Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Исследование действия химических стимулов и нейромодуляторов на устойчивость водных беспозвоночных животных к высокой температуре среды

Диссертация: Исследование действия химических стимулов и нейромодуляторов на устойчивость водных беспозвоночных животных к высокой температуре среды
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Регуляция устойчивости организмов миниатюрных беспозвоночных животных к действию высокой температуры химическими сигналами среды может быть механизмом интеграции особей в систему продуцируемыми ими в среду химическими сигналами и во многом объясняет неустойчивость организмов этих животных, проявляющуюся в резких колебаниях численности их оппортунистических популяций, высокой смертности и «гибели… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Действие температуры на организмы пойкилотермных животных. В
    • 1. 2. Интегративное действие нейромодуляторов на системы нейронов и нервную систему беспозвоночных животных
    • 1. 3. Хемосенсорные системы позвоночных и беспозвоночных животных
  • ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • ГЛАВА 3. РЕГУЛЯЦИЯ ТЕПЛОУСТОЙЧИВОСТИ ОРГАНИЗМОВ ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ С МАЛЕНЬКИМИ РАЗМЕРАМИ ТЕЛА ХИМИЧЕСКИМИ СИГНАЛАМИ ВНЕШНЕЙ СРЕДЫ
    • 3. 1. Действие Сахаров на теплоустойчивость водных беспозвоночных с маленькими размерами тела
    • 3. 2. Циклический 3'5'АМР как возможная сигнальная молекула, регулирующая физиологическое состояние организмов пресноводных беспозвоночных в их сообществах
    • 3. 3. Сложная немонотонная функция «химический стимул-реакция организма» как возможный механизм приспособления пресноводных беспозвоночных животных с маленькими размерами тела к среде обитания
  • ГЛАВА 4. ДЕЙСТВИЕ НЕЙРОМОДУЛЯТОРОВ НА УСТОЙЧИВОСТЬ ЕпсЬуЬгаеиз а1Мс1ив К УВЕЛИЧЕНИЮ ТЕМПЕРАТУРЫ СРЕДЫ
  • ГЛАВА 5. О МЕХАНИЗМАХ ПОЯВЛЕНИЯ ЭКСТРЕМАЛЬНОЙ ФУНКЦИИ «СТИМУЛ-РЕАКЦИЯ» ПРИ ДЕЙСТВИИ ХИМИЧЕСКИХ СТИМУЛОВ НА ТЕПЛОУСТОЙЧИВОСТЬ ОРГАНИЗМОВ ПРЕСНОВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ С МАЛЕНЬКИМИ РАЗМЕРАМИ ТЕЛА

Исследование действия химических стимулов и нейромодуляторов на устойчивость водных беспозвоночных животных к высокой температуре среды (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Нервная система играет ключевую роль в приспособлении организма животных к окружающей среде. Информация об изменении окружающей среды воспринимается сенсорными системами, и результатом восприятия и переработки этой информации нервной системой является включение нейрональных программ адаптивных форм поведения животных и адаптивного изменения метаболизма, регулируемого вегетативной нервной системой [19−20, 34, 55, 126, 132]. Одним из основных физических факторов среды, лимитирующих численность популяций пойкилотермных животных является температура. Стратегии адаптации гомойотермных и пойкилотермных животных к изменению температуры среды диаметрально противоположны. В первом случае включаются механизмы терморегуляции, обеспечивающие поддержание постоянной температуры тела [126], а во втором изменение температуры среды вызывает сходные изменения температуры тела животного [19]. Как следствие, нервная система гомойотермного животного функционирует при постоянной температуре нейронов, а нервная система пойкилотермного животного — в достаточно широком диапазоне температур нейронов, соответствующем диапазону температур, переносимых организмом [19]. Хорошо известно, что, во-первых, диапазоны переносимых пойкилотермными животными температур лимитируются диапазонами температур, в которых могут функционировать их нервные системы, и, во-вторых, диапазоны температур, в которых высшие нервные центры этих животных способны осуществлять центральную нервную интеграцию, уже диапазонов температур, в которых сохраняется функция периферических нервных центров или отдельных нейронов [19, 50, 183, 190, 196]. Два основных следствия, вытека-юндае из этих выводов, сделанных при изучении действия температуры на нервные системы пойкилотермных животных [191, заключаются в следующем: 1) Теплоустойчивость и холодоустойчивость организмов гомойотермных и пойкилотермных животных являются признаками, которые обусловлены эффективностью функционирования принципиально различных физиологических механизмов: у гомойотермных — эффективностью системы терморегуляции, а у пойкилотермных — эффективностью быстрой адаптации высших нервных центров к изменению температуры нейронов- 2) Измерение устойчивости пойкилотермного животного к действию высокой или низкой температуры среды может быть использовано в качестве метода оценки температурной устойчивости его центральной нервной системы (ЦНС), проявляющейся в сохранении или потере (кома и последующая гибель организма) центральной нервной интеграции при изменении температуры тела и нейронов. Широкие диапазоны температур среды, переносимых организмами многих беспозвоночных животных, свидетельствуют о том, что их высшие нервные центры способны быстро адаптироваться к сильным изменениям температуры нейронов. В связи с тем, что чувствительность большинства нейронов к изменению температуры высока и варьирует в широких пределах у нейронов одного ганглия [19, 129, 155, 157, 176, 205], очевидно, что адаптация высших нервных центров беспозвоночных к изменению температуры нейронов происходит на уровне систем нейронов, и ее целью является сохранение интеграции. Известно, что нейромодуляторы (нейромедиаторы с медленными рассеянными эффектами, рецепторы которых не связаны с ионными каналами,) играют ключевую роль в процессах интеграции как в локальных системах нейронов, так и в нервной системе в целом у беспозвоночных с небольшими размерами тела [23]. Увеличение температуры среды приводит у Annelida к стимуляции серотонинэргических нейронов в ЦНС [110] и к усилению нейросекреции катехоламинов нейросекреторными клетками ЦНС [82, 1783. Поэтому можно предположить, что процесс адаптации систем нейронов высших нервных центров беспозвоночных к изменению температуры нейронов, быстрый по отношению к хорошо известному процессу акклимации пойкилотермных животных (дни и недели) [19], но медленный (десятки минут и часы) по отношению к большинству процессов в нервной системе, регулируется нейромодуляторами.

Одной из целей работы явилась проверка этой гипотезы в экспериментах по действию экзогенных нейромодуляторов (серотонин, дофамин) и ингибиторов их действия на устойчивость организмов пресноводных и почвенных беспозвоночных с небольшими размерами тела к действию высокой температуры среды.

Известно, что сенсорные нейроны I порядка у беспозвоночных используют в качестве нейромедиаторов не только ацетилхолии, но и нейромедиаторы с медленными рассеянными эффектами (серотонин и гиетамин) С1163, которые оказывают интегративное действие на системы нейронов [23, 116, 121, 1673. Показано также, что химические стимулы вызывают возбуждение ееротоиинэргических нейронов в ЦНС у медицинской пиявки Hirudo medicinalis С110]. Поэтому можно предположить модулирующее действие хемосенсорных нейронов беспозвоночных с небольшими размерами тела на процессы адаптации систем нейронов в ЦНС к увеличению температуры нейронов и, как следствие, изменение теплоустойчивости организмов беспозвоночных при действии химических стимулов. В связи с этим второй целью работы явилось исследование действия различных химических стимулов на теплоустойчивость пресноводных и почвенных беспозвоночных. 7.

Основные положения, которые выносятся на защиту:

1. Химические стимулы (сахара, нециклические пурины и сАМР) вызывают сильные изменения устойчивости организмов пресноводных беспозвоночных животных с маленькими размерами тела к увеличению температуры среды.

2. Сложная немонотонная функция «стимул-реакция» с несколькими оптимальными значениями интенсивности химического стимула при его действии на теплоустойчивость беспозвоночного животного свидетельствует об участии в процессах кодирования интенсивности хемосенсорной информации нейронов, их систем или нейросекреторных клеток с экстремальной функцией «вход-выход» .

3. Серотонин и дофамин являются нейромодуляторами, которые увеличивают устойчивость организмов пресноводных беспозвночных животных к действию высокой температуры среды.

выводы.

1. Показано., что одной из стереотипных форм изменения физиологического состояния при действии химических стимулов на организмы беспозвоночных животных является изменение устойчивости животных к действию экстремальной высокой температуры среды.

2. Химическими сигналами среды, регулирующими теплоустойчивость организмов пресноводных беспозвоночных животных, являются сахара, нециклические пурины и сAMP, выделяемые в среду фитопланктоном и организмами животных.

3. Изменения устойчивости организма животного к действию высокой температуры среды, индуцированные химическими стимулами, выявлены у трех видов беспозвоночных животных с маленькими размерами тела — Enchytraeus aibidus, Tubifex tubifex и личинки Chironomus sp., относящихся к двум типам — Annelida и Arthropods.

4. Изменения устойчивости организма к высокой температуре среды при действии пуринов в качестве химических стимулов обусловлены наличием у Е. aibidus двух типов хеморецепторов с высокой избирательностью к нециклическим пуринам и к сАМР.

5. Сложная немонотонная функция ''с тимул-реакция'1 при действии химических стимулов на теплоустойчивость организмов беспозвоночных животных свидетельствует о функционировании в процессах кодирования интенсивности хемосенсорной информации нейронов, их систем или нейросекреторных клеток с экстремальной функцией «вход-выход» .

6. Серотонин и дофамин являются нейромодуляторами, увеличивающими устойчивость организма Е. aibidus к действию высокой температуры среды в качестве нейромедиаторов или нейрогормонов.

7. Увеличение устойчивости организма Е. aibidus к действию экстремальной высокой температуры среды антагонистами-рецепторов гистамина цетиризина и т-холинолитика атропина свидетельствует о том, что эндогенные гистамин и ацетилхолин регулируют теплоустойчивость Е. а1Ыс1из при связывании соответственно-рецепторами и мускариновыми рецепторами. -1 о оL IOIC.

— 116 -ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Особенностью этой работы явилось использование в качестве объектов исследования беспозвоночных животных с очень маленькими размерами тела. За редким исключением, «модельными» видами в физиологических исследованиях как на уровне организма, так и на клеточном уровне являются беспозвоночные животные с относительно большими размерами тела. В то же время в процессе эволюции появилось большое количество видов водных и почвенных беспозвоночных животных, размеры тела которых сопоставимы с размерами крупных одноклеточных организмов Protozoa СЮ]. Ранее высказывались предположения о том, что следствием очень сильных различий размеров нейронов, обусловленных различиями размеров тела животных, могут быть качественные различия в механизмах передачи информации у нейронов беспозвоночных животных даже одного рода [24]. В этом случае могут проявляться и особенности функционирования целостной нервной системы беспозвоночного животного с очень маленькими размерами тела. Одной из таких особенностей функционирования нервных систем миниатюрных водных беспозвоночных животных, по-видимому, является обнаруженная нами регуляция химическими сигналами внешней среды устойчивости организмов пресноводных животных к действию высокой температуры (Глава 3). Известно, что в соответствии с принципом доминанты Ухтомского устойчивость организмов позвоночных животных и беспозвоночных животных с большими размерами тела к действию высокой температуры определяется их генотипом и поступлением в нервную систему информации об изменении температуры среды, но не зависит от сенсорной информации о химическом составе среды. Напротив, теплоустойчивость миниатюрных пресноводных беспозвоночных животных, согласно нашим данным (Глава 3), претерпевает сильные изменения при поступлении сенсорной информации об изменении химического состава воды. Этот феномен, по-видимому, достаточно универсален для миниатюрных водных беспозвоночных, так как выявлен в экспериментах с тремя видами беспозвоночных (Enohytraeus aibidus, Tubifex tubifex и личинки Chironomus sp.), относящихся к двум типам (Annelida и Arthropoda),.

Химическими сигналами среды, регулирующими теплоустойчивость, являются гидрофильные молекулы метаболитов, выделяемые в среду организмами водных растений и животных. Низкие действующие концентрации этих метаболитов (10~7 М для глюкозы, 10~i0 М для аденозина и 10~1с5 М для сАМР), которые на несколько порядков ниже их концентрации в клетках и гемолимфе, в соответствии с современными представлениями об организации хемосенсорных систем животных, показывают наличие у миниатюрных пресноводных беспозвоночных животных хеморецепторных клеток, чувствительных к сахарам, нециклическим пуринами и сАМР. Чувствительность хемосенсорных систем этих животных к нециклическим пуринам и сАМР на несколько порядков выше химической чувствительности организмов позвоночных и беспозвоночных животных, выявляемой при действии этих метаболитов в качестве химических стимулов на поведение позвоночных и беспозвоночных животных [46, 72, 160, 219].

Известно, что теплоустойчивость организма пойкилотермного животного лимитируется способностью его высшего нервного центра сохранять центральную нервную интеграцию в условиях увеличения температуры тела и, соответственно, нейронов [19, 50, 183, 190, 196], Действие многих сенсорных стимулов на поведение беспозвоночных животных опосредовано интегративным действием на системы нейронов и на нервную систему в целом нейромодуляторов — нейроме-диаторов с медленными рассеянными эффектами или нейрогормонов, которые секретируются сенсорными нейронами, интернейронами и ней-росекреторными клетками [22−23, 90, 95, 115−117, 121, 165−167, 229]. Согласно нашим данным, экзогенные нейромодуляторы (серото-нин и дофамин) и антагонисты эндогенных нейромодуляторов оказывают на теплоустойчивость миниатюрных беспозвоночных животных действие, сходное с действием химического стимула. Эти данные и данные других авторов о возбуждении серотонинэргических нейронов при действии на организм химических и термальных стимулов [23, 110] и секреции катехоламинов нейросекреторными клетками у Annelida при увеличении температуры [23, 82, 110, 116, 1783 показывают ключевую роль нейромодуляторов в процессах быстрой адаптации нервной системы к увеличению температуры тела и модулирующем действии химических стимулов на эти процессы.

Сложная экстремальная функция «стимул-реакция» с несколькими оптимальными значениями интенсивности химического стимула при его действии на теплоустойчивость организмов миниатюрных пресноводных беспозвоночных животных (Глава 3) может быть следствием особенностей как периферического (хеморецепторные клетки), так и центрального кодирования интенсивности хемосенсорной информации. Оба варианта объяснения, рассмотренные в главе, предполагают причинами появления сложной экстремальной функции «стимул-реакция» маленькие размеры тела животных и большую длительность действия химического стимула в наших экспериментах. Предельное уменьшение размеров хеморецепторных клеток предполагает возможность изменения механизмов передачи в них информации и, как следствие, появления экстремальной функции «стимул-реакция», а сильное уменьшение объемов ганглиев и гемолимфы усиливает роль «объемного механизма» передачи информации диффузией нейромодуляторов, у которых, согласно нашим данным (Глава 4), функция «вход-выход» при дейс.

— 119 твии на нервную систему экстремальна. Длительность действия химического стимула в наших экспериментах также предполагает возможность появления экстремальной функции «вход-выход» у нейронов, их систем или нейросекреторных клеток ЦНС, через которые проходит сигнал, в результате развития процесса частичной адаптации.

Регуляция устойчивости организмов миниатюрных беспозвоночных животных к действию высокой температуры химическими сигналами среды может быть механизмом интеграции особей в систему продуцируемыми ими в среду химическими сигналами и во многом объясняет неустойчивость организмов этих животных, проявляющуюся в резких колебаниях численности их оппортунистических популяций, высокой смертности и «гибели по неизвестным причинам» в лабораторных условиях С17, 303. Одним из механизмов приспособления популяций миниатюрных беспозвоночных животных к увеличению температуры среды является адаптивное изменение их структуры (генетическая, возрастная), и неустойчивость организмов является фактором, усиливающим процесс естественного отбора, определяющего изменение структуры популяции.

Сложная экстремальная функция «химический стимул-реакция организма» из-за неопределенности реакции организма на химический сигнал среды также является фактором, усиливающим неустойчивость организмов миниатюрных водных беспозвоночных, но, как это рассмотрено в главе 3, позволяет использование хемосенсорной системы беспозвоночных одного вида для восприятия сенсорной информации о суточных и сезонных ритмах изменения концентрации метаболитов в пресноводных экосистемах с сильно различающимся химическим составом воды.

Показать весь текст

Список литературы

  1. ., Брей Д., Льюис Дж., Рэфф М., Роберте К., Уот-сон Дж. Молекулярная биология клетки: В 3 т. М.: Мир, 1994. -Т. 3. — 504 с.
  2. В.Я. Реактивность клеток и белки. Л.: Наука, 1985. — 318 с.
  3. Е.В. Атропиновые комы. -Л.: Медицина, 1984. 128
  4. К.И., Макаров В. В. Концентрационная зависимость характера влияния адреналина на возбудимость гигантских нейронов // Фармакология и токсикология. 199?. — 40, N 2. — С. 148−153.
  5. Ю.М. Проблемы нейрофизиологии ракообразных: нейронные аспекты. М., 1991. — С, 4−99. — (Итоги науки и техники. Сер. Физиология человека и животных- Т. 50).
  6. М.Х., Яргунов В. Г., Красноперова И. А., Плеханова В. А., Лобода В. И., Кузнецова Т. В., Петрова Р. Б. О возможности существования программы гибели Daphnia magna (Cladocera) // Доклады Академии наук. 1997. — 355. M 5. — С. 708−711.
  7. М.Х., Яргунов В. Г., Красноперова И. А., Калинникова Т. Е., Плеханова В. А., Лобода В. И., Зайнулгабидинов Э. Р. Сахара как сигнальные молекулы в системе управления сообществ гидробионтов // Доклады Академии наук. 1997. 3S7, N 2. — С. 269−272.
  8. Г. А., Сущеня Л. М. Рост водных животных при переменных температурах. Минск: Наука и техника, 1978. — 140 с.
  9. И.И., Колесников H.H., Лопатин O.E. Хирономус Chironomus thummi Kleff, (лабораторная культура) // Объекты биологии развития. М.: Наука, 1975. — 0. 95−127.
  10. A.C. Биология хирономид и их разведение // Труды Саратовского отделения ВНИОРХ. 1958. — 5. — С. 1−358.
  11. М.Д. Лекарственные средства : В 2 т. Харьков: Торсинг, 1998. — Т. 1. — 560 с.
  12. В.Н. Трубочник Tubifex tubifex Mull. // Объекты биологии развития. М.: Наука, 1975. — С. 31−52.
  13. Р., Гилберт Л., Браун Ф. Эндокринные механизмы // Сравнительная физиология животных / Под ред. Л.Проссера. М.: Мир, 1977. — Т. 3. — С. 411−507.
  14. Э. Эволюционная экология. М.: Мир, 1981, 400 с.
  15. H.A. Алгоритмы биометрии. М.: йзд-во Моск. ун-та, 1980. 150 с.
  16. Л. Температура // Сравнительная физиология животных / Под ред. Л.Проссера. М.: Мир, 1977.- Т. 2. — С. 84−209.
  17. Л. Хеморецепция // Сравнительная физиология животных / Под ред. Л.Проссера. М.: Мир, 1977. — Т. 2, — С. 1. A QO, А Р.'У 40iC 40/ .
  18. Л.А., Зайцев С. В. Действие сверхмалых доз биологически активных веществ // Биохимия. 1992, — 57, N 10. — С. 1443−1460.
  19. М.О. Базисные молекулярно-клеточные механизмыадаптивных реакций мозга // Физиологический журнал им. И. М. Сеченова. 1995. -81, М 8. — С. 3−10.
  20. Д.А. Интегративная функция ееротонина у примитивных Metazoa // Ж. общ. биол. 1990. — 51, N 4. — С. 437−449.
  21. В.Л. Локомоция насекомых. Нейрофизиологические аспекты. Л.: Наука, 1988. — 258 с.
  22. Дж. Кодирование сенсорной информации. М., Мир, 1975. — 415 с.
  23. .Р. Содержание и культивирование некоторых почвенных беспозвоночных-сапрофагов в лаборатории // Методы поч-венно-зоологических исследований / Под ред. М. С. Гилярова. М.: Наука, 1975. — С. 128−137.
  24. И.В. Температурная зависимость локомоторного ритма пелагического моллюска морского ангела /./ Простые нервные системы. Тез. Всес. конф. «Простые нервные системы и их значение для теории и практики». Казань, 1985. — Ч. 2. — С. 86−88.
  25. .П. Анализ теплоустойчивости клеток и белков пойкилотермных животных в связи с проблемой вида : Дис.. д-ра биол. наук в форме научн. докл. Ленинград, 1964. — 71 с.
  26. .П., Пашкова И.М, Анализ повышения теплоустойчивости Daphnia magna в процессе ведения культуры в ряду поколений // Генетика. 1983. — 19, N 8. — С. 1251−1256.
  27. Чекановская О, В. Водные малощетинковые черви фауны СССР. Определители по фауне СССР. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1962. — 4121. С .
  28. Р.А., Сафрошкина А. А. Математическая модель управления временной связью в популяциях нейронов моторной коры с поведенческим эффектом // Успехи соврем, биологии. 1995. — 115, вып. 4. — С. 419−426.
  29. Эволюционная эндокринология поджелудочной железы. Л.: Наука, 197?. — 350 с.
  30. В. Вегетативная нервная система // Физиология человека / Под ред. Р. Ф. Шмидта и Дж.Тьюиса. М.: Мир, 1985. — Т. 1. Нервная система. — С. 167−219
  31. Abrams T.W., Goldsmith В.А. cAMP modulation of multiple К+ currents contributes to both action potential broadening1 and increased excitability in Aplysia sensory neurons // Soc. Neurosci. Abstr. 1992, — 18. -P. 16.
  32. Ache B.W. Ohemoreception and thermoreception // The Biology of Crustacea: Vol. 3. Neurobiology: Structure and Function / Eds. H. L, Atwood, D.С.Sandeman, Mew York: Academic Press, 1982. — P. 369−398.
  33. Alberts J.J., Bowling J.W., Emmons M. Dissolved carbohydrate distribution and dynamics in two southeastern U.S.A. reservoirs // Can. J. Fish. Aquat. Soi. 1988, — 45, — P.1. OOC QOO1. OiCD-OOC.
  34. Alger B, E, Nicoll R.A. Pharmacological evidence for two kinds of GABA receptor on rat hippocampal pyramidal cells studied- 126 in vitro /./ J. Physiol. 1982. — 328. — P. 125−141.
  35. Altner H., Hatt H., Altner I. Structural and functional properties of the mechanoreceptors arid chemoreceptors in the anterior oesophageal sensilla of the cryfish, Astacus astacus // Cell Tiissue Res. 1986. — 244. — P. 537−547.
  36. Amakawa T., Ozaki M., Kawata K. Effects of cyclic GMP on the sugar taste receptor cell of the fly Phormia regina // J. Insect Physiol. 1990. — 36. — P. 281−286.
  37. Appenzeller 0. The Autonomic Nervous System. 2nd Ed. -Amsterdam-Oxford, New York: American Elsevier Publishing Co, 1976. — 453 p.
  38. Armstrong M.C., Montminy M. R, Transsynaptic control of gene expression // Ann. Rev. Neurosci. 1993. 16. — P. 17−29.
  39. Atema J. Smelling and tasting underwater // Oceanus. 1980. 23. — P. 4−18.
  40. Avery L., Horvitz H.R. Effects of starvation and neuroactive drugs on feeding in Caenorabditis elegans // J. Exp. Zool. 1990. — 253. — P. 263−270.
  41. Bargmann C.I., Horvitz H.R. Chemosensory neurons with overlapping functions direct Chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans // Neuron. 1991. — 7. — P. 729−742,
  42. Bargmann C.I., Horvitz H.R. Control of larval development by chemosensory neurons in Caenorabditis elegans // Sciense. 1991. — 251. — P. 1243−1246.
  43. Bargmann C.I., Hartweig E., Horvitz H.R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans // Cell. 1993. — 74. — P. 515−527.
  44. Baskai B.J., Hocher B., Manaut-Smith M., Adams S.R., Kaang B.K., Kandel E.R., Tsien R.Y. Spatially resolved dynamics- 127 of cAMP and protein kinase A subunits in Aplysia sensory neurons // Science. 1993. — 260. — P. 222−226.
  45. Battle H.I. Lethal temperatures in relations to reflexes of skate // Trans. Roy. Soc. Canad. 1926. — 20. — P. 127−143.
  46. Bauer U., Dudel J., Hatt H. Characteristics of single chemoreceptive units sensitive to amino acids and related substances in the cryfish leg // J, Comp. Physiol. 1981. — 144. — P. 67−74.
  47. Baxter D.A., Byrne J.H. Serotoninergic modulation of two potassium currents in the pleural sensory neurons of Aplysia // J. Neurophysiol. 1989. — 62. — P. 665−679.
  48. BeltzB.S., Kravitz E.A. Physiological identification, morphological analysis., and development of identified serotonin-proctolin containing neurons in the lobster ventral nerve cord // J. Neurosci. 1987. — 7. — P. 533−546.
  49. Benjamin P.R., Elliott C.J.H. Snail feeding oscillator: the central pattern generator and its control by modulatory interneurons // Neuronal and Cellular Oscillators / Ed. J.W.Jacklet. New York: Dekker, 1989. — P. 173−214.
  50. Bentley D. Neural control of behavior // Ann. Rev. Neurosci. 1978. — 16 — P. 35−59.
  51. Bernardt S.J., Nairn M., Zehavi U., Lindemann B. Signal pathways in taste transduction: the emerging complexity of the sweet response (Abstract) // Symp. Europ. Chemoreceptive Res. Org. 11th Blois France. 1994. — P. 103.
  52. Bernardt S.J., Nairn M., Zehavi U., Lindemann B. Changes in IP3 and cytosolic Ca*+ in response to sugars arid non-sugar sweeteners in transduction of sweet taste in the rat // J. Physiol. Lond. 1996. — 490. — P. 325−336.
  53. Black I, B., Adler J.E., Dreyfus C.F., Friedman W.F., Lagamma E.F., et al. Biochemistry of information storage in the nervous system // Science. 1987. — 238. — P. 1263−1268,
  54. Bligh J. Mechanism of sweat secretion // Envir. Res. -1967. 1. — P.28−45.
  55. Braha 0., Dale N., Klein m., Kandel E.R. Protein kinase C may contribute to the increase in spontaneous release evoked by 5-HT at cultured Aplysia sensory-motor synapses // Soc. Neurosci. Abstr. 1990. — 16. — P. 1013.
  56. Brand J.G., Teeter J.H., Kumazawa T., Huque T., Bayley D.L. Transduction mechanisms for the taste of amino acids // Physiol. Behav. 1991. — 49. — P. 899−904.
  57. Breer H., Klemm T., Boekhoff I. Nitric oxide mediated formation of cyclic GMP in olfactory system // Meureport. 1992. — 3. — P. 1030−1032.
  58. Brett l.R. Lethal temperatures of freshwater fish // J. Fish Res. Bd. Canad. 1963. — 9. — P. 265−323.
  59. Buffington J.D. Temperature acclimation in Culex // Comp. Biochem. Physiol. 1969. — 30, — P. 865−878.- 129
  60. Bullitt E. Induction of c-fos-like protein within lumbar spinal cord and thalamus of the rat following peripheral stimulation // Brain. Res. 1989, — 493. — P. 391−397.
  61. Bullock T.H. Pit viper perceptions of heat // Fed. Proc.- 1953, 12. — P. 666−672.
  62. Calabrese R.L. Modulation of muscle and neuromuscular junctions in invertebrates // Semin. Neurosci. 1989. — 1, — P.1. OC ~> Aicu"o4.
  63. Oaprio J. High sensitivity of catfish taste receptors to amino acids // Comp. Biochem. Physiol. A: Comp. Physiol. 1975.- 52. P. 247−251.
  64. Caprio J. Olfaction and taste in the channel catfish: an electrophysiological study of the responses to amino acids and derivatives // J. Comp. Physiol. 1978. — - P. 357−371.
  65. Carr W.E.S., Glleson R.A., Ache B, W., MiLstead M.L. Olfactory receptors of the spiny lobster ATP-sensitive cells with similarities to Pr-type purinoreceptors of vertebrates // J. Comp. Physiol. A. 1986, — 158. — P. 331−338.
  66. Carr W.E.S., Ache B.W., Gleeson R. A, Chemoreceptors of crustaceans: similarities to receptors for neuroactive substances in internal tissues // Environ. Health Perspec. 1987. — 71. -P. 31−46.
  67. Case J. Properties of the dactyl chemoreceptors of Cancer antennarius Stimpson and C. productus Randall // Biol. Bull. 1964. — 127. — P. 428−446.
  68. Castelucci V.F., Nairn A,., Greengard P., Schwartz J.H., Kandel E.R. Inhibitor of adenosine 3*:5'-monophosphate-dependent protein kinase blocks presynaptic facilitation in Aplysia // J. Neurosci. 1982. — 2. — P. 1673−1681.- 130
  69. Chiel H.J., Weiss K. R, Kupfermann I. An identified histaminergic neuron modulates feeding motor circuitry in Aplysia. J. Neurosci. 1986. — 6. — P. 2427−2450.
  70. Chiel H.J., Kupfermann I., Weiss K.R. An identified histaminergic neuron can modulate the outputs of buccal-cerebral interneurons in Aplysia via presynaptic inhibition // J. Neurosci. 1988. — 8. — P. 49−63.
  71. Clarac F., El Manira A., Cattaert D. Presynaptic control as a mechanism of sensory-motor integration // Curr. Opin. Neurol. 1992. — 2. — P. 764−769.
  72. Colbert H.A., Bargmann C.I. Odorant-specific adaptation pathways generate olfactory plasticity in C. elegans // Neuron. 1995. 14. — P. 803−812.
  73. Collins F., Dawson A. An effect of nerve growth factor on parasympathetic neurite outgrowth // Proc. Natn. Acad. Sci. U.S.A. 1983. — 80. — P. 2091−2096.
  74. Curran T., Morgan J.?.Memories of fos // Bioassays. 1987. 7. — P. 255−258.
  75. Daahake D.L. Effect of thermal stress on the neurosecretory cells of the cerebral gagnglion in meguscolecid earthworm, Endichogaster prashadi (Gates) // J, Current. Biosci.- 1984. 1, N 4. — P. 161−165.
  76. Dahl D., Sarvey J.M. Norepinephrine induced pathway-specific long-lasting potentiation and depression in the hippocampal dentate gyrus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989.- 86. P. 4776−4780.
  77. Dawson T.M., Snyder S.H. Gases as biological messehgers: nitric oxide and carbon monoxide in the brain .// J. Neurosci. 1994. 14. — P. 5147−5159.- 131
  78. Dawson W.R., Denny M.S., Hulbert A.J. Thermal balance in marsupial Macropus // Comp. Biochem. Physiol. 1969. — 31. — P. 645−653.
  79. Derby G.D., Atema J. Chemosensitivity of walking legs of the lobster Homarus americanus: neurophysiological response spectrum and thresholds // J. Exp. Biol, 1982. — 98, — P. 303−316.
  80. Dickinson P. Modulation of simple motor patterns /V Semin. Neurosci. 1989. 1. P. 15−24.
  81. Dunwiddie T.V., Taylor M., Heginbotham L. R, Proctor W.R. Long-term increases in excitability in the CAi region of rat hippocampus induced by 3-adrenergic stimulation: Possible mediation by cAMP // J. Neurosci. 1992. — 12. — P. 506−517,
  82. Dusenbery D, B, Analysis of chemotaxis in the nematode Caenorabditis elegans by countercurrent separation // J, Exp. Zool. 1974. — 188. — P. 41−47.
  83. Epstein I, R., Marder E, Multiple modes in of a conditional neural oscillator /./ Biol. Cybern. 1990, — 63. — P. 25−34.
  84. Evans W.G. Infared receptors in buprestid beetles // Nature. 1964. — 202. — P. 211.
  85. Evans W.G. Infared receptors in beetles // Ann. Entomol, Soc, Amer. 1966, — 59. — 873−876.
  86. Fadool D.A., Ache B, W, Plasma membrane inositol 1,4,5-triphosphate-activated channels mediate signal transduction in lobster olfactory receptor neurons // Neuron. 1992. — 9. -P. 907−918.
  87. Fitzsimonds R.M., Poo Mu-Ming Retrograd signaling in the development and modification of synapses // Physiol. Rev. 1998.-78, Ml. P. 143−170.
  88. Flamm R.E., Harr is-War-rick P.M. Aminergic modulation in lobster stomatogastric ganglion, II, Target neurons of dopamine, octopamine arid serotonin within the pyloric circuit // J. Neurophysiol. 1986. — 55. — P. 866−881.
  89. Folkow B., Neil E. Circulation. New York-London-Toronto-Oxford: University Press, 1971. — 423 p.9?. Fraenkel G. Resistance to high temperature in snail Littorina // Ecology. 1961. — 42. — P. 604−616.
  90. Fraenkel J., Gunn D.L. Orientation of Animals. New York: Dover Press, 1961. — 185 p.
  91. Frank P.W. Prediction of population growth form in Daphnia pulex cultures // Am. Nat, 1960. — 94. — P. 357−372.
  92. Fry F.E.J. Environmental effects on activity of fish // Publ. Ontario Fish Res. Lab. 1947. — 68. — P. 1−52.
  93. Fuzessery Z.M. Quantitative stimulation of antennular chemoreceptors of the spiny lobster, Panulirus argus // Comp. Blochern Physiol. 1978. — 60. P. 303−308.
  94. Garthwaite J., Boulston C.L. Nitric oxide signaling in the central nervous system // Annu. Rev. Physiol. 1995. — 57. -P. 683−706.
  95. Gerfen C.R., Engber T.M., Mahan L.C., Susel Z., Chase T.N., et al. D1 and D2 dopamine-receptor-regulated gene expression of striatonigral and striatopallidal neurons // Science. 1990. — 250. — P. 1429−1431.
  96. Getting P.A., Dekin M.S. Tritonia swimming: a model system for integration within rhythmic motor systems // Model Neural Networks and Behavior / Ed. A.I.Selverston. New York: Plenum, 1985. — P. 3−20, — 133
  97. Gierschik P., Camps M. Stimulation of phospholipase C by G protein B? subunits // GTPases in Biology. Handbook of Experimental Pharmacology / Eds. B. Dickey, L.Birnbaumer. Heidelberg, Germany: Springer, 1993. 108/31, chapt. 59. — P. 251−264.
  98. Ginrich K. J, Byrne J.H. Simulation of synaptic depression, post-tetanic potentiation, and presynaptic facilitation of synaptic potentials from sensory neurons mediating gill-withdrawal reflex in Aplysia // J. Meurophysiol. -1985. 53. P. 652−669.
  99. Glover J.C., Kramer A.P. Serotonin analog selectively ablates identified neurons in the leech embryo // Science. 1982. 2166. — P. 317−319.
  100. Golden J.W., Riddle D.L. A pheromone influences larval development in the nematode Caenorabditis elegans Science. 1982. — 218. — P. 578−580.
  101. Groome J.R., Vaugham D.K., Lent C.U. Ingestive sensory inputs excite serotonin effector neurons and promote serotonin depletion from the leech central nervous system and periphery // J. Exp. Biol. 1995. — 198, N 6. — P. 1233−1242.
  102. Grothe C., Sedl K., Pfannenstree H.D. Cytochemical and biochemical characterization of neurosecretory material in the brain of annelid, Ophryotrocha puerilis (Polychaeta) // Gen. and Comp. Endocrinol. 1987. 68, N 1. — P. 1−5.
  103. Hanegan J.L., Heath J.E. Control of body temperature in moth Hvalophora // J. Exp. Biol. 1970. — 53.. P.349−362.
  104. Hansen Bay C.M. The control of enzyme secretion from fly salivary glands // J. Physiol. 1978. — 274. — P. 421.
  105. Hanson F.E. Chemoreception in the fly: the search of the liverwurst receptor // Perspectives in Chemoreception and Behavior / Eds. R.F.Chapman, E.A.Bernays, J, G.Stoffolano. Springer, Berlin, Heidelberg, New York, 1987. P. 99−122.
  106. Harris-Warrick R.M. Chemical modulation of central pattern generators // Neural Control of Rhythmic Movements in Vertebrates / Eds. A.H.Cohen, S. Rossignol, S. Griliner. New York: Wiley & Sons, 1988. — P. 285−331.
  107. Harris-Warrick R.M. Modulation of neural networks for behavior // Ann. Rev. Neurosci. 1991. — 14. — P. 39−57.
  108. Harris-Warrick R.M., Flamm R.E. Multiple mechanisms of bursting in a conditional bursting neuron // J. Neurosci. 1987, — 7. — P. 2113−2128.
  109. Harris-Warrick R.M., Nagy F., Musbaum M.P. Dynamic biological networks // The Stomatogastric Nervous System / Eds. R.M.Harris-War-rick, E. Marder, A, I. Selverston, M.Moulins. Cambridge: MIT Press, 1992. P. 87−137,
  110. Haslett B.A. Stimuli involved in the feeding behavior of the hermit crab Clibanarius vitanus (Decapoda, Paguridea) // Crustaceana. 1968. — 15. — P. 305−311.
  111. Haslett B.A. Chemical and chemotactio stimulation of feeding behavior in the hermit crab, Petrochirus diogenes // Comp. Biochem. Physiol. 1971. — 39A. — p. 665−670.
  112. Hawkins R.D., Kandel E.R.- Siegelbaum S.A. Learning to modulate transmitter release: themes and variations in synapticplasticity // Ann. Rev. Neurosci. 1993. — 16. P. 625−665.
  113. Hawkins R.D., Shuo M., Arancio 0. Nitric oxide and carbon monoxide as possible retrograde messengers in hippocampal long-term potentiation // J. Neurobiol. 1994. — 25. — P. 652−665.
  114. Hazel J. Effects of mitochondrial lipids on succinic dehydrogenase // Ph. D. Thesis. University of Illinois, 1971. -55 p.
  115. Hebert P.D.N. The population biology of Daphnia (Crustacea, Daphniidae) // Biol. Ravs. Cambridge Phil. Soc. -1978. 53, N 3. — P. 387−426.
  116. Hempel C.M., Vinsent P., Adams R.Y., Tsien R.G., Selverston A.I. Spatio-temporal dynamics of cyclic AMP signals in an intact neuron circuit // Nature. 1997. — 384, N 14, — P. 166−169.
  117. Hensel H. Neural processes in thermoregulation // Physiol. Rev. 1973. — 53. — P. 948−1017.
  118. Hochner B., Klein M., Schacher S., Kandel E.R. Additional component in the cellular mechanism of presynaptic facilitation contributes to behavioral dishabituation in Aplysia // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. — 83. P. 8794−8798.
  119. Hodkin A.L., Katz B. Effect of temperature on action potentials in squid giant axon // J. Physiol. 1949. — 109, — P. 240−249.- 136
  120. Hunt S.P., Pini A., Evan G. Induction of c-fos-like protein in spinal cord neurons following sensory stimulation // Nature. 1987. — 328. — P. 632−634.
  121. Ikeda K. On a new seasoning (in Japanese) // J. Tokyo Chem. Soc. 1990. — 30. — P. 820−836.
  122. Iversen S.D., Iversen L.L. Behavioral Pharmacology. -New York Oxford: Oxford University Press, 1977. — 497 p.
  123. Jakinovich W., Sugarman D. Sugar taste perception in mammals // Chem. Senses. 1988. — 13. P. 13−31.
  124. Jansky L, Noradrenaline thermogenesis in rats // Physiol. Bohemoslov. 1967. — 166. — P. 366−371.
  125. Jansky L., Hart J.S. Nonshivering thermogenesis in cold-acclimated rats // Canad. J. Biochem. 1963. — 41. — P. 953−964.
  126. Johnson B. R, Atema J. Narrow-spectrum ohemoreceptor cells in the antennules of the american lobster, Homarus americanus // Neurosci. Lett. 1983. — 41. — P^Jl45−150.
  127. Johnson B.R., Voigt R., Borroni P.F., Atema J. Response properties of lobster chemoreceptors: tuning of primary taste neurons in walking legs // J. Comp. Physiol. A. 1984. — 155. -P. 593−604.
  128. Johnson B.R., Harris-Warrick R.M. Aminergic modulation of graded synaptic transmission in the lobster stomatogastric ganglion // J. Neurosci. 1990. — 10. — P. 2066−2076.
  129. Jorgensen N.O.G. Dissolved organic carbon (DOC) in lakes // Carbon Dynamics in Eutrophic Temperate Lakes / Eds. B. Riemann and M.Sondergaarol. Amsterdam: Elsevier, 1986. — P.1. R-9Rw i-^O,
  130. Kalinoski D.L., Huque T., Lamorte V.J., Brand J.G.1 ^f? —
  131. Second-messenger events in taste // Chemical Senses 1: Receptor Events and Transduction in Taste and Olfaction / Eds. J.G.Brand, J.H.Teeter, R.H.Cagan, M.R.Kare. New York: Dekker, 1989. — 1. -P. 85−101.
  132. Kaplan J., Horvitz H. A dual mechanosensory and chemosensory neuron in Caenorabditis elegans // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. — 90. — P. 2227−2231.
  133. Katz P. S., Harris-Warrick R.M. Neuromodulation of the crab pyloric central pattern generator by serotonergic/' cholinergic proprioceptive afferents // J. Neurosci. 1990. -10. — P. 1495−1512.
  134. Kessler J.A., Adler J.E., Black LB. Substance P and somatostatin regulate sympathetic noradrenergic function // Science. 1983. — 221. — P. 1059−1061.
  135. KijimaH., Nagata K., Mishiyama A., Morita H. Receptor current fluctuation analysis in the labellar sugar receptor of the fleshfly // J. Gen. Physiol. 1988. — 91. — P. 29−47.
  136. Kloppenburg P., Hildebrand J.G. Neuromodulation by 5-hydroxytryptamine in the antennal lobe of the sphinx moth
  137. Manduca sexta // J. Exp. Biol. 1995, — 198, N 3. — P. 603−611.
  138. Kohbara J., Michel W., Caprio J. Responses of single facial taste fibers in the channel catfish, Ictalurus punctatus, to amino acids /7 J. Neurophysiol. 1992. — 88. — P. 1012−1026.
  139. Kolesnikov S. S, Margolskee R.F. A cyclic-nucleotide-supressible conductance activated by transducin in taste cells // Nature Lond. 1995. — 376, — P. 85−88.
  140. Koller P., Fathi M., Reichert H. Serotoninerglc neuromodulation of the locust wing stretch receptor // Neural Mechanisms of Behavior / Eds. J. Erber, R. Menzel, H-J.Pfluer, D.Todt. Stuttgart: Georg Thieme Verglad, 1989. P. 233,
  141. Kravitz E.A. Hormonal control of behavior: amines and the biasing of behavioral output in lobster // Sciense. 1988. -241. — P. 1775−1781.
  142. Kravitz E., Glusman S., Harris-Warrick R.M., Livingstone M.S., Schwartz T., God M.F. Amines and a peptide as neurohormones in lobsters // J. Exp. Physiol. 1980. — 89. — P. 159−175.
  143. Kuffler S.W., Nichols J, G., Martin A.R. From Neuron to Brain. 2nd Ed. — Sunderland, MA: Sinauer. P., 1984, — P. 207−302.
  144. Kupfermann I., Weiss K.R. The role of serotonin in arousal of feeding behavior of Aplysia // Serotonin neurotransmission and behavior / Eds. A. Gelperin, B.Jacobs. Cambridge: MIT Press, 1981. P. 255−287,
  145. Lagerspetz K.Y.H., Talo A. Temperature acclimation and conduction in nerve fibers, Lumbricus // J, Exp. Biol. 1967. -47. — P. 471−480.
  146. Lau L.F., Nathans D. Expression of a set, of growth- 139 related immediate early genes in BALB/c 3T3 cells: coordinate regulation with c-fos and c-myc // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1987. 84. — P.1182−1186.
  147. Laverack M.S. Effect of temperature on activity of nerve earn of earthworm // Comp. Biochem. Physiol. 1961. — 3. -P. 136−140.
  148. Lent C.M., Dickinson M.H. Serotonin integrates feeding behaviour of the medicinal leech // J. Comp. Physiol. 1984. -154A. — P. 457−471.
  149. Levitan E.S., Levitan I.B. Serotonin acting via cyclic AMP enhances both the hyperpolarizing and depolarizing phases of bursting pacemaker activity in the Aplysla neuron R15 // J. N’eurosci. 1988. — 8. — P. 1152−1161.
  150. Lindemann B. Taste reception // Physiol. Rev. 1996. -76, N 3. — P. 719−766.
  151. Lischka F.W., Schild D. Effects of nitric oxide upon olfactory receptor neurons in. Xenopus laevis // Neuroreport. 1993. 4. — P. 582−584.
  152. Livingstone M.S., Harris-Warrick R. M, Kravitz E.A. Serotonin and octopamine produce opposite postures in lobsters // Science. 1980. — 208. N 1. — P. 76−79.
  153. Loftus R. Antennal cord receptors in Periplaneta // Z. Vergl. Physiol. 1968. — 59. — P. 413−455.
  154. Long T.F., Murdock L.L. Stimulation of blowfly feeding behaviour by octopaminergic drugs // Proc. Natl, Acad, Sci. USA. 1983. 80. P. 4159.
  155. Lotshaw D.P., Levitan E.S., Levitan I. B, Fine tuning of neural electrical activity: modulation of several ion channels by intracellular messengers in a single identified nerve cell // J.- 140
  156. Exp. Biol. 1986. — 124. — P. 307−322.
  157. Marder E., Meyrand P. Chemical modulation of an oscillatory neural circuit .// Neuronal and Cellular Oscillators / Ed. J.W.Jacklet. New York: Dekker, 1989. — P. 317−338.
  158. Marder E., Calabrese R.L. Principles of rhythmic motor pattern generation // Physiol. Rev. 1996. — 76. N 3. — P. 687−717.
  159. Mayeri E., Rothman B.S. Neuropeptides and the control of egg-laying behavior in Aplysia /./ Model Neural Networks and Behavior / Ed. A.I.Selverston. Mew York: Plenum, 1985. — P. 285−301.
  160. Mayeri E., Rothman B. S, Browne 11 P., Brant, on W.D., Padgett. L. Non-synaptic characteristics of neurotransmission mediated by egg-laying hormone in the abdominal ganglion of Aplysia // J. Neurosc-i. 1985. — 5. — P. 2060−2077.
  161. McCue J.F., Thorson R.E. Behavior of perssitic helminth in thermal gradient. .// J. Parasitol. 1964. — 50. — P. 67−71.
  162. McLaughlin S.K., McKinnon P.J., Margolskee R.F. Gustducin is a taste-cell-specific G protein closely related to the transducins. Nature Lond. 1992. — 357. — P. 563−569.
  163. Morgan J. I., Cur-ran T. Stimulus-transcript ion coupling in neurons: role of cellular immediate early genes .// Trends Neurosci. 1989. — 12. — P. 459−462.
  164. MuHoney B., Acevedo L.D., Bradbury A.G. Modulation ofthe crayfish swimmered rythm by octopamine and the neuropeptide proctolin // J. Neurophysiol. 1987. -58. — P. 584−597.
  165. Munster V, Distribution, dynamics aid structure of free dissolved carbohydrates in the Plussee, a North German eutrophic lake // Verh. Int. Verein Limnol. 1984. — 22. — P. 929−935.
  166. Murray R.W. Temperature effect on membrane properties of neurons in Aplysia // Сотр. Biochem. Physiol. 1966. — 18. -P. 291−303.
  167. Nanda O.K., Chaudnuri P. S. Effects of thermal stress on the ventral nerve cord neurosecretory system of tropical earthworm, Metap’nire peguana (Rosa, 1890) // J, Current Biosci, -1980, 5, N 3. — P. 67−71.
  168. Newell R.C., Northcraft H.R. Metabolic independence of temperature over limited ranges in poikilitherms // J. Zool. (London). 1967. — 151. — P. 277−298.
  169. Newell R.C., Pye V.I. Relation between metabolism and temperature in Littorina // Сотр. Biochem. Physiol. 1971, 38B. — P. 635−650.
  170. Qrr P.R. Heat death, whole animal and tissues // Physiol. Zool. 1955. — 22. — P. 290−302.
  171. Ozaki M., Amakawa T. Adaptation-promoting effect of IP3j Ca4″, and phorbol ester on the sugar taste receptor cell of the blowfly, Phormia regina // J. Gen. Physiol. 1992. — 100. -P. 867−879.
  172. Pasztor V.M. Modulation of sensitivity in invertebrate sensory receptors // Semin. Neurosci. 1989. — 1. — P. 5−14.
  173. Pasztor V.M., Bush B.M.H. Primary afferent responses of a crustacean mechanoreceptor are modulated by proctoline, octopamine and serotonin // J. Neurobiol. 1989. — 20 — P. 234−254.
  174. Platzer I. Temperature adaptations in tropical chironomids // Z, Vergl. Physiol. 54. — P. 58−74.
  175. Preston R.R., Usherwood P.N.R. L-Glutamate-induced membrane hyperpolarization and behavioural responses in Paramecium tetraurelia // J. Comp. Physiol. A. 1988. — 164.1. i tJ Oiv/ .
  176. Pretch H. Theory of temperature adaptation in cold-blooded animals // Physiological Adaptation / Edited by C.L.Prosser. Washington D.C.: Amer. Physiol. Soc., 1958. — P. 50−78.
  177. Prosser C.L., Nagai T. The Central Nervous System .and Fish Behavior. Chicago: University of Chicago Press, 1968. -579 p.
  178. Rittschof D., Sutherland J.P. Field studies of chemically mediated behavior in land hermit crabs: volatile and nonvolatile odors // J. Chem. Ecol. 1989. — 12. — P. 1273−1284.
  179. Robertson A.D.J. Biphasic Responces, Quantal Signals and Cellular Behaviour // J. Theor. Biol. 1987. — 125. — P. 41−60.
  180. Rodriguer-Moreno A., Herreras 0., Lerma J. Kainate receptors presynaptically down-regulate GABAergic inhibition in the rat hippocampus // Neuron. 1997. — 19. — P. 893−901.
  181. Roots B.I., Prosser C.L. Temperature acclimation and nervous system of fish // J. Exp. Biol. 1962. — 39. — P. 617−629.
  182. Rusmussen H., Goodman B.P. Relationship between calcium and cyclic nucleotides in cell activation // Physiol, Rev. -1977. 57. ~ P. 421−455.
  183. Sactor T.C., Schwartz J. H, Sensitizing stimuli cause translocation of protein kinase C in Aplysia sensory neurons // Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. — 87. — P. 2036−2039.
  184. Sato M., Yamashita S., Ogawa H. Potentiation ofgustatory response to monosoclium glutamate in rat chorda tvmpani fibers by addition 5'-ribonucleotides // Jpn. J. Physiol. 1970. — 20. — P. 444−464.
  185. Schild D., Restrepo D. Transduction mechanisms in vertebrate olfactory receptor cells // Physiol, Rev. 1998. 78, N 2. — P. 429−465.
  186. Schmidt- M, Gnatzy W. Specificity and response characteristics of gustatory sensilla (funnel-canal organs.) on the dactyls of the shore crab, Carcinus maenas (Crustacea, Decapoda) // J. Comp. Physiol. A. 1989. — 166. — P. 227−242.
  187. Schmidt-Nielsen K., Dawson W.R. Terrestrial animals in dry heat // Handbook of Physiology. / Edited by D.B.Dill. -Washington D.C.: Amer. Physiol. Soc. 1963. — Sec. 4. — P. 467−480.
  188. SeelInger G. Response characteristics and specificity of chemoreceptors in Hemilepistus reaumuri (Crustacea, Isopoda) // J. Comp. Physiol, 1983. — 152. — P. 219−229.
  189. ShesS., Sigafoos D., Scott D. Thermoexcitability of Callinectes nerve // Comp. Biochem. Physiol. 1969. — 28, — P, 701−708.
  190. Sivam S.P., Breese G.R., Krause J.K., Napier T.C., Mueller R. A, et al. Neonatal and adult 6-hydroxydopamine-induced lesions differentially alter tachykinin and enkephalin gene expression .// J. Neurochem, 1987, — 49. — P. 1623−1633.
  191. Sorensen P.W. Biological responsivenes to pheromones provides fundamental arid unique insight into olfactory function // Chem. Sens. 1996. — 21. — P. 245−256.
  192. Spielman A, I, Huque T., Whitney G., Brand J.G. The diversity of bitter taste signal transduction mechanisms //
  193. Sensory Transduction / Eds. D.P.Corey, S.D.Roper. Mew York: Rockefeller Univ. Press, 1992. — P. 307−324.
  194. Spielman A.I., Huque T., Nagai H., Whitney G., Brand J.G. Generation of inositol phosphates in bitter taste transduction // Physiol. Behav. 1994. — 56. — P. 1149−1155.
  195. Stanton P.K., Sarvey J. ML Depletion of norepinephrine, but not serotonin, reduced long-lasting potentiation in the dentate gyrus of rat hippocampal slices // J. Neurosci. 1985. -5. — P. 2169−2176.
  196. Stengl M. Inositol-triphosphate-dependent calcium curents precede cation currents in inse ct olfactory receptor neurons in vitro // J. Comp. Physiol. A: Sens. Neural Behav. Physiol. 1994. — 174. — P. 187−194.
  197. Stengl M., Hatt H., Breer H. Peripheral processes in insect olfaction // Annu. Rev. Physiol. 1992. — 54. — P. 665−681.
  198. Tank A.W., Lewis E.J., Chikaraishi D.M., Weiner N. Elevation of RNA coding for tyrosine hydroxylase in rat adrenal gland by reserpine treatment, and exposure to cold // J.Neurochem.- 1985. 45. P. 1030−1033.
  199. Teeter J.H., Brand J.G., Kumazawa T. A stimulus-activated conductance in isolated taste epithelial membranes // Biophys. J. 1990. — 58. — P. 253−259.
  200. Thomas J.D. The comparative ecological biochemistry of sugar chemoreception and transport in freshwater snails and other aquatic organisms // Comp. Biochem. Physiol. 1989. — 93A, N 2.- P. 353−374.
  201. Tromel E.R., Chou J.H., Dwyer N.D., Colbert H.A., Bargmann C. Divergent seven transmembrane reseptors are candidatechemosensory receptors in C. elegans // Cell. 1995. — 83. — P. 207−218.
  202. Trott Th.J., Robertson J.B. Chemical stimulants of cheliped flexion behaviour by the Western Atlantic ghost crab Ocypoda quadrata (Fabricius) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1984. — 78. P. 287−252.
  203. Van Calker D. Muller M., Hamprecht B. Adenosine regulates via two different types of receptors the accumulation of cyclic AMP in cultured brain cells // J. Neurochem. 1979. -33. — P. 999−1005.
  204. Vicker M.G., Schill W., Drescher K. Chemoattractation ahd chemotaxis in Dictyostelium discoideum: myxamoebue cannot read spatial gradients of cyclic adenosine monophosphate // J. Cell. Biol. 1984. 98. P, 2204−2209
  205. Voorn P., Roest G., Groeneweggen H.J. Increase of enkephalin and decrease of substance P immunoreactivity in the dorsal and ventral striatum of the rat after midbrain 6-hydroxydopamine lesions // Brain. Res. 1987. — 412, — P. 391−396.
  206. Wachtel H., Kandel E. R, A direct synaptic connection mediating both excitation and inhibition // Science, -1967. 158, N 1. P. 1206−1208.
  207. Wachtel H., Kandel E.R. Conversion of synaptic excitation to inhibition at a dual chemical synapse // J. Neurophysiol. 1971. — 34. — P. 56−68.
  208. Walker R.J., Hoiden-Dye L. Commentary on the evolution of transmitters, receptors and ion channels in invertebrates // Comp. Biochem. Physiol. 1989. — 93a, N 1. — P. 25−39.
  209. Ward S. Chemotaxis by the nematode Caenorabditiselegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973.- 70. P. 817−821.
  210. Ward S., Thompson N., White J.G., Brenner S. Electron microscopical reconstruction of the anterior sensory. anatomy of the nematode Caenorabditis elegans // J. Comp. Neurol. 1975. -160. — P. 313−337.
  211. Ware R.W., Clark D., Crossland K.3 Russell R.L. The nerve ring of the nematode Caenorabditis elegans: sensory input and motor output // J. Comp. Neurol. 1975. — 162. — P. 71−110.
  212. Weiss K. R,, Shapiro E. Kupfermann I. Modulatory synaptic actions of an identified histaminergic neuron on the serotonergic metacerebral cell of Aplysia // J. Neurosci. 1986.- 6. P. 2393−2402.
  213. White J.G., Southgate E." Thompson J.N., Brenner S. The structure of the nervous system of the nematode Caenorabditis elegans // Phil Trans. Roy. Soc. (Lond.) B. 1986. — 314. — P. 1−340.
  214. Willard A.L. Effects of serotonin on the generation of the motor programme for swimming by the medicinal leech // J. Neurosci. 1981. — 1. — P. 936−944,
  215. Yamaguchi S. Basic properties of umami and effects on humans // Physiol. Behav. 1991. — 49. — P. 833−841.
  216. Yamashita S., Ogawa H., Sato M. The enhancing action of 5'-ribonucleotide on rat gustatory nerve fiber response to monosodium glutamate // Jpn. J. Physiol. 1973. — 23. — P. 59−68.
  217. Yoshida M., Salto S. Multidimensional scaling of the taste of amino acids // Jpn. Psychol. Res. 1969. — 11. — P, 149.166.
  218. Yoshii K.. Yokouchi C, Kurihara K. Synergistic effects of 5*-nucleotides on rat taste responses to various amino acids // Brain Res. 1986. — 3©?. — P. 45−51,
  219. Zhu X., Gilbert M.3 Birnbaumer M., Birnbaumer L. Dual signalling potential is common among Gs-coupled receptors and dependent on receptor density // Mol. Pharmacol, 1994. — 46. -P. 460−469.
  220. Zimmer R.K. Cook D.P., Case J.F. Chemosensory induced bradycardia in the kelp crab, Pugettia producta (Randall) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol, 1979. — 38. — P. 135−150.
  221. Zufall F., Hatt H. Dual activation of a sex pheromone-dependent ion channel from insect olfactory dendrites by protein kinase C activators aid cyclic GMP // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. — 88. — P. 8520−8524.
  222. Zufall F., Lenders-Zufal T. Identification of a long-lasting form of odor adaptation that, depends on the carbon monoxide/cGMP second-messenger system // J. Neurosci. 1997. -17. — P. 2703−2712.- 149 -ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ
  223. ЦНС центральная нервная система1. AMP аденозинмонофосфат1. GMP гуанозинмонофосфатсАМР циклический 3"5'аденозинмонофосфатcGMP циклический 3"'5'гуанозинмонофосфат1.з инозитол-1'4"5'-трифосфат1.P инозинмонофосфат
  224. MOPS 3-CN-morphoiino. propanesulfonic acid РОВ — растворенные в воде органические вещества
Заполнить форму текущей работой

На отлично!