Структурно-функциональное исследование канала выхода РНК в транскрипционном комплексе E. coli
Научная новизна и практическая ценность работы. Настоящая работа позволила идентифицировать в РНК-полимеразе РНК-связывающий сайт, в котором происходят главные взаимодействия, стабилизирующие ЭК. Для локализации этого сайта и исследования его свойств разработан способ получения минимальных элонгационных комплексов, содержащих короткую РНК, с помощью реакции пирофосфоролиза. Подробно изучены… Читать ещё >
Содержание
- ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Общие сведения о структуре РНК-полимеразы Е. coli и стадиях транскрипционного цикла
- 1. 2. Исторический обзор моделей элонгационного комплекса
- 1. 2. 1. Основные характеристики «термодинамической модели»
- 1. 2. 2. Модель «прерывистой» элонгации транскрипции
- 1. 3. 0. сновные современные направления развития моделей элонгационного комплекса и появление новых взглядов на механизмы синтеза РНК
Структурно-функциональное исследование канала выхода РНК в транскрипционном комплексе E. coli (реферат, курсовая, диплом, контрольная)
Актуальность темы
Важным этапом в понимании механизмов синтеза РНК и его регуляции, осуществляемого ДНК-зависимой РНКполимеразой, является локализация и определение функциональной роли районов фермента, которые связывают РНК и ДНК в тройной элонгационный комплекс (ЭК). Наиболее изученной к настоящему времени является РНК-полимераза E.coli. (Burgess et al., 1969; 1975). Это сложный белковый комплекс с молекулярной массой 450 kDa, состоящий из четырехсубъединичного кор-фермента (агРР'), обладающего каталитической активностью, и cr-субъединицы, необходимой для специфического узнавания промоторов и эффективной инициации транскрипции (Gross et al., 1992; Helmann et al., 1988). Наши знания о функциональной роли различных участков субъединиц РНК-полимеразы весьма ограничены. Мультисубъединичное строение и большие размеры белка затрудняют применение прямых структурных методов для его изучения. Вследствие чего, только недавно была получена пространственная структура кор-фермента РНК-полимеразы Thermus aquaticus с разрешением 3.3 ангстрема (Zhang et al., 1999). Белковые последовательности РНК-полимеразы Thermus aquaticus и РНК-полимеразы E. coli высоко гомологичны и практически полностью идентичны друг другу в консервативных районах, общих для большинства мультисубъединичных РНК-полимераз (Berghofer et al., 1988; Delarue et al., 1990; Ovchinnikov et al., 1982). Это положило начало новому этапу изучения РНК-полимеразы E. coli и осмыслению уже имеющихся данных в структурно-функциональном аспекте. Однако, до сих пор не 5 получены пригодные для рентгено-структурного анализа кристаллы элонгационного комплекса. Поэтому, для определения контактов фермента с РНК и ДНК, представляется целесообразным использование метода аффинной химической модификации, эффективное применение которого стало возможно после разработки быстрого метода картирования точек пришивки (Grachev et al., 1989). Систематическое применение этого подхода в сочетании с сайт-направленным мутагенезом позволило получить информацию о топографии активного центра (Zaychikov et al., 1996), а также РНКи ДНК-евязывающих участков фермента (Nudler et al., 1998).
ЭК можно механистически представить себе как РНК-ДНК остов, окруженный РНК-полимеразой. Теоретически можно выделить 5 частей этого остова, взаимодействующих с белком (рис. 1): двухцепочечная ДНК впереди и сзади транскрипционного пузыря, РНК-ДНК гетеродуплекс, участок растущей цепи однонитевой РНК и однонитевой участок нематричной цепи ДНК.
Рис. 1. Схема РНК-ДНК остова в ЭК. Показано наличие 5 предполагаемых участков, которые могут взаимодействовать с РНК-полимеразой.
Канал выхода растущего РНК-продукта в рамках этой схемы формируется участками фермента и ДНК в районах РНК-ДНК гетеродуплекса и однонитевой РНК, контактирующими с транскриптом по ходу траектории его движения в ЭК.
Принципиальным является вопрос о том, в какой части этого остова локализуются взаимодействия с белком, обеспечивающие такие противоречивые свойства ЭК, как свободное скольжение вдоль матрицы и одновременно прочное связывание цепей РНК и ДНК. За последние 10 лет было выдвинуто несколько структурно-функциональных моделей ЭК, объясняющих его основные свойства, а именно: процессивность, стабильность и терминацию синтеза РНК. Эти модели, по-разному рассматривающие роль РНК, ДНК и белка в функционировании ЭК и зачастую противоречащие друг другу, до сих пор не позволили создать единую картину механизма синтеза РНК (von Hippel, Н.Р., 1995; 1998; Nudler et al., 1998; Komissarova et al., 1997, А, БChamberlin, M.J., 1995; Uptain et al., 1997, А, Б).
Цель работы и задачи исследования. Целью работы являлось изучение структурных и функциональных взаимодействий растущей цепи РНК и остова ДНК с субъединицами РНК-полимеразы, ответственных за главные свойства транскрипционной машины: стабильность и процессивность в процессе элонгации.
В работе ставились следующие задачи: а) Определить минимальную длину РНК, необходимую для существования стабильного ЭК, и локализовать главные стабилизирующие взаимодействия РНК-полимеразы с РНК в канале выхода транскрипта. б) С помощью методов афинной модификации идентифицировать участки субъединиц РНК-полимеразы, вовлеченные в образование канала выхода РНК. в) Определить вклад РНК-ДНК гетеродуплекса в стабильность ЭК. г) Выяснить механизм разделения цепей РНК-ДНК гетеродуплекса в процессе синтеза РНК.
Научная новизна и практическая ценность работы. Настоящая работа позволила идентифицировать в РНК-полимеразе РНК-связывающий сайт, в котором происходят главные взаимодействия, стабилизирующие ЭК. Для локализации этого сайта и исследования его свойств разработан способ получения минимальных элонгационных комплексов, содержащих короткую РНК, с помощью реакции пирофосфоролиза. Подробно изучены свойства минимальных ЭК. Исследована роль длины и нуклеотидного состава РНК-ДНК гетеродуплекса в стабильности ЭК. Впервые выполнены эксперименты по изучению влияния ДНК дуплекса позади транскрипционного пузыря на свойства ЭК. Показано, что именно белок разрушает РНК-ДНК гетеродуплекс и направляет РНК в канал выхода. Выявлена дестабилизирующая роль а-субъединицы на стадии инициации синтеза РНК.
Методом аффинной модификации идентифицированы участки фермента, образующие РНК-связывающий сайт, а также подробно картированы контакты 5'-конца последовательно удлиняющейся РНК с ри (З'-субъединицами РНК-полимеразы. Результаты данной работы позволили предложить новую структурно-функциональную модель ЭК.
Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, изложения полученных результатов, их обсуждения и списка цитируемой литературы. Диссертация изложена на 126 страницах машинописного текста и содержит 27 рисунков. Библиография включает в себя 128 названий, в том числе 2 русских и 126 иностранных.
ВЫВОДЫ.
1. Получены данные, свидетельствующие о том, что в молекуле РНК-полимеразы существует специальный РНК-связывающий сайт, который вносит основной вклад в стабилизацию ЭК путем взаимодействия с двумя последними нуклеотидами РНК в составе РНК-ДНК гетеродуплекса. Этот сайт находится на расстоянии 7−8 нуклеотидов от З'-конца РНК и также обеспечивает активное вытеснение нити РНК-продукта из гетеродуплекса. Картирование участков РНК-полимеразы, взаимодействующих с 5'-концом РНК размером 7−8 нуклеотидов, показало, что этот сайт образован районом Ме1298−330 р'- субъединицы и районом Ме1492−515 р — субъединицы.
2. Показано, что РНК-ДНК гетеродуплекс вносит вклад в стабилизацию элонгационного комплекса. Степень стабилизирующего влияния гетеродуплекса зависит от его нуклеотидного состава.
3. Установлено, что восстановление ДНК дуплекса в задней части транскрипционного пузыря оказывает заметное дестабилизирующее влияние на ЭК. Оно наиболее сильно выражено в элонгационных комплексах с короткой РНК (размером 6−8 нуклеотидов).
4. На основании вышеизложенных результатов выдвинута новая структурно-функциональная модель тройного элонгационного комплекса. В рамках этой модели предложен новый вариант механизма терминации синтеза РНК, согласно которому она происходит в результате одновременного разрушения РНК-связывающего сайта с помощью образующейся РНК-шпильки и «схлопывания» транскрипционного пузыря.
5. С помощью метода аффинной модификации определены контакты растущего РНК-продукта на пути его движения через транскрипционный комплекс. Все области контактов РНК с РНК-полимеразой располагаются в эволюционно консервативных районах р — и р'- субъединиц, что указывает на функциональную значимость этих сайтов для взаимодействия с РНК. Установлено, что движение б'-конца синтезируемого транскрипта относительно фермента прекращается при достижении длины 14 нуклеотидов. Показано, что последующее удлинение РНК происходит с образованием петли.
6. Показано, что РНК, 5'-конец которой фиксирован на РНК-полимеразе за счет ковалентной пришивки, может быть укорочена с помощью пирофосфоролиза. Это свидетельствует о подвижности доменов белка, образующих активный центр и РНК-связывающий сайт, друг относительно друга.
7. Показано существование альтернативного пути выхода РНК в элонгационном комплексе с образованием длинного РНК-ДНК гетеродуплекса.
Список литературы
- Грачев, М.А., Лухтанов, Е. А., Мустаев, Абикаюмов, М. Н., В. А., Рабинов, И. В. 1987, Б. Локализация аминокислотного остатка His в участке последовательности РНК-полимеразы Е. coli, связывающем инициирующий субстрат. Биоорган. Химия 13: 992−5.
- Allison, L. A., Moyle, М., Shales, М. and Ingles С. J. 1985. Extensive homology among the largest subunits of eukaryotic and prokaryotic RNA polymerase. Cell 42:599−610.
- Arndt, K.M., Chamberlin, M.J. 1990. RNA chain elongation by Escherichia coli RNA polymerase. Factors affecting the stability of elongating ternary complexes. J. Mol. Biol. 213:79−108.
- Beese L. S., Derbyshire V. and Steitz T. A. 1993, A. Structure of DNA polymerase I Klenow fragment bound to duplex DNA, Science 260, 352−5.
- Beese L. S., Friedman J. M. andteitz T. A. 1993, Б. Crystal structures of the Klenow fragment of DNA polymerase I complexed with deoxynucleoside thriphosphate and pyrophosphate, Biochemistry 32,14 095−101.
- Berghofer, В., Krockel, L., Kortner, C., Truss, M., Schallenberg, J., Klein, A. 1988. Relatedness of archaebacterial RNA polymerase core subunits to their eubacterial and eukaryotic equivalents. Nucleic Acids Res. 16: 8113−28.
- Bergsland, K. J., Haselkorn, R. 1991. Evolutionary relationships amongeubacteria, cyanobacteria, and chloroplasts: evidence from the rpoC1 gene of Anabaena sp. Strain PCC 7120. J. Bacteriol. 173: 3446−55.
- Blatter, E. E., Ross, W., Tang, H., Gourse, R. L., Ebright, R. H. 1994. Domain organization of RNA polymerase alpha subunit: C-terminal 85 amino acids constitute a domain capable of dimerization and DNA binding. Cell 78: 889−96.
- Borukhov, S., Lee, J. and Goldfarb, A. 1991, B. Mapping of a contact for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266: 23 932−5.
- Borukhov, S., Sagitov, V., Goldfarb, A. 1993. Transcript cleavage factors from E. coli. Cell 72: 459−66.
- Buckle, M., Buc, H. 1989. Fine mapping of DNA single-stranded regions using base-specific chemical probes: study of an open complex formed between RNA polymerase and the lac UV5 promoter. Biochemistry 28: 4388−96.
- Burgess, R.R., Travers, A.A., Dunn, J.J., Bautz, E.K. 1969. Factor stimulating transcription by RNA polymerase. Nature 221: 43−6.
- Burgess, R. R. and Jendrisak, J. J. 1975. A procedure for the rapid, large-scale purification of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase involving polymin
- P precipitation and DNA-cellulose chromatography. Biochemistry 14: 4634−8.
- Burmeister, M., Monaco, A.P., Gillard, E.F., van Ommen, G.J., Affara, N.A., Ferguson-Smith, M.A., Kunkel, L.M., Lehrach, H. 1988. A 10-megabase physical map of human Xp21, including the Duchenne muscular dystrophy gene. Genomics 2:189−202.
- Busby, S., Ebright, R. H. 1994. Promoter structure, promoter recognition, and transcription activation in prokaryotes. Cell 79: 743−6.
- Chamberlin, M., Kingston, R., Gilman, M., Wiggs, J., deVera, A. 1983. Isolation of bacterial and bacteriophage RNA polymerases and their use in synthesis of RNA in vitro. Methods Enzymol .101: 540−68.
- Chamberlin, M.J. 1995. New models for the mechanism of transcription elongation and its regulation. Harvey Lect. 88:1−21.
- Darst, S. A., Kubalek, E. W. and Kornberg, R. D. 1989. Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography. Nature 340: 730−2.
- Darst, S.A., Edwards, A.M. 1995. Epitaxial growth of protein crystals from two-dimensional crystals on lipid layers. Curr. Opin. Struct. Biol. 5: 640−4.
- Daube, S.S., von Hippel, P.H. 1992 Functional transcription elongation complexes from synthetic RNA-DNA bubble duplexes. Science 258:1320−4.
- Daube, S.S., Hart, C.R., von Hippel, P.H. 1994, A. Coupling of RNA displacement and intrinsic termination in transcription from synthetic RNA-DNA bubble duplex constructs.Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 91: 9539−43.
- Daube, S.S., von Hippel, P.H. 1994, E. RNA displacement pathways during transcription from synthetic RNA-DNA bubble duplexes. Biochemistry 33:340−7.
- Delarue M., Poch O., Tordo N., Moras D. and Argos P. (1990). An attempt tounify the structure of polymerases, Protein Eng. 3, 461−7.
- Dombroski, A. J., Walter, W. A., Record, M. T. Jr., Siegele, D. A., Gross, C. A. 1992. Polypeptides containing highly conserved regions of transcription initiation factor sigma 70 exhibit specificity of binding to promoter DNA. Cell 70: 501−12.
- Dombroski, A. J., Walter, W. A., Gross, C. A. 1993. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity. Genes Dev. 7: 2446−55.
- Ebright, R. H., Busby, S. 1995. The Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit: structure and function. Curr. Opin. Genet. Dev. 5:197−203.
- Erie, D.A., Hajiseyedjavadi, O., Young, M.C., von Hippel, P.H. 1993. Multiple RNA polymerase conformations and GreA: control of the fidelity of transcription. Science 262: 867−73.
- Erie, D.A., Yager, T.D., von Hippel, P.H. 1992. The single-nucleotide addition cycle in transcription: a biophysical and biochemical perspective. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 21: 379−415.
- Fu, J., Gnatt, A.L., Bushneil, D.A., Jensen, G.J., Thompson, N.E., Burgess, R.R., David, P.R., Kornberg, R.D. 1999. Yeast RNA polymerase II at 5 A resolution. Cell 98:799−810.
- Johnson TL, Chamberlin MJ (1994) Complexes of yeast RNA polymerase II and RNA are substrates for TFIIS-induced RNA cleavage. Cell. 77(2):217−24.
- Gardella, T., Moyle, H. and Susskind, M. M. 1989. A mutant Escherichia coli sigma 70 subunit RNA polymerase with altered promotor specificity. J. Mol. Biol.206: 579−90.
- Glass, R. E., Jones, S. T., Ishihama, A. 1986. Genetic studies on the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. VII. RNA polymerase is a target for ppGpp. Mol. Gen. Genet. 203: 265−8.
- Gralla, J. D., Carpousis, A. J., Stefano, J. E. 1980. Productive and abortive initiation of transcription in vitro at the lac UV5 promoter. Biochemistry 19: 5864−9.
- Gross, C. A., Lonetto, M., Losick, R. 1992. Bacterial sigma factors, p.129−76. Transcriptional regulation. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.
- Hansen, U. M., McClure, W. R. 1980, A. Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. I. Characterization of core enzyme open complexes. J. Biol. Chem. 255: 9556−63.
- Hansen, U. M., McClure, W. R. 1980, B. Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. II. Release of sigma from ternary complexes. J. Biol. Chem. 255: 9564−70.
- Harley, C. B., Reynolds, R. P. 1987. Analysis of E. coli promoter sequences. Nucleic Acids Res. 15: 2343−61.
- Helmann, J. D., Chamberlin, M. J. 1988. Structure and function of bacterial sigma factors. Annu. Rev. Biochem. 57: 839−72.
- Hinkle, D. C., Chamberlin, M. J. 1972. Studies of the binding of Escherichia coli
- RNA polymerase to DNA. I. The role of sigma subunit in site selection. J. Mol. Biol. 70:157−85.1.hihama, A. 1993. Protein-protein communication within the transcription apparatus. J. Bacteriol. 175: 2483−9.
- Kashlev, M., Lee, J., Zalenskaya, K., Nikiforov, V. and Goldfarb, A. 1990. Blocking of the initiation-to-elongation transition by a transdominant RNA polymerase mutation. Science 248:1006−9.
- Kashlev, M., Nudler, E., Severinov, K., Borukhov, S., Komissarova, N., Goldfarb, A. 1996. Histidine-tagged RNA polymerase of Escherichia coli and transcription in solid phase. Methods Enzymol. 274: 326−34.
- Kassavetis, G.A., Geiduschek, E.P. 1993. RNA polymerase marching backward. Science 259: 944−5.
- Komissarova, N., Kashlev, M. 1997, A. RNA polymerase switches between inactivated and activated states by translocating back and forth along the DNA and the RNA. J. Biol. Chem. 272:15 329−38.
- Komissarova, N., Kashlev, M. 1997, 5. Transcriptional arrest- Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 94:1755−60.
- Komissarova, N., Kashlev, M. 1998. Functional topography of nascent RNA in elongation intermediates of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 95: 14 699−704.
- Kong, X. P., Onrust, R., O’Donnell, M., Kuriyan, J. 1992. Three-dimensional structure of the beta subunit of E. coli DNA polymerase III holoenzyme: a sliding DNA clamp. Cell 69: 425−37.
- Koulich, D., Orlova, M., Malhotra, A., Sali, A., Darst, S. A., Borukhov, S. 1997.
- Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J. Biol. Chem. 272: 7201−10.
- Krishna, T. S., Kong, X. P., Gary, S., Burgers, P. M., Kuriyan, J. 1994. Crystal structure of the eukaryotic DNA polymerase processivity factor PCNA. Cell 79: 1233−43.
- Krumm, A., Meulia, T., Groudine, M. 1993. Common mechanisms for the control of eukaryotic transcriptional elongation. Bioessays 15: 659−65.
- Krummel, B., Chamberlin, M.J. 1992, A. Structural analysis of ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase. Deoxyribonuclease I footprinting of defined complexes. J. Mol. Biol. 225: 239−50.
- Malhotra, A., Severinova, E. and Darst, S. A. 1996. Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase. Cell 87:127−36.
- Maniatis, T., Fritch, E. F. and Hayward, R. S. 1982. Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N. Y.
- Markovtsov, V., Mustaev, A. and Goldfarb, A. 1996. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 3221−6.
- Martin, E., Sagitov, V., Burova, E., Nikiforov, V. and Goldfarb, A. 1992. Genetic dissection of the transcription cycle. J. Biol. Chem. 267: 20 175−80.
- McClure, W.R. 1985. Mechanism and control of transcription initiation iniprokaryotes. Annu. Rev. Biochem. 54:171−204.
- Mecsas, J., Cowing, D.W., Gross, C.A. 1991. Development of RNA polymerase-promoter contacts during open complex formation. J. Mol. Biol. 220: 585−97.
- Milan, S., D’Ari, L., Chamberlin, M.J. 1999. Structural analysis of ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase: ribonuclease footprinting of the nascent RNA in complexes. Biochemistry 38: 218−25.
- Mookhtiar, K. A., Peluso, P. S., Muller, D. K., Dunn, J. J. and Coleman, J. E. 1991.
- Processivity of T7 RNA polymerase requires the C-terminal Phe882-Ala883-COO~foot". Biochemistry 30: 6305−13.
- Muller, D. K., Martin, C. T. and Coleman, J. E. 1988. Processivity ofproteolytically modified forms of T7 RNA polymerase. Biochemistry 27: 5763−71.
- Mustaev, A., Zaychikov, E., Severinov, K., Kashlev, M., Polyakov, A., Nikiforov, V. and Goldfarb, A. 1994. Topology of the RNA polymerase active center probed by chimeric rifampicin-nucleotide compounds, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12 036−40.
- Nudler, E., Goldfarb, A., Kashlev, M. 1994. Discontinuous mechanism of transcription elongation. Science 265: 793−6.
- Nudler, E., Kashlev, M., Nikiforov, V., Goldfarb, A. 1995. Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell 81: 351−7.
- Nudler, E., Avetissova, E., Markovtsov, V. and Goldfarb, A. 1996. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science 273: 211−7.
- Nudler, E., Mustaev, A., Lukhtanov, E., Goldfarb, A. 1997. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase. Cell 89:33−41.
- Nudler, E., Gusarov, I., Avetissova, E., Kozlov, M. and Goldfarb, A. 1998. Spatial organization of transcription elongation complex in Escherichia coli. Science 281: 424−8.
- Orlova, M., Newlands, J., Das, A., Goldfarb, A., Borukhov, S. 1995. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 92: 4596−600.
- Poglitsch, C.L., Meredith, G.D., Gnatt, A.L., Jensen, G.J., Chang, W.H., Fu, J., Kornberg, R.D. 1999. Electron crystal structure of an RNA polymerase II transcription elongation complex. Cell 98: 791−8.
- Polyakov, A., Severinova, E. and Darst, S. A. 1995. Tree-dimensional structure of E. coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme. Cell 83: 365−73.
- Reeder, T.C., Hawley, D.K. 1996. Promoter proximal sequences modulate RNA polymerase II elongation by a novel mechanism. Cell 87:767−77.
- Rees, W.A., Keller, R.W., Vesenka, J.P., Yang, G., Bustamante, C. S. 1993. Evidence of DNA bending in transcription complexes imaged by scanning force microscopy. Science 260:1646−9.
- Reines, D., Chamberlin, M.J., Kane, C.M. 1989. Transcription elongation factor Sil (TFIIS) enables RNA polymerase II to elongate through a block to transcription in a human gene in vitro. J. Biol. Chem. 264:10 799−809.
- Reines, D., Mote, J. Jr. 1993. Elongation factor Sll-dependent transcription by RNA polymerase II through a sequence-specific DNA-binding protein. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 90:1917−21.
- Reines, D., Conaway, J.W., Conaway, R.C. 1996. The RNA polymerase II general elongation factors. Trends Biochem. Sei. 21: 351−5.
- Reznikoff, W. S. 1977. Formation of the RNA polymerase-lac promoter open complex, pp. 441−54. In: Losick, R., Chamberlin, M. Ed. RNA polymerase. Cold1. Spring Harbor, N.Y.
- Reynolds, R., Bermudez-Cruz, R.M., Chamberlin, M.J.1992. Parameters affecting transcription termination by Escherichia coli RNA polymerase. I. Analysis of 13 rho-independent terminators. J. Mol. Biol. 224: 31−51.
- Reynolds, R., Chamberlin, M.J. 1992. Parameters affecting transcription termination by Escherichia coli RNA. II. Construction and analysis of hybrid terminators. J. Mol. Biol. 224: 53−63.
- Rice, G.A., Kane, C.M., Chamberlin, M.J. 1991. Footprinting analysis of mammalian RNA polymerase II along its transcript: an alternative view of transcription elongation. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 88: 4245−9.
- Rice, G.A., Chamberlin, M.J., Kane, C.M. 1993. Contacts between mammalian RNA polymerase II and the template DNA in a ternary elongation complex. Nucleic Acids Res. 21:113−8.
- Rozovskaia, T.A., Chenchik, A.A., Tarusova, N.B., Bibilashvili, R.Sh., Khomutov, R.M. 1981. Pyrophosphate analogs in the pyrophosphorolysis reaction catalyzed by Escherichia coli RNA polymerase. Mol. Biol. (Mosk) 15:1205−23.
- Rozovskaia, T.A., Chenchik, A.A., Bibilashvili, R.Sh. 1981. Reaction of pyrophosphorolysis catalyzed by Escherichia coli RNA polymerase. Mol. Biol. (Mosk) 15: 636−52.
- Sastry, S. and Ross, B. M. 1998. RNA-binding site in T7 RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 95: 9111−6.
- Severinov, K., Mooney, R., Darst, S. A., Landick, R. 1997. Tethering of the large subunits of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 272: 24 137−40.
- Schickor, P., Metzger, W., Werel, W., Lederer, H., Heumann, H. 1990. Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. EMBO J. 9: 221 520.
- Siebenlist, U., Simpson, R. B., Gilbert, W. 1980. E. coli RNA polymerase interacts homologously with two different promoters. Cell 20: 269−81.
- Siegele, D.A., Hu, J.C., Walter, W.A. and Gross, C.A. 1989. Altered promotor recognition by mutant forms of the sigma 70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 206: 591−603.
- Sidorenkov, I., Komissarova, N., Kashlev, M. 1998. Crucial role of the RNA: DNA hybrid in the processivity of transcription. Mol. Cell 2: 55−64.
- Sousa, R., Chang, Y. J., Rose, J. P. and Wang, B. C. 1993. Crystal structure ofbacteriophage T7 RNA polymerase at 3.3 A° resolution. Nature 364: 593−9.
- Sousa, R. and Padilla, R. 1995. A mutant T7 RNA polymerase as a DNA polymerase. EMBO J. 14: 4609−21.
- Sousa, R. 1996. Structural and mechanistic relationships between nucleic acid polymerases. TIBS 21:186−90.
- Straney, D. C., Crothers, D. M. 1987. A stressed intermediate in the formation of stably initiated RNA chains at the Escherichia coli lac UV5 promoter. J. Mol. Biol. 193: 267−78.
- Sweetser, D., Nonet, M. and Yong, R. A. 1987. Prokaryotic and eukaryotic RNA polymerases have homologous core subunits. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 84:11 926.
- Suh, W.C., Ross, W., Record, M.T. 1993. Two open complexes and a requirement for Mg2+ to open the lambda PR transcription start site. Science 259: 358−61.
- Surratt, C.K., Milan, S.C., Chamberlin, M.J. 1991. Spontaneous cleavage of RNA in ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase and its significance for the mechanism of transcription. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 88: 7983−7.
- Uptain, S.M., Kane, C.M., Chamberlin, M.J. 1997, A. Basic mechanisms of transcript elongation and its regulation. Annu. Rev. Biochem. 66:117−72.
- Uptain, S.M., Chamberlin, M.J. 1997, E. Escherichia coli RNA polymerase terminates transcription efficiently at rho-independent terminators on single-stranded DNA templates. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 94:13 548−53.
- Wang, D., Meier, T.I., Chan, C.L., Feng, G., Lee, D.N., Landick, R. 1995. Discontinuous movements of DNA and RNA in RNA polymerase accompany formation of a paused transcription complex. Cell 81: 341−50.
- Waldburger, C., Gardella, T., Wong, R. and Susskind, M. M. 1990. Changes in conserved region 2 of Escherichia coli sigma 70 affecting promotor recognition. J. Mol. Biol. 215:267−76.
- Wilson, K.S., von Hippel, P.H. 1994. Stability of Escherichia coli transcription complexes near an intrinsic terminator. J. Mol. Biol. 244: 36−51.
- Wilson, K.S., von Hippel, P.H. 1995. Transcription termination at intrinsic terminators: the role of the RNA hairpin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 8793−7.
- Wu, F. Y., Yarbrough, L. R., Wu, C. W. 1976. Conformational transition of Escherichia coli RNA polymerase induced by the interaction of sigma subunit with core enzyme. Biochemistry 15: 3254−8.
- Yager, T.D., von Hippel, P.H. 1991, A. thermodynamic analysis of RNA transcript elongation and termination in Escherichia coli. Biochemistry 30:1097−118.
- Zaychikov, E., Martin, E., Denissova, L., Kozlov, M., Markovtsov, V., Kashlev, M., Heumann, H., Nikiforov, V., Goldfarb, A. and Mustaev, A. 1996. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science 273:107−9.
- Zhang, G. and Darst, S. A. 1998. Structure of the Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit amino-terminal domain. Science 281: 262−6.
- Zhang, G., Campbell, E., Minakhin, L., Richter, C., Severinov, K. and Darst, S. 1999. Crystal Structure of Thermus aquaticus Core RNA polymerase at 3.2 A Resolution. Cell 98: 811−24.
- Zhou, W., Reines, D., Doetsch, P.W. 1995. T7 RNA polymerase bypass of large gaps on the template strand reveals a critical role of the nontemplate strand in elongation. Cell 82: 577−85.