Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Поиск в ядах змей соединений, активных в отношении никотиновых рецепторов ацетилхолина и потенциал-активируемых кальциевых каналов

Диссертация: Поиск в ядах змей соединений, активных в отношении никотиновых рецепторов ацетилхолина и потенциал-активируемых кальциевых каналов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Несмотря на наличие большого числа селективных пептидных и белковых токсинов, потребность в новых лигандах остается очень высокой. Такие соединения могут быть обнаружены в новых или мало изученных ядах. О нейроактивных пептидах из яда змей семейства Viperidae известно очень мало. Поиск в ядах этих змей компонентов, активных в отношении различных типов рецепторов и ионных каналов, представляется… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. НИКОТИНОВЫЕ РЕЦЕПТОРЫ АЦЕТИЛХОЛИНА
      • 1. 1. 1. Рецепторы нейротрансмиттеров
      • 1. 1. 2. Классификация рецепторов
      • 1. 1. 3. Строение.. а. Состав. 1 ' б. Структура. в. Участок связывания ацетилхолина
      • 1. 1. 4. Функциональные свойства
      • 1. 1. 5. Фармакологические свойства. а. Агонисты. б. Антагонисты
      • 1. 1. 6. Рецепторы нейронов моллюсков. а. nAChRs нейронов Aplysia californica. б. nAChRs нейронов Lymnaea stagnalis
      • 1. 1. 7. ACh-связывающий белок (AChBP)
    • 1. 2. ПОТЕНЦИАЛ-АКТИВИРУЕМЫЕ Са2±КАНАЛЫ
      • 1. 2. 1. Различные типы Са" тока по физиологическим и фармакологическим свойствам
      • 1. 2. 2. Структура и некоторые молекулярные свойства потенциалакгивируемых Са ±каналов
      • 1. 2. 3. Разнообразие потенциал-активируемых Са2±каналов
      • 1. 2. 4. Потенциал-активируемые Са2±каналы нейронов
  • Lymnaea stagnal
    • 1. 3. ЯДЫ ЗМЕЙ — ИСТОЧИК АКТИВНЫХ АГЕНТОВ ДЛЯ
  • ИССЛЕДОВАНИЯ РЕЦЕПТОРОВ И КАНАЛОВ
  • ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объект
    • 2. 2. Изолирование нейрона
    • 2. 3. Внутриклеточная перфузия
    • 2. 4. Изготовление пипетки
    • 2. 5. Конструкция камеры и система протоков
    • 2. 6. Растворы
    • 2. 7. Апликация агонистов и возбуждение тока через Са2±каналы
    • 2. 8. Регистрация трансмембранного тока
    • 2. 9. Электрофизиологическая установка
    • 2. 10. Обработка результатов
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ПО ХАРАКТЕРИСТИКЕ ОБЪЕКТА
    • 3. 1. ИОННЫЙ МЕХАНИЗМ ДЕЙСТВИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА
      • 3. 1. 1. Участие Na+.'
      • 3. 1. 2. Участие К+
      • 3. 1. 3. Участие С1″
    • 3. 2. СРАВНЕНИЕ ДЕЙСТВИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА И АГОНИСТОВ
      • 3. 2. 1. Ацетилхолин
      • 3. 2. 2. Холин
      • 3. 2. 3. Цитизип
      • 3. 2. 4. Проверка аддитивности действия ацетилхолина и цитизина
      • 3. 2. 5. Диметилфеиилпиперазин
      • 3. 2. 6. Суберилдихолин
    • 3. 3. ДЕЙСТВИЕ а-КОНОТОКСИНА IMI НА ТОК, ВЫЗВАННЫЙ РАЗЛИЧНЫМИ АГОНИСТАМИ
      • 3. 3. 1. а-Конотоксин Iml против ацетилхолина
      • 3. 3. 2. а-Конотоксин Iml против цитизина
      • 3. 3. 3. а-Конотоксин Iml против диметилфенилпиперазина
      • 3. 3. 4. а-Конотоксин Iml против суберилдихолипа
    • 3. 4. ДЕЙСТВИЕ ДРУГИХ а-КОНОТОКСИНОВ И АНТАГОНИСТОВ
      • 3. 4. 1. Действие а-конотоксина МП
      • 3. 4. 2. Действие а-конотоксина Vc I. I
      • 3. 4. 3. Действие а-конотоксина [D12KJS1A
      • 3. 4. 4. Действие а-конотоксина Imll
      • 3. 4. 5. Действие стрихнина
      • 3. 4. 6. Действие а-конотоксинов [A10L]PnIA и [A10L, D14K]PnIA
      • 3. 4. 7. Проверка аддитивности действия Iml и [AlOLJPnIA
  • 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ПО ХАРАКТЕРИСТИКЕ ОБЪЕКТА
  • 5. ПОИСК В ЯДАХ ЗМЕЙ Б ЛОКАТОРОВ nAChRs И Са2±КАНАЛОВ
    • 5. 1. ДЕЙСТВИЕ ЦЕЛЬНЫХ ЯДОВ
    • 5. 2. ДЕЙСТВИЕ ФРАКЦИЙ ЯДА АФРИКАНСКОЙ ГАДЮКИ B. arietans
    • 5. 3. ДЕЙСТВИЕ ФРАКЦИЙ ДРУГИХ ЯДОВ ЗМЕЙ
  • 6. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ПО ПОИСКУ В ЯДАХ ЗМЕЙ БЛОКАТОРОВ nAChRs И Са2±КАНАЛОВ

Поиск в ядах змей соединений, активных в отношении никотиновых рецепторов ацетилхолина и потенциал-активируемых кальциевых каналов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Лиганди потенциал-управляемые ионные каналы играют ведущую роль в электрогенезе клеток, в том числе, в быстрой синаптической передаче сигнала в центральной и периферической нервной системе, регуляции освобождения нейротрансмиттеров, в формировании потенциала действия, быстром изменении внутриклеточной концентрации ионов,' запуске каскада биохимических реакций. Рецепторы и каналы участвуют в управлении всех функций организма, в когнитивной функции мозга, в формировании памятного следа, а нарушения их работы или экспрессии приводят к тяжелым нейродегенаратнвным заболеваниям.

Множественность подтипов рецепторов и каналов требует иметь в руках большой набор высокоактивных и избирательных агентов для исследования механизма отдельных этапов физиологических процессов и направленного вмешательства. Богатым источником высокоактивных антагонистов (и, реже, активаторов) являются яды змей, пауков, моллюсков, рыб. Яды змей представляют собой многокомпонентные смеси соединений в основном полипептидной природы, имеющие разные мишени в организме жертвы. Благодаря этому возможно одновременное поражение этих мишеней и быстрая смерть или обездвиживание. К настоящему времени наиболее подробно исследованы яды змей семейства Elapidae. В ядах крайтов, кобр и мамбы содержатся длинные анейротокенны, имеющие высокое сродство к никотиновым ацетилхолиновым рецепторам (nAChRs) мышц. С помощью одного из них — а-бунгаротоксина (а-ВТх) был помечен, выделен и подробно исследован nAChR электрического органа ската. Есть немногочисленные сведения о наличии в ядах элапид полипептидов, блокирующих потенциал-активируемые каналы. Из яда моллюсков рода Conus получены аи со-конотоксины с высокой избирательностью к разным подтипам рецепторов и каналов, некоторые из которых вошли в фармакологическую практику.

Несмотря на наличие большого числа селективных пептидных и белковых токсинов, потребность в новых лигандах остается очень высокой. Такие соединения могут быть обнаружены в новых или мало изученных ядах. О нейроактивных пептидах из яда змей семейства Viperidae известно очень мало. Поиск в ядах этих змей компонентов, активных в отношении различных типов рецепторов и ионных каналов, представляется перспективным, так как в результате могут быть получены соединения с новыми фармакологическими свойствами, которые могут быть применены как для исследования каналов, так впоследствии и для практических медицинских целей.

Важно подобрать объект, на котором будет производиться поиск. Широкое распространение получил метод экспрессии лнганди потенциал-управляемых каналов, при котором точно известна мишень. Однако свойства экспрессированых рецепторов не всегда совпадают со свойствами нативных [Nicke et ai. 2004]. Причины могут заключаться в неправильной сборке рецепторов (стехиометрия и последовательность субъединиц), в альтернативном сплайсинге генов, редактировании РНК, отличиях посттрансляционной модификации рецепторов при экспрессии. Поэтому важно дополнительно испытывать вещества па нативных рецепторах.

В нейронах прудовика Lymnaea stagnalis экспрессируются nAChRs и потенциал-управляемые ионные каналы (кальциевые, калиевые, натриевые). Известно, что nAChRs и Саканалы нейронов прудовика по многим свойствам сходны с аналогичными структурами нейронов позвоночных. Поэтому нейроны прудовика могут использоваться для предварительного поиска соединений, активных на эшх мишенях, к тому же они более доступны по сравнению с нервными клетками млекопитающих.

1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

выводы.

1. Показано, что идентифицированные нейроны из париетальных ганглиев.

Lymnaea stagnalis содержат анион-проводящие nAChRs, по фармакологическому.

2+ профилю сходные с а7 подтипом nAChRs позвоночных, и потенциал-активируемые Са каналы. Поэтому они могут использоваться для поиска новых соедииений, избирательных в отношении этих мишеней.

2. Обнаружена способность цельных ядов змей семейства Viperidae блокировать а7 подобные nAChRs и потенциал-активируемые Са2±каналы, а также способность яда кобры (семейство Elapidae) блокировать последние.

3. Проведен анализ активности 69 фракций, полученных в результате разделения ядов пяти видов змей с использованием различных видов жидкостной хроматографии. Выявлено 16 фракций яда гадюк, обладающих наибольшей способностью блокировать nAChRs и/или Саканалы. Показано, что яд кобры содержит одну фракцию, активную в отношении.

Са2+ -каналов.

4. Выявлена избирательность трех фракций яда гадюк в отношении а7.

9+ подобных nAChRs и трех фракций в отношении потенциал-активируемых Саканалов.

5. В яде африканской гадюки впервые идентифицированы две группы полипептидов, одни из которых хорошо и избирательно блокируют al подобные nAChRs, а другие — избирательно блокируют потенциал-активируемые Са2±каналы.

6. Полученные результаты свидетельствуют о перспективности дальнейшего исследования ядов змей семейства Viperidae с целью получения новых нейроактивных соединений.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В результате проведенных экспериментов мы установили, что в идентифицированных нейронах двух париетальных ганглиев L. stagnalis экспрсссируются nAChRs, однородные п<�э ионному механизму ответа на ACh. Все эти рецепторы управляют хлорной проводимостью, как было показано ранее для нендентифицированных нейронов прудовика (Кислов, Казаченко, 1974). Подтверждено и дополнено новыми данными предположение о сходстве этих nAChRs с al подтипом nAChRs нейронов позвоночных. В частности, показано: (1) ответ на ACh подавляется а-кобратоксином, избирательным антагонистом nAChRs мышечного типа и нейронных гомоолигомерных nAChRs позвоночных, но не а-конотоксинами GI, MI, SIA — блокаторами мышечных nAChRs- (2) ток, вызванный ацегилхолином или другими агонистами nAChRs, подавляется низкими концентрациями а-конотоксина Iml, избирательного антагониста' а7 и, по некоторым данным, аЗр2 nAChRs, но не а-конотоксином МП, высоко избирательным антагонистом аЗр2/а6 рецепторов- (3) nAChRs прудовика отличаются от другого гомоолигомерного nAChR позвоночных, а9, по отсутствию чувствительности к а-конотоксину Vc I.I. и по высокой эффективности агонистов цитизина и никотина- (4) холин, полный агонист al nAChRs, но очень слабый частичный агонист всех гетеромерных nACliRs позвоночных, является полным агонистом nAChRs прудовика- (5) стрихнин, антагонист рецепторов глицина и гомоолигомсрных nAChRs позвоночных, блокирует nAChRs прудовика. На этом основании мы пришли к заключению, что идентифицированные нейроны прудовика могут быть использованы в качестве тест-объекта для скрининга соединений, активных по отношению к al типу nAChRs.

Поскольку все нейроны прудовика генерируют входящий Са2+ ток в ответ на сдвиг потенциала в сторону деполяризации, эти нейроны могут быть также параллельно использованы для поиска блокаторов соответствующих каналов.

В результате испытания цельных ядов семи видов змей впервые обнаружена способность этих ядов блокировать al подобные nAChRs и потенциал-активируемые Са каналы. Проведено исследование активности фракций, полученных в результате разделения ядов пяти видов змей с использованием различных видов хроматографии. В целом, проведен анализ 69 различных фракций. При этим обнаружены фракции, обладающие наибольшей активностью и избирательностью по отношению к nAChRs и потенциал-акгивируемым Саканалам. Наиболее избирательными по отношению к nAChRs оказались высокомолекулярные фракции яда африканской гадюки и гадюки Никольского. В отношении потенциал-активируемых Саканалов избирательными оказались низкомолекулярные фракции ядов тех же змей. Таким образом, в ядах змей семейства Viperidae впервые обнаружены активные избирательные блокаторы al-подобных nAChRs и потенциал-активируемых.

Са2+.

— каналов, а в яде кобры (сем.

Elapidae) — блокатор (ы) Са2±каналов. В дальнейшем предстоит уточнить тип (ы) 2+ потенциал-активируемых Саканалов, чувствительных к наиденным соединениям и выяснить структуру полипептидов, проявляющих обнаруженные виды активности.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Е.А., Зеймаль Э. В. // Характеристика холинорецепторов гигантских нервных клеток брюхоногих моллюсков // В кн.: Синаптические процессы. Киев, Наукова Думка 1967, стр. 121−135
  2. . // Нерв, мышца, синапс // Москва, Мир, 1968, стр. 59−91
  3. А.Н., Казаченко В.II. // Ионные токи активированной холинорецептивной мембраны изолированных гигантских нейронов прудовика // В сб.: Биофизика живой клегки Пущино, 1974, 4: 39−44
  4. П.Г., Крышталь О. А. Цыдренко А.Я. // Разделение натриевых и кальциевых каналов в поверхностной мембране нервных клеток моллюсков // Нейрофизиология 1976,8: 183−191
  5. О.А., Пидопличко В. И. // Внутриклеточная перфузия гигантских нейронов улитки // Нейрофизиология 1975, 7: 327−329
  6. В.Н., Нарушевичус Э. В., Чемерис Н. К. // Блокирующее действие ионов никеля, кобальта, марганца, и магния на величину входящего тока через кальциевые каналы нейронов прудовика Lymnaea stagnalis II Нейрофизиология 1980, 12: 211−213
  7. В.И., Селянко А. А., Деркач В. А., // Нейрональные холинорецепторы // Москва, Наука, 1987
  8. М.В. // Н1котинов1 рецептори нейронного типу: будова i функцп у клггинах р1зного похождения // Укр. 6ioxiM. ж. 2004, 76: 5−15
  9. М.К., Wcstenbroek R.E., Catterall W.A. // Subunit structure and localization of dihydropyridine-sensitive calcium channels in mammalian brain, spinal cord, and retina //Neuron 1990, 4: 819−832
  10. M., Albuquerque E.X. // Diversity of nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampal neurons. I Pharmacological and functional evidence for distinct structural subtypes // J. Pharmacol Exp Ther. 1993, 265: 1455−1473
  11. Alkondon M., Pereira E.F.R., Cortes W.S., Maelicke A., Albuquerque E.X. // Choline is a selective agonist of al nicotinic acetylcholine receptors in rat brain neurons // Eur. J. Neurosci. 1997, 9: 2734−2742
  12. A.A., Veprintsev B.N., Vulfius C.A. // Two-component desensitization of nicotinic receptors induced by acetylcholine agonists in Lymnaea stagnalis neurones // J. Physiol. 1984, 353: 375−391
  13. H.R. // Topology of ligand binding sites on the nicotinic acetylcholine receptor // Brain Research Reviews. 1997, 25:133−191
  14. Ascher P. and Nowak L. // The role of divalent cations in the N-methyl-D-aspartate responses of mouse central neurons in culture // J. Physiol. 1988, 399: 247−266
  15. E.A. // Receptor classesand the transmitter-gated ion channels //Trends in Biochem. Sci. 1992, 17: 368−374
  16. B.P. // Classes of calcium channels in vertebrate cells // Annu. Rev. Physiol. 1989a, 5k 367−384
  17. B.P. // Neurotransmitter inhibition of neuronal calcium currents by changes in channel voltage dependence //Nature 1989b, 340: 153−156
  18. D., Ballivet M., Rungger D. // Activation and blocking of neuronal nicotinic acetylcholine receptor reconstituted in Xenopus oocytes // Proc Natl. Acad. Sci. USA 1990, 87: 1993−1997
  19. D., Bertrand S., Ballivet M. // Pharmacological properties of the homomeric al receptor//Neurosci. Lett. 1992,146: 87−90
  20. В., Gopalakrishnan M., Arneric S.P., Sullivan J.P., Bertrand D. // Human a4p2 neuronal nicotinic acetylcholine receptor in HEK 293 cells: a patch-clamp study // J. Neurosci 1996, 16: 7880−7891
  21. Carbone W., Lux H.D. // A low voltage-activated, fully inactivating Ca channel in vertebrate sensory neurones //Nature 1984, 310: 501−502
  22. Cartier G.E., Yoshikami D., Gray W.R., Luo S., Olivera B.M. and Mcintosh J.M., // A new a-conotoxin which targets a3|32 nicotinic acetylcholine receptors // J.Biol.Chem. 1996,271: 7522−7528
  23. Castro N.G. and Albuquerque E.X. // а-Bungarotoxin-sensitive hippocampal nicotinic receptor channel has a high calcium permeability // Biophys. J. 1995, 68: 516−524
  24. W.A. // Structure and regulation of voltage-gated Ca2+ channels // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2002, 16: 521−555
  25. Celie P.H.N., van Rossum-Fikkert S.E., van Dijk W.J. Brejc K., Smit A.B., Sixma Т.К. // Nicotine and carbamylcholine binding to nicotinic acetylcholine receptors as studied in AChBP crystal structures //Neuron 2004, 41: 907−914
  26. Celie P.H.N., Kasheverov I.E., Mordvintsev D.Y., et.al. // The AChBP — a-conotoxin structure: toward receptor-selective ligands for nicotinic receptors // Nature, Structural and Molecular Biology 2005, 12: 582−588
  27. F.C., Hosey M.M. // Dihydropyridine and phenylalkylamine receptors associated with cardiac and skeletal muscle calcium channels are structurally different // J. Biol. Chem. 1988,263: 18 929−37
  28. N.K. Bocharova L.S., Geletyuk V.I. // Trypsin-induced masking of tetrodotoxin receptor of the sodium channels in mollusk neurons // Bioehimica et Biophysica Acta. 1980, 599: 731−735
  29. N.K., Kazachenko V.N., Kislov A.N., Kurchikov A.L. // Inhibition of acetylcholine responses by intracellular calcium in Lymnaea stagnalis neurones // J. Physiol 1982,323: 1−19
  30. B.M., Catterall W.A. // Phosphorylation of the calcium antagonist receptor of the voltage-sensitive calcium channel by cAMPdependent protein kinase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1985, 82: 2528−32
  31. B.M., Catterall W.A. // Purification of the calcium antagonist receptor of the voltage-sensitive calcium channel from skeletal muscle transverse tubules // Biochemistry 1984, 23: 2113−18
  32. De Jongh K.S., Merrick D.K., Catterall W.A. // Subunits of purified calcium channel: a 212-kDa form of al and partial amino acid sequence of a phosphorylation site of an independent p subunit//Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1989, 86: 8585−89
  33. De Jongh K.S., Warner C., Catterall W.A. // Subunits of purified calcium channels. a2 and 5 are encoded by the same gene // J. Biol. Chem. 1990, 265: 14 73811
  34. De Weille J.R., Schweitz H., Maes P., Tartar A., Lazdunski M. // Calciseptine, a peptide isolated from black mamba venom, is a specific blocker of the L-type calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991, M: 2437−2440
  35. Di Virgilio F and Solini A. // P2 receptors: new potential players in atherosclerosis // Br J Pharmacol 2002, 35: 831−8421. OA
  36. Doorty K.B., Bevan S., Wadsworth J.D.F., Strong P.N. // A novel small conductance Caiactivated K+ channel blocker from Oxyuranus scutellatus Taipan venom // J. Biol. Chem. 1997.272: 19 925−19 930
  37. Dubel S.J., StaiT T.V., Hell J.B., Ahlijanian M.K., Enyeart J.J., et al. // Molecular cloning of the al subunit of an co-conotoxin-sensitive calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1992, 89- 5058−62
  38. A.B., Johnson D.S., Boulter J., Vetter D.E., Heinemann S. // a9: An acetylcholine receptor with novel pharmacological properties expressed in rat cochlear hair cells // Cell 1994, 79: 705−715
  39. А.В., Vetter D.E., Katz E., Rothlin C.V., Heinemann S.F., Boulter J. // alO: A determinant of nicotinic cholinergic receptor function in mammalian vestibular and cochlear mechanosensory hair cells // Proc Natl Acad Sci USA 2001, 98- 3501−6
  40. Ellis S.B., Williams M.E., Ways N.R., Brenner R., Sharp A.H., et al. // Sequence and expression of mRNAs encoding the al and a28 subunits of a DHP-sensitive calcium channel // Science 1988, 241: 1661−64
  41. Ellison M, Mcintosh JM, Olivera BM. // Alpha-conotoxins Iml and Imll. Similar alinicotinic receptor antagonists act at different sites // J Biol Chem. 2003, 278: 757−64
  42. Galzi J-L., Devillers-Thiery A., Hussy N., Bertrand S., Changeux J-P., Bertrand D. // Mutations in the channel domain of a neuronal nicotinic receptor convert ion selectivity from cationic to anionic // Nature 1992, 359: 500−505
  43. Gakhova E.N., Zherelova O.M., Kislov’A.N., Krasts I.V., Chemeris N.K. and Veprinsev B.N. // Isolated neurons in nudibranchia mollusk: kinetics of Ca and Na currents upon action potential generation // Сотр. Biochem. Physiol 1979, 64A: 313−316
  44. V., Anand R., Lindstrom J. // Homomers of a8 and al subunits of nicotinic receptors exhibit similar channel but contrasting binding site properties // Mol. Pharmacol. 1994, 45:212−220
  45. C., Moretti M., Gaimarri A., Zanardi A., Clementi F., Zoli M., // Heterogeneity and of complexity native brain nicotinic receptors // Biochemical Pharmacology 2007, 74: 1102−1111
  46. R., Rajan A.S., Radcliffe K.A., Yakehiro M., Dani J.A. // Hippocampal synaptic transmission enhanced by low concentrations of nicotine //Nature 1996, 383: 713−716
  47. S.L., Yatani A., Hawkes M.J., Redding K., Brown A.M. // Atrotoxin: a specific agonist for calcium currents in heart // Science 1985, 229: 182−184
  48. S.B., Talley T.T., Radio Z., Taylor P. // Structural and ligand recognition characteristics of an acetylcholine-binding protein from Aplysia californica // J.Biol.Chem. 2004, 279: 24 197−24 202
  49. P., Lansman J.B., Tsien R.W. // Differential modes of Ca channel gating behaviour favoured by dihydropyridine Ca agonists and antagonists // Nature 1984, 311: 538−44
  50. R. // a-Conotoxins as selective probes for nicotinic acetylcholine receptor subclasses // Current Opinion in Pharmacology 2005, 5: 280−292
  51. Jay S.D., Ellis S.B., McCue A.F., Williams M.E., Vedvick T.S., et al. // Primary structure of the gamma subunit of the DHP-sensitive calcium channel from skeletal muscle // Science 1990,248: 490−92
  52. O.M., Krasts I.V., Veprintsev B.N. // The effect of sodium, calcium and magnesium on the amplitude of the action potential from giant neurons of Limnaea stagnalis//Сотр. Biochem. Physiol. 1971. 40A: 281−293
  53. D.S., Martinez J., Elgoyhen A.B., Heinemann S.F., Mcintosh J.M. // a-Conotoxin Iml exhibits subtype-specific nicotinic acetylcholine receptor blockade: preferential inhibition of homomeric al and a9 receptors // Mol. Pharmacol. 1995, 48: 194−199
  54. Karlin A. and Akabas M.H. // Toward a structural basis for the function of nicotinic acetylcholine receptors and their cousins // Neuron 1995, j5: 1231−1244
  55. A. // Emerging structure of the nicotinic acetylcholine receptors // Nature 2002, 3i 102−114
  56. V.N., Kislov A.N., Veprintsev B.N. //Cholinoreceptive membrane inactivation caused by depolarization of Lymnaea stagnalis neurones // Сотр. Biochem. Physiol. 1979, 63C: 61−66
  57. JS. // Ionic mechanisms of a two-component cholinergic inhibition in Aplysia neurons // J. Physiol (Lond) 1972 a, 225: 85−114
  58. JS. // Three acetylcholine receptors in Aplysia neurons // J. Physiol (Lond) 1972 b, 225: 115−146
  59. JS., Mcintosh J.M. // Two distinct nicotinic receptors, one pharmacologically similar to the vertebrate a7-containing receptor, mediate CI currents in Aplysia neurons // J. Neurosci. 1998,18:8198−8213
  60. Kehoe JS., Sealock R., Bon C. // Effects of a-toxins from Bungarus multicinctus and Bungarus caeruleus on cholinergic responses in Aplysia neurones // Brain Res. 1976, 107: 527−540
  61. S.S., Harkness P.C., Lamb P.W., Sudwccks S.N., Khiroug L., Millar N.S., Yakel J.L. // Rat nicotinic ACh receptor a7 and P2 subunits co-assemble to form functional heteromeric nicotinic receptor channels // J. Physiol. (London) 2002, 540: 425−434
  62. Magoski N.S., Syed N.I., Bulloch A.G.M. // A neuronal network from the mollusc Lymnaea stagnalis // Brain Res. 1994, 645: 201−214
  63. Martin-Moutot N., Charvin N., Leveque C., Sato K., Nishi Т., et al. // Interaction of SNARE complexes with P/Q-type calcium channels in rat cerebellar synaptosomes // J. Biol. Chem. 1996. 271: 6567−70
  64. McArdle J. J, Lentz T.L., Witzemann V., Schwarz H., Weinstein S.A., Schmidt J.J., Waglerin-1 selectively blocks the epsilon form of the muscle nicotinic acetylcholine receptor // J Pharmacol. Exp. Ther. 1999, 289: 543−50
  65. McEnery M.W., Snowman A.M., Sharp A.H., Adams M.E., Snyder S.H. // Purified co-conotoxin GVIA receptor of rat brain resembles a dihydropyridine-sensitive L-type calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991, M: 11 095−99
  66. Mcintosh J.M., Azam L., Staheli S., Dowell C.,. Lindstrom J. M, Kuryatov A., Garrett J.E., Marks M.J., and Whiteaker P.// Analogs of a-Conotoxin Mil are selective for a6-containing nicotinic acetylcholine receptors // Mol. Pharmacol. 2004, 65: 944−952
  67. G.P. // Ziconitide: neuronal calcium channel blocker for treating severe chronicpain// Curr. Med. Chem. 2004, П: 3029−3040f
  68. Mikami A., Imoto K., Tanabe Т., Niidome Т., Mori Y., et al. // Primary structure and functional expression of the cardiac dihydropyridine-sensitive calcium channel // Nature 1989, 340: 230−33
  69. N.S. // Assembly and subunit diversity of nicotinic acetylcholine receptors // Bioch. Soc. Trans. 2003, 31: 869−874
  70. Mori Y., Friedrich Т., Kim M-S., Mikami A., Nakai J., et al. // Primary structure and functional expression from complementary DNA of a brain calcium channel // Nature 1991,350: 398−402
  71. Mourier G., Servent D., Zinn-Justin and S. Menez A. // Chemical engineering of a three-fingered toxin with anti-a7 neuronal nicotinic acetylcholine receptor activity // Protein Engineering2000,13: 217−225
  72. S. Gwee M. // Three-finger neurotoxins and the nicotinic acetylcholine receptor, forty years on // J. Pharmacol. Sci. 2004, 94: 1−17
  73. Nowycky M.C., Fox A.P., Tsien R.W. // Three types of neuronal calcium channel with different calcium agonist sensitivity // Nature 1985, 316: 440−43
  74. Olale F., Gerzanich V., Kuryatov A., et.al. // Chronic nicotine exposure differentially affects the function of human аЗ, а4, and а7 neuronal nicotinic receptor subtypes // J Pharmacol Exp Ther. 1997, 283: 675−683
  75. Olivera, BM, WR Gray, R Zeikus, JM Mcintosh, J Varga, J Rivier, V De Santos, and LJ Cruz //Peptide neurotoxins from fish-hunting conc snails // Science 1985,230: 1338−1343
  76. M. О and Lunt G.G. // Evolutionary history of the ligand-gated ion-channel superfamily of receptors // TINS 1995, 18: 121−127
  77. R.L., Bencherif М., Lippiello P. // An evaluation of neuronal nicotinic acetylcholine receptor activation by quaternary nitrogen compounds indicates that choline is selective for the al subtype //Neurosci. Lett. 1996, 2ЛЗ201−204
  78. R.L. Heinemann S.F. // Partial agonist properties of cytisine on neuronal nicotinic receptors containing the |32 subunit//Mol. Pharmacol. 1994, 45: 142−149
  79. E.F., Alkondon M., Mcintosh J.M., Albuquerque E.X. // a-Conotoxin-Iml: а competitive antagonist at a-bungarotoxin-sensitive neuronal nicotinic receptors in hippocampal neurons // J Pharmacol Exp Ther. 1996, 278: 1472−1483
  80. Perez-Reyes E., Kim H.S., Lacerda A.E., Home W., Wei X.Y., et al. // Induction of calcium currents by the expression of the alpha 1-subunit of the dihydropyridine receptor from skeletal muscle // Nature 1989, 340: 233−36
  81. H. // The dependence of slow inward current in Purkinje fibres on the extracellular calcium-concentration // J. Physiol. 1967, 192: 479- 92
  82. H. // Properties of two inward membrane currents in the heart // Annu. Rev. Physiol. 1979,41: 413−24
  83. L.W., Berg D.K. // Nicotinic receptors in the development and modulation of CNS synapses//Neuron 1996,16: 1077−1085
  84. Rossetto O., Morbiato L., Caccin P., Rigoni M., Montecucco C. Presynaptic enzymatic neurotoxins // J. Neurochem. 2006, 97: 1534−1545
  85. C.V., Katz E., Verbitsky M., Elgoyhen A.B. // The a9 nicotinic acetylcholine receptor shares pharmacological properties with type A y-aminobutyric acid, glycine, and type 3 serotonin receptors // Mol. Pharmacol. 1999, 55: 248−254
  86. Ruth P., Rohrkasten A., Bicl M., Bosse E., Regulla S., et al. // Primary structure of the beta subunit of the DHP-sensitive calcium channel from skeletal muscle // Science 1989, 245: 1115- 18
  87. P.B. // The diversity of neuronal nicotinic acetylcholine receptors // Annu. Rev. Neurosci. 1993,16:403−443
  88. Sather W.A., Tanabe Т., Zhang J-F., Mori Y., Adams M.E., et al. // Distinctive biophysical and pharmacological properties of class A (BI) calcium channel ai subunits // Neuron 1993, Ц: 291−303
  89. Schmidt J.J., Weinstein S.A., Smith L.A. Molecular properties and structure-function relationships of lethal peptides from venom of Wagler’s pit viper, Trimeresurus wagleri // Toxicon. 1992,30: 1027−1036
  90. Servent D., Winckler-Dietrich V., Hu H.Y., Kessler P., Drevet P., Bertrand D., Menez A. // Only snake curaremimetic toxins with a fifth disulfide bond have high affinity for the neuronal al nicotinic receptor // J. Biol. Chem. 1997, 272: 24 279−24 286
  91. Sine S.M. and Engel A.G. // Recent advances in Cys-loop receptor structure and function // Nature 2006, 440: 448−455
  92. Singer D., Biel M., Lotan I., Flockerzi V., Hofmann F., et al. // The roles of the subunits in the function of the calcium channel // Science 1991. 253: 1553−57
  93. T.P., Tomlinson W.J., Leonard J.P., Gilbert M.M. // Distinct calcium channels are generated by alternative splicing and are differentially expressed in the mammalian CNS. //Neuron 1991,7: 45−57
  94. Spafford J.D., Munno D.W., vanNierop P., Feng Z.P., Jarvis S.E., Gallin W.J., Smit A.B.,
  95. G.W., Syed N.I. // Calcium channel structural determinants of synapticitransmission between identified invertebrate neurons // J. Biol. Chem. 2003, 278: 42 584 267
  96. Stea A., Tomlinson W.J., Soong T.W., Bourinet E., Dubel S.J., et al. // The localization and functional properties of a rat brain сцд calcium channel reflect similarities to neuronal Q- and P-type channels // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994, 9L 10 576−80
  97. M., Seagar M.J., Jones J.F., Reber B.F., Catterall W.A. // Subunit structure of dihydropyridine-sensitive calcium channels from skeletal muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1987, 84: 5478−82
  98. Tanabe Т., Takeshima H., Mikami A., Flockerzi V., Takahashi H., et al. // Primary structure of the receptor for calcium channel blockers from skeletal muscle // Nature 1987, 328: 313−18
  99. L., Gerschenfeld H. //A cholinergic mechanism of inhibitory synaptic transmission in a molluscan nervous system // J. Neurophysiol. 1962, 25: 236−262
  100. V. // Snake venom a-neurotoxins and other 'three-finger' proteins // Eur. J. Biochem. 1999, 264: 281−286
  101. V.I., Hucho F. // Snake and snail toxins acting on nicotinic acetylcholine receptors: fundamental aspects and medical applications // FEBS Lett. 2004, 557: 9−13
  102. Tsien R.W., Lipscombe D., Madison D.V., Bley K.R., Fox A.P. // Multiple types of neuronal calcium channels and their selective modulation // Trends Neurosci. 1988, 11: 431−38
  103. N. // Refined structure of the nicotinic acetylcholine receptor at 4 A ° resolution // J Mol Biol. 2003,46: 967−989
  104. R.W., Oswald R.E. // Identification of a new amino acid residue capable of modulating agonist efficacy at the homomeric nicotinic acetylcholine receptor, a7 II Mol. Pharmacol. 1999,55: 1−7
  105. C.A., Krasts I.V., Utkin Yu.N., Tsetlin V.I. // Nicotinic receptors in Lymnaea stagnalis neurons are blocked by a-neurotoxins from cobra venoms // Neurosci. Lett. 2001,309: 189−192
  106. C.A., Tumina O.B., Kasheverov I.E., Utkin Yu.N., Tsetlin V.I. // Diversity of nicotinic receptors mediating СГ current in Lymnaea neurons distinguished with specific agonists and antagonist // Neurosci. Lett. 2005, 373: 232−236
  107. Watanabe T.X., Itahara Y., Kuroda H., Chen Y.N., Kimura Т., Sakakibara S. Smooth muscle relaxing and hypotensive activities of synthetic calciseptine and the homologous snake venom peptide FS2. // Jpn. J. Pharmacol. 1995, 68: 305−313
  108. Witcher D.R., De Waard M., Sakamoto J., Franzini-Armstrong C., Pragnell M., et al. // Subunit identification and reconstitution of the N-type Ca2+ channel complex purified from brain // Science 1993, 261: 486−89
  109. Yamazaki Y., Koike H., Sugiyama Y., Motoyoshi K., Wada Т., Hishinuma S., Mita M., Morita T. Cloning and characterization of novel snake venom proteins that block smoothmuscle contraction // Eur. J. Biochem. 2002, 269: 2708−2715
  110. Yamazaki Y. and Morita T. Structure and function of snake venom cysteine-rich secretory proteins // Toxicon 2004, 44: 227−231
  111. Yang S.N., Larsson O., Branstrom R., Bertorello A.M., Leibiger В., et al. // Syntaxin 1 interacts with the L-D subtype of voltage-gated Ca2+ channels in pancreatic beta cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999, 96: 10 164−69
  112. Zeimal E.V. and Vulfius E.A. // The action of cholinomimetics and cholinolytics on the Gastropod neurons //Neurobiology of invertebrates 1968, Budapest, Academiai kiado, P. 255−265t
  113. Zhang Z-w. Vijayaraghavan S., Berg D.K. // Neuronal acetylcholine receptors that bind a-bungarotoxin with high affinity function as ligand-gated ion channels // Neuron 1994, 12: 167−177
  114. ВАХ — вольт-амперная характерстика
  115. ЦНС ¦— центральная нервная системаэдс — электродвижущая сила1. ACh — ацетилхолин
  116. AChBP — ацетилхолин-связывающий белока-ВТх — а-бунгаротоксин нейротоксин из яда змеи полосатый крайт,
  117. Bungarus multicinctus Choi — холин Cyt — цитизин SbCh — суберилдихолин Str — стрихнин
  118. DMPP — диметилфенилпиперазин
  119. ECso— концентрация агониста, способная вызывать ток, равный половине отамплитуды максимального ответа GABA — гамма-аминомасляная кислота GIu — глутаматI
  120. Gly — глицин 5НТ — серотонин1ша — амплигуда тока в момент пика1С5о— концентрация антагониста, уменьшающая в два раза ответ на агонист1. l, Imll — а-конотоксиньг из морского моллюска Conus imperialis
  121. MI, МП, GI, PnIA — а-конотоксины из Com/s magus, С. geographus, С. permaceus, соответственно MLA — метилликаконитин nAChR — никотиновый рецептор ацетилхолина Nic — никотин
  122. NMDA — N-MeTHJi-D-acnapraT
  123. NMDG+— N-метил-О-глюкозамин (N-methyl-D-glucamine)
  124. NTH, a-CTx, WTx —альфа-нейротоксины из из яда кобр Naja oxiana и N. kaouthia (соответственно: короткий, длинный и слабый)
  125. D12K.SIA, AlOLjPnIA, [A10L, D14K]PnIA — мутанты соответствующих а-коногоксинов Pca, PNa— проницаемость для Са2+, Na+ Rin) Rout—- внутриклеточный и наружный раствор. Rs— рецепторы
  126. Vh — поддерживаемый потенциал
Заполнить форму текущей работой

На отлично!