Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Структурно-химическая характеристика физиологически активных пектиновых полисахаридов

Диссертация: Структурно-химическая характеристика физиологически активных пектиновых полисахаридов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Результаты исследований были представлены автором лично в виде устных и стендовых сообщений на Всероссийском совещании «Лесохимия и органический синтез» (г. Сыктывкар, 1996; 1998) — 11-м Европейском симпозиуме по углеводам (г. Лиссабон, Португалия, 2001) — 7-й Европейской международной школе по углеводам (г. Вагенинген, Нидерланды, 2002) — III съезде Всероссийского биохимического общества (г… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Пектиновые полисахариды — компоненты клеточной стенки растений
      • 1. 1. 1. Структура пектиновых полисахаридов
      • 1. 1. 2. Отдельные представители пектиновых полисахаридов
      • 1. 1. 3. Биологические функции пектиновых полисахаридов в растительной клетке
    • 1. 2. Пектиновые полисахариды — компоненты пищевых волокон
      • 1. 2. 1. Физиологическая активность пектиновых полисахаридов
      • 1. 2. 2. Структурные изменения пектиновых полисахаридов в процессе пищеварения
  • ГЛАВА 2. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
    • 2. 1. Скрининг растений на содержание пектиновых полисахаридов
    • 2. 2. Структурно-химическая характеристика физиологически активных пектиновых полисахаридов
      • 2. 2. 1. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов калины обыкновенной Viburnum opulus L
      • 2. 2. 2. Структурно-химическая характеристика пектина бадана толстолистного Bergenia crassifolia L
      • 2. 2. 3. Структурно-химическая характеристика пектина сабельника болотного Comarum palustre L
      • 2. 2. 4. Структурно-химическая характеристика пектина березы обыкновенной Betula alba L
      • 2. 2. 5. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов растений пустыни Гоби
    • 2. 3. Влияние условий произрастания растений на структуру синтезируемых ими пектиновых полисахаридов
    • 2. 4. Влияние техногенных загрязнений на структуру пектиновых полисахаридов ряски
  • Концепция формирования разнообразия структур пектиновых макромолекул
    • 2. 5. СТРУКТУРНО-ХИМИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ПЕКТИНОВЫХ ПОЛИСАХАРИДОВ, ЭКСТРАГИРУЕМЫХ ИЗ ОВОЩЕЙ И ФРУКТОВ В УСЛОВИЯХ ГАСТРАЛЬНОЙ СРЕДЫ IN VITRO
      • 2. 5. 1. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов луковиц лука репчатого Allium сера, экстрагируемых в гастральной среде in vitro
      • 2. 5. 2. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов, выделенных из перца сладкого Capsicum annum L
      • 2. 5. 3. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов, выделенных из сельдерея пахучего
      • 2. 5. 4. Структурно-химическая характеристика пектиновых полисахаридов, выделенных из плодов сливы домашней Prunus domestica
    • 2. 6. Влияние пепсина, протеолитического фермента желудочного сока, на количество белка, соэкстрагирующегося с пектинами из овощей и фруктов в условиях гастральной среды
    • 2. 7. Структурная модификация пектиновых полисахаридов в гастральной среде in vitro

Структурно-химическая характеристика физиологически активных пектиновых полисахаридов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Целлюлоза, гемицеллюлозы, пектиновые полисахариды являются главными компонентами растительной клеточной стенки. Пектиновые полисахариды совместно с гемицеллюлозами образуют матрицу, в которую встроены микрофибриллы целлюлозы. Взаимодействие между полисахаридами обеспечивает не только устойчивые, но и динамичные, гибкие свойства клеточной стенки [1,2].

Среди полисахаридов клеточных стенок высших растений пектиновые вещества (пектиновые полисахариды, пектины) являются на сегодняшний день наиболее сложными и интересными с точки зрения структурной организации и функциональной активности. Пектиновые полисахариды выполняют разнообразные биологические функции в растениях [1] и обладают разноплановой физиологической активностью [3]. Сложная структура пектиновых полисахаридов и наличие большого числа генов в растениях, регулирующих их синтез, свидетельствуют о способности пектинов выполнять разнообразные функции в различные периоды роста и развития растений [4]. Пектиновые полисахариды участвуют в процессе прорастания семян и росте проростков, поддерживают тургор растений, обеспечивают в них водно-солевой обмен, определяют устойчивость растений к засухе и низким температурам, обусловливают резистентность растительной клетки к действию фитопатогенов [1, 5, 6].

В составе пектинов обнаружены такие структурные элементы, как линейный галактуронан (НО), разветвленные ксилогалактуронан, апиогалактуронан, рамногалактуронан-1 (1Ю-1) и рамногалактуронан-П (ЯО-П) [7, 8]. Несмотря на значительные успехи в области структурных исследований полисахаридов, сложность построения и нерегулярный характер углеводных цепей пектиновых макромолекул не позволяют считать их структуру установленной. На сегодняшний день не выяснено, являются ли галактаны, арабинаны и арабино-галактаны отдельными молекулами, сопутствующими пектиновым веществам, или они ковалентно связаны с пектинами. Кроме того, представления о блочном характере углеводных цепей пектинов и наличии ковалентной связи между структурными элементами в их макромолекулах основаны лишь на косвенных доказательствах и требуют подтверждения. Поэтому в настоящее время нет общепринятой модели строения пектиновых макромолекул [9]. Более того, есть все основания полагать, что не все структурные элементы пектинов установлены и, несомненно, поиск пектинов со строением углеводных цепей, отличных от уже известных, представляет значительный интерес.

Недостаточно охарактеризовано влияние климатических и экологических условий произрастания растений на биосинтез пектинов в клетке. Выявление факторов, влияющих на биосинтез пектинов и на их модификацию, необходимо для определения роли пектинов в онтогенезе растений и, поскольку пектины являются физиологически активными биополимерами, взаимосвязи их структуры и физиологической активности.

Являясь одним из главных компонентов клеточных стенок растений, пектиновые полисахариды входят в состав пищевых волокон (ПВ), составляющих значительную часть растительного пищевого рациона человека. Пектины поступают в организм человека как в составе овощей и фруктов, так и в виде функциональных пищевых ингредиентов и биологически активных пищевых добавок (Б АД). Суточная норма потребления пектинов составляет 5 грамм [10]. Пектины характеризуются многоплановой физиологической активностью и способствуют выведению из организма животных и человека токсинов, солей тяжелых металлов, радионуклидов, обладают иммуномодулирующим и противовоспалительным действием [3]. В основе биологических функций и физиологической активности пектиновых полисахаридов лежит структурная организация их макромолекул.

На сегодняшний день установлена структура пектинов ряда овощей и фруктов [11−31]. Однако спектр употребляемых в пищу растений гораздо шире, а условия экстракции пектиновых полисахаридов, применяемые для их выделения, значительно отличаются от условий переваривания в желудочно-кишечном тракте (ЖКТ) человека. Более того, структура пектиновых полисахаридов может модифицироваться под действием ряда веществ, секретируемых в ЖКТ. Существенное влияние на структуру пектинов могут оказывать различные факторы: рН, ионная сила, активность ферментов. Сведения об экстракции пектинов из ПВ в условиях гастральной среды и их модификации в процессе пищеварения крайне важны при выявлении структурных элементов, определяющих физиологическую активность пектиновых полисахаридов.

Таким образом, исследование структуры пектинов и ее модификации становится актуальной междисциплинарной задачей, лежащей на стыке биоорганической химии, биохимии и физиологии. Много вопросов, связанных со структурой пектиновых полисахаридов, определяющей функции этих биополимеров в растениях и их физиологическое действие на организм, остаются нерешенными и обусловливают то повышенное внимание, которое уделяется учеными разных специальностей и направлений всестороннему изучению пектиновых полисахаридов.

Цель исследования — структурно-химическое исследование физиологически активных пектиновых полисахаридов и выявление факторов, влияющих на их структуру.

Задачи исследования:

1. Провести скрининг растений европейского Севера России и Монголии на содержание в них пектиновых полисахаридов с целью выявления новых структурных элементов макромолекул пектинов.

2. Провести структурно-химические исследования пектиновых полисахаридов, отличающихся наличием в углеводных цепях значительных участков 1Ю-1, высоким содержанием остатков нейтральных моносахаридов, высокой вязкостью водных растворов и выраженной физиологической активностью.

3. Сравнить пектиновые полисахариды растений, принадлежащих к одному виду, но произрастающих в различных природно-климатических условиях: засушливых резко континентальных и влажных умеренно континентальных, — с целью определения влияния систематического недостатка влаги на структуру синтезируемых ими пектиновых полисахаридов.

4. Оценить воздействие техногенных загрязнений на структуру пектиновых полисахаридов клеточных стенок ряски.

5. Провести структурно-химические исследования пектиновых полисахаридов, экстрагируемых из овощей и фруктов в гастральной среде.

6. Установить влияние гастральной среды на структуру пектиновых полисахаридов.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Галактуронан комарумана, пектина сабельника болотного Сотагит palustre L., содержит линейные и разветвленные участки с 2,4-, 3,4- и 2,3,4-замещенными остатками галактуроновой кислоты в качестве точек разветвлений.

2. В растениях одного вида, а также в растениях разных видов одного рода, независимо от климатических условий их произрастания, синтезируются близкие по моносахаридному составу полисахариды.

3. Систематический недостаток влаги вызывает снижение биосинтеза пектиновых полисахаридов в клеточных стенках растений, не оказывая влияния на их моносахаридный состав.

4. В клеточных стенках ряски малой Lemna minor L. и ряски горбатой L. gibba L. под влиянием техногенных загрязнений изменяется синтез пектинов, в результате чего снижается содержание апиогалактуронана и увеличивается содержание ксилогалактуронана.

5. В условиях гастральной среды из клеточных стенок растений экстрагируются растворимые пектины и частично пектины протопектинового комплекса. Углеводные цепи пектиновых полисахаридов при этом подвергаются деструкции, степень которой определяется структурными особенностями их макромолекул и повышается с увеличением длительности воздействия гастральной среды.

6. В условиях гастральной среды из клеточных стенок растений совместно с пектиновыми полисахаридами экстрагируется белок, частично связанный с пектиновыми макромолекулами.

Научная новизна.

В составе углеводных цепей пектиновых макромолекул обнаружены фрагменты разветвленного галактуронана, в котором главная и боковые углеводные цепи имеют аналогичное строение и представлены остатками 1,4-связанной а-О-галактопиранозилуроновой кислотыбоковые цепи присоединены к остаткам галактуроновой кислоты главной углеводной цепи галактуронана в С2- или СЗ-положение, при этом небольшое число боковых цепей присоединяется одновременно в С2- и СЗ-положения.

Впервые охарактеризованы пектиновые полисахариды растений, произрастающих в условиях влажного умеренно континентального климата европейского Севера России и сухого резко континентального климата Монголии. Установлено, что в них синтезируются пектиновые полисахариды, имеющие традиционную для пектинов структуру с преимущественным содержанием 1,4-а-0-галактуронана, часть остатков галактуроновой кислоты в котором метилэтерифицирована, и с разветвленной областью, представленной КХЗ-1 с боковыми цепями, образованными остатками галактозы и арабинозы.

Продемонстрировано сходство моносахаридного состава пектиновых полисахаридов растений, принадлежащих к одному роду и произрастающих в различных природно-климатических условиях, и показано, что систематический недостаток влаги вызывает снижение содержания пектиновых полисахаридов в клеточных стенках растений, не оказывая влияния на их структуру.

В условиях гастральной среды из овощей и фруктов экстрагируются растворимые пектиновые полисахариды и пектины протопектинового комплекса совместно с белком, часть которого связана с пектиновыми макромолекулами.

Выявлено, что в условиях гастральной среды пектиновые полисахариды подвергаются деструкции, степень которой зависит от строения их углеводных цепей и времени обработки. Наименьшей деструкции подвергаются пектины, включающие значительные участки галактуронана.

Теоретическая и практическая значимость.

Результаты исследования дополняют и расширяют знания о структуре и биосинтезе пектиновых полисахаридов. Показано, что углеводная цепь галактуронана может иметь как линейный, так и разветвленный характер.

Способность ряски малой L. minor L. и ряски горбатой L. gibba L. реагировать на техногенные загрязнения окружающей среды изменением моносахаридного состава пектиновых полисахаридов позволяет рекомендовать ряску как индикатор чистоты водоемов и прилежащих к ним территорий.

Расширены представления о модификации структуры пектиновых полисахаридов в процессе пищеварения. Полученные данные, свидетельствующие о деструкции углеводных цепей пектинов в условиях гастральной среды, должны учитываться при выявлении структурных элементов пектиновых макромолекул, определяющих их физиологическую активность.

Проведенный обширный скрининг пектинов в растениях существенно дополняет сведения о растительных ресурсах Республики Коми и Монголии, что повышает потенциал их рационального использования в интересах человека. Разработаны технологии получения из растительного сырья иммуностимулирующих и противовоспалительных полисахаридных препаратов. Полученные данные о пектиновых полисахаридах дают возможность использования их в пищевой промышленности и для создания на их основе новых лечебных и профилактических препаратов для медицины и ветеринарии.

Апробация работы.

Результаты исследований были представлены автором лично в виде устных и стендовых сообщений на Всероссийском совещании «Лесохимия и органический синтез» (г. Сыктывкар, 1996; 1998) — 11-м Европейском симпозиуме по углеводам (г. Лиссабон, Португалия, 2001) — 7-й Европейской международной школе по углеводам (г. Вагенинген, Нидерланды, 2002) — III съезде Всероссийского биохимического общества (г. Санкт-Петербург, 2002) — Всероссийской конференции «Химия и технология растительных веществ» (г. Казань, 2002; г. Саратов, 2004; г. Сыктывкар 2006; г. Уфа, 2008) — II Российской научно-практической конференции «Актуальные проблемы инноваций с нетрадиционными природными ресурсами и создания функциональных продуктов» (г. Москва, 2003) — Международной научной конференции «Химия, технология и медицинские аспекты природных соединений» (г. Алма-Ата, Казахстан, 2003, 2007) — III Всероссийской школе-конференции «Химия биохимия углеводов» (г. Саратов, 2004) — Семинаре по углеводам (г. Борстель, Германия, 2004) — III Международной конференции «Экстракция органических соединений» (г. Воронеж, 2005) — 7-ом Международном симпозиуме по химии природных соединений (г. Ташкент, Узбекистан, 2007) — IV Съезде Российского общества биохимиков и молекулярных биологов (г. Новосибирск, 2008) — 3-й Международной конференции по химическому исследованию и использованию природных ресурсов (г. Улан-Батор, Монголия, 2008) — Научно-практической конференции «Физико-химическая биология» (г. Сыктывкар, 2009) — конференции «Актуальные проблемы химии природных соединений» (г.Ташкент, Узбекистан, 2010) — Всероссийской научной конференции «Химия и медицина» (г. Уфа, 2010) — XII Всероссийской молодежной школе-конференции по актуальным проблемам химии и биологии г. Владивосток, 2010) — 16-м Европейском симпозиуме по углеводам (г. Неаполь-Сорренто, Италия, 2011) — I Всероссийской конференции «Фундаментальная гликобиология» (г. Казань, 2012).

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 65 научных работ, в том числе одна монография, четыре патента Российской Федерации, 22 статьи, в том числе 21 статья в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ, из них 11 в зарубежных и 10 статей в российских журналах.

Личный вклад автора в работы, выполненные в соавторстве и включенные в диссертацию, состоял в разработке подходов к исследованию, постановке и решении основных задач, активном участии на всех этапах теоретических и экспериментальных исследований, интерпретации, анализе, систематизации полученных результатов и в их оформлении для публикации.

Структура работы.

Диссертация состоит из введения, трех глав: обзора литературы, обсуждения результатов, экспериментальной части, а также выводов и списка цитируемой литературы, содержащего 380 источников, в том числе 340 на английском языке. Работа изложена на 243 страницах машинописного текста, содержит 30 рисунков и 33 таблицы.

ВЫВОДЫ.

1. Показано, что в состав клеточных стенок большинства растений европейского Севера России и Монголии входят пектиновые полисахариды, характеризующиеся преимущественным содержанием линейного 1,4-а-0-галактуронана с частично метилэтерифицированными остатками галактуроновой кислоты и рамногалактуронана-I с боковыми цепями, образованными остатками арабинозы и галактозы.

2. Выявлено, что углеводная цепь комарумана, пектина сабельника болотного Comarum palustre L., в разветвленной области наряду с рамногалактуронаном-I содержит участки разветвленного галактуронана, в котором главная и боковые углеводные цепи образованы 1,4-связанными остатками a-D-галактопиранозилуроновой кислоты. Боковые цепи в разветвленных участках галактуронана присоединены к остаткам галактуроновой кислоты его главной углеводной цепи в С2- или СЗ-положения и одновременно в С2- и СЗ-положения.

3. Найдено, что в растениях одного вида, а также в растениях разных видов одного рода, независимо от климатических условий их произрастания, синтезируются близкие по моносахаридному составу пектиновые полисахариды.

4. Выявлено, что систематический недостаток влаги в период роста растений вызывает снижение содержания пектиновых полисахаридов в клеточных стенках, не оказывая влияния на их моносахаридный состав.

5. В клеточных стенках ряски при произрастании в зоне техногенных загрязнений снижается содержание лемнана, сопровождающееся увеличением в его углеводных цепях количества остатков ксилозы и снижением содержания остатков апиозы.

6. Показано, что в искусственной гастральной среде из овощей и фруктов экстрагируются главным образом растворимые пектины, не связанные с компонентами клеточной стенки, и частично пектиновые полисахариды протопектинового комплекса.

7. Установлено, что в искусственной гастральной среде углеводные цепи пектиновых полисахаридов подвергаются деструкции, степень которой определяется их строением: меньшему расщеплению подвержены пектины, содержащие значительные участки галактуронана. Деструкция углеводных цепей пектинов повышается с увеличением времени их инкубирования в гастральной среде.

8. Совместно с пектинами из овощей и фруктов экстрагируются кислые белки, часть которых связана с пектиновыми макромолекулами. Остатки аспарагиновой и глютаминовой кислот являются главными компонентами соэкстрагирующегося белка.

9. Предложена концепция формирования разнообразия структур пектиновых макромолекул, согласно которой пектиновые полисахариды участвуют в адаптативной перестройке растительной клетки, повышая ее резистентность к воздействию техногенных факторов окружающей среды.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Т.А. Растительная клеточная стенка как динамичная система. М.: Наука, 2007. — 429 с.
  2. Carpita N.C., Gibeaut D.M. Structural models of primary-cell walls in flowering plants consistency of molecular-structure with the physical-properties of the walls during growth // Plant J. 1993. Vol. 3. P. 1−30.
  3. С.В. Иммуномодулирующее действие пектиновых полисахаридов. Дисс.. д-ра биол. наук. Владивосток., 2010. 247 с.
  4. Caffall К.Н., Mohnen D. The structure, function, and biosynthesis of plant cell wall pectic polysaccharides // Carbohydr. Res. 2009. Vol. 344. P. 1879−1900.
  5. Т.К., Проценко З. И. О пектиновых веществах и их роли в растениях//Ботан. ж. 1962. Т. 47. С. 1488−1495.
  6. Ю.С. Полисахариды цветковых растений: структура и физиологическая активность // Биоорган, химия. 1998. Т. 24. С. 483−501.
  7. Ridley B.L., O’Neill М.А., Mohnen D. Pectins: structure, biosynthesis, and oligogalacturonide-related //Phytochemistry. 2001. Vol. 57. P. 929−967.
  8. Yapo B.M. Pectic substances: From simple pectic polysaccharides to complex pectins A new hypothetical model // Carbohydr. Polym. 2011. Vol. 86. P. 373−385.
  9. Vincken J.-P., Schols H.A., Oomen R.J.F.J., McCann M.C., Ulvskov P., Voragen A.G.J., Visse R.G.F. If homogalacturonan were a side chain of rhamnogalaturonan I. Implications for cell wall architecture // Plant Physiol. 2003. Vol. 132. P. 1781−1789.
  10. Pilnik W. Pectin a many splendoured thing // Gums and stabilizers for the food industry / Eds. G.O. Phillips, P.A. Williams, D.J. Wedlock Oxford: Oxford University Press., 1990. — P. 313−326.
  11. Stevens B.J.H., Selvendran R.R. Pectic polysaccharides of cabbage (Brassica oleraced) II Phytochemistry. 1984. Vol. 23. P. 107−115.
  12. Westereng B., Michaelsen T.E., Samuelsen A.B., Knutsen S.H. Effects of extraction conditions on the chemical structure and biological activity of white cabbage pectin // Carbohydr. Polym. 2008. Vol. 72. P. 32−42.
  13. Mankarios A.T., Hall M.A., Jarvis M.C., Threlfall D.R., Friend J. Cell wall polysaccharides from onions // Phytochemistry. 1980. Vol. 1. P. 1731−1733.
  14. Ishii S. Enzymatic extraction and linkage analysis of pectic polysaccharides from onion // Phytochemistry. 1982. Vol. 21. P. 778−780.
  15. Redgwell R.J., Selvendran R.R. Structural features of cellwall polysaccharides of onion Allium cepa II Carbohydr. Res. 1986. Vol. 157. P. 183−199.
  16. Chong H.H., Simsek S., Reuhs B.L. Analysis of cell-wall pectin from hot and cold break tomato preparations // Fd. Res. Intern. 2009. Vol. 42. P. 770−772.
  17. R., Himmelsbach D.S. 13C-NMR spectrum of a galactose-rich polysaccharide from tomato fruit // Carbohydr. Res. 1984. Vol. 127. P. 356−359.
  18. Kirby A.R., MacDougal A.J., Morris V.J. Atomic force microscopy of tomato and sugar beet pectin molecules // Carbohydr. Polym. 2008. Vol. 71. P. 640−647.
  19. Vierhuis E., Korver M., Schols H.A., Voragen A.G.J. Structural characteristics of pectic polysaccharides from olive fruit (Olea europaea cv moraiolo) in relation to processing for oil extraction // Carbohydr. Polym. 2003. Vol. 51. P. 135−148.
  20. Vierhuis E., Schols H.A., Beldman G., Voragen A.G.J. Isolation and characterization of cell wall material from olive fruit (Olea europaea CV koroneiki) at different ripening stages // Carbohydr. Polym. 2000. Vol. 43. P. 1−21.
  21. Redgwell R.J., MacRae E., Hallett I., Fischer M., Perry J., Harker R. In vivo and in vitro swelling of cell walls during fruit ripening // Planta. 1997. Vol. 203. P. 162−173.
  22. Nunes C., Saraiva J.A., Coimbra M.A. Effect of candying on cell wall polysaccharides of plums {Prunus domestica L.) and influence of cell wall enzymes//Fd. Chem. 2008. Vol. 111. P. 538−548.
  23. Nunes C., Silva L., Fernandes A.P., Guine R.P.F., Domingues R.M., Coimbra M.A. Occurrence of cellobiose residues directly linked to galacturonic acid in pectic // Carbohydr. Polym. 2012. Vol. 87. P. 620−626.
  24. Renard C.M.G.C., Ginies C. Comparison of the cell wall composition for flesh and skin from five different plums // Fd. Chem. 2009. Vol. 114. P. 1042 1049.
  25. Yang H., Chen F., An H., Lai S. Comparative studies on nanostructures of three kinds of pectins in two peach cultivars using atomic force microscopy // Postharvest Biol, and Technol. 2009. Vol. 51. P. 391−398.
  26. Fishman M.L., Chau H.K., Hoagland P.P., Ayyad K. Characterization of pectin, flash-extracted from orange albedo by microwave heating, under pressure // Carbohydr. Res. 1999. Vol. 323. P. 126−138.
  27. Renard C.M.G.C., Crepeau M.-J., Thibault J.-F. Structure of the repeating units is the rhamnogalacturonic backbone of apple, beet and citrus pectin ,/,/ Carbohydr. Res. 1995. Vol. 275. P. 155−165.
  28. De Vries J.A., Rombouts F.M., Voragen A.G.J., Pilnik W. Enzymic degradation of apple pectins // Carbohydr. Polym. 1982. Vol. 2. P. 25−33.
  29. Schols H.A., Bakx E.J., Shipper D., Voragen A.G.J. A xylogalacturonan subunit present in the modified hairy regions of apple pectin // Carbohydr. Res. 1995. Vol. 279. P. 265−279.
  30. Schols H.A., Posthumus M.A., Voragen A.G.J. Structural features of hairy regions of pectins isolated from apple juice // Carbohydr. Res. 1990. Vol. 206. P. 117−129.
  31. Ю.С. Химия гликуроногликанов // Химия природы, соедин. 1975. С. 300−315.
  32. Е.В. Пектиновые вещества плодов. М.: Наука, 1965, — 159 с.
  33. Hart D.A., Kindel Р.К. Isolation and partial characterization of apiogalacturonan from the cell walls of Lemna minor И Biochem. J. 1970. Vol. 116. P. 569−579.
  34. Hart D.A., Kindel P.K. A novel reaction involved in the degradation of apiogalacturonans from Lemna minor and the isolation of apiose as a product // Biochemistry. 1970. Vol. 9. P. 2190−2196.
  35. В.И. Зостера как промышленное сырье // Ж. прикл. химии. 1940. Т. 13. С. 1477−1489.
  36. Maeda М., Koshikawa М., Nisizawa К., Takano Н. Cell wall constituents, especially pectic substance of a marine phanerogam Zostera marina II Botan. Mag. 1966. Vol. 79. P. 422−426.
  37. Ovodova R.G., Vaskovsky V.E., Ovodov Yu.S. The pectic substances of Zosteraceae // Carbohydr. Res. 1968. Vol. 6. P. 328−332.
  38. Anderson D.M.W., King N.J. Polysaccharide of the Characeae. II The carbohydrate content of Nitella translucens II Biochim. Biophys. Acta. 1961. Vol. 52. P. 441−448.
  39. Anderson D.M.W., King N.J. Polysaccharide of the Characeae. Ill The carbohydrate content of Chara australis //Biochim. Biophys. Acta. 1961. Vol. 52. p. 449−454.
  40. Ю.С., Васьковский B.E. Некоторые аспекты биологической роли и активности полисахаридов // Усп. современ. биол. 1968. Т. 66. С. 51−62.
  41. Cosgrove D. Wall structure and wall loosening. A look backwards and forwards // Plant Physiol. 2001. Vol. 125. P. 131−134.
  42. B.H., Шелухина Н. П. Пектин: химия, технология, применение. М.: АТН РФ, 1995.-389 с.
  43. Henglein F.A., Schneider G.G. On the esterification of pectin materials // Chem. Ber. 1936. Vol. 69. P. 309.
  44. Carpita N.C., McCann M., Griffing L.R. The plant extracellular matrix: news from the cell’s frontier // Plant Cell. 1996. Vol. 8. P. 1451−1463.
  45. Carpita N.C., McCann M. The cell wall // Biochemistry and molecular biology of plants / Eds. B. Bushman, W. Gruissem, R. Jones. Am. Soc. Plant. Physiol. 2000. P. 52−108.
  46. Ehrlich F. Die Pektinstoffe, Ihre Konstitution und Bedeutung // Chem. Zeitung. 1917. Vol. 41. P 197−200.
  47. Schols H.A., Voragen A.G.J. The chemical structure of pectins // Pectins and their manipulation / Eds. G.B. Seymour, J.P. Knox Oxford: Blackwell Publ. Ltd., 2002. P. 1−29.
  48. Ю.С. Биологически активные пектиновые полисахариды растений Республики Коми // Север: наука и перспективы инновационного развития / Под ред. В. Н. Лаженцева. Сыктывкар: Изд-во Коми НЦ УрО РАН, 2006.-С. 236−255.
  49. Bush M.S., Marry М., Huxham I.M., Jarvis M.C., McCann M. Developmental regulation of pectic epitopes during potato tuberisation // Planta. 2001. Vol. 213. P. 869−880.
  50. E., Huang J., Muller В., Darvill A.G., Albersheim P. // Plant Physiol. 1995. Vol. 107. P. 1129−1138.
  51. Thibault J.-F., Renard C.M.G.C., Axelos M.A.V., Roger P., Crepeau M.J. Studies of the length of homogalacturonic regions in pectins by acid hydrolysis // Carbohydr. Res. 1993. Vol. 238. P.271−286.
  52. Nakamura A., Furuta H., Maeda H., Takao T., Nagamatsu Y. Analysis of the molecular construction of xylogalacturonan isolated from soluble soybean polysaccharides //Biosci. Biotech. Biochem. 2002. Vol. 66. P. 1155−1158.
  53. Ishii T. Pectic polysaccharides from bamboo shoot cell walls // Mokuzai Gakkaishi. 1995. Vol. 41. P. 669−676.
  54. Rinaldo M. Physicochemical properties of pectins in solution and in gel sates // Pectins and pectinases / Eds. J. Visser, A.G.J. Voragen London: Elsevier, 1996. Vol. 14.-P. 21−33.
  55. Willats W.G.T., McCartney L., Knox J.P. In-situ analysis of pectic polysaccharides in seed mucilage and at the root surface of Arabidopsis thaliana II Planta. 2001. Vol. 213. P. 37−44.
  56. Daas P.J.H., Boxma B., Hopman A.M.C.P., Voragen A.G.J., Schols H.A. Nonesterified galacturonic acid sequence homology of pectins // Biopolymers. 2001. Vol. 58. P. 1−8.
  57. Willats W.G.T., McCartney L., Mackie W., Knox J.P. Pectin: cell biology and prospects for functional analysis // Plant Mol. Biol. 2001. Vol. 47. P. 9−27.
  58. Obro J., Harholt J., Scheller H.V., Orfila C. Rhamnogalacturonan-I in, Solanum tuberosum tubers contains complex arabinogalactan structures //
  59. Phytochemistry. 2004. Vol. 65. P. 1429−1438.
  60. McNeil M., Darvill A.G., Albersheim P. Structure of plant cell walls: X. Rhamnogalacturonan-I, a structurally complex pectic polysaccharide in the wallsof suspension-cultured sycamore cells // Plant Physiol. 1980. Vol. 66. P. 1128−1134.
  61. Yapo B.M., Lerouge P., Thibault J.-F., Ralet M.-C. Pectins from citrus peel cell walls contain homogalacturonans homogenous with respect to molar mass, rhamnogalacturonan-I and rhamnogalacturonan-II // Carbohydr. Polym. 2007. Vol. 69. P. 426−435.
  62. Nakamura A., Furuta H., Maeda H., Nagamatsu Y., Yoshimoto A. Analysis of structural components and molecular construction of soybean soluble polysaccharides by stepwise enzymatic degradation // Biosci. Biotech. Biochem. 2001. Vol. 65. P. 2249−2258.
  63. Naran R., Chen G., Carpita N.C. Novel rhamnogalacturonan-I and arabinoxylan polysaccharides of flax seed mucilage // Plant Physiol. 2008. Vol. 148. P. 132−141.
  64. Deng C., O’Neill M.A., York W.S. Selective chemical depolymerization of rhamnogalacturonans // Carbohydr. Res. 2006. Vol. 341. P. 474−484.
  65. Schols H.A., Voragen A.G.J., Colquhou I.J. Isolation and characterization of rhamnogalacturonan oligomers, liberated during degradation of pectic hairy regions by rhamnogalacturonase // Carbohydr. Res. 1994. Vol. 256. P. 97−111.
  66. Yapo B.M., Wathelet B., Paquot M. Comparison of alcohol precipitation and membrane filtration effects on sugar beet pulp pectin chemical features and surface properties // Fd. Hydrocoll. 2007. Vol. 21. P. 245−255.
  67. Komalavilas P., Mort A.J. The acetylation at 0−3 of galacturonic acid in the rhamnose-rich region of pectins // Carbohydr. Res. 1989. Vol. 189. P. 261−272.
  68. Rihouey C., Morvan C., Borissova I., Jauneau A., Demarty M., Jarvis M. Structural features of CDTA-soluble pectins from flax hypocotyls // Carbohydr. Polym. 1995. Vol. 28. P. 159−166.
  69. Renard C.M.G.C., Jarvis M.C. Acetylation and methylation of homogalacturonans 1: Optimisation of the reaction and characterisation of the products // Carbohydr. Polym. 1999. Vol. 39. P. 201−207.
  70. Gorshkova T., Morvan C. Secondary cell-wall assembly in flax phloem fibres: Role of galactans // Planta. 2006. Vol. 223. P. 149−158.
  71. Gurjanov O.P., Ibragimova N.N., Gnezdilov O.I., Gorshkova T.A. Polysaccharides, tightly bound to cellulose in the cell wall of flax bast fibre: Isolation and identification // Carbohydr. Res. 2008. Vol. 72. P. 719−729.
  72. Mikshina P.V., Gurjanov O.P., Mukhitova F.K., Petrova A.A., Shashkov A.S., Gorshkova T.A. Structural details of pectic galactan from the secondary cell walls of flax {Linum usitatissimum L.) phloem fibres // Carbohydr. Polym. 2012. Vol. 87. P. 853−861.
  73. Eda S., Kato K. Pectin isolated from the midrib of leaves ofNicotiana tabacum // Agric. Biol. Chem. 1980. Vol. 44. P. 2793−2801.
  74. O’Neil M.A., York W.S. The composition and structure of plant primary cell walls // The Plant cell wall / Ed. J.K.C. Rose Oxford: Blackwall Publ. Ltd., 2003. P. 1−54.
  75. Lerouge P., O’Neill M.A., Darvill A.G., Albersheim P. Structural characterization of endo-glycanase-generated oligoglycosyl side chains of rhamnogalacturonan I // Carbohydr. Res. 1993. Vol. 243. P. 359−371.
  76. Moore J.P., Farrant J.M., Driouich A. A role for pectin-associated arabinans in maintaining the flexibility of the plant cell wall during water deficit stress // Plant Signaling & Behavior. 2008. Vol. 3. P. 102−104.
  77. Bouveng H.O. Polysaccharides in pollen. II. The xylogalacturonan from mountain pine (Pinus mugo Turra) pollen // Acta Chem. Scand. 1965. Vol. 19. P. 953−963.
  78. Ovodov Yu.S., Ovodova R.G., Bondarenko O.D., Krasikova I.N. The pectic substances of Zosteraceae. Part IV. Pectinase digestion of zosterine // Carbohydr. Res. 1971. Vol. 18. P. 311−318.
  79. Kikuchi A., Edashige J., Ishii T., Satoh S. A xylogalacturonan whose level is dependent on the size of cell clusters is present in the pectin from cultured carrot cells // Planta. 1996. Vol. 200. P. 369−372.
  80. Ovodov Yu.S. Structural chemistry of plant glycuronoglycans // Pure Appl. Chem. 1975. Vol. 42. P. 351−369.
  81. Zandleven J., Sorensen S.O., Harholt J., Beldman G., Schols H.A., Scheller H.V., Voragen A.J. Xylogalacturonan exists in cell walls from various tissues of Arabidopsis thaliana II Phytochemistry. 2007. Vol. 68. P. 1219−1226.
  82. Pilarska M., Czaplicki A.Z., Konieczny R. Patterns of pectin epitope expression during shoot and root regeneration in androgenic cultures of two wheat cultivars // Acta Biol. Cracov. Ser. Bot. 2007. Vol. 49. P. 69−72.
  83. Xia W., Liu S.Q., Zhang W.Q., Luo G.A. Structural features of a pectic polysaccharide from mulberry leaves // J. Asian Nat. Prod. Res. 2008. Vol. 10. P. 857−865.
  84. Aspinall G.O. Chemistry of cell wall polysaccharides. In The Biochemistry of plants. Vol. 3. / Ed. J. Preiss N-Y: Acad. Press., 1980. P. 473−500.
  85. O’Neill M.A., Albersheim P., Darvill A.G. The pectic polysaccharides of primary cell walls // Methods in plant biochemistry. Carbohydrates / Ed. P.M. Dey -London: Acad. Press., 1990. Vol. 2. P. 415−444.
  86. Golovchenko V.V., Ovodova R.G., Shashkov A.S., Ovodov Yu.S. Structural studies of the pectic polysaccharide from duckweed Lemna minor L. // Phytochemistry. 2002. Vol. 60. P. 89−97.
  87. Longland J.M., Fry S.C., Trewavas A.J. Developmental Control of Apiogalacturonan Biosynthesis and UDP-Apiose Production in a Duckweed // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 972−976.
  88. Strasser G.R., Amado R. Pectic substances from red beet {Beta vulgaris L. var. conditiva). Part II. Structural characterization of rhamnogalacturonan II // Carbohydr. Polym. 2002. Vol. 48. P. 263−269.
  89. Mohnen D. Pectin structure and biosynthesis // Current Opinion in Plant Biology. 2008. Vol. 11. P. 266−277.
  90. O’Neill M.A., Ishii T., Albersheim P., Darvill A.G. Rhamnogalacturonan II: structure and function of a borate cross-linked cell wall pectic polysaccharide // Annu. Rev. Plant. Biol. 2004. Vol. 55. P. 109−139.
  91. T., Darvill A.G., Albersheim P. 3-Deoxy-D-/yjco-2-heptulosaric acid, a component of the plant cell-wall polysaccharide rhamnogalacturonan-II // Carbohydr. Res. 1988. Vol. 179. P. 269−288.
  92. Darvill A.G., Mc Neill M., Albersheim P. Structure of plant cell walls: VIII. A new pectic polysaccharide //Plant Physiol. 1978. Vol. 62. P. 418−422.
  93. Karkhanis Y.D., Zeltner J.Y., Jackson J.L., Carlo D.J. A new and improved microassay to determine 2-keto-3-deoxyoctonate in lipopolysaccharide of Gram-negative bacteria // Anal. Biochem. 1978. Vol. 85. P. 595−601.
  94. Darvill A.G., McNeill M., Albersheim P., Delmer D.P. The primary Cell Walls of Plowering Plants: The Biochemistry of Plants // The Plant Cells / Ed. N.E. Tolbert N-Y.: Acad. Press., 1980. Vol. 1. P. 91−162.
  95. Ishii T., Matsunaga T. Isolation and characterization of a boron-rhamnogalacturonan-II complex from cell walls of sugar beet pulp // Carbohydr. Res. 1996. Vol. 284. P. 1−9.
  96. Hilz H., Williams P., Doco T., Schols H.A., Voragen A.G.J. The pectic polysaccharide rhamnogalacturonan II is present as a dimer in pectic populations of bilberries and black currants in muro and in juce // Carbohydr. Polym. 2006. Vol. 65. P. 521−528.
  97. Doco T., Williams P.H., Vidal S., Pellerin P. Rhamnogalacturonan II, a dominant polysaccharide in juces produced by enzymic liquefaction of fruits and vegetables //Carbohydr. Res. 1997. Vol. 297. P. 181−186.
  98. Kobayashi M., Matoh T., Azuma J.L. Two chains of rhamnogalacturonan II are cross-linked by borate-diol ester bonds in higher plant cell walls//Plant Physiol. 1996. Vol. 110. P. 1017−1020.
  99. Loomis W.D., Durst R.W. Chemistry and biology of boron // BioFactors. 1992. Vol. 3. P. 229−239.
  100. Welch R.M. Micronutrient Nutrition of Plants // Crit. Rev. Plant Sci. 1995. Vol. 14. P. 49−82.
  101. Ishii T., Matsunaga T., Pellerin P., O’Neill M.A., Darvill A., Albersheim P. The plant cell wall polysaccharide rhamnogalacturonan-II self-assemles into a covalently cross-linked dimer // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. P. 13 098−13 104.
  102. Ishii T., Ono H. NMR spectroscopic analysis of the borate diol esters of methyl apiofuranoside // Carbohydr. Res. 1999. Vol. 321. P. 257−260.
  103. Matoh T., Takahashi M., Takabe K., Kobayashi M. Immunochemistry of rhamnogalacturonan II in cell walls of higher plants // Plant Cell Physiol. 1998. Vol. 39. P. 483−491.
  104. Fleischer A., O’Neill M.A., Ehwald R. The pore size of nongraminaceous plant cell walls is rapidly decreased by borate ester cross-linking of the pectic polysaccharide rhamnogalacturonan II // Plant Physiol. 1999. Vol. 121. P. 829−838.
  105. Ishii T., Matsunaga T. Pectic polysaccharide rhamnogalacturonan II is covalently linked to homogalacturonan // Phytochemistry. 2001. Vol. 57. P. 969−974.
  106. Matsuhashi S., Nishikawa N., Negishi T., Hatanaka C. Enzymic-HPLC determination of the amount and distribution of the galacturonan region in pectate molecules // J. Liquid Chromatogr. 1993. Vol. 16. P. 3203−3215.
  107. Whitcombe A. J., O’Neill M.A., Steffan W., Albersheim P., Darvill A.G. Structural characterization of the pectic polysaccharide, rhamnogalacturonan-II // Carbohydr. Res. 1995. Vol. 271. P. 15−29.
  108. Зостерин / Ю. Н. Лоенко, А. А. Артюков, Э. П. Козловская, В. А. Мирошниченко, Г. Б. Еляков Владивосток: Дальнаука, 1997. — 211 с.
  109. Ovodova R.G., Ovodov Yu.S. The pectic substances of Zosteraceae. Part II. The structural features of the pectic acid. //Carbohydr. Res. 1969. Vol. 10. P. 387−390.
  110. Chambat G., Barnoud F., Joseleau J.P. Structure of the primary-cell walls of suspension-cultured rosa-glauca cells. 1. Polysaccharides associated with cellulose // Plant Physiol. 1984. Vol. 74. P. 687−693.
  111. Kindel P.K., Cheng L., Ade B.R. Solubilization of pectic polysaccharides from the cell walls of Lemna minor and Apium graveolens II Phytochemistry. 1996. Vol. 41. P. 719−723.
  112. Mascaro L.J., Kindel P.K. Characterization of 14C. apiogalacturonans synthesized in a cell-free system from Lemna minor II Archives Biochem. Biophys. 1977. Vol. 183. P. 139−148.
  113. Rombouts F.M., Thibault J.-F. Feruloylated pectic substances from sugar-beet pulp // Carbohydr. Res. 1986. Vol. 154. P. 177−187.
  114. Pippen E.L., Mc Cready R.M., Owens H.S. Gelation Properties of Partially Acetylated Pectins //J. Am. Chem. Soc. 1950. Vol. 72. P. 813−816.
  115. Sakamoto T., Sakai T. Analysis of structure of sugar-beet pectin by enzymatic methods // Phytochemistry. 1995. Vol. 39. P. 821−823.
  116. Sakamoto T., Sakai T. Protopectinase-T: a rhamnogalacturonase able to solubilize protopectin from sugar beet // Carbohydr. Res. 1994. Vol. 259. P. 77−91.
  117. Renard C.M.G.C., Crepeau M.J., Thibault J.-F. Glucuronic acid directly linked to galacturonic acid in the rhamnogalacturonan backbone of beet pectins // Eur. J. Biochem. 1999. Vol. 266. P. 566−574.
  118. Ralet M.-C., Thibault J.-F., Fauld C.B., Williamson G. Isolation and purification of feruloylated oligosaccharides from cell-walls of sugar-beet pulp // Carbohydr. Res. 1994. Vol. 263. P. 227−241.
  119. Fry S.C. Phenolic components of the primary cell wall: feruloylated disaccharides of D-galactose and L-arabinose from spinach polysaccharides // Biochem. J. 1982. Vol. 203. P. 493−504.
  120. Thibault J.-F., Ronau X. Studies on enzymic hydrolysis of polysaccharides in sugar beet pulp // Carbohydr. Polym. 1990. Vol. 13. P. 1−16.
  121. Micard V., Renard C.M.G.C., Thibault J.-F. Studies on enzymic release of ferulic acid from sugar-beet pulp // Lebensmitt. Wiss. Technol. 1994. Vol. 27. P. 59−66.
  122. Colquhoun I.J., Ralet M.-C., Thibault J.-F., Faulds C.B., Williamson G. Structure identification of feruroylated oligosaccharides from sugar-beet pulp by NMR spectroscopy // Carbohydr. Res. 1994. Vol. 263. P. 243−256.
  123. Oosterveld A., Grabser J.H., Beldman G., Ralph J., Voragen A.G.J. Formation of ferulic acid dehydropolymer through oxidative cross-linking of sugar beet pectin // Carbohydr. Res. 1997. Vol. 300. P. 179−181.
  124. Ralet M.-C., Andre-Leroux G., Quemener B., Thibault J.-F. Sugar beet {Beta vulgaris) pectins are covalently cross-linked through diferulic bridges in the cell wall // Phytochemistry. 2005. Vol. 66. P. 2800−2814.
  125. Thibault J.-F., Carreau C., Durand D. Kinetics and mechanism of the reaction of ammonium persulfate with ferulic acid and sugar-beet pectins // Carbohydr. Res. 1987. Vol. 163. P. 15−27.
  126. Coimbra M.A., Waldron K.W., Selvendran R.R. Isolation and characterization of cell wall polymers from the heavily lignified tissues of olive (Olea europaea) seed hull // Carbohydr. Polym. 1995. Vol. 27. P. 285−295.
  127. Voragen A.G.J., Beldman G., Schols H.A. Chemistry and enzymology of pectins // Advanced dietary fibre technology / Eds. B.V. McCleary, L. Prosky -Oxford: Blackwell Sci., 2001. P. 379−389.
  128. Voragen A.G.J., Pilnik W., Thibault J.-F., Axelo M.A.V., Renard C.M.G.C. Pectins // Food polysaccharides / Ed. A.M. Stephen N.-Y.: Marcel Dekker, 1995. P. 287−339.
  129. Iglesias M.T., Lozano J.E. Extraction and characterization of sunflower pectin // J. Food Eng. 2004. Vol. 62. P. 215−223.
  130. May C.D. Pectins // Handbook of Hydrocolloids / Eds. G.O. Phillips, P.A.Williams Cambridge: Woodhead Publ., 2000. P. 169−188.
  131. Rolin С., De Vries J. Pectin I I Food gels / Ed. P. Harris London: Elsevier, 1990. P. 401−435.
  132. May C.D. Pectins // Thickening and gelling agents for food / Ed. A. Imeson London: Blackie Academic and Professional., 1997. P. 124−152.
  133. Thakur B.R., Singh R.K., Handa A.K. Chemistry and uses of pectin A review // Fd. Sci. Nutr. 1997. Vol. 37. P. 47−73.
  134. Jl.В. Технология пектина и пектинопродуктов. М.: ДеЛи, 2000. — 256 с.
  135. Kravtchenko Т.Р., Arnould I., Voragen A.G.J., Pilink W. Improvement of the selective depolymerization of pectic substances by chemical-elimination in aqueous solution//Carbohydr. Polym. 1992. Vol. 19. P. 237−242.
  136. Kravtchenko T.P., Voragen A.G.J., Pilnik W. Analytical comparison of three industrial pectin preparations // Carbohydr. Polym. 1992. Vol. 18. P. 17−25.
  137. Rolin C. Commercial pectin preparations // Pectins and their Manipulation / Eds. G.B. Seymour, J.P. Knox UK: Blackwell Publ. Ltd., 2002. P. 222−239.
  138. Leroux J., Langendorff V., Schick G., Vaishnav V., Mazoyer J. Emulsion stabilizing properties of pectin // Fd. Hydrocoll. 2003. Vol. 17. P. 455−462.
  139. Ralet M.-C. Crepeau M.J.C., Buchholt H.C., Thibault J.-F. Polyelectrolite behavior and calcium binding properties of sugar beet pectins differing in their degrees of methylation and acetylation // Biochem. Eng. J. 2003. Vol. 3735. P. 1−11.
  140. Dea I.C.M., Madden J.K. Acetylated pectic polysaccharides of sugar beet // Fd. Hydrocoll. 1986. Vol. 1. P. 71−88.
  141. Phatak L., Chang K.C., Brown G. Isolation and characterization of pectin in sugar-beet pulp // J. Fd. Sci. 1988. Vol. 53. P. 830−833.
  142. May C.D. Industrial pectins: sources, production and applications // Carbohydr. Polym. 1990. Vol. 12. P. 79−99.
  143. Mohnen D. Biosynthesis of pectins and galactomannans // Comprehensive Natural Products Chemistry. Carbohydrates and their Derivatives Including Tannins, Cellulose, and Related Lignins / Ed. B.M. Pinto Oxford: Elsevier, 1999. Vol. 3. P. 497−527.
  144. Deytieux-Belleau C., Vallet A., Doneche B., Geny L. Pectin methylesterase and polygalacturonase in the developing grape skin // Plant Physiol. Biochem. 2008. Vol. 46. P. 638−646.
  145. Goulao L.F., Vieira-Silva S., Jackson P.H. Association of hemicellulose- and pectin-modifying gene expression with Eucalyptus globulus secondary growth // Plant Physiol. Biochem. 2011. Vol. 49. P. 873−881.
  146. Hoson T. Structure and function of plant cell wall: immunological approaches // Int. Rev. Cytol. 1991. Vol. 130. P. 233−268.
  147. Moore P.J., Swords K.M.M., Lynch M.A., Staehelin L.A. Spatial organization of the assembly pathways of glycoproteins and complex polysaccharides in the Golgi apparatus of plants // J. Cell Biol. 1991. Vol. 112. P. 589−602.
  148. Knox J.P. Molecular probes for the plant cell surface // Protoplasma. 1992. Vol. 167. P. 1−9.
  149. Staehelin L.A., Moore I. The plant Golgi apparatus: structure, functional organization and trafficking mechanisms // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1995. Vol. 46. P. 261−288.
  150. Lynch M.A., Staehelin L.A. Domain-specific and cell typespecific localization of two types of cell wall matrix polysaccharides in the clover root tip // J. Cell Biol. 1992. Vol. 118. P. 467−479.
  151. Miao Y.S., Li H.Y., Shen J.B., Wang J.Q., Jiang L.W. QUASIMODO 3 (QUA3) is a putative homogalacturonan methyltransferase regulating cell wall biosynthesis in Arabidopsis suspension-cultured cells // J. Exp. Bot. 2011. Vol. 62. P. 5063−5078.
  152. Pelloux J., Rusterucci C., Mellerowicz E.J. New insights into pectin methylesterase structure and function // Trends Plant Sci. 2007. Vol. 12. P. 267−277.
  153. Vian B., Roland J.C. Affinodetection of the sites of formation and of the further distribution of polygalacturonans and native cellulose in growing plant cells // Biol. Cell. 1991. Vol. 71. P. 43−55.
  154. Casero P.J., Knox J.P. The monoclonal antibody JIM5 indicates patterns of pectin deposition in relation to pit fields at the plasma-membrane-face of tomato pericarp cell walls // Protoplasma. 1995. Vol. 188. P. 133−137.
  155. Micheli F. Pectin methylesterases: cell wall enzymes with important roles in plant physiology // Trends Plant Sci. 2001. Vol. 6. P. 414−419.
  156. Castillejo C., de la Fuente J.I., Iannetta P., Botella M.A., Valpuesta V. Pectin esterase gene family in strawberry fruit: study of FaPEl. A ripening-specific isoform // J. Exp. Bot. 2004. Vol. 55. P. 909−918.
  157. Chanliaud E., Gidley M.J. In vitro synthesis and properties of pectin/acetobacter xylinus cellulose composites // Plant J. 1999. Vol. 20. P. 25−35.
  158. Ashworth E.N., Abeles F.B. Freezing behavior of water in small pores and the possible role in the freezing of plant tissues // Plant Physiol. 1984. Vol. 76. P. 201−204.
  159. Solecka D., Zebrowski J., Kacperska A. Are pectins involved in cold acclimation and de-acclimation of winter oil-seed rape plants? // Ann. Bot. 2008. Vol. 101. P. 521−530.
  160. Rajashekar C.B., Lafta A. Cell-wall changes and cell tension in response to cold acclimation and exogenous abscisic acid in leaves and cell cultures // Plant Physiol. 1996. Vol. 111. P. 605−612.
  161. Jarvis M.C. Structure and properties of pectin gels in plant cell walls // Plant Cell Environ. 1984. Vol. 7. P. 153−164.
  162. Bosch M., Cheung A.Y., Hepler P.K. Pectin methylesterase, a regulator of pollen tube growth // Plant Physiol. 2005. Vol. 138. P. 1334−1346.
  163. Lee J.Y., Lee D.H. Use of serial analysis of gene expression technology to reveal changes in gene expression in Arabidopsis pollen undergoing cold stress //Plant Physiol. 2003. Vol. 132. P. 517−529.
  164. Baron-Epel O., Gharyal P., Schindler M. Pectins as mediators of wall porosity in soybean cells // Planta. 1988. Vol. 175. P. 389−395.
  165. Lionetti V., Cervone F., Bellincampi D. Methyl esterification of pectin plays a role during plant-pathogen interactions and affects plant resistance to diseases // J. Plant Physiol.2012. Vol. 169. P. 1623−1630.
  166. Duan X.W., Cheng G.P., Yang E., Yi C., Ruenroengklin N., Lu W.J., Luo Y.B., Jiang Y.M. Modification of pectin polysaccharides during ripening of postharvest banana fruit // Fd. Chem. 2008. Vol. 111. P. 144−149.
  167. Rose J.K.C., Bennett A.B. Cooperative disassembly of the cellulose-xyloglucan network of plant cell walls: parallels between cell expansion and fruit ripening // Trends Plant Sci. 1999. Vol. 4. P. 176−183.
  168. Seymour G.B., Gross K.C. Cell wall disassembly and fruit softening // Postharvest News Inf. 1996. Vol. 7. P. 45−52.
  169. Malis-Arad S., Didi S., Mizrahi Y., Kopelivitch E. Pectic substances: changes in soft and firm tomato cultivars // J. Hort. Sci. 1983. Vol. 58. P. 111−116.
  170. Majumder K., Mazumdar B.C. Changes of pectic substances in developing fruits of cape-gooseberry (Physalis peruviana L.) in relation to the enzyme activity and evolution of ethylene // Sci. Hort. 2002. Vol. 96. P. 91−101.
  171. Goulao L.F., Oliveira C.M. Cell wall modifications during fruit ripening: when a fruit is not the fruit // Trends Fd. Sci. Technol. 2008. Vol. 19. P. 4−25.
  172. Brummell D.A., Labavitch J.M. Effect of antisense suppression of endopolygalacturonase activity on polyuronide molecular weight in ripening tomato fruit and fruit homogenates // Plant Physiol. 1997. Vol. 115. P. 717−725.
  173. Huber D.J., O’Donoghue E.M. Polyuronides in avocado (Persea americana) and tomato (Lycopersicon esculentum) fruits exhibit markedly different patterns of molecular weight downshifts during ripening // Plant Physiol. 1993. Vol. 102. P. 473−480.
  174. Redgwell R.J., Fisher M., Kendal E., MacRae E.A. Galactose loss and fruit ripening: high-molecular weight arabinogalactans in the pectic polysaccharides of fruit cell walls // Planta. 1997. Vol. 203. P. 174−181.
  175. Ranwala A.P., Suematsu C., Masuda H. The role of beta-galactosidases in the modification of cell wall components during muskmelon fruit ripening // Plant. Physiol. 1992. Vol. 100, N 3. P. 1318−1325.
  176. Sethu K.M.P., Prabha T.N., Tharanathan R.N. Postharvest biochemical changes associated with the softening phenomenon in Capsicum annun fruits II Phytochemistry. 1996. Vol. 42. P. 961−966.
  177. Femenia A., Sanchez E. S., Simal S., Rosello C. Developmental and ripening-related effects on the cell wall of apricots (Prunus armeniaca) fruit // J. Sci. Fd. Agrie. 1998. Vol. 77. P. 487−493.
  178. Tucker G.A., Roberttson N.G., Grierson D. Changes in Polygalacturonase Isoenzymes during the «Ripening» of Normal and Mutant Tomato Fruit // Eur. J. Biochem. 1980. Vol. 112. P. 119−124.
  179. Tucker G.A., Grierson D. Synthesis of polygalacturonase during tomato fruit ripening // Planta. 1982. Vol. 155. P. 64−67.
  180. Yashoda H.M., Prabha T.N., Tharanathan R.N. Mango ripening-chemical structural characterization of pectic and hemicellulosic polysaccharides // Carbohydr. Res. 2005. Vol. 340. P. 1335−1342.
  181. Giovannoni J.J., Dellapenne D., Bennet A.B., Fisher R.L. Expression of chimeric polygalacturonase gene in transgenic ripening inhibitor tomato fruit results in polyuronide degradation but not fruit softening // Plant Cell. 1989. Vol. 1. P. 53−63.
  182. Redgwell R.J., Melton L.D., Brasch D.J. Cell-wall polysaccharides of kiwifruit {Actinidia deliciosa): effect of ripening on the structural features of cell-wall materials // Carbohydr. Res. 1991. Vol. 209. P. 191−202.
  183. Brummell D.A. Cell wall disassembly in ripening fruit // Funct. Plant Biol. 2006. Vol. 33. P. 103−119.
  184. Gross K.C., Sams C.E. Changes in cell wall neutral sugar composition during fruit ripening: a species survey // Phytochemistry. 1984. Vol. 23. P. 2457−2461.
  185. Collmer A., Keen N.T. The role of pectic enzymes in plant pathogenesis // Annu. Rev. Phytopathol. 1986. Vol. 24. P. 383−409.
  186. Annis S.L., Goodwin P.H. Recent advances in the molecular genetics of plant cell wall-degrading enzymes produced by plant pathogenic fungi // Eur. J. Plant. Pathol. 1997. Vol. 103. P. 1−14.
  187. Le Cam B., Massiot P., Campion C., Rouxel F. Susceptibility of carrot cultivars to Mycocentrospora acerina and the structure of cell wall polysaccharides //Physiol. Mol. Plant. Pathol. 1994. Vol. 45. P. 139−151.
  188. McMillan G.P., Hedley D., Fyffe L., Perombelon M.C.M. Potato resistance to soft-rot erwinias is related to cell wall pectin esterification // Physiol. Mol. Plant. Pathol. 1993. Vol. 42. P. 279−289.
  189. Marty P., Jouan B., Bertheau Y., Vian B., Goldberg R. Charge density in stem cell walls of Solanum tuberosum genotypes and susceptibility to blackleg // Phytochemistry. 1997. Vol. 44. P. 1435−1441.
  190. Boudart G., Lafitte C., Barthe J.P., Frasez D., Esquerre-Tugaye M.T. Differential elicitation of defense responses by pectic fragments in bean seedlings // Planta. 1998. Vol. 206. P. 86−94.
  191. Balestrieri C., Castaldo D., Giovane A., Quagliuolo L., Servillo L.A. glycoprotein inhibitor of pectin methylesterase in kiwi fruit (Actinidia chinensis) II Eur. J. Biochem. 1990. Vol. 193. P. 183−187.
  192. Raiola A., Camardella L., Giovane A., Mattei B., De Lorenzo G., Cervone F., Bellincampi D. Two Arabidopsis thaliana genes encode functional pectin methylesterase inhibitors // FEBS Lett. 2004. Vol. 557. P. 199−203.
  193. An S.H., Sohn K.H., Choi H.W., Hwang I.S., Lee S.C., Hwang B.K. Pepper pectin methylesterase inhibitor protein CaPMEIl is required for antifungal activity, basal disease resistance and abiotic stress tolerance // Planta. 2008. Vol. 228. P. 61−78.
  194. Zhang G.Y., Feng J., Wu J., Wang X.W. BoPMEIl, a pollen-specific pectin methylesterase inhibitor, has an essential role in pollen tube growth // Planta. 2010. Vol. 231. P. 1323−1334.
  195. Hong M.J., Kim D.J., Lee T.G., Jeon W.B., Seo Y.W. Functional characterization of pectin methylesterase inhibitor (PMEI) in wheat // Genes. Genet. Syst. 2010. Vol. 85. P. 97−106.
  196. Rocchi V., Janni M., Bellincampi D., Giardina T., D’Ovidio R. Intron retention regulates the expression of pectin methylesterase inhibitor (Pmei) genes during wheat growth and development // Plant Biol. 2012. Vol. 14. P. 365−373.
  197. Brutus A., Sicilia F., Macone A., Cervone F., De Lorenzo G. A domain swap approach reveals a role of the plant wall-associated kinase 1 (WAK1) as a receptor of oligogalacturonides // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. Vol. 107. P. 9452−9457.
  198. Bishop P.D., Makus D.J., Pearce G., Ryan C. Proteinase inhibitir-inducing factor activity in tomato leaves resides in oligosaccharides enzymically released from cell walls // Ibid. 1981. Vol. 78. P. 3536−3540.
  199. Aldington S., Fry S.C. Rhamnogalacturonan-II a biologically active fragment // J. Exp. Bot. 1994. Vol. 45. P. 287−293.
  200. Vaillant F., Perez A.M., Acosta O., Dornier M. Turbidity of pulpy fruit juice: A key factor for predicting cross-flow microfiltration performance // J. Membrane Sci. 2008. Vol. 325. P. 404−412.
  201. Forina M., Armanino C., Castino M., Ubigli M. Multivariate data analysis as a discriminating method of the origin of wines // Vitis. 1986. Vol. 25. P. 189−201.
  202. Lorrain В., Chira К., Teissedre P.-L. Phenolic composition of Merlot and Cabernet-Sauvignon grapes from Bordeaux vineyard for the 2009-vintage: Comparison to 2006, 2007 and 2008 vintages // Fd. Chem. 2011. Vol. 126. P. 1991−1999.
  203. A.A., Шаталина H.B., Стрижева E.H., Первышина Г. Г. Влияние экологических факторов на химический состав некоторых дикорастущих растений Красноярского края // Химия раст. сырья. 2002. № 3. С. 53−56.
  204. Maatallah S., Ghanem М.Е., Albouchi A., Bizid Е., Lutts S. A greenhouse investigation of responses to different water stress regimes of Laurus nobilis trees from two climatic regions // J Arid Environ. 2010. Vol. 74. P. 327−337.
  205. Е.Д. Влияние факторов внешней среды на содержание полисахаридов фукуса пузырчатого Fucus vesiculosus L. // Химия раст. сырья. 2011. № 3. С. 47−51.
  206. А.О. Влияние эндогенных и экзогенных факторов на структуры и свойства каррагинанов красных водорослей Tichocarpus crinitus и Chondrus pinnulatus. Автореф. дисс.. канд. хим. наук. Владивосток, 2005.-23 с.
  207. Р.Г., Головченко В. В., Попов С. В., Шашков А. С., Оводов Ю. С. Структурное исследование и физиологическая активность лемнана, пектина из Lemna minor II Биоорган, химия. 2000. Т. 26, № 1. С. 61−67.
  208. О.А., Оводова Р. Г., Мишарина Е. А. Силенаны -полисахариды смолевки обыкновенной (Silene vulgaris) II Химия раст. сырья. 1999. № 1.С. 27−32.
  209. Galisteo М., Duarte J., Zarzuelo A. Effects of dietary fibers on disturbances clustered in the metabolic syndrome // J. Nutr. Biochem. 2008. Vol. 19. P. 71−84.
  210. Kendall C.W.C., Esfahani A., Jenkins D.J.A. The link between dietary fibre and human health // Fd. Hydrocoll. 2010. Vol. 24. P. 42−48.
  211. Burkitt D.P. Acute abdomens, British and Baganda compared // East African Medical Journal. 1952. Vol. 29. P. 189−194.
  212. Burkitt D.P., Walker A.R., Painter N.S. Effect of dietary fibre on stools and the transit-times, and its role in the causation of disease // Lancet. 1972. Vol. 2. P. 1408−1412.
  213. Paul O., MacMillan A., McKean H., Park H. Sucrose intake and coronary heart-disease //Lancet. 1968. Vol. 292. P. 1049−1051.
  214. Trowell H. Definition of dietary fiber and hypotheses that it is a protective factor in certain diseases // Am. J. Clin. Nutr. 1976. Vol. 29. P. 417−427.
  215. Trowell H. Western diseases, Western diets and fibre // East African Med. J. 1978. Vol. 55. P. 283−289.
  216. Silk D.B. Fibre and enteral nutrition // Gut. 1989. Vol. 30. P. 246−264.
  217. Brownlee I.A. The physiological roles of dietary fibre // Fd. Hydrocoll. 2011. Vol. 25. P. 238−250.
  218. Asp N.G. Definition and analysis of dietary fibre // Scand. J. Gastroenterol. 1987. Vol. 22. P. 16−20.
  219. Buttriss J.L., Stokes C.S. Dietary fibre and health: an overview Nutrition // Bulletin. 2008. Vol. 33. P. 186−200.
  220. Monro J.A. Dietary Fiber Pectic Substances: Source of Discrepancy between Methods of Fiber Analysis // J. Food Composition and Analysis. 1991. Vol. 4. P. 88−99.
  221. Rodriguez R., Jimenez A., Fernandez-Bolanos J., Guillen R., Heredia A. Dietary fibre from vegetable products as source of functional ingredients // Trends Fd. Sci. Technol. 2006. Vol. 17. P. 3−15.
  222. Williams R.D., Olmstead W.D. A biochemical method for determining indigestible residue (crude fiber) in faeces: Lignin, cellulose, and non-water soluble hemicelluloses // J. Biol. Chem. 1935. Vol. 108. P.653−666.
  223. Cummings J.H., Englyst H.N. What is dietary fibre? // Trends Fd. Sci. Technol. 1991. Vol. 2. P. 99−103.
  224. Anderson J.W., Chen W.-J.L. The American Journal of Clinical // Nutrition. 1979. Vol. 32. P. 346−363.
  225. Selvendran R.R. Developments in the chemistry and biochemistry of pectic and hemicellulosic polymers // J. Cell Sci. Suppl. 1985. Vol. 2. P. 51−88.
  226. Selvendran R.R., Stevens B.J.H., Du Pount M.S. Dietary fiber: Chemistry, analysis, and properties // Adv. Fd. Res. 1987. Vol. 31. P. 117−209.
  227. Koruda M.J., Rolandelli R.H., Settle R.G., Saul S.H., Rombeau J.L. The effect of a pectin-supplemented elemental diet on intestinal adaptation to massive small bowel resection // J. Parenter. Enteral. Nutr. 1986. Vol. 10. P. 343−350.
  228. Andoh A., Bamba T., Sasaki M. Physiological and anti-inflammatory roles of dietary fiber and butyrate in intestinal functions // J. Parenter. Enteral. Nutr. 1999. Vol. 23. P. 70−73.
  229. Rolandelli R.H., Saul S.H., Settle R.G., Jacobs D.O., Trerotola S.O., Rombeau J.L. Comparison of parenteral nutrition and enteral feeding with pectin in experimental colitis in the rat // Am. J. Clin. Nutr. 1988. Vol. 47. P. 715−721.
  230. Mao Y., Kasravi В., Nobaek S., Wang D., Jeppsson B. Pectin-supplemented enteral diet reduces the severity of methotrexate induced enterocolitis in rats // Scand. J. Gastroenterol. 1996. Vol. 31. P. 558−567.
  231. П.А., Попов C.B., Никитина И. Р., Оводова Р. Г., Оводов Ю. С. Противовоспалительная активность пектинов и их галактуронанового кора // Химия раст. сырья. 2010. № 37. Р. 21−26.
  232. Schmidgall J., Hensel A. Bioadhesive properties of polysaccharides against colonic epithelial membranes // Int. J. Biol. Macromol. 2002. Vol. 30. P. 217−225.
  233. Peppas N.A., Buri P. Surface interfacial and molecular aspects of polymer bioadhesion on soft tissues // J. Control. Rel. 1985. Vol. 2. P. 257−275.
  234. Madsen F., Eberth K., Smart J.D. A rheological examination of the mucoadhesive mucus interaction: the effect of mucoadhesive type acid concentration//J. Control. Rel. 1998. Vol. 50. P. 167−178.
  235. Liu L.S., Fishman M.L., Hicks K.B., Kende M. Interaction of various pectin formulations with porcine colonic tissues // Biomaterials. 2005. Vol. 26. P. 5907−5916.
  236. Roediger W.E.W. Role of anaerobic bacteria in the metabolic wellfare of the colonic mucosa in man // Gut. 1980. Vol. 21. P. 793−798.
  237. Rombeau J.L., Kripke S.A. Metabolic and intestinal effect of short-chain fatty acids // J. Parenteral. Enteral. Nutr. 1990. Vol. 14. P. 1815−1855.
  238. Sakata Т., Von Engelhardt W. Stimulatory effect of short chain fatty acids on the epithelial cell proliferation in rat large intestine // Сотр. Biochem. Physiol. Part A: Physiology. 1983. Vol. 47. P. 459−462.
  239. Olano-Martin E., Rimbach G.H., Gibson G.R., Rastall R.A. Pectin and pectic-oligosaccharides induce apoptosis in vitro human colonic adenocarcinoma cells // Anticancer Res. 2003. Vol. 23. P. 341−346.
  240. Shinohara K., Ohashi Y., Kawasumi K., Terada A., Fujisawa T. Effect of apple intake on fecal microbiota and metabolites in humans // Anaerobe. 2010. Vol. 16. P. 510−515.
  241. Olano-Martin E., Gibson G.R., Rastall R.A. Comparison of the in vitro bifidogenic properties of pectins and pectic-oligosaccharides // J. Appl. Microbiol. 2002. Vol. 93. P. 505−511.
  242. Serguschenko I., Kolenchenko E., Khotimchenko M. Low esterified pectin accelerates removal of lead ions in rats // Nutr. Res. 2007. Vol. 27. P. 633−639.
  243. Khotimchenko M.Yu., Kolenchenko E.A., Khotimchenko Yu.S. Zinc-binding activity of different pectin compounds in aqueous solutions // J. Coll. Interface Sci. 2008. Vol. 323. P. 216−222.
  244. Khotimchenko M.Yu., Kolenchenko E.A., Khotimchenko Yu.S., Khozhaenko E.V., Kovalev V.V. Cerium binding activity of different pectin compounds in aqueous solutions // Coll. Surf. B: Biointerfaces. 2010. Vol. 77. P. 104−110.
  245. Judd P.A., Truswell A.S. The hypocholesterolaemic effects of pectins in rats // Br. J. Nutr. 1985. Vol. 53. P. 409−425.
  246. Vigne J.L., Lairon D., Borel P., Hauton J.C., Lafont H. Effect of pectin, wheat bran and cellulose on serum lipids and lipoproteins in rats fed on a low- or high-fat diet // Br. J. Nutr. 1987. Vol. 58. P. 405−413.
  247. Zou S., Zhang X., Yao W., Niu Yu., Gao X. Structure characterization and hypoglycemic activity of a polysaccharide isolated from the fruit of Lycium barbarum L. // Carbohydr. Polym. 2010. Vol. 80. P. 1161−1167.
  248. Vergara-Jimenez M., Conde K., Erickson S.K., Luz Fernandez M. Hypolipidemic mechanisms of pectin and psyllium in guinea pigs fed high fat -sucrose diets: alterations on hepatic cholesterol metabolism // J. Lipid Res. 1998. Vol. 39. P. 1455−1465.
  249. Kim M. High-methoxyl pectin has greater enhancing effect on glucose uptake in intestinal perfused rats // Nutrition. 2005. Vol. 21. P. 372−377.
  250. Yamaguchi F., Uchida S., Watabe S., Kojima H., Shimizu N., Hatanaka C. Relationship between molecular weights of pectin and hypocholesterolemic effects in rats // Biosci. Biotech. Biochem. 1995. Vol. 59. P. 2130−2131.
  251. Dongowski G., Lorenz A. Intestinal steroids in rats are influenced by the structural parameters of pectin // J. Nutr. Biochem. 2004. Vol. 15. P. 196−205.
  252. Э.И., Бездетно Г. Н., Янькова В. И. Протективное действие зостерииа при экспериментальном токсическом поражении печени // Бюлл. СО РАМН. 1998. № 1. С. 51−55.
  253. Ю.С., Хасина Э. И., Ковалев В. В., Шевцова О. И., Шестакова С. В. Эффективность пищевых некрахмальных полисахаридов при экспериментальном токсическом гепатите // Вопр. питания. 2000. № 1−2. С.22−26.
  254. Albersheim P. Instability of pectin in neutral solutions // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1959. Vol. 1. P. 253−256.
  255. Химия углеводов / H.K. Кочетков, А. Ф. Бочков, Б. А. Дмитриев, А. И. Усов, О. С. Чижов, В. Н. Шибаев М.: Химия, 1967. — 672 с.
  256. Zhang P., Zhang Q., Whistle R.L. L-arabinose release from arabinoxylan and arabinogalactan under potential gastric acidities // Cereal. Chem. 2003. Vol. 80. P. 252−254.
  257. Holloway W.D., Tasman-Jones C., Maher K. Pectin digestion in human // Am. J. Clin. Nutr. 1983. Vol. 37. P. 253−255.
  258. Englyst H.N., Cummings J.H. Digestion of the carbohydrates of banana {Musa paradisiacal sapientum) in the human small intestine // Am. J. Clin. Nutr. 1986. Vol. 44. P. 42−50.
  259. Englyst H.N., Cummings J.H. Digestion of polysaccharides of potato in the small intestine of man // Am. J. Clin. Nutr. 1987. Vol. 45. P. 423−431.
  260. Van Soest P.J., Wine R.H. Use of detergents in the analysis of fibrous feeds. IV. Determination of plant cell wall constituents // J. Assoc. Agricul. Chem. 1967. Vol. 50. P. 50−55.
  261. Englyst H.N. Colorimetric Method for Routine Measurement of Dietary Fibre as Non-Starch Polysaccharides. A Comparison with Gas-Liquid Chromatography // Fd. Chem. 1987. Vol. 24. P. 63−76.
  262. Sandberg A.S., Ahderinne R., Anderson H., Hallgren B., Hulten L. The effect of citrus pectin on the absorption of nutrients in the small intestine // Hum. Nutr. Clin. Nutr. 1983. Vol. 37. P. 171−183.
  263. Dongowski G., Anger H. Metabolism of pectin in the gastrointestinaltract //Progress in Biotech. 1996. Vol. 14. P. 659−666.
  264. Saito D., Nakaji S., Fukuda S, Shimoyama T., Sakamoto J., Sugawara K. Comparison of the amount of pectin in the human terminal ileum with the amount of orally administered pectin // Nutrition. 2005. Vol. 21. P. 914−919.
  265. Lebet V., Arriaoni E., Amado R. Measurement of fermentation products and substrate disappearance during incubation of dietary fibre sources with human faecal flora // LWT Fd. Sci. Tech. 1998. Vol. 31. P. 473−479.
  266. Gulfi M., Arrigoni E., Amado R. In vitro fermentability of a pectin fraction rich in hairy regions // Carbohydr. Polym. 2007. Vol. 67. P. 410−416.
  267. Dongowski G., Lorenz A. Unsaturated oligogalacturonic acids are generated by in vitro treatment of pectin with human faecal flora // Carbohydr. Res. 1998. Vol. 314. P. 237−244.
  268. Werch S.C., Ivy A.C. A study of the metabolism of ingested pectin // Am. J. Dis. Child. 1941. Vol. 62. P. 499−511.
  269. Sinha V.R., Kumria R. Polysaccharides in colon-specific drug delivery. Int. J. Pharm. 2001. Vol. 224. P. 19−38.
  270. Vandamme T.F., Lenourry A., Charrueau C., Chaumeil J.C. The use of polysaccharides to target drugs to the colon // Carbohydr. Polym. 2002. Vol. 48. P. 219−231.
  271. Salyers A.A., Leedle J.A.Z. Carbohydrate metabolism in the human colon // Human intestinal microflora in hzealth and disease / Ed. D.I. Hentger -N.-Y: Acad. Press., 1983. P. 129−145.
  272. Inngjerdingen K.T., Kiyohara H., Matsumoto Т., Petersen D., Michaelsen Т.Е., Diallo D., Inngjerdingen M., Yamada H., Paulsen B.S. An immunomodulating pectic polymer from Glinus oppositifolius II Phytochemistry. 2007. Vol. 68. P. 1046−1058.
  273. Толленс-Эльснер. Справочник по углеводам. Ленинград: Красный печатник, 1937. — 688 с.
  274. Bell D.J., Isherwood F.A., Hardwick N.E. D (+)-Apiose from monocotyledon Posidonia australis II J. Chem. Soc. 1954. P. 3702−3707.
  275. Byg I., Diaz J., 0gendal L.H., Harholt J., Jorgensen В., Rolin C., Svava R., Ulvskov P. Large-scale extraction of rhamnogalacturonan I from industrial potato waste // Fd. Chem. 2012. Vol. 131. P. 1207−1216.
  276. H., Вакх E.J., Schols H.A., Voragen A.G.J. Cell wall polysaccharides in black currants and bilberries characterisation in berries, juice, and press cake // Carbohydr. Polym. 2005. Vol. 59. P. 477−488.
  277. Sevag M.G., Lackman D.B., Smolens J. The isolation of the components of streptococcal nucleoproteins in serologically active form // J. Biological. Chem. 1938. Vol. 124. P. 425−436.
  278. Dea I.C.M., Morrison A. Chemistry and interactions of seed galactomannans // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1975. Vol. 31. P. 241−312.
  279. Stephen A.M. Other polysaccharides // The Polysaccharides /Ed. G.O.Aspinall N.-Y.-L.: Acad. Press., 1983. Vol. 2. P. 98−195.
  280. Jansson P.-E., Kenne L., Widmalm G. Computer-assisted structural analysis of polysaccharides with an extended version of CASPER using 'H- and 13C- n.m.r. data // Carbohydr. Res. 1989. Vol. 188. P. 169−191.
  281. Polle A.Ya., Ovodova R.G., Shashkov A.S., Ovodov Yu.S. Some structural features of pectic polysaccharide from tansy, Tanacetum vulgare L. // Carbohydr. Polym. 2002. Vol. 49. P. 337−344.
  282. А.Я., Оводова P.Г., Шашков A.C., Оводов Ю. С. Выделение и общая характеристика полисахаридов пижмы обыкновенной // Биоорган, химия. 2001. Т. 27. С. 52−56.
  283. Р.Г., Бушнева O.A., Шашков A.C., Оводов Ю. С. Выделение и предварительное иследование строения полисахаридов из смолевки обыкновенной Silene vulgaris II Биоорган, химия. 2000. Т. 26, № 2. С. 686−692.
  284. Bushneva O.A., Ovodova R.G., Shashkov A.S., Ovodov Yu.S. Structural studies on hairy regions of pectic polysaccharide from campion Silene vulgaris (Oberna behen) // Carbohydr. Polym. 2002. Vol. 49. P. 471−478.
  285. York W.S., Darvill A.G., McNeil M.A., Stevenson T.T. // Meth. Enzymol. 1985. Vol. 118. P. 3−40.
  286. Hakomori S. A Rapid Permethylation of Glycolipid, and Polysaccharide Catalyzed by Methylsulfinyl Carbanion in Dimethyl Sulfoxide // J. Biochem. 1964. Vol. 55. P. 205−208.
  287. Perepelov A.V., Babicka D., Shashkov A.S. Arbatsky N.P., Senchenkova S.N., Rozalski A., Knirel Y.A. Structure and cross-reactivity of the O-antigen of Proteus vulgaris 08 // Carbohydr. Res. 1999. Vol. 318. P. 186−192.
  288. Stenutz R., Jansson P.-E., Widmalm G. A Practical Guide to Structural Analysis of Carbohydrates: URL: http://www.casper.organ.su.se/sop (2005).
  289. Keenan M.H.J., Belton P. S., Matthew J.A., and Howson S.J. A, 3C -n.m.r. study of sugar-beet pectin // Carbohydr. Res. 1985. Vol. 138. P. 168−170.
  290. Round A.N., MacDougall A.J., Ring S.G., Moriss V.J. Unexpected branching in pectin observed by atomic force microscopy // Carbohydr. Res. 1997. Vol. 303. P. 251−253.
  291. Arvanitoyannis I.S., Katsota M.N., Psarra E.P., Soufleros E.H., Kallithraka S. Application of quality control methods for assessing wine authenticity: Use of multivariate analysis (chemometrics) // Trends Fd. Sci. Tech. 1999. Vol. 10. P. 321−336.
  292. Karr-Lilienthal L.K., Kadzere C.T., Grieshop C.M., Fahey Jr. G.C. Chemical and nutritional properties of soybean carbohydrates as related to nonruminants: A review // Livestock Production Science. 2005. Vol. 97. P. 1−12.
  293. E.A., Бабкова К. С. Накопление углеводов в разновозрастной хвое ели сибирской // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 573−580.
  294. Е.Н., Патова О. А., Михайлова Е. А., Демин В. А. Сезонная динамика и биологическая активность древесной зелени пихты сибирской Abies sibirica Ledeb. // Химия раст. сырья. 2011. № 2. С. 35−42.
  295. Tekinsen К.К., Giiner A. Chemical composition and physicochemical properties of tubera salep produced from some Orchidaceae species II Fd. Chem. 2010. Vol. 121. P. 468−471.
  296. Georgiadis N., Ritzoulis C., Charchari E., Koukiotis C., Tsioptsias C., Vasiliadou C. Isolation, characterization and emulsion stabilizing properties of polysaccharides form orchid roots (salep) // Fd. Hydrocoll. 2012. Vol. 28. P. 68−74.
  297. Rakhshaee R., Giahi M., Pourahmad A. Studying effect of cell wall’s carboxyl-carboxylate ratio change of Lemna minor to remove heavy metals from aqueous solution // J. Hazardous Materials. 2009. Vol. 163. P. 165−173.
  298. Orescanin V., Mikelic L., Lulic S., Nad K., Rubcic M., Pavlovic G. Purification of electroplating wastewaters utilizing waste by-product ferrous sulphate and wood fly ash // J. Environ. Sci. Health. 2004. Vol. 39. P. 2437−2446.
  299. Dirilgen N. Mercury and lead: Assessing the toxic effects on growth and metal accumulation by Lemna minor II Ecotoxicology and Environmental Safety. 2011. Vol. 74. P. 48−54.
  300. Rahmani G.N.H., Sternberg S.P.K. Bioremoval of lead from water using Lemna minor II Bioresour. Technol. 1999. Vol. 70. P. 225−230.
  301. Singh S., Pradhan S., Rai L.C. Metal removal from single and multimetallic systems by different biosorbent materials as evaluated by differential pulse anodic stripping voltammetry // Process Biochem. 2000. Vol. 36. P. 175−182.
  302. Axtell N.R., Sternberg S.P.K., Claussen K. Lead and nickel removal using Microspora and Lemna minor II Bioresour. Technol. 2003. Vol. 89. P. 41−48.
  303. Миграция радионуклидов в пресноводных и наземных экосистемах / А. В. Трапезников, И. В. Молчанова, Е. Н. Караваева, В. Н. Трапезникова Екатеринбург: Изд-во Уральского университета, 2007. — 480 с.
  304. П.В., Чуканов В. Н., Штинов Н. А., Алексеенко Н. Н. Техногенные радиационные инциденты в Уральском регионе, оценки иуточнения // Урал. Радиация. Реабилитация. / Отв. ред. В. Н. Чуканов. -Екатеринбург, 2004. С. 10−49.
  305. Радиоэкологические исследования Белоярского водохранилища / М. Я. Чеботина, А. В. Трапезников, В. Н. Трапезникова, Н. В. Куликов -Свердловск: УрО АН СССР, 1992. 78 с.
  306. В.Н., Ульянова Е. В., Сарапульцев И. Е. Биоиндикация радионуклидного загрязнения экосистем с помощью растений // Урал. Радиация. Реабилитация. / Отв. ред. В. Н. Чуканова. Екатеринбург, 2004. -С. 183−200.
  307. Sumathi S., Hung Y.-T. Treatment of pulp and paper mill wastes // Hand Book of Industrial Hazardous Wastes Treatment / Eds. L.K. Wang, Y.-T. Hung, H.H. Lo, C. Yapijakis USA: Marcel Dekker Inc., 2004. P. 469−513.
  308. Moya J.L., Ros R., Picazo I. Influence of cadmium and nickel on growth, net photosynthesis and carbohydrate distribution in rice plants // Photosynth. Res. 1993. Vol. 36. P. 75−80.
  309. L’Huillier L., d’Auzac J., Durand M., Michaud-Ferriere N. Nickel effects on two maize (Zea mays) cultivars: growth, structure, Ni concentration, and localization // Can. J. Bot. 1996. Vol. 74. P. 1547−1554.
  310. Kukkola E., Huttunen S. Structural observations on needles exposed to elevated levels of copper and nickel // Chemosphere. 1998. Vol. 36. P. 727−732.г г
  311. Р., Вока К., Gaspar L., Sarvari E., Keresztes A. Rejuvenation of ageing bean leaves under the effect of low-dose stressors // Plant Biol. 2004. Vol. 6. P. 70−714.
  312. Molas J. Changes of chloroplast ultrastructure and total chlorophyll content in cabbage leaves caused by excess of organic Ni (II) complexes // Environ Exp. Bot. 2002. Vol. 47. P. 115−126.
  313. Bacic A., Harris P., Stone B.A. Structure and function of plant cell walls // The biochemistry of plants, carbohydrates / Ed. J. Preiss London: Acad. Press., 1988. Vol. 14. P. 297−369.
  314. Boisen S., Eggum В. O. Critical evaluation of in vitro methods for estimating digestibility in simple-stomach animals // Nutr. Res. Rev. 1991. Vol. 4. P. 141−162.
  315. Hur S.J., Lim B.O., Decker E.A., McClements D.J. In vitro human digestion models for food applications // Fd. Chem. 2011. Vol. 125. P. 1−12.
  316. Corcoran B.M., Stanton C., Fitzgerald G.F., Ross R.P. Growth of probiotic lactobacilli in presence of oleic acid enhances subsequent survival in gastric juice // Microbiology. 2007. Vol. 153. P. 291−299.
  317. Лея Ю.Я. рН-метрия желудка. Л.: Изд-во Медицина, 1987. — 144 с.
  318. Kong F., Singh R.P. Solid loss of carrots during simulated gastric digestion // Fd. Biophysics. 2011. Vol. 6. P. 84−93.
  319. Ovodova R.G., Golovchenko V.V., Popov S.V., Popova G.Yu., Paderin N.M., Shashkov A.S., Ovodov Yu.S. Chemical composition and anti-inflammatory activity of pectic polysaccharide isolated from celery stalks // Fd. Chem. 2009. Vol. 114. P. 610−615.
  320. O’Donoghue E.M., Somerfield S.D., Shaw M., Bendall M., Hedderly D., Eason J., Sims I. Evaluation of Carbohydrates in Pukekohe Longkeeper and Grano Cultivars of Allium cepa II J. Agricul. Fd. Chem. 2004. Vol. 52. P. 5383−5390.
  321. Cardoso S.M., Ferreira J.A., Mafra I., Silva A.M.S., Coimbra M.A. Structural ripening-related changes of the Arabian-rich pectic polysaccharides from olive pulp cell walls // J. Agricul. Fd. Chem. 2007. Vol. 55. P. 7124−7130.
  322. Lopez-Hernandez J., Oruna-Concha M. J., Simal-Lozano J., Vazquez-Bianco M. E., Gonzalez-Castro M.J. Chemical composition of Pardon peppers (Capsicum annum L.) grown in Galicia (N.W. Spain) // Fd. Chem. 1996. Vol. 57. P. 557−559.
  323. Kost’alova Z., Hromadkova Z., Ebringerova A. Structural diversity of pectins isolated from the Styrian oil-pumpkin (Cucurbita pepo var. styriaca) fruit // Carbohydr. Polym. 2012. in press.
  324. Ishii T. O-acetylated oligosaccharides from pectins of potato tuber cell walls//Plant Physiol. 1997. Vol. 113. P. 1265−1272.
  325. Catoire L., Goldberg R., Pierron M., Morvan C., Herve du Penhoat C. An efficient procedure for studying pectin structure which combines limited depolymerization and 13C NMR // Eur Biophys J. 1998. Vol. 27. P. 127−136.
  326. Odonmazig P., Badga D., Ebringerova A., Alfoldi J. Structures of pectic polysaccharides isolated from the Siberian apricot (Armaniaca siberica Lam.) // Carbohydr. Res. 1992. Vol. 226. P. 353−358.
  327. М.Ф., Головченко В. В., Витязев Ф. В. Адсорбция эстрогенов in vitro на фракциях пектиновых веществ перца сладкого и капусты белокочанной // Химия раст. сырья. 2011. № 3. С. 53−58.
  328. Т.И., Витязев Ф. В., Михалева Н. Я., Ефимцева Э. А. Влияние пектиновых веществ на активность панкреатической а-амилазы человека в условиях in vitro II Росс. Физиол. Ж. им. И. М. Сеченова. 2012. Т. 98, № 6. С. 734−743.
  329. Lamport D.T.A. The protein component of primary cell walls // Adv. Bot. Res. 1965. Vol. 2. P. 151−218.
  330. Fry S.C. The growing plant cell wall: chemical and metabolic analysis. L.: Lohgman, 1988 — 333 p.
  331. Showaiter A.M. Arabinogalactan proteins: structure, expression and function // Cell Mol. Life Sci. 2001. Vol. 58. P. 1399−1417.
  332. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Analyt. Chem. 1956. Vol. 28. P. 350−356.
  333. Методы химии углеводов. Пер. с англ. под ред. Н. К. Кочеткова. М.: Мир, 1975. — 445 с.
  334. К., Lindberg В., Lonngren J. // Carbohydr. Res. 1978. Vol. 62. P. 359−362.
  335. Введение в физико-химию растворов полимеров / С. Р. Рафиков, В. П. Будтов, Ю. Б. Монаков М: Наука, 1978. 328 с.
  336. Usov A.I., Bilan M.I., Klochkova N.G. Polysaccharides of algae. 48. Polysaccharide composition of several calcareous red algae: isolation of alginatefrom Corallina pilulifera P. et R. (Rhodophyta, Corallinaceae) // Bot. 1995. Vol. 38. P. 43−51.
  337. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193. P. 265−279.
  338. Nelson N. A photometric adaptation of the Somogyi method for the determanation of glucose // J. Biol. Chem. 1944. Vol. 153. P. 375−380.
  339. Wood P.J., Siddiqui I.R. Determination of methanol and its application to measurement of pectin ester content and pectin methyl esterase activity // Analyt. Biochem. 1971. Vol. 93. P. 418−428.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!