Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Сиквенс-специфическая химическая модификация двуцепочечной ДНК алкалирующими производными олигонуклеотидов

Диссертация: Сиквенс-специфическая химическая модификация двуцепочечной ДНК алкалирующими производными олигонуклеотидов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Доказано, что в присутствии ионов магния при кислых рН пиримидиновые олигонуклеотиды и их реакционноспособные производные могут образовывать комплексы с участками дцДНК-мишени, содержащими последовательности с неполной комплементарностью. Показано, что 1). При наличии в пуриновой цепи ДНК одиночных остатков Т или С, олигонуклеотид в этом месте должен содержать несколько выпетливающихся оснований… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ГЛАВА
  • ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР ТРЕХЦЕПОЧЕЧНЫЕ КОМПЛЕКСЫ НУКЛЕИНОВЫХ КИСЛОТ
    • 1. 1. Открытие тройных комплексов
    • 1. 2. Структура триплексов
      • 1. 2. 1. Нуклеотидные последовательности, способные образовывать триплексы
      • 1. 2. 2. Ориентация третьей цепи
      • 1. 2. 3. Конформация триплексов
    • 1. 3. Межмолекулярные и внутримолекулярные триплексы
    • 1. 4. Геометрия триплексов
    • 1. 5. Специфичность образования триплексов
    • 1. 6. Стабилизация триплексов
      • 1. 6. 1. Стабилизация триплексов с помощью уменьшения отталкивания полинуклеотидных цепей
      • 1. 6. 2. Влияние рН на сстабильность триплексов
      • 1. 6. 3. Зависимость стабильности триплексов от длины РиРу тракта и третьей цепи
      • 1. 6. 4. Влияние гидрофобных заместителей в основаниях третьей цепи на стабильность триплексов
      • 1. 6. 5. Стабилизация тройных комплексов триплекс-специфичными лигандами
      • 1. 6. 6. Некоторые особенности стабилизации межмолекулярных и внутримолекулярных триплексов
    • 1. 7. Воздействие на основные генетические процессы с помощью триплекс образующих олигонуклеотидов
  • ГЛАВА. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 2. 1. Описание выбранной модельной системы и сё характсризация
    • 2. 2. Модификация мишени I алкилирующими производными пиримидиновых олигонуклеотидов 1 и
    • 2. 3. Модификация мишеней II и III алкилирующими производными пиримидиновых олигонуклеотидов 3, 4,
    • 2. 4. Модификация дцДНК производными пуриновых олигонуклеотидов
    • 2. 5. Разработка метода количественной модификации дцДНК алкилирующим производным пиримидинового олигонуклеотида
    • 2. 6. Модификация дцДНК в составе несовершенных тройных комплексов
    • 2. 7. Модификация дцДНК [32Р]-меченым алкилирующим производным олигонуклеотида
    • 2. 8. Модификация дцДНК алкилирующими производными олигонуклеотидов, несущими реакционноспособные группы на З'-концевом фосфате, либо на 5'- и 3'концевых фосфатах одновременно
    • 2. 9. Определение структуры несовершенных комплексов
    • 2. 10. Модификация дцДНК в составе тройного комплекса алкилирующими производными длинного (15-мера) и короткого (6-мера) пирмидиновых олигонуклеотидов
    • 2. 11. Оценка скорости образования комплекса 15-мера с ДНК-мишенью в различных условиях с помощью гель-электрофореза в неденатурирующих условиях
    • 2. 12. Изучение эффективности модификации ДНК-мишени алкилирующим производным 15-мера в составе двух типов комплексов
    • 2. 13. Изучение зависимости степени модификации ДНК-мишени производными 6-мера и 15-мера от рН в различных солевых условиях
  • ГЛАВА. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 3. 1. Материалы
    • 3. 2. Методьт
      • 3. 2. 1. Буферные системы
      • 3. 2. 2. Трансформация клеток Е. coi
      • 3. 2. 3. Выделение дцДНК
      • 3. 2. 4. Введение 5'-конецевой 32Р метки в олигонуклеотидьг
      • 3. 2. 5. Синтез производных олигонуклеотидов, несущих остатки
  • 4-(Н-2-хлорэтил-Н-метиламино) бензил амина на 5-концевых фосфатах
    • 3. 2. 6. Синтез феназиниевого производного одигонукдеотида — эффектора
    • 3. 2. 7. Секвенирование фрагментов ДНК
    • 3. 2. 8. Дот-гибрвдиизация 32Р-меченных пиримидиновых олигонуклеотидов с дцДНК
  • ВЫВОДЫ

Сиквенс-специфическая химическая модификация двуцепочечной ДНК алкалирующими производными олигонуклеотидов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Создание методов необратимой инактивации и регуляции экспрессии определенных генов является одной из важнейших задач молекулярной биологии. Наиболее перспективным подходом к решению этой задачи является направленное воздействие на конкретные генетические программы с помощью олигонуклеотидов и их производных, способных избирательно взаимодействовать с характерными для этих программ нуклеотидными последовательностями, модулируя эффективность их функционирования.

Метод регуляции экспрессии генов с помощью комплементарных матричным РНК олигонуклеотидов (антисмысловых олигонуклеотидов), впервые предложенный Н. Гриневой (ВеИкоуа а1., 1967), оказал большое влияние на пути развития современной медицинской химии (Vickstrom, 1991). Еще более перспективным представляется создание методов направленного воздействия на определенные участки геномной ДНК, так как в этом случае возможно необратимое изменение генетических программ и достижение долговременных эффектов. Прямым подходом к решению этой проблемы является использование гомопуриновых и гомопиримидиновых олигонуклеотидов, способных образовывать комплексы с соответствующими участками двуцепочечной ДНК (дцДНК) (ЗоуГег & Ро1ашап, 1996).

Связывание олигонуклеотидов с ДНК может приводить к нарушению взаимодействия специфических регуляторных белковых молекул и ферментов с ДНК, или к изменению хода биологических процессов в результате стабилизации дуплексной структуры нуклеиновой кислоты. С помощью реакционноспособных производных гомопиримидиновых и гомопуриновых олигонуклеотидов может быть осуществлена направленная химическая модификации дцДНК и необратимая инактивация или модуляция экспрессии отдельных генов. Одним из наиболее перспективных классов реакционноспособных производных олигонуклеотидов для модификации ДНК являются конъюгаты олигонуклеотидов с алкилирующими группировками. Возможность расщепления ДНК по алкилированным основаниям позволяет точно определять направленность и глубину модификации. Механизм алкилирования одноцепочечной ДНК производными олигонуклеотидов был детально исследован, изучены свойства продуктов модификации (Кпогге е* а1., 1989). Потенциальная пространственная доступность основных мишеней алкилирования, N7 атомов гуанозинов для реакционноспособной группы олигонуклеотидных конъюгатов, связывающихся в большой бороздке дцДНК, позволяет надеяться, что алкилирующие производные олигонуклеотидов могут быть использованы для эффективной модификации дцДНК. Возможность осуществления такой модификации дцДНК алкилирующими производными олигоцитидилатов в составе трехцепочечного комплекса бьша впервые продемонстрирована в работе (Кнорре и др., 1988).

Целью настоящей работы является изучение специфичности и эффективности алкилирования дцДНК реакционноспособными производными пиримидиновых и пуриновых олигонуклеотидов, несущих алкилирующую группу на 5- и 3'- концевых фосфатахизучение закономерностей образования комплексов олигонуклеотидов с дцДНК в различных условияхразработка методов повышения специфичности и эффективности модификации дцДНК-мишени реакционноспособными производными олигонуклеотидов.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

А DP — аденозиндифосфат.

DMSO — диметштсульфоксид.

DMF, А — димегилформамид.

DMS — диметилсульфат.

EDTA — этилендиаминтеграуксусная кислота.

N-Melm — N-метилимидазол.

РЬзР — трифенилфосфин.

PyS)2 — дипиридилдисульфид.

SDS — додецилсульфат натрия.

— МЭ — ß—меркаптоэтанол дцДНК — двуцепочечная ДНК.

ТФО — триплексформирующие олигонуклеотиды.

ТЭА — триэтиламин е. а. — единица активности o.e. — оптическая единица п.о. — пара оснований.

ВЫВОДЫ.

1. На примере фрагментов гена человеческого у-интерферона исследована направленность и эффективность модификации дцДНК алкилирующими производными пиримидиновых олигонуклеотидов, образующими трехцепочечные комплексы с полипуринполипиримидиновыми трактами. Продемонстрирована высокая специфичность реакции алкилирования. Показано, что алкилирующая группа, присоединенная к З'-концевому фосфату триплексобразующего олигонуклеотида, реагирует с гуанозинами, находящимися в обеих цепях дцДНК, в то время как 5-концевая алкилирующая группа реагирует только с гуанозинами пуриновой цепи. Бифункциональные реагенты, несущие реакционноспособные группы на 3'- и 5'-концах олигонуклеотида, могут алкилировать одновременно обе цепи ДНК, приводя к ковалентной сшивке двух цепей, что открывает возможности для расщепления определенного выбранного участка ДНК по обеим цепям. Продемонстрировано, что эффективность реакции алкилирования зависит от расположения реакционноспособного центра мишени относительно алкилирующей группы, а также от длины линкера, связывающего олигонуклеотид и реакционноспособную группу.

2. Изучена специфичность образования комплексов пуриновых олигонуклеотидов с полипурин-полипиримидиновыми участками дцДНК. С помощью реакционноспособных производных пуриновых олигонуклеотидов впервые показано, что их связывание происходит в антипараллельной по отношению к пуриновой цепи дуплекса ориентации.

3. Разработан метод количественной модификации дцДНК алкилирующими производными пиримидиновых олигонуклеотидов, заключающийся в последовательных обработках ДНК реагентом в возрастающих концентрациях без удаления предыдущей порции гидролизованного реагента.

4. Доказано, что в присутствии ионов магния при кислых рН пиримидиновые олигонуклеотиды и их реакционноспособные производные могут образовывать комплексы с участками дцДНК-мишени, содержащими последовательности с неполной комплементарностью. Показано, что 1). При наличии в пуриновой цепи ДНК одиночных остатков Т или С, олигонуклеотид в этом месте должен содержать несколько выпетливающихся оснований, предпочтительно тимидин. 2). Гуанозин в пиримидиновом I олигонуклеотиде, введенный напротив тимидина в пуриновой цепи ДНК, не участвует в образовании тройного комплекса. 3). Модификация может протекать эффективно даже в составе слабых комплексов, не регистрируемых в данных условиях. 4). Реакция модификации дцДНК проходит с большей эффективностью в составе структур, в которых 5'-концевая область олигонуклеотида образует совершенный комплекс с ДНК-мишенью, в то время как 3'-концевая область с алкилирующей группой вследствие неполной комплементарности имеет большую конформационную свободу.

5. Обнаружено, что при низких рН в присутствии ионов магния пиримидиновые олигонуклеотиды образуют с дцДНК два типа тройных комплексов, причем алкилирование протекает с высокой эффективностью только в составе одного из них (канонического Хугстеновского).

Показать весь текст

Список литературы

  1. A., Dagneaux C., Liquier J. & Taillandier E. (1992) Triple helical polynucleotide strutures: an FT1. study of the C’GC triplet. J. Biomol. Struct. Dyn. 10, 577−588.
  2. V.P., Gray D.M. & Ratliff R.L. (1988) CD of six conformational rearrangements of polyd (A-G)'d (C-T). induced by low pH. Nucleic Acids Res. 16, 719−738.
  3. S. & Seising E. (1974) Structures for the polynucleotide complexes poly (dA) poly (dT) and poly (dT)poIy (dA)po!y (dT). J. Mol. Biol. 88, 509−521.
  4. Arnott S.> Bond P.J., Seising E. & C. Smith PJ. (1976) Models of triple-stranded polynucleotides with optimized stereochemistry. Nucleic Acids Res. 3, 2459−2470.
  5. M.M. & Wang Z. (1989) B→A transitions within a 5S ribosomal RNA gene are highly sequence-specific. J.Biol. Chem. 264,4163−4167.
  6. P.A. & Dervan P.B. (1991) Second structural motif for recognition of DNA by oligonucleotide directed triple-helix formation. Science 251,1360−1363.
  7. P.A. & Dervan P.B. (1992a) The influence of single base triplet changes on the stability of a Pur Pur-Pyr triple helix determined by affinity cleaving. Nucleic Acids Res. 20, 27 732 776.
  8. P.A. & Dervan P.B. (1992b) Recognition of double helical DNA by alternate strand triple helix formation. J. Am. Chem. Soc. 114, 4976−4982.
  9. A.M., Zarytova V.F. & Grineva N.I., (1967) Synthesis of ribonucleosides and diribonucleoside phosphates containing 2-chloroethylamine and nitrogen mustard residues. Tetrahedron Lett., 37, 3557−3562.
  10. B.P., Krasilnikova M.M., Veselkov AG. & Frank-Kamenetskii M.D.1992) Kinetic trapping ofH-DNAby oligonucleotide binding. Nucleic Acids Res. 20,1903−1908.
  11. Belotserkovskii B.P., Veselkov A G., Fillppov S.A., Dobrynin V.N. M. Mirkin S. & Frank-Kamenetskii M.D. (1990) Formation of intramolecular triplex in homopurine- homopyrimidine mirror repeats with point substitutions. Nucleic Acids Res. 18, 6621−6624.
  12. Beitran R., Martinez-Balbas A., Bernues J., Bowater R. & Azorin F. (1993) Characterization of the zinc-induced structural transition at a d (GA'CT)22 sequence. J. Mol. Biol. 230, 966−978.
  13. J., Beitran R., Casasnovas J.M. & Azorin F. (1990) DNA-sequence and metal-ion specificity of the formation of *H-DNA. Nucleic Acids Res. 18, 4067−4073.
  14. Birg F., Praseuth D., Zerial A., Asseline U., Le Doan T.& Helene C. (1990) Inhibition of simian virus 40 DNA replication in CV-1 cells by an oligodeoxynucleotide covalently linked to an intercalating agent. Nucleic Acids Res. 18, 2901−2908.
  15. S.W., Guarcello V., Zacharias W. & Miller D.M. (1997) Divalent transition metal counteract potassium-induced quadruplex assembly of oligo (dG) sequences. Nucleic Acids Res. 25, 617−625.
  16. M.A., Wang S. & Kool E.T. (1994) Base pairing and steric interactions between pyrimidine strand bridging loops and the purine strand in DNA pyrimidine.purine.pyrimidine triplexes. Biochemistry 33, 4645−4651.
  17. O.F., Shchyolkina A.K., Timofeev E.N., Tsybenko S.Yu., Mirzabekov A.D. & Florentiev V.L. (1995) Stabilization of parallel (recombinant) triplex with propidium iodide. J. Biomol. Struct. Dyn. 13, 15−27.
  18. Broitman S.L., Im D.D. & Fresco J.R. (1987) Formation of the triple-stranded polynucleotide helix, poly (AAU). Proc. Natl. Acad. Sei. USA 84, 5120−5124.
  19. Cantor C R. & Schimmel P.R. (1980) Biophysical Chemistry. Part III: The Behavior of
  20. Biological Macromolecules. Freeman, New York.
  21. G.R. & Bollum F.J. (1969) 01igodeoxythymidilate: polydeoxyadenylate and oligodeoxyadenylate: polydeoxythyrnidilate interactions. Biochemistry 8, 3928−3936.
  22. Cheng A. J.& Van Dyke M.W. (1997) Oligodeoxyribonucleotide length and sequence effects on intramolecular and intermolecular G-quartet formation. Gene 197, 253−260.
  23. D.A. & Wells R.D. (1990) Effect of length, supercoiling and pH on intramolecular triplex formation. Multiple conformers at Pur-Pyr mirror repeats. J. Biol. Chem. 265, 10 652- 10 658.
  24. N., Distefano M.D. & Dervan P.B. (1993) Cooperative oligonucleotide-directed triple helix formation at adjacent DNA sites. J. Am. Chem. Soc. 115, 4468−4473.
  25. M., Czernuszewicz G., Postel E.H., Flint S.J. & M.E.Hogan (1988) Site-specific oligonucleotide binding represses transcription of the human c-myc gene in vivo. Science 241, 456 459.
  26. T.L., Firulli A.B. & Kinniburgh A.J. (1989) Ribonucleoprotein and protein factors bind to an H-DNA-fbrming c-myc DNA element: possible regulators of the c-myc gene. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 86, 9682−9686.
  27. A., Samadashwily G.M. & Mirkin S.M. (1992) Intramolecular DNA triplexes: unusual sequence requirements and influence on DNA polymerization. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 89,11 406−11 410.
  28. Duval-Valentin G" Thuong N.T. & Helene C. (1992) Specific inhibition of transcription by triple helix-forming oligonucleotides. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 89, 504−508.
  29. Escude C, Francois J.C., Sun J.S., Ott G., Sprinzl M., Garestier T. & Helene C. (1993) Stability of triple helices containing RNA and DNA strands: experimental and molecular modeling studies. Nucleic Acids Res. 21, 5547−5553.
  30. G., Davies D.R. & Rich A. (1957) Formation of a three-stranded polynucleotide molecule. J. Am. Chem. Soc. 79,2023−2024.
  31. Fossella J.A., Kim Y.J., Shih H., Richards E.G. & Fresco J.R. (1993) Relative specificitiesin binding of Watson-Crick base pairs by third strand residues in a DNA pyrimidine triplex motif. Nucleic Acids Res. 21, 4511−4515.
  32. Fox K.R. (1990) Long (dA)n.(dT)n tracts can form intramolecular triplexes under superhelical stress. Nucleic Acids Res. 18, 5387−5391.
  33. Fox K.R., Polucci P., Jenkins T.C. & Neidle S. (1995) A molecular anchor for stabilizing triple-helical DNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 92, 7887−7891.
  34. Francois J.C., Saison-Behmoaras T. & Helene C. (1988) Sequence-specific recognition of the major groove of DNA by oligodeoxynucleotides via triple helix formation. Footprinting studies. Nucleic Acids Res. 16, 11 431−11 440.
  35. Frank-Kamenetskii M. (1992) Protonated DNA structures. Methods Enzymol. 211, 180−191.
  36. Frank-Kamenetskii M.D. & Mirkin S.M. (1995) Triplex DNA structures. Annu. Rev. Biochem. 64, 65−95.
  37. Frank-Kamenetskii M.D., Malkov V.A., Voloshin O.N. & Soyfer V.N. (1991) Stabilization of PyPuPu triplexes with bivalent cations. Nucleic Acids Res. Symp. Ser. 24, 159−162.
  38. B.C. & Ricca D J. (1992) Triple-helix formation by oligonucleotides containing the carbocyclic analogs of thymidine and 5-methyl-2'-deoxycytidine. J. Am. Chem. Soc. 114, 83 208 322.
  39. Gamper H.B., Jr, Kutyavin I.V., Rhinehart R.L., Lokhov S.G., Reed M.W. & Meyer R.B. (1997) Modulation of Cm/T, G/A, and G/T triplex stability by conjugate groups in the presence and absence of KCl. Biochemistry 36, 14 816−14 826.
  40. Gee J.E., Blume S., Snyder R.C., Ray R. & Miller D.M. (1992) Triplex formation prevents Spl binding to the dihydrofolate reductase promoter. J. Biol. Chem. 267, 11 163−11 167.
  41. Giovannangeli C., Montenay-Garestier T., Rougee M., Chassignol M., Thuong N.T. & Helene C. (1991) Single-stranded DNA as a target for triple-helix formation. J. Am. Chem. Soc. 113, 7775- 7777.
  42. C., Thuong N.T. & Helene C. (1993) Oligonucleotide clamps arrest DNAsynthesis on a single-stranded DNA target. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 10 013−10 017.
  43. R. & Gabbay E.J. (1968) Topography of nucleic acid helices in solutions. III. Interactions of spermine and spermidine derivatives with polyadenylic-polyuridylic and polyinosinic-polycytidylic acid helices. Biopolymers 6,243−254.
  44. D.M. & Fox K.R. (1997) DNA triple helix formation at oligopurine sites containing multiple contiguous pyrimidines. Nucleic Acids Res. 25, 3787−3794.
  45. L.C. & Dervan P.B. (1989) Recognition of thymine-adenine base pairs by guanine in a pyrimidine triple helix motif. Science 245, 967−971.
  46. M., Praseuth D., Guyesse A.L., Robin P., Thuong N.T., Helene C. & Harrel-Bellan A. (1993a) Inhibition of gene expression by triple helix-directed DNA cross-linking at specific genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 3501−3505.
  47. B.L. & Guschlbauer W. (1976) Protonated polynucleotide structures. 18. Interaction of oligocytidylates with poly (G). Nucleic Acids Res. 3, 205−218.
  48. J.G., Dervan P.B. & Wold B.J. (1994) Inhibition of Klenow fragment DNA polymerase on double-helical templates by oligonucleotide-directed triple-helix formation. Biochemistry 33, 6192−6200.
  49. K.J., Ashley C. & Lee J.S. (1994) Kilobase-range communication between polypurine. polypyrimidine tracts in linear plasmids mediated by triplex formation: a braided knotbetween two linear duplexes. Biochemistry 33, 5674−5681.
  50. K.J., Burkholder G.D. & Lee J.S. (1993) Plasmid dimerization mediated by triplex formation between polypyrimidine-polypurine repeats. Biochemistry 32, 1072−1077.
  51. K.J., Crosson P. & Lee J.S. (1991) Polyamines favor DNA triplex formation at neutral pH. Biochemistry 30, 4455−4459.
  52. Han H. & Dervan P.B. (1993) Sequence-specific recognition of double helical RNA and RNA-DNA by triple helix formation. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 90, 3806−3810.
  53. R. & Dervan P.B. (1990) Single-strand DNA triplex formation. Biochemistry 29, 9761−9765.
  54. J.C., Shimizu M. & Wells R.D. (1990) Site-specific inhibition of EcoRI restriction/modification enzymes by a DNA triple helix. Nucleic Acids Res. 18, 157−161.
  55. J.C., Williams E.M. & Besterman J.M. (1991) DNA triple-helix formation at physiologic pH and temperature. Antisense Res. Dev. 1, 307−317.
  56. Hartman D.A., Kuo S.R., Broker T.R., Chow L.T. & Wells R.D. (1992) Intermolecular triplex formation distorts the DNA duplex in the regulatory region of human papillomavirus type-11. J. Biol. Chem. 267, 5488−5494.
  57. M., Frazier J. & Miles H.T. (1975) Poly (8-aminoguanylic acid): formation of ordered self-structures and interaction with poly (cytidylic acid). Biochemistry 18, 5033−5045.
  58. C. (1991) The antigene strategy: control of gene expression by triplex-helix-forming oligonucleotides. Anticancer Drug Des. 6, 569−584.
  59. W. & Gassen H.G. (1979) Physical and coding properties of poly (5-methoxyuridylic) acid. Biochim. Biophys. Acta 562, 207−213.
  60. K. (1959) The structure of crystals containing a hydrogen-bonded complex of 1 -methylthymine and 9-methyladenine. Acta Crystallogr. 12, 822−823.
  61. K. (1963) The crystal and molecular structure of a hydrogen-bonded complex between 1-methylthymine and 9-methyladenine. Acta Crystallogr. 16,907−916.
  62. D.A. & Dervan P.B. (1990) Recognition of mixed-sequence duplex DNA by alternate-strand triple-helix formation. .J. Am. Chem. Soc. 112, 2435−2437.
  63. F.B., Limn W. & Miles H.T. (1985) Poly (2-amino-8-methyladenylic acid). Competing structural and energetic effects of substituents. Biochemistry 24, 5033−5039.
  64. Howard F.B., Miles H.T., Liu K., Frazier, Raghunathan G. & Saslsekharan V. (1992) Structure of d (T)n (A)nd (T)n: the DNA triple helix has B-form geometry with C2'-endo sugar pucker. Biochemistry 31,10 671−10 677.
  65. , H. & Dahlberg J.E. (1988) Single strands, triple strands, and kinks in H-DNA. Science 241, 1791−1796.
  66. , H. & Dahlberg J.E. (1989) Topology and formation of triple-stranded H-DNA. Science 243, 1571−1576.
  67. , R.B. (1964) Multistranded DNA homopolymer interactions. J. Mol. Biol. 10, 137 146.
  68. , S.D. & Johnston B.H. (1992a) Intramolecular triple-helix formation at (PunPy")(PunPyn) tracts: recognition of alternate strands via PuPuPy and Py PuPy base triplets. Biochemistry 31, 320−327.
  69. , S.D. & Johnston B.H. (1992b) Oligonucleotide-directed triple helix formation at adjacent oligopurine and oligopyrimidine DNA tracts by alternate strand recognition. Nucleic Acids Res. 20, 5279−5288.
  70. , S.D. & Johnston B.H. (1993) Sequence limitations of triplex formation by alternate-strand recognition. Biochemistry 32, 2800−2807.
  71. , M.C. & Hobbs F.W. (1993) 7,8-dihydro-8-oxoadenine as a replacement for cytosine in the third strand of triple helices. Triplex formation without hypochromicity. Biochemistry 32,3249−3254,
  72. , K.H., Durland R.H. & Hogan M.E. (1992) The vacuum UV CD spectra of GGC triplexes. Nucleic Acids Res. 20, 3859−3864.
  73. , E.N., Howard F.B., Frazier J. & Miles H.T. (1987) Poly (2-amino-8-methyldeoxyadenylic acid): contrasting effects in deoxy- and ribopolynucleotides of 2-amino and 8-methyl substituents. Biochemistry 26, 7159−7165.
  74. , S. & Wells R.D. (1992) Central non-PurPyr sequences in oligo (dGdC) tracts and metal ions influence on the formation of intramolecular DNA triplex isomers. J. Biol. Chem. 267, 20 887−20 891.
  75. , L.L., Griffm L.C. & Dervan P.B. (1992) Flanking sequence effects within the pyrimidine triple-helix motif characterized by affinity cleaving. Biochemistry 31, 2829−2834.
  76. , D.G., Vlassov V.V., Zarytova V.F. & Lebedev A.V. (1989) Reactive oligonucleotide derivatives as tools for site specific modification of biopolymers. Soviet Scientific Reviews 15, 271−339.
  77. Koh, J.S. & Dervan P.B. (1992) Design of a nonnatural deoxyribonucleoside for recognition of GC base pairs by oligonucleotide-directed triple helix formation. J. Am. Chem. Soc. 114, 14 701 478.
  78. , Y. & Kohwi-Shigematsu T. (1988) Magnesium ion-dependent triple-helix structure formed by homo-purine-homopyrimidine sequences in supercoiled plasmid DNA. Proc. Natl.Acad.Sci. USA 85, 3781−85.
  79. , Y. & Kohwi-Shigematsu T. (1993) Structural polymorphism of homopurine-homopyrimidine sequences at neutral pH. J. Mol. Biol. 231, 1090−1101.
  80. Kohwi-Shigematsu, T. & Kohwi, Y. (1991) Detection of triple-helix related structures adopted by poly (dG)-poly (dC) sequences in supercoiled plasmid DNA. Nucleic Acids Res. 19, 4267−4271.
  81. , R., Torrey T.A. & Kinniburgh A.J. (1992) A CT promoter element binding protein: definition of a double-strand and a novel single-strand DNA-binding motif. Nucleic Acids Res. 20, 111−116.
  82. , E.T. (1991) Molecular recognition by circular oligonucleotides: increasing the selectivity of DNA binding. J. Am. Chem. Soc. 113, 6265−6266.
  83. Koshlap K. M, Schultze P., Brunar H., Dervan P.B., Feigon J. (1997) Solution structure of an intramolecular DNA triplex containing an N7-glycosylated guanine which mimics a protonated cytosine. Biochemistry 36, 2659−2668.
  84. Krasilnikov A.S., Panyutin I.G., Samadashwily G.M., Cox R. & Mirkin S.M. (1997) Mechanisms of triplex-caused polimerization arrest. Nucleic Acids Res. 25, 1339−1346.
  85. I.V., Gamper H.B., Gall A.A. & Meyer R.B., Jr. (1993) Efficient, specific interstrand cross-linking of double-stranded DNA by a chlorambucil-modified, triplex-forming oligonucleotide. J. Am. Chem. Soc. 115, 9303−9304.
  86. J.N., Kutyavin I.V., Rhinehart R., Reed M.W., Meyer R.B. & Gamper H.B., Jr (1997) Factors influencing the extent and selectivity of alkylation within triplexes by reactive G/A motif oligonucleotides. Nucleic Acids Res. 25, 4123−4131.
  87. Latimer, L.J.P., Hampel K. & Lee J.S. (1989) Synthetic repeating sequence DNAs containing phosphorothioates: nuclease sensitivity and triplex formation. Nucleic Acids Res. 17, 1549−1561.
  88. , C.A. & Neidle S. (1992) Prediction of the structure of the Y+.R-.R (+)-type DNA triple helix by molecular modelling. Nucleic Acids Res. 20, 6535−6541.
  89. , C.A. & Neidle S. (1992a) Molecular dynamics simulation of the DNA triplex d (TC)5 d (GA)5 d (C+T)5. J. Mol. Biol. 223, 519−529.
  90. Lee, J.S., Johnson D.A. & Morgan A.R. (1979) Complexes formed by (pyrimidine)n (purine)" DNAs on lowering the pH are three-stranded. Nucleic Acids Res. 6, 30 733 091.
  91. Lee, J.S., Woodsworth ML., Latimer L.J. & Morgan A.R. (1984) Poly (pyrimidine)-poly (purine) synthetic DNAs containing 5-methylcytosine form stable triplexes at neutral pH. Nucleic Acids Res. 12, 6603−6614.
  92. Letai, A.G., Palladino M.A., From ?., Rizzo V. &.Fresco J. R (1988) Specificity in formation of triple-stranded nucleic acid helical complexes: studies with agarose-linked polyribonucleotide affinity columns. Biochemistry 27, 9108−9112.
  93. Limn, W., Uesugi S" Ikehara M. & Miles H.T. (1983) Poly (8-methyladenylic acid): a single- stranded regular structure with alternating syn-anti conformations. Biochemistry 22, 42 174 222.
  94. , M.N. (1964) Complex formation between polycytidylic acid and guanine oligonucleotides. J. Biol. Chem. 239,1256−1260.
  95. , M.N., Heppel L.A. & Bradley D.F. (1960) Complex formation between adenine oligonucleondes and polyuridylic acid. Biochim. Biophys. Acta 41, 175−177.
  96. , J., Coffinier P., Firon M. & Taillandier E. (1991) Triple helical polynucleotide structures: sugar conformations determined by FTIR spectroscopy. J. Biomol. Struct. Dyn. 9, 437 435.
  97. Liu, K., Miles H.T., Parris K.D. & Sasisekharan V. (1994) Fibre-type X-ray diffraction patterns from single crystals of triple helical DNA. Nature Struct. Biol. 1, 11−12.
  98. Lyamichev, V.I., Frank-Kamenetskii M.D. & Soyfer V.N. (1990) Protection against UVinduced pyrimidine dimerization in DNA by triplex formation. Nature 344, 568−570.
  99. , V.I., Mirkin S.M. & Frank-Kamenetskii M.D. (1985) A pH-dependent structural transition in the homopurine-homopyrimidine tract in superhelical DNA. J. Biomol. Struct. Dyn. 3, 327−338.
  100. , V.I., Mirkin S.M. & Frank-Kamenetskii (M.D. 1986) Structures of homopurine-homopyrimidine tract in superhelical DNA. J. Biomol. Struct. Dyn. 3, 667−669.
  101. Lyamichev, V.I., Mirkin S.M., Frank-Kamenetskii M.D. Cantor & C.R. (1988) A stable complex between homopyrimidine oligomers and homologous regions of duplex DNAs. Nucleic Acids Res. 16, 2165−2178.
  102. Lyamichev, V.I., Voloshin O.N., Frank-Kamenetskii M.D. & Soyfer V.N. (1991) Photofootprinting of DNA triplexes. Nucleic Acids Res. 19, 1633−1638.
  103. Macaya, R, Gilbert D.E., Malek S., Sinsheimer J.S. & Feigon J. (1991) Structure and stability ofX G C mismatches in the third strand of intramolecular triplexes. Science 254, 270−274.
  104. , R., Schultze P., & Feigon J. (1992a) Sugar conformations in intramolecular DNA triplexes determined by coupling constants obtained by automated simulation of P. COSY cross peaks. J. Am. Chem. Soc. 114, 781−783.
  105. , R., Wang E., Schultze P., Sklenar V. & Feigon J. (1992b) Proton nuclear magnetic resonance assignments and structural characterization of an intramolecular DNA triplex. J. Mol. Biol. 225, 755−773.
  106. Maher L.J.III, Wold B. & Dervan P.B. (1991) Oligonucleotide-directed DNA triple-helix formation: an approach to artificial repressors? Antisense Res. Dev. 1,277−281.
  107. Maher, L.J., in (1992) Inhibition of T7 RNA polymerase initiation by triple-helical DNA complexes: a model for artificial gene repression. Biochemistry 31, 7587−7594.
  108. Maher, L.J., IE, Dervan P.B. & Wold B. (1990) Kinetic analysis of oligodeoxy-ribonucleotide-directed triple-helix formation on DNA. Biochemistry 29, 8820−8826.
  109. Maher, L.J., ID, Dervan P.B. & Wold B. (1992) Analysis of promoter-specific represssion by triple-helical DNA complexes in a eukaryotic cell-free transcription system. Biochemistry 31, 70−81.
  110. Maher, L.J., in, Wold B. &.Dervan P. B (1989) Inhibition of DNA binding proteins by oligonucleotide-directed triple helix formation. Science 245, 725−730.
  111. , V.A., Voloshin O.N., Rostapshov V.M., Jansen I., Soyfer V.N. & Frank-Kamenetskii M.D. (1993a) Protonated pyrimidine-purine-purine triplex. Nucleic Acids Res. 21, 105−111.
  112. , V.A., Voloshin O.N., Soyfer V.N. & Frank-Kamenetskii M.D. (1993b) Cation and sequence effects on stability of intermolecular pyrimidine-purine-purine triplex. Nucleic Acids Res. 21, 585−591.
  113. , G., Xodo L.E. & Gasparotto D. (1990) Triple helix formation by oligopurine-oligopyrimidine DNA fragments electrophoretic and thermodynamic behaviour. J. Mol. Biol. 213, 833−843.
  114. , C. & Thiele D. (1978) Poly (dG) poly (dC) at neutral and alkaline pH: the formation of triple stranded poly (dG) poly (dG) poly (dC). Nucleic Acids Res. 5,1017−1028.
  115. Martinez-Balbas, A. & Azorin F. (1993) The effect of zinc on the secondary structure of d (GA TC) n DNA sequences of different length: a model for the formation *H-DNA. Nucleic Acids Res. 21, 2557−2562.
  116. , J., Michelson A.M. & Pochon F. (1966) Polynucleotide analogues. VI. Physical studies on 5-substituted pyrimidine polynucleotides. Biochim. Biophys. Acta 114, 16−26.
  117. Mayfield C., Ebbinghaus S" Gee J., Jones D" Rodu B., Squibb M. & Miller D. (1994) Triplex formation by the human Ha-ras promoter inhibits Spl binding and in vitro transcription. J. Biol. Chem. 269, 18 232−18 238.
  118. Mergny, J.L., Duval-Valentin G.,.Nguyen C. H, Perrouault L., Faucon B., Rougee M., Montenay-Garestier T, Bisagni E. & Helene C. (1992) Triple-helix specific ligands. Science 256, 1681−1684.
  119. , S.M. & Frank-Kamenetskii M.D. (1994) H-DNA and related structures. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 23, 541−576.
  120. , S.M., Lyamichev V.l., Drushlyak K.N., Dobrynin V.M. & Frank-Kamenetskii M.D. (1987) DNA H form requires a homopurine-homopyrimidine mirror repeat. Nature 330, 495−497.
  121. , A.R. & Wells R.D. (1968) Specificity of the tree-stranded complex formation between double-stranded DNA and single-stranded RNA containing repeating nucleotide sequences. J. Mol. Biol. 37, 63−80.
  122. , H. & Dervan P.B. (1987) Sequence-specific cleavage of double helical DNA by triplex helix formation. Science 238, 645−650.
  123. Mouscadet, J.-F., Ketterle C, Goulaouic H., Carteau S., Subra F., Le Bret M. & Auclair C. (1994) Triple helix formation with short oligonucleotide-intercalator conjugates matching the HIV-l U3 LTR end sequence. Biochemistry 33,4187−4196.
  124. Mundt, A.A., Crouch G. J .& Eaton B.E. (1997) Bimolecular DNA triplexes: duplex extensions show implications for H-form DNA stability. Biochemistry 36, 13 004−13 009.
  125. Ono, A., Ts’o P.O.P. & Kan L.-S. (1991) Triplex formation of oligonucleotides containing 2-O-methyl-pseudoisocytidine in substitution for 2-deoxycytidine. J. Am. Chem. Soc. 113, 40 324 033.
  126. , F.M., Kinsey B.M. & McShan W.M. (1994) Linkage structures strongly influence the binding cooperativity of DNA intercalators conjugated to triplex forming oligonucleotides. Nucleic Acid Res. 22, 479−484.
  127. Orson, F.M., Thomas D.W., McShan W.M., Kessler DJ. & Hogan M.E. (1991) Oligonucleotide inhibition of EL2Ra mRNA transcription by promoter region collinear triplex formation in lymphocytes. Nucleic Acids Res. 19, 3435−3441.
  128. Ouali, M., Letellier R., Sun J.S., Ahkebat A., Adnet F., Liquier J. & Taillandier E. (1993) Determination of G*GC triple-helix structure by molecular modeling and vibrational spectroscopy. J. Am. Chem. Soc. 115, 4264−4270.
  129. , I.G. & Wells R.D. (1992) Nodule DNA in the (GA)37(CT)37 insert in superheiical plasmids. J. Biol. Chem. 267, 5495−5501.
  130. , G.E., Park Y.W., Singleton S.F., Dervan P.B. & Breslauer K.J. (1990) Thermodynamic characterization of the stability and the melting behavior of a DNA triplex: a spectroscopic and calorimetric study. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87, 9436−9440.
  131. , F. & Michelson A.M. (1965) Polynucleotides. VI. Interaction between polyguanylic acid and polycytidylic acid. Proc. Natl. Acad. Sci USA 53, 1425−1430.
  132. , E.H., Berberich S.J., Flint S.J., Ferrone C.A. (1993) Human c-myc transcription factor PuF identified as nm23-H2 nucleoside diphosphate kinase, a candidate supressor of tumor metastasis. Science 261,478−483.
  133. , E.H., Flint S.J., Kessler D.J. & Hogan M.E. (1991) Evidence that a triplex-forming oligodeoxyribonucleotide binds to the c-myc promoter in HeLa cells, thereby reducing c-myc mRNA levels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 8227−8231.
  134. , E.H., Mango S.E. & Flint S.J. (1989) A nuclease-hypersensitive element of the human c-myc promoter interacts with a transcription initiation factor. Mol. Cell. Biol. 9, 5123−5133.
  135. , G. & Kool E.T. (1992) Structural effects in the recognition of DNA by circular oligonucleotides. J. Am. Chem. Soc. 114, 3523−3527.
  136. , I. & Patel D.J. (1993) Solution structure of an intramolecular purine purine pyrimidine DNA triplex. J. Am. Chem. Soc. 115,1615−1617.
  137. , I. & Patel D.J. (1994) Solution structure of a pyrimidine purine pyrimidine DNA triplex containing T. AT, C+ GC and GTA triples. Structure 2,17−32.
  138. Radhakrishnan, I., Gao X., de los Santos C., Live D. & Patel D.J. (1991b) NMR amino proton and nitrogen markers of GTA base triple formation. Biochemistry 30, 9022−9030.
  139. , A. (1958) Formation of two- and three-stranded helical molecules by polyinosinic acid and polyadenylic acid. Nature 181, 521−525.
  140. , A. (1960) A hybrid helix containing both deoxyribose and ribose polynucleotides and its relation to the transfer of information between the nucleic acids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 46, 1044−1053.
  141. , R.W. & Crothers D.M. (1991) Specificity and stringency in DNA triplex formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 9397−9401.
  142. , R.W. & Crothers D.M. (1992) Stability and properties of double and triple helices: dramatic effects of RNA and DNA backbone composition. Science 258,1463−1466.
  143. Roy, C. (1993) Inhibition of gene transcription by purine rich triplex forming oligodeoxyribonucleotides. Nucleic Acids Res. 21, 2845−2852.
  144. G.M. & Mirkin S.M. (1994) Trapping DNA polymerases using triplex-forming oligodeoxyribonucleotides. Gene 149, 127−136.
  145. , G.M., Dayn A. & Mirkin S.M. (1993) Suicidal nucleotide sequences for DNA polymerization. EMBO J. 12, 4975−4983,
  146. N. (1986) Sustained high-level production of recombinant human gamma interferon using a bovin papillomavirus vector. European patent 0 198 386.
  147. Sekharudu, C.Y., Yathindra N.& Sundaralingam M. (1993) Molecular dynamics investigations of DNA triple helical models: unique features of the Watson-Crick duplex. J. Biomol. Struct. Dyn. 11,225−244.
  148. , S.F. & Dervan P.B. (1992a) Thermodynamics of oligodeoxyribonucleotide-directed triple-helix formation: an analysis using quantitative affinity cleavage titration. J. Am. Chem. Soc. 114, 6957−6965.
  149. , S.F. & Dervan P.B. (1992b) Influence of pH on the equilibrium association constants for oligo-deoxyribonucleotide-directed triple helix formation at single DNA sites. Biochemistry 31, 10 995−11 003.
  150. , S.F. & Dervan P.B. (1993) Equilibrium association constants for oligonucleotide-direeted triple helix formation at single DNA sites: linkage to cation valence and concentration. Biochemistry 32, 13 171−13 179,
  151. , V. & Feigon J. (1990) Formation of a stable triplex from a single DNA strand. Nature 345, 836−838.
  152. , V.N. & Potaman V.N. (1996) Triple Helical Nucleic Acids. Springer Verlag.
  153. Soyfer, V.N., Voloshln O.N., Malkov V.A.& Frank-Kamenetskii M.D. (1992) Photofootprinting of inter- and intramolecular DNA triplexes. In (R.H.Sarma & M.H.Sarma eds.) Structure and Function, Vol. 1: Nucleic Acids, Adenine Press, New York, 29−41.
  154. Steiner, R.F.& Beers R.F. (1959) Polynucleotides. VI. The influence of various factors upon the structural transition of polyriboadenylic acid at acid pH. Biochim. Biophys. Acta 32, 166−176.
  155. , H.U. & Dervan P.B. (1993) Specific recognition of CG base pairs by 2deoxynebularine within the purine purine pyrimidine triple-helix motif. Biochemistry 32, 21 772 185.
  156. , S.A. & Dervan P.B. (1990) Site-specific cleavage of a yeast chromosome by oligonucleotide-directed triple-helix formation. Science 249, 73−75.
  157. , S.A. & Dervan P.B. (1991) Single-site enzymatic cleavage of yeast genomic DNA mediated by triple helix formation. Nature 350,172−174.
  158. Strobel, S.A., Doucette-Stamm L.A., Riba L., Housman D.E.& Dervan P.B. (1991) Site-specific cleavage of human chromosome 4 mediated by triple helix formation. Science 254, 16 391 642.
  159. Sugimoto, N, Shintani Y. & Sasaki M. (1991) Effect of the third-strand length on the formation of DNA triple helix. Nucleic Acids Res. Symp. Ser. 25, 183−184.
  160. Sun J.S., Mergny J.L., Lavery R., Montenay-Garestier T., Helene C. (1991a) Triple helix structures: sequence dependence, flexibility and mismatch effects. J. Biomol. Struct. Dyn. 9, 411 424.
  161. F., Cherny D., Debin A., Delain E., Malvy C. (1996) A new approach to overcome potassium-mediated inhibition of triplex formation. Nucleic Acids Res. 24, 3858−3865.
  162. , C.W. & Tabor, H. (1984) Polyamines. Annu. Rev. Biochem. 53, 749−790.
  163. , T. & Thomas T.J. (1993) Selectivity of polyamines in triplex DNA stabilization. Biochemistry 32, 14 068−14 074.
  164. Thomas, T.J., Kulkami G.D., Greenfield N.J., Shirahata A, Thomas T (1996) Structural specificity effects of trivalent polyamine analogues on the stabilization and conformational plasticity of triplex DNA. Biochem J 319(Pt 2), 591−599.
  165. , N.T. & Helene C. (1993) Sequence-specific recognition and modification of double-helical DNA by oligonucleotides. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 32, 666−690.
  166. E. & Norden B. (1995) Intercalative interactions of ethidium dyes with triplex structures. Bioorg. Med. Chem. 3, 701−711.
  167. Wang, E., Malek S.& Feigon J. (1992) Structure of a G T A triplet in an intramolecular DNA triplex. Biochemistry 31, 4838−4846.
  168. , S., Booher M.A. & Kool E.T. (1994) Stabilities of nucleotide loops bridging the pyrimidine strands in DNA pyrimidine-purine-pyrimidine triplexes: special stability of the CTTTG loop. Biochemistry 33, 4639−4644.
  169. , E. (1991) Prospects for antisense nucleic acid therapy of cancer and AIDS. Wiley-Liss, New York, NY.
  170. , W.D., Hopkins H.P., Mizan S., Hamilton D.D. & Zon G. (1994) Thermodynamics of DNA triplex formation in oligomers with and without cytosine bases: influence of buffer species, pH, and sequence. J. Am. Chem. Soc. 116, 3607−3608.
  171. Xodo L" Alunni-Fabbroni M., Manzini G., Quadrifoglio F. (1994b) Fyrimidine phosphorothioate oligonucleotides form triple-stranded helices and promote transcription inhibition. Nucleic Acids Res. 22, 3322−3330.
  172. Xodo, L.E., Alunni-Fabbroni M., Manzini G. (1994a) Effect of 5-methylcytosine on the structure and stability of DNA. Formation of triple-stranded concatenamers by overlapping oligonucleotides. J. Biomol. Struct. Dyn, 11, 703−720.
  173. Xodo, L.E., Manzini G., Quadrifoglio F., van der Marel G. & van Boom J. (1991) Effect of 5-methylcytosine on the stability of triple-stranded DNA a thermodynamic study. Nucleic Acids Res. 19, 5625−5631.
  174. Xu Z., Pilch D.S., Srinivasan A.R., Olson W.K., Geacinton N.E. & Breeslauer K.J. (1997) Modulation of nucleic acid structure by ligand binding: induction of a DNA.RNA.DNA hybrid triplex by DAPI intercalation. Bioorg. Med. Chem. 5, 1137−1147.
  175. , S.L., Krawczyk S.H., Matteucci M.D. & Toole J.J. (1991) Triple helix formation inhibits transcription elongation in vitro, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 10 023−10 026.
  176. , В.Ф., Иванова E.M., Кутявин Й. В. (1982) Синтез олигодезоксирибонуклеотидов GGCCTGTTTGGC и Т(рТ)ы триэфирным методом с использованием 5'-п-хлорфениловых эфиров соответствующих олигонуклеотидных блоков. Биоорган, химия, 8,224−230.
  177. Д.Г., Зарытова В. Ф., Подуст JI.M., Федорова О С. (1988) Комплементарно адресованная модификация двуцепочечкой ДНК в составе трехцепочечного комплекса. Докл. АН СССР, 300, 1006−1009.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!