Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Прижизненные исследования травматической ретракции нервных отростков и ее ингибирование

Диссертация: Прижизненные исследования травматической ретракции нервных отростков и ее ингибирование
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Высказано предположение о том, что механизм ретракции поврежденного нервного отростка участвует в формировании диастаза перерезанного нерва и пересеченных проводящих путей мозга. Возможно, диастаз нерва формируется не только за счёт сокращения его соединительнотканных оболочек и эластических свойств глии, но и за счёт ретракции нервных волокон. Следовательно, для уменьшения диастаза… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Рост и регенерация отростков нервных клеток
    • 1. 2. Естественная элиминация дендритов и аксонов при дифференцировке арборизации нейронов
    • 1. 3. Травматическая ретракция нервных отростков, вызванная экспериментальным воздействием
    • 1. 4. Механизмы ретрактильной активности нервных отростков и способы ее ингибирования
      • 1. 4. 1. Участие Са2+ в механизмах сокращения нейрита и его ингибирования
      • 1. 4. 2. Роль микротрубочек в ретракции нервных отростков. Эксперименты с колхицином
      • 1. 4. 3. Функция актиновых микрофиламентов в ретракции нейритов. Эксперименты с цитохалазином В
      • 1. 4. 4. Функция миозинового цитоскелета в ретрактильной активности. Эксперименты с блеббистатином
      • 1. 4. 5. Влияние других факторов на ретрактильную активность нервных волокон и ее ингибирование
  • 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объекты исследования
    • 2. 2. Методика исследования
      • 2. 2. 1. Методика выделения и микроскопического исследования строения одиночных живых нейронов моллюска
      • 2. 2. 2. Методика исследования выделенных нейронов моллюска и их отростков с помощью электронной микроскопии
      • 2. 2. 3. Методика выделения миелиновых нервных волокон
      • 2. 2. 4. Методика исследования сокращения нервных отростков под воздействием агентов, влияющих на двигательную активность нейронов
      • 2. 2. 5. Методика электрофизиологического исследования одиночных нейронов медицинской пиявки
      • 2. 2. 6. Методика исследования влияния блокатора Са2+ каналов и ингибиторов цитоскелета на электрическую активность нейрона
      • 2. 2. 7. Описание компьютерной цейтраферной микровидеоустановки
      • 2. 2. 8. Описание установки для микроэлектродных электрофизиологических исследований
      • 2. 2. 9. Компьютерный анализ изображений
      • 2. 2. 10. Статистическая обработка данных
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Сокращение миелиновых нервных волокон
    • 3. 2. Прижизненная и ультраструктурная характеристика исходных контрольных препаратов
    • 3. 3. Травматическая ретракция отростков нервных клеток
    • 3. 4. Влияние бескальциевой среды на сокращение травмированных нервных отростков
    • 3. 5. Ингибирование сократительной активности нейритов с помощью блокатора кальциевых каналов нимодипина
    • 3. 6. Ингибирование сократительной активности нейритов с помощью воздействия на актиновый цитоскелет
    • 3. 7. Влияние блеббистатина на сократительную активность нейритов
    • 3. 8. Механизм участия микротрубочек в травматической ретракции нервных отростков
    • 3. 9. Электрические характеристики нейромембраны под влиянием агентов, ингибирующих ретракцию
  • 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
  • 5. ВЫВОДЫ

Прижизненные исследования травматической ретракции нервных отростков и ее ингибирование (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Нейрон — высокоспециализированная клетка, основной функцией которой является генерация, передача и обработка нервных импульсов. Поэтому преобладающее большинство исследований нейрофизиологов направлено на изучение количественно регистрируемых электрических нервных процессов. При этом важнейшие неэлектрические функции нейрона остаются изученными недостаточно.

Так в значительной мере происходит и с двигательной активностью нейрона, которая играет важную роль не только на ранних этапах онтогенеза, но и на протяжении всей жизни организма в норме и при патологии. Поэтому исследование двигательной активности структурных элементов нейрона является современной и актуальной научной темой.

Актуальность проблемы морфо-физиологического исследования живых травмированных нейронов состоит в том, что это — реальная возможность дополнить существующие представления о строении нейрона в статике данными, о его структурной кинетике: механизмах сокращения нервных отростков, ретрактильных потенциях нейритов, эффектах различных фармакологических веществ на сократительную активность (Yar, Spenser, Winlow, 1993; Kranenburg, Poland, Gebbink et al., 1997; Wong, Lichtman, 2003).

Мало исследовано поведение отростков нейронов после их травмы в адаптационный период, не проанализированы различные формы сократительной активности отростков, зависимость вектора сокращения нейрита от топографии зоны адгезии, латентный период и время протекания реакции сокращения.

Знание структурных деталей поведения живых нейронов в различных неадекватных условиях имеет прямое отношение к раскрытию конкретных патологических механизмов (Sengottuvel, Fischer, 2011). Этим весьма актуальным вопросам и будет посвящена настоящая диссертация.

Цель и задачи исследования

В последнее время уделяется большое внимание молекулярным механизмам ретракции. Редукция дендритов, аксонов и синаптических связей также является двигательной активностью, поэтому можно согласиться с мнением Ь. 1лю и Б.О.М. О’Ьеагу (2005), что сократительная активность является решающей центральной проблемой функционирования, а также патологии нервной системы.

Целью работы явилось исследование механизмов ретракции травмированных нервных отростков живых изолированных нейронов, способов ее блокирования, влияния ингибиторов цитоскелета на электрогенез нервных клеток.

Для достижения сформулированной цели поставлены следующие задачи:

• изучить состояние исходного изолированного препарата: тела нейрона и его отростков после их обработки проназой и диссоциации;

• изучить механизм сократительной активности живых травмированных нервных отростков, формирования двунаправленного тока массы аксоплазмы и его зависимость от зоны преобладающей адгезии;

• проанализировать действие бескальциевой среды и блокатора Са2±каналов (нимодипин) на ретракцию аксонов;

• исследовать роль цитоскелетных белков актина, миозина, тубулина в механизме травматической ретракции волокон с помощью ингибиторов их полимеризации цитохалазина В, блеббистатина, колхицина;

• проанализировать изменение электрофизиологических параметров нейромембраны под воздействием бескальциевой среды, блокатора Са2±каналов и ингибиторов полимеризации белков цитоскелета.

Научная новизна.

Используя эксперименты на одиночных изолированных волокнах, соединенных с телами нейронов удалось выявить некоторые неизвестные ранее закономерности ретракции волокон: 1) показать зависимость направления движения концов сокращающегося препарата в сторону его максимальной адгезии, 2) показать, что транслокация аксоплазмы может быть направлена в сторону противоположную движению окончания препарата, 3) найти объяснение известному феномену одновременной двунаправленности тока массы аксоплазмы.

Проведенные исследования впервые обнаружили способность миелиновых нервных волокон позвоночных сокращаться при их перерезке. Это означает, что диастаз, то есть расхождение культей перерезанного нерва осуществляется не только в результате эластических свойств оболочек, которые нейрохирурги в первую очередь стремятся соединить хирургическим швом, а в результате собственного сокращения нервных отростков. Полученные данные позволяют предложить новый подход в лечении этой травмы, то есть попытаться до стимуляции регенерации нерва различными факторами роста блокировать или ингибировать ретракцию волокон. Кроме того была показана возможность ингибирования ретракции с помощью ряда фармакологических агентов, таких как нимодипин, цитохалазин В, блеббистатин и колхицин. Нам также удалось впервые продемонстрировать электрофизиологические свойства исследуемых агентов, допускающих их применимость в экспериментальной практике при этой патологии.

Теоретическая и практическая значимость работы.

В связи с недостаточной изученностью механизмов травматической сократительной способности нейритов при перерезке нервов в работе исследована зависимость ретракции от локализации зоны адгезии волокна, вида ретрактильной активности, латентного периода начала сокращения и времени продолжительности процесса.

Теоретическая значимость заключается также в установлении связи механизма травматической ретракции с цитоскелетными структурами аксоплазмы и изменении электрической активности при этом.

Как известно, травматические поражения нервной системы, часто являются причиной инвалидности в связи с отсутствием регенерации нервных волокон. Это связано с затруднением роста волокон при их регенерации через образующийся при перерезке нерва промежуток между центральными и периферическими фрагментами (диастаз), который не удается сократить хирургическими способами и который заполняется рубцовой тканью (Инсежарова, 1994).

Практическая значимость работы состоит в разработке новой возможности облегчения роста регенерируемых волокон после перерезки нерва.

Высказано предположение о том, что механизм ретракции поврежденного нервного отростка участвует в формировании диастаза перерезанного нерва и пересеченных проводящих путей мозга. Возможно, диастаз нерва формируется не только за счёт сокращения его соединительнотканных оболочек и эластических свойств глии, но и за счёт ретракции нервных волокон. Следовательно, для уменьшения диастаза и формирования минимального рубца, а также для облегчения регенерации нерва важна не только стимуляция его регенераторных способностей, но и предотвращение или уменьшение степени расхождения периферической и центральной культей повреждённого нерва. Для этого необходимо предпринять поиск химических агентов, позволяющих ингибировать травматическую ретракцию нервных волокон, выясняется также влияние ингибиторов сокращения нейритов на электрогенез нейронов.

В изучении этих вопросов состоит предполагаемое теоретическое и практическое значение исследований.

Положения, выносимые на защиту. 1. Живые нервные клетки с отростками обладают рядом свойств: любая травма нейрита вызывает его сократительную активность, сокращение проявляется в виде трех форм (линейная, изометрическая, смешанная), вектор движения зависит от локализации района максимальной адгезии препарата, а движение массы цитоплазмы может быть одновременно двунаправленным.

2. Регулировать процесс сокращения можно с помощью бескальциевой среды и блокаторов Са2±каналов.

3. Компоненты цитоскелета (микротрубочки, микрофиламенты, миозин II) играют важную роль в сократительной активности травмированных нейронов и их функция ингибируется под влиянием блокаторов цитоскелета цитохалазина В, блеббистатина и колхицина.

4. Ингибиторы цитоскелета незначительно влияют на электрофизиологическую активность нейрона при непродолжительном воздействии.

Апробация материалов диссертации. Результаты работы были представлены на следующих конференциях.

1) Межинститутской конференции молодых ученых, посвященной 100-летию академика В. Н. Черниговского, «Механизмы регуляции и взаимодействия физиологических систем организма человека и животных в процессах приспособления к условиям среды» (Санкт-ПетербургКолтуши, 2007);

2) VI Всероссийской конференции с международным участием, посвященной 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения, «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 2008);

3) Научно-практической конференции «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины» (Санкт-Петербург, 2008);

4) Конференции молодых ученых, посвященной 85-летию со дня основания Института физиологии им. И. П. Павлова РАН «Механизмы адаптации физиологических систем организма к факторам среды» (Санкт-Петербург — Колтуши, 2010);

5) II Международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии, фармокологии и медицине» (Санкт-Петербург, 2011);

6) VIII Всероссийской конференции с международным участием «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 2012);

7) III конференции Общества клеточной биологии (Санкт-Петербург, 2012);

8) VIII Международном Междисциплинарном Конгрессе (Судак, 2012).

9) X East European Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology «Simple nervous system» (Moscow, 2012).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 17 научных работ, из них 6 статей в журналах из списка ВАК, 2 статьи в академических сборниках и 9 тезисов:

1) Васягина Н. Ю. Сократительная активность живых травмированных нейронов. // Межинститутская конференция молодых ученых, посвященная 100-летию академика В. Н. Черниговского «Механизмы регуляции и взаимодействия физиологических систем организма человека и животных в процессах приспособления к условиям среды». — СПб. — 2007. — С. 23.

2) Сотников О. С., Лактионова A.A., Васягина Н. Ю, Луковникова М. В. Поведение изолированного переживающего нейрона ганглия моллюска. // Сборник научных статей: «Проблемы регуляции висцеральных функций». Минск. — 2008. — С. 228−231.

3) Луковникова М. В., Васягина Н. Ю., Краснова Т. В., Лактионова A.A., Чихман В. Н., Солнушкин С. Д. Действие протеолитических ферментов на нейроны при их изоляции для культивировании. // VI Всероссийская конференция с международным участием, посвященная 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения «Механизмы функционирования висцеральных систем». — СПб. — 2008. — С. 115−116.

4) Васягина Н. Ю., Луковникова М. В., Сотников О. С. Попытка ингибирования сокращения нервных отростков в среде, лишенной Са2+ (прижизненные исследования). // VI Всероссийская конференция с международным участием, посвященная 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения «Механизмы функционирования висцеральных систем». — СПб. — 2008. — С. 31−32.

5) Васягина Н. Ю. Особенности двигательной функции живых травмированных нейронов медицинской пиявки. // Научно-практическая конференция «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины». — СПб. — 2008. — С. 50−51.

6) Сотников О. С., Луковникова М. В., Васягина Н. Ю., Лактионова А. А. и Парамонова Н. М. Изменение нейронов моллюска при действии протеолитических ферментов. // Морфология. — 2009. — Т. 136, № 5. — С. 36−41.

O.S. Sotnikov, M.V. Lukovnikova, N.Yu. Vasyagina, А.А. Laktionova and N.M. Paramonova Neuron Changes in a Mollusk in Response to Proteolytic Enzymes. // Neuroscience and Behavioral Physiology. — 2010. — V.40, №. 7. — P. 773−778).

7) Сотников O.C., Васягина Н. Ю., Рыбакова Г. И., Чепур С. В. Попытка ингибирования сокращения нервных отростков в среде, лишенной ионов кальция. // Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2010. — Т. 149, № 2. — С. 232−235.

8) Сотников О. С., Кокурина Т. Н., Кузнецова И. Н., Васягина Н. Ю. Транслокация воды из осевого цилиндра в структуры миелиновой оболочки нервного волокна. // Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2011. — Т. 151, № 6. — С. 705−708.

Sotnikov O.S., Kokurina T.N., Kuznetsova I.N., Vasyagina N.Y. Water translocation from the axial cylinder to myelin sheath structures of the nerve fiber. // Bull. Exp. Biol. Med. — 2011. -V. 151, № 6. -P. 757−760).

9) Сотников O.C., Васягина Н. Ю., Кокурина Т. Н. Аксиальный цитоскелетный тяждинамическая структура осевого цилиндра. Альманах, выпуск 32. М.: ЗАО «Ретиноиды». -2011. — С. 88−98.

10) Васягина Н. Ю., Рашевская Ю. В. Изучение сократительной активности живых изолированных нейронов и попытка остановить их ретракцию с помощью цитохалазина В. // Сб. науч. статей II Международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальных и прикладные исследования в физиологии, фармокологии и медицине». — СПб. — 2011. — Т. 2. — С. 138−139.

11) Васягина Н. Ю., Сотников О. С., Гендина ЕА. Сокращение травмированных отростков нервных клеток. // Морфология. — 2011. — Т. 139, № 2. — С. 31−35.

12) Laktionova А.А., Sotnikov O.S., Paramonova N.M., Vasjagina N.J. Enucleation of neuron. // X East European Conference of the International Society for Invertebrate Neurobiology «Simple nervous system». — Moscow. — 2012.

13) Сергеева C.C., Васягина Н. Ю., Сотников О. С., Краснова Т. В. и Гендина Е. А. Сократительная и электрическая активность нейрона при действии колхицина. // Морфология. — 2012. — Т. 142, № 6. — С. 25−29.

14) Васягина Н. Ю., Сергеева С. С. Влияние нимодипина на электрическую активность нейрона. // VII Всероссийская конференция с международным участием «Механизмы функционирования висцеральных систем». — СПб. — 2012. — С. 51−52.

15) Васягина Н. Ю., Сергеева С. С., Сотников О. С., Арчакова Л. И., Новаковская С. А. Влияние цитохалазина В на сократительную активность поврежденного нейрона. // III конференция Общества клеточной биологии. — 2012. — Т 54, № 9. — С. 671−672.

16) Васягина Н. Ю., Сергеева С. С. Действие колхицина на сократительную и электрическую функции нейрона. // VIII Международный междисциплинарный конгресс «Нейронаука для медицины и психологии». — Судак. — 2012. — С. 107−108.

17) Васягина Н. Ю., Сотников О. С., Кокурина Т. Н., Краснова Т. В. Сократительная активность живых изолированных нейронов и попытка ее ингибирования с помощью цитохалазина В. // Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2013. — Т. 155, № 2. — С. 251−254.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, 9 глав с изложением экспериментальных результатов, обсуждения результатов, выводов и списка литературы. Работа содержит 195 страниц. Из них — 135 рисунков.

Список литературы

включает 351 источник: 28 отечественных и 323 зарубежных.

158 ВЫВОДЫ.

1. Опыты на живых изолированных нейронах выявили наличие трех существенных свойств нервных волокон: во-первых, постоянного двунаправленного сократительного тонуса волокна, который проявляется в форме травматической ретракции, во-вторых, возможность при ретракции перемещения аксоплазмы в противоположных направлениях одновременно и, в-третьих, зависимость направления движения концов препарата от топографии зоны максимальной адгезии.

2. Необходимым компонентом механизма травматической ретракции нервных волокон являются ионы кальция. Бескальциевая среда и воздействие блокатора кальциевых каналов нимодипина на изолированные нервные клетки ингибирует ретракцию.

3. Для осуществления ретракции пересеченного нервного волокна необходимо наличие актина и миозина И. При ингибировании их полимеризации с помощью цитохалазина В и блеббистатина сократительная способность нервных волокон блокируется.

4. Микротрубочки цитоскелета участвуют в механизме ретракции нервных волокон, о чем свидетельствует влияние колхицина, который частично ингибирует их травматическую ретракцию. Однако степень торможения процесса сокращения нейритов с помощью колхицина ниже, чем у других, применяемых блокаторов.

5. Электрофизиологические исследования показывают, что бескальциевая среда, нимодипин, цитохалазин В, блеббистатин и колхицин не вызывают выраженных патологических изменений нейромембраны в использованном временном интервале и могут быть использованы в экспериментах по остановке ретракции поврежденных нервных волокон.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.Ю. Механизма миграции культивируемых клеток. // В кн.: Методы культивирования клеток. СПб.: Изд-во Политехнического университета. — 2008. — С. 40−54.
  2. ., Брей Д., Льюис Дж., Рэфф М., Роберте К., Уотсон Д.
  3. Молекулярная биология клетки. М.: Мир, 1994. — С. 503.
  4. А.И. Гистология по лекциям ординарного профессора Бабухина. Изд. С. Живульта и А. Селиванова. М., 1872−1873 (М., ЗАО «Ретиноиды», 2010, 199 с).
  5. Ю.М. Клетка как архитектурное чудо. Ч. 1. Живые нити. // Соросовский Образовательный Журнал. 1996. № 2. — С. 36−43.
  6. И.В., Хаепеков Л. Г., Шашкова H.A. Культивирование ткани и клеток центральной нервной системы: Руководство по культивированию нервной ткани. М.: Наука, 1988. — С. 141−166.
  7. Г. В., Черноморд ик Л.В. Обратимые крупномасштабные деформации клеточных мембран при электрической обработке клеток: электроиндуцируемое образование блебов. // Биологические мембраны. -1989.-Т. 6,№ 3,-С. 318−330.
  8. A.B., Кущ A.A., Прудовекий И. А. Реконструированная клетка. М.: Наука, 1982. — С. 207.
  9. Г. М. Экспериментальное обоснование применения протеолитических ферментов при регенерации поврежденных нервов: Дисс. .канд. мед. наук. Алматы. — 1994. — С. 291.
  10. . Основы эмбриологии по Петтену. М.: Мир, 1983. — Т. 2. -С. 389.
  11. Ю.А., Маковский B.C. Биопотенциалы, связанные с мерцательным движением, как начальный этап эволюции возбудимых структур. // В кн.: Немышечные формы подвижности. Пущино, АН СССР. -1976. С. 109−124.
  12. Е.В. Основные этапы дифференцировки нервных клеток. // Нейроонтогенез. М.: Наука. — 1985. — С. 6−76.
  13. Жд.Г., Мартин А. Р., Валлас Б.Дж., Фукс П. А. От нейрона к мозгу. М.: ЛКИ, 2008. — С. 672.
  14. И.Н., Станкевич Л. Н., Федорова Т. А. Изменение ультраструктуры и морфометрических параметров, корковых аксошипиковых синапсов под влиянием бескальциевой среды. // Цитология. -1988. Т. 30, № 5. — С. 532−538.
  15. Г. П. Сократительные системы клетки: от мышечного сокращения к регуляции клеточных функций. // Цитология. 2009. — Т. 51, № 3. — С. 172−181.
  16. .Ф. Немышечные сократительные белки. // Немышечные двигательные системы. М.: Наука. — 1981. — С. 3−13.
  17. Руководство по гистологии. Под. ред. Данилова Р. К. 2011. — Т. 1. — С. 830.
  18. С.С. Электрофизиологическое исследование топографии аксодендритных синапсов нейрона Ретциуса пиявки. // Физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 1995. — Т. 84, № 10. — С. 117−120.
  19. С.С. Эффект тетродотоксина на фоновую и вызванную импульсную активность нейрона Ретциуса пиявки. // Физиол. журн. 1998. -Т. 84, № 8. — С. 735−740.
  20. О.С. Динамика структуры живого нейрона. J1.: Наука, 1985. — С. 222.
  21. О.С. Статика и структурная кинетика живых асинаптических дендритов. СПб.: Наука, 2008. — С. 397.
  22. О.С., Богута К. К., Голубев А. И., Миничев Ю. С. Механизмы структурной пластичности нейронов и филогенез нервной системы. СПб.: Наука, 1994. — С. 240.
  23. С.А. О четкообразном состоянии протоплазматических отростков нервных клеток мозговой коры: Дис. М. 1899. — С. 325.
  24. Т.А., Чернова И. А., Савчук В. И., Добровольский Г. Ф., Семушкина Т. М. Метод применения колхицина к блуждающему нерву крысы с целью избирательного действия на аксональный транспорт. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1981. — Т. 92, № 11. — С. 631−634.
  25. А. Цитоскелет. Архитектура и хореография клетки. М.: Мир, 1987. — С. 120.
  26. Ю.А., Винтер Р. И., Гатауллин P.P. Изучение отдельных инкапсулированных механорецепторов Пачини после применения колхицина к нерву. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1978. — Т. 86, № 10. — С. 87−389.
  27. Ahmad F.J., Hughey J., Wittmann Т., Hyman A., Greaser M., Baas
  28. P.W. Motor proteins regulate force interactions between microtubules and microfilaments in the axon. // Natur. Cell Biol. 2000. — V. 2. — P. 276−280.
  29. Alvarez J., Ramirez B.U. Axonal microtubules: their regulation by the electrical activity of the nerve. // Neurosci. Lett. 1979. — V. 15, № 1. — P. 19−22.
  30. Amin L., Ercolini E., Shahapure R., Bisson G., Torre V. The elementary events underlying force generation in neuronal lamellipodia. // Sei. Rep. 2011. -V. 1, № 153. — P. 330−341.
  31. Anava S., Greenbaum A., Ben Jacob E., Hanein Y., Ayali A. Theregulative role of neurite mechanical tension in network development. // Biophys. J. 2009. — V. 96, № 4. — P. 1661−1670.
  32. Awasthi H., Kaushal D., Siddiqui H.H. Chronic inhibition of central Angiotensin-Converting enzyme ameliorates colchicine-induced memory impairment in mice. // Sei. Pharm. 2012. — V. 80, № 3. — P. 647−662.
  33. Baas P.W., Buster D.W. Slow axonal transport and the genesis of neuronal morphology. // J. Neurobiol. 2004. — V. 58, № 1. — P. 3−17.
  34. Baas P. W, Mozgova O.I. A novel role for retrograde transport of microtubules in the axon. // Cytoskeleton (Hoboken). 2012. — V. 69, № 7. — P. 416−425.
  35. Baas P.W., Nadar V.C., Myers K.A. Axonal transport of microtubules: the long and short of it. // Traffic. 2006. — V. 7, № 5. p. 490−498.
  36. Baas P.W., Yu W. Creative destruction of the microtubule array. // Cell cycle. 2012. — V. 11, № 13.-P. 2420−2421.
  37. Bai R., Pei X.F., Boye O., Getahun Z., Grover S., Bekisz J., Nguyen N.Y., Brossi A., Hamel E. Identification of cysteine 354 of beta-tubulin as part of the binding site for the A ring of colchicine. // Biol. Chem. 1996. — V. 271, № 21. -P. 12 639−12 645.
  38. Baker M.W., Kauffman B., Macagno E.R., Zipser B. In vivo dynamics of CNS sensory arbor formation: a time-lapse study in the embryonic leech. // J. Neurobiol. 2003. — V. 56, № 1. — P. 41−53.
  39. Baker M.W., Macagno E.R. In vivo imaging of growth cone and filopodial dynamics: evidence for contact-mediated retraction of filopodia leading to the tiling of sibling processes. // J. Comp. Neurol. 2007. — V. 500, № 5. — P. 850−862.
  40. Bamburg J.R., Bray D., Chapman K. Assembly of microtubules at the tip of growing axons. // Nature. 1986. — V. 321, № 6072. — P. 788−790.
  41. Bar P.R., Renkema G.H., Veraart C.M., Hol E.M., Gispen W.H.
  42. Nimodipine protects cultured spinal cord neurons from depolarization-induced inhibition of neurite outgrowth. // Cell Calcium. 1993. — V. 14, № 4. — P. 293−299.
  43. Baran S.E., Campbell A.M., Kleen J.K., Foltz C.H., Wright R.L., Diamond D.M., Conrad C.D. Combination of high diet and chronic stress retracts hippocampal dendrites. //Neuro Report. 2005. — V. 16, № 1. — P. 39−43.
  44. Bard L., Boscher C., Lambert M., Mege R.M., Choquet D., Thoumine O. A molecular clutch between the actin flow and N-cadherin adhesions drives growth cone migration. // J. Neurosci. 2008. — V. 28, № 23. — P. 5879−5890.
  45. Beck A., Lohr C., Deitmer J.W. Calcium transients in subcompartments of the leech Retzius neuron as induced by single action potentials. // J. Neurobiol. -2001.-V. 48, № 1.- P. 1−18.
  46. Ben-Yaakov K., Dagan S.Y., Segal-Ruder Y., Shalem O., Vuppalanchi D., Willis D.E., Yudin D., Rishal I., Rother F., Bader M., Blesch A., Pilpel Y.,
  47. Twiss J.L., Fainzilber M. Axonal transcription factors signal retrogradely in lesioned peripheral nerve. // EMBO J. 2012. — V. 31, № 6. — P. 1350−1363.
  48. Bentley D., Toroian-Raymond A. Disoriented pathfinding by pioneer neurone growth cones deprived of filopodia by cytochalasin treatment. // Nature. -1986. V. 323, № 6090. — P. 712−715.
  49. Bernhardi R. Contact between identified leech neurons in culture prevents retraction of neurites following electrical activity. // J. Exp. Biol. 1998. — V. 201, № 7. — P. 1035−1041.
  50. Bhalla-Gehi R., Penuela S., Churko J.M., Shao Q., Laird D.W. Pannexin 1 and pannexin 3 delivery, cell surface dynamics, and cytoskeletal interactions. // J. Biol. Chem. 2010. — V. 285, № 12. — P. 9147−9160.
  51. Bonder E.M., Mooseker M.S. Cytochalasin B slows but does not prevent monomer addition at the barbed end of the actin filament. // Cell Biol. 1986. — V. 102, № 1. — P. 282−288.
  52. Bouquet C., Ravaille-Veron M., Propst F., Nothias F. MAP IBcoordinates microtubule and actin filament remodeling in adult mouse Schwann cell tips and DRG neuron growth cones. // Mol. Cell. Neurosci. 2007. — V. 36. — P. 235−247.
  53. Bounoutas A., CTHagan R., Chalfle M. The multipurpose 15-protofilament microtubules in C. elegans have specific roles in mechanosensation. // Curr. Biol. -2009. V. 19, № 16. — P. 1362−1367.
  54. Bouron A. Colchicine affects protein kinase C-induced modulation of synaptic transmission in cultured hippocampal pyramidal cells. // FEBS Lett. -1997. V. 404, № 2−3. — P. 221−226.
  55. Bracey K., Ju M., Tian C., Stevens L., Wray D. Tubulin as a binding partner of the heag2 voltage-gated potassium channel. // J. Membr. Biol. 2008. — V. 222, № 3. -P. 115−125.
  56. Brewton L.S., Haddad L., Azmitia E.C. Colchicine-induced cytoskeletal collapse and apoptosis in N-18 neuroblastoma cultures is rapidly reversed by applied S-lOObeta. // Brain Res. 2001. — V. 912, № 1. — P. 9−16.
  57. Bridgman P.C., Dave S., Asnes C.F., Tullio A.N., Adelstein R.S. Myosin IIB is required for growth cone motility. // J. Neurosci. 2001. — V. 21, № 16. — P. 6159−6169.
  58. Brimijoin S. Microtubules and the capacity of the system for rapid axonal transport. // Fed. Proc. 1982. — V. 41, № 7. — P. 2312−2316.
  59. Britto J.M., Johnston L. A, Tan S.S. The stochastic search dynamics of interneuron migration. // Biophys. J. 2009. — V. 97, № 3. — P. 699−709.
  60. Brown J.A., Wysolmerski R.B., Bridgman P.C. Dorsal root ganglion neurons react to semaphorin 3A application through a biphasic response that reguires myosin II isoforms. // Mol. Biol. Cell. 2009. — V. 20, № 4. — P. 11 671 179.
  61. Burnette D.T., Ji L., Schaefer A.W., Medeiros N.A., Danuser G., Forscher P. Myosin II activity facilitates microtubule bundling in the neuronal growth cone neck. // Dev. Cell. 2008. — V. 15, № 1. — P. 163−169.
  62. Burnette D.T., Schaefer A.W., Ji L., Danuser G., Forscher P. Filopodial actin bundles are not necessary for microtubule advance into the peripheral domain of Aplysia neuronal growth cones. // Nature Cell Biol. 2007. — V. 9. — P. 13 601 369.
  63. Cannella M., Roisen F., Osawa T., Susimoto M., Ledeen R. Comparison of epi-GM3 with GM3 and GM1 as stimulators of neurite outgrowth. // Dev. Brain Res. 1988. — V. 39, № 1. — P. 137−143.
  64. Caro A., Tarabova B., Rojo-Ruiz J., Lacinova L. Nimodipine inhibits AP firing in cultured hippocampal neurons predominantly due to block of voltage-dependent potassium channels. // Gen. Physiol. Biophys. 2011. 30 Spec No: S44−53.
  65. Chabrol F.P., Eglen S.J., Sernagor E. GABAergic control of retinal ganglion cell dendritic development. // Neuroscience. 2012. — V. 227. — P. 30−43.
  66. Chacon M.R., Fazzari P. FAK: dynamic integration of guidance signals at the growth cone. // Cell. Adh. Migr. 2011. — V. 5, № 1. — P. 52−55.
  67. Challacombe J.F., Snow D.M., Letourneau P.C. Actin filament bundles are required for microtubule reorientation during growth cone turning to avoid an inhibitory guidance cue. // J. Cell Sei. 1996. — V. 109, Pt 8. — P. 2031−2040.
  68. Chan C.E., Odde D.J. Traction dynamics of filopodia on compliant substrates. // Science. 2008. — V. 322, № 5908. — P. 1687−1691.
  69. Cheung S., Fick L.J., Belsham D.D., Lovejoy D.A., Thompson M. Interfacial behavior of immortalized hypothalamic mouse neurons detected by acoustic wave propagation. // Analyst. 2011. — V. 136, № 21. — P. 4412−4421.
  70. Chiou W.F., Don M.J. Cryptotanshinone inhibits macrophage migration by impeding F-actin polymerization and filopodia extension. // Life Sei. 2007. — V. 81, № 2. — P. 109−114.
  71. Choi S.K., Lee G.J., Choi S., Kim Y.J., Park H.K., Park B.J.
  72. Neuroprotective effects by nimodipine treatment in the experimental global ischemic rat model: real time estimation of glutamate. // J. Korean Neurosurg. Soc. 2011. — V. 49, № l.-P. 1−7.
  73. Chuckowree J.A., Vickers J.C. Cytoskeletal and morphological alterations under living axonal sprouting after localized transaction of cortical neuron axons in vitro. // J. Neurosci. 2003. — V. 23, № 9. — P. 3715−3725.
  74. Conde C., Caceres A. Microtubule assembly, organization and dynamics in axons and dendrites. // Nat. Rev. Neurosci. 2009. — V. 10, № 5. — P. 319−332.
  75. Coulon P., Wusten H.J., Hochstrate P., Dierkes P.W. Swelling-activated chloride channels in leech Retzius neurons. // J. Exp. Biol. 2008. — V. 211, № 4. -P. 630−641.
  76. Craddock T.J., Tuszynski J.A., Priel A., Freedman H. Microtubule ionic conduction and its implications for higher cognitive functions. // J. Integr. Neurosci. 2010. — V. 9, № 2. — P. 103−122.
  77. Cronstein B.N., Molad Y., Reibman J., Balakhane E., Levin R.I., Weissmann G. Colchicine alters the quantitative and qualitative display of selectins on endothelial cells and neutrophils. // J. Clin. Invest. 1995. — V. 96, № 2. — P. 994−1002.
  78. Daniels M.P. Colchicine inhibition of nerve fiber formation in vitro. // J. Cell Biol. 1972. — V. 53, № 1. — P. 164−176.
  79. Davis S. Newer uses of older drugs an update. // In: Wolverton S, editor. Comprehensive dermatologic drug therapy. Indianapolis: WB Saunder. — 2001. — P. 426−444.
  80. Davis R.E., Benloucif S. Behavioral investigation of neurotoxicity: the effects of colchicine, lumicolchicine and vincristine sulfate on goldfish optic nerve regeneration. //Neurotoxicology. 1981. — V. 2, № 3. — P. 419−430.
  81. Davis R.E., Schlumpf B.E., Klinger P.D. Systemic colchicine inhibits goldfish optic nerve regeneration. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1984. — V. 73, № 2. — P. 268−274.
  82. Davis R.E., Schlumpf B.E., Klinger P.D. Comparative neurotoxicity of tubulin-binding drugs: inhibition of goldfish optic nerve regeneration. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1985. — V. 80, № 2. — P. 308−315.
  83. Davison P.F. Axoplasmic transport: physical and chemical aspects. In The Neurosciences. The Second Study Program (F.O. Schmitt Editor-in-Chief) New York, The Rockefeller University Press. 1970. — P. 851−857.
  84. Deacon T.W. Evolutionary perspectives on language and brain plasticity. // J. Commun. Disord. 2000. — V. 33, № 4. — P. 273−290.
  85. Demoor J. La plasticite morphologique des neurones cerebraux. // Arch, biol. 1896. — V. 14. — P. 723−752.
  86. Dilon С., Goda Y. The actin cytoskeleton: integrating form and function at the synapse. // Annu. Rev. Neurosci. 2005. — V. 28. — P. 25−55.
  87. Dispersyn G., Nuydens R., Borgers M., Geerts H. Nimodipine and flunarizine have different effects on survival and morphology of PC 12 cells during nerve growth factor deprivation. // Europ. J. Pharmacol. 1999. — V. 384, № 1. — P. 61−70.
  88. Dolkart Gorin P., Johnson E.M. Experimental autoimmune model of nerve gowth factor deprivation: Effects on developing peripheral sympathetic and sensory neurons. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. — V. 76, №. 10. — P. 53 825 386.
  89. Domeniniconi M., Filbin M.T. Overcoming in hibitors in myelin to promote axonal regeneration. // Neural. Sci. 2005. — V. 233. — P. 43−47.
  90. Dou Y., Arlock P., Arner A. Blebbistatin specifically inhibits actin-myosin interaction in mouse cardiac muscle. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2007. — V. 293, № 3. — P. 1148−1153.
  91. Drust E.G., Crawford I.L. Enhanced acetylcholinesterase staining in hippocampal area CA3 after lesion of granule cells by infusion of colchicine. // Brain Res. Bull. 1985. — V. 14, № 1. — P. 9−14.
  92. Dybowski J.A., Heacock A.M., Agranoff B.W. A vulnerable period of colchicine toxicity during goldfish optic nerve regeneration. // Brain Res. 1999. -V. 842, № 1. — P. 62−72.
  93. Duch C., Mentel T. Activity affects dendritic shape and synapse elimination during steroid controlled dendritic retraction in Manduca Sexta. // J. Neurosci. -2004. V. 24, № 44. — P. 9826−9837.
  94. Dunaevsky A., Tashiro A., Majewska A., Mason C., Yuste R.
  95. Developmental regulation of spine motility in the mammalian central nervous system. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1999. — V. 96, № 23. — P. 13 438−13 443.
  96. Dwivedy A., Gertler F.B., Miller J., Holt C.E., Lebrand C. Ena/VASP function in retinal axons is required for terminal arborization but not pathway navigation. // Development. 2007. — V. 134, № 11. — P. 2137−2146.
  97. Eaton B.A., Fetter R. D, Davis G.W. Dynactin is necessary for synapse stabilization. // Neuron. 2002. — V. 34. — P. 729−741.
  98. Edstrom A., Ekstrom P., Kanje M., Sjoberg J. The use of the regenerating frog sciatic nerve for pharmacological studies of orthograde and retrograde axonal transport. // Brain Res. 1987. — V. 401, № 1. — P. 34−42.
  99. Edstrom A., Erkell L. J., Hansson H.A. Reversal of morphological differentiation of mouse neuroblastoma cells by mitosis-inhibitors and anesthetics. // Virchows Arch. B. Cell Pathol. 1975. — V. 19, № 2. — P. 101−113.
  100. Edstrom A., Hanson M., Wallin M., Cederholm B. Inhibition of fast axonal and microtubule polymerization in vitro by colchicine and colchiceine. // Acta Physiol. Scand. 1979. — V. 107, № 3. — P. 233−237.
  101. Elsas S.M., Kwak E.M., Stent G.S. Acetylcholine-induced retraction of an identified axon in the developing leech embryo. // J. Neurosci. 1995. — V. 15, № 2. — P. 1419−1436.
  102. Enomoto T. Microtubule disruption induces the formation of actin stress fibers and focal adhesions in cultured cells: possible involvement of the rho signal cascade. // Cell Struct. Funct. 1996. — V. 21, № 5. — P. 317−326.
  103. Erttirk A., Hellal F., Enes J., Bradke F. Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration. // J. Neurosci. 2007. — V. 27, № 34. — P. 9169−9180.
  104. Falnikar A., Baas P.W. Critical roles for microtubules in axonal development and disease. // Results Probl. Cell Differ. 2009. — V. 48. — P. 47−64.
  105. Falnikar A., Tole S., Baas P.W. Kinesin-5, a mitotic microtubule-associated motor protein, modulates neuronal migration. // Mol. Biol. Cell. 2011. — V. 22, № 9. — P. 1561−1574.
  106. Farman G.P., Tachampa K., Mateja R., Cazorla O., Lacampagne A., de Tombe P.P. Blebbistatin: use as inhibitor of muscle contraction. // Pflugers Arch. -2008. V. 455, № 6. — P. 995−1005.
  107. Fath T., Fischer R.S., Dehmelt L., Halpain S., Fowler V.M.
  108. Tropomodulins are negative regulators of neurite outgrowth. // Eur. J. Cell Biol. -2010. V. 90, № 4. — P. 291−300.
  109. Fields R.D., Neale E.A., Nelson P.G. Effects of patterned electrical activity on neurite outgrowth from mouse sensory neurons. // J. Neurosci. 1990. — V. 10, № 9. — P. 2950−2964.
  110. Fischer A.J., Reh T.A. Exogenous growth factors stimulate the regeneration of ganglion cells in the chicken retina. // Dev. Biol. 2002. — V. 251, № 2. — P. 367 379.
  111. Flanagan M.D., Lin S. Cytochalasins block actin filament elongation by binding to high affinity sites associated with F-actin. // J. Biol. Chem. 1980. — V. 255, № 3. — P. 835−838.
  112. Forscher P., Smith S.J. Actions of cytochalasins on the organization of actin filaments and microtubules in a neuronal growth cone. // J. Cell Biol. 1988. — V. 107, № 4. — P. 1505−1516.
  113. Freedman H., Rezania V., Priel A., Carpenter E., Noskov S.Y., Tuszynski J.A. Model of ionic currents through microtubule nanopores and the lumen. // Phys. Rev. E Stat. Nonlin Soft Matter Phys. 2010. — V. 81, № 5. Pt. 1: 51 912.
  114. Garber B.B., Huttenlocher P.R., Lorramendi L.H. Self assembly of cortical plate cells in vitro within embryonic mouse cerebral aggregates: Golgi and electron microscopic analysis. // Brain Res. 1980. — V. 201, № 2. — P. 255−278.
  115. Gardiner J., Overall R., Marc J. The microtubule cytoskeleton acts as a key downstream effector of neurotransmitter signaling. // Synapse. 2011. — V. 65, № 3. — P. 249−256.
  116. Gavin C.F., Rubio M.D., Young E., Miller C., Rumbaugh G. Myosin II motor activity in the lateral amygdala is required for fear memory consolidation. // Learn Mem. 2011. — V. 19, № 1. — P. 9−14.
  117. George E.B., Lasek R.J. Contraction of isolated neural processes: a model for studying cytoskeletal translocation in neurons. // J. Cell Biol. 1983. — V. 97, № 5, Pt 2. — P. 267.
  118. George E.B., Schneider B.F., Lasek R.J., Katz M.J. Axonal shortening and the mechanisms of axonal motility. // Cell Motility Cytoskel. 1988. — V. 9, № l.-P. 48−59.
  119. Geraldo S., Gordon-Weeks P.R. Cytoskeletal dynamics in growth-cone steering. // J. Cell Sci. 2009. — V. 122, Pt 20. — P. 3595−3604.
  120. Ghosh-Roy A., Goncharov A., Jin Y., Chisholm A.D. Kinesin-13 and tubulin posttranslational modifications regulate microtubule growth in axon regeneration. // Dev. Cell. 2012. — V. 23, № 4. — P. 716−728.
  121. Gilbert S.F. Developmental biology. 4th ed. Sunderland (Mass.): Sinauer Assoc. Inc. Publ. 1994. — P. 894.
  122. Ginn S.R., Peterson G.M. Colchicine-induced cholinergic denervation of the hippocampus elicits sympathetic ingrowth. // Brain Res. 1991. — V. 554, № 12. — P. 257−263.
  123. Gordon-Weeks PR. Microtubules and growth cone function. // J. Neurobiol. 2004. — V. 58, № 1. — P. 70−83.
  124. Gorski J.A., Zeiler S.R., Tamowski S., Jones K.R. Brain-derived neurotrophic factor is required for the maintenance of cortical dendrites. // J. Neurosci. 2003. — V. 23, № 17. — P. 6856−6865.
  125. Gozes I., Divinski I. NAP, a neuroprotective drug candidate in clinical trials, stimulates microtubule assembly in the living cell. // Curr. Alzheimer. Res. -2007. V. 4, № 5. — P. 507−509.
  126. Grumbacher-Reinert S., Nicholls J. Influence of substrate on retraction of neurites following electrical activity of leech Retzius cells in culture. // J. Exp. Biol. 1992. -V. 167. — P. 1−14.
  127. Guo-li M., Song H. Adult neurogenesis in the mammalian central nervous system. // Annu. Rev. Neurosci. 2005. — V. 28. — P. 223−250.
  128. Halloran M. C., Kalil K. Dynamic behaviors of growth cones extending in the corpus callosum of living cortical brain slices observed with video microscopy. // J. Neurosci. 1994. — V. 14, № 4. — P. 2161−2177.
  129. Huff L.M., Sackett D.L., Poruchynsky M.S., Fojo T. Microtubule-disrupting chemotherapeutics result in enhanced proteasome-mediated degradation and disappearance of tubulin in neural cells. // Cancer Res. 2010. — V. 70, № 14. -P. 5870−5879.
  130. Halpain S., Hipolito A., Saffer L. Regulation of F-actin stability in dendritic spines by glutamate receptors and calcineurin. // J. Neurosci. 1998. — V. 18, № 23. — P. 9835−9844.
  131. Harrison R.G. On the origin and development of the nervous system studied by the methods of experimental embryology. // Proc. Roy. Soc. (Lond.) B. 1935. -V. 118. — P. 155−196.
  132. Hastie S.B. Interactions of colchicine with tubulin. // Pharmacol. Ther. -1991. V. 51, № 3. — P. 377−401.
  133. Hasaka T.P., Myers K.A., Baas P.W. Role of actin filaments in the axonal transport of microtubules. // J. Neurosci. 2004. — V. 24, № 50. — P. 11 291−11 301.
  134. Hasuo H, Akasu T. Monocarboxylate transporters contribute to the adaptation of neuronal activity to repeated glucose deprivation in the rat lateral septal nucleus. // Synapse. 2003. — V. 49, № 2. — P. 97−105.
  135. Haviv L., Gillo D., Backouche F., Bernheim-Groswasser A. A cytoskeletal demolition worker: myosin II acts as an actin depolymerization agent. // J. Mol. Biol. 2008. — V. 375, № 2. — P. 325−330.
  136. Hawthorne A.L., Wylie C.J., Landmesser L.T., Deneris E.S., Silver J.
  137. Serotonergic neurons migrate radially through the neuroepithelium by dynamin-mediated somal translocation. // J. Neurosci. 2010. — V. 30, № 2. — P. 420−430.
  138. Hayashi K., Kawai-Hirai R., Ishikawa K., Takata K. Reversal of neuronal polarity characterized by conversion of dendrites into axons in neonatal rat cortical neurons in vitro. // Neuroscience. 2002. — V. 110, № 1. — P. 7−17.
  139. He Y., Yu W., Baas P.W. Microtubule reconfiguration during axonal retraction induced by nitric oxide. // J. Neurosci. 2002. — V. 22, № 14. — P. 59 825 991.
  140. Hebbar S., Fernandes J.J. A role for Fas II in the stabilization of motor neuron branches during pruning in Drosophila. // Dev. Biol. 2005. — V. 285, № 1. -P. 185−199.
  141. Hellal F., Hurtado A., Ruschel J., Flynn K.C., Laskowski C.J., Umlauf M., Kapitein L.C., Strikis D., Lemmon V., Bixby J., Hoogenraad C.C., Bradke
  142. F. Microtubule stabilization reduces scarring and causes axon regeneration after spinal cord injury. // Science. 2011. — V. 331, № 6019. — P. 928−31.
  143. Hering H., Sheng M. Activity-dependent redistribution and essential role of cortactin in dendritic spine morphogenesis. // J. Neurosci. 2003. — V. 23, № 37. -P. 11 759−11 769.
  144. Holmes M.J., Turner C.J., Fried J.A., Cooper E., Diamond J. Neuronal transport in salamander nerves and its blockade by colchicine. // Brain Res. 1977. -V. 136, № 1. — P. 31−43.
  145. Horie H., Takenaka T., Kaiho M. Effects of disruption of microtubules on translocation of particles and morphology in tissue cultured neurites. // Brain Res. -1983. V. 288, № 1−2. — P. 85−93.
  146. Horn K.P., Busch S.A., Hawthorne A.L., van Rooijen N., Silver J.
  147. Another barrier to regeneration in the CNS: activated macrophages induce extensive retraction of dystrophic axons through direct physical interactions. // J. Neurosci. 2008. — V. 28, № 38. — P. 9330−9341.
  148. Hou S.T., Jiang S.X., Smith R.A. Permissive and repulsive cues and signaling pathways of axonal outgrowth and regeneration. // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2008. — V. 267. — P. 125−181.
  149. Huang J., Zhang J., Pathak A., Li J., Stouffer G.A. Perivascular delivery of blebbistatin reduces neointimal hyperplasia after carotid injury in the mouse. // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2011. — V. 336, № 1. — P. 116−126.
  150. Huang S.H., Wang Y.J., Tseng G.F., Ho H.C. Active endocytosis and microtubule remodeling restore compressed pyramidal neuron morphology in rat cerebral cortex. // Cell Mol. Neurobiol. 2012. — V. 32, № 7. — P. 1079−1087.
  151. Inutsuka A., Goda M., Fujiyoshi Y. Calyculin A-induced neurite retraction is critically dependent on actomyosin activation but not on polymerization state of microtubules. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. — V. 390, № 4. — P. 1160−1166.
  152. Izquierdo A., Wellman C.L., Holmes A. Brief uncontrollable stress causes dendritic retraction in infralimbic cortex and resistance to fear extinction in mice. // J. Neurosci. 2006. — V. 26, № 21. — P. 5733−5738.
  153. Izzard C.S., Izzard S.L. Calcium regulation of the contractile state of isolated mammalian fibroblast cytoplasm. // J. Cell Sci. 1975. — V. 18. — P. 241 256.
  154. Jay D.G. Clutch hypothesis revisited: ascribing the roles of actin-associaled proteins in filopodial protrusion in the nerve growth cone. // J. Neurobiol. 2000. -V. 44, № 2.-P. 114−125.
  155. Jean D.C., Baas P.W., Black M.M. A novel role for doublecortin and doublecortin-like kinase in regulating growth cone microtubules. // Hum. Mol. Genet. 2012. — V. 21, № 26. — P. 5511−5527.
  156. Job D., Rauch C.T., Fischer E.H., Margolis R.L. Recycling of cold-stable microtubules: evidence that cold stability is due to substoichiometric polymer blocks. // Biochemistry. 1982. — V. 21, № 3. — P. 509−515.
  157. Jones S.L., Selzer M.E., Gallo G. Developmental regulation of sensory axon regeneration in the absence of growth cones. // J. Neurobiol. 2006. — V. 66, № 14. — P. 1630−1645.
  158. Jung C., Chylinski T.M., Pimenta A., Ortiz D., Shea T.B. Neurofilament transport is dependent on actin and myosin. // J. Neurosci. 2004. — V. 24, № 43. -P. 9486−9496.
  159. Juurlink B., Munoz D., Ang L. Motoneuron survival in vitro. Effects of puruvate, L-Ketoglutarate, gangliosides and potassium. // Neurosci. Lett. 1991. -V. 133, № 1. — P. 25−28.
  160. Kanlop N., Sakai T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. // J. Physiol. Sci. 2010. — V. 60, № 2. — P. 109−117.
  161. Kerkhoff E. Actin dynamics at intracellular membranes: the Spir/formin nucleator complex. // Eur. J. Cell Biol. 2011. — V. 90, № 11. — P. 922−925.
  162. Ketschek A.R., Jones S.L., Gallo G. Axon extension in the fast and slow lanes: substratum-dependent engagement of myosin II functions. // Dev. Neurobiol. 2007. — V. 67, № 10. — P. 1305−1320.
  163. Kim I.J., Beck H.N., Lein P.J., Higgins D. Interferon gamma induces retrograde dendritic retraction and inhibits synapse formation. // J. Neurosci. -2002. V. 22, № 11. — P. 4530−4539.
  164. Koike H., Matsumoto H., Umitsu Y. Selective axonal transport in a single cholinergic axon of Aplysia-role of colchicine-resistant microtubules. // Neuroscience. 1989. — V. 32, № 2. — P. 539−55.
  165. Kolega J. Phototoxicity and photoinactivation of blebbistatin in UV and visible light. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. — V. 320, № 3. — P. 10 201 025.
  166. Kollins K.M., Hu J., Bridgman P.C., Huang Y.Q., Gallo G. Myosin-II negatively regulates minor process extension and the temporal development of neuronal polarity. // Dev. Neurobiol. 2009. — V. 69, № 5. — P. 279−298.
  167. Korn E.D. Actin polymerization and its regulation by proteins from non-muscle cells. // Physiol. Rev. 1982. — V. 62. — P. 672−737.
  168. Kovacs M., Toth J., Hetenyi C., Malnasi-Csizmadia A., Sellers J.R.
  169. Mechanism of blebbistatin inhibition of myosin II. // J. Biol. Chem. 2004. — V. 279, № 34. — P. 35 557−35 563.
  170. Kranenburg O., Poland M., Gebbink M., Oomen L., Moolenaar W.H.
  171. Dissociation of LPA-induced cytoskeletal contraction from stress fiber formation by differential localization of RhoA. // J. Cell Sci. 1997. — V. 110. — P. 2417−2427.
  172. Krucker T., Siggins G.R., Halpain S. Dynamic actin filaments are required for stable long-term potentiation (LTP) in area CA1 of the hippocampus. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. — V. 97, № 12. — P. 6856−6861.
  173. Kubo T., Endo M., Hata K., Taniguchi J., Kitajo K., Tomura S., Yamaguchi A., Mueller B.K., Yamashita T. Myosin IIA is required for neurite outgrowth inhibition produced by repulsive guidance molecule. // J. Neurochem. -2008. -V. 105, № 1. P. 113−126.
  174. Kumar A., Dogra S., Prakash A. Neuroprotective Effects of Centella asiatica against Intracerebroventricular Colchicine-Induced Cognitive Impairment and Oxidative Stress. // Int. J. Alzheimer’s Dis. 2009. pii: 972 178.
  175. Lasek R.J. Bidirectional transport of radio-actively labelled axoplasmic components. // Nature (London). 1967. — V. 216. — P. 1212−1214.
  176. Lasek R.J., Scot T., Brady T. The structural hypotesis of axonal transport: two classes of moving elements. In. Axoplasmic transport. Springer-Verlag, Berlin. 1982. — P. 397−405.
  177. Lau P.M., Zucker R.S., Bentley D. Induction of filopodia by direct local elevation of intracellular calcium ion concentration. // J. Cell Biol. 1999. — V. 145, № 6. — P. 1265−1275.
  178. Leah J.D., Herdegen T., Bravo R. Selective expression of Jun proteins following axotomy and axonal transport block in peripheral nerves in the rat: evidence for a role in the regeneration process. // Brain Res. 1991. — V. 566, № 12. — P. 198−207.
  179. Lee A.C., Suter D.M. Quantitative analysis of microtubule dynamics during adhesion-mediated growth cone guidance. // Dev. Neurobiol. 2008. — V. 68, № 12. — P. 1363−1377.
  180. Leemhuis J., Boutillier S., Barth H., Feuerstein T.J., Brock C., Nurnberg B., Aktories K., Meyer D.K. GTPases and phosphoinositide 3-kinase organize formation of branched dendrites. // J. Biol. Chem. 2004. — V. 279, № 1. -P. 585−596.
  181. Lees J.G., Bach C.T., O’Neill G.M. Interior decoration: tropomyosin in actin dynamics and cell migration. // Cell Adh. Migr. 2011. — V. 5, № 2. — P. 181 186.
  182. P.C., Shattuck T.A., Ressler A.H. «Pull» and «push» in neurite elongation: observations on the effects of different concentrations of cytochalasin B and taxol. // Cell Motil. Cytoskeleton. 1987. — V. 8, № 3. — P. 193−209.
  183. Li Y., Hu X., Liu Y., Bao Y., An L. Nimodipine protects dopaminergic neurons against inflammation-mediated degeneration through inhibition of microglial activation. //Neuropharmacology. 2009. — V. 56, № 3. — P. 580−589.
  184. Li L., Hutchins B.I., Kalil K. Wnt5a induces simultaneous cortical axon outgrowth and repulsive turning through distinct signaling mechanisms. // Sci. Signal. 2010. — V. 3, № 147. — Pt. 2.
  185. Liang Y., Li S., Wen C., Zhang Y., Guo Q., Wang H., Su B. Intrastriatal injection of colchicine induces striatonigral degeneration in mice. // J. Neurochem. 2008. — V. 106, № 4. — P. 1815−1827.
  186. Lin S., Liu M., Son Y.J., Timothy Himes B., Snow D.M., Yu W., Baas
  187. P.W. Inhibition of Kinesin-5, a microtubule-based motor protein, as a strategy for enhancing regeneration of adult axons. // Traffic. 2011. — V. 12, № 3. — P. 269 286.
  188. Lindsley T. A., Kerlin A. M., Rising L. J. Time-lapse analysis of ethanol’s effects on axon growth in vitro. // Brain Res. Dev. Brain Res. 2003. — V. 147, № 1−2. — P. 191−199.
  189. Liu M., Nadar V.C., Kozielski F., Kozlowska M., Yu W., Baas P.W.
  190. Kinesin-12, a mitotic microtubule-associated motor protein, impacts axonal growth, navigation, and branching. // J. Neurosci. 2010. — V. 30, № 44. — P. 14 896−14 906.
  191. Lohmann C., Myhr K.L., Wong R.O. Transmitter-evoked local calcium release stabilizes developing dendrites. // Nature. 2002. — V. 418, № 6894. — P. 177−181.
  192. Lowery L.A., Vactor D.V. The trip of the tip: understanding the growth cone machinery. //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2009. — V. 10, № 5. — P. 332−343.
  193. Luch C., Mentel T. Activity affects dendritic shape and synapse elimination during steroid steroid controlled dendritic retraction in Manduca Sexta. // J. Neurosci. 2004. — V. 24, № 44. — P. 9826−9837.
  194. Lubinska L.S. Axoplasmic streaming in regenerating and in normal nerve fibres. // Progr. Brain. Res. 1964. — V. 13. — P. 1−71.
  195. Lubinska L.S., Niemierko S., Oderfeld B., Szwarc L., Zelena J.
  196. Bidirectional movements of axoplasm in peripheral nerve fibers. // Acta Biol. Exp. (Warsaw). 1963. — V. 23. — P. 239−247.
  197. Luduena M.A., Wessells N.K. Cell locomotion, nerve elongation and microfilaments // Develop. Biol. 1973. — V. 30. — P. 427−440.
  198. Luo L., O’Leary D.D.M. Axon retraction and degeneration in development and disease. // Annu. Rev. Neurosci. 2005. — V. 28. — P. 127−156.
  199. Lux H.D., Veselovsky N.S. Glutamate-produced long-term potentiation by selective challenge of presynaptic neurons in rat hippocampal cultures. // Neurosci. Lett. 1994. — V. 178, № 2. — P. 231−234.
  200. Ma X., Kovacs M., Conti M.A., Wang A., Zhang Y., Sellers J.R., Adelstein R.S. Nonmuscle myosin II exerts tension but does not translocate actin in vertebrate cytokinesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. — V. 109, № 12. -P. 4509−4514.
  201. Maclean-Fletcher S., Pollard T.D. Mechanism of action of cytochalasin B on actin. // Cell. 1980. № 20. — P. 329−341.
  202. Magarinos A.M., Mc Ewen B.S. Experimental diabetes in rats causes hippocampal dendritic and synaptic reorganization and increased glucocorticoid reactivity to stress. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2000. — V. 97, № 20. — P. 1 105 611 061.
  203. Magazin M., Schiltz P., Zachayus J.L., Cavrois E., Caput D., Ferrara P.1.hibition of lysophosphatidic neurite retraction and cell rounding by SR 57746A. // Brain Res. 1998. — V. 53, № 1−2. — P. 301−306.
  204. Mann F., Rougon G. Mechanisms of axon guidance: membrane dynamics and axonal transport in semaphorin signalling. // J. Neurochem. 2007. — V 102. -P.316−23.
  205. Matsumoto G., Sakai H. Microtubules inside the plasma membrane of squid giant axons and their possible physiological function. // J. Membr. Biol. 1979 (a). -V. 50, № l.-P. 1−14.
  206. Matsumoto G., Sakai H. Restoration of membrane excitability of squid axons by reagents activating tyrosine-tubulin ligase. // J. Membr. Biol. 1979 (b). -V. 50, № l.-P. 15−22.
  207. Medeiros N.A., Burnette D.T., Forscher P. Myosin II functions in actin-bundle turnover in neuronal growth cones. // Nat. Cell Biol. 2006. — V. 8, № 3. — P. 215−226.
  208. Mihaly K., Judit T., Csaba H., Andras Malnasi-Csizmadia, James R.S.
  209. Mechanism of Blebbistatin Inhibition of Myosin II. // The journal of biological chemistry. 2004. — V. 279, № 34. — P. 35 557−35 563.
  210. Mitchison T., Kirschner M. Cytoskeletal dynamics and nerve growth. // Neuron. 1988. — V. 1, № 9. — P. 761−772.
  211. Moolenaar W.H., Kranenburg O., Postma F.R., Zondag GCM.1.sophosphatidic acid: G protein signaling and cellular responses. // Curr. Opin. Cell Biol. 1997. — V. 9. — P. 168−173.
  212. Moran D.T., Varela F.G. Microtubules and sensory transduction. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1971. — V. 68, № 4. — P. 757−760.
  213. Mudrakola H.V., Zhang K., Cui B. Optically resolving individual microtubules in live axons. // Structure. 2009. — V. 17, № 11. — P. 1433−1441.
  214. Musahl C., Henkes H., Vajda Z., Coburger J., Hopf N. Continuous local intra-arterial nimodipine administration in severe symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage. // Neurosurgery. 2011. — V. 68, № 6. — P. 1541−1547.
  215. Myers K.A., He Y., Hasaka T.P., Baas P.W. Microtubule transport in the axon: Re-thinking a potential role for the actin cytoskeleton. // Neuroscientist. -2006. -V. 12, № 2. P. 107−118.
  216. Myers K.A., Tint I., Nadar C.V., He Y., Black M.M., Baas P.W.
  217. Antagonistic forces generated by cytoplasmic dynein and myosin-II during growth cone turning and axonal retraction. // Traffic. 2006. — V. 7, № 10. — P. 1333−1351.
  218. Nachman-Clewner M., Jules R., Townes-Anderson E. L-type calcium channels in the photoreceptor ribbon synapse: localization and role in plasticity. // J. Comp. Neurol. 1999. -V. 415, № 1. — P. 1−16.
  219. Nakamura Y., Fujita Y., Ueno M., Takai T., Yamashita T. Paired immunoglobulin-like receptor B knockout does not enhance axonal regeneration or locomotor recovery after spinal cord injury. // J. Biol. Chem. 2011. — V. 286, № 3. -P. 1876−1883.
  220. Neely M. D. Role of substrate and calcium in neurite retraction of leech neurons following depolarization. // J. Neurosci. 1993. — V. 13, № 3. — P. 12 921 301.
  221. Norman L., Sengupta K., Aranda-Espinoza H. Blebbing dynamics during endothelial cell spreading. // Eur. J. Cell Biol. 2011. — V. 90, № 1. — P. 37−48.
  222. Nurnberg A., Brauer A.U., Wettschureck N., Offermanns S.
  223. Antagonistic regulation of neurite morphology through Gq/Gll and G12/G13. // J. Biol. Chem. 2008. — V. 283, № 51. — P. 35 526−35 531.
  224. Obara Y., Ueno S., Yanagihata Y., Nakahata N. Lysophosphatidylinositol causes neurite retraction via GPR55, G13 and RhoA in PC12 cells. // PLoS One. -2011.-V. 6, № 8. e. 24 284.
  225. Oldenbourg R., Katoh K., Danuser G. Mechanism of lateral movement of filopodia and radial actin bundles across neuronal growth cones. // Biophys. J. -2000. V. 78, № 3. — P. 1176−1182.
  226. Oppenheim R.W. Programmed cell death. // Fundamental neuroscience, San Diego: Acad. Press. 1999. — P. 581−609.
  227. Oren-Suissa M., Hall D.H., Treinin M., Shemer G., Podbilewicz B. Thefusogen EFF-1 controls sculpting of mechanosensory dentrites. // Science. 2010. -V. 328, № 5983. — P. 1285−1288.
  228. O’Toole M., Miller K.E. The role of stretching in slow axonal transport. // Biophys. J. 2011. — V. 100, № 2. — P. 351−360.
  229. Ozaki M., Ninomiya M., Kashihara Y., Morita H. Destruction and reorganization of the receptor membrane in labellar chemosensory cells of the blowfly. Long-lasting latent action of colchicine. // J. Gen. Physiol. 1986. — V. 87, № 4. — P. 533−549.
  230. Palka T. Theories of pattern formation in insect neural development. // Adv. Insect. Physiol. 1979. — V. 14. — P. 256−349.
  231. Pappas C.T., Bliss K.T., Zieseniss A., Gregorio C.C. The Nebulin family: an actin support group. // Trends Cell Biol. 2011. — V. 21, № 1. — P. 29−37.
  232. Papasozomenos S. Ch., Payne M.R. Actin immunoreactivity localizes with segregated microtubules and membranous organelle and in the subaxolemmal region in the p, P' iminodipropionitrile axon. // J. Neurosci. 1986. — V. 6, № 2. — P. 3483−3491.
  233. Peng A., Rotman Z., Deng P.Y., Klyachko V.A. Differential motion dynamics of synaptic vesicles undergoing spontaneous and activity-evoked endocytosis. // Neuron. 2012. — V. 73, № 6. — P. 1108−1115.
  234. Pfenninger K.H., Ellis L., Johnson M.P., Friedman L.B., Somlo S. Nerve growth cones isolated from fetal rat brain: Subcellular fractionation and characterization. // Cell. 1983. — V. 35. — P. 573−584.
  235. Pfister B.J., Iwata A., Meaney D.F., Smith D.H. Extreme stretch growth of integrated axons. // J. Neurosci. 2004. — V. 24. № 36. — P. 7978−7983.
  236. Pomerat C.M., Hendelman W.J., Raiburn C.W., Hassey J.F. Dynamic activities of nervous tissue in vitro. // Neuron. Ed. by H. Hyden. New York: Elsevier. 1967. — P. 119−178.
  237. Pool M., Rambaldi I., Durafourt B.A., Wright M.C., Antel J.P., Bar-Or A., Fournier A.E. Myeloid lineage cells inhibit neurite outgrowth through a myosin II-dependent mechanism. // J. Neuroimmunol. 2011. — V. 237, № 1−2. — P. 101−105.
  238. Prager-Khoutorsky M., Spira M.E. Neurite retraction and regrowth regulated by membrane retrieval, membrane supply, and actin dynamics. // Brain Res. 2009. — V. 1251. — P. 65−79.
  239. Pugh P. C., Berg D. K. Neuronal acetylcholine receptors that bind alpha-bungarotoxin mediate neurite retraction in a calcium-dependent manner. // J. Neurosci. 1994. — V. 14, № 2. — P. 889−896.
  240. Radley J.J., Rocher A.B., Janssen W.G., Hof P.R., McEwen B.S., Morrison J.H. Reversibility of apical dendritic retraction in the rat medial prefrontal cortex following repeated stress. // Exp. Neurol. 2005. — V. 196, № 1. -P. 199−203.
  241. Rosner H., Moller W., Wassermann T., Mihatsch J., Blum M.
  242. Attenuation of actinomyosinll contractile activity in growth cones accelerates filopodia-guided and microtubule-based neurite elongation. // Brain Res. 2007. -V. 1176. — P. 1−10.
  243. Roth S., Bisbal M., Brocard J., Bugnicourt G., Saoudi Y., Andrieux A., Gory-Faure S., Villard C. How morphological constraints affect axonal polarity in mouse neurons. // PLoS One. 2012. — V. 7, № 3. :e 33 623.
  244. Ruthel G., Hollenbeck P.J. Growth cones are not required for initial establishment of polarity or differential axon branch growth in cultured hippocampal neurons. // J. Neurosci. 2000. — V. 20, № 6. — P. 2266−2274.
  245. Ryu J., Liu L., Wong T.P., Wu D.C., Burette A., Weinberg R., Wang Y.T., Sheng M. A critical role for myosin lib in dendritic spine morphology and synaptic function. // Neuron. 2006. — V. 49, № 2. — P. 175−182.
  246. Sabroe R. Colchicine. In: Wakelin SH, Maibach HI, editors. Handbook of systemic drug treatment in dermatology. London: Manson. 2003. — P. 105.
  247. Salhia B., Hwang J.H., Smith C.A., Nakada M., Rutka F., Symons M., Rutka J.T. Role of myosin II activity and the regulation of myosin light chain phosphorylation in astrocytomas. // Cell Motil. Cytoskeleton. 2008. — V. 65, № 1. — P. 12−24.
  248. Sauter E., Buckwalter J.A., McKinley T.O., Martin J.A. Cytoskeletal dissolution blocks oxidant release and cell death in injured cartilage. // J. Orthop. Res. 2012. — V. 30, № 4. — P. 593−598.
  249. Sayas C., Ariaens A., Ponsioen B., Moolenaar W.H. GSK-3 is activated by the tyrosine kinase Pyk2 during LPA1-mediated neurite retraction. // Mol. Biol. Cell. 2006. — V. 17, № 4. — P. 1834−1844.
  250. Sayas C.L., Avila J., Wandosell F. Glycogen synthase kinase-3 is activated in neuronal cells by Galphal2 and Galphal3 by Rho-independent and Rho-dependent mechanisms. // J. Neurosci. 2002. — V. 22, № 16. — P. 6863−6875.
  251. Schafer R., Reagan P.D. Colchicine reversible inhibits electrical activity in arthropod mechanoreceptors. // J. Neurobiol. 1981. — V. 12, № 2. — P. 155−166.
  252. Scheller K., Scheller C. Nimodipine promotes regeneration of peripheral facial nerve function after traumatic injury following maxillofacial surgery: An off label pilot-study. // J. Craniomaxillofac Surg. 2012. — V. 40, № 5. — P. 427−434.
  253. Schlumpf B.E., Davis R.E. Intraocular colchicine inhibits competition between resident and foreign optic axons for functional connections in the doubly innervated goldfish optic tectum. // Brain Res. 1986. — V. 386, № 1−2. — P. 305 312.
  254. Schmitz Y., Kohler K., Zrenner E. Evidence for calcium/calmodulin dependence of spinule retraction in retinal horizontal cells. // Vis. Neurosci. 1995. — V. 12, № 3. — P. 413−424.
  255. Schubert T., Akopian A. Actin filaments regulate voltage-gated ion channels in salamander retinal ganglion cells. // Neuroscience. 2004. — V. 125, № 3. — P. 583−590.
  256. Schubert P., Kreutzberg G.W., Lux H.D. Neuroplasmic transport in dendrites: effect of colchicine on morphology and physiology of motoneurones in the cat. // Brain Res. 1972. — V. 47, № 2. — P. 331−343.
  257. Segal M., Andersen P. Dendritic spines shaped by synaptic activity. // Curr. Opin. Neurobiol. 2000. — V. 10, № 5. — P. 582−586.
  258. Segal M. Rapid plasticity of dendritic spine: Hints to possible functions? // Prog. Neurobiol. 2001. — V. 63, № 1. — P. 61−70.
  259. Segal M. Dendritic spines: elementary structural units of neuronal plasticity. // Prog. Brain Res. 2002. — V. 138. — P. 53−59.
  260. Sen S., Ng W.P., Kumar S. Contractility dominates adhesive ligand in regulating cellular de-adhesion and retraction kinetics. // Ann. Biomed. Eng. -2011. -V. 39, № 4. P. 1163−1173.
  261. Sengottuvel V., Fischer D. Facilitating axon regeneration in the CNS by microtubules stabilization. // Commun. Integr. Biol. 2011. — V. 4, № 4. — P. 391 393.
  262. Shaban M., Smith R.A., Sfone T.W. Adenosine receptor-mediated inhibition of neurite outgrowth from cultured sensory neurons is via an A1 receptor and is reduced by nerve growth factor. // Dev. Brain. Res. 1998. — V. 105, № 2. -P. 167−173.
  263. Shea T.B., Beermann M.L. Regulation of neuronal migration and neuritogenesis by distinct surface proteases. Relative contribution of plasmin and a thrombin-like protease. // FEBS Lett. 1992. — V. 307, № 2. — P. 190−194.
  264. Shiekhattar R., Aston-Jones G., Chiang C. Local infusion of calcium-free solutions in vivo activates locus coeruleus neurons. // Brain Res. Bull. 1991. — V. 27, № l.-P. 5−12.
  265. Smith D.H. Stretch growth of integrated axon tracts: extremes and exploitations. // Prog. Neurobiol. 2009. — V. 89, № 3. — P. 231−239.
  266. Solomon F., Magendantz M. Cytochalasin separates microtubule disassembly from loss of asymmetric morphology. // J. Cell. Biol. 1981. — V. 89. -P. 157−161.
  267. Sotnikov O.S. Use of cell culture to prove syncytial connection and fusion of neurons. // In.: «Biomedical tissue culture». Ed. by: INTECH. 2012. — P. 83 114.
  268. Spooner B.S., Luduena M.A., Wessells N.K. Membrane fusion in the growth cone-microspike region of embryonic nerve cells undergoing axon elongation in cell culture. // Tissue Cell. 1974. — V. 6, № 3. — P. 399−409.
  269. Stebbings H., Hyams J.S. Cell motility. London- New York, Longman. -1979. P. 189.
  270. Steketee M.B., Tosney K.W. Three Functionally Distinct Adhesions in Filopodia: Shaft Adhesions Control Lamellar Extension. // J. Neurosci. 2002. — V. 22, № 18. — P. 8071−8083.
  271. Steward O., Goldschmidt R.B., Sutula T. Neurotoxicity of colchicine and other tubulin-binding agents: a selective vulnerability of certain neurons to the disruption of microtubules. // Life Sci. 1984. — V. 35, № 1. — P. 43−51.
  272. Straight A.F., Cheung A., Limouze J., Chen I., Westwood N.J., Sellers J.R., Mitchison T.J. Dissecting temporal and spatial control of cytokinesis with a myosin II Inhibitor. // Science. 2003. — V. 299, № 5613. — P. 1743−1747.
  273. Surajana G., Bhattacharyya B. The colchicine -tubulin interaction: A review. // Curr. Sci. 1997. — V. 73, № 4. — P. 351−359.
  274. Suter D.M., Forscher P. Substrate-cytoskeletal coupling as a mechanism for the regulation of growth cone motility and guidance. // J. Neurobiol. 2000. -V. 44, № 2.-P. 97−113.
  275. Suter D.M., Miller K.E. The emerging role of forces in axonal elongation. //Prog. Neurobiol. -2011. -V. 94, № 2. P. 91−101.
  276. Suzuki Y. Cell death, phagocytosis, and neurogenesis in mouse olfactory epithelium and vomeronasal organ after colchicine treatment. // Ann. NY Acad. Sci. 1998. — V. 855. — P. 252−254.
  277. Tanaka M., Yanagawa Y., Obata K., Marunouchi T. Dendritic morphogenesis of cerebellar Purkinje cells through extension and retraction revealed by long-term tracking of living cells in vitro. // Neuroscience. 2006. — V. 141, № 2. — P. 663−674.
  278. Tarasova O. S., Moehalov S. V., Kalentchuk V. U., Aalkjaer C., Nilsson H.
  279. Calcium sensitivity of smooth muscle contraction in chronically denervated arteries. // Biological motility: Basic research and practice. Pushchino. 2006. — P. 37−38.
  280. Terakawa S., Nakayama T. Are axoplasmic microtubules necessary for membrane excitation? // J. Membr. Biol. 1985. — V. 85, № 1. — P. 65−77.
  281. Tischfield M.A., Baris H.N., Wu C., Rudolph G., Van Maldergem L., He W., Chan W.M., Andrews C., Demer J.L., Robertson R.L., Mackey D.A., Ruddle J.B., Bird T.D., Gottlob I., Pieh C., Traboulsi E.I., Pomeroy S.L.,
  282. Tissot M., Stocker R.F. Metamorphosis in Drosophila and other insects: The fate of neurons throughout the stages. // Prog. Neurobiol. 2000. — V. 62, № 1. -P. 89−111.
  283. To K.C., Loh K.T., Roskelley C.D., Andersen R.J., O’Connor T.P. Theanti-invasive compound motuporamine C is a robust stimulator of neuronal growth cone collapse. //Neuroscience. 2006. — V. 139, № 4. — P. 1263−1274.
  284. Tomassoni D., Lanari A., Silvestrelli G., Traini E., Amenta F. Nimodipine and its use in cerebrovascular disease: evidence from recent preclinical and controlled clinical studies. // Clin. Exp. Hypertens. 2008. — V. 30, № 8. — P. 744−66.
  285. Tomioka H. Prospects for the development of new antituberculous drugs based on the drug targets related to virulence factors interfering with host cytokine networks. // Kansenshogaku Zasshi. 2012. — V. 86, № 6. — P. 715−722.
  286. Turina D., Loitto V.M., Bjornstrom K., Sundqvist T., Eintrei C. Propofol causes neurite retraction in neurones. // Br. J. Anaesth. 2008. — V. 101, № 3. — P. 374−379.
  287. Turney S.G., Bridgman P.C. Laminin stimulates and guides axonal outgrowth via growth cone myosin II activity. // Nat. Neurosci. 2005. — V. 8, № 6. -P. 717−719.
  288. Usha B. Nair, Peteranne B. Joel., Qun Wan., Lowey S., Rould M.A., Trybus K.M. Crystal structures of monomeric actin bound to cytochalasin D. // J. Мої. Biol. 2008. — V. 384. — P. 848−864.
  289. Valente C., Polishchuc R., De Matteis M.A. Rab6 and myosin II at the cutting edge of membrane fission. // Nat. Cell Biol. 2010. — V. 12, № 7. — P. 635 638.
  290. Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Interactions of normal and neoplastic fibroblasts with the substratum. // Ciba Found. Symp. 1973. — V. 14. — P. 311−331.
  291. Vega C., R. Sachleben L.Jr., Gozal D., Gozal E. Differential metabolic adaptation to acute and long-term hypoxia in rat primary cortical astrocytes. // J. Neurochem. 2006. — V. 97, № 3. — P. 872−883.
  292. Watts R.J., Hoopfer E.D., Luo L. Axon pruning during Drosophila metamorphosis: Evidence for local degeneration and requirement of the ubiquitin -proteasome system. // Neuron. 2003. — V. 38, № 6. — P. 871−885.
  293. Weiss P.A. The cell in development. // Lab. Invest. 1959. — V. 8, № 2. — P. 415−430.
  294. Weiss P.A., Taylor A. C., Pillai P.A. The nerve fiber as a system in continuous flow: microcinematographic and electronmicroscopic demonstrations. // Sciensce. 1962. — V. 136, № 3513. — P. 330.
  295. Weiss P.A. Neuronal dinamics and neuroplasmic flow. In The Neurosciences Second Study program (F.O. Schmitt Editor-in-Chief) New York, The Rockefeller University Press. 1970. — P. 840−850.
  296. Weiss P.A. Neuronal dynamics and axonal flow: axonal peristalsis. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1972. — V. 69, № 5. — P. 1309−1312.
  297. Weiss P., Hiscoe H.B. Experiments on the mechanism of nerve growth. // J. Exper. Zool. 1948. — V. 107, № 3. — P. 315−395.
  298. White L.A., Baas P.W., Heidemann S.R. Microtubule stability in severed axons. // J. of Neurocytology. 1987. — V. 16. — P. 775−784.
  299. Williams D.W., Truman J.W. Mechanisms of dendritic elaboration of sensory neurons in Drosophilla: Insights from in vivo time lapse. // J. Neurosci. -2004. V. 24, № 7. — P. 1541−1550.
  300. Williams D.W., Truman J.W. Cellular mechanisms of dendrite in Drosophila: Insights from in vivo time-lapse of remodeling dendritic arborizing sensory neurons. // Development. 2005a. — V. 132, № 16. — P. 3631−3642.
  301. Williams D.W., Truman J.W. Remodeling dendrites during insect metamorphosis. // J. Neurobiol. 2005b. — V. 64, № 1. — P. 24−33.
  302. Wilson M.T., Kisaalita W.S., Keith C.H. Glutamate-induced changes in the pattern of hippocampal dendrite outgrowth: A role for calcium -dependent pathways and the microtubule cytoskeleton. // J. Neurobiol. 2000. — V. 43, № 2. -P. 159−172.
  303. Witte H., Neukirchen D., Bradke F. Microtubule stabilization specifies initial neuronal polarization. // J. Cell Biol. 2008. — V. 180, № 3. — P. 619−632.
  304. Wolf E., Black I.B., DiCicco-Bloom E. Mitotic neuroblasts determine neuritic patterning of progeny. // J. Comp. Neurol. 1996. — V. 367, № 4. — P. 623 635.
  305. Wong R., Lichtman I.W. Synapse elimination. // J. Fundamentals of neuroscience. 2003. — P. 533−554.
  306. Wylie S.R., Chantler P.D. Myosin II A drives neurite retraction. // Mol. Biol. Cell. 2003. — V. 14, № 11. — P. 4654−4666.
  307. Wylie S.R., Chantler P.D. Myosin II C: a third molecular motor driving neuronal dynamics. // Mol. Biol. Cell. 2008. — V. 19, № 9. — P. 3956−3968.
  308. Yamada R.X., Sasaki T., Ichikawa J., Koyama R., Matsuki N., Ikegaya
  309. Y. Long-range axonal calcium sweep induces axon retraction. // J. Neurosci. -2008. V. 28, № 18. — P. 4613−4618.
  310. Yamada K.M., Spooner B.S., Wessellst N.K. Axon Growth: Roles of microfilaments and microtubules. // Proceedings of the J. Vational Academy of Sciences. 1970. — V. 66, № 4. — P. 1206−1212.
  311. Yaniv S.P., Issman-Zecharya N., Oren-Suissa M., Podbilewicz B., Schuldiner O. Axon regrowth during development and regeneration following injury sharemolecular mechanisms. // Curr. Biol. 2012. — V. 22, № 19. — P. 17 741 782.
  312. Yao J., Qi J., Chen G. Actin-dependent activation of presynaptic silent synapses contributes to long-term synaptic plasticity in developing hippocampal neurons. // J. Neurosci. 2006. — V. 26, № 31. — P. 8137−8147.
  313. Yar T., Spencer G., Winlow W. Effects of general anaesthetics on cultured Lymnaea neurones. // Acta Biol. Hung. 1993. — V. 44, № 1. — P. 33−36.
  314. Yerdelen D., Koc F., Uysal H. Effects of colchicine on strength-duration properties of sensory and motor axons. // Neurol. Res. 2009. — V. 31, № 3. — P. 300−303.
  315. Yi C., Dahlin L.B. Impaired nerve regeneration and Schwann cell activation after repair with tension. // Neuroreport. 2010. — V. 21, № 14. — P. 958−962.
  316. Yu P., Santiago L.Y., Katagiri Y., Geller H.M. Myosin II activity regulates neurite outgrowth and guidance in response to chondroitin sulfate proteoglycans. // J. Neurochem. 2012. — V. 120, № 6. — P. 1117−1128.
  317. Yu S., Zhao T., Guo M., Fang H., Ma J., Ding A., Wang F., Chan P.,
  318. Fan M. Hypoxic preconditioning up-regulates glucose transport activity and glucose transporter (GLUT1 and GLUT3) gene expression after acute anoxic exposure in the cultured ret hippocampal neurons and astroytes. // Brain Res.2008. -V. 1211. P. 22−29.
  319. Yoshioka N., Murabe N., Sakurai M. Regressive events in rat corticospinal axons during development in vitro slice cocultures: retraction, amputation, and degeneration. // J. Comp. Neurol. 2009. — V. 513, № 2. — P. 164 172.
  320. Zhang N., Townes-Anderson E. Regulation of structural plasticity by different channel types in rod and cone photoreceptors. // J. Neurosci. 2002. — V. 22, № 16. — P. 7065−7079.
  321. Zhang X.-F., Schaefer A.W., Bernette D.T., Schoonderwoert V.T., Forscher P. Rho-dependent contractile responses in the neuronal growth cone are independent of classical peripheral retrograde actin flow. // Neuron. 2003. — V. 40, № 5.-P. 931−944.
  322. Zhang X., Kuppam D.S., Melman A., DiSanto M.E. In vitro and in vivo relaxation of urinary bladder smooth muscle by the selective myosin II inhibitor, blebbistatin. // BJU Int. 2011. — V. 107, № 2. — P. 310−317.
  323. Zhenan L., Leo A. van G., Elke Van R., Ben S., Jean-Pierre T., Albert G, Hendrik R. Blebbistatin inhibits contraction and accelerates migration in mouse hepatic stellate cells. // Br. J. Pharmacol. 2010. — V. 159, № 2. — P. 304−315.
  324. Zhang X.G., Hui Y.N., Han Q.H., Hou X., Huang X.F., Ma J.X.
  325. Cytoskeleton changes of cultured human retinal pigment epithelial cells in a mechanical stress model. // Zhonghua Yan Ke Za Zhi. 2006. — V. 42, № 2. — P. 121−126.
  326. Zheng Y., Sarr M.G. Translocation of transfected GLUT2 to the Apical Membrane in Rat Intestinal IEC-6 Cells. // Dig. Dis. Sci. 2011. — V. 57, № 5. — P. 1203−1212.
  327. Zheng Y., Scow J.S., Duenes J.A., Sarr M.G. Mechanisms of glucose uptake in intestinal cell lines: role of GLUT2. // Surgery. 2012. — V. 151, № 1. -P. 13−25.
  328. Zheng J.Q., Zheng Z., Poo M. Long-range signaling in growing neurons after local elevation of cyclic AMP-dependent activity. // J. Cell Biol. 1994. — V. 127, № 6 (Pt 1). — P. 1693−1701.
  329. Zhou F.Q., Cohan C.S. How actin filaments and microtubules steer growth cones to their targets. // J. Neurobiol. 2004. — V. 58. — P. 84−91.
  330. Zicha D., Dobbie I.M., Holt M.R., Monypenny J., Soong D.Y., Gray C., Dunn G.A. Rapid actin transport during cell protrusion. // Science. 2003. — V. 300, № 5616.-P. 142−145.
  331. Zoubina E.V., Smith P.G. Axonal degeneration and regeneration in rat uterus during the estrous cycle. // Autonom. Neurosci. 2000. — V. 84, № 3. — P. 176−185.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!