ПС-5 на 14,81% и 14,95% соответственно, а в ДНК гибридов СК-2хПС-5 и ПС-5хСК-2 на 19,84% и 23,28% - соответственно. Таким образом, гибридные геномы тутового шелкопряда в большей степени изменяются фоде постдиапаузного развития грены по степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК, нежели геномы исходных родительских'" пород и характеризуются соответственно и большим уровнем нарастания тимидина в эмбриогенезе.

Полученные нами материалы однозначно указывают на существование взаимосвязи между степенью сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК и интенсивностью ее возрастания в эмбриогенезе, с одной стороны, и хозяйственно-полезными качествами пород и гибридов тутового шелкопряда, с другой. Отмечена положительная корреляция с такими биологическими показателями, как средняя масса кокона, масса шелковой оболочки, шелконосность и жизнеспособность гусениц. Особенно показателен в этом отношении гибрид ПС-5хСК-2, характеризующийся наибольшей степенью сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК и интенсивностью ее увеличения в эмбриогенезе, а также наибольшей степенью обогащенности генома длинными пиримидиновыми последовательностями, преимущественно содержащими тимидин, что соответствует наилучшим биологическим и технологическим показателям. На основании полученных данных характеристика степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов ДНК в грене тутового шелкопряда предложена в качестве биохимического теста для раннего прогнозирования эффекта гетерозиса у этого коконопрядущего насекомого.

В целом представленные в диссертации материалы вносят заметный вклад в разработку проблем, связанных с решением таких вопросов, как изменение генома эукариот в филои онтогенезе. Основой жизни является наследственность — точное воспроизведение генома, его относительная стабильность. Но развитие, будь-то эволюционное или онтогенетическое, невозможно без изменения генома и именно это новое направление в современной биохимии и молекулярной биологии в определенной мере подкреплено нашими данными о степени сблоченности пиримидиновых нуклеотидов в ДНК насекомых.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Адо Н.Ю., Видута О. Д. Особенности кинетики реассоциации ДНК некоторых видов насекомых. — В сб.тр.МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГПИ им. В. И. Ленина, 1980, вып.22,с.1.0−121.
  2. Адо Н.Ю., Петров Н. Б. Определение степени дивергенции ДНК насекомых методом молекулярной ДНК ДНК гибридизации. Ш Всес. мегкунив.конф.по фаз.-хим. биол. (Тбилиси, 1982), Труды, 4.1 Тбилиси, 1982, с.11−12.
  3. Н.И., Стуруа Г. Б., Ванюшин Б. Ф., Нуклеотидный состав и пиримидиновые блоки в ДНК некоторых индуцирующих оиухолеобразование фитопатогенных бактерий. Вестник МГУ, сер. ХП, Биология, 1977, Я I, с.42−49.
  4. С.И., Мамедниязов О. Н., Филиппович Ю. Б. Баланс общего азота в различных органах и тканях контрастных по продуктивности пород тутового шелкопряда. Изв. А. Н. Туркм.ССР, сер. биол. науки, 1967, }} 6, с.3−9.- -- 9 —
  5. С.И., Филиппович Ю. Б. О балансе аминокислот в тканях и органах контрастных по продуктивности пород тутового шелкопряда. В сб.тр.ШШ шл.В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГПИ им. В. И. Ленина, 1974, вып.17, с.98−106.
  6. А.С. Степень вариабильности состава ДНК животных как критерий эволюционного возраста таксона. В сб.: Проблемы эволюции. Новосибирск, 1968, т.1, с.37−60.
  7. Антонов А. С Генетические основы эволюционного процесса. -М.: Знание, 1983, 59 с.9
  8. А.С., Владыченская Н. С., Петров Н. Б. Выделение препаратов ДНК из тканей беспозвоночных животных и высших растений, фиксированных спиртом. Научн.докл.высш.школы. Биол. науки, 1971, Г) 8, с. 137−142.
  9. А.Н. Нуклеиновые кислоты и их связь с эволюцией, филогенией и систематикой организмов. В кн.: Биохимия нуклеиновых кислот и нуклеопротеидов. М.: Наука, 1976, с.321−333.
  10. Т.Г. Сателлитные ДНК. М.: Наука, 1982.- 119с.
  11. С.И. Структура и репликация генома одноклеточного организма Tetrahymena pyriformis Дис.ДОКТ.бИОЛ.наук.- Москва, 198I. — 294 с.
  12. А.П. Характеристика дезоксирибонуклеаз яиц ко-конопрядущих насекомых. Дис.канд.биол.наук. — Москва, 1982, -194с.
  13. В.А. Организация и эволюция уникальных и повторяющихся последовательностей в ДНК иглококих.: Автореф.дис.канд. биол.наук. Москва, 1981. — 24 с,
  14. Т.В. Структура и экспрессия генов транспортных робонуклеиновых кислот. Итоги науки и техн., сер.молек.биол. М.: ВИНИТИ, 1982, т.18, с.49−109.
  15. О.Д. Структурное состояние ДНК и активность генома в онтогенезе тутового шелкопряда. Дис.канд.биол.наук. — Москва, 1975. — 185 с.
  16. К.Г., Тарантул В. З. Геном эукариот. -М.: МГУ, 1983. 266 с.
  17. Георгиев Г. П. Гипотеза о структурной организации оперона и регуляции синтезаРНК в животной клеткаМолек.биол., 1970, т.4, IS I, с.17−29.
  18. М.В., Медников Б. М. Динамичность структуры генома в процессе сперматогенеза крыс. Докл. АН СССР, 1980, т.250, В I, с.205−207.
  19. М.Б., Степанова Н. Г., Левин А. В., Шилов А. А., Чернышев А. И. Повторяющаяся фракция ДНК в геноме Drosophilalummei Hackman, влияющая на репликацию и поведение хромосомв митозе. Молек.биол., 1982, т.16, вып. З, с.626−633.* ' '
  20. Т.А., Васильева Л. Е., Насириллаев У. Н. О возможности использования эстеразного теста для целей генетической экспертизы. В сб.тр.МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГЛИ им. В. И. Ленина, 1978, вып.20, с.69−76.
  21. Т.А., Налетова Е. А., Шуршикова Н. В., Насириллаев У. Н. О перспективах использования эстераз в селекции тутового шелкопряда. В сб. трМГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГЛИ игл.В. И. Ленина, 1980, вып.22, с.76−82.
  22. Т.А., Остапенко В. И., Филиппович Ю. Б. Изучение активности некоторых ферментов гемолимфы и грены у родительских пород и гибридов тутового шелкопряда. В сб.тр.МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых.М.: МШИ им. В. И. Ленина, 1977, вып.19,с.19−95.
  23. Т.А., СанкинаТ.М., Филиппович Ю. Б., Насириллаев У. Н. О путях и методах повышения продуктивности тутового шелкопряда. В сб. тр. МИМ им. В.'И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МИШ им. В. И. Ленина, 1977, вып. 19, с.3−8.
  24. Г. Н., Афанасьева Т. П. Количественное определение углеводов методом нисходящей хроматографии на бумаге. Биохимия, 1957, т.22, J2 6, с.1035−1041.
  25. Ю.В. Повторяющиеся гены эукариот. Молек.биол., 1982а, т.16, вып.2, с.229−257.
  26. Ю.В. Мобильные диспергированные гены эукариот. -«
  27. Итоги науки и техники, сер.молек.биол.М.: НИТИ, 19 826, т.18, с.5−48.
  28. О.С. Структура и эволюция геномов рыб.: Авто* -реф.дне.канд.биол.наук. Москва, 1983. — 24 с.
  29. О.С., Владыченская Н. С., Антонов А. С. Сравнение >генома панцирной щуки с геномами некоторых других рыб. Молек. биол., 1983, т.17, В 2, с.383−391.f Г t, ^
  30. B.C. Генетические механизмы и эволюция тетег *розиса. Генетика, 1974, т.10, Л 4, с.165−179.
  31. С.М., Евтушенко В. П., Филиппович Ю. Б., Наума-нов М.И. Активность трансаминаз в тканях некоторых пород тутового шелкопряда и их гибридов. Шелк, 1977, JS 2, с.11−12.
  32. В.П., Ахметов P.P., Гилязетдинов Ш. Я. Некоторые9предпосылки к изучению молекулярно-генетической природы гетерозиса. Сельскохозяйственная биология, 1971, т.6, 5, с.653−662.
  33. А.С. Обмен нуклеиновых кислот в эмбриогенезе ту9тового шелкопряда. Дис.канд.биол.наук. — Москва, 1974.- 141 с.
  34. А.С., Филиппович Ю. Б., Шамшина Т. Н. Активность кислой фосфатазы в грене родительских пород и гетерозисных гибридов тутового шелкопряда. В сб.тр.МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГПИ им. В. И. Ленина, 1978, вып.20, с.2−10.
  35. Г. Н., Борхсениус С. Н. Внутрипопуляционные разлиг ~чия в структурах геномов у двух видов лососевых рыб. Молек.биол., 1981, т.15, вып. З, с.547−553.
  36. Г. А., Абидов А. А., Александров С. В., Батищев А. И., Сурина Т. Я., Ермаков Н. В. Анализ облученной ДНК методом пуриновыхолигонуклеотидных карт.Радиобиология, 1972, т.12,й 3, с.493−497. ». f .
  37. Г. А., Лахтин В. М., Александров С. В., Копылов В. А. Гидролиз ДНК для определения пиримидиновых нуклеотидных блоков.-В сб.: Методы современной биохимии. М.: Наука, 1975, с.155−160.
  38. Г. А., Лахтин В. М. Александров С.В., Копылов В. А. Определение пиримидиновых нуклеотидных последовательностей ДНК. Биохимия, 1976, т.41, вып. З, с.414−420.
  39. Критский Г. А., Лахтин В. М., Александров С. В., Ветчинкина А. А. *
  40. Изменения в пириглидиновых нуклеотидных блоках ДНК после рентгеновского облучения in vitro. Радиобиология, 1977, т. 17, J5 2, с.182−186.
  41. Г. А., Лахтин В. М., Нинкина Н. Н., Прудова Л. А. Определение структурных различий ДНК по соотношениям нуклеотидных блоков. В сб.: Биохимические методы. М.: Наука, I980, c. II3-II7.
  42. Лахтин В. М. Исследование блочной структуры ДНК в сравнительно биохимическом и радиобиологическом аспектах: Автореф.дис. канд.биол.наук. Москва, 1979. — 16 с.
  43. Лейбович Б. А. Структура и регуляция активности генов белков хориона у насекомых. Генетика, 1983, т. 19,15 6 с.853−863.г*
  44. Мазин, А Л. Сравнительное изучение частоты встречаемостипириглидиновых блоков ДНК некоторых позвоночных животных. Моле к. биол., 1969, т. З, вып.6, с.846−857.
  45. A.JI. Определение частоты встречаемости разных пиримидиновых последовательностей в ДНК, степень сблоченности нуклеотидов новая характеристика структуры ДНК. В сб.: Строение ДНК и положение организмов в системе. М.: МГУ, 1972, с.44−57.
  46. А. Л. Эволюция структуры ДНК: направление, механизм, скорость. Молек.биол., 1975, т.9, вып.2,с.252−274.
  47. АД. Эволюция генома. Ж.В.Х.О. им. Д. И. Менделеева, 1980, т.25, Л 4, с.362−372.
  48. А.Л., Ванюшин Б. Ф. Разделение пиримидиновых дезок-сирибонуклеотидов с помощью хроматографии на ДЭАЭ-сефадексе. Биохимия, 1967, т.32, JS 2, с.377−386.г «
  49. Л.Ф., Карасик Г. И., Смирнов А. Ф., Смарагдов М. Г., Корочкин Л. И. ДНК и РНК дрозофилы. В кн.- Биохимическая генетика дрозофилы. Новосибирск: Наука, 1981, с.5−36./
  50. .М. • 0 корреляции между скоростью развитая на -tсекомых и нуклеотидным составом их рибосомальных РНК. Докл. АН СССР, 1965, т.161, JS 3, с.721−723.• „— г. г
  51. .М. Дивергенция геномов и некоторые вопросы эволюционной теории. Дис.докт.биол.наук. — Москва, 1978. -205 с.
  52. .М. Происхождение и эволюция нуклеиновых кислот Ж.В.Х.О. им. Д. И. Менделеева, 1980, т.25, В 4, с.425−430.
  53. .М. Закономерности эволюции генома. В кн.: Молекулярные механизмы генетических процессов. М.: Наука, 1982, с.76−85.
  54. Е.Н. Грена Ташкент: Госиздат УЗ ССР, 1958. -155с.
  55. В.В., Брага Э. А. Гены ркбосоглных РНК. Итоги науки и техн., сер.молек.биол. М.: ШШ! ТИ, 1982, т.18,с.П0−215.
  56. А.С. Изучение структуры ДНК с использованием метода Бартона. Успехи соврем.биол., 1980, т.89,вып.3,с.323−340.
  57. А.С., Медников Б. М. Сравнительная характеристика пиримидиновых последовательностей ДНК акулы, протоптеруса и окуня. Молек.биол., 1977, т. П, вып.2, с.286−291.
  58. .Б. Общие закономерности эволюции насекомых.
  59. В кн.: Историческое развитие класса насекомых.М.:Наука, 1980, с. Г74−189.
  60. Романов Г. А., Ванюшин Б. В. Метилирование ДНК у эукариотов П. Биологическое значени е. Научн. докл. высшей школы, с ер., биол. науки, 1981, ib I, с.5−13.
  61. Тарантул В.З., Гольцов В. А., Кузнецова Е. Д. Структурная организация генома эукариот. Итоги науки и техн., сер.молек.биол.М.: ВИНИТИ, 1982, т.19, с.7−83.
  62. Толчинская В. Е?вободные и связанные аминокислоты, растворимые белки и их функциональная активность в эмбриогенезе тутового шелкопряда.- Дис.канд.биол.наук. Москва, 1976. — 205 с.
  63. Тихомирова Т.П., Видута 0.Д. Филиппович Ю. Б. Сравнительное исследование блочной структуры ДНК некоторых представителей класса насекомых. Ж. общей биологии, 1983, т.44, № 4, с.513−520.
  64. Н.В. Генетическая стабильность клетки.Л.: Наука, 1983. 156 с.
  65. Д. Биохимия клеточной дифференцировки. М.: Мир, 1976. — 180 с.
  66. Ю.Б., Коничев А. С., Водолеев А. С. Изучение ДНКазной и РНКазной активности у личинок исходных пород и гетеро-зисных гибридов тутового шелкопряда. В сб.тр.МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГПИ им. В. И. Ленина, 1977, вып.19,с.19−22.
  67. Р.Б. Непостоянство генома. Молек.биол., 1980, т.14, & 6, с.1205−1218.
  68. Р.Б. Непостоянство генома. М.: Наука, 1984,-472 с.
  69. М.Н., Кутузова Н. М. Изучение белков гемолимфы, обладающих амилазной активностью, у пород и гибридов тутового шелкопряда. В сб.: тр. МГПИ им. В. И. Ленина: Биохимия насекомых. М.: МГПИ им. В. И. Ленина, 1980, вып.22, с.95−105.
  70. Ado U., Antonov A., Petrov N. Homologies in insect ША. Abstracts of 15th FEBS meeting, 1983, Brussels, Belgium, p. 307.
  71. Bamett Т., Rae P.M. A 9,6 KB intervening sequence in Drosophila virilis rDlTA and sequence homology in rDHA interruption of diverse species of Drosophila and other diptera. Cell., 1979, v. 16, 5T 4, p. 763−775.
  72. Beckingham K., Thompson IT. Under-replication of intron rDNA cistrons in polyploid nurse cell nuclei of Calliphora ery-throcephala. Chromosoma, 1982, v. 87, И 2, p. 177−196.
  73. Birnboim H.C., Sederoff R.R. Polypyrimidine segments in Drosophila melanogaster ША: I. Detection of cryptic satellite containing polypyrimidine/polypurine DNA. Cell., 1975, v. 65, N 2, p. 173−181.
  74. Birnboim H.C., Straus N.A.S., Sederoff R.R. Characterization of polypyrimidines in Drosophila and L-cell DNA. Biochemistry, 1975, v. 14, N 8, p. 164−3-1647.
  75. Blumenfeld M., Orf J.W., Sina B.J., Kriber R.A., Callahan M.A., Snyder L.A. Satellite DNA, H1 histone, and hete-rochromatin in Drosophila virilis. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1978, v. 42- Part I, p. 273−275.
  76. Botchan M., Topp W., Sambrook J. Studies on simian virus 40 excision from cellular chromosomes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1979, v. 43, p. 709−719.
  77. Britten R.J., Kohne D.E. Repeated sequences in DNA. Science, 1968, v. 161, N 3841, p. 529−540.
  78. Brown D.D. Gene expression in eukaryotes. Science, 1981, v. 211, N 4483, p. 667−674.
  79. Brown A.L. Evolution and molecular biology. „Nature“, 1982, v. 298, N 5877, p. 793−794.
  80. Brown A.b.J.jIsh-Horowicz D. Evolution of the 87 A and 87 С heat-shock loci in Drosophila. Nature, 1981, v. 290,1. N 5808, p. 677−682.
  81. Burton K., Petersen G. The frequencies of certain sequences of nucleotides in deoxyribonucleic acid. Biochem. J., 1960, v. 75, N 1, p. 17−27.
  82. Carel J.P., Keith G. Nucleotide sequence of Bombyx mori L. tRNA®ly. „Nature“, 1977, v. 269, N 5626, p. 350−352,
  83. Cerny R., Mushynski W., Spencer J. Nucleotide clusters in deoxyribonucleic acids. III. Separation of pyrimidine iso-stichs according to base composition. Biochim. Biophys. Acta, 1968, v. 169, N 2, p. 439−450.
  84. Chernyshev A.I. Further study of histone structural gene multiplication in Drosophilla melanogaster. Mol. and Gen. Genet., 1982, v. 185, N 1, p. 176−180.
  85. Chisholm R.L. Methylation and developmental regulation of gene expression. Trends. Biochem. Sci., 1982, v, 7, N 12, p. 421.
  86. Coen E.S. Dover G.A. Multiple Pol I initiation sequences rDNA spacers of Drosophila melanogaster. Nucl. Acids. Res., 1982, v. 10, N 21, p. 7017−7026.
  87. Collins M., Rubin G.M. Structure of the Drosophila mutable allele, white-crimson, and its white-ivory and wild-type derivatives. Cell, 1982, v. 30, N 1, p. 71−79.
  88. Crain W., Davidson E., Britten R. Contrasting pattern of DNA sequence arrangement in the Apis mellifera (honeybee) and Musca domestica (housefly). Cromosoma, 1976, v. 59“ N 1, p. 1−12.
  89. Crain W.P., Eden F.C., Pearson W.R., Davidson E.H., Britten R.J. Absense of short period interspersion of repetitive and non-repetitive sequences in the DNA of Drosophila melanogaster. Cromosoma, 1976, v. 56, N 2, p. 309−326.
  90. Cseko L.M., Dower N.A., Minoo P., Lowenstein L.,
  91. Smith G.R., Stone J., Sederoff R.R. Evolution of polypyrimidines in Drosophila. Genetics, 1979, v. 92, N 2, p. 459−484.
  92. Davidson E.H., Britten R.J. Regulation of gene expression: Possible role of repetitive sequences. Science, 1979, v. 204, N 4397, p. 1052−1059.
  93. Dawid I.В., Wellauer P.K., Long E.O. Ribosomal DNA in Drosophiia melanogaster. I. Isolation and characterization of cloned fragments. J. Mol. Biol., 1978, v. 126, N 4, p. 749−768.
  94. Dawid I.В., Rebbert M.L. Nucleotide sequence at the boundaries between gene and insertion regions in the rDNA of Drosophiia melanogaster. Nucl. Acids Res., 1981, v. 9, N 19, p. 5011−5020.
  95. De Franco D., Burne K., Hayashi S., Tener G.M., Miller R., Soil D. Genes for tRNA^ys from Drosophiia melanogaster. Nucl. Acid. Res., 1982, v. 10, N 19, p. 5799−5808.
  96. De-Lotto R., Louis Ch., Wormington M., Schedl P. Intimate association of 5S RNA and tRNA genes in Drosophiia melanogaster. Mol. and Gen. Genet., 1982, v. 188, N 2, p. 299−304.
  97. Dudler R., Schmidt Т., Bienz M., Kubli E. The genes coding for tRNA^y1″ of Drosophiia melanogaster: localization and determination of the gene numbers. Chromosoma, 1981, v. 84, N 1, p. 49−60.
  98. Efstratiadis A., Crain W.P., Britten R., Davidson E.H. DNA sequence organization in the Lepidopteran Antheraea pernyi. Proc. Nat. Acid. Sci. USA, 1976, v. 73, N 7, p. 2289−2293.
  99. Endow S.A., Gall J.G. Differential replication of satellite DNA in polyploid tissues of Drosophiia virilis. Chromosoma, 1975, v. 5, N 2, p. 175−192.
  100. Endow S.A., Polan M.L., Gall J.G. Satellite DNA sequences of Drosophiia melanogaster. J. Mol. Biol., 1975, v. 96, N 4, p. 665−692.
  101. Endow S.A., Glover D.M. Differential replication of ribosomal gene repeats in polytene nuclei of Drosophila. Cell, 1979, v. 17, N 4, p. 175−192.
  102. Fedoroff N.V. On spacers. Cell, 1979, v. 16, N 4, p. 697−710.
  103. Fich W.M. A simple method for the analysis of pyrimi-dine tract data. J. Mol. Biol., 1977, v. 109, N 2, p. 151−171.
  104. French C.K., Manning J.E. DNA sequence organization in the Thysanura Thermobia domestica. J. Mol. Evol., 1980, v. 15, N 4, P. 277−289.
  105. Gage L. P. The Bombyx mori genome: analysis by DNA reassociation kinetics. Chromosoma, 1974, v. 45, N 1, p. 27−34.
  106. Gage L.P., Friedlander E., Manning J.E. Interspersion of inverted and middle repeated sequences within the genome of the silkworm Bombyx mori. In: Molec. Mech. Contr. Gene Express. (D.P. Nierlich, ed.), New York, 1976, v. 5, p. 593−598.
  107. Gall J.G., Cohen E.H., Atherton D.D. The satellite DNAs of Drosophila virilis. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1973, v. 38, p. 417−421.
  108. Garber R.L., Altman S. In vitro processing of Bombyx mori transfer RNA precursor molecules. Cell, 1979, v. 17, N 2, p. 389−392.
  109. Gauss D.H., Sprinzl M. Compilation of sequences of tRNA genes. Nucl. Acid. Res., 1983, v. 11, N 1, p. 55-ЮЗ.
  110. Gawronska M., Walter Z. The distribution of pyrimidine tracts in deoxyribonucleic acids of lymphatic tissues. Bull. Soc. sci. et lett. Lodz, 1980, v. 30, N 1, p. 1−8.
  111. Glover D.M. The rDNA Drosophila melanogaster. Cell, 1981, v. 26, N 3, p. 297−299.
  112. Glover D.M., Zaha A., Stocker A.J., Santelli R.V., Pueyo M.T., De Toledo S.M., Lara F.J.S. Gene amplification in Hhynchosciara salivary gland chromosomes. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. Biol. Sci., 1982, v. 79, N 9, p. 2947−2951.
  113. Goldsmith M.R., Clermont-Rattner E. Organization of the chorion genes of Bombyx mori, a multigene family. III. Detailed marker composition of three gene clusters. Genetics, 1980, v. 96, IT 1, p. 201−211.
  114. Green M.M. Genetic instability in Drosophila melanogaster: deletion induction by insertion sequences. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, Biol. Sci., 1982, v. 79, N 17, p. 5367−5369.
  115. Harbers K., Spencer J.H. Nucleotide clusters in ША pyrimidine oligonucleotides of mouse 1-cell satellite DNA and main band DNA. Biochemistry, 1974, v. 13, N 6, p. 1094−1101.
  116. HarpоId M.M., Craig S.P. The evolution of repetitive DNA sequences in sea urchins. Nucl. Acids Res. 1977, v. 4, N 12, p. 4425−4438.
  117. Hawley R.S., Tartof K.D. The ribosomal DNA of Drosophila melanogaster is organized differently from that of Drosophila hydei. J. Mol. Biol., 1983, v. 163, N 3, p. 499−503.
  118. Hayashikawa R.H., Nagyvary J. Isolation of pyrimidine isostichs from chick erytrocyte DNA. Prep. Biochem., 1978, N 8, p. 321−345.
  119. Hayashi S., Addison W.R., Gillam I.C., Grigliatti T.A., Tener G.M. Hybridization of tRNAs of Drosophila melanogaster to the region of the 5S RNA genes of the polytene chromosomes» Chromosoma, 1981, v. 82, N 3, p. 385−397.
  120. Hayashi S., Gillam I.C., Grigliatti T.A., Tener G.M. Localization of tRNA genes of Drosophila melanogaster by in situ hibridization. Chromosoma, 1982, v. 86, N 2, p. 279−292.
  121. Hentschel C.C., Birnstiel M.L. The organization and expression of histone gene families. Cell, 1981, v* 25, N 2, p. 301−313.
  122. Hogan B. Uniqueness and repetition in the organization of genes. New Sci., 1975, v. 67, N 966, p. 575.
  123. Hovemann В., Sharp S., Yamada H., Sbll D. Analysis of Drosophila tRNA gene cluster. Cell, 1980, v. 19, N 4, p. 889 895.
  124. Hsieh T.S., Brutlag D. Sequence and sequence variation within the 1,688 g/cm^ satellite DNA of Drosophila melanogaster. J. Mol. Biol., 1979, v. 135, N 2, p. 465−481.
  125. Ikenaga H., Saigo K. Insertion of movable genetic element 297, into the TA-TA box for the H3 histone gene in Drosophila melanogaster. Proc. Nat. Acad. Sci., 1982, v. 79, N 13, p. 4143−4147.
  126. Ish-Horowicz D. Somatic gene amplification during Drosophila oogenesis. «Nature», 1982, v. 296, N 5860, p. 806−807.
  127. Israelewslci N., Schmidt E.R. Spacer size heterogeneity in ribosomal DNA of Chironomus thummi is due to a 120 bp repeat homologous to a predominantly centromeric repeated sequence. Nucl. Acids. Res., 1982, v. 10, N 23, p. 7689−7700.
  128. Jelinek W.R., Schmid C.W. Repetitive sequences in eukaryotic DNA and their expression. Ann. Rev. Biochem., Palo Alto, Calif., 1982, v. 51, p. 813−344.
  129. Jones C.W., Kafatos F.C., Tobis C. Accepted imitations in a gene family! evolutionary deversification of duplicated DNAt J. Mol. Evol., 1982, v. 19, N 1, p. 87−103.
  130. Kidd S.J. and Glover D.M. A DNA segment from Drosophila melanogaster which contains five tandemly repeating units homologous to the major rDNA insertion. Cell, 1980, v. 19, N 1, p. 103−119.
  131. Kidd S.J., Glover D.M. Drosophila melanogaster ribo-somal DNA containing type II insertions is variably transcribed in different strains and tissues. J. Mol. Biol., 1981, v. 151, N 4, p. 645−662.
  132. Kirnos M.D., Vasilyev V.K., Vanyushin B.F. Separation of pyrimidine deoxyribooligonucleotides according to length and composition using thin-layer chromatography on DEAE cellulose. J. Chromatography, 1975, v. 104, N 1, p. 113−122.
  133. Kizer P.E., Saunders G.F. Distribution pyrimidine sequences in bacteriophage TP-84 deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 1972, v. 11, N 9, P. 1562−1575.
  134. Larson D., Bradford-Wilcox J., Young L.S., Sprague K.U. A short 5' flanking region containing concerved sequences is required for silkworm alanine tRNA gene activity. Proc. Nat. Acad. Sci., USA, Biol. Sci., 1983, v. 80, N 11 p. 3416−3420.
  135. Levis R.J., Hanawali Ph.C. Ligation of oligonucleotides by pyrimidine dimers a missing «link-'' in the origin of life? Nature, 1982, v. 298, N 5872, p. 393−396.
  136. Lifschytz E. Sequence replication and banding organization in the polytene chromosomes of Drosophiia melanogaster. J. Mol. Biol., 1983, v. 164, IT 1, p. 17−34.
  137. Lifton E.P., Goldberg M.L., Karp R.W., Hogness D.S.
  138. Ling V. Pyrimidine sequences from the DNA of bacteriophages fd, f1 and № 74. Proc. Nat. Acad. Sci USA, 1972tf, v. 69,1. N 3, P. 742−746.
  139. Loke A.R. The satellite DNAs of Drosophiia simulans. Genet. Res., 1981, v. 38, N 3, P. 237−250.
  140. Long E.O., Dawid I.B. Restriction analysis of spacers in ribosomal DNA of Drosophiia melanogaster. Nucl. Acids Res., 1979, v. 7, N 1, p. 205−216.
  141. Long E.O., Dawid I.B. Expression of ribosomal DNA insertions in Drosophiia melanogaster. Cell., 1979, v. 18, N 4, p. 1185−1196.
  142. Maliyakal J.E., Knochel W. Haben repetitive DNA-se-quenzen biologische funktionen? Naturwissenschaften, 1983, Bd» 70, N 5, s. 241−246.
  143. Manning J.E., Schmid C.W., Davidson E.H. Interspersion of repititive and nonrepetitive DNA sequences in the Drosophila melanogaster genome. Cell, 1979, v. 3, N 2, p. 315−325.
  144. Manning J.E., Samols D.R., Gage L.P. The genes for 18S, 5,8S and 28S ribosomal RNA of Bombyx mori are organized intro tandem repeats of uniform length. Gene, 1978, v. 4, N 2, p. 153−166.
  145. Margulies L., Remesa V., Rudner R. Asymmetric template function of microbial deoxyribonucleic acids: transcription of messenger ribonucleic acid. J. Bacteriology, 1971, v. 107, N 3, p. 610−617.
  146. Marmur J.A. Procedure for the isolation of deoxyribonucleic acids from microorganisms. J. Mol. Biol., 1961, v. 3, N 1, p. 208−212*
  147. Martin G., Wiernasz D., Schedl P. Evolution of Drosophila repetitive dispersed DNA. J. Mol. Biol., 1983, v. 19, N 3, P. 203−213.
  148. Miller J.R., Hayward D.C., Glover D.M. Transcription of the non-transcribed spacer of Drosophila melanogaster rDNA. Nucl. Acids Res., 1983, v. 11, N 1, p. 11−19.
  149. Miklos G.LwG., Nankivell R.N. Telomeric satellite DNA function regulating recombination. Chromosoma, 1976, v. 56, N 2, p. 143−167.
  150. Mingjie C., Zaiping L. The organization of 5S rRNA genes in silkworm Attacus ricini genome. Acta genet, sin., 1982, v. 9, N 5, P. 325−332.
  151. Morton D.G., Sprague K.U. Silkworm 5S RNA and alanine. tRNA genes share highly conserved 5'flanking and coding sequences. Mol. and Cell. Biol., 1982, v. 2, N 12, p. 1524−1531.
  152. Neulat-Porter M. The comparison of different animals DNAs by pyrimidine sequence analysis. Biochim. Biophys. Acta, 1967, v. 149, N 2, p. 422−434.
  153. Neutal-Porter M., Fadamasa 0. Comparison des sequences pyrimidineus de divers DNA d’insects. Biochim. Biophys. Acta, 1969, v. 182, N 3, p. 542−550.
  154. Nagl W. Endopolyploidy and polyteny in differentiation and evolution. Amsterdam-N.-Y.-Oxford: Elsevier, 1978, 283 p.
  155. Peacock W.J., Loke A.R., Gerlach W.L., Dunsmair P., Dennis E.S., Appels R. Fine structure and evolution of DNA in heterochromatin. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1978, v. 42, N 2, p. 1121−1135.
  156. Peacock W.J., Appels R., Endow S., Glover D. Chromosomal distribution of the major insert in Drosophila melanogaster 28S rRNA. genes. Genet. Res., 1981, v. 37, N 2, p. 209−214.
  157. Petersen G.B., Burton K. Sequences of consecutive cytosine deoxynucleotides in deoxyribonucleic acid. Biochem. J., 1964, v. 92, N 3, P. 666−672.
  158. Petersen G.B., Reeves J. An improved separation of pyrimidine oligonucleotides derived from DNA. Biochim. Biophys. Acta, 1966, v. 129, N 2, p. 438−440.
  159. Rae P.M.M. Coding region deletions associated with the major form of rDNA interruption in Drosophila melanogaster. Nucl. Acids. Res., 1981, v. 9, N 19, P. 4997−5010.
  160. Rae P.M.M. Unequal crossing-over accounts for the organization of Drosophila virilis rDNA insertions and the integrity of flanking 28S gene. Nature, 1982, v. 296, N 5857, p. 579−581.
  161. Ramakrishnan N., Pradhan D.S. Occurrence of pyrimidine -rich tracts in ascites tumor DNA and the formation of UV induced thymine dimers. Photochem. and Photobiol., 1979, v. 29,1. N 3, p. 539−542.
  162. Ranganath H.A., Hagele K. The chromosomes of two Drosophila races: Dr. nasuta nasuta and Dr. nasuta albomicana.
  163. Distribution and differentiation of heterochromatin. Chro-mosoma, 1982, v. 85, N 1, p. 83−92.
  164. Ranganath H.A., Schmidt E.R., Hagele K. Satelite DNA of Drosophila nasuta nasuta and Drosophila nasuta albomicana: localization in polytene and metaphase chromosomes. Chromosoma, 1982, v. 85, N 3, p. 361−368.
  165. Razin A., Riggs A.D. DNA methylation and gene function. Science, 1980, v. 210, N 4470, p. 604−610.
  166. Redfern C.P.F. Satellite DNA of Anopholes stephensi Liston. (Diptera:Culicidae). Chromosomal location, and under replication in polytene nuclei. Chromosoma, 1981, v. 82, N 4, p. 561−581.
  167. Renkawitz-Pohl R., Matsumoto L., Gerbi S.A. Two distinct intervening sequences in different ribosomal DNA repeat units of Sciara coprophila. Nucl. Acids. Res., 1981, v. 9,1. N 15, p. 3747−3764.
  168. Rodakis G.C., Moschonas N.K., Kafatos F.C. Evolution of a multigene family of chorion proteins in silkmoths. Mol. and Cell. Biol., 1982, v. 2, N 5, P. 554−563.
  169. Saigo K., Millstein L., Thomas C.A. The organization of Drosophila melanogaster histone genes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1981, v. 45, Part 2, p. 815−827.
  170. Samols D., Swift H. Genomic organization in the flesh fly Sarcophaga bullata. Chromosoma, 1979, v. 75, N 2, p. 129−143.
  171. Sasaki Y., Goto H., Ohta H., Kamikubo T. Template activity of synthetic deoxyribonucleotide polymers in the eukaryotic DNA-dependent RNA polymerase reaction. Eur. J. Bio-chem., 1976, v. 70, N 2, p. 369−375.
  172. Scheller K., Maschek P. The genome of Callipora. Analysis by DNA reassociation kinetics. Hoppe-Seyler*s Z.Physiol. Chem., 1978, Bd. 359, N 10, s. 1413−1417.
  173. Schmid C.W., Manning J.E., Davidson E.H. Inverted repeat sequences in the Drosophila genome. Cell, 1975, v. 5, N 2, p. 159−172.
  174. Sharp S., Dingermann Т., Soil D. The minimum intera-genic sequences required for promotion of eukaryotic tRNA gene transcription. Nucl. Acids. Res., 1982, v. 10, N 18, p. 53 935 406.
  175. Shishido K., Ikeda Y. Isolation of double-helical regions rich in adenine-thymine base pairing from bacteriophage f1 DNA. J. Mol. Biol., 1971, v. 55, N 2, p. 287−291.
  176. Simeone A., de Falco A., Macino G., Boncinelli E. Sequence organization of the ribosomal spacer of Drosophiia melanogaster. Nucl. Acids Res., 1982, v. 10, N 24, p. 8263−8272.
  177. Spencer J.H., Cape R.E., Marks A., Mushynski V7.E. Quantitative determination of pyrimidine nucleotide clusters by a single spectrophotometric measurement. Can. Journ. Biochem., 1968, v. 46, N 6, p. 627−630.
  178. Spradling A.C. The organization and amplification of two chromosomal domains containing Drosophiia chorion genes. Cell, 1981, v. 27, N 1, p. 193−201.
  179. Strausbaugh L.D., Weinberg E.S. Polymorphism and stability in the histone gene cluster of Drosophiia melanogaster. Chromosoma, 1982, v. 85, N 4, p. 489−505.
  180. Strom C.M., Moscona M., Dorfman A. Amplification of DNA sequences during chicken cartilage and neural retina differentiation. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1978, v. 75, N 9, p. 4451−4454.
  181. Szala S., Paterak H., Chorazy M. Polypyrimidine tracts isolated from inverted repeat sequences of rat DNA containing the repeat sequence d (CTC). FEBS Lett, 1980, v. 117, N 1, p. 349−353.
  182. Tartof K.D. Redundant genes. Ann. Rev. Genet., 1975, v. 9, N 2, p. 355−385.
  183. Tate W.P., Petersen G.B. Pyrimidine oligodeoxyribo-nucleotides from the DNA molecules of bacteriphages fl, fd, s13. Virology, 1973, v. 57, N 1, p. 77−85.
  184. Tate W.P., Petersen G.B. A catalogue of the pyrimidine oligodeoxyribonucleotides found in bacteriophage f1 DNA. Virology, 1974, v. 57, N 1, p. 64−76.
  185. Wallace В., Kass T. On inverted repeat sequences in chromosomal DNA. Genetics, 1976, v. 82, N 1, p. 139−140.
  186. Wellauer P.K., Dawid I.B. The structure organization of ribosomal DNA in Drosophila melanogaster. Cell., 1977, v. 10, N 2, p. 193−213.
  187. Wells R., Royer H.D., Hollenberg C.P. Non-Xenopus-like DNA sequence organization in the Chironomus tentans genome. Mol. Gen., 1976, v. 147, N 1, p. 45−51.
  188. Wensink P.C., Tabata S., Pachl C. The clustered and scrambled arrangement of moderately repetitive elements in Drosophila DNA. Cell, 1979, v. 18, N 4, p. 1231−1246.
  189. Wilkins R.J. The non-random distribution of pyrimidine dimers in ultra-violet-irradiated DNA. Int. J. Radiat. Biol., 1979, v. 35, N 4, p. 381−385.
  190. Wilmore P.J., Brown A.K. Molecular properties of Orthopterian DNA. Chromosoma, 1975, v. 51, N 4, p. 337−345*
  191. Wilson M.C., Melli M. Determination of the number of histone genes in human DNA. J. Mol. Biol., 1977, v. 110, N 3, P. 511−535.
  192. Wilson D.A., Thomas C.A. Palindromes in chromosomes. J. Mol. Biol., 1974, v. 84, N 1, p. 119−198.
  193. Yamamoto M. Cytological studies of heterochromatin function in the Drosophila melanogaster male: autosomalmeiotic pairing. Chromosoma, 1979, v. 72, N 3, p. 293−328.
  194. Yamamoto M. The effects of the variation in heterochromatin content on recombination frequencies in Drosophila melanogaster. Ann. Rept. Nat. Inst. Genet. Jap., 1981 (1982), N 92, p. 80−82.
  195. Yolly D.J., Thomas C.A. Nuclear RNA transcripts from Drosophila melanogaster ribosomal RNA genes containing introns. Nucl. Acids Res., 1980, v. 8, N 1, p. 67−84.
  196. Young M.W. Middle repetitive DNA: a fluid component of the Drosophila genome. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1979, v. 76, N 12, p. 6274−6278.
  197. Young M.W., Schwartz H.E. Nomadic gene families in Drosophila. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1981, v. 45, Part 2, p. 629−640.
  198. Zacharias H. Undrreplication of a polytene chromosome arm in the Chironomid Prodiamesa olivacea. Chromosoma, 1979″ v. 72, N 1, p. 23−51.
  199. Zafar R., Sodja A. Homology between actin coding and its adjicent sequences in widely divergent species. Biochem. Biophys. Res. Comraun., 1983, v. 111, N 1, p. 67−73.
  200. Zegarelli-Schmidt E.C., Goodman R. The Diptera as a model system in cell and molecular biology. Internat. Rev. of Cytology, 1981, v. 71, p. 245−359.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!