Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Основные белки митохондрий и их роль в сохранении митохондриальной ДНК

Диссертация: Основные белки митохондрий и их роль в сохранении митохондриальной ДНК
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Как было отмечено выше, мтДНК принято считать более уязвимой по сравнению с яДНК мишенью для различных повреждающих агентов. Многие авторы отмечают, что повышенная восприимчивость мтДНК к повреждающим агентам обусловлена отчасти тем, что мтДНК, в отличие от я ДНК, не находится в комплексе с гистонами. Однако результаты наших исследований, представленные выше, показали, что митохондрии содержат… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК ПРИНЯТЫХ В РАБОТЕ СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. МтДНК — чувствительная мишень для эндогенных и экзогенных повреждающих агентов
    • 1. 2. ДНКсвязывающие белки ядер и их роль в обеспечении защиты ядерного генома от действия повреждающих агентов
    • 1. 3. ДНК-связывающие белки митохондрий клеток млекопитающих
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Животные
    • 2. 2. Основные химические реактивы
    • 2. 3. Радиационная обработка
    • 2. 4. Выделение митохондрий и ядер из тканей крыс и мышей
    • 2. 5. Очистка митохондрий в градиенте сахарозы
    • 2. 6. Очистка митохондрий с использованием дигитонина
    • 2. 7. Получение нуклеоидов митохондрий
    • 2. 8. Выделение кислоторастворимых белков митохондрий и гистонов ядер из печени и селезенки
    • 2. 9. Очистка белков на ДЭАЭ-целлюлозе
    • 2. 10. Получение ДНК-белковых комплексов in vitro
    • 2. 11. Обработка ДНК-белковых комплексов перекисью водорода
    • 2. 12. Исследование образования ДНК-белковых комплексов с помощью актиномицина Д
    • 2. 13. Выделение мтДНК с использованием фенола
    • 2. 14. Выделение мтДНК на магнитных сорбентах
    • 2. 15. SDS-электрофорез белков в полиакриламидном геле
    • 2. 16. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)
    • 2. 17. Определение количества ДНК-белковых сшивок
    • 2. 18. Определение АДФ-рибозо-синтетазной активности
    • 2. 19. Определение концентрации белка. 5 О
    • 2. 20. Определение концентрации ДНК спектрофотометрическим методом
    • 2. 21. Определение содержания ДНК флуоресцентным методом
    • 2. 22. Статистическая обработка
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Основные кислоторастворимые белки в митохондриях
    • 3. 2. Исследование комплексирования основных белков митохондрий с ДНК in vitro
    • 3. 3. Выяснение возможной ассоциации белков и мтДНК в митохондриях in vivo
      • 3. 3. 1. Формирование ДНК-белковых сшивок в митохондриях тканей крыс, подвергнутых радиационному воздействию
      • 3. 3. 2. Активация поли (АДФ-рибозил)ирования белков в митохондриях тканей крыс, подвергнутых радиационному воздействию
    • 3. 4. Участие белков нуклеоидов митохондрий в защите мтДНК при действии повреждающих агентов

Основные белки митохондрий и их роль в сохранении митохондриальной ДНК (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Клетки млекопитающих содержат не только ядерную ДНК (яДНК), но и митохондриальную ДНК (мтДНК), которая составляет около 1,0% от общей ДНК различных тканей [Shadel and Clayton, 1997]. Несмотря на то, что мтДНК у млекопитающих была открыта более 40 лет назад, в последние 10−15 лет интерес к изучению молекулярных механизмов ее функционирования, мутагенеза, сохранения и стабилизации в клетках значительно повысился в связи с выявлением множества «митохондриальных» заболеваний, с выяснением роли мтДНК в клеточной гибели, канцерогенезе, старении. Известно, что культивируемые in vitro лишенные мтДНК клетки (rho°) и могут жить в определенных условиях, тем не менее, целостность митохондриального генома для жизни многоклеточного организма является критической. В митохондриях в процессе окислительного фосфорилирования образуется значительное количество активных форм кислорода (АФК), способных вызывать повреждения мтДНК и других макромолекул. По-видимому, близость мтДНК к комплексам белков-ферментов дыхательной цепи, генерирующей АФК, делает ее легко доступной мишенью для этих окислителей. Кроме того, мтДНК in vivo более подвержена воздействию экзогенных химических и физических агентов, чем яДНК. В течение более, чем 10 лет в различных статьях и фундаментальных обзорах высказывается точка зрения о том, что повышенная повреждаемость мтДНК в клетках млекопитающих в значительной мере обусловлена отсутствием в митохондриях гистонов, образующих комплексы с мтДНК и обеспечивающих ее защиту от действия АФК, как в случае с яДНК [Kang and Hamasaki, 2005; LeDoux and Wilson 2005; Wallace, 2005].

Известно, что яДНК в клетках высших организмов в значительной мере экранирована гистонами и негистоновыми белками от действия АФК и других повреждающих агентов. Эти белки обеспечивают компактную укладку яДНК в составе хроматина, ее структурную организацию и функционирование.

Значительная часть негистоновых белков в хроматине представлена ферментами и полипептидами, регулирующими функционирование ДНК [Berezney, 2002; Gilbert et al., 2005]. О прочной ассоциации этих белков с ДНК в составе ядерного хроматина свидетельствует то, что при действии окислителей или других агентов на клетки образуются ДНК-белковые сшивки (ДБС). Известно также, что ДНК в клетках бактерий комплексирована с белками, в том числе гистоноподобными, формируя нуклеоид или бактериальный хроматин [Azam and Ishihama, 1999; Travers and Muskhelishvili, 2005]. Топология структуры хроматина клеток высших организмов и нуклеоида бактериальных клеток меняется в зависимости от функционирования процессов репликации, рекомбинации, репарации и транскрипции в клетках. Гистоны и негистоновые белки хроматина, а также белки в составе бактериальных нуклеоидов являются кислоторастворимыми, что дает методическое преимущество для их экстрагирования и анализа [Yu and Bender, 1995]. Что касается мтДНК, то вопросы о ее структурно-функциональной организации в митохондриях и возможности формирования комплексов мтДНК с белками, способными снижать атаки АФК и других повреждающих агентов на митохондриальный геном, к началу наших исследований оставались не достаточно ясными. Развитие исследований в этом направлении важно для понимания путей защиты, сохранения генетического материала в митохондриях, косвенно участвующего в регуляции множества клеточных процессов. Более того, хорошо установлено, что накопление значительного количества повреждений в мтДНК клеток приводит к ухудшению энергозависимого метаболизма в тканях, развитию различных патологий (нейропатии, миопатии, кардиопатии, диабета), дегенеративных процессов, ускорению старения и гибели клеток [LeDoux and Wilson 2005; Wallace, 2005]. Поэтому наше исследование было направлено на изучение основных (ДНК-связывающих) белков в митохондриях клеток млекопитающих и роли этих белков в сохранении мтДНК в условиях повышенного окислительного стресса.

Цель и задачи исследования

.

Цель настоящей работы состояла в исследовании ДНК-связывающих основных белков митохондрий клеток млекопитающих и способности этих белков в составе ДНК-белковых комплексов снижать повреждения мтДНК. В соответствии с выбранной целью были поставлены следующие конкретные задачи:

1. Выяснить наличие ДНК-связывающих основных белков в митохондриях тканей крыс, определить их состав и способность формировать комплексы с ДНК in vitro.

2. Исследовать ДНК-белковые комплексы в митохондриях in vivo по формированию ДНК-белковых сшивок и активации поли (АДФ-рибозил)ирования белков, индуцируемых ионизирующим излучением.

3. Исследовать способность основных белков митохондриальных нуклеоидов снижать уровень повреждений мтДНК, индуцируемых перекисью водорода и ионизирующей радиацией.

Научная новизна работы. Впервые установлено, что митохондрии млекопитающих содержат более 20 основных ДНК-связывающих полипептидов, которые образуют комплексы с ДНК in vitro, аналогично ядерным гистонам. Впервые показано, что ионизирующая радиация вызывает образование ДНК-белковых сшивок и активацию поли (АДФ-рибозил)ирования белков в митохондриях тканей облученных животных, также как и в ядрах, что свидетельствует о существовании in vivo в митохондриях ДНК-белковых комплексов и связи мтДНК с поли (АДФ-рибозил)полимеразой, активируемой при возникновении разрывов цепей мтДНК. Впервые продемонстрировано, что основные белки, образующие комплексы с мтДНК и формирующие с ней компактные структурынуклеоиды, обеспечивают защиту митохондриального генома, как и гистоны яДНК, от повреждающего действия ионизирующего излучения и перекиси водорода.

Практическая ценность работы. Представленные в настоящей работе результаты исследования имеют существенное значение для понимания путей защиты, сохранения генетического материала митохондрий, участвующего в регуляции множества клеточных процессов. Результаты этой работы представляют несомненный практический интерес, поскольку могут быть использованы при разработке способов повышения устойчивости мтДНК, регуляции энергозависимых процессов и метаболической коррекции различных патологий.

выводы.

1. Впервые из митохондрий печени и селезенки крыс, используя метод выделения гистонов из ядер, получены кислоторастворимые основные белки, которые с помощью электрофореза в 15% SDS-ПААГ разделяются на более чем 20 полипептидов с молекулярными массами от 10 до 120 кДа.

2. Показано, что основные белки митохондрий, аналогично гистонам ядер, способны образовывать стабильные комплексы с ДНК in vitro. Это позволило предположить, что данные белки, возможно, в митохондриях in vivo формируют комплексы с мтДНК, участвуют в ее структурной укладке и экранируют от действия различных повреждающих агентов.

3. Впервые показано, что в митохондриях тканей животных, облученных ионизирующей радиацией, возникают ДНК-белковые сшивки, так же как в ядрах. Индукция ДНК-белковых сшивок в митохондриях под действием радиации in vivo указывает на то, что мтДНК в митохондриях, как и яДНК в ядрах, находится в ассоциации с белками.

4. Впервые показано, что ионизирующая радиация вызывает активацию поли (АДФ-рибозил)ирования белков в митохондриях тканей облученных животных, так же как и в ядрах, что свидетельствует о связи мтДНК с поли (АДФ-рибозил)полимеразой, активируемой при возникновении разрывов цепей мтДНК.

5. Впервые показано, что основные белки нуклеоидов митохондрий обеспечивают защиту митохондриального генома, так же как и гистоны, от повреждающего действия ионизирующего излучения и перекиси водорода.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В данной работе были исследованы основные белки митохондрий и их роль в защите мтДНК от воздействия повреждающих агентов. В настоящее время принято считать, что повышенная повреждаемость мтДНК обусловлена, прежде всего, отсутствием в митохондриях гистонов, обеспечивающих компактную укладку мтДНК и защиту ее от действия АФК, генерируемых как в самих митохондриях, так и при действии экзогенных физических и химических агентов. В ядрах гистоны осуществляют основную защиту ДНК от воздействия повреждающих агентов, а также играют определяющую роль в упаковке яДНК. Возможно, что в структурной организации мтДНК и ее функционировании также принимают участие основные белки митохондрий. Однако в литературе существует мало свидетельств о наличии таких белков в митохондриях млекопитающих, способных связываться с мтДНК и обеспечивать ее защиту.

Известно, что процедуры кислотной экстракции (серной или соляной кислотой) обычно используются для получения основных белков ядерсуммарных гистонов [Bonner et al., 1968; Yu & Bender, 1995]. При кислотной экстракции ядер клеток млекопитающих гистоны растворяются, в то время как негистоновые бедки выпадают в осадок. Мы предположили, что при аналогичной обработке митохондрий H2SO4 экстрагируемые белки также преимущественно будут обладать свойствами основных белков и связываться с ДНК. Поэтому из митохондрий печени и селезенки крыс экстракцией 0,2 М H2SO4 нами были получены кислоторастворимые белки. Полученные белки с помощью электрофореза в 15% SDS-ПААГ разделяются на более чем 20 полипептидов с молекулярными массами от 10 до 120 кДа. Большая часть данных белков является основными белками.

В последующих экспериментах мы обнаружили, что полученные нами ОБМ образуют устойчивые комплексы с мтДНК и яДНК при физиологической концентрации NaCl (0,15 М). Данные комплексы легко отделяются центрифугированием от ДНК и белков, не образовавших комплекс и находящихся в растворе. В отличие от физиологических условий при повышении концентрации NaCl эффективность образования комплексов постепенно снижается и при 0,6 М NaCl почти не наблюдается. Из литературы известно, что NaCl в концентрации 0,6 М также предотвращает связывание гистонов ядер с ДНК [Thastrom et al., 2004]. Таким образом, ОБМ в отношении формирования ДНК-белковых комплексов ведут себя аналогично гистонам.

Известно, что в ядрах клеток гистоны и негистоновые белки участвуют в организации компактной структуры яДНК и обеспечивают, таким образом, ее защиту от воздействия повреждающих агентов. Как показывает ряд исследований, в митохондриях значительное количество копий мтДНК организовано в ДНК-белковые комплексы — нуклеоиды [Garrido et al., 2003; Iborra et al., 2004; Legros et al., 2004], которые ассоциированы с внутренней мембраной этих органелл. В составе митохондриальных нуклеоидов идентифицировано несколько ДНК-связывающих белков. Существующие в литературе сведения о полипептидном составе митохондриальных нуклеоидов очень неоднозначны, т.к. авторы используют различные методы выделения. Мы провели сравнительный анализ состава основных белков, получаемых непосредственно из цельных митохондрий и из нуклеоидов, выделенных из этих же митохондрий. Оказалось, что с мтДНК в составе нуклеоидов ассоциировано более 10 полипептидов, что указывает на наличие мтДНК-белковых комплексов в митохондриях.

Таким образом, результаты наших исследований показывают наличие в митохондриях основных белков, образующих стабильные комплексы с ДНК in vitro. Несмотря на то, что в митохондриях не обнаруживаются структуры, напоминающие нуклеосомы ядерного хроматина, возможно, in vivo в этих органеллах основные белки также образуют компактные комплексные структуры с мтДНК, участвуя в организации ее упаковки, регуляции функциональной активности и защите от действия различных повреждающих агентов.

Одним из подходов выявления прочносвязанных нуклеопротеидных комплексов в ядерном хроматине in vivo является демонстрация формирования ДБС под действием химических и физических агентов. Косвенным доказательством прочной ассоциации белков хроматина с ядерной ДНК является также активация поли (АДФ-рибозил)ирования этих белков при индукции разрывов в ДНК, с которой они комплексированы. Хорошо изученным агентом, индуцирующим ДБС в хроматине и активацию поли (АДФ-рибозил)ирования белков при возникновении разрывов ДНК в составе хроматина, является ИР. Мы предположили, что демонстрация формирования ДБС и активации поли (АДФ-рибозил)ирования белков в митохондриях при воздействии на клетки ИИ будет свидетельствовать об ассоциации ДНК с белками в этих органеллах и о возможной роли данных белков в снижении повреждений мтДНК, индуцируемых ИИ и другими генотоксинами.

Мы обнаружили, что в митохондриях и ядрах клеток тканей головного мозга и селезенки необлученных животных содержится от 0,5 до 1,5% прочно связанной с белками ДНК. Несмотря на то, что в митохондриях процент такой ДНК в три раза меньше, чем в ядрах, данные результаты указывают на наличие прочно связанных ДНК-белковых комплексов не только в ядре, но и в митохондриях. Возможно, прочно связанные с мтДНК белки, регистрируемые в данном случае, относятся к белкам митохондриальных нуклеоидов, которые участвуют в компактизации мтДНК и формировании ее связи с митохондриальным матриксом.

При остром воздействии у-излучения содержание ДБС существенно возрастало. Так, прирост количества ДБС в митохондриях клеток головного мозга и селезенки облученных крыс был существенно выше, по сравнению с таковым в ядрах клеток тканей этих же животных. Вероятно, высокий уровень.

АФК в митохондриях способствует увеличению количества ДБС при действии ИР, как и других повреждений ДНК в этих органеллах [May & Bohr, 2000]. Таким образом, результаты анализов ДБС в ядрах и митохондриях тканей необлученных и облученных крыс позволяют предположить, что в митохондриях, как и в ядрах, ДНК находится в ассоциации с белками.

Мы также обнаружили, что в митохондриях происходит АДФ-рибозилирование белков, что свидетельствует о наличии ферментов АДФ-рибозилирования и их белков-акцепторов в митохондриях. Более того, в этих органеллах при радиационном повреждении повышается уровень поли (АДФ-рибозил)ирования белков. Возможно, повышение уровня поли (АДФ-рибозил)ирования белков после облучения способствует репарации не только яДНК в составе хроматина, но и мтДНК в составе митохондриальных нуклеоидов. Исходя из поставленной нами задачи исследования, полученные результаты позволяют полагать, что наблюдаемая нами активация поли (АДФ-рибозил)ирования митохондриальных белков косвенно указывает на наличие контакта этих белков с разрывами мтДНК, поскольку сигналом для радиационной активации поли (АДФ-рибозил)ирования белков хроматина является возникновение разрывов в ДНК составе этого же хроматина [D'Amours et al., 1999; Schreiber et al., 2002; Ishizuka et al., 2003; Wieler et al., 2003].

Как было отмечено выше, мтДНК принято считать более уязвимой по сравнению с яДНК мишенью для различных повреждающих агентов. Многие авторы отмечают, что повышенная восприимчивость мтДНК к повреждающим агентам обусловлена отчасти тем, что мтДНК, в отличие от я ДНК, не находится в комплексе с гистонами. Однако результаты наших исследований, представленные выше, показали, что митохондрии содержат множество основных белков, которые образуют комплексы с мтДНК. Это позволило нам предположить, что ОБМ могут не только связываться с мтДНК, но и обеспечивать определенную защиту мтДНК, экранируя ее от атак АФК и других повреждающих агентов. Мы провели сравнительное исследование для выяснения способности ОБМ и ядерных гистонов снижать частоту возникновения повреждений мтДНК при действии рентгеновского излучения и перекиси водорода. При этом оценку поврежденности мтДНК проводили методом ПЦР на длинных фрагментах ДНК (longextension PCR), как описано в работе [Антипова с соавт., 2005].

Мы обнаружили, что при воздействии АФК, индуцируемых ионизирующим излучением, мтДНК нуклеоидов повреждалась меньше по сравнению с мтДНК, облученной в растворе. Можно полагать, что белки, ассоциированные с мтДНК in vivo и формирующие компактную укладку мтДНК в виде нуклеоидов [Iborra et al., 2004; Legros et al., 2004], способны обеспечивать определенную защиту митохондриального генома от действия АФК. В экспериментах по сравнению эффективности защитного действия ядерных гистонов и основных белков нуклеоидов митохондрий было показано, что данные белки, связываясь с мтДНК, в одинаковой степени экранируют ее и обеспечивают защиту от воздействия H202.

Известно, что частота повреждений ДНК в «открытых», активно транскрибируемых участках ядерного хроматина может быть гораздо выше, чем во фрагментах ДНК в составе неактивного, более конденсированного гетерохроматина [Smerdon, 1999]. Возможно, уязвимость разных копий мтДНК для повреждающих агентов зависит от структурно-функциональной организации и компактности укладки этих копий в составе нативных митохондрий. Можно предположить, что транскрибируемые копии мтДНК имеют менее компактизированные, релаксированные формы укладки и более доступны для прямого действия свободных радикалов эндогенного происхождения и индуцируемых ИР. Возможно, больше всего в облученных клетках повреждаются транскрибируемые или менее компактизированные копии мтДНК.

Таким образом, результаты наших экспериментов показывают, что митохондриальные основные белки, образующие комплексы с мтДНК и формирующие с ней компактные структуры — нуклеоиды, обеспечивают защиту митохондриального генома, так же как и гистоны, от повреждающего действия ИИ и перекиси водорода. Полученные данные позволяют предположить, что в митохондриях интактных клеток основные белки, ассоциированные с мтДНК и способствующие ее укладке в виде нуклеоидов, также обеспечивают защиту митохондриального генома от действия АФК, генерируемых в процессе окислительного фосфорилирования. Высказываемое многими авторами мнение о том, что мтДНК, по сравнению с яДНК, больше повреждается в связи с отсутствием в митохондриях гистонов и других белков, связывающихся с мтДНК, является, по-видимому, недостаточно убедительным, поскольку данные органеллы содержат основные ДНК-связывающие белки, образующие комплексы с ДНК. Очевидно, большая повреждаемость мтДНК, по сравнению с яДНК, может быть связана с близостью расположения мтДНК к дыхательным комплексам в компартментах внутренней мембраны митохондрий, где продуцируются АФК в процессе синтеза АТФ, и недостаточностью систем репарации. Однако можно предполагать, что, хотя митохондрии и содержат ферментативные и низкомолекулярные антиоксиданты, при усилении окислительного стресса повышаются уровни повреждений мембран и белков нуклеоидов оксидантами, что, возможно, приводит к нарушению нормальной упаковки мтДНК и ее дополнительной деструкции.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Alam, T.I., Kanki, Т., Muta, Т., Ukaji, K., Abe, Y., Nakayama, H., Takio, K., Hamasaki, N., Kang, D. Human mitochondrial DNA is packaged with TFAM. //Nucleic Acids Research. 2003. V.31. № 6. P.1640−1645.
  2. Ame, J.C., Spenlehauer, C. and de Murcia, G. The PARP superfamily. // BioEssays. 2004. V.26. P.882−893.
  3. Andreu, A.L., Arbos, M.A., Perez-Martos, A., Lopez-Perez, M.J., Asin, J., Lopez, N., Montoya, J., Schwatz, S. Reduced mitochondrial DNA transcription in senescent rat heart. // Biochemical Biophysical Research Communication. 1998. V.252, Р.577−581.
  4. Ausenda, C. and Chomyn, A. Purification of mitochondrial DNA from human cell cultures and placenta. // Methods Enzymology. 1996. V.264. P. 122−128.
  5. Austin, C.A. and Marsh, K.L. Eukaryotic DNA topoisomerase II beta. // Bioessays. 1998. V.20. P.215−226.
  6. Azam, T.A., Ishihama, A. Twelve species of the nucleoid-associated protein from Escherichia coli. II Journal of Biological Chemistry. 1999. V.274. P.33 105−33 113.
  7. Backer, J.M. and Weinstein, L.B. Induction of benzo (a)pyrene and its dihydrodiol-epoxide derivative with nuclear and mitochondrial DNA in cell cultures. // Cancer Research. 1980. V.42. Р.2764−2769.
  8. Ban, F., Lundqvist, M.J., Boyd, R.J., Eriksson, L.A. Theoretical studies of the cross-linking mechanisms between cytosine and tyrosine. // Journal of American Chemical Society. 2002. V.124. P.2753−2761.
  9. Banasik, M. and Ueda, K. Inhibitors and activators of ADP-ribosylation reactions. // Mol. Cell. Biochem. 1994. V.138. № 1−2. P. 185−97.
  10. Barker, S., Weinfeld, M., Zheng, J., Li, L., Murray, D. Identification of mammalian proteins cross-linked to DNA by ionizing radiation. // Journal of Biological Chemistry. 2005. V.280. Р.33 826−33 838.
  11. Barritt JA, Kokot M, Cohen J, Steuerwald N, Brenner CA. Quantification of human ooplasmic mitochondria. // Reprod. Biomed. Online. 2002. V.4. № 3. P.243−247.
  12. Beckman, K.B., Ames B.N. Mitochondrial aging: open questions. // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1998.V.854. P. l 18−128.
  13. Berezney, R. Regulation the mammalian genome: the role of nuclear architecture. // Adv. Enzymol. Regul. 2002. V.42. P.39−52.
  14. Bibb, M.J., Van Etten, R.A., Wright, C. T, Walberg, M.W., Clayton, D.A. Sequence and gene organization of mouse mitochondrial DNA. // Cell. 1981. V.26. P. 167−180.
  15. Blobel, G. and Potter, V.R. Nuclei from rat liver: isolation method that combines purity with high yield. // Science. 1966. V.154. P. 1662−1665.
  16. Bohr, V.A. and Anson, R.M. Mitochondrial DNA repair pathways. // J. Bioenerg. Biomembr. 1999. V.31. P.391−398.
  17. Bonicalzi, M.E., Haince, J.F., Droit, A., Poirier, G.G. Regulation of poIy (ADP-ribose) metabolism by poly (ADP-ribose)glycohydrolase: where and when? // Cell. Mol. Life Sci. 2005. V.62. P.739−750.
  18. Bouchard, V.J., Rouleau, M., Poirier, G.G. PARP-1, a determinant of cell survival in response to DNA damage. // Exp. Hematol. 2003. V.31. P.446−454.
  19. Brandon M., Baldi P., Wallace D.C. Mitochondrial mutations in cancer. // Oncogene. 2006. V.25. P.4647−4662.
  20. Burzio, L.O., Saez, L. and Cornejo, R. Poly (ADP-ribose)synthetase activity in rat testis mitochondria. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981. V.103. P.369−375.
  21. Bustin, M. Regulation of DNA-dependent activities by the functional motifs of the high-mobility-group chromosomal proteins. // Molecular and Cellular Biology. 1999. V.19. № 8. P.5237−5246.
  22. Cesarone, C.F., Bolognesi, C., Santi, L. Improved microfluorometric DNA determination in biological material using 33 258 Hoechst. // Analytical Biochemistry. 1979. V.100. № 1. P. 188−197.
  23. Chakravarthy, S., Gundimella, S.K.Y., Caron, C., Perche, P.-Y., Pehrson, J.R., Khochbin, S., Luger, K. Structural characterization of the histone variant macroH2A. // Molecular and Cellular Biology. 2005. V.25. № 17. P.7616−7624
  24. Chambeyron, S. and Bickmore, W.A. Does looping and clustering in the nucleus regulate gene expression? // Curr. Opin. Cell. Biol. 2004. V.16. P.256−262.
  25. Chang, N.S. A potential role of p53 and WOX1 in mitochondrial apoptosis. // Int.J.Mol.Med. 2002. V.9. P. 19−24.
  26. Chen F.M. and Sha F. Actinomycin D binds strongly to d (TGTCATTG), a single-stranded DNA devoid of GpC sites. // Biochemistry. 2001. V.40. P.5218−5225.
  27. Chen, A.Y. and Liu, L.F. DNA topoisomerases: essential enzymes and lethal target. // Annu.Rev.Phamacol.Toxicol. 1994. V.34. P.191−218.
  28. Cheung, P. and Lau, P. Epigenetic regulation by histone methylation and histone variants. // Molecular Endocrinology. 2005. V.19. № 3. P.563−573
  29. Chiarugi, A. Poly (ADP-ribose)polymerase: killer or conspirator? The 'suicide hypothesis' revisited. // Trends Pharmacol. Sci. 2002. V.23. P. 122−129.
  30. Chinnery, P.F. Mitochondrial disorders come full circle. // Neurology. 2003. V.61. P.878−880.
  31. Chinnery, P.F., Turnbull, D.M. Mitochondrial DNA and disease. // Lancet. 1999. V.354. Supll.l. P. 17−21.
  32. Chung, H.C., Kim, S.H., Lee, M.C., Cho, C.K., Kim, Т.Н., Lee, D.H., Kim, S.S. Mitochondrial dysfunction by gamma-irradiation accompanies the induction of cytochrome P450 2E1 (CYP2E1) in rat liver. // Toxicology. 2001. V.161. P.79−91.
  33. Clayton, D.A. Vertebrate mitochondrial DNA a circle of surprises. // Experimental Cell Research. 2000. V.255. P.4−9.
  34. Clayton, D.A., Doda, J.N., Friedberg, E.C. The absence of a pyrimidine dimer repair mechanisms in mammalian mitochondria. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1974. V.71. P.2777−2781.
  35. Cleaver, J.E. Replication of nuclear and mitochondrial DNA in X-ray-damaged cells: evidence for a nuclear-specific mechanism that down-regulates replication. //Radiation Research. 1992. V.131. P.338−344.
  36. Cummins, J. Fertilization and elimination of the paternal mitochondrial genome. //Hum. Reprod. 2000. V.15. Suppl.2. P.92−101.
  37. D’Amours, D., Desnoyers S., D’Silva, Poirier, G.G. Poly (ADP-ribosyl)ation reactions in the regulation of nuclear functions. // Biochemical Journal. 1999. V.342. P.249−268.
  38. Davis, A.F., RoP, P.A., Clayton, D.A., Copeland, W.C. Mitochondrial DNA polymerase gamma is expressed and translated in the absence of mitochondrial DNA maintenance and replication. // Nucleic Acids Research. 1996. V.24. P.2753−2759.
  39. Dekker, J. A closer look at long-range chromosomal interactions. // Trends Biochem Sci. 2003. V.28. P.277−280.
  40. Demple, В., Harrison, L. Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology. // Annu. Rev. Biochem. 1994. V.63. P.915−948.
  41. Dianov, G.L., Souza-Pinto, N., Nyaga, S.G., Thybo, Т., Stevnsner, Т., Bohr, V.A. Base excision repair in nuclear and mitochondrial DNA. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2001. V.68. P.285−297.
  42. Dimauro, S. and Schon, E.A. Mitochondrial DNA mutations in human disease. //Am. J. Med. Genet. 2001. V.106. P. 18−26.
  43. Dizdaroglu, M. Quantitative determination of oxidative base damage in DNA by stable isotope-dilution mass spectrometry. // FEBS Lett. 1993. V.315. P. 1−6.
  44. Dorigo, В., Schalch, Т., Kulangara, A., Duda, S., Schroeder, R.R., Richmond, T.J. Nucleosome arrays reveal the two-start organization of the chromatin fiber. // Science. 2004. V.306. № 5701. P. 1571−1573.
  45. Drazhyna, N., Smulson, M.E., LeDoux, S.P., Wilson, G.L. Poly (ADP-ribose)polymerase facilitates the repair of N-methylpurines in mitochondrial DNA. //Diabetes. 2000. V.49. P.1849−1855.
  46. Early, A., Drury, L.S., Diffley, J.X. Mechanisms involved in regulating DNA replication origins during the cell cycle and in response to DNA damage. // Phil. Trans. R. Soc. Lond. 2004. V.359. P.31−38.
  47. Eberharter, A. and Becker, P.B. Histone acetylation: a switch between repressive and permissive chromatin. Second in review series on chromatin dynamics. // EMBO Rep. 2002. V.3. P.224−229.
  48. Elia, M.C. and Bradley, M.O. Influence of chromatin structure on the induction of DNA double strand breaks by ionizing radiation. // Cancer Res. 1992. V.52. P.1580−1586.
  49. El-Khamisy, S.F., Masutani, M., Suzuki, H. and Caldecott, K.W. A requirement for PARP-1 for the assembly or stability of XRCC1 nuclear foci at sites of oxidative DNA damage. // Nucleic Acids Res. 2003. V.31. P.5526−5533.
  50. Faraone-Mennella, M.R. Chromatin architecture and functions: the role (s) of poly (ADP-ribose)polymerase and poly (ADP-ribosyl)ation of nuclear proteins. // Biochem Cell Biol. 2005. V.83. P.396−404.
  51. Friedberg, E.C., Walker, G.C. and Siede, W. DNA repair and mutagenesis. // American Society for Microbiology, Washington, D. C. 1995. P. 19−24.
  52. Galande, S. and Kohwi-Shigematsu, T. Poly (ADP-ribose)polymerase and Ku autoantigen form a complex and synergistically bind to matrix attachment sequences. // J. Biol. Chem. 1999. V.274. P.20 521−20 528.
  53. Garrido, N., Griparic, L., Jokitalo, E., Wartiovaara, J., Van der Bleik, A.M., and Spelbrink, J.N. Composition and dynamics of human mitochondrial nucleoids. // Molecular Biology of the Cell. 2003. V.14. № 4. P.1583−1596.
  54. Gilbert, N., Gilchrist, S., Bickmore, W.A. Chromatin organization in the mammalian nucleus. // Int Rev Cytol. 2005. V.242. P.283−336.
  55. Giles, R.E., Blanc, H., Cann, H.M., Wallace, D.C. Maternal inheritance of human mitochondrial DNA. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1980. V.77. P.6715−6719.
  56. Godley, B.F., Shamsi, F.A., Liang, F.Q., Jarrett, S.G., Davies, S., Boulton, M. Blue light induces mitochondrial DNA damage and free radical production in epithelial cells//J. Biol. Chem. 2005. V.280. P.21 061−21 066.
  57. Graziewicz, M.A., Longley, M.J. and Copeland, W.C. DNA polymerase у in mitochondrial DNA replication and repair. 11 Chem. Rev. 2006. V.106. P.383−405.
  58. Gupta, R.S. Nonrandom binding of the carcinogen N-hydrary-2acetylaminofluorene to repetitire sequences of rat liver DNA in vivo II Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1984. V.81. № 22. P. 6943−6947.
  59. Heyne, K., Mannebach, S., Wuertz, E., Knaup, K.X., Mahyar-Roemer, M., Roemer, K. Identification of a putative p53 binding sequence within the human mitochondrial genome. //FEBS Lett. 2004. V.578. № 1−2. P.198−202.
  60. Hill, D.A., Pedulla, M.L., Reeves, R. Directional binding og HMG-I (Y) on four-way junction DNA and the molecular basis for competitive binding with HMG-1 and histone HI. // Nucleic Acids Research. 1999. V.27. № 10. P.2135−2144.
  61. Hnilica, L.S. Methods for analysis of histones. // Methods Enzymology. 1975. V.40E. P.102−138.
  62. Howell, N., Chinnery, P.F., Ghosh, S.S., Fany, E., Turnbull, D.M. Transmission of the human mitochondrial genome. // Hum. Reprod. 2000. V.15. Supll.2. P.235−245.
  63. Hudson, E.K., Hogue, B.A., Souza-Pinto, N.C., Croteau, D.L., Anson, R.M., Bohr, V.A., Hansford, R.G. Age-associated change in mitochondrial DNA damage. // Free Radic. Res. 1998. V.29. P.573−579.
  64. Iborra, F.J., Kimura, H., Cook, P.R. The functional organization of mitochondrial genomes in human cells. // BMC Biol. 2004. V.2 P.1−9.
  65. Jenuwein, T. and Allis, C.D. Translating the histone code. // Science. 2001. V.293. P. 1074−1080.
  66. Johnson, A.A., Tsai, Y., Graves, S.W., Johnson, K.A. Human mitochondrial DNA polymerase holoenzyme: reconstitution and characterization. // Biochemistry. 2000. V.39. P.1702−1708.
  67. Juhasz, P.P., Sirota, N.P., Gaziev, Al. Radiation-induced dissociation of stable DNA-protein complexes in Ehrlich ascites carcinoma cells. // Int. J. Radiat. Biol. 1982. V.42. № 1. P. 13−21.
  68. Kang, D., Hamasaki, N. Alterations of mitochondrial DNA in common diseases and disease states aging, neurodegeneration, heart failure, diabetes and cancer. // Current Medic. Chemistry. 2005. V.12. P.429−441.
  69. Kaufmann, S.H., Brunet, G., Talbot, В., Lamarre, D., Dumas, C., Shaper, J. and Poirier, G.G. Association of poly (ADP-ribose)polymerase with the nuclear matrix. // Exp. Cell Res. 1991. V.192. Р.524−535.
  70. Kaukonen, J., Juselius, J.K., Tiranti, V., Kyttaka, A., Zeviani, M., Comi, G.P., Keranen, S., Peltonen, L., Suomalainen, A. Role of adenine nucleotide translocator 1 in mtDNA maintenance. // Science. 2000. V.289. P.782−785.
  71. Kelly, D.P. and Scarpulla, R.C. Transcriptional regulatory circuits controlling mitochondrial biogenesis and function. // Genes and Development. 2004. V.18. P.357−368.
  72. Kelso, G.F., Porteous, C.M., Hughes, G., Ledgerwood, E.C., Gane, A.M., Smith, R.A., Murphy, M.P. Prevention of mitochondrial oxidative damage using targeted antioxidants. // Ann. N Y Acad. Sci. 2002. V.959. P.263−274.
  73. Khrapko, K., Coller, H.A., Andre, P.C., Li, X.C., Hanekamp, J.S., Thilly, W.G. Mitochondrial mutational spectra in human cells and tissues. // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1997. V.94. P. 13 798−13 803.
  74. Kim, M.Y., Zhang, Т., Kraus, W.L. Poly (ADP-ribosyl)ation by PARP-1: 'PARlaying' NAD+ into a nuclear signal. // Genes Dev. 2005. 19. P. 1951−1967.
  75. Klingenberg, M., and Nelson, D. Structure-function relationships of the ADP/ATP carrier. // Biochem.Biophys.Acta. 1994. 1187, P.241−244.
  76. Kloster, M., Kostrhunova, H., Zaludova, R., Malina, J., Kasparkova, J., Brabec, V., Farrell, N. Trifunctional dinuclear platinum complexes as DNA-protein cross-linking agents. // Biochemistry. 2004. V.43. P.7776−7786.
  77. Korhonen, J.A., Gaspari, M., Falkenberg, M. TWINKLE has 5'-+3' DNA helicase activity and is specifically stimulated by mitochondrial single-stranded DNA-binding protein. // J.Biol.Chem. 2003. V.278. № 49. P.48 627−48 632.
  78. Kowald, A. The mitochondrial theory of aging. // Biol. Signals Recept. 2001. V.10. P. 162−175.
  79. Kroemer, G. and Reed, J.C. Mitochondrial control of cell death. // Nat. Medicine. 2000. V.6. P.513−519.
  80. Kubota, N., Hayashi, J.I., Inada, Т., Iwamura, Y. Induction of particular deletion in mitochondrial DNA by X-rays depends on the inherent radiosensitivity of the cells. // Radiat. Res. 1997. V.148. P.395−398.
  81. Kujoth, G.C., Leeuwenburgh, C., Prolla, T.A. Mitochondrial DNA mutations and apoptosis in mammalian aging. // Cancer Res. 2006. V.66. P.7386−7389.
  82. Laemmli, U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. //Nature. 1970. V.227. P.680−685.
  83. Lallev, A., Anachkova, В., Russev, G. Effect of ionizing radiation and topoisomerase II inhibitors on DNA synthesis in mammalian cells. // Eur. J. Biochem. 1993.V.216. P.177−181.
  84. Langst, G. and Becker, P. B. Nucleosome mobilization and positioning by ISWI-containing chromatin-remodeling factors. // J. Cell Sci. 2001. V.114. P.2561−2568.
  85. Larrson, N.G., Wang, J., Wilhelmsson, H., Oldfors, A., Rustin, P., Lewandoski, M., Barsh, G.S., Clayton, D.A. Mitochondrial transcription factor A is necessary for mtDNA maintenance and embryogenesis in mice. // Nat.Genet. 1998. V.18. № 3. P.231−236.
  86. LeDoux S.P. and Wilson G.L. Mitochondrial DNA: A critical target for genotoxic agents. // AACR Education Book (96 th Annual Meeting, aprill8−20). 2005. P.260−266.
  87. LeDoux, S.P. and Wilson, G.L. Base excision repair of mitochondrial DNA damage in mammalian cells. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2001. V.68. P.273−284.
  88. Legros, F., Malka, F., Frachon, P., Lombes, A., Rojo, M. Organization and dynamics of human mitochondrial DNA. // Journal of Cell Science. 2004. V. l 17. № 13. P.2653−2662.
  89. LePard, J.B., Dong, Z., Mackey, Z.B. and Tomkinson, A.E. Physical and functional interaction between DNA ligase III alpha and poly (ADP-ribose)polymerase 1 in DNA single-strand break repair. // Mol. Cell. Biol. 2003. V.16. P.5919−5927.
  90. Lindahl, T. and Wood, R.D. Quality control by DNA repair. // Science. 1999. V.286. P.1897−1905.
  91. Lowenstein, J., Scholte, H.R., Wit-Peeters, E.M. A rapid and simple procedure to deplete rat-liver mitochondria of lysosomal activity. // Biochim. Biophys. Acta. 1970. V.223. P.432−436.
  92. Lowry, O.H., Rosebrough, N.J., Farr, A.L., Randall, R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. // J.Biol.Chem. 1951. V. l93. P.265−275.
  93. Marcelino, L.A. and Thilly, W.G. Mitochondrial mutagenesis in human cells and tissues. // Mutat.Res. 1999. V.434. P. 177−203.
  94. Maruszak A., Gaweda-Walerych K., Soltyszewski I., Zekanowski C. Mitochondrial DNA in pathogenesis of Alzheimer’s and Parkinson’s diseases. // Acta Neurobiol. Exp. 2006. V.66. P.153−176.
  95. Marvin, K.W., Yau, P., Bradbury, E.M. Isolation and characterization of acetylated histones H3 and H4 and their assembly into nucleosomes. // Journal of Biological Chemistiy. 1990. V.265. № 32. P. 19 839−19 847.
  96. Masmoudi, A., Islam, F., Mandel, P. ADP-ribosylation of highly purified rat brain mitochondria. //Neurochem. J. 1988. V.51. P.188−193.
  97. Matsumoto, A. and Hanawalt, P. C. Histone H3 and heat shock protein GRP78 are selectively cross-linked to DNA by photoactivated gilvocarcin V in human fibroblasts. // Cancer Res. 2000. V.60. P.3921−3926.
  98. Mattagajasingh, S.N., and Misra, H.P. Analysis of EDTA-chelat-able proteins from DNA-protein crosslinks induced by a carcinogenic chromium (VI) in cultured intact human cells. // Mol. Cell. Biochem. 1999. V.199. P. 149−162.
  99. May, A. and Bohr, V.A. Gene-specific repair of gamma-ray-induced DNA strand breaks in colon cancer cells: no coupling to transcription and no removal from the mitochondrial genome. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. V.269. P.433−437.
  100. Mersfelder, E.L. and Parthun, M.R. The tale beyond the tail: histone core domain modifications and the regulation of chromatin structure. // Nucleic Acids Research. 2006. V.34. № 9. P.2653−2662.
  101. Mignotte, В., Barat, M., Marsault, J., Mounolou, J.C. Mitochondrial DNA-binding proteins that bind preferentially to supercoiled molecules containing the D-loop region of Xenopus laevis mtDNA. // BBRC. 1983. V. 117. № 1. P.99−107.
  102. Montoya, J., Perez, M.A., Garstka, H.L. and Wiesner, R.J. Regulation of mitochondrial transcription by mitochondrial transcription factor A. // Mol. Cell. Biochem. 1997. V.174. P.227−230.
  103. Moraes, C.T. What regulates mitochondrial DNA copy number in animal cells? //Trends Genet. 2001. V.17. P.199−205.
  104. Morales, V. and Richard-Foy, H. Role of histone N-terminal tails and their acetylation in nucleosome dynamics. // Molecular and cellular biology. 2000. V.20, № 19. P.7230−7237.
  105. Mosgoeller, W., Steiner, M., Hozak, P., Penner, E., and Wesierska-Gadek, J. Nuclear architecture and ultrastructural distribution of poly (ADP-ribosyl)transferase, a multifunctional enzyme. // Journal of Cell Science. 1996. V.109. P.409−418.
  106. Muller, W. and Crothers, DM. Studies of the binding of actinomycin and related compounds to DNA. // J.Mol. Biol. 1968. V.35. P.251−290.
  107. Murphy, J.E., Nugent, S., Seymour, C., Mothersill, C. // Mitochondrial DNA point mutations and a novel deletion induced by direct low-LET radiation and by medium from irradiated cells. // Mutat. Res. 2005. V.585. № 1−2. P. 127−136.
  108. Nakano, Т., Terato, H., Asagoshi, K., Masaoka, A., Mukuta, M., Ohyama, Y., Suzuki, Т., Makino, K. and Ide, H. DNA-protein cross-link formation mediated by oxanine. //J. Biol. Chem. 2003. V.278. P.25 264−25 272.
  109. Nishimura, N., Nakajama, Т., Tonoike, H. et al. Various aplications of direct PCR using blood samples. // Clin. Lab. 2002. V.48. P.377−384.
  110. Nishio, Y., Kanazawa, A., Nagai, Y., Inagaki, H., Kashiwagi, A. Regulation and role of the mitochondrial transcription factor in the diabetic rat heart. // Ann. NY Acad. Sci. 2004. V.1011. P.78−85.
  111. Okazaki, I.J. and Moss, J. Structure and function of eukaryotic mono-ADP-ribosyltransferases. // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 1996. V.129. P.51−104.
  112. Oleinick, N.L., Balasubramaniam, U., Xue, L., Chiu, S. Nuclear structure and the microdistribution of radiation damage in DNA. // Int. J. Radiat. Biol. 1994. V.66. P.523−529.
  113. Osley, M.A. The regulation of histone synthesis in the cell cycle. // Annu. Rev. Biochem. 1991. V.60. P.827−861.140.0zawa, T. Genetic and functional changes in mitochondria associated with aging. // Physiol. Rev. 1997. V.77. P.425−464.
  114. Parisi, M.A. and Clayton, D.A. Similarity of human mitochondrial transcription factor 1 to high mobility group proteins. // Science. 1991. V.252. № 5008. P.965−969.
  115. Paull, T.T., Cortez, D., Bowers, В., Elledge, S.J., Gellert, M. Direct DNA binding by Brcal. //PNAS. 2001. V.98. № 11. P.6086−6091.
  116. Petermann, E., Keil, C., Oei, S.L. Importance of poly (ADP-ribose)polymerases in the regulation of DNA-dependent processes. // Cell. Mol. Life Sci. 2005. V.62. P.731−738.
  117. Peterson, C.L. Transcriptional activation: Getting a grip on condensed chromatin. //Curr. Biol. 2003. V.13. P. 195−197.
  118. Pinz, K.G. and Bogenhagen D.F. Efficient repair of abasic sites in DNA by mitochondrial enzymes. // Mol. Cell Biol. 1998. V.18. P.1257−1265.
  119. Ploskonosova, I.I., Baranov, V.I., Gaziev, A.I. PCR assay of DNA damage and repair at the gene level in brain and spleen of gamma-irradiated young and old rats. // Mutat Res. 1999. V.434. № 2. P. 109−117.
  120. Ponamarev, M.V., Longley, M.J., Nguyen, D., Kunkel, T.A., Copeland, W.C. Active site mutation in DNA polymerase gamma associated with progressive external ophthalmoplegia causes error-prone DNA synthesis. // J. Biol. Chem. 2002. V.277. P.15 225−15 228.
  121. Prasad, R., Lavrik, O.I., Kim, S.J., Kedar, P., Yang, X.P., Vande Berg, В J. and Wilson, S.H. DNA polymerase y-mediated long patch base excision repair. // J. Biol. Chem. 2001. V.276. P.32 411−32 414.
  122. Pusarla, R.-H. and Bhargava, P. Histones in functional diversification. Core histone variants. // FEBS Journal. 2005. V.272. P.5149−5168.
  123. Raha S. and Robinson, B.H. Mitochondria, oxygen free radicals, disease and ageing. // Trends Biochem. Sci. 2000. V.25. P.502−508.
  124. Raha, S. and Robinson, B.H. Mitochondria, oxygen free radicals and apoptosis. // American Journal of Medical Genetics. 2001. V.106. P.62−70.
  125. Ramakrishnan, N., Chiu, S.-M., Oleinick, N.L. // Yield of DNA-protein crosslinks in gamma-irradiated Chinese hamster cells. // Cancer Res. 1987. V.47. № 8. P.2032−2035.
  126. Ramirez, P., Del Razo, L. M., Gutierrex-Ruiz, M. C., and Gonsebatt, M. E. Arsenite induces DNA-protein crosslinks and cytokeratin expression in the WRL-68 human hepatic cell line. // Carcinogenesis. 2000. V.21. № 4. P.701−706.
  127. Rantanen, A., Jansson, M., Oldfors, A., Larsson, N.G. Downregulation of Tfam and mtDNA copy number during mammalian spermatogenesis. // Mamm. Genome, 2001.12, P.787−792.
  128. Richter, C. and Frei, B. Ca release from mitochondria induced by prooxidants. // Free Radic Biol Med. 1988. V.4. № 6. P.365−375.
  129. Rickwood, D., Chambers, J.A.A., Barat, M. Isolation and preliminary characterisation of DNA-protein complexes from the mitochondria of Saccharomyces cerevisiae. II Experimental Cell Research. 1981. V.133. № 1. P. l-13.
  130. Rouleau, M., Aubin, R.A. and Poirier, G.G. Poly (ADP-ribosyl)ated chromatin domains: access granted. // Journal of Cell Science. 2004. V. l 17. P.815−825.
  131. Sak, A., Stuschke, M., Wurm, R., Budach, V. Protection of DNA from radiation-induced double-strand breaks: influence of replication and nuclear proteins. // Int. J. Radiat. Biol. 2000. V.76. P.749−756.
  132. Salas, A., Yao, Y.G., Macaulay, V., Vega, A., Carracedo, A. and Bandelt, H.J. A critical reassessment of the role of mitochondria in tumorigenesis. // PLoS Medicine. 2005. V.2. № 11. P. 1158−1168.
  133. Salceda, J., Fernandez, X., Roca, J. Topoisomerase II, not topoisomerase I, is the proficient relaxase of nucleosomal DNA. // The EMBO Journal. 2006. P. l-9.
  134. Santos, J.H., Mandavillli, B.S., Van Houten, B. Measuring oxidative mtDNA damage and repair using quantitative PCR. // Methods Mol. Biol. 2002. V.197. P.159−176.
  135. Sarma, K. and Reinberg, D. Histone variants meet their match. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2005. V.6. P.139−149.
  136. Schapira A.H. Mitochondrial disease. // Lancet. 2006. V.368. № 9529. P.70−82.
  137. Scheffer, I.E. A century of mitochondrial research: achievements and perspectives. //Mitochondrion. 2001. V.l. № 1. P.3−31.
  138. Schultz, R.A., Swoap, S.J., McDaniel, L.D., Zhang, В., Koon, E.C., Garry, D.J., Li, K. And Williams, R.S. Differential expression of mitochondrial DNA replication factors in mammalian tissues. // J.Biol.Chem. 1998. V.273. P.3447−3451.
  139. Seidel-Rogol, B.L. and Shadel G.S. Modulation of mitochondrial transcription in response to mtDNA depletion and repletion in HeLa cells. // Nucleic Acids Research. 2002. V.30. № 9. P. 1929−1934.
  140. Shadel, G.S. and Clayton, D.A. Mitochondrial DNA maintenance in vertebrates. // Annu. Rev. Biochem. 1997. V.66. P.409−435.
  141. Shen, E.L. and Bogenhagen, D.F. Developmentally-regulated packaging of mitochondrial DNA by the HMG-boxprotein mtTFA during Xenopus oogenesis. //Nucleic Acids Research. 2001. V.29. № 13. P.2822−2828.
  142. Smerdon, M.J. and Conconi, N.L. Modulation of DNA damage and repair in chromatin. //Prog. Nucleic. Acids. Res. Mol. Biol. 1999. V.62. P.227−255.
  143. Strniste, C.F. and Rail, S.C. Induction of stable protein-deoxyribonucleic acid adducts in Chinese hamster cell chromatin by ultraviolet light. // Biochemistry. 1976. V.15. № 8. P.1712−1719.
  144. Stuart, J.A., Mayard, S., Hashiguchi, K., Souza-Pinto, N.C., Bohr, V.A. 2005. Localization of mitochondrial DNA base excision repair to an inner membrane-associated particulate fraction. // Nucleic Acids Research. V.33. № 12. P.3722−3732.
  145. Svoboda, P., Harms-Ringdahl, M. Influence of chromatin structure and radical scavengers on yields of radiation-induced 8-oxo-dG and DNA strand breaks in cellular model systems. // Radiat. Res. 2005. V.164. P.303−311.
  146. Takamatsu, C., Umeda, S., Ohsato, Т., Ohno, Т., Abe, Y., Fukuoh, A., Shinagawa, H., Hamasaki, N., Kang, D. Regulation of mitochondrial D-loops by transcription factor A and single-stranded DNA-binding protein. // EMBO Rep. 2002. V.3. № 5. P.451−456.
  147. Thambirajah, A.A., Dryhurst, D.D., Ishibashi, Т., Li, A., Maffey, A.H., Ausio, J. H2A. Z stabilizes chromatin in a way that is dependant on core histone acetylation. //J. Biol. Chem. 2006. V.281. № 29. P.20 036−20 044.
  148. Thastrom, A., Gottesfeld, J.M., Luger, K. Histone-DNA binding free energy cannot be measured in dilution-driven dissociation experiments. // Biochemistry. 2004. V.43. № 3. P.736−741.
  149. Tjian, R. and Maniatis, T. Transcriptional activation: a complex puzzle with few easy pieces. // Cell. 1994. V.77. № 1. P.5−8.
  150. Travers, A., Muskhelishvili, G. Bacterial chromatin. // Curr. Opin. Genet. Dev. 2005. V.15. P.507−514.
  151. Tulin, A., Stewart, D. and Spradling, A.C. The Drosophila heterochromatic gene encoding poly (ADP-ribose)polymerase (PARP-1) is required to modulate chromatin structure during development. // Genes Dev. 2002. V. l6. P.2108−2119.
  152. Turner, B.M. Cellular memory and the histone code. // Cell. 2002. V. l 11. P.285−291.
  153. Van Goethem, G., Dermaut, В., Lofgren, A., Martin, J.J., and Van Broeckhoven, C. Mutation of POLG is associated with progressive external ophtalmoplegia characterized by mtDNA deletions. // Nature Genet. 2001. V.28.P.211−212.
  154. Van Tuyle, G.C. and McPherson, M.L. A compact form of rat liver mitochondrial DNA stabilized by bound proteins. // The Journal of Biological Chemistry. 1979. V.254. № 13. P.6044−6053.
  155. Venkitaraman, A.R. Functions of BRCA1 and BRCA2 in the biological response to DNA damage. // Journal of Cell Science. 2001. V. l 14. P.3591−3598.
  156. Wallace, D.C. A mitochondrial paradigm of metabolic and degenerative diseases, aging and cancer. A dawn for evolutionary medicine. // Annu. Rev. Genet. 2005. V.39. P.359−407.
  157. Wallace, D.C. Mitochondrial diseases in man and mouse. // Science. 1999. V.283. P.1482−1488.
  158. Wallace, D.C. Mouse models for mitochondrial disease. // Am. J. Med. Genet. 2001. V. l06. P.71−93.
  159. Waiters, R.L., Lyons, B.W. Variation in radiation-induced formation of DNA double-strand breaks as a function of chromatin structure. // Radiat Res. 1992. V.130. P.309−318.
  160. Watt, P.M. and Hickson, I.D. Structure and function of type II DNA topoisomerases. //Biochem.J. 1994. V.303. P.681−695.
  161. Wieler, S., Gagne, J.P., Vaziri, H., Poirier, G.G. and Benchimol, S. Poly (ADP-ribose)polymerase-l is a positive regulator of the p53-mediated G1 arrest response following ionizing radiation. // J. Biol. Chem. 2003. V.278. P. 1 891 418 921.
  162. Wilkinson, R., Hawks, A., and Peggy, A.E. Methylation of rat liver mitochondrial DNA by chemical carcinogens and associated alterations in physical properties. // Chem.-Biol. Interact. 1975. V.10. P.157−167.
  163. Wolffe, A.P. Architectural transcription factors. // Science. 1994. V.264. P. l 100−1103.
  164. Wong, T.W. and Clayton, D.A. Isolation and characterization of a DNA primase from human mitochondria. // J. Biol. Chem. 1985. V.260. № 21. P.11 530−11 535.
  165. Woudstra, E. Chromatin structure, DNA damage, DNA repair and cellular radiosensitively. // Ph.D. thesis, University of Groningen. 1999.
  166. Wu, J. and Grunstein, M. 25 years after the nucleosome model: chromatin modifications. // Trends Biochem. Sci. 2000. V.25. P.619−623.
  167. Yakes, F.M. and van Houten, B. Mitochondrial DNA damage is more extensive and persists longer than nuclear DNA damage in human cells following oxidative stress. // PNAS. 1997. V.94. P.514−519.
  168. Yamada, E.W., Dotzlaw, H., Huzel, N.J. Isolation of histone-like proteins from mitochondria of bovine heart. // Preparative Biochemistry. 1991. V.21. № 1. P. l1−23.
  169. Yu, F.L., Bender, W. Studies on the isolated transcriptionally active and inactive chromatin fractions from rat liver nuclei. // J. Biochem. Biophys. Methods. 1995. V.30. P.21−36.
  170. Zhang H., Koch C.J., Wallen C.A., Wheeler K.T. Radiation-induced DNA damage in tumors and normal tissues. III. Oxygen dependence of the formation of strand breaks and DNA-protein crosslinks. // Radiat. Res. 1995. V. 142. P. 163−168.
  171. Zhang, D., Mott, J.L., Chang, S., Stevens, M., Mikolajczak, P., Zassenhaus, H.P. Mitochondrial DNA mutations activate programmed cell survival in the mouse heart. // Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 2005. V.288. P.2476−2483.
  172. Zlatanova, J., Caiafa, P. and van Holde, K. Linker histone binding and displacement: versatile mechanism for transcriptional regulation. // FASEB J. 2000. V.14. P.1697−1704.
  173. Zougman, A. and Wisniewski, J.R. Beyond linker histones and high mobility group proteins: global profiling of perchloric acid soluble proteins. // Journal of Proteome Research. 2006. V.5. P.925−934.
  174. А.И. Повреждение ДНК в клетках под действием ионизирующей радиации. // Радиационная биология. Радиоэкология. 1999. Т.39. № 6. С.630−638.
  175. А.И., Подлуцкий А. Я. Низкая эффективность систем репарации ДНК в митохондриях. // Цитология. 2003. Т.45. № 4. С.403−417.
  176. Н.Г., Давыденко О. Г. Миры геномов органелл. // Минск. «Тэхналопя». 2003. 494 С.
  177. Т.Б., Гачава М. М., Чеботарь Н. А. О регуляторной функции мембран и белков митохондрий в процессе биосинтеза РНК на матрице митохондриальной ДНК. // Молекулярная биология. 1971. Т.5. Вып.2. С.280−290.
  178. Г. Ф. Биометрия. // Москва. Высш. Школа. 1980. 293 С.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!