Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Физико-химические свойства фибритина бактериофага Т4 и применение его карбоксиконцевого домена в белковой инженерии

Диссертация: Физико-химические свойства фибритина бактериофага Т4 и применение его карбоксиконцевого домена в белковой инженерии
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В нашей лаборатории впервые решена кристаллографическая структура карбокси-концевого домена фибритина фага Т4, названного фолдоном. Продукт гена wac (whisker antigen control) бактериофага T4, или фибритин, — это первый олигомерный белок, для которого определена и детально охарактеризована структурная единица, отвечающая за правильную укладку и сборку белка. С-концевой домен белка, который… Читать ещё >

Содержание

  • Глава I. Введение
    • 1. 1. Актуальность проблемы
    • 1. 2. Цели и задачи
    • 1. 3. Научная новизна и практическая ценность
    • 1. 4. Апробация работы
  • Глава II. Обзор литературы. Суперспиральные белки (coiled coil): структура, функции, механизмы олигомеризации, методы исследования
    • 11. 1. Общие принципы организации мотива coiled coil
    • II. 1.1. Гептадные повторы и упаковка
    • II. 1.2. Олигомерность coiled coil
    • II. 1.3. Ориентация цепей в суперспирали
    • II. 1.4. Роль заряженных остатков 17 II. 1.5. Функциональная роль нарушений периодичности
    • II. 1.6. Правая суперспираль
      • 11. 2. Функции coiled coil
      • 11. 3. Механизм олигомеризации
        • 11. 3. 1. Механизм олигомеризации на основе coiled coil
        • 11. 3. 2. Другие механизмы — фолдон фибритина бактериофага Т
      • 11. 4. Методы исследования мотива coiled coil
        • 11. 4. 1. Предсказание структуры coiled coil программы Coils, Paircoil, Twister)
        • 11. 4. 2. Дифференциальная сканирующая калориметрия
  • Глава III. Материалы и методы
    • III. 1. Бактериальные штаммы
    • III. 2. Среды для выращивания бактерий
    • III. 3. Векторы для клонирования. Плазмиды
    • 111. 4. Ферменты
    • 111. 5. Полимеразная цепная реакция
    • 111. 6. Выделение и очистка ДНК
      • 111. 6. 1. Очистка фрагментов, амплифицированных с помощью ПЦР
      • 111. 6. 2. Выделение и очистка плазмидной ДНК 59 Ш. 6.3. Очистка линеаризованной плазмидной ДНК
  • Ш. 7. Приготовление компетентных клеток Е. col
    • III. 8. Трансформация компетентных клеток Е. Coli плазмидной ДНК
    • III. 9. Селекция клонов, содержащих рекомбинантные плазмиды
    • III. 10. Экспрессия клонированных генов в Е. coli 62 Ш. 11. Проверка экспресии и растворимости синтезированных белков 62 П1.12. Выделение и очистка белков — вариантов гена бактериофага Т
    • III. 12.1.Выделение растворимых белков
    • III. 12.2. Очистка рекомбинантных белков gpl2N2 и 12N3 63 III. 12.3. Очистка растворимого рекомбинантного белка gpl2N
    • III. 12.4. Очистка белка gpl2FN 65 III. 13. Определение концентрации белков — вариантов продукта
      • III. 14. Определение олигомерности белков
      • III. 15. Ограниченный протеолиз 67 111.16. Спектроскопия кругового дихроизма (КД) для производных продукта гена
      • III. 17. Конструирование мутантов фибритина
      • III. 18. Экспрессия и очистка мутантов фибритина
      • III. 19. Очистка и рефолдинг XN-фибритина
      • 111. 20. Дифференциальная сканирующая калориметрия (ДСК)
      • 111. 21. Измерения спектроскопии кругового дихроизма у вариантов фибритина
  • Глава IV. Результаты
    • IV. 1. Термодинамика плавления фибритина 73 IV.1.1. Конструирование и свойства делеционных мутантов фибритина 73 IV. 1.2. Привязка тепловых переходов в фибритипе к функциональным доменам
    • IV. 1.3. Стабильность фибритина S1 90 IV. 1.4. Рефолдинг фибритина XN -белка с делетированным фолдоном
      • IV. 2. Инженерия на основе фолдона фибритина
    • IV. 2.1. Конструирование и изучение свойств N- концевых делеционных мутантов пг12 бактериофага Т
    • IV. 2.2. Конструирование и исследование свойств химерного белка — фрагмента gp!2 с фолдоном на С-конце
    • IV. 2.3. Кристаллизация белка 12FN
  • Глава V. Обсуждение результатов
    • VI. Выводы

Физико-химические свойства фибритина бактериофага Т4 и применение его карбоксиконцевого домена в белковой инженерии (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

1.1 Актуальность проблемы.

Процесс укладки полипептидной цепи в биологически активную пространственную структуру белка (фолдинг) часто называют «второй частью генетического кода» [Mitraki, King, 1992; Betts, King, 1998; Курочкина, Месянжинов, 1996; Sobolev, et al., 1995]. Известно, что определенные участки аминокислотной последовательности, и даже отдельные аминокислотные остатки, принципиально важны для начальных этапов формирования третичной структуры белка [King, 1989]. В фолдинге многих белков участвуют шапероны, что впервые было обнаружено у вирусов бактерий, = бактериофагов [Georgopoulos, et al., 1973]. Поэтому очень часто экспрессия рекомбинантных белков в гетерологичном организме, в котором нет специфических шаперонов, приводит к формированию неспецифических агрегатов — «телец включения». Нарушения фолдинга белков, которые вызываются мутациями, являются причиной многих заболеваний человека, например, болезни Альцгеймера [Cohen, 1999; Pan, et al., 1993].

Благодаря многократно повторяющейся структуре фибриллярные белки представляют удобную модель для изучения механизмов фолдинга. Известно, что карбоксильные домены нескольких фибриллярных белков обеспечивают посттрансляционную олигомеризацию. Подобные домены обнаружены в фибритине бактериофага Т4 [Tao, et al., 1997], эозине, парамиозине [Cohen, 1998], рео-вирусном адгезине [Gilmore, 1996] и ряде других полипептидов.

В нашей лаборатории впервые решена кристаллографическая структура карбокси-концевого домена фибритина фага Т4, названного фолдоном [Tao, et al., 1997]. Продукт гена wac (whisker antigen control) бактериофага T4, или фибритин, — это первый олигомерный белок, для которого определена и детально охарактеризована структурная единица, отвечающая за правильную укладку и сборку белка. С-концевой домен белка, который преставляет из себя тримерный «beta-annulus», инициирует параллельную сборку трех полипептидных цепей продукта гена wac в а-спиральный coiled coil фибритин [Tao, et al., 1997; Летаров, и dp, 1999]. Решение структуры «ядра фолдинга», «фолдона», с атомным разрешением дали возможзность применить фолдон фибритина в качестве инструмента при инженерии химерных белков. Наличие фолдона инициирует правильное выравнивание слитых с ним полипептидов и последующую сборку трех субъединиц, что, по-видимому, позволяет для некоторых белков обойти традиционный «шаперонный» путь фолдинга. Такой способ конструирования стабильных химерных белков был реализован с использованием фибриллярных белков фага Т4 — пг12, пг34, пг37 [Miroshnikov, et al., 1998], белка адсорбции аденовируса [Kashentseva, et al., 2002; Krasnykh, et д/., 2001], коллагена [Frank, et al., 2001; Stetefeld, et al., 2003] и gp41 вируса иммунодефицита человека [Yang, et al., 2002].

1.2. Цели и задачи.

Целью настоящей работы явился анализ доменной структуры и физико-химических свойств фибритина бактериофага Т4, а также создание химерных конструкций с использованием его С-концевого домена — фолдона. При выполнении исследований были поставлены следующие задачи:

1. Проверить калориметрическими методами, предсказанную ранее трехдоменную структуру фибритина.

2. Определить взаимосвязь калориметрических параметров на индивидуальных стадиях термальных переходов с конкретными структурными характеристиками доменов белка, в частности, исследовать взаимодействия между отдельными сегментами в тройной супер-спирали домена coiled-coil;

3. Использовать свойство С-концевого домена фибритина — фолдонапридавать стабильность, растворимость и обеспечивать тримеризацию — для инженерии химерного белка, содержащего фолдон и N-концевой фрагмент продукта гена (пг) 12 бактериофага Т4;

4. Изучить свойства химерного белка и провести скрининг для получения его кристаллов с целью последующего определения его пространственной структуры.

V. выводы.

1. С помощью генной и белковой инженерии получен набор делеционных вариантов фибритина бактериофага Т4, последовательно укороченных с амино-конца. Эти и другие варианты с мутациями в карбоксильной части фибритина были очищены и исследованы с помощью дифференциальной сканирующей калориметрии и спектроскопии кругового дихроизма. Это позволило охарактеризовать полноразмерный фибритин с позиций термодинамики и объяснить доменную организацию и высокую стабильность данного суперспирального белка.

2. Калориметрический анализ подтвердил, что фибритин содержит три структурно-функциональных домена. Обнаружено, что температуры плавления этих трех доменов соотносятся следующим образом: Тт (фолдон) > Тт (coiled coil) > Тт (N-концевой домен). Показано, что оба концевых домена, аминои карбокси-концевой, стабилизируют центральный coiled coil домен.

3. Проведен анализ характера плавления coiled coil доменов укороченных с N-конца вариантов фибритина длиной 120-, 182-, 258-, 281-остатков на мономер и полноразмерного фибритина. Отношение энтальпии Вант-Гоффа (расчетная величина) к калориметрической энтальпии (измеренная величина) для них равны 0.91, 0.88, 0.42, 0.39, and 0.13, соответственно. Это свидетельствует об увеличении количества интермедиатов с увеличением длины участка coiled coil и отступлении от 2-х стадийного характера плавления.

4. Анализ кривых плавления вариантов фибритина, укороченных с амино-конца, подтвердил исключительно высокую стабильность их карбокси-концевого домена, которая объясняет функции этого домена in vivo и in vitro как ядра фолдинга фибритина (фолдона).

5. Разработана стратегия конструирования химерных белков на основе фолдона фибритина фага Т4. Впервые показана эффективность использования свойств фолдона для тримеризации, повышения стабильности и растворимости других, включенных в химеру фибриллярных тримерных белков. Создан стабильный химерный белок 12FN, содержащий участок продукта гена 12 фага Т4 и фолдон фибритина.

Показать весь текст

Список литературы

  1. , Л.П., Месянжинов, В.В. (1996) Фолдинг белка в клетке. Успехи биол. химии, 36:49−86.
  2. , Ю.Я. (1999) Фолдинг, сборка и стабильность фибритина бактериофага Т4.1. Кандидатская диссертация.
  3. , А.В. (1999)Изучение пути фолдинга фибритина бактериофага Т4. Кандидатская диссертация.
  4. , Е.И., Курочкина, Л.П., Месянжинов, В.В. (1998) Шапероны в сборке бактериофага Т4. Биохимия 63:399−406.
  5. В.В. (1997) Фибриллярные белки бактериофага Т4 как модели для изученияфолдинга. Молек. биология 31:389−397.
  6. К. А. (1999) Инженерия гомотримерных фибриллярных белков. Кандидатская диссертация.
  7. , С.А., Привалов, П.Л. (1978) Тепловая денатурация а-тропомиозина и его фрагментов. Биофизика 23:219−223.
  8. , С.А., Привалов, П.Л. (1979) Тепловая денатурация парамиозина. Мол. Биол.13:666−671.
  9. , С.А., Трапков, В.А., Привалов, П.Л. (1979) Стадийность тепловой денатурацииспиральных фрагментов миозина Биофизика 24:46−50.
  10. , В., Привалов, П. (1982) Конформационные изменения в белках. Сб. Биохимическая термодинамика. Пер. с англ. М. Изд-во Мир, стр. 95−137.
  11. , Б.Н., Шиейдер, М.М., Марусич, Е.Л., Месянжинов, В.В.(1995) Эволюционная биохимия и связанные с ней области физико-химической биологии./ Ред. Поглазов Б. Ф., Курганов Б. И. Институт биохимии имени Баха, стр.351−374.
  12. , В.В., Потехин, С.А., Матвеев, С.В., Привалов, П.Л. (1982) Термодинамический анализ данных сканирующей микрокалориметрии. Мол. Биол. 16:551−562.
  13. Adamson, J. G, Zhou, N.E., Hodges, R.S. (1993) Structure, function and application of the coiled-coil protein folding motif. Curr Opin Biotechnol. 4:428−37. Review.
  14. Araya, E., Berthier, C., Kim, E., Yeung, Т., Wang, X., Helfinan, D.M. (2002) Regulation of coiled-coil assembly in tropomyosins. JStmct Biol. 137:176−83.
  15. Ausubel, P.M., Brent, R., Kingston, R.E., Moore, D.D., Seidman, J.G., Smith, J.A., Struhl, K. (1992) Short Protocols in Molecular Biology. John Wiley and Sons.
  16. Baker, D., Sali, A. (2001) Protein Structure Prediction and Structural Genomics. Science, 294:93−96
  17. Berger, В., Wilson, D.B., Wolf, E., Tonchev, Т., Milla, M., Kim, P. S. (1995) Predicting coiled coils by use of pairwise residue correlations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92:82 598 263.
  18. Bosshard, H.R., Duit, E., Hitz, Т., Jelesarov, I. (2001) Energetics of coiled coil folding: the nature of the transition states. Biochemistry 40:3544−3552.
  19. Boudko, S.P., bonder, Y.Y., Letarov, A.V., Sernova, N.V., Engel, J., Mesyanzhinov, V.V. (2002) Domain organization, folding and stability of bacteriophage T4 fibritin, a segmented coiled-coil protein. Eur JBiochem. 269:833−41.
  20. Boudko, S. P, Strelkov, S. V, Engel, J, Stetefeld, J. (2004) Design and crystal structure ofbacteriophage T4 mini-fibritin NCCF. JMolBiol. 339:927−935.
  21. Brown, J.H., Cohen, C, Parry, D.A. (1996) Heptad breaks in alphahelical coiled coils: stuttersand stammers. Proteins 26:134−145.
  22. Bullough, P.A., Hughson, F.M., Skehel, J.J., Wiley, D.C. (1994) Structure of influenzahaemagglutinin at the pH of membrane fusion. Nature 371:37−43.
  23. Burkhard, P., Kammerer, R.A., Steinmetz, M.O., Bourcnkov, G.P., Aebi U.(2000)Thecoiled-coil trigger site of the rod domain of cortexillin I unveils a distinct network of interhelical and intrahelical salt bridges. Struct. Fold. 8:223−230.
  24. Burkhard, P., Meier, M., Lustig, A. (2000) Design of a minimal protein oligomerizationdomain by a structural approach. Protein Sci. 9:2294−301.
  25. Burkhard, P, Stetefeld, J, Strelkov, S.V. (2001) Coiled coils: a highly versatile protein foldingmotif. Trends Cell Biol. 11:82−88.
  26. , F.E. (1999) Protein misfolding and prion diseases. J Mol Biol. 293:313−320. Review.
  27. Cohen, C., Parry, D.A. (1998) A conserved C-terminal assembly region in paramyosin andmyosin rods.,/. Struct. Biol. 122:180−187.
  28. Cohen, C., Parry, D.A. (1994) Alpha-helical coiled coils: more facts and better predictions-1. Science 263:488−489.
  29. Crick, F.C.H. (1953) The packing of a-helices: simple coiled coils. Acta Crystallographica 6:689.697.
  30. Crowther, R.A., Lenk, E.V., Kikuchi, Y., King, J. (1977) Molecular reorganization in thehexagon to star transition of the baseplate of bacteriophage T4. J. Mol. Biol. 116:489−523.
  31. Dewey. M.J., Wiberg, J.S., Frankel, F.R. (1974) Genetic control of whisker antigen ofbacteriophage T4D. J. Mol. Biol. 84:625−634.
  32. DSC Data Analysis in Origin®. Tutorial guide- MicroCal Inc. (1998).
  33. , L. (1993) A repeating 11-mer amino acid motif and plant desiccation. Plant J. 3:363 369.
  34. Earnshaw, W.G., Goldberg, E.B., Crowther, E.A. (1979) The distal half of the tail fiber of thebacteriophage T4. Rigidly linked domains and cross-p-structure. J Mol Biol. 132:101−131.
  35. , H. (1967) Spectroscopic determination of tryptophan and tyrosine in proteins.1. Biochemistry 6:1948−1954.
  36. Edgar, R.S., Wood, W.B. (1966) Morphogenesis of bacteriophage T4 in extracts of mutantinfected cells. Proc. Natl.Akad.Sci. USA 55:498−505.
  37. Eiserling, F.A., Black, L.W. (1994). Pathways in T4 morphogenesis. In Molecular Biology of
  38. Bacteriophage T4, (Karam J, ed.) p. 209−212.American Society for Microbiology. Washington, D.C.
  39. Efimov, V.P., Nepluev, I.V., Sobolev, B.N., Zurabishvili, T.G., Schulthess, Т., Lustig, A.,
  40. Engel, J., Haener, M., Aebi, U., Venyaminov, S.Yu., Potekhin, S.A., Mesyanzhinov, V.V.1994) Fibritin encoded by bacteriophage T4 gene wac has a parallel triple-stranded alpha-helical coiled-coil structure. J. Mol. Biol. 242:470−486.
  41. Efimov, V.P., Nepluev I.V., Mesyanzhinov, V.V. (1995). Bacteriophage T4 as a surfacedisplay vector. Virus Genes 10:173−177.
  42. Engel, J., Kammerer, R.A. (2000) What are oligomerization domains good for? Matrix Biol.19:283−288.
  43. Fairman, R., Chao, H.G., Mueller, L., Lavoie, T.B., Shen, L., Novotny, J., Matsueda, G.R.1995) Characterization of a new four-chain coiled-coil: influence of chain length on stability. Protein Sci. 4:1457−1469.
  44. Fairman, R., Chao, H.G., Lavoie, T.B., Villafranca, J.J., Matsueda, G.R., Novotny, J. (1996)
  45. Design of heterotetrameric coiled coils: evidence for increased stabilization by Glu (-)-Lys (+) ion pair interactions. Biochemistry 35:2824−2829.
  46. Frank, S., Kammerer, R.A., Mechling, D., Schulthess, Т., Landwehr, R., Bann, J., Guo, Y., 1. stig, A., Bachinger, H.P., and Engel, J. (2001). Stabilization of short collagen-like triple helices by protein engineering, J Mol Biol. 308:1081−1089.
  47. , E. (1995) Statistical thermodynamic analysis of differential scanning calorimetry data:structural deconvolution of heat capacity function of proteins. Methods Enzymol. 240:502 530.
  48. Follansbee, S.E., Vanderslice, R.W., Chavez, L.G., Yegian, C.D.(1974). A new set ofadsorption mutants of bacteriophage T4D: identification of a new gene. Virology 58:180−99.
  49. Georgeopulos, C.P., Hendrix, R.W., Casjens, S.R., Kaiser, A.D. (1973) Host participation inbacteriophage lambda head assembly. Host participation in bacteriophage lambda head assembly. J. Mol. Biol. 76:45−60.
  50. Georgopoulos, C.P., binder, C.H. (1994) Molecular chaperones in T4 assembly. In J. D.
  51. Karam et al. (Eds.), Molecular Biology of Bacteriophage T4, p. 213−217, Am. Soc. Microbiol. Press, Washington, DC.
  52. Gilmore, R., Coffey, M.C., Leone, G., McLure, K., Lee, P.W. (1996) Co-translational trimerization of the reovirus cell attachment protein. EMBO J. 15:2651−2658-
  53. Glover, J.N., Harrison, S.C. (1995) Crystal structure of the heterodimeric bZIP transcriptionfactor c-Fos-c-Jun bound to DNA. Nature 373:257−261.
  54. Gonzalez, L.Jr., Plecs, J.J., Alber, T. (1996), An engineered allosteric switch in leucine-zipperoligomerization. Nature Struct. Biol. 3:510−515.
  55. Gonzalez, L.Jr., Brown, R.A., Richardson, D., Alber, T. (1996) Crystal structures of a singlecoiled-coil peptide in two oligomeric states reveal the basis for structural polymorphism. Nature Struct. Biol. 3:1002−1009.
  56. Gonzalez, L.Jr., Woolfson, D.N., Alber, T. (1996) Buried polar residues and structuralspecificity in the GCN4 leucine zipper. Nature Struct. Biol. 3:1011−1018.
  57. Graddis, T. J, Myszka, D.G., Chaiken, I.M. (1993) Controlled formation of model homo- andheterodimer coiled coil polypeptides. Biochemistry 32:12 664−1271.
  58. Giithe, S.L., Kapinos, L., Moglich, A., Meier, S., Grzesiek, S., Kiefhaber, T. (2004) Very fastfolding and association of a trimerization domain from bacteriophage T4 fibritin J. Mol. Biol. 337:905−915.
  59. Harbury, P.B., Kim, P. S., Alber, T. (1994) Crystal structure of an isoleucine-zipper trimer-1. Nature 371:80−83.
  60. Harbury, P.B., Plecs, J.J., Tidor, В., Alber, Т., Kim, P. S. (1998) High-resolution proteindesign with backbone freedom. Science 282:1462−1467.
  61. Harbury, P.B., Zhang, Т., Kim, P. S., Alber, P. (1993) A switch between two-, three-, andfour-stranded coiled coils in GCN4 leucine zipper mutants. Science 262:1401—1407.
  62. Hicks, M. R, Holberton, D. V, Kowalczyk, C, Woolfson, D.N. (1997) Coiled-coil assembly bypeptides with non-heptad sequence motifs. FoldDes. 2:149−158.
  63. Hicks, M.R., Walshaw, J., Woolfson, D.N. (2002) Investigating the tolerance of coiled-coilpeptides to nonheptad sequence inserts. J Struct Biol. 137:73−81.
  64. , R.S., (1992) Unzipping the secrets of coiled-coils. Curr. Biol. 2:122−124.
  65. , Y. (1994) The local and global unfolding of coiled-coil tropomyosin. Eur JBiochem.221:705−712.
  66. Ishii, Y., Hitchcock-DeGregori, S., Mabuchi, K., Lehrer, S.S. (1992) Unfolding domains ofrecombinant fusion alpha alpha-tropomyosin. Protein Sci. 1:1319−1325.
  67. Jelesarov, I., Bosshard, H.R. (1996) Thermodynamic characterization of the coupled foldingand association of heterodimeric coiled coils (leucine zippers). J Mot Biol. 263:344−58.
  68. Kammerer, R.A., Antonsson, P., Schulthess, Т., Fauser, C., Engel, J. (1995) Selective chainrecognition in the C-terminal alpha-helical coiled-coil region of laminin. J Mol Biol. 250:64−73.
  69. Kammerer, R.A., Schulthess, Т., Landwehr, R., Lustig, A., Engel, J., Aebi, U., Steinmetz,
  70. M.O. (1998) Ail autonomous folding unit mediates the assembly of two-stranded coiled coils. Proc. Natl Acad. Sci. USA 95:13 419−13 424.
  71. Kashentseva, E. A., Seki, Т., Curiel, D. Т., and Dmitriev, I. P. (2002) Adenovirus targeting toc-erbB-2 oncoprotein by single-chain antibody fused to trimeric form of adenovirus receptor ectodomain, Cancer Res. 62:609−616.
  72. , J. (1989) Chemistry & Engineering News. Special Report, 4:32−54.
  73. King, J., Laemmli, U.K. (1971) Polypeptide of the tail fibres of bacteriophage T4. J. Mol.1. Biol. 62:465−477.
  74. King, L., Seidel, J.C., Lehrer, S.S. (1995) Unfolding domains in smooth muscle myosin rod. Biochemistry 34:6770−6774.
  75. Kohn, W.D., Hodges, R.S. (1998) De novo design of a-helical coiled coils and bundles: models for the development of protein-design principles. Trends Biotechnol. 16:379−389.
  76. Kovacs, H., O’Ddonoghue, S.I., Hoppe, H.J., Comfort, D., Reid, K.B., Campbell, D., Nilges,
  77. M. (2002) Solution structure of the coiled-coil trimerization domain from lung surfactant protein D. J. Biomol. NMR. 24:89−102.
  78. Krasnykh, V., Belousova, N., Korokhov, N., Mikheeva, G., Curiel, D.T. (2001). Genetictargeting of an adenovirus vector via replacement of the fiber protein with the phage T4 fibritin J. Virol. 75:4176−4183.
  79. Landschulz, W.N., Johnson, P.E., McKnight, S.L. (1988) The leucine zipper: a hypoteticalstructure common to a new class of DNA binding proteins. Science 240:1759−1754.
  80. Latvanlehto, A., Snellman, A., Tu, H., Pihlajaniemi, T. (2003) Type XIII collagen and someother transmembrane collagens contain two separate coiled-coil motifs, which may function as independent oligomerization domains. J. Biol Chem. 278:37 590−9.
  81. Lee, D.L., Ivaninskii, S., Burkhard, P., Hodges, R.S. (2003) Unique stabilizing interactionsidentified in the two-stranded alpha-helical coiled-coil: crystal structure of a cortexillin I/GCN4 hybrid coiled-coil peptide. Protein Sci. 12 :1395−13 405.
  82. Lee, D.L., Lavigne, P., Hodges, R.S. (2001) Are trigger sequences essential in the folding oftwo-stranded alpha-helical coiled-coils? J. Mol. Biol. 306:539−553.
  83. Lovejoy, В., Choe, S., Cascio, D., McRorie, D.K., DeGrado, W.F., Eisenberg, D. (1993)
  84. Crystal structure of a synthetic triple-stranded alpha-helical bundle. Science 259:1288−1293.
  85. Lumb, K.J., Car, C.M., Kim, P. S. (1994) Subdomain folding of the coiled coil leucine zipperfrom the bZIP transcriptional activator GCN4. Biochemistry 33:7361−7367.
  86. Lumb, K.J., Kim, P. S. (1995) A buried polar interaction imparts structural uniqueness in adesigned heterodimeric coiled coil. Biochemistiy 34:8642−8648.
  87. Lumb, K.J., Kim, P. S. (1995) Measurement of interhelical electrostatic interactions in the
  88. GCN4 leucine zipper. Science 268:436−439.
  89. , A. (1996) Coiled coils: new structures and new functions. Trends Biochem. Sci. 21:375.382.
  90. Lupas, A., Van Dyke, M., Stock, J. (1991) Predicting coiled coils from protein sequences.1. Science 252:1162−1164.
  91. , A. (1996) Prediction and analysis of coiled-coil structures. Methods Enzymol. 266:513.525.
  92. Malashkevich, V.N., Kammerer, R.A., Efimov, V.P., Schulthess, Т., Engel, J. (1996) Thecrystal structure of a five-stranded coiled coil in COMP: a prototype ion channel? Science 274:761−765.
  93. Marmorstein, R., Carey, M., Ptashne, M., Harrison, S.C. (1992) DNA recognition by GAL4: structure of a protein-DNA complex. Nature 356:408−414.
  94. McAlinden, A., Smith, T.A., Sandell, L.J., Ficheux, D., Parry, D.A., Hulmes, D.J. (2003)
  95. Alpha-helical coiled-coil oligomerization domains are almost ubiquitous in the collagen superfamily. J. Biol. Chem. 278:42 200−42 207.
  96. McLachlan, A.D., Stewart, M. (1975) Tropomyosin coiled-coil interactions: evidence for anunstaggered structure. J. Mol. Biol. 98:293−304.
  97. McLachlan, A.D. (1978) The double helix coiled coil structure of murein lipoprotein from
  98. Escherichia coli. J. Mol Biol. 121:493−506.
  99. McLachlan, A.D. (1978) Coiled coil formation and sequence regularities in the helical regionsof alpha-keratin./. Mol. Biol. 124:297−304.
  100. McLachlan, A.D., Karn J. (1983) Periodic features in the amino acid sequence of nematodemyosin rod. J. Mol. Biol. 164(4) p. 605−626.
  101. Monera O.D., Kay, C.M., Hodges, R.S. (1994) Electrostatic interactions control the paralleland antiparallel orientation of alpha-helical chains in two-stranded alpha-helical coiled-coils. Biochemistry 33:3862−3871.
  102. Miroshnikov, K.A., Marusich, E.I., Cerritelli, M.E., Cheng, N. Hyde, C.C., Steven, A.C.,
  103. , V.V. (1998). Engineering trimeric fibrous proteins based on bacteriophage T4 adhesins. Protein Eng 11:329−32.
  104. Myszka, D.G., Chaiken, I.M. (1994) Design and characterization of an intramolecularantiparallel coiled coil peptide. Biochemistry 33:2363−2372.
  105. Nautiyal, S., Woolfson, D.N., King, D.S., Alber, T. (1995) A designed heterotrimeric coiledcoil. Biochemistiy 34:11 645−11 651.
  106. , G. (1990) Skip residus correlate with bends in the myosin tail. J. Mol. Biol. 216:213 218.
  107. O’Shea, E.K., Klemm, J.D., Kim, P. S., Alber, T. (1991) X-ray structure of the GCN4 leucinezipper, a two-stranded, parallel coiled coil. Science 254:539−544.
  108. Panchenko, A.R., Luthey-Schulten, Z., Wolynes, P.G. (1996) Foldons, protein structural modules and exons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93:2008−2013.
  109. Papanikolopoulou, K., Forge, V., Goeltz, P., Mitraki, A. (2004) Formation of Highly Stable Chimeric Trimers by Fusion of an Adenovirus Fiber Shaft Fragment with the Foldon Domain of Bacteriophage T4 Fibritin. J. Biol. Chem. 279:8991−8998.
  110. , D.A. (1982) Coiled-coils in alpha-helix-containing proteins: analysis of the residue types within the heptad repeat and the use of these data in the prediction of coiled-coils in other proteins. Biosci Rep. 2:1017−1024.
  111. Pauling, L., Corey, R.B. (1953) Compound helical conformation of polypeptide chains: structure of proteins of the a-keratin. Nature 171:59−61.
  112. Paulucci, A.A., Flicks, L., Machado, A., Miranda, M.T., Kay, C.M., Farah, C.S. (2002) Specific sequences determine the stability and cooperativity of folding of the C-terminal half of tropomyosin. J. Biol. Chem. 277:39 574−3984.
  113. Potekhin, S.A., Melnik, T.N., Popov, V., Lanina, N.F., Vazina, A.A., Rigler, P., Verdini, A.S., Corradin, G., Kajava, A.V. (2001) De novo design of fibrils made of short alpha-helical coiled coil peptides. Chem Biol. 8:1025−1032.
  114. Prilipov, A.G., Selivanov, N.A., Nikolaeva, L.I., Mesyanzhinov, V.V. (1988) «Nucleotide and deduced amino acid sequence of bacteriophage T4 gene wac». Nucleic Acids Res. 16:10 361.
  115. , P.L. (1982) Stability of proteins. Proteins which do not present a single cooperative system. Adv. Protein Chem. 35:1—104.
  116. Privalov, P.L., Potekhin, S.A. (1986) Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins. Methods Enzymol. 131:4−51.
  117. Provencher, S.W., Glockner, J. (1981) Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. J. Biochemistry. 20:33−37.
  118. Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T. (1989) Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd ed., Cold Spring Harbor Press.
  119. Selivanov, N.A., Prilipov, A.G., Efimov, V.P., Marusich, E.I., Mesyanzhinov, V.V. (1990) Cascade of overlapping late genes in bacteriophage T4. Biomedical Science 1:55 62.
  120. Sobolev, B.N., Mesyanzhinov, V.V. (1991) The wac gene product of bacteriophage T4 contains coiled-coil structural patterns. J. Biom. Str. Dynamics. 8:953−965.
  121. Sosnick, T.R., Jackson, S., Wilk, R.R., Englander, S.W., DeGrado, W.F. (1996) The role of helix formation in the folding of a fully alpha-helical coiled coil. Proteins 24:427−432.
  122. Steinmetz, M.O., Stock, A., Schulthess, Т., Landwehr, R., Lustig, A., Faix, J., Gerisch, G., Aebi, U., Kammerer, R.A. (1998) A distinct 14 residue site triggers coiled-coil formation in cortexillin l.EMBOJ. 17:1883−1891.
  123. Stetefeld, J., Jenny, M., Schulthess, Т., Landwehr, R., Engel, J., Kammerer, R.A. (2000) Crystal structure of a naturally occurring parallel right-handed coiled coil tetramer. Nat Struct. Biol. 7:772−776.
  124. Stetefeld, J., Frank, S., Jenny, M., Schulthess, Т., Kammerer, R.A., Boudko, S., Landwehr, R., Okuyama, K., Engel, J. (2003). Collagen stabilization at atomic level. Crystal structure of designed (GlyProPro)iofoldon. Structure (Camb) 11:339−346.
  125. Strelkov, S.V., Tao, Y., Rossmann, M.G., Kurochkina, L.P., Shneider, M.M., Mesyanzhinov, V.V. (1996) Preliminary crystallographic studies of bacteriophage T4 fibritin confirm a trimeric coiled-coil structure. Virology 219:190−194.
  126. Strelkov, S.V., Tao, Y., Shneider, M.M., Mesyanzhinov, V.V., Rossmann, M.G. (1998) Structure of bacteriophage T4 fibritin M: a troublesome packing arrangement. Acta Crystallogr D Biol Ctystallogr. 54 (Pt 5): 805−816.
  127. Strelkov, S.V., Burkhard, P. (2002) Analysis of alpha-helical coiled coils with the program TWISTER reveals a structural mechanism for stutter compensation. J Struct Biol. 137:5464.
  128. Studier, F.W., Rosenberg, A.N., Dunn, A.H., Dubendorff, J.W. (1990) Use of T7 RNA polymerase for direct expression of cloned genes". Meth. Enzymol. 185:60−69.
  129. Su, J.Y., Hodges, R.S., Kay, C.M. (1994) Effect of chain length on the formation and stability of synthetic alpha-helical coiled coils. Biochemistry 33:15 501−15 510.
  130. Talbot, J.A., Hodges, R.S. (1982) Tropomyosin: a model protein for studying coiled-coil and -helix stabilization. Acc. Chem. Res. 15:224−230.
  131. Tao, Y., Strelkov, S.V., Mesyanzhinov, V.V., Rossmann, M.G. (1997) Structure of bacteriophage T4 fibritin: a segmented coiled coil and the role of the C-terminal domain- Structure 5:789−798.
  132. Treutlein, H.R., Lemmon, M.A., Engelman, D.M., Brunger, A.T. (1992) The glycophorin A transmembrane domain dimer: sequence-specific propensity for a right-handed supercoil of helices. Biochemistry 31:12 726−12 732.
  133. Tripet, В., Vale, R.D., Hodges, R.S. (1997) Demonstration of coiled-coil interactions within the kinesin neck region using synthetic peptides. Implications for motor activity. J Biol Chem. 272:8946−8956.
  134. Trybus, K.M., Freyzon, Y., Faust, L.Z., Sweeney, H.L. (1997) Spare the rod, spoil the regulation: necessity for a myosin rod. Proc. Natl Acad. Sci. USA 94:48—52.
  135. Van Raaij, M.J., Schoehn, G., Jaquinod, M., Ashman, K., Burda, M.R., Miller, S. (2001,a) Identification and crystallization of a heat- and protease-stable fragment of the bacteriophage T4 short tail fiber. Biol. Chem. 382:1049−1055.
  136. Van Raaij, M.J., Schoehn, G., Burda, M.R., Miller, S. (2001,b) Crystal structure of a heat-and protease-stable part of the bacteriophage T4 short tail fiber. J. Mol. Biol. 314:1137— 1146.
  137. Wakasugi, K., Isimori, K., Imai, K., Wada, Y., Morishima, I. (1994) 'Module' substitution in hemoglobin subunits. J. Biol. Chem. 269:18 750−18 756.
  138. Weis, W.I., Drickame, r K. (1994) Trimeric structure of a C-type mannose-binding protein. Structure. 2:1227−1241.
  139. Wolf, E., Kim, P. S., Berger. B. (1997) MultiCoil: a program for predicting two- and three-stranded coiled coils. Protein Sci. 6:1179−1189.
  140. , W.B., Conley M.P. (1979). Attachment of tail fibers in bacteriophage T4 assembly: role of the phage whiskers. J. Mol. Biol. 127:15−29.
  141. Yanagawa, H., Yoshida, K., Torigoe, C., Park, J.S., Sato, K., Shirai, Т., Go, M. (1993) Protein anatomy: functional roles of barnase module. J. Biol. Chem. 268:5861−5865.
  142. Yang, X., Lee, J., Mahony, E.M., Kwong, P.D., Wyatt, R., Sodroski, J. (2002). Highly stable trimers formed by human immunodeficiency virus type 1 envelope glycoproteins fused with the trimeric motif of T4 bacteriophage fibritin. J. Virol. 76:4634−42.
  143. Yu, M.H., King, J. (1984) Single amino acid substitutions influencing the folding pathway of the phage P22 tailspike endorhamnosidase. Proc. Natl Acad. Sci. USA 81:6584−6588.
  144. Yu, Y.B., Lavigne, P., Privalov, P., Hodges, R.S. (1999) The measure of interior disorder in a folded protein and its contribution to stability. J. Am. Chem. Soc. 12: 8443−8449.
  145. Yu, Y., Monera, O.D., Hodges, R.S., Privalov, P.L. (1996) Investigation of electrostatic interactions in two-stranded coiled-coils through residue shuffling. Biophys. Chem., 59:99−314.
  146. Zhou, N.E., Kay, C.M., Hodges, R.S. (1994) The net energetic contribution of interhelical electrostatic attractions to coiled-coil stability. Protein Eng. 7:1365−1372.
  147. Zhou, N.E., Monera, O.D., Kay, C.M., Hodges R.S. (1994) a-helical propensities of amino acids in the hydrophobic face of an amphipathic alpha-helix. Protein Peptide Letters 1:114— 119.
  148. Zolkiewski, M., Redowicz, M.J., Korn, E.D., Hammer, J.A. 3rd., Ginsburg, A. (1997) Two-state thermal unfolding of a long dimeric coiled-coil: the Acanthamoeba myosin II rod. Biochemistry 36:7876−7883.
  149. Zorzopulos, J., Kozloff, L.M. (1978) Identification of T4 bacteriophage gene 12 product as the baseplate zinc metalloprotein. J. Biol. Chem. 253:5543−5547.
  150. Zorzopulos, J., Kozloff, L.M., Chapman, V., DeLong, X. (1979) Bacteriophage T4 receptors and Escherichia coli cell wall structure: role of spherical partiles and protein wall in bacteriophage infection. J. Bacteriol. 137:545−555.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!