Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Влияние экстремально высокой концентрации CO2 на функциональное состояние фотосинтетического аппарата и обмен липидов Dunaliella salina

Диссертация: Влияние экстремально высокой концентрации CO2 на функциональное состояние фотосинтетического аппарата и обмен липидов Dunaliella salina
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Через сутки действия экстремально высокой концентрации СОг, в то время, как содержание полипептидов и Хл в составе ССК II снизилось, наблюдалось увеличение содержания £" -16:1ш 13, что явилось необходимым условием восстановления ССК П и его последующего разрастания. Эта ЖК, по-видимому, обеспечивает сборку олигомерной структуры ССК II, а также играет роль во встраивании вновь синтезированных D1… Читать ещё >

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Фотосинтез и окружающая среда
    • 1. 1. Структурно-функциональная организация фотосинтетического аппарата
    • 1. 2. Фотосинтетическая ассимиляция СОг
    • 1. 3. Баланс темновых и световых реакций хлоропласта — основа функционирования фотосинтезирующего организма
      • 1. 3. 1. Влияние факторов окружающей среды на рост фотоавтотрофов
      • 1. 3. 2. Регуляция баланса темновых и световых реакций фотосинтеза на уровне световых реакций
      • 1. 3. 3. Регуляция баланса темновых и световых реакций фотосинтеза на уровне ассимиляции углерода
    • 1. 4. Влияние факторов окружающей среды на функциональную активность фотосинтетического аппарата
      • 1. 4. 1. Влияние света на функциональную активность фотосинтетического аппарата
      • 1. 4. 2. Влияние температуры на функциональную активность фотосинтетического аппарата
      • 1. 4. 3. Влияние концентрации СОг на функциональную активность фотосинтетического аппарата
  • 2. Роль липидов в регуляции функционального состояния фотосинтетической мембраны
    • 2. 1. Липиды, как компоненты биологических мембран
    • 2. 2. Липид-белковые взаимодействия
    • 2. 3. Регуляция работы фотосинтетического аппарата посредством липидбелковых взаимодействий
    • 2. 4. Функциональная роль отдельных липидных классов в растительной клетке
      • 2. 4. 1. Функции моногалактозилдиацилглицерина
      • 2. 4. 2. Функции дигалактозилдиацилглицерина
      • 2. 4. 3. Функции фосфатидилглицерина
      • 2. 4. 4. Функции сульфохиновазилдиацилглицерина
      • 2. 4. 5. Функции других липидов
    • 2. 5. Метаболизм липидов в растительной клетке
    • 2. 6. Влияние условий окружающей среды на липидный метаболизм растений
      • 2. 6. 1. Влияние температуры на обмен липидов
      • 2. 6. 2. Влияние интенсивности света на обмен липидов
      • 2. 6. 3. Влияние СО2 на обмен липидов
    • 2. 7. Фотосинтетическая мембрана — как единый липид-белковый комплекс
      • 2. 7. 1. Сопряжение десатурашш ЖК с циклическим транспортом электронов
      • 2. 7. 2. Роль десатурации ЖК в работе СОг-концентрирующего механизма
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
  • 1. Биологические объекты и условия культивирования
  • 2. Методы исследования
    • 2. 1. Измерение значения цитоплазматического рН
    • 2. 2. Измерение спектров низкотемпературной флуоресценции хлорофилла (77°К)
    • 2. 3. Выделение тилакоидных мембран и субхлоропластных фракций D. salina
    • 2. 4. Определение содержания белка и пигментов
    • 2. 5. Анализ содержания D1 и полипептидов ССК П в тилакоидных мембранах с помощью вестерн-блоттинга
    • 2. 6. Выделение индивидуальных липидных классов
    • 2. 7. Определение состава жирных кислот
    • 2. 8. Анализ экспрессия гена а>3-десатуразы жирных кислот
  • Статистическая обработка полученных результатов
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
  • 1. Влияние концентрации СО? на морфологию клеток и рост/), salina
  • 2. Сопряженное влияние интенсивности света и концентрации С02 на рост D. salina
  • 3. Значение рН внутри и снаружи клеток D. salina
  • 4. Влияние концентрации СОг на структурно-функциональное состояние фотосинтетического аппарата D. salina
    • 4. 1. Изменение спектров низкотемпературной флуоресценции хлорофилла
    • 4. 2. Изменения содержания суммарного белка и полипептидного составава ФС-м в клетках D. salina
    • 4. 3. Изменения содержания пигментов в клетках D. salina
  • 5. Влияние концентрации СО2 на ЖК состав и содержание липидов D. salina
    • 5. 1. Общий ЖК состав липидов различных штаммов D. salina
    • 5. 2. Сопряженное действие СОг и света на ЖК состав липидов D. salina
  • Примечание: Здесь и далее /"" рассчитывали по формуле (Chen and Johns, 1991)
    • 5. 3. Изменения ЖК состава липидов D. salina при длительном и кратковременном воздействии высокой концентрации С
    • 5. 4. Влияние концентрации СО2 на ЖК состав и содержание индивидуальных классов полярных липидов D. salina
      • 5. 4. 1. Влияние концентрации СОг на содержание индивидуальных классов полярных липидов
      • 5. 4. 2. Влияние концентрации СОг на ЖК состав липидов тилакоидных мембран
      • 5. 4. 2. Влияние концентрации СОг на ЖК состав липидов, характерных для нехлоропластных мембран
    • 5. 5. Влияние концентрации С02 на соотношение между липидами, белками и пигментами
    • 5. 6. Влияние концентрации СОг на экспрессию гена des3-I D. salina

Влияние экстремально высокой концентрации CO2 на функциональное состояние фотосинтетического аппарата и обмен липидов Dunaliella salina (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Изменения условий окружающей среды вызывают дисбаланс темновых и световых реакциями фотосинтеза, что приводит к нарушению функциональной активности растительной клетки. Важнейшими факторами окружающей среды являются свет и СО2 — основные субстраты для световых и темновых реакций фотосинтеза. Адаптационные изменения в структурно-функциональном состоянии фотосинтетического аппарата, а также изменения в клеточном метаболизме растений в ответ на изменения освещенности, так же, как и проблема фотоингибирования хорошо изучены (Huner et al., 1998; Аллахвердиев, 2002).

Следует признать, что в отличае от широких исследований действия СО2 на организм человека и животных (Гулый, Мельничук, 1973), влияние СО2 на метаболитические процессы растительной клетки изучено гораздо в меньшей степени. Механизмы ингибирования фотосинтеза избыточной концентрацией СОг на сегодняшний день остаются неосвещенными. Снижение интенсивности фотосинтеза при высоких концентрациях СОг связывали с «наркотическим отравлением» (Рабинович, 1951). В более поздних работах ингибирование фотосинтеза объясняли с точки зрения подкисления цитоплазмы в результате образования кислых продуктов гидратации диоксида углерода (Pronina and Borodin, 1993; Sasaki et al., 1998). Микроводоросли и цианобактерии обладают гораздо более высокой устойчивостью к высоким концентрациям СОг по сравнению с высшими растениями. Увеличение концентрации СОг в окружающей среде до 1−5% активирует рост и фотосинтез микроводорослей (Сергеенко и др., 2000).

Устойчивость к ингибирующим концентрациям СОг является видоспецифичной и изменяется в широком диапазоне значений. Некоторые штаммы способны расти в атмосфере 100% СО2 (Seckbach et al., 1971; Сергеенко и др., 2000). Последнее, возможно, связано с участием этих организмов в изменении газового состава атмосферы из аноксической, богатой СО2, в кислородную и в становлении биосферы (Заварзин, 1999).

Показано, что экстремально высокая концентрация СОг, являясь стрессовым фактором, вызывает глубокие изменения в структуре (Chihara et al., 1994) и метаболизме микроводорослей, приводя к переходу клеток к специализированным биосинтезам и гипертрофированному накоплению липидов и углеводов (Сергеенко и др., 2000).

Интерес к влиянию высоких концентраций СОг на активность микроводорослей возник в последние 10−20 лет, в том числе, в связи с проектами очистки атмосферы от промышленных загрязнений с помощью микроводорослей как биофильтров, благодаря их способности к интенсивному росту в условиях повышенного содержания С02 в атмосфере.

Жирнокислотный состав фотосинтезирующих клеток в высокой степени отражает их функциональную активность и весьма чувствителен к изменению условий роста культуры. Содержание и жирнокислотный состав липидов тилакоидных мембран, посредством липид-белковых взаимодействий, обусловливают физико-химические свойства биомембран, оптимизируя функционирование пигмент-белковых комплексов, входящих в состав фотосистем к изменениям окружающей среды (Thompson, 1996; Murata and Los, 1997; Лось, 2001). Метаболизм липидов играет важную регуляторную роль в адаптации растительных клеток к стрессу (Garab et al., 2000; Клячко-Гурвич и др., 2000). Влияние повышенных концентраций СОг на липидный метаболизм растительной клетки на сегодняшний день практически не изучено. Вопрос о роли липидов в функционировании фотосинтетического аппарата в ходе акклимации растительной клетки к высокой концентрации СОг изучался впервые в данной работе.

Зеленые микроводоросли являются удобным объектом для исследований благодаря высокой скорости роста и управляемости их биосинтеза, а также сходству организации фотосинтетического аппарата и метаболизма с высшими растениями (Семененко, 1985; Thompson, 1996). Одна из популярных моделей для изучения фотосинтеза и липидного метаболизма в растительной клетке — Dunaliella salina, галофильная зеленая микроводоросль, устойчивая к изменению концентрации соли в широком диапазоне (Borowitzka et al., 1984; Ginzburg, 1987; Сабурова, 2000). Липидный состав D. salina типичен для зеленых водорослей и подобен липидному составу высших растений (Linch and Thompson, 1984; Ginzburg, 1987). Кроме того, D. salina, является важным биотехнологическим источником глицерина, /3-каротина и других соединений (Вендт, 1963; Ginzburg, 1987; Рамазанов и др., 1988).

ВЫВОДЫ.

1. Микроводоросли различаются устойчивостью к экстремально высокой концентрации СО2: Chlorella vulgaris является ССЬ-толерантным, a Dunaliella salina относится к СОг-чувствительным видам. Устойчивость D. salina к СОг повышается с увеличением интенсивности света, что связано, вероятно, с изменением баланса между темновыми и световыми реакциями фотосинтеза.

2. Изменение низкотемпературных спектров флуоресценции свидетельствует о различии в регуляции энергетического баланса фотосистем у СОг-толерантной и СОг-чувствительной микроводоросли в ответ на СОг-стресс. При повышении концентрации СОг У С. vulgaris соотношение ФС I/ФС П увеличивается, а в последующем, снижается до исходного уровня. У D. salina это соотношение уменьшается, но восстанавливается не полностью.

3. Изменения в содержании полипептидов ССК II, а также количества ХлЪ свидетельствуют о том, что в результате СОг-стресса в клетках D. salina происходит деградация ССК П, с последующим его разрастанием в ходе акклимации.

4. Ингибирующая рост концентрация СОг оказывает существенное влияние на этапы синтеза ЖК de novo, элонгации и десатурации, вызывая в клетках D. salina значительное накопление ЖК липидов при общем снижении индекса ненасыщенности ЖК.

5. При кратковременном воздействии высокой концентрации СОг в клетках D. salina существенно изменились ЖК состав и относительное содержание индивидуальных классов полярных липидов. В 4 раза увеличилось соотношение МГДГ/ДГДГ. В МГДГ увеличилось соотношение соЗ/соб кислот за счет со-3 десатурации. В ФГ существенно увеличилось содержание £-16:1ю13.

6. Стратегия акклимации D. salina к СОг-стрессу заключается в формировании новой структуры тилакоидной мембраны с сильноразвитым ССК П, обеспечивающей иное распределение энергии между фотосистемами, и, компенсирующей, вероятно, дисбаланс темновых и световых реакций фотосинтеза.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Полученные результаты свидетельствуют о значительных изменениях в структурно-функциональном состоянии фотосинтетического аппарата, а также о перестройках в липидном метаболизме микроводоросли D. salina в результате действия экстремально высокой концентрации СОг. Каков же механизм столь разностороннего влияния избытка С02 на фотоавтотрофную клетку? Некоторые авторы связывают его с непосредственным воздействием газа на липиды мембран, в которых он легко растворяется (Tsuzuki, 1990). Это приводит к изменению физико-химических свойств мембран. В ответ в клетке происходят изменения в ЖК составе мембранных липидов, компенсирующие действие СОг и восстанавливающие свойства мембран. Однако опыты по сопряженному действию света и С02, описанные в данной работе, показывают, что изменения в составе липидов в ответ на избыток СОг тем больше, чем больше недостаток освещенности. Это значит, что ингибирующее действие на клетку оказывает сопряжение избытка субстрата и недостатка энергии для его утилизации, вызывающее дисбаланс темновых и световых реакций фотосинтеза в клетке.

На рис. 21 представлена гипотетическая модель акклимации микроводорослей к повышенному содержанию С02. Повышенные концентрации СОг оказывают противоположное действие на функциональное состояние фотосистем у СОг-чувствительной D. salina и СОг-толерантных С. vulgaris и С. littorale. По-видимому, в начальный момент после подачи избытка СОг в клетках обоих типов возникает дисбаланс темновых и световых реакций фотосинтеза. Возможно, это связано с подкислением внутриклеточных компартментов.

Стратегией клеточной адаптации является восстановление баланса темновых и световых реакций фотосинтеза, требующее, как правило, оптимизации структурно-функционального состояния фотосинтетического аппарата клетки. Липиды биомембран являются модуляторами функциональной активности мембранных белков. При адаптации фотоавтотрофов к изменениям условий окружающей среды за счет изменения в ЖК составе и содержании липидов, меняются физико-химические свойства биомембран, а значит и функциональная активность интегральных белковых комплексов. Сопоставление динамики изменений в структурно-функциональном состоянии фотосинтетического аппарата D. salina в ходе акклимации к экстремально высокой концентрации С02 с процессами в липидном метаболизме микроводоросли делает очевидным связь между ними.

Избыток СО2, поступающий в клетку при недостатке энергии для его утилизации, по-видимому, приводит, в первую очередь, к деградации ССК II и ФС I (рис. 21). Интересно, что в отличие от общепринятого представления о преимущественном повреждении ФС II по сравнению с ФС I под действием различных стрессов (Аллахвердиев, 2002), нами установлено, что экстремально высокая концентрация СОг оказывает более сильный повреждающий эффект на ФС I, демонстрируя специфическую реакцию акклимации клеток D. salina. При деградации мембранных белков нарушается и структура липидного матрикса. Изменение структуры тилакоидных мембран, выражающееся в ослаблении взаимосвязей между компонентами и отделении фрагментов мембран в виде везикул, наблюдали ранее в клетках D. salina при действии умеренного температурного стресса (Linch et al., 1982; Клячко-Гурвич и др., 1997).

Через сутки действия экстремально высокой концентрации СОг, в то время, как содержание полипептидов и Хл в составе ССК II снизилось, наблюдалось увеличение содержания £" -16:1ш 13, что явилось необходимым условием восстановления ССК П и его последующего разрастания. Эта ЖК, по-видимому, обеспечивает сборку олигомерной структуры ССК II, а также играет роль во встраивании вновь синтезированных D1 белков в ФС II (Kruse et. al., 2000). В то время, как содержание белка в ФС I и ее относительный энергетический вклад резко снизились, произошло увеличение содержание МГДГ, а также усиление его со 3-десатурации. Увеличение количества МГДГ, по-видимому, свидетельствует об увеличении доли обращенных гексагональных структур по сравнению с бислойной структурой, а значит о значительных перестройках липидного матрикса тилакоидных мембран. Возможно, что регулятором образования новой структуры ФС I служила непосредственно соЗ-десатураза, которая, как полагают, функционирует сопряженно с электронтранспортной цепью и активация которой показана в данной работе (Клячко-Гурвич и др., 2000).

Изменения в липидном метаболизме, по-видимому, играют важную роль в репарации и стабилизации структуры фотосинтетического аппарата, являясь как бы первым шагом в акклимационной стратегии клетки. Эти изменения обеспечили новое структурно-функциональное состояние фотосинтетического аппарата в условиях экстремально высокой концентрации СО2, которое характеризуется низким соотношением максимумов флуоресценции хлорофилла ФС I/ФС П и разросшимся.

ССК П. Снижение общего /"" связано, возможно, с повышением стабильности структуры фотосинтетического аппарата (Harwood and Jones, 1989; Busheva et al., 2000).

В клетках С02-толерантных С. vulgaris и С. littorale, происходит переход состояний, обеспечивающий усиление циклического фотофосфорилирования (Iwasaki et al., 1998; Pesheva et al., 1998; Демидов и др. 2000; Satoh et al., 2002). Это позволяет клетке тратить большое количество энергии АТФ на поддержание внутриклеточного рН. В ходе акклимации восстанавливается исходное распределение энергии ФС-м.

Судя по изменениям ультраструктуры клеток СОг-устойчивых штаммов (Seckbash et al., 1971; Chichara et al., 1994) под действием экстремально высоких концентраций СОг, можно предположить значительные изменения в составе и содержании мембранных липидов клеток этих микроводорослей (Tsuzuki et al., 1990). Однако, изменения в ЖК составе занимают часы и дни, а переход состояний происходил у С. littorale через 10−20 мин (Демидов и др., 2000). Несмотря на это, изменения в функциональной активности фотосинтетического аппарата этих типов микроводорослей существенно различаются. Данное исследование делает очевидным существование у D. salina иного механизма адаптации к экстремально высокой концентрации С02, нежели у С02-толерантных микроводорослей.

Данные этой работы свидетельствуют о том, что в клетках D. salina происходит существенное повреждение ФС I и ССК II и перераспределение энергии в пользу ФС II. В ходе длительной акклимации происходят обратные изменения, приводящие к образованию новой структуры фотосинтетического аппарата, оптимизированной к повышенному содержанию СОг. Важную роль при этом играет липидный метаболизм D. salina.

Рие.21. Модель акклимации СО2-толерантных и CCh-чувствительных микроводорослей к высоким концентрациям СО-. TCP — тем новые и световые реакции фотосинтеза.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.А., Семененко В. Е. Интенсивная культура Dunaliella salina Teod. и некоторые ее физиологические характеристики. Физиология растений. 1979. Т. 21. с. 1145 1153.
  2. С.Т., Пронина Н. А., Семененко В. Е., Георгиев Д. И., Пешева И. С. Карбоангвдразная активность и усвоение бикарбонатного иона клеток Chlorella и Scenedesmus. Хидробиология, 1984, Т. 20, с. 16 17.
  3. С.И., Пронина Н. А., Фалькович Т. Н., Климов В. В., Семененко В. Е. Фотоинактивация фотохимической активности препаратов фотосистемы II, изолированных из клеток Dunaliella salina. Физиология растений, 1993. Т. 40, с. 199 203.
  4. С.И. Функциональная организация и инактивация фотосистемы П. Дисс. на соиск. ст. д.б.н. ИФР РАН. М: 2002.
  5. Дж.А., Бьюкенен Б. Б. Пути фиксации углерода у растений и бактерий. В книге: Фотосинтез (в 2-х тт.) Пер. с англ. / Под ред. Говинджи. М.: Мир, Т. 2, с. 207 242.
  6. Н.Г., Джибладзе Т. Г. Влияние повышенных температур на фотосинтетическую активность у интактных листьев ячменя при низких и высоких освещенностях. Физиология Растений, 2002. Т. 49, с. 371−375.
  7. С.Д., Гуревич К. Г. Биокинетика. Практический курс. М.: «Фаир-Пресс». 1999, 720с.
  8. В.П. Новый перспективный источник получения каротина (водоросль D. salina). Витаминные ресурсы и их использование, 1963, Т. 6, с. 156 159.
  9. Ю. Регуляция рибулозобисфосфаткарбоксилазы: влияние параметров частных реакций на скорость карбоксилирования/оксигенирования. Физиология растений, 2000, Т. 49, с. 814−820.
  10. М.Г. и Семененко В.Е. Интенсивная культура одноклеточных водорослей. Под ред. Ничипоровича А. А. М: АН СССР. 1962.
  11. В.Ф., Ладыгина М. Е., Хандобина JI.M. Большой практикум по физиологии растений. М.: Высш. шк., 1975. 392 с.
  12. М.Ф., Мельничук Д. А. Значение углекислоты в обмене веществ у животных. Украин. Биохим. журнал, 1973. Т. 45, с. 489 510.
  13. В.П. Полярные липиды и жирные кислоты морских микроводорослей. Дисс. на соиск. уч. ст. к. б. н. Владивосток. 1987
  14. Е.А., Бухов Н. Г. Влияние повышенных температур на активность альтернативных путей фотосинтетического транспорта электронов в листьях ячменя и кукурузы. Физиология растений, 2002. Т. 49, с. 645 655.
  15. А.Н. Организация метаболитических процессов растений в условиях дефицита кислорода и повышенного содержания углекислого газа Дисс. на соиск. ст. д.б.н. ВГПУ. Воронеж: 1996.
  16. А.В. и Верещагин А.Г. Современные методы экстракции, очистки и предварительного фракционирования полярных липидов растений. Физиология растений, 1980. Т. 27, с. 171−188.
  17. Г. А. Становление Биосферы. Вестник Российской академии наук. 2001. Т. 21, с. 988- 1001.
  18. Каталог культур микроводорослей в коллекциях СССР. М: ИФР РАН, 1991.
  19. Кейтс. Техника липидологии. М: Мир, 1975. с. 275.
  20. Клячко-Гурвич Г. Л., Цоглин JT.H., Семенова А. Н. К вопросу об участии моногалактозилдиацилглицеринов (МГДГ) с различным составом жирных кислот в организации мембран хлоропласта. Физиология растений, 1981, Т. 28, с. 510 518.
  21. Клячко-Гурвич Г. Л., Пронина Н. А., Фурнаджиева С., Рамазанов З. М., Петков Г. Действие субоптимальной температуры на липидный состав и состояние мембран Dunaliella salina. Физиология растений, 1997. Т. 44. с. 212- 221.
  22. Клячко-Гурвич Г. Л., Пронина Н. А., Ладыгин В. Г., Цоглин Л. Н., Семененко В. Е. Разобщенное функционирование отдельных фотосистем I. Особенности и роль десатурации жирных кислот. Физиология растений, 2000, Т. 47. с. 688—698.
  23. В.Г. Структурно-функциональная организация фотосистем в хлоропластах Chlamydomonas reinhardtii. Физиология растений, 1998. Т. 45, с. 1 -22.
  24. Э. Физиология растений. М: «Мир» 1976.
  25. Д.А. Структура, регуляция экспрессии и функционирование десатураз жирных кислот. Успехи биол. химии, 2001. Т. 41. с. 163 198.
  26. А.А., Мурадян Е. А., Лось Д. А. Молекулярное клонирование и стресс-зависимая экспрессия гена соЗ-десатуразы жирных кислот из клеток микроводоросли Dunaliella salina. Физиология растений, 2003. Т. 50. № 3. (в печати).
  27. С.В. Роль липидных компонентов мембран тилакоидов в функционировании фотосинтетического аппарата и адаптации к условиям внешней среды. Физиол. и биохим. культ, раст. 1987. Т. 19. с. 29 -41.
  28. Орт Д.Р., Говинджи. Общие представления о преобразовании энергии при фотосинтезе. В книге: Фотосинтез (в 2-х тт.). Пер. с англ./Под ред. Говинджи. 1987. М.: Мир, т. 1, с. 8−82.
  29. Орт Д.Р., Меландри Б. А. Механизм синтеза АТФ. В книге: Фотосинтез (в 2-х тт.). Пер. с англ./Под ред. Говинджи. 1987. М.: Мир, т. 2, с. 7−60.
  30. Остерман. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот: электрофорез и ультрацентрифугирование (практическое пособие). 1981. М.: Наука. /
  31. Г. Д., Клячко-Гурвич Г.Л., Фурнаджиева С. Т., Пронина Н. А. Генотипические и фенотипические изменения жирнокислотного состава липидов у штаммов Dunaliella salina. Физиология растений, 1990, Т. 37, с. 356 360.
  32. Н.А., Аллахвердиев С. И., Куприянова Е. В., Клячко-Гурвич Г.Л., Климов В. В. Локализация карбоангидразы в субхлоропластных частицах гороха Физиология растений, 2002, Т. 49, с. 341 -349.
  33. Рам азанов Э.М., Клячко-Гурвич Г. Л., Ксенофонтов А. Л., Семененко В. Е. Влияние субоптимальной температуры на содержание Д-каротина и липидов у галофильной водоросли Dunaliella salina. Физиология растений, 1988. Т. 35, с. 864 872.
  34. Е.А., Авсеенко Н. В., Симонова Н. Б., Елфимова Л. И., Пронина Н. А., Семененко В. Е. Функциональные особенности лактатдегидрогеназы Dunaliella salina и ее роль в синтезе глицерина. Физиология растений, 2000. Т. 47, с. 865 876.
  35. В.Е. Саморегулирование физиологических функций и управление биосинтезом фотосинтезирующих клеток. «Новые направления в физиологии растений.» Под. ред. Курсанова А. Л. М. «Наука», 1985. с. 84 104.
  36. Сергеенко Т. В, Мурадян Е. А., Пронина Н. А., Клячко-Гурвич Г. Л, Мишина И. М., Цоглин Л. Н. Влияние экстремально высокой концентрации СОг на рост и биохимический состав микроводорослей. Физиология растений, 2000. Т. 47, с. 722 729.
  37. Т.Ф., Тупик Н. Д., Черня В. Ф. Зависимость липидного состава Spirulina platensis (Nordst.) Geitl. От способа энергетического существования культуры. От фотоавтотрофии к фотогетеротрофии. Альгология. 1996. Т. 6, с. 133 139
  38. Т.Н., Пронина Н. А., Семененко В. Е. Лектиноподобные свойства полипептвдов светособирающего комплекса фотосистемы I Dunaliella salina IPPAS D-209. Физиология растений, 1994, Т. 41, с. 184 189.
  39. . Дж., Уокер Д. Фотосинтез СЗ- и С4-растений: механизм и регуляция. М: «Мир», 1986, с. 454. у
  40. М.И. Физиолого-биохимические особенности одноклеточной красной водоросли Porphyridium cruentum как продуцента полиненасыщенных жирных кислот. Дисс. на соиск. уч. ст. к.б.н. Владивосток. 1988.
  41. Allen K.D., Staehelin L.A. Polypeptide composition, assembly and phosphorylation patterns of the photosystem II antenna system of Сhlamydomonas reinhardtii. Planta, 1994. V. 194, p. 42 -54.
  42. Allen J. Protein phosphorylation in regulation of photosynthesis. Biochim. Biophys. Acta, 1995, V. 1098, p. 275−335.
  43. Badour S.S., Irvine B.B. Activities of Photosystems I and П in Chlamydomonas segnis adapted and adapting to air and air-enriched with carbon dioxide. Bot. Acta, 1990. V. 103, p. 149 154.
  44. M.R., Price G.D. СОг concentrating mechanisms in cianobacteria: molecular components, their diversity and evolution. J. Exp. Bot., 2003. V. 54, p. 609 622.
  45. Banet G., Pick U., Zamir A. Light-harvesting complex П pigments and proteins in association with Cbr, a homolog of higher plant early light-inducible proteins in the unicellular green alga Dunaliella. Planta, 2000, V. 210, p. 947 955.
  46. Baroly I., Melis A. Photoinhibitory damage is modulated by the rate of photosynthesis and by the photosystem II light-harvesting chlorophyll antenna size. Planta, 1998. V. 205, p. 288 296.
  47. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can. J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37, p. 911 917.
  48. Borowitzka L. J., Borowitzka M. A. and Moulton T. P. The mass culture of Dunaliella salina for fine chemicals: from laboratory to pilot plant. Hidrobiologia, 1984, V. 116/117, p. 115 134.
  49. Browse J., Lighter J., Mc Conn M. Membrane lipid structure and plant function: what are the relationships? In Plant lipid metabolism ed. by Kader J.-C. and Mazliak V. Dordrecht / Boston / London.: Kluwer Academic Publishers. 1995.
  50. Bruse B.D., Malkin R. Structural aspects of photosystem I from D. salina. Plant Physiology, 1988. V. 88. p. 1204−1206.
  51. Busheva M., Andreeva A., Apostolova E. Effect of modification of light-harvesting complex II on fluorescence properties of thylakoid membranes of Arabidopsis thaliana. J. Photochem. Photobiol, 2000. V. 56, p. 78 84.
  52. Chen F., Johns M. Effect of C/N ratio and aeration on the fatty acid composition of heterotrophyc Chlorella sorokiniana. J. Appl. Phycol., 1991. V. 3. p. 203 209.
  53. Chihara M., Nakayama Т., Inouye I., Kodama M. Chlorococcum littorale, a new marine green coccoid alga (Chloroccales, Chlorophyceae). Arch. Protistenkd., 1994. V. 144, p. 227−235.
  54. Chitnis P.R. Photosystem I: function and physiology. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 2001. Vy 52, p. 593−626.
  55. В., Jahns P., Trebst A. /З-carotene to zeaxantin conversion in the rapid turnover of the Dl-protein of photosystem II. FEBS Letters, 1998. V. 424, p. 267 270.
  56. Dubacq J.P. and Tremoliers A. Occurrence and function of phosphatidylglycerol containing ДЗ-trans-hexadecenoic acid in photosynthetic lamellae. Physiol. Veg., 1983, V. 21, p. 293 312.
  57. Eichenberger W. Betaine lipids in lower plants. Distribution of DGTS, DGTA and phospholipids, and the intracellular localization and site of biosynthesis of DGTS. Plant Physiol, and Biochem., 1993, V. 31, p. 213−221.
  58. Eichenberger W., Araki S., Muller D.G. Betaine Lipids and Phospholipids in Brown Algae. Phytochemistry., 1993. V. 34. p. 1323 1333.
  59. Fragata M., Nenonene E.K., Maire V., Gabashvili I.S. Structure of the phosphatidil-glycerol-photosystem П complex studied by FT-IR spectroscopy. Mg (II) effect on the polar head group of phosphatidilglycerol. J. Mol. Structure, 1997. V. 405, p. 151 158.
  60. Fried A., Tietz A., Ben-Amotz A. and Eichenberger W. Lipid composition of the halotolerant alga, Dunaliella bardawil. Biochim. Biophis. Acta. 1982. V. 713. p. 419 426.
  61. Fromme P., Jordan P., Kraub N. Structure of photosystem I. Biochem. Biophys. Acta., 2001. V. 1507. p. 5−31.
  62. Garab G., Lohner K., Laggner P. and Farkas T. Self-regulation of the lipid content of membranes by non-bilayer lipids: a hypothesis. Trends in Plant Science, 2000. V. 5, p. 484 494.
  63. Ginzburg M. Dunaliella-. a Green alga adapted to salt. Adv. in Botanical Research., 1987. V. 14, p. 15−123.
  64. Gorter E., Grendel F. On biomolecular layers of lipoids on the chromocytes of the blood. J. Exp. Med., 1925, V. 41, p. 439 443.
  65. Good N.E. Carbon dioxide and the Hill reaction. Plant Physiol. 1963 V. 38, 298−304.
  66. Govindjee, Xu C., van Rensen, J.J.S. On the requirement of bound bicarbonate for photosystem II activity. Zeitschrifl fur Naturforsch. C-A. J. Biosciences, 1997. V. 52, p. 24 32.
  67. Gray G.R., Chauvin L-P, Sarhan F., Huner N.P.A. Cold acclimation and freezing tolerance. A complex interaction of liht and temperature. Plant Physiol., 1997. V. 114. p. 467 474.
  68. Guern J., Felle H., Mathieu Y., Kurkdjian A. Regulation of intrcellular pH in plant cells. International review of cytology. 1991. V. 127. p. Ill 173.
  69. Guler S., Seeliger A., Hartel H., Renger C., Benning C. A new mutant of Synechococcus sp. PCC7942 deficient in the sulfolipid sulfoquinovosil diacylglycerol. J. Biol. Chem., 2000, V. 271. p. 7501−7507.
  70. Hagio M., Gombos Z., Varkonyi Z., Masamoto K., Sato N., Tsusuki M., Wada H. Direct evidence for requirement of phosphatidylglycerol in photosystem II of photosynthesis. Plant physiol., 2000 V. 124, p. 795 804.
  71. Handbook of Microalgal Mass Culture. Ed. Richmond. Florida: CRC Press, 1986.
  72. Hartel H., Lokstein H., Dormann P., Grimm В., Benning Ch. Changes in the composition of the photosynthetic apparatus in the galactohpid-deficient dgdl mutant of Arabidopsis thaliarta. Plant Physiol., 1997. V. 115. p. 1175 1184.
  73. Harwood J.L. and Jones A.L. Lipid metabolism in alga. Adv. in Botanical Research. 1989, V. 16, p. 1−53.
  74. Heinz E. Enzymatic reactions in galactolipid biosynthesis. In: Lipids and Lipid Polymers in Higher plants. Ed. By M. Tevini and H. K. Lichtenthaler. New York: Springer-Verlag-Berlin-Heidelberg. 1977.
  75. Huner N.P.A., Oquist G., Sarhan F. Energy balance and acclimation to light and cold. Trends in plant science, 1998. V. 3, p. 224 230.
  76. Iwasaki I., Hu Q., Kurano N., Miyachi S. Effect of extremely high C02 stress on energy distribution between photosystem I and photosysten II in a «high- CO2» tolerant green alga
  77. Chlorococcum littorale and the intolerant green alga Stichococcus bacillaris. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 1998. V. 44. p. 184 190.
  78. Iwasaki I., Hu Q., Kurano N., Miyachi S. Effect of high CO2 stress on photosysten II in a greenalga Chlorococcum littorale, wich has a tolerance to high CO2 J. Photochem. Photobiol. B:
  79. Biol., 1996.V. 36. p. 327 332.
  80. Kim J.H., Nemson J.A., Melis A. Photosystem II reaction center damage and repair in Dunaliella salina (green alga). Analysis under physiological and irradiance stress conditions. Plant Physiol., 1993. V. 103, p. 181−189.
  81. Kiseleva L.L., Horvath I., Vigh L., Los D.A. Temperature-indueced specific lipid desaturation in the thermophylic cyanobacterium Synechococcus vulcanus. FEMS Lett., 1999. V. 175, p. 179 -183.
  82. Kiseleva L.L., Serebriiskaya T.S., Horvath I., Vigh L., Lyukevich A.A., Los D.A., Expression of the gene for the A9 acil-lipid desaturase in the thermophilic cyanobacterium. J. Mol. Microbiol. Biotechnol., 2000 V. 2, p. 331 338.
  83. Klimov V.V., Baranov S.V., Allakhverdiev S.I. Bicarbonate protects the donor side of the photosystem II against photoinhibition and thermoinactivation. FEBS Letters, 1997. V. 418, p. 243−246.
  84. Klimov V.V., Baranov S.V. Bicarbonate requirment for the water-oxidizing complex of photosystem II. Biochim. Biophys. Acta., 2001. V. 1503, p. 187 196.
  85. Klyachko-Gurvich G.L., Tsoglin L.N., Doucha J., Kopetskii J., Shebalina I.B., Semenenko V.E. Desaturation of fatty acids as a response to shifts in light intensity. Physiol. Plantarum, 1999. V. 107. p. 240−249.
  86. Kodama M., Iremoto H., Miyachi S.A. New Species of highly C02-tolerant Fast Growing Marine Microalga Suitable for High Density Culture. J. Mar. Biotecnol., 1993. V. 1. p. 21 25.
  87. Kruse O, Schmid G.H. The role of phosphatidylglycerol as a functional effector and membrane ancor of the Dl-core peptide from photosystem II-particles of the cyanobacterium Oscillatoria chalybea. Naturforforsch, 1995. V. 50. p. 380 390.
  88. Kruse O., Hankamer В., Koncrak C., Gerle Ch., Morris Ed., Radunz A., Schmid G. H., Barber I. Phosphatidildyglicerol is involved in the dimerization of photosystem П. J. Biol. Chem., 2000. V. 275, p. 6509−6514.
  89. Kuksis A. Routine chromatography of simple lipids and their constituents. Chrom. J., 1977. V. 143, p. 3−30.
  90. Ktihlbrandt. Structure and function of the plant light-harvesting complex, LHC-II. Current opinion in structural biology, 1994. V. 4, p. 519 528.
  91. Lee A.G. Membrane lipids: Its only a phase. Current Biology, 2000. V. 10, p. R377 R380.
  92. Levy H., Tal Т., Shaish A., Zamir A. Cbr, an Algal homolog of plant early light-induced proteins, is a putative zeaxanthin binding protein. J. Biol. Chem, 1993. V. 28, p. 20 892 20 896.
  93. Linch D.V., Thompson G.A.Jr. Microsomal phospholipid molecular species alterations during low temperature acclimation in Dunaliella salina. Plant Physiol., 1984, V. 74, p. 193 197.
  94. Linch D.V., Thompson G.A.Jr. Low temperature induced alterations in the chloroplast and microsomal membranes Dunaliella salina. Plant Physiol., 1982. V. 69. p. 1369 1375.
  95. Los D.A., Ray M.K. and Murata N. Differences in the control of the temperature-dependent expression of four genes for desaturases in Synechocystis sp. PCC6803. Mol. Microbiol., 1997. V. 25, p. 1167- 1175.
  96. Los D.A., Murata N. Structure and expression of fatty acid desaturases. Biochim. Biophys. Acta, 1998. V. 25, p. 1167- 1175.
  97. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin reagent. J. Biol. Chem., 1951. V. 193. p. 265−275.
  98. Masuda Т., Polle J.E.W., Melis A. Biosynthesis and distribution of chlorophyll among the photosystems during recovery of the green alga Dunaliella salina from irradiance stress, Plant Physiol., 2002 V. 128, p. 603 614.
  99. Mouradian E.A., Klyachko-Gurvich G.L., Pronina N A. Lipid metabolism of Spirulina platensis under C02-stress. In «Advances in Plant Lipid Research"/ Eds Sanchez J., Cerda-Olmedo E., Matinez-Force E. Seville: Universidad de Sevilla. 1998. p. 511 513.
  100. Murata N, Sho-Ichi H, Fujimura Y. Glycolipids in various preparations of photosystem II from spinach chloroplast. Biochim Biophys Acta, 1990. V. 1019, p. 261 268.
  101. Murata N., Wada H. Acyl-lipid desaturases and their importance in the tolerance and acclimatization to cold of cyanobacteria. Biochem. J., 1995, V 308, p. 1 8.
  102. Murata N., Los D.A. Membrane fluidity and temperature perception. Plant Physiol., 1997. V. 115, p. 875−879.
  103. Murphy D.I. The importance of non-polar bilayer regions in photosynthetic membranes and their stabilization by galactolipids. FEBS Letters, 1982. V.150, p. 19 26.
  104. Murphy D.I. The molecular organisation of the photosynthetic membranes of the photosynthetic membranes of higer plants. Biochim. Biophis. Acta, 1986, V. 864, p. 17 45.
  105. Negoro M., Shoji N. Makita Т., Uchiumi M. Growth characteristics of microalgae in high concentration C02 gas, effects of culture medium trace components, and impurities thereom. Appl. Biochem. Biotechnol., 1992. V. 34/35, p. 681 692.
  106. Nishida I., Murata N. Chilling sensitivity in plants and cyanobacteria: The crucial contribution of membrane lipids. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 1996, V. 47, p. 541 568.
  107. Norman H.A. and Thompson G.A. Quantitative analisis of Dunaliella salina diacylglyceryltrimethyl homoserine and its individual molecular species by high performance liquid chromatography. Plant Science, 1985, V. 42, p. 83 87.
  108. Ohkawa H., Sonoda M., Katoh, Ogawa T. The use of mutants in the analisis of the C02-concentrating mechanism in cyanobacteria. Can. J. Bot., 1999. V. 76, p. 1035 1042.
  109. Ohlrogge J. Browse J. Lipid Biosynthesis. The Plant Cell, 1995. V. 7, p. 957 970.
  110. Ott Tli., Clarke J., Birks K., Johnson G. Regulation of the photosynthetic electron transport chain. Planta, 1999. V. 209, p. 250 258.
  111. Oh-hama Т., Siebelt F., Furihata K., Sato H., Miyachi. 31P-NMR studies on inorganic polyphosphates in microalgae. J. Phycol., 1986. V. 22. p. 485 490.
  112. Peeler Th., Stephenson M., Einspahr K., Thompson G. Lipid characterization of an enriched plasma membrane fraction of Dunaliella salina grown in media of varying salinity. Plant Physiology, 1989, V. 89, p. 970 976.
  113. Pesheva I., Kodama M., Dionisio-Sese M.L., Miyachi S. Changes in photosynthetic charachtiristics induced by transferring air-grown cells of Chlorococcum littorale to high-C02 conditions. Plant Cell Physiol., 1994, V. 35. p. 379 387.
  114. Pronina N.A. and Borodin V.V. СОг stress and C02 concentration mechanism: investigation by means of photosystem-deficient and carbonic anhydrase- deficient mutants of Chlamydomonas reinhardtii. Photosynthetica, 1993. V. 28, p. 515 522.
  115. Quinn P.I. Principles of membrane stability and phase behavior under extreme condition. J. Bioenerg. Biomembr., 1989. V. 21. p. 3 19.
  116. Roughan P.G., Slack C.R. Cellular organization of glycerolipid metabolism. Ann. Rev. Biochem. 1982, V. 33, p. 97- 132.
  117. Roughan P.G., Slack C.R., Holland R. Generation of phosholipid artefacts during extraction of developing soybean seeds with methanolic solvents. Lipids. 1978. V. 13. p. 497 503.
  118. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, Cold Spring Laboratory Press, New York: 1989.
  119. Sandermann H. Regulation of membrane enzymes by lipids. Biochimica et Biophisica acta., 1978, V. 505, p. 209−237.
  120. Sasaki Т., Pronina N.A., Maeshima M., Iwasaki I., Kurano N., Miyachi S. Development of vacuoles and vacuolar H±ATP-ase activity under extremely high-СОг conditions in Chlorococcum littorale cells. Bot. Acta., 1998. V. 111. p. 1 8.
  121. Sato N., Murata N., Miura Y., Veta N. Effect of growth temperature on lipid and fatty acid compositions in the blue green algae, Anabaerta variabilis and Anacystis nidulans. Bioch. Biophys. Acta., 1979, V. 572, p. 19 — 28.
  122. Sato N. Furya M. Isolation and identification of diacylglyctryl-04'-(N, N, N,-trirnethyl)-homoserine from the Fern Adiantum capillus-veneris L. Plant&Cell Physiol., 1983. V. 24, p. 1113 1120.
  123. Sato N. Dual role of methionine in the biosynthsis of diacylglyceryltrimethylhomoserine in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiol., 1988. V. 86, p. 931 934.
  124. Sato N. Betaine Lipids. Bot. Mag., 1992, V. 105, p. 185 197.
  125. Satoh A., Hagio M., Wada H., Tsuzuki M. Requirment of phosphatidilglycerol for photosynthetic function in thylakoid membranes. Proc. Natl. Acad Sci. USA, 2000. V. 97, p. 10 655−10 660.
  126. Seckbach J. Size, composition and fine structure of Cyanidium caldarium cultured under pure C02. Israel J Bot., 1971. V. 20, p. 302 310.
  127. Seckbach J., Gross H., Nathan M.B. Growth and Photosynthesis of Cianidium Caldarium Cultured under Pure C02. Israel J. Bot., 1971. V. 20. p. 84 90.
  128. Sheffer M., Fried A., Gottlieb H., Tietz A., Avron M. Lipid composition of the plasma-membrane of the halotolerant alga Dunaliella salina. Biocimica Biophysica Acta, 1986, V. 857, p. 165 -172.
  129. Shimojina M., Ohta H., Iwamatsu A., Masuda Т., Shioi Y., Takamiya A. Cloning of the gene for monogalactasyldiacylglycerol synthase and its evolutionary origin. Proc. Nathl. Acad. Sci. USA., 1997. V. 94, p. 333−337.
  130. Smith FA and Reid RJ. Biophysical and Biochemical regulation of cytoplasmic pH in Chara corallina during acid loads. J. Exp. Bot., 1991. V. 42, p. 173 182
  131. Somerville Ch., Browse I. Plant Lipids: Metabolism, Mutants, and Membranes. Science, 1991. V. 252. p. 80−87.
  132. Tanaka A., and Melis A. Irradiance-dependent changes in the size and composition of the chlorophyll a-b light-harvesting complex in the green alga Dunaliella salina. 1997. Plant Cell Physiol., V. 38. p. 17 24.
  133. Thompson G.A.Jr. Lipids and membrane function in green algae. Biochim. Biophis. Acta, 1996. V. 1302. p. 17−45.
  134. Tornabene T.G., Holzer G., Peteron S.L. Lipid profile of the halophilic alga, Dunaliella salina. Biochym. Biophys. Acta., 1980. V. 96, p. 1349 1356.
  135. Tremolieres A., Dainese P. and Bassi R. Heterogenous lipid distribution among chlorophyll-binding proteins of photosystem! in maize mesophyll chloroplasts. Eur. J. Biochem., 1994. V. 221. p. 721−730.
  136. Tsuzuki M., Ohnuma E., Satoh A., Takaku S., Kanagochi N. Effects of C02 concentration during growth on fatty acid composition in microalgae. Plant Phisiol., 1990. V. 93, p. 851 856.
  137. Vasilikiotis Ch., Meiis A. Photosystem П reaction center damage and repair cycle: chloroplast acclimation strategy to irradiance stress. Proc. Nad. Acad. Sci. USA., 1994. V. 91, p. 7222 -7226.
  138. Vaskowsky V.E. and Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containing phosphatidylglyctrol. J. of HRC&CC., 1979 V 2, p. 671 672.
  139. Vigh L., Joo F., Droppa M., Horvath L.I., Horvath G. Modulation of chloroplast membrane lipids by homogenous catalytic hydrogenation. 1985. Eur. J. Biochem., V. 147, p. 477 481.
  140. Wada H. and Murata N. Synechocystis PCC 6803 mutants defective in desaturation of fatty acids. Plant Cell Physiology, 1989, V. 30, p. 971 978.
  141. Webb M.B., Meiis A. Chloroplast response in Dunaliella salina to irradience stress. Effect on thylacoid membrane protein assembly and function. Plant Physiol., 1995. V. 107, p. 885 893.
  142. Whitmarsh and Govindjee, 1998. The Photosynthetic Process: http://www.life.uiuc.edu/govindjee/paper/gov.html.q d
  143. РОССИЙСКАЯ государственная БИБЛИОТЕКА1. U-s- 03
Заполнить форму текущей работой

На отлично!