Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Механизмы детоксикации тяжелых металлов у моллюсков семейства Mytilidae

Диссертация: Механизмы детоксикации тяжелых металлов у моллюсков семейства Mytilidae
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сравнительный анализ уровней содержания ТМ в почках и пищеварительной железе C. grayanus и Modiolus kurilensis, обитающих в, импактном антропогенном районе (ст. 5) показал, что в таких условиях степень аккумуляции исследованных элементов выше, в органах моллюсков первого вида, хотя концентрация металлов в них ниже. Следовательно, можно говорить о более эффективной системе выведения ТМ у М… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ТЯЖЕЛЫЕ МЕТАЛЛЫ В ОРГАНИЗМЕ ГИДРОБИОНТОВ ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)
    • 1. 1. Тяжелые металлы в прибрежных морских водах
    • 1. 2. Поступление тяжелых металлов в организм двустворчатых моллюсков
    • 1. 3. Биологическая роль тяжелых металлов
    • 1. 4. Токсичное действие тяжелых металлов
    • 1. 5. Клеточные механизмы детоксикации металлов
    • 1. 6. Металлотионеины морских беспозвоночных
    • 1. 7. Металлотионеины морских беспозвоночных в мониторинге загрязнения среды тяжелыми металлами
  • ГЛАВА 2. РАЙОНЫ РАБОТ. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Районы работ
      • 2. 1. 1. Районы действия апвеллингов
      • 2. 1. 2. Импактный антропогенный район
    • 2. 2. Объекты исследования
    • 2. 3. Методы исследований
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Внутриклеточное распределение тяжелых металлов в почках и пищеварительной железе Crenomytilus grayanus из районов действия апвеллингов
    • 3. 2. Внутриклеточное распределение тяжелых металлов в органах Crenomytilus grayanus в импактных природных и антропогенных условиях
    • 3. 3. Внутриклеточное распределение тяжелых металлов в почках и пищеварительной железе Crenomytilus grayanus и Modiolus kurilensis из импактного антропогенного района
  • ГЛАВА 4. МЕХАНИЗМЫ ДЕТОКСИКАЦИИ ТЯЖЕЛЫХ МЕТАЛЛОВ У МОЛЛЮСКОВ СЕМ. MYTILIDAE
  • ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ)
    • 4. 1. Механизмы детоксикации тяжелых металлов в органах Crenomytilus grayanus, обитающих в районах действия апвеллингов
    • 4. 2. Механизмы детоксикации тяжелых металлов в органах Crenomytilus grayanus в импактных природных и антропогенных условиях
    • 4. 3. Механизмы детоксикации тяжелых металлов в органах Crenomytilus grayanus и Modiolus kurilensis из импактного антропогенного района

Механизмы детоксикации тяжелых металлов у моллюсков семейства Mytilidae (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность исследования. Из химических веществ, загрязняющих водную среду, реальную угрозу для жизнедеятельности гидробионтов представляют тяжелые металлы (ТМ) и их соединения. Опасность заключается не только в их биологической активности (токсичности), но и в способности к аккумуляции в многочисленных компонентах экосистем. В отличие от органических загрязняющих веществ, которые со временем утилизируются и выводятся из биосферы, ТМ способны сохранять биологическую активность практически бесконечно (Челомин и др., 1998).

Цитотоксичность металлов обусловлена главным образом тремя взаимосвязанными механизмами: усилением перекисного окисления липидов, угнетением митохондриального дыхания и нарушением кальциевого гомеостаза клетки (Аксенова, 2000). Чтобы избежать повреждения клеточных структур у гидробионтов, в частности у двустворчатых моллюсков, существуют несколько путей перевода избытка микроэлементов в нетоксичную форму. Главным образом это связывание с особыми цитоплазматическими белкамиметаллотионеинами (МТ) (Isani et al., 2000; Roesijadi, 2000; Amiard et al., 2006) и депонирование в лизосомы или гранулы (Vesk, Byrne, 1999; Marigomez et al., 2002). Поэтому при изучении устойчивости двустворчатых моллюсков к повышенному содержанию тяжелых металлов в среде исследование внутриклеточного распределения микроэлементов представляет большой интерес, так как его изменения отражают эффективность защитных систем клетки (Wallace et al., 2003).

Большинство подобных исследований было проведено в лабораторных условиях (Viarengo, 1985; Bebianno, Langston, 1991; Duquesne et al., 1995; Serra et al., 1995; Wallace et al., 2003; Sokolova et al., 2005a), или же модельными объектами служили обитатели загрязненных районов (Roesijadi, 1994; Regoli, Orlando, 1994; Baudrimont et al., 1999; Mouneyrac et al., 1999; Riveros et al., 2003; Bonneris et al., 2005a, b). Однако следует отметить, что повышенное содержание ТМ в морской среде может быть вызвано не только антропогенными, но и природными причинами. Например, с апвеллингами к поверхности поднимаются глубинные морские воды, обогащенные растворёнными формами некоторых тяжелых металлов, в особенности, кадмия (Yeats, Campeell, 1983). В результате в районах действия апвеллингов образуются природные импактные зоны с повышенным содержанием металлов в среде (Bruland et al., 1978; 1994). Исследование механизмов детоксикации ТМ у моллюсков, обитающих в таких условиях, позволит расширить представление о развитии адаптивных процессов, повышающих устойчивость организмов, так как природное воздействие является намного более долговременным и стабильным фактором, чем антропогенное загрязнение.

Известно, что в сходных биотопах близкородственные виды двустворчатых моллюсков накапливают существенно различающиеся концентрации металлов, что, по-видимому, связано с особенностями условий, в которых они эволюционировали. Исследование внутриклеточного распределения ТМ у таких моллюсков, обитающих при их высоком содержании в среде, позволяет оценить направленность и эффективность системы перевода микроэлементов в нетоксичную форму у организмов, обладающих разными генотипическими адаптациями.

Поэтому целью данной работы было исследование механизмов детоксикации тяжелых металлов у двустворчатых моллюсков сем. Mytilidae, обитающих в импактных природных и антропогенных условиях. Известно, что в зонах действия апвеллингов часто повышены концентрации кадмия, цинка и никеля (Bruland et al., 1978; Yeats, Campeell, 1983), а железо, цинк, медь, марганец и свинец обычно присутствуют в промышленных и бытовых отходах (Христофорова и др., 1993), поэтому в нашей работе рассмотрены пути детоксикации именно этих элементов.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Определить концентрации железа, цинка, меди, кадмия, марганца, свинца, никеля и их внутриклеточное распределение в основных органах, осуществляющих накопление, детоксикацию и выведение токсикантов (пищеварительной железе и почках), Crenomytilus grayanus из районов действия апвеллингов.

2. Определить уровень содержания железа, цинка, меди, кадмия, марганца, свинца, никеля в пищеварительных и выделительных органах С. grayanus в импактных природных и антропогенных условиях. Оценить роль клеточных структур и цитоплазматических белков разной молекулярной массы в связывании металлов.

3. Провести сравнительный анализ содержания железа, цинка, меди, кадмия, марганца, свинца, никеля и путей их детоксикации в почках и пищеварительной железе С. grayanus и Modiolus kurilensis в импактных антропогенных условиях.

Научная новизна. На примере С. grayanus показано, что у двустворчатых моллюсков, обитающих в природных импактных условиях, содержится повышенное количество металлотионеин-подобных белков.

Установлено, что в импактных природных условиях в пищеварительной железе моллюсков кадмий депонируется в клеточных мембранных структурах, в то время как в импактных антропогенных условиях — образует комплексы с металлотионеин-подобными белками.

В импактных антропогенных условиях в пищеварительной железе С. grayanus детоксикация тяжелых металлов происходит за счет связывания с металлотионеин-подобными белками, а у М. kurilensis, накапливающего более высокие концентрации тяжелых металлов, — с клеточными мембранными структурами.

Защищаемые положения.

1. В импактных природных условиях адаптация С. grayanus к воздействию кадмия и перевод его в нетоксичную форму происходит путем связывания с клеточными мембранными структурами, в то время как в импактных антропогенных условиях — за счет образования комплексов с металлотионеин-подобными белками.

2. Адаптация устойчивого моллюска М. kurilensis к экстремально высокому накоплению тяжелых металлов в импактных антропогенных условиях достигается за счет связывания избытка металлов с клеточными мембранными структурами. У С. grayanus в адаптивных реакциях в основном принимают участие цитоплазматические белки. Практическая значимость. Полученные в ходе работы результаты могут быть использованы при разработке систем эколого-биохимического мониторинга и тестирования экологического состояния морских прибрежных вод. Материал может быть использован при чтении курса лекций «Экотоксикология» .

Апробация работы. Результаты и основные положения работы докладывались на Региональных конференциях по актуальным проблемам морской биологии, экологии и биотехнологии (Владивосток, 2001; 2002; 2003), конференции студентов, аспирантов и молодых ученых НОЦ ДВГУ «Фундаментальные исследования морской биоты: биология, биохимия и биотехнология» (Владивосток, 2002), XI ежегодной международной конференции North Pacific Marine Science Organization (PICES) (КНР, 2002), Международной конференции «Marine environment: nature, communication and business» (Владивосток, 2003), VII дальневосточной школе-конференции по актуальным проблемам химии и биологии (Владивосток, 2003), Международной конференции «Современные проблемы физиологии и биохимии водных организмов» (Петрозаводск, 2004), Международной конференции «Современные проблемы водной токсикологии» (пос. Борок, 2005) и ежегодных конференциях ИБМ ДВО РАН (2003,2004,2006). Публикации. По теме диссертации опубликовано 12 работ.

Структура и объем работы. Диссертационная работа изложена на 106 стр. и состоит из введения, четырех глав, заключения, выводов и списка литературы (233 источника, в том числе 190 иностранных). Работа включает 12 таблиц и 8 рисунков.

ВЫВОДЫ.

1. Показано, что зона действия стационарного апвеллинга (зал. Простор, о-в Итуруп, Курильские о-ва) является уникальным природным импактным районом, где в почках Crenomytilus grayanus концентрация кадмия достигает аномально высокого уровня (около 2000 мкг/г сухой массы).

2. В импактных природных условиях (зал. Простор, о-в Итуруп) в почках С. grayanus высокое содержание металлотионеин-подобных белков обусловливает накопление как токсичных, так и физиологически важных металлов в цитозоле.

3. В импактных природных условиях в пищеварительной железе С. grayanus детоксикация кадмия происходит за счет депонирования в клеточных мембранных структурах, в то время как в импактных антропогенных условиях (б. Десантная, зал. Петра Великого, Японское море) — за счет связывания с металлотионеин-подобными белками.

4. В импактном антропогенном районе (б. Десантная) в почках С. grayanus детоксикация избытка аккумулированных металлов за счет металлотионеин-подобных белков не происходит. Металлы обнаружены во фракции высокомолекулярных белков, что свидетельствует о токсическом поражении организма.

5. В импактных антропогенных условиях в пищеварительной железе С. grayanus и Modiolus kurilensis пути детоксикации микроэлементов заметно различаются: у С. grayanus металлы преимущественно обнаружены в цитозоле, а у М. kurilensis — в клеточных мембранных структурах.

6. В импактных антропогенных условиях в почках и С. grayanus, и Modiolus kurilensis тяжелые металлы накапливаются в цитозоле. При этом в почках М. kurilensis, в отличие от С. grayanus, содержится повышенное количество металлотионеин-подобных белков, которые связывают основную часть меди, кадмия и цинка.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В почках С. grayanus из районов действия сезонных апвеллингов (ст. 2, о-в Большой Пелис, Японское море) и стационарного апвеллинга (ст. 3 и 4, м. Консервный и приустьевая зона р. Северный Чирип, зал. Простор, о-в Итуруп) отмечено достоверное увеличение концентраций ТМ по сравнению с контрольными моллюсками. Следует отметить, что в исследованных органах мидий из района действия стационарного апвеллинга концентрации практически всех исследованных ТМ достоверно выше, чем у мидий из зоны действия сезонных апвеллингов. Более того, в почках C. grayanus со ст. 3 и 4 концентрация кадмия достигает аномально высокого уровня, более чем в 20 раз превышающего содержание этого элемента в почках контрольных моллюсков. Пищеварительная железа этих моллюсков также выделяется достоверно повышенным содержанием кадмия. Следовательно, выбранный нами район действия стационарного апвеллинга является уникальной природной импактной зоной с аномально высоким содержанием кадмия в среде. Для детоксикации кадмия в почках мидий содержится повышенное количество МТПБ, которые в свою очередь обусловливают накопление как токсичных, так и физиологически важных металлов в цитозоле.

Исследование внутриклеточного распределения ТМ в органах C. grayanus из природного (ст. 3) и антропогенного (ст. 5, б. Десантная, зал. Петра Великого) импактных районов выявило, что в пищеварительной железе этих моллюсков пути связывания кадмия существенно различались: у мидий со ст. 3 этот металл преимущественно накапливался в клеточных мембранных структурах, а в пищеварительной железе моллюсков со ст. 5 — в цитозоле. В почках мидий из этих районов наблюдались различия во внутриклеточном распределении свинца: у мидий со ст. 3 металл главным образом связывался с цитозолем, а у моллюсков со ст. 5 — с мембранными структурами. Следует отметить, что в почках С. grayanus из импактного антропогенного района содержание МТПБ не повышено, и они связывают меньшее количество кадмия и цинка, чем соответствующие белки контрольных моллюсков. Это может свидетельствовать о том, что в почках C. grayanus из импактного антропогенного района синтез МТПБ частично подавлен в результате суммарного действия аккумулированных металлов.

Сравнительный анализ уровней содержания ТМ в почках и пищеварительной железе C. grayanus и Modiolus kurilensis, обитающих в, импактном антропогенном районе (ст. 5) показал, что в таких условиях степень аккумуляции исследованных элементов выше, в органах моллюсков первого вида, хотя концентрация металлов в них ниже. Следовательно, можно говорить о более эффективной системе выведения ТМ у М. kurilensis. При исследовании внутриклеточного распределения микроэлементов в органах C. grayanus и М. kurilensis отмечено, что в импактных антропогенных условиях в почках моллюсков обоих видов возрастало содержание ТМ в цитозоле. В отличие от почек, в пищеварительной железе этих моллюсков путь связывания исследованных элементов заметно различался: у C. grayanus увеличивалось процентное содержание большинства металлов в цитозоле, а у М. kurilensis — в клеточных мембранных структурах.

В результате нашей работы были выявлено, что, во-первых, в почках М. kurilensis накапливается избыточная концентрация меди независимо от содержания этого элемента в среде. Во-вторых, в почках моллюсков этого вида содержится повышенное количество металлотионеин-подобных белков не только в условиях загрязнения, но и при фоновых концентрациях ТМ в среде. В отличие от C. grayanus в почках М. kurilensis, обитающих в импактном антропогенном районе, повышено содержание металлотионеин-подобных белков, связывающих основное количество исследованных микроэлементов. Следовательно, в импактных антропогенных условиях механизмы детоксикации ТМ М. kurilensis более эффективны, чем C.grayanus.

Показать весь текст

Список литературы

  1. М.Е. Тяжелые металлы: механизмы нефротоксичности // Нефрология и диализ. 2000. Т.2, № 1−2. dialysis.ru/magazine/2000l-2/metal.php
  2. В.Ф. Мембранный транспорт // Соросовский образовательный журнал. 1997. № 6. С. 14−20.
  3. В.В., Перепелица С. А., Шумилин Е. Н. Оценка влияния антропогенных и природных источников на пространственное распределение тяжелых металлов в донных осадках залива Петра Великого, Японское море // Геохимия. 1993. № 9. С.1328−1340.
  4. Атлас по океанографии Берингова, Охотского и Японского морей. 2000. atlas.pacificinfo.ru/HTML/400.htm
  5. В.З., Дарницкий В. Б., Куликов М. Ю., Маркина М. П., Моисеев П. А., Чернявский В. И. Биологические ресурсы Тихого океана // Биологические ресурсы океана. М.: Агропромиздат, 1985. С. 181−194.
  6. Г. К. Тяжелые металлы в экологическом мониторинге водных систем // Соросовский образовательный журнал. 1998. № 5. С. 23−29.
  7. Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах // Соросовский образовательный журнал. 2000. Т. 6, № 12. С. 13−19.
  8. Д.Е., Муромцев A.M. Мировой океан как среда жизни// Биологические ресурсы океана. М.: Агропромиздат, 1985. С. 16−39.
  9. В.Б., Соколова С. А., Сторожук Н. Г. Содержание и распределение растворенных тяжелых металлов и нефтеуглеводородов в Охотском море // Комплексные исследования экосистемы Охотского моря. Москва: изд-во ВНИРО, 1997. С. 179−188.
  10. Н.И., Христофорова Н. К. Эколого-гидрологические черты западной части зал. Петра Великого // Проблемы региональной экологии. 2001. № 5. С. 49−58.
  11. Н.В., Куриленко А. В., Бельчева Н. Н., Челомин В. П. Кадмий-индуцируемый окислительный стресс в тканях мидии Modiolus modiolus II Биол. моря. 2005. Т. 31, № 5, С. 358−362.
  12. И.А., Грамм-Осипова O.JI., Юрасов Г. И. Ветровой апвеллинг у северо-западного побережья Японского моря // Метеорология и гидрология. 1993. № 10. С.82- 86.
  13. В.Р. Продолжительность жизни двустворчатых моллюсков Японского и Охотского морей // Биол. моря. 1980. № 6. С. 3−12.
  14. Ю.И. Элементы структуры вод северо-западной части Японского моря // Изв. ТИНРО. 1998. Т. 123, С. 262 290.
  15. Ю.А., Цибань А. В. Проблемы мониторинга экологических последствий загрязнения океана. J1.: Гидрометеоиздат, 1989. 58с.
  16. В.Я. Возрастная динамика микроэлементного состава тканей долгоживущих митилид Crenomytilus grayanus и Modiolus kurilensis II Биология моря, 1994. Т. 20, № 1.С. 62−67.
  17. В.Я., Шулькин В. М. Изменение микроэлементного состава органов и тканей мидии Грея (Crenomytilus grayanus) при акклиматизации моллюсков в биотопе, хронически загрязненном тяжелыми металлами // Биол. моря. 2005. Т. 31, № 2. С. 123−128.
  18. Касьянов B. JL, Медведева J1.A., Яковлев С. Н., Яковлев Ю. М. Размножение иглокожих и двустворчатых моллюсков. М.: Наука, 1980.182с.
  19. В.В. Геохимическая экология. М.: Наука, 1974.280с.
  20. JT.T., Симоконь М. В. Тенденции изменения химико-экологической ситуации в прибрежных акваториях Приморья. Токсичные элементы в донных отложениях и гидробионтах // Изв. ТИНРО. 2004. Т. 137. С. 310−320.
  21. М., Ортман А. Свальный грех // Ежедневные новости от 25.06.2002. http://novosti.vl.ru/?f=tm&t=2 0625tm01
  22. А.Н. Биотестирование в охране вод от загрязнения // Методы биотестирования вод. Черноголовка: Ин-тхим. физики АН СССР, 1988. С. 4−14.
  23. О.Н. Молекулярные биомаркеры. Владивосток: изд-во ДВГАЭУ, 2001. 194 с.
  24. Т.М., Христофорова Н. К. Характеристика прибрежных вод южных Курил по содержанию микроэлементов в организмах-индикаторах // Биол. моря. 1997. Т. 23, № 4. С. 239−246.
  25. Л.Р. Биологическая роль микроэлементов в организме животных и человека. М: Наука, 1977. 183с.
  26. Г. И., Ицкова А. И. Никель. М: Наука, 1980. 176с.
  27. О.А. Двустворчатые моллюски умеренных широт западной части Тихого океана. Л.: Наука, 1981.480 с.
  28. О.А., Старобогатов Я. И. Систематическое положение мидии Грея // Биология мидии Грея. М.: Наука, 1983.С. 4−5.
  29. ., Уилсон К. Методы практической биохимии. М.: Мир, 1978.272с.
  30. Н.А. Комплексы металлов в живых организмах // Соросовский образовательный журнал. 1997. № 8. С. 27−32.
  31. В.П. Экотоксикологические аспекты биоаккумуляции кадмия (на примере морских двустворчатых моллюсков). Автореф. дис. док. биол. наук. Владивосток: ТОЙ ДВО РАН. 1998. 51с.
  32. В.П., Бельчева Н. Н., Захарцев М. В. Биохимические механизмы адаптации мидии Mytilus trossulus к ионам кадмия и меди // Биология моря. 1998. Т. 24, № 5. С. 319−325.
  33. В.И. Циркуляционные системы Охотского моря // Изв. ТИНРО. 1981. Т. 105, С. 13−19.
  34. В.И., Бобров В. А., Афанасьев Н. Н. Основные продуктивные зоны Охотского моря // Изв. ТИНРО. 1981. Т. 105, С. 20−25.
  35. Н.К. Основы экологии. Владивосток: Дальнаука, 1999.516с.
  36. Н.К., Шулькин В. М., Кавун В. Я., Чернова Е. Н. Тяжелые металлы в промысловых и культивируемых моллюсках залива Петра Великого. Владивосток: Дальнаука. 1993. 296с.
  37. В.М. Металлы в экосистемах морских мелководий. Владивосток: Дальнаука. 2004. 279с.
  38. В.М., Богданова Н. Н. Распределение металлов в поверхностном слое вод залива Петра Великого (Японское море). Владивосток: ТИГ ДВО АН СССР. 1989. Деп. В ВИНИТИ 06.02.89. № 773-В89.
  39. В.М., Кавун В. Я., Ткалин А. В., Пресли Б.Дж. Влияние концентрации металлов в донных отложениях на их накопление митилидами Crenomytilus grayanus и Modiolus kurilensis II Биол. моря. 2002. Т. 28, № 1. С.53−60.
  40. Шулькин В. М, Чернова Е. Н. Концентрации тяжелых металлов в митилидах Амурского залива (Японского моря) // Экология. 1994. № 4.С.80−88.
  41. В.П. Биология дальневосточных морей России. Т. 1. Владивосток: Тинро-центр, 2001. 580с.
  42. Abe К. Relationship between Cd and P04 in the Subtropical Sea near the Ryukyu Islands //J. Oceanogr. 2002. Vol. 58. P. 577−588.
  43. Abe K. Kink in the Cd-P04 plot near the Okinawa Island observed in the summer of 2001 // Bull. Fish. Res. Agen. 2003. Vol. 6. P. 1−8.
  44. Alt E.R., Sternlieb I., Goldfischer S. The cytopathology of metal overload // Int. Rev. Exp. Pathol. 1990. Vol. 31. P. 165−188.
  45. Amiard J.-C, Amiard-Triquet C., Barka S., Pellerin J., Rainbow P. S. Metallothioneins in aquatic invertebrates: Their role in metal detoxification and their use as biomarkers //Aquat. Toxicol. 2006. Vol. 76. P. 160−202.
  46. Barfield, M.L., Farris, J.L., Black, M.C. Biomarker and bioaccumulation responses of Asian clams Corbicula fluminea exposed to aqueous cadmium // J. Toxicol. Environ. Health. 2001. Vol. 63. Iss.7. P. 495 510.
  47. Barka S., Pavilion J.-F., Amiard J.-C. Influence of different essential and nonessential metals on MTLP levels in the copepod Tigriopus brevicornis II Сотр. Biochem. Physiol. 2001. Vol. 128C. Iss. 4. P. 479−493.
  48. Bargagli R., Nelli L., Ancora S., Focardi S. Elevated cadmium accumulation in marine organisms from Terra Nova Bay (Antarctica) // Polar Biol. 1996. Vol. 16. P. 513−520.
  49. Baudrimont M., Lemaire-Gony S., Ribeyre F., Metivaud J., Boudou A. Seasonal variations of metallothionein concentrations in the Asiatic clam (Corbicula fluminea) // Сотр. Biochem. Physiol. 1997. Vol. 118C. P. 361−367.
  50. Bebianno M.J., Langston W.J. Metallothionein induction in Mytilus edulis exposed to cadmium//Mar. Biol. 1991. V. 108. № 1. P. 91−96.
  51. Bebianno M.J., Nott J.A., Langston W.J. Cadmium metabolism in the clam Ruditapes decussates: tne role of metallothioneins // Aquat. Toxicol. 1993. Vol. 27. P. 315−334.
  52. Bebianno M.J., Serafim M.A. Comparison of metallothionein induction in response to cadmium in the gills of the bivalve molluscs Mytilus galloprovincialis and Ruditapes decussatus // Sci. Total Environ. 1998. Vol. 214. P. 123−131.
  53. Bebianno M.J., Serafim M.A. Variation of metal and metallothionein concentration in natural population of Ruditapes decussates И Arch. Environ. Contam. Toxicol. 2003. Vol. 44. P. 53−66.
  54. Bell R.A., Odgen N., Kramer J.R. The biotic ligand model and a cellular approach to class В metal aquatic toxicity // Сотр. Biochem. Physiol. 2002. Vol. 113C. P. 175−188.
  55. Berthet В., Amiard J.C., Amiard-Triquet C., Martoja M., Jeantet A.Y. Bioaccumulation, toxicity and physiochemical speciation of silver in bivalve mollusks: ecotoxicological and health consequences // Sci. Total. Environ. 1992. Vol. 125. P. 97−122.
  56. Bertnet В., Mouneyrac C., Perez Т., Amiard-Triquet C. Metallothionein concentration in sponges (Spongia officinalis) as a biomarker of metal contamination // Сотр. Biochem. Physiol. 2005. Vol. 141C. Iss. 3. P. 306−313.
  57. Binz P.-A., Kagi J.H.R. Metallothionein: molecular evolution and classification. 1999. http://www.biochem.unizh.ch/mtpage/classif.html
  58. Bodar C.M.W., Van Der Sluis I., Van Montfort J.C.P., Voogt P.A., Zandee D.I. Cadmium resistance in Daphnia magna II Aquat. Toxicol. 1990. Vol. 16. P. 33−40.
  59. Bordin G., McCourt J., Cordeiro-Raposo F., Rodriguez A.R. Metallothionein-like metalloprotein in the Baltic clam Macoma baltica: seasonal variations and induction upon metal exposure // Mar. Biol. 1997. Vol. 129. P. 453−463.
  60. Brouwer M., Brouwer-Hoexum Т.Н., Cashon R. Crustaceans as models for metal metabolism. 3. Interaction of lobster and mammalian MT with glutathione // Mar. Environ. Res. 1992. Vol. 35. P. 13−17.
  61. Brouwer M., Brouwer-Hoexum Т.Н. Glutathion-mediated transfer of copper (I) into American lobster apohemocyanin// Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 4096−4102.
  62. Brouwer M., Winge D.R., Gray W.R. Structural and functional diversity of copper-metallothioneins from the American lobster Homarus americanus II J. Inorg. Biochem. 1989. Vol. 88. P. 289−303.
  63. Brown B.E. The form and function of metal-containing granules in invertebrate tissues // Biol. Rev. Cambrige Phil. Soc. 1982. Vol. 57. P. 621−667.
  64. Brown B.E., Galloway T.S., Lowe D., Browne M.A., Dissanayake A., Jones M.B., Depledge M.H. Differential sensitivity of three marine invertebrates to copper assessed using multiple biomarkers // Aquat. Toxicol. 2004. Vol. 66. P. 267−278.
  65. Brown D., Parsons T. Relationship between cytoplasmatic distribution of mercury and toxic effects to zooplancton and Shum salmon exposed to mercury in a controlled ecosystem//J. Fish. Res. Board Can. 1978. Vol. 35. P. 880−884.
  66. Bruland K.W., Knauer G.A., Martin J.H. Cadmium in northeast Pacific waters // Limnol. Oceanogr. 1978. Vol. 23. P. 618−625.
  67. Bruland K.W., Orians K.J., Cowen J.P. Reactive trace metals in the stratified central North Pacific// Geochim. Cosmochim. Acta. 1994. Vol. 58. P. 3171−3182.
  68. Bury N.R., Wood C.M. Mechanism of branchial apical silver uptake by rainbow trout via the proton-coupled Na (+) channel // Am. J. Physiol. 1999. Vol. 277. P. R1385-R1391.
  69. Cai L., Satoh M., Tohyama C., Cherian M.G. Metallothionein in radiation exposure: its induction and protective role // Toxicol. 1999. Vol. 132. P. 85−98.
  70. Carmichael N.G., Squibb K.S., Engel D.W., Fowler B.A. Metals in the molluscan kidney: uptake and subcellular distribution of 109Cd, 54Mn, 65Zn by the clam Mercenaria mercenaria II Сотр. Biochem. Physiol. 1980. Vol. 65A, 201−206.
  71. Carpene E., George S.Y. Absorption of cadmium by gills of Mytilus edulus (L.) // Mar. Physiol. 1981. Vol.1. P. 23−34.
  72. Carpene E. Metallothionein in marine mollusks // Ecotoxicology of metals in invertebrates. Boca Raton: CRC Press, 1993. P. 55−72.
  73. Carpene E., Serra R., Isani G. Effects of heavy metals on algae // Encyclopedia of environmental control technology. Houston: Gulf Publ., 1995. Vol. 9. P. 707−759.
  74. Casterline I.L., Yip G. The distribution and binding of cadmium in oyster, soybean and rat liver and kidney // Arch. Environ. Contam.Toxicol. 1975. Vol. 3. P. 319−329.
  75. Choi H.J., Ahn I.-Y., Ryu S.-K., Lee I.-S., Jeong K.-H. Preliminary evidence for metallothionein-like Cd-binding protein in the kidney of the Antarctic clam Laternula elliptica II Ocean Polar Research. 2001. Vol. 23. Iss. 4. P. 337−345.
  76. Choi H.J., Ahn I.-Y., Kim K.-W., Kim H.-A., Lee I.-S. Subcellular distribution of naturally elevated cadmium in the Antarctic clam Laternula elliptica II Bull. Environ. Contam. Toxicol. 2003. Vol. 71. P. 83−89.
  77. Churchich J.E., Scholz G., Kwok F. Activation of pyridoxal kinase by metallothionein // Biochem. Biophys. Acta. 1989. Vol. 996. P. 181−186.
  78. Coan E.V., Scott P.V., Bernard F.R. Bivalve seashells of Western North America. Marine Bivalve Molluscs from Arctic Alaska to Baja California. 2000. Santa Barbara Museum of Natural History. 764 p.
  79. Coleman J.E. Zinc proteins: enzymes, storage proteins, transcription factors, and replication proteins // Annu. Rev. Biochem. 1992. Vol. 61. P. 897−946.
  80. Conner E.A., Fowler B.A. Preliminary purification and partial characterization studies of a low-molecular weight cytosolic lead-binding protein in liver of the channel catfish (Ictaluruspunctatus) II Aquat Toxicol 1994. Vol. 28. P.29−36.
  81. Correia A.D., Livingstone D.R., Costa M.H. Effects of water-borne copper on metallothionein and lipid peroxidation in the marine amphipod Gammarus locusta II Mar. Environ. Res. 2002. Vol. 54. P. 357−360.
  82. Cosson R.P. Bivalve metallothionein as a biomarker of aquatic ecosystem pollution by trace metals: limits and perspectives // Cell. Mol. Biol. 2000. Vol. 46. Iss. 5. P. 295−309.
  83. Costa M., Zhuang Z., Huang X., Cosentino S., Klein C.B., Salnikow K. Molecular mechanisms of nickel carcinogenesis // Sci. Total Environ. 1994. Vol. 148. P. 191−199.
  84. Cullen J.T., Lane T.W., Morel F.M.M., Sherrell R.M. Modulation of cadmium uptake in phytoplankton by seawater C02 concentration // Nature. 1999. Vol. 402. P.165 -167.
  85. Dabrio M., Rodriguez A.R., Bordin G., Bebianno M.J., De Lay M., Sestakova I., Vasak M., Nordberg M. Recent development in quantification methods for metallothionein // J. Inorg. Biochem. 2002. Vol. 88. P. 123−134.
  86. Dallinger R., Berger В., Hunziker P., Kagi J.H.R. Metallothionein in snail. Cd and Cu metabolism //Nature. 1997. Vol. 388. P. 237−238.
  87. С. Т., Winge D.R., George G.N., Sansone M., Hu S., Hamer D. A copper-thiolate polynuclear cluster in the ACE1 transcription factor // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 6127−6131.
  88. Del Ramo J., Torreblanca A., Martinez M., Rastor A., Diaz-Mayans J. Quantification of cadmium-induced metallothionein in crustaceans by the silver-saturation method//Mar. Environ. Res. 1995. Vol. 39. P. 121−125.
  89. Depledge M.H., Aagaard A., Gyorkos P. Assessment of trace metal toxicity using molecular, physiological and behavioral biomarkers // Mar. Poll. Bull. 1995. Vol. 31. Iss. 1−3. P. 19−27.
  90. Duquense S., Flowers A.E., Coll J.C. Preliminary evidence for a metallothionein-like heavy metal-binding protein in tropical marine bivalve Tridacna crocea II Сотр. Biochem. Physiol. 1995. V. 112C. № 1. P.69−78.
  91. Englelken J., Hildebrandt A. cDNA cloning and cadmium-induced expression of metallothionein mRNA in the zebra mussel Dreissena polimorpha II Biochem. Cell. Biol. 1999. Vol. 237−241.
  92. Environmental Health Criteria (EHC) 17. Manganese. 1981. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc017.htm
  93. Environmental Health Criteria (EHC) 108. Nikel. 1991. http://www.inchem.Org/documents/ehc/ehc/ehcl08.htm#SectionNumber:4.2
  94. Environmental Health Criteria (EHC) 200. Copper. 1998. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc200.htm
  95. Evtushenko Z.S., Belcheva N.N., Lukyanova O.N. Cadmium accumulation in organs of the scallop Mizuhopecten yessoensis. II Mar. Biol. 1990. Vol. 104. P. 247 250.
  96. Fortin C., Campbell P.G.C. Silver uptake by a freshwater alga in the presence of chloride // Environ. Sci. Toxicol. 2000. Vol. 19. P. 2769−2778.
  97. Fowler B. A. Mechanisms of kidney cell injury from metals // Envir. Health Perspect. Suppl. 1992. V. 100. P. 56−63.
  98. Fowler B.A. Roles of lead-binding proteins in mediating lead bioavailability // Environ Health Perspect. Suppl. 1998. Vol. 106. Iss. 6. P. 1585−1587.
  99. Fowler B.A., DuVal G.E. Effects of lead on the kidney: roles of high affinity lead-binding proteins//Environ Health Perspect. Suppl. 1991 Vol. 91. P. 77−80.
  100. Frazier J.M., George S.S., Overnell J., Coombs T.L., Kaji J. Characterization of two molecular weight classes of cadmium binding proteins from the mussel Mytilus edulis (.L.) // Сотр. Biochem. Physiol. 1985. Vol. 80C. P. 257−262.
  101. Geffard A., Amiard J.-C., Amiard-Triquet C. Use of metallothionein in gills from oysters (Crassostrea gigas) as biomarker: seasonal and intersite fluctuations // Biomarker. 2002a. Vol. 7. Iss. 2. P. 123−137.
  102. Geffard A., Geffard O., His E., Amiard J.-C. Relationship between metal bioaccumulation and metallothionein levels in larvae of Mytilus galloprovincialis exposed to contaminated sediment elutriate // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2002b. Vol. 233. P.131−142.
  103. George S.G. Biochemical and cytological assessment of metal toxicity in marine animals // Heavy metal in environment. Boca Raton: CRC Press, 1990. P. 123−142.
  104. Goldberg E.D., Bowen V.T., Farrington J.W. The mussel watch // Envir. Concern. 1978.Vol. 5. Iss. 2. P. 101−125.
  105. Gagnon A., Jumarie C., Hontela A. Effects of Cu on plasma Cortisol and Cortisol secretion by adrenocortical cells of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) II Aquat. Toxicol. 2006. Vol. 78. Iss. 1. P. 59−65.
  106. Gnassiabarelli M., Romeo M., Puiseuxdao S. Effect of cadmium and copper contamination on calcium content of the bivalve Ruditapes decussates И Mar. Environ. Res. 1995. Vol. 39, № 1−4. P. 325−328.
  107. Hamza-Chaffai A., Amiard J.C., Pellerin J., Joux L., Berthet B. The potential use of metallothioneins in the clam Ruditapes decussatus as a biomarker of in situ metal exposure// Сотр. Biochem. Physiol. 2000. Vol. 127C. P. 185 197.
  108. Hoare K., Beaumont A.R., Davenport J. Variation among populations in the resistance of Mytilus edulis embryos to copper: adaptation to pollution? // Mar. Ecol. Progr. Ser. 1995. V. 120. P. 155−161.
  109. Hylland K., Haux C., Hogstrand C. Hepatic metallothionein and heavy metals in dab Limanda limanda from the German Bight. Mar. Ecol. Prog. Ser. 1992. Vol. 91. P. 89−96.
  110. Kagi J.H.R., Shaffer A. Biochemistry of metallothionein // Biochemistry. 1988. Vol. 27. P. 8509−8515.
  111. Kaland Т., Andersen Т., Hylland K. Accumulation and subcellular distribution of metals in the marine gastropod Nassarius reticulatus II Ecotoxicology of metals in invertebrates. Boca Raton: CRC Press, 1993. P. 37−55.
  112. Kavun V. Ya., Shulkin V.M., Khristoforova N.K. Metal accumulation in mussel of the Kuril Islands, NW Pacific Ocean // Mar. Environ. Res. 2002. Vol. 53 P. 219 -226.
  113. Klaassen C.D., Liu J. Induction of metallothionein as an adaptive mechanism affecting the magnitude and progression of toxicological injury // Environ. Health Perspect. Suppl. 1998. Vol. 106. Iss. 1. P. 297−300.
  114. Margoshes M., Vallee B.L. A cadmium protein from equine kidney cortex // J. Amer. Chem. Soc. 1957. V. 79. P. 4813−4814.
  115. Marigomez I., Soto M., Cajaraville M.P., Angulo E., Giamberini L. Cellular and subcellular distribution of metals in mollusks // Microsc. Res. Techn. 2002. Vol. 56, Iss. 5. P. 358−392
  116. Martinez M., Torreblanca A., Del Ramo J., Rastor A., Diaz-Mayans J. Cadmium-induced metallothionein in hepatopancreas of Procambarus clarkiv. quantification by a silver-saturation method // Сотр. Boichem. Physiol. 1993. Vol. 105C. Iss. 2. P. 263−267.
  117. Martinez M., Del Ramo J., Torreblanca A., Diaz-Mayans J. Cadmium toxicity, accumulation and metallothionein induction in Echinogammarus echinosetosus II J. Environ. Sci. Health. 1996. Vol. 31A. Iss. 7. P. 1605−1607.
  118. Mason A.Z., Jenkins K.D. Metal detoxification in aquatic organisms // Metal speciation and bioavailability in aquatic systems. New York: Wiley, 1995. P. 479 608.
  119. Morais-Cabral J.H., Zhou Y., McKinnon R., Energetic optimization of ion conduction rate by K+ selectively filter//Nature. 2001. Vol. 414. P. 37−42.
  120. Mosleh Y.Y., Paris-Palacios S., Arnoult F., Couderchet M., Biagianti-Risbourg S., Vernet G. Metallothionein induction in aquatic oligochaete Tubifex tubifex exposed to herbicide isoproturon // Environ. Toxicol. 2004. V. 89. P. 88−93.
  121. Mouneyrac C., Bertnet В., Amiard J.-C. Cd distribution in the tissues of oysters (Crassostrea gigas) exposed chronically in situ // Water, Air Soil Pollut. 1999. Vol. 112. P. 187−196.
  122. Mouneyrac C., Geffard A., Amiard J.-C., Amiard-Triquet C. Metallothionein-like proteins in Macoma baltica: effects of metal exposure and natural factors // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 2000. Vol. 57. P. 34−42.
  123. Moura G., Vilarinho L., Machado J. The action of Cd, Cu, Cr, Zn, and Pb on fluid composition of Anodonta cygnea (L.): organic components // Сотр. Biochem. Physiol. 2000 V. 127C. Iss. 1. P. 223−231.
  124. Muyssen B.T.A., De Schamphelaere K.A.C., Janssen C.R. Mechanisms of chronic waterborne Zn toxicity in Daphnia magna II Aquat. Toxicol. 2006. Vol. 77. Iss. 4. P. 393−401.
  125. Nassiri Y., Rainbow P. S., Amiard-Triquet C., Rainglet F., Smith B.D. Trace metal detoxification in the ventral caeca of Orchestia gammarellus (Crustacea: Amphipoda) Mar. Biol. 2000. Vol. 136. P. 477−484.
  126. Newman M.C., Jagoe C.H. Ligands and the bioavailability of metals in aquatic environments // Bioavailability, physical, chemical and biological interaction. Boca Raton: CRC Press, 1994. P. 39−61.
  127. Nieboer E., Richardson D.N.S. The replacement of the nondescript term «heavy metal» by a biologically and chemically significant classification of metal ions // Environ. Poll. 1980. Vol. 1. P. 3−26.
  128. Nordberg M. Metallothionein: historical review and state of knowledge // Talanta. 1998. Vol. 46. P. 243−254.
  129. Noel-Lambot F. Distribution of cadmium, zinc and copper in the mussel Mytilus edulis. Existence cadmium-binding protein similar to metallothioneins // Experientia. 1976. Vol. 32. P. 324−325.
  130. Nordberg G., Jin Т., Leffier P., Svensson M., Zhou Т., Nordberg M. Metallothioneins and diseases with special reference to cadmium poisoning // Analusis. 2000. Vol. 28. Iss. 5. P. 396−400.
  131. Nott J.A., Langston W.J. Cadmium and the phosphate granules in Littorina littorea II J. Mar. Biol. Ass. UK. 1989. Vol. 69. P. 219−227.
  132. Pedersen S.H., Lundebye A.K., Depledge M.H. Field application of metallothionein and stress protein biomarkers in the shore crab (Carcinus maenas) exposed to trace metals // Aquat. Toxicol. 1997. Vol. 37. P. 183−200.
  133. Pedersen S.H., Pedersen K.L., Hojrup P., Knudsen J., Depledge M.H. Induction and identification of cadmium-, zinc- and copper- metallothioneins in the shore crab Carcinus maenas II Сотр. Biochem. Physiol. 1998. Vol. 120C. P. 251 259.
  134. Pounds J.G., Long G.J., Rosen J.F. Cellular and molecular toxicity of lead in bone // Environ. Health. Perspect. 1991. V. 91. P. 17 32.
  135. Pruski A.M., Dixon D.R. Effects of cadmium on nuclear integrity and DNA repair efficiency in the gill cells of Mytilus edulis LI I Aquat. Toxicol. 2002. Vol. 57. Iss. 3. P. 127−137.
  136. Pullen J.S.H., Rainbow P. S. The composition of pyrophosphate heavy metal detoxification granules in barnacles // Journal of Experimental Marine Biology and ecology. 1991.Vol. 150. P. 249−266.
  137. Rainbow P. S. Trace metal accumulation in marine invertebrates: marine biology or marine chemistry? // J. Mar. Biol. Ass. UK. 1997. Vol. 77. P. 195−210.
  138. Rainbow P. S., Black W.H. Effects of changes in salinity and osmolality on the rate of uptake of zinc by three crabs of different ecologies // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2002. Vol. 244. P. 205−217.
  139. Regoli F., Orlando E. Accumulation and subcellular distribution of metals (Cu, Fe, Mn, Pb and Zn) in the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis during a field transplant experiment // Mar. Poll. Bui. 1994. Vol.28. P. 592 600.
  140. Regoli F., Nigro M., Orlando E. Lysosomal and antioxidant responses to metals in the Antarctic scallop Adamussilum colbecki // Aquat. Toxicol. 1998. Vol. 40. P. 375−392.
  141. Ringwood A.H., Brouwer M. Patterns of metallothionein expression in oyster embryos //Mar. Environ. Res. 1995. Vol. 39. P. 101−105.
  142. Ringwood A.H., Hoguet J., Keppler C.J., Gielazyn M. Linkages between cellular biomarkers responses and reproductive success in oyster // Mar. Environ. Res. 2004. Vol. 58. P. 152−155.
  143. Robinson W.E., Ryan D.K. Transport of cadmium and other metals in the blood of the bivalve mollusks Mercenaria mercenaria II Mar. Biol. 1988. Vol. 97. P.101 -109.
  144. Rodriguez-Ortega M.J., Alhama J., Funes V., Romero-Ruiz A., Rodriguez-Arisa A., Lopez-Barea J. Biochemical biomarkers of pollution in the clam Chamaclea gallina from south Spanish littoral // Environ. Toxicol. Chem. 2002. Vol. 21. P. 542−549.
  145. Roesijadi G. Influence of copper on the clam Protothaca staminea: effects on gills and occurrence of copper-binding proteins // Biol. Bull. 1980. Vol. 158. Iss. 2. P. 233−247.
  146. Roesijadi G. Metallothioneins in metal regulation and toxicity in aquatic animals//Aquat. Toxicol. 1992. Vol. 22. Iss. 2. P. 81−114.
  147. Roesijadi G. Behavior of metallothionein-bound metals in a natural population of an estuarine mollusc // Mar. Environ. Res. 1994. Vol. 38. P. 147−168.
  148. Roesijadi G. Metallothionein and its role in toxic metal regulation // Сотр. Biochem. Physiol. 1996. Vol. 113C. Iss. 2. P. 117−123.
  149. Roesijadi G. Metal transfer as mechanism for metallothionein-mediated metal detoxification // Cel. Mol. Biol. 2000. Vol. 46. Iss. 2. P. 393−405.
  150. Roesijadi G., Fellingham C.W. Influence of Cu, Cd and Zn preexposure on Hg toxicity in the mussel Mytilus edulis II Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1987. V. 44. P. 680 684.
  151. Roesijadi G., Hansen K.M., Feuntes M.E. Cadmium induced expression of metallothionein and suppression of RNA to DNA ratios during molluscan development//Toxocol. Appl. Pharmacol. 1995. Vol. 133. P. 130−138.
  152. Roesijadi G., Brubader L.L., Under M.E. Metallothionein mRNA induction and generation of reactive oxygen species in molluscan hemocytes exposed to cadmium in vitro II Сотр. Biochem. Physiol. 1997. Vol. 118C. Iss. 2. P. 171−176.
  153. Roeva N.N., Sidorov A.V., Yurovitskii Y.G., Metallothioneins, proteins binding heavy metals in fish //Biol. Bull. 1999. Vol. 26. Iss. 6. P. 617−622.
  154. Romero-Isart N., Vasak M. Advances in the structure and chemistry of metallothioneins // J. Inorganic Biochemistry. 2002. Vol. 88. P. 388−396.
  155. Sallivan P.A., Robinson W.E., Morse M.P. Subcellular distribution of metals within the kidney of the bivalve Mercenaria mercenaria (L.) // Сотр. Biochem. Physiol. 1988. Vol. 91C. Iss. 2. P. 589−595.
  156. Salvini-Plawen, L.V. The structure and function of molluscan digestive systems // The Mollusca 11. Orlando: Academic Press, 1988. P. 301−379.
  157. Serra R., Carpene E., Marcantonio A.C., Isani G. Cadmium accumulation and Cd-binding proteins in the bivalve Scapharca inaequivalvis II Сотр. Biochem. Physiol. 1995. V. 111С. P. 165−174.
  158. Serra R., Isani G., Tramontano G., Carpene E. Seasonal dependence of cadmium accumulation and Cd-binding proteins in Mytilus galloprovincialis exposed to cadmium // Сотр. Biochem. Physiol. 1999. Vol. 123C. P. 165−174.
  159. Shulkin V.M., Kavun V.Ya., Presley B.J. Metal concentrations in mussel Crenomytilus grayanus and oyster Crassostrea gigas in relation to contamination of ambient sediments // Environ. Inter. 2003. Vol. 29. P.493−502.
  160. Simes D.C., Babianno M.J., Moura J.J.G. Isolation and characterization of metallothionein fro the clam Ruditapes decussates II Aquat. Toxicol. 2003. Vol. 63. P. 307−318.
  161. Sokolova I.M. Cadmium effect on mitochondrial function are enhanced by elevated temperatures in a marine poikilotherm, Crassostrea virginica Gmelin (Bivalvia: Ostreidae)//J. Exp. Biol. 2004. Vol. 207. P. 2639−2648.
  162. Sokolova I.M., Evans S., Hughes F.M. Cadmium-induce apoptosis in oyster hemocytes involves disturbance of cellular energy balance but no mitochondrial permeability transition II J. Exp. Biol. 2004. V. 207. P. 3369 3380.
  163. Sokolova I.M., Ringwood A.H., Johnson C. Tissue-specific accumulation of cadmium in subcellular compartments of eastern oyster Crassostrea virginica Gmelin //Aquat. Toxicol. 2005a. Vol. 74. Iss. 3. P. 242−253.
  164. Soto M, Marigomez I., Cancio I. Biological aspects of metal accumulation and storage. 2003. www.ehu.es/europeanclass2003/biologicalaspectsofmetalaccu.htm
  165. Stohs S. J., Bagchi D. Oxidative mechanisms in the toxicity of metal ions // Free Radic. Biol. Med. 1995. Vol. 18. P. 321−336.
  166. Stone H.C., Wilson S.B., Overnell J. Cd-binding proteins in the scallop Pecten maximus II Environ. Health Perspect. 1986. Vol. 65. P. 189−191.
  167. Sunda W.G., Huntsman S.A. Effect of competitive interaction between manganese and copper on cellular manganese and growth in estuarine and oceanic species of the diatome Thalassiosira II Limnol. Oceanogr. Vol. 28. Iss. 5. P. 924−934.
  168. Templeton D.M., Cherian M.G. Toxicological significance of metallothionein //Meth. Enzymol. 1991. V. 205. P. 11−24.
  169. Thomson J.D., Pirie B.J.S., George S.G. Cellular metal distribution in the Pacific oyster, Crassostrea gigas (Thun.) determined by quantitative X-ray microprobe analysis // J. Exp. Mar. Biol. 1985. Vol. 85. P. 37 45.
  170. Truchet M., Martoja R., Berthet B. Histological assessment of heavy-matal contamination on two species of mollusks, Littorina littorea L. and Scorbicula plana da costa from a polluted estuary // C.R. Acad. Sci. 1990. Vol. 311. P. 261−628.
  171. Udom U.O., Brady F.O. Reactivation in vitro of. zinc-requiring apo-enzymes by rat liver zinc-thionein // Biochem. J. 1980. Vol. 187. P. 329−335.
  172. Vallee B. L, Auld D.S. Zinc coordination, function, and structure of zinc enzymes and other proteins // Biochemistry. 1990a. Vol. 29. P. 5647−5659.
  173. Vallee B. L, Auld D.S. Active-site zinc ligands and activated H2O of zinc enzymes // Proc Nat. Acad Sci. USA. 1990b. Vol. 87. P. 220−224.
  174. Veldhuizen-Tsoerkan M.B., Vandermast C.A., Holwerda D.A. Cadmium-induced changes in macromolecular synthesis at transcriptional and translational levelin cell tissue о sea mussel, Mytilus edulis Н Сотр. Biohem. Physiol. 1992. V.103C. Iss. 2. P. 411−417.
  175. Vesk P.A., Byrne M. Metal levels in tissues granules of the freshwater bivalve Hyridella depressa (Unionida) for biomonitoring: the importance of cryopreparation // Sci. Total Environ. 1999. Vol. 225. P. 219−229.
  176. Vercauteren K., Blust R. Uptake of cadmium and zinc by the mussel Mytilus edulis and inhibition by calcium channel and metabolic blockers // Mar. Biol. 1999. Vol. 135. P. 615−626.
  177. Viarengo A. Biochemical effects of trace metals // Mar. Poll. Bull. 1985. Vol. 16. P. 153−158.
  178. Viarengo A., Mancinelli G., Pertica M., Fabri R., Orunesu M. Effect of heavy metals on the Ca2±ATPase activity present in gill cell plasma-membrane of mussels (Mytilus galloprovincialis Lam.) II Сотр. Biochem. Physiol. 1993. Vol. 106C. P. 655−660.
  179. Viarengo A., Nicotera P. Possible role of Ca in heavy metal cytotoxicity // Сотр. Biochem. Physiol. 1991. V.100C, № 1−2. P. 187−190.
  180. Viarengo A., Nott J.A. Mechanism of heavy metal cation homeostasis in marine inverterbrates // Сотр. Biochem. Physiol. 1993. Vol. 67C. P. 215−218.
  181. Viarengo A., Burlando В., Cavaletto M., Marchi В., Ponzano E., Blasco J. Role of metallothionein against oxidative stress in the mussel Mytilus galloprovincialis II Am. J. Physiol. Regul. Integr. Сотр. Physiol. 1999a. Vol. 277. Iss. 6. P. R1612-R1619.
  182. Viarengo A., Burlando В., Dondero F., Marro A., Fabri R. Metallothionein as a tool in biomonitoring programmes // Biomarkers. 1999b. Vol. 4. Iss. 6. P. 455−466.
  183. Viarengo A., Burlando В., Ceratto N., Panfoli I. Antioxidant role of metallothioneins: a comparative overview // Cell. Mol. Biol. 2000. Vol. 46. Iss. 2. P. 407−417.
  184. Wallace W.G., Lopez G.R., Levinton J.S. Cadmium resistance in an oligohaete and its effect on cadmium trophic transfer to an omnivorous shrimp // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1998. Vol. 172. P. 225−237.
  185. Wallace W.G., Lee B.-G., Luoma S.N. Subcellular compartmentalization of Cd and Zn in two bivalves. I. Significance of metal-sensitive fractions (MSF) and biologically detoxified metal (BDM) // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2003. Vol. 249. P. 183 197.
  186. Winston G.W., Moore M.N., Straatsburg I., Kirchin M.A. Decreased stability of digestive gland lysosomes from the common mussel Mytilus edulis L. by in vitro generation of oxygen-free radicals // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1991. V. 21. P. 401−408.
  187. Yap C.K., Ismail A., Omar H., Tan S.G. Toxicities and tolerances of Cd, Cu, Pb and Zn in a primary producer (Isochtysis galbana) and in a primary consumer (Perna viridis) // Environ. Inter. 2004. V.29. P. 1097 1104.
  188. Yeats P. A., Campeell J. A. Nickel, copper, cadmium and zinc in the northwest Atlantic ocean // Mar. Chem. 1983. V. 12. P. 43−58.
  189. Ytzhaki R.F., Gill D.M. A micro-biuret method for estimating proteins // Analyt. Biochem. 1964. Vol. 9. P. 401−407.
  190. Zhou P., Theil D.J. Isolation of a metal-activated transcription factor gene from Candida glabrata by complementation in Saccharomyces cervisiae II Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 6112−6116.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!