Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris) , отличающихся по экспрессии признака ЦМС

Диссертация: Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris) , отличающихся по экспрессии признака ЦМС
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Впервые у сахарной свеклы показано наличие субстехиометрических количеств некоторых субгеномных форм мтДНК и проведена оценка их относительного количества. Выявлена гетероплазмия и вариации в соотношениях Nи S-специфичных маркерных последовательностей мтДНК в апозиготических потомствах пыльцестерильных растений. Проведена оценка уровня гетероплазмии, а также стехиометрических соотношений… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Митохондриальный геном высших растений: структура и репликация
      • 1. 1. 1. Физическая структура и репликация мтДНК высших растений
      • 1. 1. 2. Последовательности митохондриального генома растений
    • 1. 2. Экспрессия митохондриальных генов высших растений и ее регуляция
      • 1. 2. 1. Регуляция на уровне транскрипции
      • 1. 2. 2. Этапы процессинга РНК в митохондриях растений. Регуляция экспрессии на этапе посттранскрипционных модификаций РНК
      • 1. 2. 3. Регуляция экспрессии, опосредованная структурой митохондриального генома
      • 1. 2. 4. Трансляция митохондриальных генов растений. Регуляция экспрессии на трансляционном и посттрансляционном уровне
    • 1. 3. Признак ЦМС у высших растений
      • 1. 3. 1. Источники ЦМС-форм
      • 1. 3. 2. Система генетического контроля ЦМС
        • 1. 3. 2. 1. Ядерные гены системы генетического контроля ЦМС
        • 1. 3. 2. 2. Митохондриальные генетические факторы, вовлеченные в формирование ЦМС. J^
        • 1. 3. 2. 3. Митохондриальные ЦМС-ассоциированные локусы и предполагаемые молекулярные механизмы развития ЦМС
      • 1. 3. 4. ЦМС у сахарной свеклы (Beta vulgaris) и ее молекулярные основы
        • 1. 3. 4. 1. Характеристика признака и система его генетической регуляции
        • 1. 3. 4. 2. Митохондриальный геном сахарной свеклы и особенности его структуры и экспрессии в разных типах цитоплазмы
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Материалы
      • 2. 1. 1. Реактивы, олигонуклеотиды и клонированные последовательности
      • 2. 1. 2. Растительный материал
    • 2. 2. Методы
      • 2. 2. 1. Конструирование клонотек мтДНК
      • 2. 2. 2. Выделение нуклеиновых кислот
      • 2. 2. 3. Полимеразная цепная реакция
      • 2. 2. 4. Лигирование, трансформация и рестрикционный анализ
      • 2. 2. 5. Гибридизационные методы
      • 2. 2. 6. Обратная транскрипция
      • 2. 2. 7. Секвенирование
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Анализ ассоциированных с признаком ЦМС отличий структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы в районах нескольких генов-кандидатов
    • 3. 2. Использование модифицированного RAPD-анализа мтДНК сахарной свеклы для поиска детерминант ЦМС
    • 3. 3. Структурные вариации митохондриального генома сахарной свеклы в районах гена rps3 и ог/215, ассоциированные с признаком ЦМС
    • 3. 4. Вариации структуры и спектров транскрипции мтДНК в апозиготических потомствах пыльцестерильных растений сахарной свеклы
    • 3. 5. Оценка уровня гетероплазмии мтДНК сахарной свеклы в материалах с высокой изменчивостью признака ЦМС с помощью ПЦР в реальном времени
  • ВЫВОДЫ

Вариации структуры и транскрипции митохондриального генома растений сахарной свёклы (Beta vulgaris) , отличающихся по экспрессии признака ЦМС (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Большая часть данных, касающихся ядерно-цитоплазматических взаимоотношений у цветковых растений, получена при изучении признака цитоплазматической мужской стерильности (ЦМС), выражающегося в формировании пыльников с абортивной пыльцой в результате взаимодействия генов ядра и митохондрий.

У культурной сахарной свёклы {Beta vulgaris L.) с ЦМС Оуэновского типа мужскостерильный фенотип (msO) реализуется при сочетании мтДНК S-типа и рецессивных аллелей как минимум двух ядерных #/:генов — восстановителей фертильности (Frj/fri, Fr2/fri) в гомозиготном состоянии. мтДНК S-типа характеризуется отличиями от мтДНК нормального (N-) типа в структуре и копийности ряда последовательностей, а также наборе продуктов их экспрессии. Одинаковый набор структурных отличий мтДНК выявлен у всех независимо выделенных ЦМС-форм сахарной свеклы, промежуточные состояния цитоплазмы между Nи S-типами не охарактеризованы. Какие именно изменения мтДНК при взаимодействии с ядерными генами определяют развитие признака ЦМС у сахарной свеклы, остается неизвестным, хотя первые работы по анализу этих изменений имеют более чем 20-летнюю давность.

Экспрессия ЦМС у сахарной свеклы отличается нестабильностью. При опылении ЦМС-растений с полностью нарушеным микроспорогенезом и S-типом цитоплазмы (фенотип msO) пыльцой растений-закрепителей стерильности значительная часть потомков может иметь полустерильную, полуфертильную, и даже полностью фертильную пыльцу. Это свидетельствует о дополнительных источниках изменчивости признака, не связанных с известными ^/-генами. Одним из теоретических источников этой изменчивости может быть гетероплазматическое состояние клеток сахарной свеклы, при котором оба типа мтДНК одновременно присутствуют в тканях одного растения или даже в одной клетке.

Целями настоящей работы являлись поиск неописанных молекулярных маркеров ЦМС, относящихся к транскрибируемым последовательностям мтДНК у сахарной свеклы, а также анализ наличия и уровня гетероплазмии мтДНК в растениях, расщепляющихся по пыльцевому фенотипу. В конкретные задачи работы входило:

1) проанализировать отличия структуры и транскрипции мтДНК сахарной свеклы N-и S-типа в районах генов cob и nadld, выявленные ранее в лаборатории структуры генома ИЦиГ. Провести поиск новых ЦМС-ассоциированных изменений в структуре мтДНК, соответствующих транскрибируемым последовательностям, для выявления потенциальных детерминант ЦМСпроанализировать у растений сахарной свеклы с разным пыльцевым фенотипом различия в транскрипционных спектрах генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС, выбранных на основе анализа литературных данныхадаптировать метод мтРНК-дисплея для поиска неописанных изменений транскрипции в митохондриях таких растенийвыявить наличие и оценить уровень гетероплазмии по маркерным последовательностям мтДНК у растений разных линий и сортов, отличающихся по экспрессии признака ЦМС, в том числе у апозиготических потомков пыльцестерильных растений сахарной свеклы с фенотипом msO.

121 ВЫВОДЫ.

1. Для поиска полиморфизмов мтДНК растений предложена модифицированный вариант RAPD-анализа с использованием вырожденных праймеров, подобранных компьютерным анализом. С его помощью найден ряд маркеров Nи S-типов мтДНК у сахарной свеклы.

2. Проанализированы структурные перестройки участков мтДНК сахарной свеклы в районах генов cob и nadld, реорганизованных в цитоплазме S-типа по сравнению с N-типомвыявлено, что они образованы в результате состыковок фрагментов мтДНК N-типа, не отражающихся на транскрипционных спектрах в тканях зрелых растений. Выявлены и проанализированы структурные вариации мтДНК в районах гена rps3 и orf215, ассоциированные с признаком ЦМС и отражающиеся на спектрах транскрипции.

3. Проанализированы различия в спектрах транскрипции растений сахарной свеклы, отличающихся по экспрессии признака ЦМС. Не выявлено сцепленных с фенотипом различий в транскрипционных спектрах нескольких генов-кандидатов на роль детерминант ЦМС у растений с разным пыльцевым фенотипом на фоне S-цитоплазмы (гены coxl, coxll, mat-r, atpA, atp6, nadlc). Впервые для анализа транскрипции генов митохондрий растений адаптирован метод мтРНК-дисплеяс его помощью выявлен ряд маркеров, специфичных для типа цитоплазмы и пыльцевого фенотипа в разных выборках. Клонирован и секвенирован маркер, гомологичный последовательности РНК-вируса и предпочтительно амплифицируемый у ревертантов к фертильности в одной из групп растений.

4. Впервые у сахарной свеклы показано наличие субстехиометрических количеств некоторых субгеномных форм мтДНК и проведена оценка их относительного количества. Выявлена гетероплазмия и вариации в соотношениях Nи S-специфичных маркерных последовательностей мтДНК в апозиготических потомствах пыльцестерильных растений. Проведена оценка уровня гетероплазмии, а также стехиометрических соотношений субгеномных форм мтДНК сахарной свеклы в растениях разных линий и сортов, отличающихся по экспрессии признака ЦМС, с помощью ПЦР в реальном времени. Получены свидетельства изменчивости мтДНК на уровне точечных замен.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Анализ генома. Методы. Под редакцией К. Дейвиса. Пер. с англ. М.: Мир. 1990. 246 с.
  2. Ю.С., Вепрев С. Г., Аксенович Т. И. Изменение типа цитоплазмы у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге. II Сегрегационный анализ родословной // Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С.808−815.
  3. И. Ф. Биология и селекция сахарной свеклы. М.: Колос. 1968. 775 с.
  4. С.Г., Хворостов И. Б., Дымшиц Г. М. Изменение типа цитоплазмы у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) при инбридинге: влияние гибридизации Н Генетика. 2003. Т. 39. С. 661−668.
  5. Н.Г., Давыденко О. Г. Миры геномов органелл. Минск: Технология. 2003. 494 с.
  6. А.Э. Структурная организация митохондриального генома сахарной свеклы и ее особенности у растений с разными типами цитоплазм. Дис. канд. биол. наук. Новосибирск: ИЦиГ, 1993. 166 с.
  7. М.К., Ревенко А. С., Кабилов М. Р., Дымшиц Г.М. RAPD-анализ митохондриальной ДНК сахарной свеклы: использование при поиске генов системы ЦМС II Доклады РАН. 2002. Т. 387(2). С. 279−281.
  8. Е.В., Малецкий С. И. Авто- и эписегрегация по репродуктивным признакам в агамоспермных потомствах свеклы (Beta vulgaris L.) // Генетика. 1999. Т. 35. С. 939−948.
  9. А.В., Кузнеделов К. Д., Краев А. С. и др. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Новосибирск: Наука, 1990. 248 с.
  10. И. Малецкий С. И., Вепрев С. Г., Шавруков Ю. Н., Коновалов А. А., Малецкая Е. И., Дударева Н. А., Мглинец А. В. Генетический контроль размножения сахарной свеклы. Новосибирск: Наука, 1991. 168 с.
  11. Е.И., Юданова С. С., Малецкий С. И. Экспрессия признака ЦМС в зиготических и апозиготических потомствах сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) II Генетика. 2002. Т. 38. № 5. С. 647−654.
  12. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Пер. с англ. М.: Мир, 1984. 480 с.
  13. И.Б., Вепрев С. Г., Малецкий С. И., Дымшиц Г. М. ПЦР- анализ конверсии N- типа цитоплазмы в S- тип у сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) II Доклады Академии Наук. 1997. Т. 357. № 4. С. 572- 574.
  14. Эльконин J1.A., Тырнов B.C. Генетический контроль цитоплазматической мужской стерильности растений: состояние, проблемы и современные подходы для ее исследования II Генетика. 2000. Т.36. № 4. С. 437−450.
  15. Abad A.R., Mehrtens В.J., Mackenzie S.A. Specific expression in reproductive tissues and fate of a mitochondrial sterility- associated protein in cytoplasmic male- sterile bean II Plant Cell. 1995. N 7. P. 271- 285.
  16. Abdelnoor R.V., Yule R., Elo A., Christensen A.C., Meyer-Gauen G., Mackenzie S.A. Substoichiometric shifting in the plant mitochondrial genome is influenced by a gene homologous to MutS II Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100. P. 5968−5973.
  17. K.L., 0.(Daley D., Whelan J., Palmer J.D. Genes for two mitochondrial ribosomal proteins in flowering plants are derived from their chloroplast or cytosolic counterparts // The Plant Cell. 2002. V. 14. P. 931−943.
  18. Albert В., Godelle В., Atlan A., De Paepe R., Gouyon P.H. Dynamics of plant mitochondrial genome: Model of a three- level selection process II Genetics. 1996. N 144. P. 369- 382.
  19. Alfonso A.A., Bentolila S., Hanson M.R. Evaluation of the fertility restoring ability of Rfppr592 in petunia // Philos. Agric. Scientist. 2003. V. 86. P. 303−315.
  20. Allen J.F., Raven J.A. Free-radical-induced mutations vs redox regulation: costs and benefits of genes in organelles II J. Mol. Evol. 1996. V. 42. P. 482−492.
  21. Andre C., Levy A., Valbot V. Small repeated sequences and the structure of plant mitochondrial genome II Trends In Genet. 1992. V. 8. N 4. P. 128- 130.
  22. Arrieta-Montiel M., Lyznik A., Woloszynska M. Tracing evolutionary and developmental implications of mitochondrial stoichiometric shifting in the common bean II Genetics. 2001. V. 158. P. 851−864.
  23. Atlan A., Couvet D. A model simulating the dynamics of plant mitochondrial genomes II Genetics. 1993. N 135. P. 213- 222.
  24. Auger D.L., Newton K.J., Birchler J.A. Nuclear gene dosage effects upon the expression of maize mitochondrial genes /I Genetics. 2001. V. 157. P. 1711 -1721.
  25. Backert S., Dorfel P., Borner T. Investigation of plant organellar DNAs by pulsed- field gel electrophoresis II Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 390−399.
  26. Backert S. Strand switching during rolling circle replication of plasmid-like DNA circles in the mitochondria of the higher plant Chenopodium album (L.) II Plasmid. 2000. V.43(2). P.166−170.
  27. Backert S., Borner T. Phage T4-like intermediates of DNA replication and recombination in the mitochondria of the higher plant Chenopodium album (L.) II Curr. Genet. 2000. V.37(5).P.304−314.
  28. Backert S., Lurz R., Oyarzabal O.A., Borner T. High content, size and distribution of single-stranded DNA in the mitochondria of Chenopodium album (L.) II Plant Mol Biol. 1997. V.33(6). P.1037−1050.
  29. Backert S., Meissner K., Borner T. Unique features of the mitochondrial rolling circle-plasmid mpl from the higher plant Chenopodium album (L.) I I Nucleic Acids Res. 1997. V.25(3). P. 582−589.
  30. Bailey-Serres J., Hanson D.K., Fox T.D., Leaver C.J. Mitochondrial genome rearrangement leads to extension and relocation of the cytochrome с oxidase subunit I gene in sorghum И Cell. 1986. V.47(4). P.567−576.
  31. Bailey-Serres G., Leroy P., Jones S.S., Wahleithner J.A., Wolstenholme D.R. Size distributions of circular molecules in plant mitochondrial DNAs II Curr. Genet. 1987. V.12. P.49- 53.
  32. Balk J., Leaver C.J. The PET1-CMS mitochondrial mutation in sunflower is associated with premature programmed cell death and cytochrome с release И Plant Cell. 2001. V. 13(8). P. 1803−1818.
  33. Beardslee T.A., Roy-Chowdhury S., Jaiswal P., Byhot L" Lerbs-Mache S., Stern D.B., Allison L.A. A nucleus-encoded maize protein with sigma-factor activity accumulates in mitochondria and chloroplasts H The Plant J. 2002. V. 31. N. 2. P. 199−209.
  34. Bellaoui M., Pelletier G., Budar F. The steady-state level of mRNA from the Ogura cytoplasmic male sterility in Brassica cybrids is determined post-transcriptionally by its 3' region IIEMBO J. 1997. V.16. P.5057−5068.
  35. Bendich A.J. Reaching for the ring: the study of mitochondrial genome structure И Curr. Genet. 1993. V. 24. P. 279- 290.
  36. Bendich A.J. Structural analysis of mitochondrial DNA molecules from fungi and plants using moving pictires and pulsed-field gel electrophoresis II J. Mol. Biol. 1996. V. 255. P. 564- 588.
  37. Bentolila S., Alfonso A.A., Hanson M.R. A pentatricopeptide repeat-containing gene restores fertility to cytoplasmic-male sterile plants II Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99. P. 10 887−10 892.
  38. Bergman P., Edqvist J., Farbos I., Glimelius K. Male-sterile tobacco displays abnormal mitochondrial atpl transcript accumulation and reduced floral ATP/ADP ratio И Plant Mol. Biol. 2000. V.42. P.531−544.
  39. Binder S., Hatzack F., Brennicke A. A novel pea mitochondrial in vitro transcription system recognizes homologous and heterologous mRNA and tRNA promoters II J. Biol. Chem. 1995. V.270. P.22 182−22 189.
  40. Blanc V., Jordana X., Litvak S., Araya A. Control of gene expression by base deamination: the case of RNA editing in wheat mitochondria II Biochimie. 1996. N 78. P. 511- 517.
  41. Bonnard G., Grienenberger J.M. A gene proposed to encode a transmembrane domain of an ABC transporter is expressed in wheat mitochondria II Mol Gen Gen. 1995. V. 246. P. 81−99.
  42. Boutry M., Briquet M. Mitochondrial modifications associated with the cytoplasmic male sterility in Faba beans II Eur. J. Biochem. 1982. N 127. P. l 29- 135.
  43. Brears Т., Curtis G J., Lonsdale D.M. A specific rearrangement of mitochondrial DNA induced by tissue culture II Theor. Appl. Genet. 1989. V. 77. P. 620- 624.
  44. Brears Т., Lonsdale D.M. The sugar beet mitochondrial genome: A complex organisation generated by homologous recombination II Mol. Gen. Genet. 1988. V. 214. P. 514- 522.
  45. Brennicke A., Grohmann L., Hiesel R., Knoop V., Schuster W. The mitochondrial genome on its way to the nucleus: different stages of gene transfer in higher plants II FEBS Lett. 1993. V.325. P.140−145.
  46. Brennicke A., Zabaleta E., Dombrowski S., Hoffmann M., Binder S. Transcription signals of mitochondrial and nuclear genes for mitochondrial proteins in dicot plants II J. Hered. 1999. V.90. P.345−350.
  47. Brown G.G., Zhang M. Mitochondrial plasmids: DNA and RNA II In: The Molecular Biology of Plant mitochondria, Levings C.S. Ill and Vasil I.K. (eds) Kluwer, 1995, pp.61−91.
  48. Budar F., Touzet P., De Paepe R. The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic male sterilities revisited II Genetica. 2003. V. 117. P. 3−16.
  49. Burger G., Gray M.W., Lang B.F. Mitochondrial genomes: anything goes II Trends In Gen. 2003. V.9. N.12. P. 709−716.
  50. Caoile A.G.F.S., Stern D. A conserved core element is functionally important for maize mitochondrial promoter activity in vitro II Nucl. Acids Res. 1997. V.25. P.4055−4060.
  51. Chang C.-C., Sheen J., Bligny M., Niwa Y., Lerbs-Mache S., Stern D.B. Functional analysis of two maize cDNA encoding T7-like RNA polymerases II The Plant Cell. 1999. V. I1. P.911−926.
  52. Chang T.L., Stoike L.L., Zarka D., Schewe G., Chiu W.L., Jarrell D.C., Sears B.B. Characterization of primary lesions caused by the plastome mutator of Oenothera II Curr. Genet. 1996. V.30. P.522−530.
  53. Chanut F.A., Grabau E.A., Gesteland R.F. Complex organization of the soybean mitochondrial genome: recombination repeats and multiple transcripts at the atpA loci II Curr. Genet. 1993. V.23. P.234−247.
  54. Chen Z., Muthukrishnan S., Liang G.H., Schertz K.F., Hart G.E. A chloroplast deletion located in RNA polymerase gene rpoC2 in CMS lines of sorghum // Mol. Gen. Genet. 1993. N236. P. 251−259.
  55. Cho Y, Mower J. P, Qiu Y. L, Palmer J.D. Mitochondrial substitution rates are extraordinarily elevated and variable in a genus of flowering plants II Proc Natl Acad Sci USA. 2004. V. 101 (51) P. 17 741−17 746.
  56. Cho Y., Qiu Y.-L., Kuhlman P., Palmer J.D. Explosive invasion of plant mitochondria by a group I intron II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V95. P. 14 244−14 249.
  57. Choi KR, Roh K, Kim J, Sim W. Genomic cloning and characterization of mitochondrial elongation factor Tu (EF-Tu) gene (tufM) from maize (Zea mays L.) II Gene. 2000. V. 257(2). P. 233−242.
  58. Choury D., Farre J-C., Jordana X., Araya A. Different patterns in the recognition of editing sites in plant mitochondria II Nucl. Acids Res. 2004. V. 32(21). P.6397−6406.
  59. Chuang C., Chen A., Chao C. Growth of E. coli at low temperature dramatically increases the transformation frequency by electroporation II Nucleic Acid Res. 1995. V. 23. N9. P. 1641- 1642.
  60. Conley C.A., Hanson M.R. How do alterations in plant mitochondrial genomes disrupt pollen development? II J. Bioenerg. Biomembr. 1995. V.27. P.447−457.
  61. Cui X., Hsia A-P., Liu F" Ashlock D.A., Wise R.P., Schnable P. S. Alternative transcription initiation sites and polyadenylation sites are recruited during Mu suppression of the rf2a locus of maize // Genetics. 2003. V. 163. P. 685- 698.
  62. Cui X., Wise R.P., Schnable P. S. The rf2 nuclear restorer gene of male- sterile T-cytoplasm maize // Science. 1996. N. 272. P. 1334- 1336.
  63. Dale R.M.K., Duesing J.H., Keen D. Supercoiled mitochondrial DNAs from plant tissue culture cells //Nucl. Acids Res. 1981. V.9. P.4583−4593.
  64. Damiano F., Ceci R.L., Siculella L., Gallerani R. Transcription of two sunflower (Helianthus annuus L.) mitochondrial tRNA genes having different genetic origins II Gene. 2002. V. 286. P. 25−32.
  65. Dieterich J.-H., Braun H.-P., Schmitz U. K. Alloplasmic male sterility in Brassica napus (CMS 'Tournefortii-Stiewe') is associated with a special gene arrangement around a novel atp9 gene II Mol Gen Genomics. 2003. V. 269. P. 723−731.
  66. Dikalova A.E., Dudarewa N.A., Kubalkova M., Salganik R.I. Rearrangements in sugar beet mitochondrial DNA induced by cell suspension, callus cultures and regeneration II Theor. Appl. Genet. 1993. V. 86. P. 699−704.
  67. Dorfel P., Weihe A., Knosche R., Borner T. Mitochondrial DNA of Chenopodium album L.: a comparison of leaves and suspension cultures II Curr. Genet. 1989. V. 16. P. 375 380.
  68. Dill C.L., Wise R.P., Schnable P. S. RJ8 and Rf* mediate unique T-urfl3- transcript accumulation, revealing a conserved motif associated with RNA processing and restoration of pollen fertility in T- cytoplasm maize II Genetics. 1997. N 147. P. 13 671 379.
  69. Dombrowski S., Hoffmann M., Guha C., Binder S. Continuous primary sequence requirements in the 18-nucleotide promoter of dicot plant mitochondria // J. Biol. Chem. 1999. V.274. P. 10 094−10 099.
  70. N.A., Kiseleva E.V., Boyarintseva A.E., Maystrenko A.G., Khristolyubova N. В., Salganik R. I. Structure of the mitochondrial genome of Beta vulgaris L. II Theor. Appl. Genet. 1988. N 76. P. 753- 759.
  71. Ducos E., Touzet P., Boutry M. The male sterile G cytoplasm of wild beet displays modified mitochondrial respiratory complexes II Plant J. 2001. V. 26. P. 171−180.
  72. Ducos E., Touzet P., Saumitou-Laprade P., Vernet P., Cuguen J. Nuclear effect on mitochondrial protein expression of the CMS Owen cytoplasm in sugar beet II Theor. Appl. Genet. 2001. V.102. P. 1299−1304.
  73. Duchenne M., Lejeune В., Fouillard P., Quetier F. Comparison of the organization and expression of mtDNA of fertile and male- sterile sugar beet varieties (Beta vulgaris L.) II Theor. Appl. Genet. 1989. N 78. P. 633- 640.
  74. Edqvist J., Bergman P. Nuclear identity specifies transcriptional initiation in plant mitochondria И Plant Mol Biol. 2002. V. 49. P. 59−68.
  75. Engelke Т., Tatlioglu T. A PCR-marker for the CMS1 inducing cytoplasm in chives derived from recombination events affecting the mitochondrial gene atp9 II Theor Appl Genet. 2002. N 104. P. 698−702.
  76. Farre J.-C., Araya A. Gene expression in isolated plant mitochondria: high fidelity of transcription, splicing and editing of a transgene product in electroporated organelles II Nucl. Acids Res. 2001. V. 29. P. 2484−2491.
  77. Farre J.-C., Araya A. RNA splicing in higher plant mitochondria: determination of functional elements in group II intr on from a chimeric coxll gene in electroporated wheat mitochondria II The Plant J. 2002. V. 29(2). P. 203−213.
  78. Fey J., Marechal-Drouard L. Compilation and analysis of plant mitochondrial promoter sequences: an illustration of a divergent evolution between monocot and dicot mitochondria II Biochem. Biophys. Res. Communication. 1999. V.256. P.409−414.
  79. Finnegan P.M., Brown G.G. Autonomously replicating RNA in mitochondria of maize plants with S-type cytoplasm II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 8. P. 5175−5179.
  80. Flamand M-C., Due G., Goblet J- P., Hong L., Louis O., Briquet M., Boutry M. Variant mitochondrial plasmids of broad bean arose by recombination and are controlled by the nuclear genome II Nucleic Acid Res. 1993. V. 21. N 23. P. 5468- 5473.
  81. Forde B.G., Oliver R.J.C., Leaver C.J. Variation in mitochondrial translation products associated with male-sterile cytoplasms in maize II Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V.75. P. 3841−3845.
  82. Gagliardi D., Leaver C.J. Polyadenylation accelerates the degradation of the mitochondrial mRNA associated with cytoplasmic male sterility in sunflower II EMBO J. 1999. V.18. P.3757−3766.
  83. Gallagher L.J., Betz S.K., Chase C.D. Mitochondrial RNA editing truncates a chimeric open readin frame associated with S male-sterility in maize II Curr. Genet. 2002. V. 42. P. 179−184.
  84. Garcia-Diaz A., Oya R., Sanchez A., Luque F. Effect of prolonged vegetative reproduction of olive tree cultivars (Olea europaea L.) in mitochondrial homoplasmy and heteroplasmy II Genome. 2003. V.46(3). P. 377−81.
  85. Giege P., Hoffmann M., Binder S., Brennicke A. RNA degradation buffers asymmetries of transcription in Arabidopsis mitochondria И EMBO Reports. 2000. V.l. P.164−170.
  86. Gonzalez D.H., Bonnard G., Grienenberger J.M. A gene involved in the biogenesis of c-type cytochromes is co-transcribed with a ribosomal protein gene in wheat mitochondria И Curr. Genet. 1993. V. 21. P. 248−255.
  87. Gray M.W. Mass migration of a group I intron: Promiscuity on a grand scale II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.14 003−14 005.
  88. Grelon M., Budar F., Bonhomme S., Pelletier G. Ogura cytoplasmic male-sterility (CMS)-associated orfl38 is translated into a mitochondrial membrane plypeptide in male-sterile Brassica cybrids И Mol. Gen. Genet. 1994. V.243. P.540−547.
  89. Grosskopf D., Mulligan R.M. Developmental- and tissue-specificity of RNA editing in mitochondria of suspension-cultured maize cells and seedlings // Curr. Genet. 1996. V.29. P.556−563.
  90. Hallden Т., Bryngelsson Т., Bosemark N.O. Two new types of cytoplasmic male sterility found in wild Beta beets II Theor. Appl. Genet. 1988. N 75. P. 561- 568.
  91. Hallden C., Lind C., Bryngelsson T. Minicircle variation in Beta mitochondrial DNA II Theor. Appl. Genet. 1989. N 77. P. 337- 342.
  92. Halperin Т., Zheng В., Itzhaki H., Clarke A.K., Adam Z. Plant mitochondria contain proteolytic and regulatory subunits of the ATP-dependent Clp protease II Plant Mol Biol. 2001. V. 45. P. 461−468.
  93. Handa H., Kobayashi-Uehara A., Murayama S. Characterization of a wheatщcDNA encoding mitochondrial ribosomal protein LI I: qualitative and quantitative tissue-specific differences in its expression II Mol Genet Genomics. 2001. V. 265. P. 569 575.
  94. Hanic-Joyce P.J., Gray M.W. Accurate transcription of a plant mitochondrial gene in vitro H Mol. Cell. Biol. 1991. V.ll. P.2035−2039.
  95. Hanson M. R. Plant mitochondrial mutations and male sterility II Annu. Rev. Genet. 1991. V. 25. P. 461- 486.
  96. Hanson, M.R. and Bentolila, S. Interactions of mitochondrial and nuclear genesthat affect male gametophyte development И Plant Cell. 2004. 16 Suppl 1. P. 154−169.
  97. Hanson M.R., Conde M.F. Functioning and variation of cytoplasmic genomes: Lesson from cytoplamic-nuclear interactions affecting male fertility in plants II Intern. Rev. Cytol. 1985. V.94. P.213−267.
  98. Hanson M.R., Folkerts O. Structure and function of the higher plant mitochondrial genome II Int Rev Cytol. 1992. V.141. P. 129−172.
  99. Hanson M.R., Wilson R.K., Bentolila S., Kohler R.H., Chen H.-C. Mitochondrial ^ gene organization and expression in petunia male fertile and sterile plants II J. Hered.1999. V.90. P.362−368.
  100. Hattori N., Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. Mitochondrial DNA heteroplasmy in wheat, aegilops and their nucleus-cytoplasm hybrids II Genetics. 2002. V.160. P. 1619−1630.
  101. Hatzack F., Dombrowski S., Brennicke A., Binder S. Characterization of DNA-binding proteins from pea mitochondria 11 Plant Physiol. 1998. V. l 16. P.519−527.
  102. He S., Abad A.R., Gelvin S.B., Mackenzie S.A. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial protein causes pollen disruption in transgenic tobacco И Proc.
  103. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. N 93. P. 11 763- 11 768.
  104. He S., Lyznik A., Mackenzie S. Pollen fertility restoration by nuclear gene Fr in CMS bean: nuclear- directed alteration of a mitochondrial population II Genetics. 1995. N 139. P. 955- 962.
  105. Hedtke В., Borner Т., Weihe A. Mitochondrial and chloroplast phage-type RNA polymerases in Arabidopsis И Science. 1997. V.277. P.809−811.
  106. Hedtke В., Borner Т., Weihe A. One RNA polymerase serving two genomes II EMBO Reports. 2000. V.l. P.435−440.
  107. Hedtke В., Legen J., Weihe A., Herrmann R., Borner T. Six active phage-type RNA polymerase genes in Nicotiana tabacum II Plant J. 2002.
  108. Hess W. R, Borner T. Organellar RNA polymerases of higher plants II Int Rev Cytol. 1999. V. 190. P. 1−59.
  109. Hiesel R., von Haeseler A., Brennicke A. Plant mitochondrial nucleic acid sequences as a tool for phylogenetic analysis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 634- 637.
  110. Hjerdin-Panagopoulos A, Kraft T, Rading I, Tuvesson S, Nilsson N-O (2002) Three QTL regions for restoration of Owen CMS in sugar beet // Crop Sci. 2002. V. 42 P. 540−544.
  111. Howad W., Kempken F. Cell type- specific loss of atp6 RNA editing in cytoplasmic male sterile Sorghum bicolor II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. N 94. P. 11 090- 11 095.
  112. Hochholdinger F., Guo L., Schnable P. S. Cytoplasmic regulation of the accumulation of nuclear-encoded proteins in the mitochondrial proteome of maize 11 The Plant J. 2004. V. 37. P. 199−208.
  113. Hoffmann M., Binder S. Functional importance of nucleotide identities within the pea atp9 mitochondrial promoter sequence II J. Mol. Biol. 2002. V. 320. P. 943−950.
  114. Hoffmann M., Kuhn J., Daschner K., Binder S. The RNA world of plant mitochondria II Prog. Nucl Acid Res Mol Biol. 2001. V.70. P. 119−154.
  115. Horn R., Hustedt J.E., Horstmeyer A., Hahnen J., Zetsche K., Friedt W. The CMS-associated 16 kDa protein encoded by orfH522 in the PET1 cytoplasm is also present in other male-sterile cytoplasms of sunflower II Plant Mol. Biol. 1996. V.30. P.523−538.
  116. Horn R., Kusterer В., Lazarescu E., Prufe M., Friedt W. Molecular mapping of the Rfl gene restoring pollen fertility in PET1-based Fj hybrids in sunflower (Helianthus Annuus L.) U Theor Appl Genet. 2003. V. 106. P. 599−606.
  117. Janska H., Sarria R., Woloszynska M., Arrieta-Montiel M, Mackenzie S.A. Stoichiometric shifts in the common bean mitochondrial genome leading to male sterility and spontaneous reversion to fertility И Plant Cell. 1998. N 10. P. 1163- 1180.
  118. Ikeda T.M., Gray M.W. Identification and characterization of T3/T7 bacteriophage-like RNA polymerase sequences in wheat II Plant Mol. Biol. 1999. V.40. P.567−578.
  119. Kanazawa A., Tsutsumi N., Hirai A. Reversible changes in the composition of the population of mtDNAs during differentiation and regeneration in tobacco II Genetics. 1994. V.138. P.865−870.
  120. Karlin S., Brocchieri L. Heat shock protein 60 sequence comparisons- duplications, lateral transfer and mitochondrial evolution III Proc Natl Acad Sci USA. 2000. V. 97(21). P. 11 348−11 353.
  121. Kazama Т., Toriyama K. A pentatricopeptide repeat-containing gene that promotes the processing of aberrant atp6 RNA of cytoplasmic male-sterile rice II FEBS Lett. 2003. N. 544. P. 99- 102.
  122. Kempken F., Howard W., Pring D.R. Mutations at specific atp6 codons which cause human mitochondrial diseases also lead to male sterility in a plant И FEBS Lett. 1998. N. 441. P. 159- 160.
  123. Khazi FR, Edmondson AC, Nielsen BL. An Arabidopsis homologue of bacterial RecA that complements an E. coli recA deletion is targeted to plant mitochondria II Mol Genet Genomics. 2003. V. 269(4). P. 454−463.
  124. Kinoshita T. Genetical studies on cytoplasmic male sterility of sugar beets (Beta vulgaris L.) and its related species II J. Fac. Agric. Hokkaido Univ. 1971. V. 56. P. 435 441.
  125. Kitagawa K, Takumi S, Nakamura C. Evidence of paternal transmission of mitochondrial DNA in a nucleus-cytoplasm hybrid of timopheevi wheat И Genes Genet Syst. 2002. V. 77(4). P. 243−250.
  126. Kitagawa K, Takumi S, Nakamura C. Selective transcription and post-transcriptional processing of the heteroplasmic mitochondrial orfl56 copies in the nucleus-cytoplasm hybrids of wheat // Plant Mol Biol. 2003. V. 53. P. 609−619.
  127. Kitashiba H., Kitazawa E., Kishitani S., Toriyama K. Partial male sterility in transgenic tobacco carrying an antisens gene for alternative oxidase under the control of a tapetum-specific promoter II Mol. Breeding. 1999. V.5. P.209−218.
  128. Kobayashi Y., Dokiya Y., Sugita M. Dual targeting of phage-type RNA polymerase to both mitochondria and plastids is due to alternative translation initiation in single transcripts И Biochem Biophys Res Commun. 2001. V. 289. P. 1106−1113.
  129. Komori T, Ohta S, Murai N, Takakura Y, Kuraya Y, Suzuki S, Hiei Y, Imaseki H, Nitta N. Map-based cloning of a fertility restorer gene, Rf-1, in rice (Oryza sativa L.) II Plant J. 2004. V. 37(3). P.315−325.
  130. Krischnasamy S., MakarofF S.A. Organ-specific reduction in the abundance of a mitochondrial protein accompanies fertility restoration in cytoplasmic male- sterile radish II Plant Mol. Biol. 1994. V. 26. P. 935- 946.
  131. Kubo N., Kadowaki K. Involvement of 5' flanking sequence for specifying RNA editing sites in plant mitochondria II FEBS Lett. 1997. V. 413(1). P. 40−44.
  132. Kubo Т., Satoh Y., Muro Т., Kinoshita Т., Mikami T. Physical and gene organization of mitochondrial DNA from the fertile cytoplasm of sugarbeet II Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 235- 241.
  133. Kuhn J., Tengler U., Binder S. Transcript lifetime is balanced between stabilizing stem-loop structures and degradation-promoting polyadenylation in plant mitochondria //Mol. Cell. Biol. 2001. V.21. P.731−742.
  134. Kumar R., Levings C.S. RNA editing of a chimeric maize mitochondrial gene transcript is sequence specific II Curr. Genet. 1993. V. 23. P. 154−159.
  135. A., Brennicke A., Marchfelder A. 5' end maturation and RNA editing have to precede tRNA 3'processing in plant mitochondria II Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998. V.95. P.108−113.
  136. Kuranouchi Т., Kawaguchi К., Tanaka M. Male sterility in sugar beet induced by cooling treatment and its application to cross-pollination for breeding // Breeding Science. 2000. V.50. P.283−289.
  137. Kurihara-Yonemoto S., Handa H. Low temperature affects the processing pattern and RNA editing status in the mitochondrial cox2 transcripts in wheat II Curr. Genet. 2001. V. 40. P. 203−208.
  138. Kuzmin E.V., Karpova O.V., Elthon Т.Е., Newton K.J. Mitochondrial respiratory deficiencies signal up-regulation of genes for heat-shock proteins // The Journal of Biol Chem. 2004. V. 279(20). P. 20 672−20 677.
  139. Landgren M., Zetterstrand M., Sundberg E., Glimelius K. Alloplasmic male-sterile Brassica lines containing B. tournefortii mitochondria express an ORF 3' of the atp6 gene and a 32 kDaprotein II Plant Mol. Biol. 1996. V.32. P.879−890.
  140. Laporte V., Viard F., Bena G., Valero M., Cuguen J. The spatial structure of sexual and cytonuclear polymorphism in the gynodioecious Beta vulgaris ssp. maritima: I/ at a local scale II Genetics. 2001. V. 157. P. 1699−1710.
  141. Laser В., Mohr S., Odenbach W., Oettler G., Kuck U. Paternal and novel copies of the mitochondrial orf25 gene in the hybrid crop-plant triticale: predominant transcriptional expression of the maternal gene copy II Curr. Genet. 1997. V.32. P.337−347.
  142. Leaver C.J., Gray M.W. Mitochondrial genome organization and expression in higher plants II Ann. Rev. Plant Physiol. 1982. V. 33. P. 373- 402.
  143. Lee S., Warmke H.E. Organelle size and number in fertile and T-cytoplasmic male-sterile corn II Am. J. Bot. 1979. V.66. P.141−148.
  144. Levings C.S. The plant mitochondrial genome and its mutants II Cell. 1983. V. 32. P. 659−661.
  145. Levings C.S., Brown G.G. Molecular biology of plant mitochondria II Plant Physiol. Biochem. 1989. V. 56. P. 171- 179.
  146. Lin X., Kaul S., Rounsley S. et al. Sequence and analysis of chromosome 2 of the plant Arabidopsis thaliana //Nature. 2000. V. 402. P. 761−768.
  147. Linke В., Nothnagel Т., Borner T. Flower development in carrot CMS plants: mitochondria affect the expression of MADS box genes homologous to GLOBOSA and DEFICIENS//The Plant J. 2003. V. 34. P. 27−37.
  148. Liu F., Cui X., Horner H.T., Weiner H., Schnable P. S. Mitochondrial aldehyde dehydrogenase activity is required for male fertility in maize II Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1063−1078.
  149. Liu J, Shono M. Characterization of mitochondria-located small heat shock protein from tomato (Lycopersicon esculentum) II Plant Cell Physiol. 1999. V. 40(12). P.1297−304.
  150. Lonsdale D.M. Cytoplasmic male sterility: a molecular perspective II Plant Physiol. Biochem. 1987. V. 25. P. 265- 271.
  151. Lonsdale D.M., GrienenbergerJ.M. The mitochondrial genome of plants II Cell Organelles. Plant Gene Research. Wien: Springer-Verlag. 1992. P. 183−218.
  152. Lorenz M., Weihe A., Borner T. Cloning and sequencing of RAPD fragments amplified from mitochondrial DNA of male- sterile and male- fertile cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris L.) II Theor. Appl. Genet. 1997. V. 94. P. 273- 278.
  153. Lu B.W., Hanson M.R. A single nuclear gene specifies the abundance and extent of RNA editing of a plant mitochondrial transcript II Nucl. Acids Res. 1992. V.20. P.5699−5703.
  154. Lu B.W., Wilson R.K., Phreaner C.G., Mulligan R.M., Hanson M.R. Protein polymorphism generated by differential RNA editing of a plant mitochondrial rps!2 gene II Mol. Cell. Biol. 1996. V.16. P.1543−1549.
  155. Lund A.A., Rhoads D.M., Lund A.L., Cerny R.L., Elthon Т.Е. In vivo modifications of the maize small heat stress protein, HSP22 II The Journal of Biol Chem. 2001. V. 276(32). P. 29 924−29 929.
  156. Lupoid D.S., Caoile A.G.F.S., Stern D.B. Genomic context influences the activity of maize mitochondrial cox2 promoters II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V.96. P. l 1670−11 675.
  157. Lupoid D.S., Caoile A.G.F.S., Stern D.B. The maize mitochondrial cox2 gene has five promoters in two genomic regions, including a complex promoter consisting of seven overlapping units // J. Biol. Chem. 1999. V.247. P.3897−3903.
  158. Mackenzie S., Mcintosh L. Higher plant mitochondria II The Plant Cell 1999. V.ll. P.571−585.
  159. Maier R.M., Zeltz P., Kossel H., Bonnard G., Gualberto J.M., Grienenderger J.M. RNA editing in plant mitochondria and chloroplasts II Plant Mol. Biol. 1996. V.32. P.343−365.
  160. Malek O., Brennicke A., Knoop V. Evolution of trans-splicing plant mitochondrial introns in pre-Permian times II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P. 553−558.
  161. Maloney A.P., Traynor P.L., Levings C.S. Ill, Walbot V. Identification in maize mitochondrial 26S rRNA of a short 5'-end sequence possibly involved in transcription initiation and processing 17 Curr. Genet. 1989. V.15. P.207−212.
  162. Mann V., Mcintosh L., Theurer C., Hirschberg J. A new cytoplasmic male sterile genotype in the sugar beet Beta vulgaris L.: a molecular analysis И Theor. Appl. Genet. 1989. N78. P. 293−297.
  163. Marienfeld J., Unseld M., Brennicke A. The mitochondrial genome of Arabidopsis is composed of both native and immigrant information II Trends in Plant Sci. 1999. V.4. P.495−502.
  164. Martinez-Zapater J.M., Gil P., Capel J., Somerville C.R. Mutations at the Arabidopsis CHM locus promote rearrangements of the mitochondrial genome И The Plant Cell. 1992. V.4. P.889−899.
  165. Matsui K., Yoshida M., Ban Т., Komatsuda Т., Kawada N. Role of male-sterile cytoplasm in resistance to barley yellow mosaic virus and Fusarium head blight in barley // Plant Breeding. 2002. V. 121. P. 237−240.
  166. Menassa R., L’Homme Y., Brown G.G. Post- transcriptional and developmental regulation of a CMS- associated mitochondrial gene region by a nuclear restorer gene И Plant J. 1999. N 17. P. 491- 499.
  167. Meng S.W., Chen Z.D., Li D.Z., Liang H.X. Phylogeny of Saururaceae based on mitochondrial malR gene sequence data II J. Plant. Res. 2002. V. 115. P. 71−76.
  168. Michaelis G., Maggouta F., Morchen M., Saumitou-Laprade P., Weber В., Weihe A. Molecular studies of CMS in Beta II Adv. In Plant Breeding. 1995. V. 18. P. 49−56.
  169. Mikami Т., Harada Т., Kinoshita T. Heterogeneity of circular mitochondrial DNA molecules from sugar beet with normal and male sterile cytoplasms II Curr. Genet. 1986. V. 10. P. 695- 706.
  170. Mikami Т., Kishima Y., Sugiura M., Kinoshita T. Organelle genome diversity in sugar beet with normal and different sources of male sterile cytoplasms // Theor. Appl. Genet. 1985. N71. P. 166−171.
  171. Mikami Т., Sugiura H., Kinoshita T. Molecular heterogeneity of mitochondrial and chloroplast DNAs from normal and male sterile cytoplasms of sugar beets // Curr. Genet. 1984. V. 8. P. 319- 322 (short communication).
  172. Mulligan R.M., Lau G.T., Walbot V. Numerous transcription initiation sites exist for the maize mitochondrial genes for submit 9 of the ATP synthase and subunit 3 of cytochrome oxidase I I Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V.85. P.7998−8002.
  173. Mulligan R.M., Walbot V. Gene expression and recombination in plant mitochondrial genomes II Trends in Genet. 1986. V.2. P.263−266.
  174. Mulligan R.M., Williams M.A., Shanahan M.T. RNA editing site recognition in higher plant mitochondria II J. Hered. 1999. V.90. P.338−344.
  175. Muise R.C., Hauswirth W.W. Selective DNA amplification regulates transcript levels in plant mitochondria // Curr. Genet. 1995. V. 28. P. 113- 121.
  176. Nagata N., Saito C., Sakai A. et al. The selective increase or decrease of organellar DNA in generative cells just after pollen mitosis one controls cytoplasmic inheritance // Planta. 1999. V. 209(1). P. 53−65.
  177. Nakajima Y., Yamamoto Т., Muranaka Т., Oeda K. A novel orfB-related gene of carrot mitochondrial genomes that is associated with homeotic cytoplasmic male sterility (CMS) II Plant Mol. Biol. 2001. V. 46. P. 99- 107.
  178. Nemchinov L.G., Hammond J, Jordan R, Hammond RW. The complete nucleotide sequence, genome organization, and specific detection of Beet mosaic virus II Arch. Virol. 2004. V. 49. № 6. P. 1201−1214.
  179. Newton K.J., Mariano J.M., Gibson C.M., Kuzmin E., Gabay-Laughnan S. Involvement of S2 episomal sequences in the generation of NCS4 deletion mutation in maize mitochondria II Dev. Genet. 1996, V. 19. P. 277- 286.
  180. Nishizawa S., Kubo Т., Mikami T. Variable number of tandem repeat loci in the mitochondrial genomes of beets II Curr. Genet. 2000. V. 37. P. 34−38.
  181. Nosek J., Tomaska L. Mitochondrial genome diversity: evolution of the molecular architecture and replication strategy II Curr. Genet. 2003. V. 44. P. 73−84.
  182. Oeser B. S2 plasmid from Zea mays encodes a specific RNA polymerase: an alternative alighment И Nucleic Acid Res. 1988. V. 16. P. 8729−8733.
  183. Oldenburg D.J., Bendich A.J. Mitochondrial DNA from the liverwort Marchantia polymorpha: Circularly permuted linear molecules, head-to-tail concatemers, and a 5' protein IIJ Mol Biol. 2001. V. 310. P. 549−562.
  184. Owen F.V. Inheritance of cross- and self- sterility and self- fertility in Beta vulgaris L. И J. Agric. Res. 1942. V. 64. P. 679- 698.
  185. Owen F.V. Mendelian male sterility in sugar beets II Inbid. 1952. V. 7. P. 371 376.
  186. Palmer J.D., Herbon L.A. Plant mitochondrial DNA evolves rapidly in structure, but slowly in sequence II J. Mol. Evol. 1988. V. 28. P. 87- 97.
  187. Palmer J.D., Adams K.L., Cho Y., Parkinson C.L., Qiu Y.-L., Song K. Dynamic evolution of plant mitochondrial genomes: Mobile genes and introns and highly variable mutation rates // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V.97. P.6960−6966.
  188. Phreaner C.G., Williams M.A., Mulligan R.M. Incomplete editing of rpsl2 transcripts results in the synthesis of polymorphic polypeptides in plant mitochondria II The Plant Cell. 1996. V.8. P.107−117.
  189. Powling A. Species of small DNA molecules found in mitochondria from sugarbeet with normal and sterile cytoplasms II Mol. Gen. Genet. 1981. P. 82- 84.
  190. Pring D.R., Chen W., Tang H.V., Howad W., Kempken F. Interaction of mitochondrial RNA editing and nucleolytic processing in the restoration of male fertility in sorghum II Curr. Genet. 1998. V.33. P.429−436.
  191. Promega protocols and application guide. Second edition. © Copyright 1991, Promega Corporation.
  192. Pruitt K.D., Hanson M.R. Cytochrome oxidase subunit II sequences in Petunia mitochondria: two intron- containing genes and an intron- less pseudogene associated with cytoplasmic male sterility II Curr. Genet. 1989. N 16. P. 281- 291.
  193. Pfeiffer P. Nucleotide sequence, genetic organization and expression strategy of the double- stranded RNA associated with the '447' cytoplasmic male sterility trait in Viciafaba II J. Gen. Virol. 1998. N 79. P. 2349- 2358.
  194. Ran Z., Michaelis G. Mapping of a chloroplast RLFP marker associated with the CMS cytoplasm of sugar beet (Beta vulgaris) II Theor. Appl. Genet. 1995. N 91. P. 836 840.
  195. Rapp W.D., Stern D.B. A conserved 11 nucleotide sequence contains an essential promoter element of the maize mitochondrial atpl gene II EMBO J. 1992. Y. l 1. P. 10 651 073.
  196. Rathburn H., Hedgcoth C. Maize SI and S2 sequences in wheat mitochondrial DNA //Plant Sci. 1992. V. 85. P. 151−160.
  197. Reboud X., Zeyl C. Organelle inheritance in plants И Heredity. 1994. V. 72. P. 132−140.
  198. Rhoads D.M., Levings C.S., Siedow J.N. URF13, a ligand- gated, pore- forming receptor for T- toxin in the inner membrane of cms-T mitochondria. II J. Bioenerg. Biomembr. 1995. N 27. P. 437- 445.
  199. Reisner D., Gross H.J. Viroids II Annu. Rev. Biochem. 1985. V. 54. P. 531−564.
  200. Richter U., Kiessling J., Hedtke В., Decker E., Reski R., Borner Т., Weihe A. Two RpoT genes of Physcomitrella patens encode phage-type RNA polymerases with dual targeting to mitochondria andplastids II Gene. 2002.
  201. Rogers S.O., Bendich A.J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. II Plant Mol. Biol. 1985. V. 5. P. 69- 76.
  202. Sakamoto W., Kondo H., Murata M., Motoyoshi F. Altered mitochondrial gene expression in a maternal distorted leaf mutant of Arabidopsis induced by chloroplast mutator И The Plant Cell. 1996. V.8. P. 1377−1390.
  203. Sarria R., Lyznik A., Vallejos C.E., Mackenzie S.A. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial peptide is post- translationally regulated II Plant Cell. 1998. N10. P. 1217- 1228.
  204. Saumitou- Laprade P., Cuguen J., Vernet P. Cytoplasmic male sterility in plants: molecular evidence and the nucleocytoplasmic conflict II Trends In Evol. 1994. V. 9. N11. P. 431−435.
  205. Schuster W., Brennicke A. Conserved sequence elements at putative processing sites in plant mitochondria I I Curr. Genet. 1989. V.15. P. 187−192.
  206. Schuster W., Brennicke A. The plant mitochondrial genome: physical structure, information content, RNA editing, and gene migration to the nucleus // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1994. V.45. P.61−78.
  207. Senda M., Mikami Т., Kinoshita T. The sugar beet mitochondrial gene for the ATPase alpha- subunit: sequence, transcription and rearrangements in cytoplasmic male- sterile plants II Curr. Genet. 1993. V. 24. P. 164- 170.
  208. Senda M., Harada Т., Mikami Т., Sugiura M., Kinoshita T. Genomic organisation and sequence analysis of the cytochrome oxidase subunit II gene from normal and male-sterile mitochondria in sugar beet 11 Curr. Genet. 1991. V. 19. P. 175- 181.
  209. Senda M., Onodera Y., Mikami T. Cytoplasmic diversity in leaf beet cultivars as revealed by mitochondrial DNA analysis II Hereditas. 1998. N 128. P. 127- 132.
  210. Shirzadegan M., Palmer J.D., Christey M., Earle E.D. Patterns of mitochondrial DNA instability in Brassica campestris cultured cells II Plant Mol. Biol. 1991. V.16. P.21−37.
  211. Small I.D., Isaac P.G., Leaver C.J. Stoichiometric differences in DNA molecules containing the atpA gene suggest mechanisms for the generation of mitochondrial genome diversity in maize IIEMBO J. 1987. V.6. P.865−869.
  212. Small I.D., Peeters N. The PPR motif: A TPR-related motif prevalent in plant organellarproteins II Trends Biochem Sci. 2000. V. 25. P. 46−47.
  213. Small I., Suffolk R., Leaver C.J. Evolution of plant mitochondrial genomes via substoichiometric intermediates // Cell. 1989. V.58. P.69−76.
  214. Smart C.J., Moneger F., Leaver C.J. Cell-specific regulation of gene expression in mitochondria during anther development in sunflower II The Plant Cell. 1994. V.6. P.811−825.
  215. Song J.S., Hedgcoth C. A chimeric gene (orf256) is expressed as protein only in cytoplasmic male-sterile lines of wheat II Plant Mol. Biol. 1994. V.26. P.535−539.
  216. Spassova M., Moneger F., Leaver C.J. et al. Characterization and expression of the mitochondrial genome of a new type of cytoplasmic male-sterile sunflower II Plant Mol. Biol. 1994. V. 26/P. 1819−1831.
  217. Spencer D.F., Schnare M.N., Coulthart M.B., Gray M.W. Sequence and organization of a 7.2 kb region of wheat mitochondrial DNA containing the large subunit (26S) rRNA gene // Plant Mol Biol. 1992. V. 20. P. 347−352.
  218. Sper-Whitis G.L., Moody J.L., Vaughn J.C. Universality of mitochondrial RNA editing in cytiochrome-c oxidase subunit I (coxl) among the land plants II Biochim. Biophys. Acta. 1996. V.1307. P.301−308.
  219. Stadler Т., Delph L.F. Ancient mitochondrial haplotypes and evidence for intragenic recombination in a gynodioecious plant И Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99(18). P. 11 730−11 735.
  220. Steinhauser S., Beckert S., Capesius I. Plant mitochondrial RNA editing И J Mol Evol. 1999. V.48.N. 3. P. 303−312.
  221. D. В., Palmer J.D. Recombination sequences in plant mitochondrial genomes: diversity and homologies to known mitochondrial genes II Nucleic Acid Res. 1984. V. 12. P. 6141−6157.
  222. Struglics A., Fredlund K.M., Konstantinov Y.M., Allen J.F., M0ller I.M. Protein phosphorylation/dephosphorylation in the inner membrane of potato tuber mitochondria II FEBS Lett. 2000. V.475. P.213−217.
  223. Sutton CA, Zoubenko OV, Hanson MR, Maliga P. A plant mitochondrial sequence transcribed in transgenic tobacco chloroplasts is not edited // Mol Cell Biol. 1995. V. 15(3). P. 1377−1381.
  224. Szklarczyk M., Oczkowski M., Augustyniak H., Borner Т., Linke В., Michalik B. Organisation and and expression of mitochondrial atp9 genes from CMS and fertile carrots II Theor. Appl. Genet. 2000. V. 100. P. 263−270.
  225. Thomas C.M. The nucleotide sequence and transcription of minicircular mitochondrial DNAs associated with male- fertile and cytoplasmic male- sterile lines of sugarbeet II Nucleic Acid Res. 1986. V. 14. N 23. P. 9353- 9370.
  226. Thomas C.M. Sugarbeet minicircular mitochondrial DNAs: high- resolution mapping, transcript abundance and copy number determination // Mol. Gen. Genet. 1992. N234. P. 457- 465.
  227. Vogelstein В., Gillespie D. Preparative and analytical purification of DNA from agarose II Procl. Nat. Ac. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 615.
  228. Weihe A., Meixner M., Wolowczyk В., Melzer R., Borner T. Rapid hybridization-based assays for identification by DNA probes of male- sterile and male- fertile cytoplasms of the sugar beet Beta vulgaris L. II Theor. Appl. Genet. 1991. V. 81. P. 819 824.
  229. Weihe A., Hedtke В., Borner T. Cloning and characterization of a cDNA encoding a bacteriophage-type RNA polymerase from the higher plant Chenopodium
  230. Щ album И Nucl. Acids Res. 1997. V.25. P.2319−2325.
  231. Wen L., Chase C.D. Pleiotropic effects of a nuclear restorer-of-fertility locus on mitochondrial transcripts in male-fertile and S male-sterile maize II Curr. Genet. 1999. V.35. P.521−526.
  232. Wichmann С., Schuster W. Transfer of rpslO from the mitochondrion to the nucleus in Arabidopsis thaliana: evidence for RNA-mediated transfer and exon shuffling at the integration site II FEBS Lett. 1995. V. 374. P. 152−156.
  233. Wiesenberger G., Waldherr M., Schweyen R.J. The nuclear gene MRS2 is essential for the excision of group II introns from yeast mitochondrial transcripts in vivo И J. Biol. Chem. 1992. V.267. P.6963−6969.
  234. Williams M.A., Tallakson W.A., Phreaner C.G., Mulligan R.M. Editing and translation of ribosomal protein S13 transcripts: unedited translation products are not detectable in maize mitochondria II Curr. Genet. 1998. V.34. P.221−226.
  235. Williams M.A., Johzuka Y., Mulligan R.M. Addition of non-genomically encoded nucleotides to the 3'-terminus of maize mitochondrial mRNAs: truncated rps!2 mRNAs frequently terminate with CCA //Nucl. Acid Res. 2000. V. 28. P. 4444−4451.
  236. Wise R.P., Gobelman-Werner K., Pei D., Dill C.L., Schnable P. S. Mitochondrial transcript processing and restoration of male fertility in T-cytoplasm maize II J. Hered. 1999. V.90. P.380−385.
  237. Wise R.P., Pring D.R. Nuclear-mediated mitochondrial gene regulation and male fertility in higher plants: Light at the end of the tunnel? II PNAS. 2002. V. 99(16). P.10 240−10 242.
  238. Xue Y., Collin S., Davies D. R., Thomas С. M. Differential screening of mitochondrial cDNA libraries from male- sterile and male- fertile sugar beet reveals genome rearrangements at atpA and atp6 loci II Plant Mol. Biol. 1994. V. 25. P. 91 103.
  239. Yui R., Iketani S., Mikami Т., Kubo T. Antisense inhibition of mitochondrial pyruvate dehydrohenase El a subunit in anther tapetum causes male sterility II The Plant J. 2003. V. 34. P. 57−66.
  240. Zabala G., Gabay-Laughnan S., Laughnan J.R. The nuclear gene Rf3 affects the expression of the mitochondrial chimeric sequence R implicated in S- type male sterility in maize II Genetics. 1997. N 147. P. 847- 860.
  241. Zadoch Z., Goc A., Wierzchoslawski R., Dalke L. Cytoplasmic male sterility in hybrids of sterile wild beet (Beta vulgaris ssp. Maritima) and O-type fertile sugar beet
  242. Beta vulgaris L.): molecular analysis of mitochondrial and nuclear genomes 11 Molecular Breeding. 2003. V. 11. P. 137−148.
  243. Zanlungo S., Quinones V., Moenne A., Holuigue L., Jordana X. Splicing and editing of rpslO transcripts in potato mitochondria II Curr. Genet. 1995. V.27. P.565−571.
  244. Zeltz P, Kadowaki K, Kubo N, Maier RM, Hirai A, Kossel H. A promiscuous chloroplast DNA fragment is transcribed in plant mitochondria but the encoded RNA is not editedl/ Plant Mol Biol. 1996. V. 31(3). P. 647−656.
  245. Zhao R., Dielen V., Kinet J.-M., Boutry M. Cdsuppression of a plasma membrane H -A TPase isoform impairs sucrose translocation, stomatal opening, plant growth, and male fertility // The Plant Cell. 2000. V.12. P.535−546.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!