Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Биохимические изменения в мембранах млекопитающих при зимней спячке и гипотермии

Диссертация: Биохимические изменения в мембранах млекопитающих при зимней спячке и гипотермии
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В отличие от кинетических свойств термодинамические параметры АХЭ мембран эритроцитов и синаптосом мозга в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии меняются сходным образом и плавно. Оказалось, что при гибернации и гипотермии на температурных кривых графика Аррениуса точки излома смещаются в низкотемпературную область. Наличие положительной корреляции между температурой тела и положением… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Метаболическая реакция тканей теплокровных животных на снижение температуры тела и её химическая коррекция
    • 4. 1.2. Мембранные механизмы адаптации при зимней спячке
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Обоснование выбора объекта исследования
    • 2. 2. Постановка эксперимента
      • 2. 2. 1. Искусственное снижение температуры тела млекопитающих
      • 2. 2. 2. Условия гибернации
      • 2. 2. 3. Методы инъекции животным. fa 2.3. Методы исследования
      • 2. 3. 1. Препаративные методы исследования
        • 2. 3. 1. 1. Приготовление гомогенатов мозга
        • 2. 3. 1. 2. Выделение из коры головного мозга синаптосом и их плазматических мембран
        • 2. 3. 1. 3. Получение плазмы, сыворотки крови, гемолизатов и эритроцитов
        • 2. 3. 1. 4. Выделение мембран эритроцитов. щ 2.3.1.5. Определение величины гематокрита и подсчёт эритроцитов
      • 2. 3. 2. Биохимические методы исследования
        • 2. 3. 2. 1. Определение активности Na, К-АТФазы
        • 2. 3. 2. 2. Определение активности ацетилхолинэстеразы
        • 2. 3. 2. 3. Определение содержания малонового диальдегида
        • 2. 3. 2. 4. Определение интенсивности перекисного окисления липидов
        • 2. 3. 2. 5. Определение содержания первичных продуктов ПОЛ
        • 2. 3. 2. 6. Определение окислительной модификации белков
        • 2. 3. 2. 7. Количественное определение SH-групп в белках и низкомолекулярных тиолах
        • 2. 3. 2. 8. Определение содержания дисульфидных связей в белках и низкомолекулярных тиоловых соединениях
        • 2. 3. 2. 9. Определение антиокислительной активности гидрофильных компонентов
        • 2. 3. 2. 10. Определение общей антиокислительной активности
        • 2. 3. 2. 11. Определение активности супероксидцисмутазы
        • 2. 3. 2. 12. Определение активности каталазы
        • 2. 3. 2. 13. Исследование кинетики кислотного гемолиза
        • 2. 3. 2. 14. Определение перекисной резистентности эритроцитов
        • 2. 3. 2. 15. Анализ интенсивности внутрисосудистого гемолиза
        • 2. 3. 2. 16. Определение содержания холестерина, триглицеридов, белка, альбумина, мочевины, кальция и железа
        • 2. 3. 2. 17. Количественное определение неэстерифицированных жирных кислот
        • 2. 3. 2. 18. Определение содержания среднемолекулярных пептидов
        • 2. 3. 2. 19. Определение содержания ионов натрия и калия в плазме крови и эритроцитах
      • 2. 3. 3. Биофизические методы исследования
        • 2. 3. 3. 1. Определение поверхностного заряда мембран эритроцитов
        • 2. 3. 3. 2. Определение структурных параметров мембран эритроцитов
    • 2. 4. Статистический анализ данных
  • Гщ
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Метаболические изменения в крови и головном мозге сусликов при зимней спячке и искусственной гипотермии
      • 3. 1. 1. Влияние зимней спячки и искусственной гипотермии на процессы перекисного окисления липидов и активность компонентов антиоксидантной защиты крови и коры головного мозга сусликов
        • 3. 1. 1. 1. Интенсивность перекисного окисления липидов и активность компонентов антиоксидантной защиты крови сусликов в динамике гибернации и искусственной гипотермии
        • 3. 1. 1. 2. Интенсивность перекисного окисления липидов коры головного мозга сусликов в динамике гибернации и искусственной гипотермин
      • 3. 1. 2. Интенсивность окислительной модификации белков и содержание среднемолекулярных пептидов в плазме крови сусликов в динамике зимней спячки
      • 3. 1. 3. Интенсивность кислотного и внутрисосудистого гемолиза эритроцитов сусликов в динамике зимней спячки и при искусственной гипотермии
      • 3. 1. 4. Тиол-дисульфидная редокс-система мембран эритроцитов и синапто-сом сусликов при зимней спячке и искусственной гипотермии
        • 3. 1. 4. 1. Содержание сульфгидрильных групп и дисульфидных связей в белках мембран эритроцитов сусликов при зимней спячке и гипотермии
        • 3. 1. 4. 2. Содержание сульфгидрильных групп и дисульфидных связей в белках мембран синаптосом коры головного мозга сусликов при зимней спячке и гипотермии
      • 3. 1. 5. Влияние зимней спячки и искусственной гипотермии на ацетилхоли-нэстеразу мембран эритроцитов и синаптосом коры головного мозга сусликов
        • 3. 1. 5. 1. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы мембран эритроцитов в динамике зимней спячки
        • 3. 1. 5. 2. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы синап-тических мембран коры головного мозга сусликов в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии
    • 3. 2. Метаболические изменения в крови и коре головного мозга крыс при гипотермии и введении даларгина
      • 3. 2. 1. Содержание белковых и липидных компонентов в сыворотке крови при гипотермии и введении даларгина
      • 3. 2. 2. Интенсивность процессов перекисного окисления липидов крови и коры головного мозга при гипотермии и введении даларгина
        • 3. 2. 2. 1. Влияние гипотермии и введения даларгина на интенсивность процессов перекисного окисления липидов и активность компонентов анти-оксидантной защиты крови
        • 3. 2. 2. 2. Влияние гипотермии и введения даларгина на интенсивность процессов переписного окисления липидов и активность компонентов анти-оксидантной защиты коры головного мозга
      • 3. 2. 3. Влияние гипотермии и даларгина на интенсивность окислительной модификации белков и содержание среднемолекулярных пептидов в плазме крови крыс
      • 3. 2. 4. Динамика кислотного и внутрисосудистого гемолиза эритроцитов крыс при гипотермии и введении даларгина
      • 3. 2. 5. Тиол-дисульфидная редокс-система мембран эритроцитов и синапто-сом головного мозга крыс при гипотермии
        • 3. 2. 5. 1. Содержание сульфгидрильных групп и дисульфидных связей в белках мембран эритроцитов крыс при гипотермии
        • 3. 2. 5. 2. Содержание сульфгидрильных групп и дисульфидных связей в белках мембран синаптосом коры головного мозга крыс при гипотермии
      • 3. 2. 6. Влияние гипотермии на Na, К-АТФазу мембран эритроцитов и синаптосом головного мозга крыс
        • 3. 2. 6. 1. Влияние гипотермии HaNa, К-АТФазу мембран эритроцитов крыс
        • 3. 2. 6. 2. Влияние гипотермии на Na, К-АТФазу мембран синаптосом коры головного мозга крыс. щ 3.2.7. Влияние гипотермии на ацетилхолинэстеразу мембран эритроцитов и синаптосом коры головного мозга крыс
        • 3. 2. 7. 1. Температурная зависимость аетивности ацетилхолинэстеразы мембран эритроцитов крыс при гипотермии
        • 3. 2. 7. 2. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы мембран синаптосом коры головного мозга крыс при гипотермии
      • 3. 2. 8. Влияние гипотермии и введения даларгина на поверхностный заряд и структурно-динамические характеристики мембран эритроцитов крыс

Биохимические изменения в мембранах млекопитающих при зимней спячке и гипотермии (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Выяснение молекулярных механизмов температурных адаптаций у млекопитающих является одной из актуальных проблем современной экологической биохимии и физиологии. Температура — один из важнейших экологических факторов, определяющих скорость химических, физических и биологических процессов. От температуры зависит также стабильность биологических структур и, прежде всего, стабильность молекулярных структур. Уже поэтому изменение температуры окружающей среды требует выработки адаптивных механизмов в живых организмах. Температурные адаптации характеризуются значительным разнообразием в соответствии с теми реальными ситуациями, с которыми сталкиваются живые организмы в природе. С современной точки зрения существуют две качественно различающиеся стратегии адаптации — резистентная и толерантная (Кулинский, Ольховский, 1992; Hochachka, Somero, 2002).

Зимняя спячка млекопитающих является ярким примером толерантной стратегии адаптации, которая сопровождается значительными изменениями физиологического состояния организма. Температура тела, уровень метаболизма, сердечный ритм и другие параметры падают во время оцепенения до уровня, который может быть летальным для строгого гомойотерма (Калабухов, 1985; Carey et al., 2003; Geiser, 2004). При этом биохимические процессы, работа органов и систем организма гибернаторов перестраиваются так, что даже при очень низкой температуре тела поддерживается определенный гомеостаз (Wang, Lee, 1996; Carey et al., 2003; Storey, Storey, 2004).

Считалось, что у гетеротермов адаптация к низким температурам на уровне мембран достигается за счет повышения доли ненасыщенных жирных кислот в липидах. Однако детальные исследования, выполненные с использованием биохимических и биофизических методов, не обнаружили существенного повышения уровня ненасыщенных липидов и снижения вязкости мембран при гибернации (Aloia, 1986; Montaudon et al., 1984, 1986; Репин, Репина, 1990). В настоящее время во многом неясно, каким образом модифицируется структуpa и функции мембран, обеспечивая их адекватное функционирование, как при низких, так и при высоких температурах тела, какие молекулярные механизмы лежат в основе низкотемпературной адаптации клеток и органов гибернаторов.

Примером стратегии резистентности является реакция гомойотермов на острое охлаждение. Эту стратегию гомойотермы используют и на начальных этапах гипотермии, однако, длительное и жесткое холодовое воздействие приводит к истощению энергетических резервов организма, дальнейшему падению температуры тела, развитию дискоординации метаболических процессов (Покровский и др., 1984; Эмирбеков, Львова, 1985; Тимофеев, Прокопьева, 1997). Глубокая гипотермия является опасным для жизни гомойотермного организма состояниемпролонгирование глубокой гипотермии увеличивает риск летального исхода. Механизмы, ведущие к летальному исходу при глубокой гипотермии, многообразны и до сих пор не вполне ясны. Ряд данных указывает на возможную роль свободнорадикальных процессов в развитии патологии при гипотермии (Шепелев, Юфит, 1974; Львова и др., 1993, 2002; Erecinska et al., 2003). Однако в настоящее время не установлены механизмы активации свободнорадикальных процессов в тканях при низких температурах тела, пусковые и доминирующие факторы этих процессов, а также их роль в изменении структурно-функциональных характеристик мембран клеток различных тканей, знание которых позволит выработать стратегию защиты тканей от активных метаболитов кислорода.

Гипотермия находит широкое применение в различных областях клинической медицины (Мешалкин, Верещагин, 1985; Kataoka, Yanase, 1998). В связи с этим практическое значение имеет поиск веществ, защищающих организм от этого патологического воздействия. В нашей лаборатории в качестве протекторных веществ при гипотермии использовались мочевина, аргинин, полиамины, а-токоферол (Эмирбеков, Львова, 1985; Эмирбеков и др., 1991). Важную роль в сдерживании стресс-индуцированных свободнорадикальных процессов играют эндогенные регуляторные пептиды и их синтетические аналоги, в частности, опиоидный гексапептид даларгин (Лишманов, Маслов, 1994). По данным научной литературы, даларгин применялся для коррекции некоторых патологических состояний (Слепушкин и др., 1988; Лишманов и др., 1997). В нашей работе с помощью даларгина корректировали состояние гипотермии у крыс.

Фундаментальные различия между гомойои гетеротермными животными связывают с особенностями их плазматических мембран (Кребс, 1981; Wang, Lee, 1996; Azzam et al., 2000). В связи с этим сравнительное исследование влияния низкой температуры тела на интенсивность свободнорадикальных процессов и их роли в изменении структурно-функциональных свойств клеточных мембран у гомойои гетеротермных животных, очевидно, позволит раскрыть механизмы функциональных мембранных перестроек, позволяющих обеспечить холодовую терморезистентность или толерантность.

Целью настоящей работы явилось установление биохимических механизмов влияния на клеточные мембраны гомойои гетеротермных животных гипотермии в условиях коррекции её даларгином.

Задачи исследования:

1. Изучить влияние зимней спячки и гипотермии на уровень свободнорадикальных процессов и активность антиоксидантной системы крови и нервной ткани.

2. Исследовать влияние гипотермии на структурно-функциональное состояние мембран эритроцитов.

3. Исследовать активность и свойства мембранных ферментов эритроцитов и синаптосом в динамике зимней спячки и гипотермии.

4. Охарактеризовать окислительно-восстановительное состояние тиоло-вых групп белков мембран синаптосом и эритроцитов у сусликов и крыс при низких температурах тела.

5. Выяснить возможности и механизмы корригирующего влияния даларгина на свободнорадикальные процессы и структурно-функциональные характеристики плазматических мембран при гипотермии.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. При гибернации повышение стабильности мембран и сохранение их функциональных свойств осуществляется за счет адекватной регуляции сво-боднорадикальных процессов, а также обратимой перестройки липидных и белковых компонентов. ь.

2. Развитие окислительного стресса в тканях крыс при умеренной (30°С) кратковременной и, особенно, пролонгированной гипотермии является важнейшим фактором, способствующим повреждению клеточных мембран.

3. Окислительные повреждения мембран при гипотермии у крыс способствуют их дестабилизации, изменению структурно-динамических характеристик, модификации структуры и кинетических характеристик мембраносвязан-ных ферментов и белков.

4. Различия в стратегии температурных адаптаций у гомойотермных и ге-теротермных животных в значительной степени связаны с неодинаковой структурой и уровнем регуляции биохимических процессов в мембранах.

5. Парентеральное введение опиоидного пептида даларгина оказывает «антиоксидантный» и мембраностабилизирующий эффекты при гипотермии. Протекторное действие даларгина проявляется только на начальных этапах гипотермии.

Научная новизна.

Впервые установлено, что одной из важных составляющих устойчивости и толерантности зимоспящих животных к изменению температуры тела является низкий уровень метаболитов и скорости индукции процессов ПОЛ, что в свою очередь способствуют поддержанию нативного состояния белковых и липидных компонентов мембран. Защита мембранных структур от окислительного повреждения и перестройка их белковых и липидных компонентов повышает стабильность клеточных и внутриклеточных мембран в условиях низких температур при гибернации. Впервые установлено, что у зимоспящих животных адаптивные приспособления к существованию при низких температурах проявляются на уровне отдельных белков-ферментов путем адекватного изменения кинетических характеристик и температурной зависимости активности мембрансвязанного фермента (АХЭ).

Впервые установлено, что у гомойотермных животных (крыс), в отличие от гетеротермных животных (сусликов), начальные этапы гипотермии и пролонгированная умеренная гипотермия (30°С) приводят к активации свободно-радикальных процессов в тканях и развитию окислительного стресса, что связано с повышением содержания прооксидантов. Впервые показано, что окислительный стресс приводит к повышению отрицательного поверхностного заряда и возникновению структурных изменений в мембранах гомойотермных животных при гипотермии таких, как повышение текучести аннулярных липидов, изменение степени погружения белков в липидный бислой, изменение структуры и редокс-состояния белков. В отличие от гетеротермного животного, гипотермия крыс оказывает повреждающее действие на активность мембраносвязан-ных ферментов (Na, К-АТФазы и АХЭ).

Теоретическая и практическая значимость.

На основе полученных фактов предложены схемы, объясняющие механизмы регуляции свободнорадикальных процессов и защиту мембран от окислительного повреждения у зимоспящих и незимоспящих животных. Обнаруженные в работе закономерности развития свободнорадикальных процессов при гипотермических состояниях различной глубины и длительности у зимоспящих и незимоспящих млекопитающих могут быть использованы для понимания эволюции адаптивных механизмов, контролирующих эти процессы. Установлены пути активации свободнорадикальных процессов и механизмы повреждения мембран при гипотермии гомойотермных животных, а также возможности их коррекции даларгином.

Полученные в данной работе факты о механизмах реализации антистрес-сорного, «антиоксидантного» и мембраностабилизирующего свойств даларгина в условиях гипотермии открывает новые перспективы его практического применения в медицине с целью управления адаптационными реакциями организма.

Результаты экспериментальной работы внедрены в учебный процесс в ходе чтения курса биохимии крови, спецкурсов (нейрохимия, экологическая биохимия, свободнорадикальные процессы в норме и патологии), при проведении больших практикумов в Дагестанском государственном университете и в Махачкалинском филиале Ростовского государственного университета. Методические элементы работы опубликованы в «Практикуме по биохимии» (Ростов-на-Дону, 2000).

Апробация работы. Результаты настоящего исследования доложены и обсуждены более чем на 30 научных симпозиумах и конференциях, в том числе: на 2-й Международной конференции «Успехи современной криобиологии» (Харьков, 1992), симпозиуме «Макрои микроуровни организации мозга» (Москва, 1992), научной конференции «Организованный мозг» (Москва, 1993), Международном симпозиуме «Физиолого-биохимические основы жизнедеятельности мозга» (Санкт-Петербург, 1994), конференции по функциональной нейрохимии (Пущино, 1996), 12-й Европейской нейрохимической конференции (Санкт-Петербург, 1998), II Международном симпозиуме «Физико-химические основы функционирования белков и их комплексов» (Воронеж, 1998), 17-м объединенном съезде Международного нейрохимического общества и 13-м съезде Европейского нейрохимического общества (Берлин, 1999), Международной конференции «Свободнорадикальные процессы: экологические, фармакологические и клинические аспекты» (Санкт-Петербург, 1999), Международной конференции «Свободнорадикальные процессы и антиоксиданты в развитии и функционировании нервной системы от плода к старению» (Санкт-Петербург, 2001), 18-м объединенном съезде Международного нейрохимического общества и 14-м съезде Европейского нейрохимического общества (Буэнос-Айрес, 2001), III съезде Российского биохимического общества (Санкт-Петербург, 2002), 19-м съезде Российского физиологического общества (Екатеринбург, 2004).

Работа выполнена на кафедре биохимии и в НИИ биологии ГОУ ВПО «Дагестанский государственный университет» в рамках госбюджетного финансирования по теме 2.1.00 «Молекулярные механизмы температурных адаптаций животных и растений к экстремальным факторам среды» (№ госрегистрации 1 200 118 053) и по программе «Университеты России» грант № 07.01.034 «Исследование влияния гипотермии на свободнорадикальные процессы и активность Na, К-АТФазы в мозге крыс».

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 64 работы.

213 ВЫВОДЫ.

1. В период гибернации устанавливается низкая скорость свободноради-кальных процессов в крови (плазма, эритроциты) и коре головного мозга сусликов. Толерантность тканей к окислительной модификации при этом достигается за счет значительного повышения активности антиоксидантной системы и обратимой перестройки мембранных структур. Изменения интенсивности сво-боднорадикальных процессов в тканях бодрствующих летом сусликов при искусственной гипотермии аналогичны зимней спячке, что свидетельствует о едином механизме регуляции этих процессов при гипотермических состояниях.

2. Защита липидных и белковых компонентов мембран от окислительной модификации при гибернации повышает устойчивость эритроцитов к повреждающим факторам и снижает интенсивность их внутрисосудистого гемолиза.

3. При зимней спячке и искусственной гипотермии сусликов происходят адаптивные изменения кинетических и термодинамических характеристик АХЭ мембран синаптосом и эритроцитов, направленные на повышение активности фермента при низких температурах тела.

4. Как умеренная кратковременная, так и пролонгированная гипотермия существенно стимулируют свободнорадикальные процессы в коре головного мозга и крови крыс. Активации свободнорадикальных процессов в тканях при гипотермии способствует повышение содержания прооксидантов. Нарушения, возникшие в системе антиоксидантной защиты при гипотермии, не исчезают и через неделю после низкотемпературного воздействия.

5. Окислительное повреждение и последующая дестабилизация мембраны при гипотермии приводит к внутрисосудистому гемолизу эритроцитов крыс.

6. Гипотермия у крыс существенно изменяет структурно-динамические характеристики мембран, структуру и редокс-состояние мембранных белков.

7. При искусственной гипотермии гомойотермных животных (крыс), в отличие от гетеротермных животных (суслики), адаптивные изменения кинетических и термодинамических характеристик мембранных ферментов (Na, К.

АТФазы и АХЭ) эритроцитов и синаптосом не происходят.

8. Парентеральное введение даларгина существенно не влияет на биохимический состав и свободнорадикальные процессы в крови и коре головного мозга контрольных крыс. На начальных этапах гипотермии даларгин оказывает антистрессорное, «антиоксидантное» и мембраностабилизирущее действие. Защитные эффекты даларгина, обнаруженные при умеренной гипотермии, исчезают по мере снижения температуры тела и пролонгирования гипотермии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Температурные адаптации у позвоночных представлены несколькими основными стратегиями, что обусловлено различием климатических условий в различных широтах, а также разнообразием других экологических факторов. Различают три главные стратегии температурных адаптаций: пойкилотермия, гомойотермия, гетеротермия (Проссер, 1988; Hachachka, Somero, 2002). Пойкилотермия эволюционно наиболее древняя стратегия адаптации. Механизмы, обеспечивающие эту адаптацию, в настоящее время наиболее изучены (Hazel, Prosser, 1974; Hachachka, Somero, 2002).

Для понимания механизмов температурных адаптаций у млекопитающих особый интерес представляют гетеротермия, при которой животное способно существенно менять температурный режим в различные сезоны года, а также в период гибернации. Примером этой стратегии является зимняя спячка мелких грызунов таких, как суслики. Способность зимоспящих животных обратимо снижать метаболизм во время зимней спячки является одним из важных приспособлений, выработанных в ходе эволюции. В результате этого животным экономится, включая и циклические пробуждения, до 88% энергии за весь сезон гибернации (Storey, 2001). При гибернации значительно снижается уровень окислительного метаболизма в тканях. Однако при этом сохраняется активная регуляция дыхания митохондрий и возможность его усиления в случае выхода температуры тела за пределы (0 — +16°С) зоны комфорта спячки (Buck, Barnes, 2000; Hashimoto et al., 2002), что обусловливает возможность генерации АФК и в торпидном состоянии.

Изменение интенсивности метаболизма в течение каждого баута должно сказаться и на интенсивности образования АФК в тканях. Поскольку зимняя спячка является адаптивной стратегией, то гибернирующие животные должны обладать эффективной системой регуляции свободнорадикальных процессов при частой смене физиологического состояния. Для того чтобы понять, как функционируют механизмы регуляции свободнорадикальных процессов в тканях зимоспящих животных, нами были исследованы интенсивность процессов окислительной модификации липидов и белков, а также активность компонентов антиоксидантной системы при гибернации и искусственной гипотермии.

Проведенные нами исследования показали, что для крови и коры головного мозга гибернирующих сусликов характерна низкая интенсивность процессов ПОЛ и окислительной модификации белков. Пониженная скорость свободнорадикальных процессов в исследованных тканях является, по-видимому, результатом гипотермии и гипометаболизма (Брустовецкий и др., 1987; Wang, Lee, 1996; Boyer, Barnes, 1999; Игнатьев и др., 2001), а, следовательно, и низкой скорости образования АФК. Низкая активность СОД в крови и коре головного мозга в этот период также свидетельствует об этом (Fridovich, 1986).

На разных этапах гибернационного периода после спонтанного пробуждения животных в крови и коре головного мозга активируются процессы ПОЛ. Это согласуется с тем, что в ходе пробуждения животного происходит смена одного метаболического состояния на другое, сопровождающаяся ишемией, реперфузией, повышением потребления кислорода, активацией метаболизма, интенсификацией многих ферментных комплексов и образования АФК (Toien et al., 2001; Drew et al., 2001; Carey et al., 2003). В этот период помимо митохондрий и пероксисом свой вклад в образование АФК могут внести миелоперокси-даза и НАДФН-оксидазы фагоцитов, микросомальные цитохром-Р45о системы, все три изоформы NO-синтазы, СОД, а также ксантиноксидаза (Drew et al., 2001; Zhou et al., 2001; Rice, 2002; Harrison, 2002).

Однако интерес представляет тот факт, что, несмотря на потенциальную возможность активации процессов образования АФК в ходе пробуждения, интенсивность свободнорадикальных процессов в исследованных нами тканях после пробуждения остается значительно ниже контроля. Это означает, что гипо-метаболизм не является единственной причиной низкой скорости свободнорадикальных процессов в тканях гибернирующих животных. Очевидно, у зимос-пящих животных имеются другие механизмы, поддерживающие свободноради-кальные процессы на низком, безопасном уровне.

Совокупность полученных нами результатов позволяет утверждать, что толерантность тканей зимоспящих животных к окислительному стрессу связана с наличием мощной антиоксидантной системы, регулирующей интенсивность свободнорадикальных реакций в тканях при частой смене физиологического состояния животных при гибернации.

Оказалось, что важнейшую роль в защите тканей от окислительного повреждения в период гибернации играют гидрофильные антиоксиданты. Причем, их роль в крови и нервной ткани возрастает по мере удлинения гибернаци-онного периода, а также после спонтанного пробуждения. Повышение активности гидрофильных антиоксидантов при низких температурах тела является универсальной реакцией гетеротермов, поскольку их активность возрастает в исследованных тканях и при искусственной гипотермии вне периода гибернации (летом). Считают, что при гибернации важную роль в защите тканей от АФК могут играть такие гидрофильные антиоксиданты, как аскорбат и глута-тион (Drew et al., 1999; 2004; Ma et al., 2004). Важность гидрофильных антиоксидантов заключается не только в их участии в перехвате свободных радикалов, восстановлении АФК, продуктов окислительной модификации, но и в восстановлении гидрофобных антиоксидантов в липидной фазе мембран (Antunes, 1996).

Дополнительную защиту тканей при гибернации осуществляет каталаза. Необходимость поддержания высокой активности каталазы при гибернации диктуется, по-видимому, следующими обстоятельствами. Как известно, дыхательный ацидоз, возникающий в результате задержки выведения С02 в тканях в торпидном состоянии во время пробуждения животного сменяется на ацидоз, вызванный накоплением молочной кислоты (Frerichs et al., 1994; Frerichs, Hal-lenbeck, 1998). Закисление среды может привести к освобождению металлов переменной валентности из лактоферина, трансферина, ферретина, церуло-плазмина, в результате чего они могут участвовать в реакциях Фентона и Хабе-ра-Вейса, стимулируя образование ОН-радикала (Hermes-Lima, Zenteno-Savin, 2002; Rice, 2002). В свою очередь, при гибернации, особенно в ходе пробуждения, активируются пути, приводящие к образованию Н202 (Drew et al., 1999).

Нейтрализация последнего каталазой позволяет избежать образования самого реакционоспособного гидроксильного радикала.

Низкая скорость свободнорадикальных процессов в тканях в гибернаци-онном периоде связана не только с наличием эффективной антиоксидантной системы, но и с особенностями мембран клеток. Об этом свидетельствует тот факт, что на всех этапах гибернации скорость процессов ПОЛ в инкубируемых in vitro пробах (эритроциты и ткань мозга) в среде, генерирующей АФК, намного ниже, чем в контроле. Низкая индуцибельность процессов ПОЛ при этом свидетельствует об адаптивной перестройке мембран, в результате которого уменьшается доступ прооксидантов к жирнокислотным радикалам фосфолипидов. Возможность быстрой регенерации радикала а-токоферола за счет высокой концентрации аскорбата (Antunes et al., 1996) в крови и тканях мозга при гибернации (Drew et al., 1999; 2004; Ma et al., 2004), также может способствовать защите мембранных структур от окисления.

Перестройка мембран эритроцитов, синаптосом и других клеток мозга при гибернации происходит из-за существенного изменения липидного состава (Лапинский, Невретдинова, 1987, 1991; Коломийцева и др., 1997, 2003), а также в результате обратимой латеральной сегрегации липидов мембран, с образованием отдельных липидных и белковых кластеров (Azzam et al., 2000). Специфическая упаковка липидов в мембране, в результате их обратимого расслоения при низких температурах тела, по-видимому, выполняет роль «структурного антиоксиданта».

Изменение липидного состава и низкая интенсивность окислительной модификации липидов и белков при гибернации способствует сохранению структурной целостности и высокой стабильности мембран, а также функциональных свойств, прежде всего барьерного. Об этом свидетельствуют результаты анализа кислотной резистентности эритроцитов. При спячке существенно повышается устойчивость эритроцитов к повреждающему действию кислотного гемолитика. Это означает, что в период гибернации снижается катионная проницаемость мембраны эритроцитов (Тюлина и др., 2000), т. е. возрастает ее барьерные свойства. И при искусственной гипотермии вне периода гибернации эритроциты сусликов обладают высокой кислотостойкостью. Действительно, при зимней спячке содержание ионов Na+ и К+ в эритроцитах поддерживается на уровне летнего контроля (Жегунов и др., 1985) за счет снижения пассивной проницаемости для катионов и относительно высокой активности Na, КАТФазы (Лапинский, Невретдинова, 1987; Жегунов и др., 1985).

Важным критерием, свидетельствующим о повышении стабильности мембран при гибернации, является низкая степень внутрисосудистого гемолиза эритроцитов. Повышение стабильности и пластичности мембраны при гибернации особенно важно для эритроцитов, вынужденных деформироваться при прохождении через узкие капилляры, раздвоенные сосуды и щели в селезенке (Бойтлер, 1981), в условиях, когда из-за низкой температуры тела возрастает вязкость и снижается скорость кровотока (Maclean, 1991).

При зимней спячке изменениям подвергаются не только липиды, но и белковые компоненты мембран. Об этом свидетельствует тот факт, что при гибернации в белках мембран эритроцитов и синаптосом в два раза снижается содержание сульфгидрильных групп. Однако при этом, не изменяется отношение доступных и скрытых SH-групп в белках. Снижение содержания тиоловых групп в мембранных белках не связано с их окислением. Эти данные свидетельствуют, с одной стороны, о конформационной стабильности мембранных белков при гибернации, с другой — о надежной защите их тиоловых групп от окисления. SH-группы мембранных белков имеют отношение к диффузии ионов натрия (Evans, Bielefeldt, 2000), поэтому снижение их количества может иметь адаптивное значение, способствующее сохранению ионного гомеостаза клеток при низких температурах тела.

О существенной перестройке белковых компонентов мембран при гибернации свидетельствуют и данные исследования АХЭ. При переходе сусликов от бодрствования к гибернации или искусственной гипотермии кинетические характеристики фермента из мембран эритроцитов и синаптосом мозга претерпевают изменения, и их специфичность зависит от того, в каких мембранах локализован фермент. Изменение кинетических свойств АХЭ при зимней спячке, может быть результатом изменения ее изоформ (Каранова, Буданцев, 1982) и/или характера взаимодействия с липидами мембраны (Frenkel et al., 1980; Tsakiris, 1985).

Однонаправленность изменений кинетических характеристик АХЭ при гибернации и искусственной гипотермии указывает на сходство механизмов, обеспечивающих эти адаптивные сдвиги, и, что они находится в постоянной готовности.

В отличие от кинетических свойств термодинамические параметры АХЭ мембран эритроцитов и синаптосом мозга в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии меняются сходным образом и плавно. Оказалось, что при гибернации и гипотермии на температурных кривых графика Аррениуса точки излома смещаются в низкотемпературную область. Наличие положительной корреляции между температурой тела и положением точки излома считается одним из механизмов низкотемпературной адаптации (Hazel, Prosser, 1974), которая достигается путем снижения вязкости липидного микроокружения ферментов. Такое снижение вязкости аннулярных липидов возможно в результате перемещения мембранных белков в зоны, содержащие более ненасыщенные липиды (Kanehisa, Tsong, 1978; Тимофеев, Прокопьева, 1997) в ходе их расслоения по мере снижения температуры тела (Azzam et al., 2000). Снижение вязкости липидного микроокружения, видимо, способствует более глубокому погружению фермента в липидный слой, а значит, площадь контакта фермента с липидами может увеличиться. О более тесной связи АХЭ с мембраной при гибернации свидетельствует заметное увеличение энергии активации выше точки излома. Линейная зависимость, обнаруженная нами, между разностью энтропии активации и разностью энергии активации при исследованных состояниях также свидетельствует об увеличении числа контактов липид-белок.

Основываясь на данных литературы (Лапинский, Невретдинова, 1987, 1991; Коломийцева и др., 1997, 2003; Azzam et al., 2000), мы полагаем, что при зимней спячке происходит изменение липидного состава мембран в месте локализации АХЭ, а это уже изменяет соответствующим образом конформацию молекулы фермента. Химический состав мембраны можно изменять плавно, что позволяет осуществлять более тонкую настройку каталитической активности мембранных ферментов.

Исходя из полученных нами результатов, можно привести следующие схемы, объясняющие механизмы регуляции свободнорадикальных процессов и адаптивной перестройки мембран в торпидном состоянии и спонтанном пробуждении сусликов в период гибернации (рис. 24).

Рис. 24. Механизмы регуляции свободнорадикальных процессов и защиты мембран от окислительного повреждения у сусликов в торпидном состоянии и при спонтанном пробуждении от зимней спячки.

Как видно на схеме, толерантность тканей к активным формам кислорода в торпидном состоянии обеспечивается гидрофильными антиоксидантами и за счет обратимой перестройки мембран, а при пробуждении — за счет активации различных звеньев антиоксидантной защиты и систем, участвующих в восстановлении поврежденных липидов и белков.

Зимняя спячка млекопитающих является ярким примером толерантной стратегии адаптации. Примером резистентной стратегии является реакция го-мойотермов на острое охлаждение (Кулинский, Ольховский, 1992). Сравнительный анализ двух механизмов адаптации, возможно, позволит выяснить механизмы патологического влияния гипотермии на строгие гомойотермы, а, следовательно, найти эффективные меры повышения их устойчивости к низкой температуре тела.

Анализ интенсивности свободнорадикальных процессов в крови и коре головного мозга крыс свидетельствует о развитии окислительного стресса. Пролонгирование (3 ч) умеренной гипотермии усиливает выраженность стресса. О развитии окислительного стресса при умеренной гипотермии свидетельствует повышение содержания продуктов ПОЛ и окислительной модификации белков в исследованных тканях.

В условиях холода у животных, поддерживающих высокую и относительно постоянную температуру тела, происходит увеличение уровня термоге-неза, способствующее сохранению температурного гомеостаза (Эмирбеков, Львова, 1985; Гурин, 1986; Тимофеев, Прокопьева, 1997). Рост уровня АФК в тканях при этом является следствием повышения потребления кислорода и активации окислительных процессов. Уже через 1−2 мин после холодового воздействия на крыс увеличивается потребление кислорода, которое достигает максимальной величины (50−70% выше уровня контроля) когда ректальная температура составляла 30−32°С (Чуйкин, Федорова, 1992; Чуйкин, Вовенко, 1993). На начальных этапах гипотермии возрастает активность окислительных ферментов, скорость дыхания и фосфорилирования в митохондриях (Кулин-ский, 1986; Волжина, 1992; Мирская, 2000), электронтранспортная цепь которых является основным источником свободных радикалов в клетке (Chow et al., 1999; Cadenas, Davies, 2000; Андреев и др., 2005). Активация моноаминоксида-зы (Войтенко, Корякина, 1991), СОД и аутоокисление катехоламинов, концентрации которых существенно увеличиваются в крови (Шкестерс и др., 1991; Козырева, 1999) и мозге (Эмирбеков и др., 1978; Voronova et al., 1992; Марченко и др., 1994), также может внести при этом определенный вклад в повышение уровня АФК в тканях.

Важную прооксидантную роль при гипотермии могут играть гемовое и негемовое железо (Clemens et al, 1985; Guitteridge, 1987; Buettner, Juzkiewcz, 1996), концентрации которых в крови резко повышаются по мере снижения температуры тела. В крови и тканях нет свободных ионов железа, способных участвовать в реакциях Фентона (Дубинина, 2001). Однако освобождению ионов железа из белоксвязанной формы может способствовать 02 * (Ying et al., 1999), NO (Меныцикова и др., 2000; Thomas et al., 2001) и ацидоз, возникающий на начальных этапах гипотермии (Эмирбеков, Львова, 1985).

Прооксидантную роль при гипотермии могут выполнять и среднемолеку-лярные пептиды, концентрации которых существенно увеличиваются в плазме крови. Большая часть СМП стимулируют процессы ПОЛ (Волчегорский и др., 1994).

Активация свободнорадикальных процессов при умеренной гипотермии приводит к компенсаторному повышению активности ферментативного и неферментативного звеньев антиокислительной системы тканей. Повышение емкости гидрофильных антиоксидантов в плазме крови при этом происходит, в том числе, и за счет возрастания содержания низкомолекулярных тиолов и мочевины.

Пролонгированная умеренная и глубокая гипотермия, в отличие от кратковременной умеренной гипотермии, приводит к истощению антиоксидантных резервов исследованных тканей, торможению активности СОД и каталазы, которое особенно выражено в мозге. Существенное ингибирование компонентов антиоксидантной защиты сохраняется и в течение недели после перенесенной гипотермии. Это свидетельствует о нарушении синтеза антиоксидантов и об окислительной модификации СОД и каталазы под действием оксидантов, которые способны окислять тиоловые группы, нитровать аминокислотные остатки, воздействовать на активные центры (Forman et al., 2004) и агрегировать молекулы этих ферментов (Наглер и др., 1991; Ji, Bennett, 2003). Вероятность этих событий при гипотермии доказана А. Г. Гасангаджиевой (1999). Она установила, что в условиях in vivo и in vitro унитиол и цистеин предотвращают снижение активности этих ферментов при гипотермии.

Известно, что при активации свободнорадикальных процессов происходит накопление в мембранах токсичных продуктов ПОЛ, свободных жирных кислот и лизолипидов, что увеличивает доступность жирнокислотных остатков фосфолипидов для прооксидантов (Грибанов, 1991; Ланкин и др., 2002). О такой возможности при гипотермии мы судили по накоплению в ткани мозга.

2+.

МДА при индукции ПОЛ in vitro системой Feаскорбат. Оказалось, что при умеренной гипотермии и, особенно, при ее пролонгировании (3 ч) существенно больше накапливается МДА в ткани мозга, чем в контроле. Индукция ПОЛ в мембранах эритроцитов различными АФК-генерирующими системами увеличивает их гемолиз при гипотермии. Эти результаты свидетельствуют о существенном нарушении структуры мембран клеток мозга и крови при умеренной гипотермии, в результате чего увеличивается доступ липидов для прооксидантов.

О повреждении мембран клеток при гипотермии свидетельствует также связывание с мембраной гемоглобина, снижение резистентности эритроцитов к кислотному гемолитику и ускорение их внутрисосудистого гемолиза.

При гипотермии, помимо окислительного повреждения, определенный вклад в дестабилизацию мембран клеток могут внести свободные жирные кислоты (Lovstad, 1986; Грибанов, 1991; Заводник и др., 1991). Существенное повышение уровня НЭЖК в плазме крови при умеренной гипотермии может способствовать их встраиванию в мембраны клеток (Титов, 1999 б). В мембране свободные жирные кислоты формируют локальные участки, в которых образуют ионные каналы, через которые начинается поток однои двухвалентных катионов по электрохимическому градиенту (Скрыпин и др., 1985; Заводник и др., 1991). Достаточно нескольких ионных каналов, чтобы начать неконтролируемый поток ионов. В цитозоль устремляются натрий и кальций, и клетку покидают калий и магний (Евдотиенко и др., 1996), что приводит к нарушению функций клеток (Орлов и др., 1987; Авдонин, Ткачук, 1994). И. Б. Заводник с соавт. (1995) полагают, что свободные жирные кислоты не только изменяют проницаемость мембраны для ионов, но и нарушают взаимоотношения липидов бислоя и встроенных в мембрану белков.

По мнению В. Н. Титова (1999 а, б), при различных экстремальных и патологических состояниях действие свободных жирных кислот формирует состояние, которое можно назвать метаболическим стресс-синдромом. Основу синдрома составляют повышение в крови содержания свободных жирных кислот и их токсическое действие на клетку. То, что свободные жирные кислоты при гипотермии могут встраиваться в мембраны клеток, подтвердили исследования А. А. Линчевской и Л. А. Кондратьевой (1989). Они при гипотермии обнаружили повышение содержания НЭЖК в мембранах эритроцитов крыс на 72%.

Исследование взаимодействия анионного флуоресцентного зонда АНС с эритроцитами показало, что по мере снижения температуры тела возрастает отрицательный поверхностный заряд мембраны. Повышение отрицательного поверхностного заряда мембран обычно является следствием окислительной модификации липидов и белков (Владимиров, Добрецов, 1980; Древаль, 1991; Климов и др., 2001), а также повышения доли анионных липидов (Линчевкая, Кондратьева, 1989; Харакоз, 2001). При гипотермии нами обнаружено достоверное повышение содержания кальция в плазме крови. Повышение поверхностного отрицательного заряда увеличит связывание кальция, который индуцирует локальные фазовые переходы в мембране эритроцитов. Как полагают (Харакоз, 2001), в процессе фазового перехода, вызванного кальцием, в мембране могут возникнуть напряжения, приводящие к появлению локальных разрывов и формированию трансмембранных водных пор.

Определенную роль в дестабилизации мембран эритроцитов при гипотермии могут оказать и СМП. Мембранотоксические эффекты СМП обусловлены тем, что они нарушают транспортные и механические свойства мембран эритроцитов, вызывая, в конечном счете, их гемолиз (Галактионов, 1991).

Таким образом, причинами усиленного гемолиза эритроцитов при гипотермии могут быть окислительное повреждение мембраны, повышение в них доли свободных жирных кислот и анионных липидов, а также токсические эффекты СМП.

Известно, что АФК и продукты ПОЛ вызывают окислительную деструкцию белков и инактивацию мембранных ферментов (Stadtman, 1990; Hawkins, Davies, 2001). Исследование важнейшего мембранного фермента эритроцитовNa, К-АТФазы показало, что ее активность при глубокой гипотермии (20°С) заметно снижена. Оказалось, что степень ингибирования фермента зависит от количества мембраносвязанного гемоглобина. Ингибирование Na, К-АТФазы при гипотермии снижает энергозависимый транспорт ионов и в условиях повышения неспецифической проницаемости мембран приводит к нарушению ионного гомеостаза эритроцитов.

Активность Na, К-АТФазы при глубокой гипотермии снижается и в мембранах синаптосом. При гипотермии изменяются и кинетические свойства фермента: снижается Vm и Кт .

Одним из возможных механизмов изменения активности и кинетических характеристик Na, К-АТФазы исследованных мембран при гипотермии является влияние АФК или продуктов ПОЛ в окружении фермента. Стимуляция образования АФК в суспензии синаптосомальных мембран приводила к снижению активности Na, К-АТФазы (Gilbert, Sawas, 1983). Очищенный фермент также чувствителен к свободным радикалам (Болдырев и др., 1996). Сравнение чувствительности к окислению Na, К-АТФазы из почек, содержащей только al-субъединицу, и из мозга крыс, содержащей также а2- и аЗ — субъединицы, показало, что al — изоформа более устойчива к окислительной модификации, в то время как а2- и аЗ — изформы гораздо легче теряют свою активность при окислении (Болдырев, 2001; Капля, Мищук, 2001). По данным авторов окислению подвергается в основном сульфгидрильные группы, и снижение активности хорошо коррелирует с их убылью, а внесение в среду аскорбата, цистеина и дити-отретиола после окислительной модификации приводит к восстановлению и исходного количества SH-групп, и активности фермента. Разные изоформы фермента незначительно различаются по количеству остатков цистеина, входящих в их состав (23 в al, 24 в а2 и 24−25 в аЗ). В связи с этим более высокая чувствительность Na, К-АТФазы из мозга к окислению по сравнению с ферментом из почек связывают (Болдырев, 2001) с различием не только в количестве тиоловых групп, но и в их локализации (экспонированности). Следует отметить, что, по нашим данным, при глубокой гипотермии в мембранах синаптосом возрастает количество именно доступных тиоловых групп, что еще более повышает их чувствительность к АФК.

Торможение активности Na, К-АТФазы под действием АФК обратимо, и поэтому оно может носить регуляторный (адаптационный) характер. Однако для этого необходимо наличие в клетке достаточного количества восстановительных эквивалентов или антиоксидантов (Therien, Blostein, 2000; Болдырев, 2001; Лопина, 2001). Подавление антиоксидантной системы при гипотермии уменьшает вероятность восстановления активности Na, К-АТФазы, а, следовательно, будут нарушены процессы, контролируемые ферментом.

При гипотермии кроме окислительной модификации существуют и другие причины, способствующие снижению активности Na, К-АТФазы. Ингиби-рующее влияние на Na, К-АТФазу эритроцитов при гипотермии оказывает гемоглобин, содержание которого в мембране существенно возрастает. Кроме того, СМП (Галактионов, 1991) и свободные жирные кислоты (Swarts et al., 1990), связываясь с мембраной, могут усиливать ингибирующее действие гипотермии на активность фермента.

При низких температурах тела изменяется активность и кинетические характеристики другого мембранного фермента — АХЭ. Эффект гипотермии на фермент из мембран эритроцитов и синаптосом различается. АХЭ из мембран синаптосом более чувствительна к ингибирующему действию гипотермии. Ингибирование АХЭ из мембран синаптосом при гипотермии, возможно, также связано с ее окислительной модификацией. Установлено, что 02″ и ОН' инги-бируют очищенную и связанную с мембраной АХЭ (Goldstein et al., 1980; Weiner et al., 1994). Особенности изменения кинетических свойств АХЭ в исследованных типах мембран при гипотермии, возможно, объясняется сайтспе-цифическими различиями в модификации фермента под действием АФК.

Mishra, Delivoria-Papadopoulos, 1999).

В отличие от кинетических свойств термодинамические характеристики исследованных ферментов мембран эритроцитов и синаптосом при гипотермии не изменяются, несмотря на существенные различия в их локализации в мембране (Boschetti, Brodbeck, 1996; Massoulie, 2002; Kaplan, 2002). При гипотермии не меняется как положение точки излома на графике Аррениуса, так и значения энергий активации Na, К-АТФазы и АХЭ. Позиции перегиба на графике Аррениуса для этих ферментов определяются температурой фазового перехода липидов в их окружении (Sihotang, 1976; Frenkel et al., 1980; Tsakiris, 1985; Болдырев, 1979, 2001). Выше было отмечено, что при снижении температуры происходит латеральная сегрегация липидов мембран, с образованием отдельных липидных и белковых кластеров (Azzam et al., 2000). В процессе расслоения ненасыщенные липиды перемещаются из липидных кластеров в липид-белковые зоны, в результате липидные зоны становятся ригидными (Кагава, 1981; Тимофеев, Прокопьева, 1997). Считают, что в липид-белковые зоны больше встраиваются и НЭЖК (Заводник и др., 1995). Обнаруженное нами снижение микровязкости зон белок-липидных контактов в мембране эритроцитов по мере снижения температуры тела действительно свидетельствует о повышении доли ненасыщенных липидов в окружении белков. Повышение доли длинноцепочечных полиненасыщенных жирных кислот в аннулярных липидах делает их уязвимыми для прооксидантов. Зимоспящие животные решают проблему защиты липидов этих областей за счет накопления в них гидрофобных антиоксидантов (Калабухов, 1985), а также их гидрофильных синергистов в клетках (Drew et al., 1999; 2004; Ma et al., 2004). Для гомойотермов, очевидно, это серьезная проблема особенно при глубокой гипотермии, когда антиокси-дантные резервы сильно истощены. Более высокая скорость пероксидации и повышение структурированности липидов по мере снижения температуры тела, видимо, компенсирует возрастание текучести аннулярных липидов, в результате чего существенно не меняется температура их фазового перехода, а следовательно, не меняются позиции перегиба на кривых Аррениуса Na, К-АТФазы и.

АХЭ. Не исключено также, что изменение конформации самих молекул ферментов компенсирует снижение вязкости аннулярных липидов (Горбунов, 1993).

Окислительная модификация компонентов мембраны и латеральная сегрегация липидов при гипотермии может изменить расположение в мембране белков и их конформацию. Об этом свидетельствуют результаты измерения триптофановой флуоресценции мембранных белков. При гипотермии 30 °C возрастает эффективность переноса энергии с триптофановых остатков мембранных белков эритроцитов на пирен, что может быть следствием снижения степени погружения белков в липидный бислой (Добрецов и др., 1978). При умеренной гипотермии это связано, видимо, с появлением на поверхности белков дополнительных гидрофильных группировок в процессе их окислительной модификации. В отличие от умеренной, при глубокой гипотермии снижается эффективность переноса энергии электронного возбуждения с триптофановых остатков мембранных белков на пирен. Эти результаты указывают, скорее всего, на ассоциацию или агрегацию белков, поскольку по мере снижения температуры происходит латеральное сжатие более жидких зон вокруг белков, что ведет к агрегации белковых молекул (Тимофеев, Прокопьева, 1997). Агрегация мембранных белков при этом может быть также результатом влияния АФК, приводящих к образованию битирозинов, дисульфидных связей и др. (Горбунов, 1993; Dean et al., 1997), либо результатом образования белок-белковых и белок-липидных связей под действием поперечно-сшивающих продуктов ПОЛ типа МДА (Заводник и др. 1995), что способствует экранировке триптофанилов. Существенное увеличение количества дисульфидных связей в белках мембран эритроцитов и синаптосом при гипотермии подтверждает возможность их агрегации. Результаты электрофоретического исследования белков плазмы крови и мозга крыс при гипотермии также свидетельствуют об их агрегации (Михай-ленко, 1985; Исмаилова, 2004).

Гипотермия не только стимулирует окисление, но меняет соотношение тиоловых групп в белках. При умеренной гипотермии в мембранах эритроцитов и глубокой гипотермии в мембранах синаптосом снижается количество скрытых (труднодоступных) и возрастает количество поверхностных (легкодоступных) тиоловых групп. Перераспределение тиоловых групп свидетельствует о температурозависимых структурных перестройках мембранных белков при гипотермии (Адамчик, Милютин, 1989).

Исходя из полученных нами результатов, можно привести следующую схему, объясняющую механизмы повреждения мембран при гипотермии (рис. 25).

Рис. 25. Пути активации свободнорадикальных процессов и механизмы повреждения мембран при гипотермии.

Таким образом, гипотермия гомойотермов, в отличие от гипотермических состояний гетеротермов, стимулирует образование АФК в тканях, что приводит к окислительной модификации липидных и белковых компонентов мембран, изменению их структурно-функциональных свойств, дестабилизации и, в конечном счете, лизису клеток. Очевидно, для защиты клеток и тканей от окислительного повреждения и повышения их терморезистентности при гипотермии необходимо предупредить активацию процессов, приводящих к образованию АФК. Активация свободнорадикальных процессов при гипотермии у гомойо-термов является следствием холодовой стрессорной реакции (Куликов и др., 1988; Тимофеев, Прокопьева, 1997). Для предупреждения холодового стресса, а, следовательно, опосредованного им образования АФК в тканях крыс оправдано использование опиоидных пептидов, в частности, даларгина. Это пептид ограничивает гиперактивацию симпато-адреналовой системы, не вызывая «химической симпатэктомии» (Лишманов и др., 1997 а), что важно для выживания при гипотермии. Кроме того, было установлено, что даларгин при его внутри-брюшинном введении крысам снижает интенсивность процессов ПОЛ мембран различных тканей в норме и при стрессе (Короткина и др. 1990, 1992; Лишманов и др., 1991, 1992). Эти и другие данные послужили причиной использования даларгина для коррекции свобонорадикальных процессов в тканях и структурно-функциональных свойств мембран при гипотермии.

Проведенные нами исследования показали, что при кратковременной гипотермии 30 °C введение даларгина предупреждает активацию процессов ПОЛ в крови и мозге. При этом пептид препятствует интенсификации и окислительной модификации белков: на фоне даларгина меньше накапливаются в плазменных белках карбонильные группы и дисульфидные связи. Таким образом, даларгин предупреждает развитие окислительного стресса на начальных этапах гипотермии. «Антиоксидантное» действие даларгина связано, видимо, со снижением генерации АФК, поскольку при гипотермии на фоне далагина существенно не изменяется активность компонентов антиоксидантной защиты исследованных тканей.

Исследования, проведенные нами на модельной системе, показали, что даларгин в использованной дозе не обладает непосредственным антиоксидант-ным действием (рис. 26). Лишь при увеличении концентрации пептида на 3 порядка наблюдается антиоксидантный эффект, что, видимо, связано с наличием в его структуре концевого аргинина (Милютина и др., 1990). Следовательно, реализация эффектов даларгина осуществляется взаимодействием со своими рецепторами.

Рис. 26. Зависимость антиоксидантного эффекта даларгина от его концентрации на модели окисления линоленовой кислоты.

Даларгин является неселективным пептидным агонистом ци 5-опиатных рецепторов (Лишманов, Маслов, 1994). Рецепторы опиоидных пептидов относятся к суперсемейству рецепторов, сопряженных с G-белками. Эффекты их возбуждения реализуются посредством изменения ионной проницаемости клеточной мембраны, изменения внутриклеточного содержания циклических нук-леотидов, интенсивности фосфоинозитидного обмена, а также активности кальций-кальмодулин-зависимых протеинкиназ (Осадчий, Покровский, 2ООО).

Недавно Т. Ю. Реброва с сотр. (2001) попытались выяснить роль ци 8-опиатных рецепторов в повышении устойчивости изолированного перфузируе-мого сердца к свободнорадикальному повреждению. Выяснилось, что предварительное внутривенное введение in vivo 5-агонистов опиатных рецепторов увеличивает резистентность сарколеммы кардиомиоцитов к повреждающему действию окислительного стресса в изолированном сердце крысы in vitro. Стимуляция 8-рецепторов предупреждала накопление продуктов ПОЛ и ингибирование СОД, индуцируемое действием на миокард АФК. Кардиопротекторный и «антиоксидантный» эффекты 8-агонистов полностью отменялись предварительным in vivo введением б-антагониста — ICI 174,864. По данным авторов, стимуляция (i-опиатных рецепторов in vivo не оказывала защитного эффекта на изолированный миокард от кардиотоксического действия АФК. Однако остается открытым вопрос о механизмах опиатергической регуляции свободноради-кальных процессов при этом.

Снижение интенсивности образования АФК при гипотермии 30 °C при введении даларгина, по-видимому, является результатом предупреждения пептидом повышения в крови и тканях уровня стрессорных гормонов, а также их вторичного посредника в клетках — цАМФ (Маслов, Лишманов, 1994; Лишма-нов и др., 1997 аОсадчий, Покровский, 2000). В этих условиях не происходит мобилизация липидов и углеводов, а, следовательно, не активируются окислительные процессы в тканях. Кроме того, даларгин, как и все опиоиды, угнетает частоту дыхания и его глубину (Лишманов, Маслов, 1994). Установлено, что даларгин снижает основной обмен и потребление кислорода тканями (Золоев, 1988). Пептид способен снижать уровень АФК, ингибируя ксантиноксидазу (Шлозников и др., 1990; Короткина и др., 1990; 1992) и моноаминоксидазы в тканях (Абилова и др., 1990).

Немаловажное значение в ограничении свободнорадикальных процессов при кратковременной умеренной гипотермии имеет снижение уровня железа, свободного гемоглобина и среднемолекулярных пептидов в плазме крови на фоне даларгина, что устраняет их прооксидантное действие и токсические эффекты.

Выраженное «антиоксидантное» действие даларгина, обнаруженное при кратковременной умеренной гипотермии, почти полностью исчезает после ее пролонгирования или дальнейшего снижения температуры тела (гипотермия 20°С). Отсутствие защитного эффекта даларгина при этом нельзя объяснить его низкой стабильностью, поскольку в использованной нами дозе при его внутри-брюшинном введении пептид в течение 5 ч поддерживал низкий уровень МДА в печени (Кроткина и др., 1992). Очевидно, при пролонгированной умеренной и глубокой гипотермии в тканях происходят более серьезные нарушения по сравнению с начальными этапами гипотермии и даларгин не в состоянии осуществлять их коррекцию. Опиатные рецепторы весьма чувствительны к действию АФК (Белаконева, Зайцев, 1993; Тюрин и др., 1991). Возможно, при пролонгированной умеренной и глубокой гипотермии происходит снижение аффинности опиатных рецепторов к своим лигандам из-за их окислительного повреждения. Глубокая гипотермия также существенно снижает чувствительность рецепторов к своим лигандам (Плотников и др., 1987).

Предупреждение даларгином окислительного стресса на начальных этапах гипотермии способствует повышению стабильности и структурной устойчивости клеточных мембран. Пептид снижает скорость пероксидации липидов мозга в условиях in vitro в присутствии прооксидантов (Feаскорбат) при гипотермии 30 °C, а также эффективно препятствует стимуляции перекисного гемолиза эритроцитов. Эти данные свидетельствуют о том, что даларгин в условиях умеренной гипотермии способствует сохранению запасов антиоксидантов в мембранах, а также препятствует возникновению структурных нарушений в мембранах, приводящих к повышению доступности жирнокислотных радикалов липидов для прооксидантов.

В условиях гипотермии даларгин полностью предотвращает повышение отрицательного заряда мембраны эритроцитов. Такое действие даларгина можно объяснить тем, что введение пептида при гипотермии тормозит процессы ПОЛ в эритроцитах, а также накопление в плазме крови НЭЖК и, следовательно, уменьшает их встраивание в мембраны эритроцитов.

О мембраностабилизирующем эффекте даларгина при умеренной гипотермии свидетельствует низкая интенсивность индуцированного кислотой (НС1) гемолиза и внутрисосудистого гемолиза эритроцитов.

В условиях умеренной гипотермии даларгин стабилизирует структурно-динамические характеристики мембран. Пептид снижает микровязкость зон бе-лок-липидных контактов и предупреждает снижение эффективности безызлунательного переноса энергии с мембранных триптофанилов на пирен, т. е. препятствует изменению степени погруженности белков в липидный бислой. Такой эффект пептида можно объяснить снижением степени окислительной модификации мембранных белков и липидов в их окружении, в результате чего не меняется полярность липидной фазы, а соответственно и конформация, и расположение белков в мембране (Деев и др., 1987).

Исходя из полученных нами результатов, можно привести следующую схему влияния даларгина на сводобнорадикальные процессы и структурно-функциональное состояние мембран при гипотермии (рис. 27).

Рис. 27. Пути коррекции даларгином свободнорадикальных процессов и защиты мембран от окислительного повреждения на ранних этапах гипотермии.

Как видно на схеме, основой протекторного действия даларгина при гипотермии является антистрессорный эффект, в результате этого снижается генерация АФК, скорость свободнорадикальных процессов, встраивание НЕЖК в мембраны, что предотвращает дестабилизации мембран. Защитные эффекты даларгина проявляются только на начальных этапах гипотермии, поэтому дальнейший поиск методов повышения устойчивости клеток и тканей гомойотер-мов к низким температурам является весьма актуальным.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Р.А. Свободные аминокислоты и аминокислотный состав мозга при гипотермии и в постгипотермическом периоде: Автореф. канд. биол. наук. — Ереван, 1982. — 24 с.
  2. Р.А., Эмирбеков Э. З. Активность аргиназы мозга и печени при гипотермии//Укр. биохим. журн.-1991.-Т. 63, № 2.-С. 108−111.
  3. Г. А., Сергутина А. В., Герштейн Л. М. Изучение превентивного действия даларгина на активность некоторых ферментов обмена медиаторов в мозге при гипотермии // Механизмы зимней спячки. Тез. докл. Всесоюз. симп. Махачкала, 1990.-С. 13−14.
  4. П.В., Ткачук В. А. Рецепторы и внутриклеточный кальций. М., 1994.-С. 29−43.
  5. Н.Ф. Биохимические механизмы адаптации к меняющимся условиям среды у позвоночных: роль липидов // Журн. эволюц. биохим. и физиол. -1999. Т. 35, № 3. — С. 170−180.
  6. Е.И., Милютин А. А. Структурная организация синаптических мембран мозга животных разного возраста // Нейрохимия. 1989. — Т. 8, № 1. -С. 47−55.
  7. Г. А., Алишев Н. В., Бернштейн В. А., Буков В. А. Общее охлаждение организма. Л.: Медицина, 1977. — 184 с.
  8. Е.К., Максименко В. А., Шепелёв А. П. Динамика показателей обмена липидов при острой гипотермии // Физиол. журн. СССР. 1973. — Т. 59,№ 5.-С. 814−817.
  9. Е.К., Юфит П. М., Аствацатурьян А. Т., Тарасов Е. К. Влияние гипотермии и последующего самосогревания на состав липидов различных органов и биосинтез их в печени // Изв. СКНЦ ВШ. Ест. науки. 1984. — № 3. -С. 86−88.
  10. Л.И., Кожемякин А. А., Кишкун А. А. Модификация метода определения перекисей липидов в тесте с тиобарбитуровой кислотой // Лаб. дело.- 1988.-№ 11.-С. 41−43.
  11. Е.С., Слепушкин В. Д., Золоев Г. К. Взаимодействие опиоидных пептидов и кальцирегулирующих желез при стрессе // Пат. физиол. и экспе-рим. терапия. 1988.-№ 1.-С. 36−38.
  12. К.Б., Асланиди Г. В., Вачадзе Д. М., Зинченко В. П., Любас Ю. А., Потапова Т. В. О возможном участи ионного стресса в холодовой гибели клеток // Биол. мембраны. 1997. — Т. 14, № 1. — С. 50−64.
  13. Г. А., Шифман М. И. Нейрохимические процессы в центральной нервной системе при гипотермии. Киев: Наукова Думка, 1989. — 152 с.
  14. Ю.И. Термогенез и мышечная деятельность при адаптации к холоду. Л.: Наука, 1981. — 105 с.
  15. В.В., Никанорова Т. М., Поляков С. Д., Тагиева Т. А. Деградация малонового диальдегида в эритроцитах и её возрастные, сезонные и суточные изменения // Вопр. мед. химии. 1988. — № 6. — С. 27−30.
  16. В.А., Брехман И. И., Голоткин В. Г., Кудряшов Ю. Б. Перекисное окисление и стресс. СПб.: Наука, 1992. — 142 с.
  17. О.С., Зайцев С. В. Роль мембранных липидов в регуляции функционирования рецепторов нейромедиаторов // Биохимия. 1993. — Т. 58, вып. 11.-С. 1685−1708.
  18. М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов М.: Медицина, 1989.-368 с.
  19. Ю.И., Кубарко А. И., Третьякович А. Г., Горбачёв В.В., Сахарчук
  20. B.П. Исследование изменения метаболизма липидов и теплообмена в условиях кратковременного и длительного воздействия холода и тепла на животных в эксперименте // Физиол. и фармакол. терморегуляции. Минск, 1978.-С. 13−26.
  21. Э. Нарушения метаболизма эритроцитов и гемолитическая анемия -М.: Медицина, 1981. 256 с.
  22. А.А. Роль липидов в функционировании Na, К-активируемой аденозинтрифосфатазы // Научн. докл. высш. школы. Биол. науки 1979. -№ 3. — С. 5−17.
  23. А.А. Функциональная активность Na, К-АТФазы тканей в норме и при патологии //Укр. биохим. журн. 1992. — Т.64, № 5. — С. 3−10
  24. А.А. Парадоксы окислительного метаболизма мозга // Биохимия -1995.-Т. 60, вып. 9.-С. 1536−1542
  25. Болдырев А.А. Na/K-АТРаза как олигомерный ансамбль // Биохимия. 2001. -Т. 66, вып. 8.-С. 1013−1025.
  26. А.А., Булыгина Е. Р., Крамаренко Г. Г. Является ли Na, К-АТФаза мишенью окислительного стресса? // Бюл. эксп. биол. и мед. 1996. -№ 3.1. C. 275−278.
  27. С.В., Ушакова И. П., Левина Л. Ф., Серебренникова Г. А., Евстигнеева Р. П. Изучение взаимодействия гемоглобина с фосфолипидными везикулярными мембранами различного состава // Биоорг. химия. 1985. — Т. 11, № 10.-С. 1385−1390.
  28. Н.Н., Маевский Е. И., Гогвадзе В. Г. Возможные биохимические механизмы подавления окислительного метаболизма у зимоспящих животных // Механизмы зимней спячки. Пущино, 1987. -С. 32−39.
  29. .М., Вольчегорский И. А., Пужевский А. С., Яровинский Б. Г., Лифшиц Р. И. Среднемолекулярные пептиды крови как эндогенные регуляторы перекисного окисления липидов в норме и при термических ожогах // Вопр. мед. химии. 1991.-Т. 37,№ 1.-С. 23−25.
  30. Т.У., Кухта В. К. Колькасць прадуктау пераюснага оюслення лшщау i стан антыаюсляльной ахоунай сютэмы эритрацытау ва умовах аха-ладжэння аргашзма // Весщ АН БССР. Сер. 6ian. наук. 1988 а. — № 5. — С. 64−67.
  31. Т.В., Кухта В. К. Применение а-токоферола ацетата для коррекции процесса перекисного окисления липидов эритроцитов при общей гипотермии организма // Здравоохр. Белоруссии. 1988 б. — № 8. — С. 45−48.
  32. Т.В., Кухта В. К., Королёв А. Р. Сезонные различия в антиоксидантной защите эритроцитов при общей перфузионной гипотермии организма // Здравоохр. Белоруссии. 1990. — № 7. — С. 26−29.
  33. В.П., Подгорный Ю. К., Подгорная Л. М. Показатели резистентности эритроцитов человека к окислительному стрессу // Вопр. мед. химии. 1989. — Т. 35, № 5. — С. 35−39.
  34. В.А., Булгаков С. А., Полонский В. М. Создание даларгина, история и этапы исследований // Актуальные вопросы гастроэнтерологии. М., 1991.-С. 9−14.
  35. Ю.А. Роль нарушений свойств липидного слоя мембран в развитии патологических процессов // Пат. физиол. и эксп. терапия. 1989. -№ 4.-С. 7−19.
  36. Ю.А., Арчаков А. И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. — 252 с.
  37. Ю.А., Добрецов Г. Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М.: Наука, 1980. — 320 с.
  38. В.В., Прокофьев В. Н., Шерстнёв К. Б. Влияние повышенного давления кислорода на стабильность мембран эритроцитов кроликов // Изв. СКНЦ ВШ. Естеств. науки. 1987. — № 4. — С. 110−112.
  39. Н.Н., Корякина Л. А. Особенности функционирования моноами-ноксидазы типа, А мозга крыс и зимоспящих сусликов под влиянием гипотермии // Пробл. криобиол. 1991. — № 4. — С. 43−47.
  40. Н.Г. Активность окислительных ферментов цикла Кребса в головном мозге при гипотермии // Вопр. мед. химии. 1979. — № 3. — С. 308−311.
  41. Н.Г. Углеводный и энергетический обмен головного мозга при адаптации к переохлаждениям: Автореф. докт. биол. наук. Ростов-на-Дону, 1992.-35 с.
  42. Я.В., Лацис А. Т. Глубокая гипотермия в кардиохирургии детского возраста. Л.: Медицина, 1977. — 151 с.
  43. И.А., Вальдман Б. М., Скобелева Н. А., Яровинский В. Г., Лиф-шиц Р.И., Зурочка А. В. О патогенетическом значении антиоксидантных свойств среднемолекулярных пептидов при термических ожогах // Вопр. мед. хим. 1994 б. -№ 2. — С. 28−32.
  44. И.А., Налимов А. Г., Яровинский Б. Г., Лифшиц Р. И. Сопоставление различных подходов к определению продуктов ПОЛ в гептан-изопропанольных экстрактах крови // Вопр. мед. хим. 1989. — Т. 35, № 1.-С. 127−181.
  45. А.Г. Антиоксидантная активность тканей адаптированных к холоду крыс при гипотермии и самосогревании: Дисс.. канд. биол. наук. -Махачкала, 1999. 145 с.
  46. Н.М., Гаврильева Е. Е., Гевондян B.C., Модянов Н. Н. Анализ ди-сульфидсодержащих фрагментов Na, К-АТФазы. Определение числа дисульфидных связей сс-субъединицы // Биол. мембраны 1993. — Т. 10, № 6. -С. 632−640.
  47. Р.Н., Крыжановский Г. Н. Функциональная биохимия синапсов. М.: Медицина, 1978.-328 с.
  48. Н.В. Влияние структурной модификации мембранных белков на липид-белковое взаимодействие в мембранах эритроцитов человека // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1993. -№ 11.-С. 488−491.
  49. Г. А. Особенности структуры и биологическая роль лизофосфоли-пидов // Вопр. мед. химии. 1991. — Т. 37, № 4. — С. 2−10.
  50. В.Н. Обмен липидов при гипотермии, гипертермии и лихорадке. -Мн.: Беларусь, 1986. 190 с.
  51. В.Н. Синаптическая нервная система и регуляция температуры тела у эндотермных животных // Усп. фзиол. наук. — 1989. Т. 20, № 2. — С. 3−19.
  52. Г. Ф., Шаталов В. Н. Антистрессорный эффект даларгина при иммо-билизационном стрессе у крыс // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1991. — Т. 61,№ 6.-С. 617−619.
  53. А.И., Осис Ю. Г., Формазюк В. Е., Владимиров Ю. А., Ланкин В. З. Увеличение содержания воды в липидной фазе липопротеинов при перекисном окислении // Биофизика. 1983. — Т. 28, вып.4. — С. 629−631.
  54. Н.У., Шортанова Т. Х., Эмирбеков Э. З. Нейрохимия зимней спячки млекопитающих Л.: Наука, 1988. — 137 с.
  55. М.Л., Левченко Л. И., Промыслов М. Ш. Процессы перекисного окисления липидов при черепно-мозговой травме // Нейрохимия. 1990. -Т.9,№ 1.-С. 108−110.
  56. Г. Е. Флуоресцентные зонды в исследовании клеток, мембран и липопротеинов. М.: Наука, 1989. — 277 с.
  57. Г. Е., Вешкин Н. Л., Владимиров Ю. А. Различия пространственной организации белково-липидных комплексов мембран эндоплазматического ретикулума печени и саркоплазматического ретикулума // ДАН СССР. -1978. Т. 239, № 5. — С. 1241−1244.
  58. В.И. Изменение липидного и белкового компонентов плазматических мембран тимуса при перекисном окислении липидов // Биохимия. -1991.-Т. 56, вып. 9.-С. 1613−1619.
  59. Е.Е. Активность и свойства супероксиддисмутазы эритроцитов и плазмы крови человека в онтогенезе // Укр. биохим. журн. 1988. — Т. 60, № З.-С. 20−24.
  60. Е.Е. Роль активных форм кислорода в качестве сигнальных моле-ул в метаболизме тканей при состояниях окслительного стресса // Вопр. мед. химими. 2001. — Т. 47. — С. 561−581.
  61. Е.Е., Шугалей А. В. Окислительная модификация белков // Усп. совр. биол. 1993. — Т. 113, вып. 2. — С. 71 — 81.
  62. Ю.В., Кудзина Л. Ю., Медведев Б. И., Юрков И. С. Непосредственное участие фосфолипидов в трансмембранном переносе ионов калия // Биол. мембраны. 1996. — Т. 13, № 5. — С. 529−536.
  63. Н.Р., Рылеева Н. Н., Судакова Н. М., Онегина Л. К. Регуляция уровня ацетилхолинэстеразы микросом мозга и печени крыс как проявление трофической функции ацетилхолина // Физиол. журн. СССР. 1983. — Т. 69, № 4.-С. 554−557.
  64. Г. Ф. Биохимические и ультраструктурные основы функциональной активности сердца зимоспящих животных: Дисс. докт. биол. наук. Харьков, 1990.-265 с.
  65. Г. Ф., Готидзе Е. А. Особенности деградации белков у сусликов на разных этапах баута // Криобиология. 1992. — № 2. — С. 22−33.
  66. Г. Ф., Гулевский А. К., Грищук В. П. Свойства ионных насосов различных тканей гетеротермных животных // Биохимические механизмы зимней спячки и естественного сна. Тез. докл. Всес. симп. Махачкала, 1985. — С. 40.
  67. Г. Ф., Загоруйко Г. Е. Возможная роль лизосом в поддержании белкового гомеостаза кардиомиоцитов сусликов в период зимней спячки // Влияние охлаждения на биологические объекты. Харьков, 1990. — С. 55−59.
  68. Д.А., Сухова Г. р., Сухов В. П. Анализ изменений частоты сердцебиений и температуры суслика Citellus undulatus в различных физиологических состояниях // Общая биология. 2001. — Т. 62, № 1. — С. 66−77.
  69. .Г. Окислительная модификация белков плазмы крови при гипотермии и на фоне введения даларгина: Автореф.. канд. биол. наук. -Махачкала, 2004. 22 с.
  70. Я. Биомембраны. М.: Высш. школа, 1985. — 303 с.
  71. A.M., Маслова М. Н., Шалабодов А. Д. Исследование активности Na, К- АТФазы в эритроцитах млекопитающих // Биохимия. 1984. — Т. 49, № 7.-С. 1089−1095.
  72. Э.И. Динамика содержания некоторых микроэлементов в тканях печени, сердечной и скелетной мышц кроликов при гипотермии // Теоретич. пробл. действия низких температур на организм. Владимир, 1972. — Ч. 1. -С. 92−95.
  73. Н.И. Спячка млекопитающих. М.: Наука, 1985. — 259 с.
  74. А.А., Мищук Д. О. Изоферменты Na, К- АТФазы возбудимых тканей при патологических состояниях // Укр. биохим. журн. 2001. — Т. 73, № 5. — С. 17−22.
  75. М. В., Буданцев А. Ю. Влияние внутибрюшинного введения физо-стигмина на множественные формы ацетилхолинэстеразы в различных структурах мозга // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1982. — № 3. — С. 458−461.
  76. В.Н., Лысак В. Ф. Квантитивная эритрограмма и возможность её использования в клинике и эксперименте // Лаб. дело. 1989. — № 8. — С. 36−40.
  77. А.Н., Кожевникова К. А., Кузьмин А. А., Кузнецов А. С., Белова Е.В.
  78. О способности липопротеинов высокой плотности удалять продукты пере-кисного окисления фосфолипидов из эритроцитарных мембран // Биохимия. -2001.-Т. 66, вып. 3. С. 371−377.
  79. А.Н., Никульчева Н. Г. Обмен липидов и липопротеидов и его нарушения. СПб.: ПитерКом, 1999. — 512 с.
  80. В.М., Гулидова Г.П. Na, К- АТФаза: структурная и функциональная гетерогенность в мозгу (сравнительный анализ) // Нейрохимия. -1988.-Т.7, № 1.-С. 114−125.
  81. А.В., Вдовин А. В., Азизова О. А., Владимиров Ю. А. Перекисное1. Л Lокисление липидов и свободное Fe при ишемии и реоксигенации печени // Бюлл. эксп. биол. и мед. 1987. — Т. 48, № 8. — С. 165−167.
  82. Н.М., Слобожанина Е. И., Черницкий Е. А. Окисление мембранных белков и изменение поверхностных свойств эритроцитов // Биофизика. -1998. Т. 43, вып. 3. — С. 480−483.
  83. Т.В., Ткаченко Е. Я., Козарук В. П., Латышева Т. В., Гилинский М. Н. Особенности реакции симпато-адреналовой системы крыс при разных типах охлаждения // Рос. физиол. журн. 1999. — Т. 85, № 11. — С. 1434−1439.
  84. В.А. Статистическая обработка данных при малом числе опытов // Укр. биохимии, журн. 1975. — Т. 47, № 6. — С. 776−791.
  85. И.К., Потехина Н. И., Жарикова А. Д., Попов В. И., Кузин A.M. Сезонные изменения фосфолипидов в мембранах синаптосом головного мозга суслика Citellus undulatus II Докл. АН. 1997. — Т. 352, № 3. — С. 413 415.
  86. Н.Г., Колпаков А. Р., Панин Л. Е. Содержание токоферола и ПОЛ в тканях крыс Вистар в динамике адаптации к холоду // Вопр. мед. химии. -1995. Т. 41,№ 6.-С. 16−19.
  87. В.П., Иванова Е. Ю. Гормональная регуляция оборота супероксиддисмутазы в печени крыс // Вопр. мед. химии. 1983. — Т. 29, № 5.
  88. ЮЗ-Корчэзиь К. Ф. Распределение и обмен катехоламинов в тканях охлаждённых ненаркотизированных крыс: Автореф. дисс.. канд. биол. наук. JL, 1973.-26 с.
  89. М.А., Иванова JI.H., Майорова И. Г., Токарев В. Е. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело. 1988. -№ 1. — С. 16−19.
  90. Р.Н., Шлозников Б. М., Донич С. Г., Гребенчиков О. А., Ситников А. В., Карелин А. А. Изучение активности ксантиноксидазы в ткани головного мозга на фоне миоплегии // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1990. — Т. 59, № 2.-С. 145−146.
  91. Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адаптационная функция липидов. Л.: Наука, 1981. — 339 с.
  92. М.Л., Стволинский С. Л., Шавкрацкий В. Х., Шатрова Ю. В. Пере-кисное окисление липидов в мозге крыс при ишемии // Нейрохимия. 1995. -Т. 12, вып. 2.-С. 28−35.
  93. А.И. Исследование взаиосвязи между физико-химическими свойствами липидов мозга и крови животных и человека, температурой тела и физиологическим состоянием организма // Физиология и фармакология терморегуляции. Минск, 1978. — С. 74−89.
  94. В.Н., Семенюк А. В., Колесникова Л. Н. Перекисное окисление липидов и холодовой фактор Новосибирск: Наука, 1988. — 190 с.
  95. В.И. Патохимия острого охлаждения (динамика основных реакций и катехоловые механизмы) // Важнейшие теоретич. и практич. пробл. терморегул. Тез. докл. конф. Новосибирск, 1982. — С. 125−126.
  96. В.И., Колесниченко Л. С. Биологическая роль глутатиона // Успехи соврем, биол. 1990. — Т. 110, вып. 4. — С. 20−33.
  97. В.И., Ольховский И. А. Две адаптационные стратегии в неблагоприятных условиях резистентная и толерантная. Роль гормонов и рецепторов // Усп. совр. биол. — 1992. — Т. 112, № 5−6. — С. 697−714.
  98. Г. Ф. Биометрия. М.: Высш. школа, 1990. — 351 с.
  99. А.Г., Невретдинова З. Г. О роли неспецифической модификации липидов мембран эритроцитов при гибернации у суслика Citellus parryi Н Журн. эвол. биохим. и физиол. 1987. -Т.23, № 6. — С. 711 — 716.
  100. А.Г., Невретдинова З. Г. Тиреоидный статус и обмен липидов у сусликов Citellus Parryi при гибернации // Изв. АН СССР. Сер. биол. 1991. -№ 3.-С. 398−409.
  101. Л.Д., Безуглова И. А., Безуглов Д. А. Клиническое значение исследования свободного гемоглобина в сыворотке крови при вирусном гепатите // Клинич. лаб. диагн. 1993. — № 3. — С. 23−25.
  102. В.В., Никитченко Ю. В., Свич И. В., Овсянников С. Е. Перекисное окисление липидов биомембран и его ферментативная регуляция при старении крыс // Укр. биохим. журн. 1987. — Т. 59, № 2. — С. 50−57.
  103. В.Г. Анализ эритроцитарных популяций в онтогенезе человека. -Новосибирск: Наука, 1987.-242 с.
  104. А.А., Кондратьева Л. А. Влияние гипотермии на структурно-функциональные свойства эритроцитов белых крыс // Вопр. мед. химии -1989. 6. -С. 36−39.
  105. О.В., Луговой В. И. Изменение вязкости крови и гематокрита при охлаждений животных // Биофизика. 1996. — Т.41, вып. 3. — С. 678−679.
  106. Ю.Б., Маслов Л. Н. Опиоидные нейропептиды, стресс и адаптационная защита сердца. Томск: Изд-во Томского ун-та, 1994. — 352 с.
  107. Ю.Б., Маслов Л. Н., Ласукова Т. В. Роль опиоидной системы в адаптации организма и защита сердца при стрессе // Усп. физиол. наук. -1997 а. Т. 28, № 1. — С. 75−96.
  108. Ю.Б., Травков Ю. А., Федотов Г. В., Реброва Т. Ю. Влияние опиоидных нейропептидов на систему простагландинов и процессы ПОЛ в миокарде при его стрессорном повреждении // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1991. — Т. CXI, № 6. — С. 619−621.
  109. Л.В. Действие низкой температуры на перекисное окисление и интенсивность протеолиза в мозгу и печени крыс // Укр. биохим. журн. — 1980. Т. 52, № 3. — с. 305−308.
  110. Н.И., Геронимус А. Л., Треместова Е. П. Определение фетального гемоглобина с помощью ФЭКа // Лаб. дело. 1976. — № 6. — С. 328−331.
  111. О.Д. Взаимодействие каталитической субъединицы Na, К-АТФазы с клеточными белками и другими эндогенными регуляторами // Биохимия. -2001.-Т. 66, вып. 10.-С. 1389−1400.
  112. А.И., Внуков В. В. Внеэритроцитарный гемоглобин и железосодержащие продукты деструкции гемоглобина система усиления токсического эффекта гипероксии // Вопр. мед. химии. — 1981. — № 5. — С. 616−618.
  113. С.П. Содержание липидных компонентов в крови и кетоновых тел в тканях сусликов при искусственной гипотермии и зимней спячке // Пробл.криобиол. 1991. — № 1. — С. 16−20.
  114. С.П., Абаева Е. М., Гасангаджиева А. Г., Михайленко И. К. Антиок-сидантная система тканей крыс при гипотермии и введении даларгина // Вопр. мед. хим.-2002.-Т. 48.-С. 189−195.
  115. С.П., Абаева Е. М., Михайленко И. К. Интенсивность перекисного окисления липидов в мозге гибернирующих сусликов // Организованный мозг. Матер, науч. конф. М., 1993 а. — С. 49.
  116. С.П., Горбунова Т. Ф., Абаева Е. М. Влияние гипотермии и даларгина на перекисное окисление липидов в тканях крыс // Вопр. мед. химии. -1993 б. Т. 39, вып. 3. — С. 21−24.
  117. С.П., Назаревич Л. А. Содержание глюкозы в тканях сусликов и крыс различного возраста при гипотермии // Укр. биохим. журн. 1976. — Т. 48,№ 5.-С. 563−566.
  118. Е.В. Патологическая физиология охлаждения человека. Л.: Медицина, 1975.-215 с.
  119. Марачев А. Г, Корнев А. В. Морфологические изменения эритроцитов при воздействии холода на организм // Арх. патологии. 1983. — Т. 45, вып. 9. -С. 11−18.
  120. В.И., Ткаченко С. И. Изменение ультраструктур капиллярного русла миокарда при общей гипотермии // Криобиология. 1989. — № 4. — С. 50−52.
  121. B.C., Бабийчук Г. А., Ломако В. В., Шило А. В., Ломакин И. И., Марченко Л. Н. Общий подход к проблеме повышения проницаемости гема-то-энцефалического барьера и холодовой устойчивости // Пробл. криобиол. 1994. -№ 1.-С. 24−31.
  122. В.Дж. Клиническая биохимия. М. — СПб.: «Изд-во БИНОМ"-«Невский Диалект», 2000. — 368 с.
  123. Л.В., Лишманов Ю. Б., Смагин Г. Н. Участие опиоидных пептидов в регуляции биосинтеза миокардного белка при стрессе и адаптации // Вопр. мед. химии. 1991.-№ 1.-С. 63−65.
  124. М.Н. Активность мембранных ферментов эритроцитов при различных стрессорных воздействиях // Физиол. журн. 1994. — Т. 80, № 7. — С. 76−80.
  125. М.Н., Резник JI.B. Угнетение холинэстеразной активности в мозге крыс фосфоорганическими ингибиторами с различной степенью гидрофобности // Укр. биохим. журнал. — 1976. № 4. — С. 450−454.
  126. И.А., Маслова М. Н., Панов А. А. Влияние гипотермического стресса на активность Na, К- АТФазы в эритроцитах крыс // Физиол. журн. им. Сеченова.-1992.-Т. 78, № 11.-С. 119−124.
  127. Ф.З. Адаптация, стресс и профилактика. -М.: Наука, 1981.-278 с.
  128. И.С., Авшалумов М. В. Температурная компенсация у теплокровных животных // Российский физиол. журн. 1997. — Т. 83, № 9. — С. 102−106.
  129. Е.Б., Зенков Н. К. Окислительный стресс при воспалении // Усп. соврем, биол. 1997. — Т. 117, вып. 2. — С. 155−169.
  130. Е.Б., Зенков Н. К., Реутов В. П. Оксид азота и NO-синтазы в организме млекопитающих при различных функциональных состояниях // Биохимия. 2000. — Т. 65, вып. 4. — С. 485−503.
  131. Е.Н., Верещагин И. Г. Окклюзия в условиях неглубокой гипо-термической защиты. Новосибирск: Наука, 1985. — 198 с.
  132. Н.П., Ананян А. А., Шугалей B.C. Антирадикальный и антиок-сидантный эффекты аргинина и их влияние на перекисное окисление липидов при гипоксии // Бюл. эксп. биол. и мед. 1990. — № 9. — С. 263−265.
  133. P.O. Исследование энергетических процессов в митохондриях тканей крыс при гипотермии: Дисс. канд. биол. наук. Махачкала, 2000, 132 с.
  134. И.К. Электрофоретическая подвижность белков различных фракций мозга крыс при гипотермии // Биохимические механизмы зимней спячки и естественного сна. Тез. докл. симп. Махачкала, 1985. — С. 89−90
  135. В.И. Участие активных форм кислорода в регуляторных процессах // Фундам. и приклад, асп. соврем, биохим. — СПб, 1998. С. 398−400.
  136. Т.Ф., Липина О. В., Шраго М. И., Бредихина Л. П. Динамика кислотного и осмотического гемолиза эритроцитов при различных воздействиях // Криобиология. 1990. — № 4. — С. 14−18.
  137. Мтоидж Махмуд. Глутаминазная и аспарагиназная активность головного мозга при гипотермии и зимней спячке: Автореф дисс. канд. биол. наук. Ростов-на-Дону, 1990. — 28 с.
  138. Л.Г., Макарова О. В., Замчук Л. А., Вартанян Л. С., Ратба Ю. А., Ка-шо В.Н., Евтушенко О. А. Супероксиддисмутаза при ишемии печени // Биохимия. 1991. — Т. 56, вып. 4. — С. 674−680.
  139. Ю.В., Овсянников С. Е., Мазалов В. К., Липина О. В. Интенсивность перекисного окисления липидов в печени крыс при остром охлаждении // Патофизиологические аспекты действия холода на организм. Сб. науч. тр. Харьков, 1989.-С. 98−101.
  140. П.М. Метаболизм белков мозга при гипотермии // Науч. мысль Кавказа. Приложение. Спец. вып. 2001. — С. 96−118.
  141. С.Н., Покудин Н. И., Котелевцев Ю. В. Транспорт калия, анионов и активность Na±Hacoca мембраны эритроцитов: три различных механизма регуляции внутриклеточным кальцием // Биохимия. 1987. — Т. 52, вып. 8. -С. 1373−1385.
  142. О.Е., Покровский В. М. Регуляторные эффекты опиоиодных пептидов энкефапинов в контроле деятельности сердечно-сосудистой системы // Усп. физиол. наук. — 2000. — Т. 31, № 1. — С. 18−30.
  143. B.C., Туликова З. А. Сравнительная оценка экспресс-методов определения средних молекул // Лаб. дело. 1987. -№ 3. — С. 221−223.
  144. B.C. Влияние опиоидных пептидов на биохимические показатели при экспериментальном инфаркте миокарда // Нейропептиды: их роль в физиол. и патол. Томск, 1985.-С. 101−102.
  145. Ш. Д. Концентрация ионов кальция и магния в эритроцитах и плазме крови при гипотермии мозга // Физиол. вегетативн. нервн. системы. Тез. конф. Куйбышев, 1979. — Т. 2. — С. 23−24.
  146. Е.В., Лопина О. Д., Болдырев А. А. Влияние температуры на конформационное состояние Na+, К± АТФазы // Вестн. Моск. ун-та. Биохимия. — 1990. № 4. — С.43−46.
  147. Н.Ю., Безгачев В. Г. Мобилизация субстратов при остром интенсивном охлаждении и её адренергический контроль // Регуляторные эффекты и обмен моноаминов и циклонуклеотипов Красноярск, 1981. — Вып. З.-С. 35−41.
  148. Н.Ю., Герцог Г. Е., Кулинский В. И. Обратимое снижение чувствительности а2- и ргадренореактивных систем при интенсивном холодо-вом стрессе у крыс // Патол. физиол. и эксперим. терапия. 1987. — № 6. — С. 42−45.
  149. Н.Ю., Кулинский В. И. Значение катехоламинов в различных подтипах Р-адренорецепторов для устойчивости мышей к острому интенсивному охлаждению // Вопр. мед. химии. 1983. — № 4. — С. 122−127.
  150. В.М., Шейх-Заде Ю.Р., Воверейдт В. В. Сердце при гипотермии. -JI: Наука, 1984. 141 с.
  151. Т.А., Гейн А. К., Тюрина В. В. Функция гемостаза у зимоспящих млекопитающих при гипотермии и гибернации // Эколого-физиологические характеристики природных гипометаболических состояний. Пущино, 1992. — С. 16−25.
  152. В. Аналитическая атомно-абсорбционная спектроскопия. М.: Химия, 1976.-462 с.
  153. JI. Температура // Сравнительная физиология животных. М.: Мир, 1977. Т. 2. — С. 84−209.
  154. И.А., Еропалова С. Х. Влияние синтетического аналога лей-энкефалина на гематологические и биохимические показатели крови у собак // Нейропептиды: их роль в физиол. и патол. Томск, 1985. — С. 106−107.
  155. Т.Ю., Маслов Л. М., Там С.В. Вклад системы антиокислительных ферментов в реализацию кардиопротекторного эффекта опиоидов при окислительном стрессе // Вопр. мед. химии. -2001. Т. 47, № 3. — С. 338−345.
  156. Н.В., Репина С. В. Ультраструктурные и динамические характеристики мембран эритроцитов. Влияние физиологического состояния и температуры. // Цитология. 1990. — Т. 32, № 11. — С. 1094−1097.
  157. В.В., Козлова В. Н., Родина Р. И., Швец В. И., Глебов Р. Н. Действие противосудорожных веществ на Na, К- АТФазу синаптических мембран головного мозга животных // Биохимия. — 1978. — Т. 43, вып. 5. С. 892−898.
  158. В.Н. Жирные кислоты как разобщители окислительного фосфо-рилирования // Биохимия. 2000. — Т. 65, вып. 9. — С. 1173−1189.
  159. В.Л., Ярош A.M. Метод определения антиокислительной активности биологического материала // Укр. биохим. журн. 1985. — Т. 57, № 3. -С. 50−52.
  160. Э.Г. Роль жирных кислот фосфолипидов в органах белых крыс в формировании резистентности к глубокому многократному переохлаждению // Вопр. мед. химии. 1989. — № 4. — С. 92−96.
  161. Э.Г., Векслер Я. И., Гусейнов И. Г. Изменение жирнокис-лотного состава липидов головного и спинного мозга белых крыс при однократном охлаждении и адаптации к нему // Вопр. мед. химии. 1981. — Т. 27,№ 5.-С. 640−643.
  162. В.Д., Золоев Г. К., Виноградов В. А., Титов М. И. Нейропепти-ды. Их роль в физиологии и патологии. Томск, 1988. — 144 с.
  163. В.Д., Лишманов Ю. Б., Золоев Г. К., Прум И. А. Современные представления о некоторых нетрадиционных нейроэндокринных механизмах стресса // Успехи физиол. наук. 1985. — Т. 16, № 4. — С. 106−118.
  164. Н.А., Иванов К. П. Температурные изменения в различных органах при иммерсионной гипотермии // Физиол. журн. им. Сеченова. 1992. -Т. 78, № 12. — С. 127−131.
  165. В.В. Определение содержания сульфгидрильных групп в крови амперометрическим титрованием // Лаб. дело. 1962. — № 8. — С. 3−6.
  166. В.В. Тиоловые антиоксиданты в молекулярных механизмах неспецифической реакции организма на экстремальное воздействие // Вопр. мед. химии. 1988. — № 6. — С. 2−11.
  167. В.В., Белозёрова Л. А., Огурцова Р. Е. Метод количественного определения дисульфидных групп крови обратным амперометрическим титрованием // Лаб. дело. 1977. -№ 1. — С. 26−28.
  168. В.В., Гончарова Л. Л., Покровская Л. А., Тырнова Е. В. Тиоловые соединения и ацетилхолинэстераза эритроцитов при экспериментальном иммобилизационном стрессе // Междун. мед. обзоры. 1993. — Т. 1, № З.-С 194−196.
  169. И.И., Заводник И. Б., Пилецкая Т. П., Арцукевич А. Н. Лизис эритроцитов человека, индуцированный алифатическими альдегидами // Биол. мембраны. 1990. — Т. 7, № 7. — С. 742−749.
  170. К.В. Новые акценты классической концепции стресса // Бюл. эк-перим, биол, и мед. 1997. — Т. 123, № 2. — С. 124−130.
  171. Л.А. Искусственная гипотермия (патофизиология и защитное действие). -М.: Медицина, 1985. 88 с.
  172. И.А., Гительзон И. И. Метод химических (кислотных) эритро-грамм // Биофизика. 1957. — № 2. — С. 259−265.
  173. И.А., Гительзон И. И. Значение дисперсных методов анализа эритроцитов в норме и патологии // Вопр. биофиз., биохим. и патологии эритроцитов. М.: Наука. — 1967. — С. 41−48.
  174. С.М. Изменение электрической активности головного мозга и некоторых показателей терморегуляции при общем охлаждении ненаркоти-зированных котов // Физиол. журн. 1980. — Т. 24, № 4. — С. 512−523.
  175. Н.Н., Прокопьева Л. П. Нейрохимия гипобиоза и пределы крио-резистентности организма -М.: Медицина, 1997. 208 с.
  176. В.Н. Нарушение транспорта в клетки насыщенных жирных кислот в патогенезе эссенциальной гипертонии // Клинич. лаб. диагн. 1999 а. —№.2. -С. 3−9.
  177. В.Н. Альбумин, транспорт насыщенных жирных кислот и метаболический стресс-синдром // Клинич. лаб. диагн. 1999 б. -№.4. — С. 3−11.
  178. В.Н. Функциональная роль холестерина: различие пулов холестерина в клетке и отдельных классах липопротеинов крови // Клинич. лаб. диагн. -2000. -№.3. С. 3- 10.
  179. С.И., Козлова В. Ф., Козлов А. В. Влияние общего охлаждения на некоторые показатели морфофункционального состояния организма // Патофи-зиол. аспекты действия холода на организм. Харьков, 1989. — С. 140−147.
  180. С.И., Юрченко Т. Н., Козлова В. Ф. Динамика морфологических и функциональных характеристик сердца при общей гипотермии // Криобиология. 1990. -№ 3. — С. 27−32.
  181. З.С., Биржанова Н. Х. О мембранно-связанном гемоглобине // Биофизика. 1990. — Т. 35, № 6. — С. 10−19.
  182. Н.С., Соболева Ю. Г., Орлова Г. Г. Определение свободного гемоглобина в плазме // Лаб. дело. 1970. — № 2. — С. 259−265.
  183. К.Т. Активные формы кислорода и регуляция экспрессии генов // Биохимия. — 2002. — Т. 67, вып.З. С. 339−352.
  184. О.В., Хантельман М.Дж., Прокопьева В. Д., Джонсон П., Болдырев А. А. Влияние этанола на гемолитическую устойчивость эритроцитов // Биохимия. 2000. — Т. 65, вып. 2. — С. 218−224.
  185. Л.Я. Действие пантетина на метаболизм в митохондриях миокарда в условиях глубокой гипотермии // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1991. — Т. CXI, № 6. — С. 577−578.
  186. И.П., Василенко И. А., Серебренникова Г. А., Евстигнеева Р. П. Изучение взаимодействия метгемоглобина с фосфолипидными бислойными мембранами методом флуоресценции // Биоорг. химия. 1981. — Т.7, № 4. -С. 613−620.
  187. В.Е., Осис Ю. Г., Деев А. И., Ланкин В. З., Вихерт A.M., Владимиров Ю. А. Изменение белок-липидных взаимодействий при перекисном окислении липопротеинов в сыворотке крови // Докл. АН СССР. 1982. — Т. 263, № 2. — С. 497−500.
  188. Д.П. О возможной физиологической роли фазового перехода «жидкое-твердое» в биологических мембранах // Усп. биол. химии. 2001. -Т. 41.-С. 333−364.
  189. П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М.: Мир, 1977.-398 с.
  190. П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М.: Мир, 1988. — 568 с.
  191. Е.А., Воробей А. Б. Структура и функции эритроцитарных мембран. -Минск: Наука и техника, 1981. -216 с.
  192. Е.А., Фёдорович И. Е., Слобожанина Е. И. Везикулизация и изменение мембранных белков в процессе хранения консервированной крови и эритроцитарной массы при 4 °C // Гематол. и трансфузиол. 1993. — Т. 38,8.-С. 18−21.
  193. А.Е., Вовенко Е. П. Механизмы развития гипоксии у крыс в условиях острой иммерсионной гипотермии // Физиол. журн. 1993. — Т. 79, № 9.-С. 89−97.
  194. А.Е., Фёдорова Т. Е. Транспорт кислорода и газообмен у крыс в условиях иммерсионной гипотермии // Физиол. журн. 1992. — Т. 78, № 12. -С. 141−148.
  195. А.П. Зависимость состава и фазовых переходов липидов митохондрий миокарда белых крыс и собак от глубины острой гипотермии // Биофизика. 1977. — Т. 22, вып. 3. — С. 465−467.
  196. А.П. Перекисное окисление липидов в бурой жировой ткани крыс при остром охлаждении // Физиол. журн. СССР им. И. М. Сеченова. 1978 а. — № 1. — С. 108−112.
  197. А.П. Состав липидов и физико-химические свойства мембран теплокровных животных в условиях острой гипотермии // Структура, биосинтез и превращения липидов в организме животных и человека. -JI., 1978 б. С. 85.
  198. А.П., Алимова Е. К. Зависимость изменения обмена жирных кислот липидов головного мозга собак от глубины острой гипотермии // Тез. науч. сообщ. YII нейрохимич. конф. Л., 1976. — С. 170−171.
  199. А.П., Костромина А. И. Активность ферментативной системы регуляции перекисного окисления липидов теплокровных животных в условиях гипотермии // Цитохим. и биохим. исслед. в эксперим. Нальчик: Изд-во КБГУ. — 1979. — Вып. 8. — С. 81.
  200. А.П., Тимофеев Н. Н., Линник Т. Л., Молдованова Л. Л. Устойчивость белых крыс к низкой температуре на фоне сочетанного действия дибунола и диетический факторов // Известия СКНЦ ВШ. Естеств. науки. -1984.-№ 3.-С. 89−92.
  201. А.П., Юфит П. М. Состояние процессов переокисления липидов и система антиокислителей в динамике острой экспериментальной гипотермии // Изв. СКНЦ ВШ. Ест. науки. 1974. — № 3. — С. 34−37.
  202. А.П., Юфит П. М. Состав жирных кислот органов белых крыс при гипотермии и в динамике самосогревания // Теоретич. и практич. пробл. действия низких температур на организм. Тез. Всесс. конф. «П., 1975. — С. 227.
  203. А.П., Утно Л. Я., Гиргенсоне Н. Я. Регуляция активности СОД во время глубокой гипотермии с одновременным применением водо- и жирорастворимых антиоксидантов // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1991. — Т. 64, № 6.-С. 593−595.
  204. .М., Короткина Р. Н., Бабкина Н. В., Карелин А. А., Фомченков Е. П. Влияние даларгина на некоторые показатели перекисного окисления липидов печени в эксперименте // Бюлл. эксп. биол. и мед. 1990. — Т. 110, № 12.-С. 609−610.
  205. И.В., Долиба Н. М., Гордин С. К., Кондрашова М. Н. Активация ацетилхолином окисления а-кетоглутарата в митохондриях печени // Укр. биохим. журн.- 1986.-Т. 58.-С. 54−61.
  206. B.C. Молекулярные основы устойчивости зимнеспящих животных к неблагоприятным условиям среды // Эколого-физиологические характеристики природных гипометаболических состояний. Пущино, 1992. — С. 70−73.
  207. Э.З., Абдуллаев Р. А. Аминокислотный состав белковых фракций мозга сусликов во время зимней спячки // Криобиология. 1990. — № 1. — С. 37−41.
  208. Э.З., Ибрагимов И. М., Абдуллаев Р. А. Распределение биогенных аминов в головном мозге крыс при гипотермии // Укр. биох. Журн. -1978. Т. 50, № 3. — С. 292−298.
  209. Э.З., Львова С. П. Механизмы биохимических изменений при низких температурах теда. Ростов-на-Дону: Изд-во РГУ, 1985. — 80 с.
  210. Э.З., Львова С. П. Энергетический метаболизм и интенсивность перекисного окисления липидов при искусственном снижении температуры тела // Научн. мысль Кавказа. Приложение. 2002. — № 1. — С. 82−94.
  211. Э.З., Львова С. П., Гасангаджиева А. Влияние многократногохолодового стресса на интенсивность перекисного окисления липидов и ан-тиоксидантную систему тканей // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1998. — Т. 125,№ 4.-С. 385−387.
  212. Э.З., Львова С. П., Кличханов Н. К. Биохимические изменения в крови при искусственной и естественной гипотермии // Пробл. криобиол. -1995.-№ 1.-С. 14−21.
  213. Ю.Н., Байкова В. В., Хамидова М. М., Прицепова Н. В., Тамбовцева В. И. Свободнорадикальное окисление липидов и устойчивость к гемолизу эритроцитов здоровых и больных детей // Вопр. мед. химии. 1984. — Т. 30, № 4.-С. 101−106.
  214. И.В., Черницкий Е. А. Термогемолиз эритроцитов в диапазоне температур, включающем физиологические (аутогемолиз) // Биофизика. — 1991. Т. 36, № 6. — С. 1051−1054.
  215. Abeywardena M.Y., Charnock J.S. Modulation of cardiac glycoside inhibition of (Na, K) ATPase by membrane lipids. Difference between speciel. // Biochim. et Biophys. Acta. — 1983. — V. 729, N. 1. — P. 75−84.
  216. Abuja P.M., Albertini R. Methods for monitoring oxidative stress, lipid peroxidation and oxidation resistence of lipoproteins // Clin. Chim. Acta. 2001. — V. 306.-P. 1−17.
  217. Aloia R.C. Brain lipid composition on the hibernating ground squirrel, Citellus lateralis II J. Therm. Biol. 1979. — V. 4, N. 3. — P. 223−231.
  218. Aloia R.C. The role of membrane fatty acids in mammalian hibernation // Fed. Proc. 1980. — V. 39, N. 12. — P. 2974−2979.
  219. Aloia R.C., Augee M.L., Orr G.R., Raison J.K. A critical role for membranes in hibernation // Living in the cold: Physiological and biochemical adaptation. Eds Haller H.C. etal. -N.Y.: Elsevier, 1986. -P. 19−26.
  220. Aloia R.C., Pengelley E. T. Lipid composition of cellular membranes of hibernating mammals // Chemical Zoology. Eds. Florkin M., Scheer B.T. Acad. Press, 1979.-P. 1−17.
  221. Aloia R.C., Raison J.K. Membrane function in mammalian hibernation // Bio-chim. Biophys. Acta. 1989. — V.988.-P.123−146.
  222. Ames III A. CNS energy metabolism as related to function // Brain Research Rev. 2000. — V. 34. — P. 42−68.
  223. Anestrosa N., Perelman A. Association of acetylcholinesterase with the cell surface // J. Membrane Biol. 1990. -V. 118, N. l.-P. 1−9.
  224. Antunes F., Salvador A., Marinho H.S., Pynto R.E. A mathematical model for lipid peroxidation in inner mitochondrial membranes // Travaux de Laboratoire (Instituto Rocha Cabral) 1994. — V. 34, sup. T-l. — P. 1−55.
  225. Antunes F., Salvador A., Marinho H.S., Alves R., Pinto R.E. Lipid peroxidation in mitochondrial inner membranes. I. An integrative kinetic model // Free Radic. Biol. Med. 1996. -V. 21. -P.917−943.
  226. Aruoma O.I., Halliwell B. Inactivation of ai-antiproteinase by hydroxyl radicals // FEBS Lett. 1989. — V. 244. — P. 76−80.
  227. Augee M.I., Raison J.K., Hulbert A.J. Seasonal changes in membrane lipid transitions and thyroid functions in the hedgehog // Am. J. Physiol. 1979. — V. 236, N. 6.-P. E589-E593.
  228. Avshalumov M.V., Chen B.T., Rice M.E. Mechanisms underlying H202-mediated inhibition of synaptic transmission in rat hippocampal slices // Brain Res. 2000. — V. 882. — P. 86−94.
  229. AzzamN.A., Hallenbeck J.M., Kachar B. Membrane changes during hibernation // Nature. 2000. — V. 407. — P. 317−317.
  230. Blaker W.D., Moscatelli E.A. The effect of hibernation on the lipids of brain myelin and microsomes in the Syrian hamster Mesocricetus auratus II J. Neuro-chem. 1978. -V. 31, N. 6. — P. 1513−1518.
  231. Blaker W.D., Moscatelli E.A. The effect of hibernation on the positional distribution of ethanolamineglycerophospholipid fatty acids in hamster brain membranes//Lipids.-1979.-V. 14, N. 12.-P. 1027−1031.
  232. Bon S., Duforcq J., Leroy J., Cornut I., Massoulie J. The C-terminal t peptide of acetylcholinesterase forms an alpha helix that supports homomeric and hetero-meric interactions // Eur. J. Biochem. 2004. — V.271, N1. — P.33−47.
  233. Boschetti N., Brodbeck N. The membrane anchor of mammalian brain acetylcholinesterase consist a single glycosylated protein of 22 kD // FEBS Lett. -1996.-V. 380, N. 1−2.-P. 133−136.
  234. Boyer B.B., Barnes B.M. Molecular and metabolic aspects of mammalian hibernation // Bioscience. 1999. — V. 49. — P. 713−724.
  235. Brame C.J., Boutaud O., Davies S.S., Yang Т., Oates J.A., Roden D., Roberts L.J. Modification of proteins by isoketal-containing oxidized phospholipids // J. Biol. Chem. -2004. V. 279.-P. 13 447−13 451.
  236. Brigelius-Flohe R., Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism // FASEB J. 1999. — V. 13. — P. 1145−1155.
  237. Buettner G.R., Jurkiewicz B.A. Catalytic metals, ascorbate and free radicals: combinations to avoid // Rad. Res. 1996. — V. 145. — P. 532−541.
  238. Buotilier R.G. Mechanisms of cell survival in hypoxia and hypothermia // J. Ex-perim. Biol. 2001. — V. 204. — P. 3171 -3181.
  239. Buck C.L., Barnes B.M. Effects of ambient temperature on metabolic rate, respiratory quotient, and torpor in an arctic hibernator // Am. J. Physol. Regul. Integr. Сотр. Physiol. 2000. — V. 279. — P. 255−262
  240. Buzadzic В., Spasic M.B., Saicic Z.S., Radojicic R., Petrovic V.M. Antioxidant defences in the ground squirrel Citellus citellus. 2. The effect of hibernation // Free Radic. Biol. Med. 1990. -N. 9. — P. 407−413.
  241. Cadenas E., Davies K.J.A. Mitochondrial free radical generation, oxidative stress, and aging // Free Radic. Biol. Med. 2000. — V. 29. — P. 222−230.
  242. Carey H.V., Frank C.I., Seifert J.P. Hibernation induces oxidative stress and activation of NF-кВ in ground squirrel intestine // J. Сотр. Physiol. 2000. — V. 170.-P. 551−559.
  243. Carey H.V., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian hibernation: cellular andmolecular responses to depressed metabolism and low temperature // Physiol. Rev. 2003 — V. 83. — P. 1153−1181
  244. Charnock J.S., Gibson R.A., McMurchie E.J., Raison J.K. Changes of fluidity of miocardial membranes during hibernation: relationship to myocardial adenosine triphosphatase activity // Mol. Pharmacol. 1980. — V. 18, N. 3. — P. 476−482.
  245. Charnock J.S., Simonson L.P. Variations in (Na±K+)-ATPase and Mg2±ATPase activity of the ground squirrel brain during hibernation // Сотр. Biochem. Physiol. 1978. -V. 59 B. — P. 223−229.
  246. Chen Min-Jia, Soretti M.P., Chin D. T.-Y. Pregemolytic effects of hydrogen peroxide and t-butylhydroperoxide on selected red cell properties // Biochim. et Biophys. Acta. Biomembranes. 1991. -V. 1066, N. 2. — P. 193−200.
  247. Chen R.Y.Z., Chen S. Hemodynamic functions and blood viscosity in surface hypothermia // Am. J. Physiol. 1978. — V. 235, N. 2. — P. H136-H143.
  248. Chow C.K., Ibrahim W., Wei Z., Chan A.C. Vitamin E regulates mitochondrial hydrogen peroxide generation // Free Radic Biol. Med. 1999. — V. 27, N. 5/6. -P. 580−587.
  249. Clemens M.R., Einsele H., Remmer H., Waller H.D. An essentiasl requirement for ferrous-haemoglobin in the hydrogen peroxide stimulated oxidation of red blood cell membrane lipids // Biochem. Pharmacol. 1985. — V. 34, N. 8. — P. л>1339−1341.
  250. Clements J.D. Transmitter timecourse in the synaptic cleft: its role in central synaptic functions // Trends Neurosci. 1996. — V. 19. — P. 163−171.
  251. Cossins A.R., Wilkinson H.L. The role of homeoviscous adaptation in mammalian hibernation // J. Therm. Biol. 1982. — V. 7, N. 2. — P. 107−110.
  252. Dalle-Donne I., Rossi R., Giustarini D., Milzani A., Colombo R. Protein car-bonyl groups as biomarkers of oxidative stress // Clinica Chimica Acta. 2003. ik',
  253. V. 329. P. 23−38. Davies K.J.A. Protein damage and degradation by oxygen radicals.I. General aspects // J. Biol. Chem. — 1987. — V. 262, N. 20. — P. 98 959 901
  254. Davies K.J.A. Degradation of oxidized proteins by the 20S proteasome // Biochimie 2001. — V. 83, N. 314. — P. 301−310.
  255. Davies K.J.A., Delsignore M.E. Protein damage and degradation by oxygen radicals //J. Biol. Chem. 1987. -V. 262, N. 20. — P. 9908−9913.
  256. Davies K.J.A., Goldberg A.L. Oxygen radicals stimulate intracellular proteolysis and lipid peroxidation by independent mechanisms in erythrocytes // J. Biol. Chem. 1987. — V. 262, N. 17. — P. 8220−8226.
  257. De Zwart L.L., Meerman J.H.N., Commandeur J.N.M., Vermeulen N.P.E. Bio-markers of free radical damage applications in experimental animals and in humans // Free Radic. Biol. Med. 1999. — V. 26, N. ½. — P. 202−226.
  258. Dean R.T., Fu S., Stocker R., Davies M.J. Biochemistry and pathology of radical mediated protein oxidation // Biochem. J. 1997. — V. 324. — P. 1−18.
  259. Deavers O., Musacchia X. Water metabolism and renal function during hibernation and hypothermia // Fed. Proc. 1980. — V. 39. — P. 2969−2973.
  260. Demediuk P., Moscatelli E.A. Synaptosomal and brain mitochondrial lipids in hibernating and cold-acclimated golden hamsters // J. Neurochem. 1983. — V. 40, N. 4.-P. 1100−1105.
  261. Drew K.L., Osborne P.A., Frerichs K.U., Hu Y., Koren R.E., Hallenbeck J.H., Rice M. E. Ascorbate and glutathione regulation in hibernating ground squirrels // Brain Research. 1999.-V. 851.-P. 1−8.
  262. Drew K.L., Rice M.E., Kohn T.B., Smith M.A. Neuroprotective adaptations in hibernation: therapeutic implications for ischemia-reperfusion traumatic brain injury and neurodegenerative diseases // Free Radic. Biol. Med. 2001 — V. 31, N. 5.-P. 563−573.
  263. Drew K. L, Harris M. В., LaManna J.C., Smith M.A., Zhu X.w., Ma Y.L. Hypoxia tolerance in mammalian heterotherms // J. Exp. Biol. 2004. — V. 207. -P. 3155−3162.v
  264. Dringen R. Metabolism and functions of glutathione in brain // Prog. Neurobiol. -2000.-V. 62.-P. 649−671.
  265. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function // Physiol. Rev. 2002. — V. 82. — P. 47−95.
  266. Duncombe W.G. The colorimetric micro-determination of non-esterified fatty acids in plasma //Clinica Chimica Acta. 1964. — V. 9, N. 2. — P. 122−125.
  267. Dunlop R.A., Rodgers K.J., Dean R.T. Recent developments in the intracellular degradation of oxidized proteins // Free Radic. Biol. Med. 2002. — V. 33, N. 7. -P. 894−906.
  268. Ellman Y.L., Courtney K.D., Andres V.J., Feathestone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity // Biochem. Pharmacol. 1961. — V. 7, N. 1. — P. 88−95.
  269. Ellory J.C., Hall A.C. Ca2+transport in hibernator and non-hibernator species, red cells at low temperature // J. Physiol. (Lond.) 1983. — V. 334. — P. 148.
  270. Erecinska M., Thoresen M., Silver I.A. Effects of hypothermia on energy metabolism in mammalian central nervous system // J. Cereb. Blood Flow Metab. -2003.-V. 23. -P.513−550.
  271. Escobar J.A., Rubio M.A., Lissi E.A. SOD and catalase inactivation by singlet oxygen and peroxyl radicals // Free Radic. Biol. Med. 1996. — V. 20, N. 3 — P. 285−290.
  272. Evans J.R., Bielefeldt K. Regulation of sodium currents throuch oxidation and reduction of thiol residues // Neuroscience. 2000. — V. 101, N. 1. — P. 229−236.
  273. Foot M., Cruz F.T., Clandinin M.T. Effect of dietary lipid on synaptosomal acetylcholinesterase activity // Biochem. J. 1983. — V. 211, N. 2. — P. 507−509.
  274. Fofman H.J., Fucuto J.M., Torres M. Redox signaling-thiol chemistry defines which reactive oxygen and nitrogen species can act as second messengers // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2004. — V. 287. — P. 247−256.
  275. Frenkel E J., Roelofsen В., Brodbeck V., Van Deenen L.L.M., Oij R. Lipid -protein interactions in human erythrocyte membrane acetylcholinesterase. Modulation of enzyme activity by lipids // Eur. J. Biochem. 1980. — V. 109, N. 2. — P. 377−382.
  276. Frerichs K.U., Hallenbeck J.M. Hibernation in ground squirrels induces state and species-specific tolerance to hypoxia and aglycemia: an in vitro study in hi-pocampal slices// J. Cereb. Blood Flow Metab. 1998. -V. 18. — P. 168−175.
  277. Frerichs K.U., Kennedy С., Sokoloff L., Hallenbeck J.M. Local cerebral blood flow during hibernation a model of natural tolerance to «cerebral ischemia» // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1994. — V. 14. — P. 193−205.
  278. Fridovich I. Biological effects of superoxide radical // Arch. Biochem. Biophys. 1986. -V. 247, N. l.-P. 1−11.
  279. Fridovich I. Oxygen toxicity: a radical explanation // J. Exp. Biol. 1998. — V. 201.-P. 1203−1209.
  280. Fried R. Enzymatic and non-enzymatic assay of superoxide dismutase // Biochem. 1975. — V. 57, N.5. — P. 557−560.
  281. Gieseg S., Duggan S., Gebiciki J. M. Peroxidation of proteins before lipids in U937 cells exposed to peroxyl radicals // Biochem. J. 2000. — V. 350. — P. 215 -218.
  282. Geiser F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor // Annu. Rev. Physiol. 2004. — V. 66. — P. 239−274.
  283. Geiser F., Hilbig R., Rahmann H. Hibernation induced changes in the gan-glioside composition of dormice {Glis glis) II J. Therm. Biol. 1981. — V. 6. — P. 145−151.
  284. Gilbert J., Sawas A.H. ATPase activities and lipid peroxidation in rat brain cerebral cortex synaptosomes // Arch. Int. Pharmacodyn. 1983. — V. 263. — P. 189−196.
  285. Goldman S.S., Willis J.S. Cold resistance of the brain during hibernation.I.K+ transport in cerebral cortex slices // Cryobiology. 1973. — V.10. — P.212−217.
  286. Goldman S.S. Cold resistance of the brain during hibernation. III. Evidence of a lipid adaptation // Amer. J. Physiol. 1975. — V. 228, N. 3. — P. 834−839.
  287. Goldman S.S., Albers R.W. Cold resistance of the brain during hibernation: changes in the microviscositi of the membrane and associated lipids // J. Neuro-chem. 1979. — V. 32, N. 3. — P. 1139−1142.
  288. Goldstein B.D., Searle J., Willson L. The susceptibility of red cell acetylcholinesterase to radiation-induced free radicals // Arch. Biochem. Biophys. 1980. -V. 201, N. 1. — P. 235−240.
  289. Gordon C.J. Thermal biology of the laboratory rat // Physiol, and Behav. 1990. -V. 47, N.5.-P. 963−991.
  290. Gutteridge J.M.C. The antioxidant activity of haptoglobin towards hemoglobin-stimulated lipid peroxidation // Biochim. et Biophys. Acta. Lipids and Lipid Me-tab. 1987. — V. 917 (L 82), N. 2. — P. 219−223.
  291. Hajos F. An improved method for the preparation of synaptosomal fractions in high purity // Brain Res. 1975. — V. 93, N. 3. — P. 485−489.
  292. Hall A.C., Wolowyk M.W., Wang L.C.H., Ellory J.C. The effects of temperaл Iture on Ca transport in red cells from a hibernator {Spermophilus richardsonii) //J. Therm. Biol. 1987. — V. 12. — P. 61−64.
  293. Halliwell В., Aeschbach R., Loliger J., Aruoma O.I. The characterization of antioxidants // Food Chem. Toxicol. 1995. — V. 33 — P. 601−617.
  294. Halliwell В., Clement M.V., Long L.H. Hydrogen peroxide in the human body // FEBSLett. -2000.-V. 486.-P. 10−13.
  295. Harrison R.R. Structure and function of xanthine oxidereductase: where are we now? // Free Radic. Biol. Med. 2002. — V.33. — P. 774−797.
  296. Hashimoto Т., Gao K., Kikuchi-Utsumi H., Ohinaya H., Osborn G. Arousal from hibernation and BAT thermogenesis agaist cold: central mechanism and molecular basis // J. Thermal Biol. 2002. — V. 27. — P. 503−515.
  297. Hawkins C.L., Davies M.J. Generation and propagation of radical reactions on proteins // Biochem. Biophys. Acta. 2001. — V. 1504. — P. 196−219.
  298. Hazel J.R., Prosser C.L. Molecular mechanisms of temperature compensation in poikilotherms // Physiol. Reviews. 1974. — V. 54. — P. 620−677.
  299. Heger W. Effect of dietary phospholipids on acetylcholinesterase activity in the rat brain and on phospholipids composition in liver and brain // Gen. Pharmacol. 1979. -V. 10.-P. 427−432.
  300. Hermes-Lima M., Zenteno-Savin T. Animal response to drastic changes in oxygen availability and physiological oxidative stress // Сотр. Biochem. Physiol.
  301. Toxicol. Pharmacol. -2002. -V. 133. P. 537−556.
  302. Hilbig R., Rahmann H. Changes in brain gangliosides composition of nor-mothermic and hibernating golden hamster (Mesocricetus auratus) II Сотр. Biochem. Biophys. 1979. — V. B62. — P. 527−531.
  303. Hiramoto K., Ohkawa Т., Oikawa N., Kikugawa K. Is nitic oxide (NO) an antioxidant or a prooxidant for lipid peroxidation? // Chem. Pharm. Bull. (Tokyo). -2003.-V.51.-P. 1046−1050.
  304. Hochachka H.W., Somero G.N. Biochemical Adaptation: Mechanism and Process in Physiological Evolution. Oxford: Oxford University Press, 2002. — 480 p.
  305. Hoshino Т., Ohta V., Joshigino J. The effect of sulfhydryl compounds on the catalytic activity of Cu, Zn-superoxide dismutase purified from rat liver // Experi-entia. 1985. — V. 41, N. 11.-P. 1416−1419.
  306. Ilangumaran S., Hoesli D. C. Effects of cholesterol depletion by cyclodextrin on the sphingolipid microdomains of the plasma membrane // Biochem. J. 1998. -V. 335 (Pt 2). -P.433−447.
  307. Imai H., Nakagawa Y. Biological significance of phospholipids hydroperoxide glutathione peroxidase (PHGPx, GPx4) in mammalian cells // Free Radic. Biol. Med.-2003.-V. 34.-P. 145−169.
  308. Jahnig F., Bramhall J. The origin of a break in Arrenius plots of membrane processes // Biochim. Biophys. Acta. 1982. — V. 690, N. 4. — P. 310−313.
  309. Jeney V., Balla J., Yachie A., Varga Z., Vercellotti G.M., Eaton J.W., Balla G. Pro-oxidant and cytotoxic effects of circulating heme // Blood. 2002. — V. 100. -P. 879−887.
  310. Ji Y., Bennett B.M. Activation of microsomal glutathione S-transferase by per-oxynitrite // Mol. Pharmacol. 2003. — V. 63. — P. 136−146.
  311. Kamal M.A., Al-Jafari A.A. The preparation and kinetic analysis of multiple form of human erythrocyte acetylcholinesterase // Prep. Biochem. and Biotech-nol. 1996. — V. 26, N. 2. — P. 105−119.
  312. Kamm K.E., Zatzman M.L., Jones A.W., South F.E. Effects of temprature on ionic transport in aortas from rat and ground squirrel // Am. J. Physiol. 1979.1. V. 237, N. l.-P. C23-C30.
  313. Kanehisa M.I., Tsong T.Y. Claster model of lipid phase transitions with application of passive permeation of molecules and structure relaxsations on lipid bilay-ers // J. Amer. Chem. Soc. 1978. — V. 100, N 2. — P. 424−432.
  314. Kaplan J.H. Biochemistry of Na, K- ATPase // Ann. Rev. Biochem. 2002. — V. 74.-P. 511−535.
  315. Kataoka K., Yanase H. Mild hypothermia a revived countermeasure against ischemic neuronal damage // Neurosci. Res. — 1998. — V. 32. — P. 103−117.
  316. Keyer K., Imlay J.A. Superoxide accelerates DNA damage by elevating free-iron levels // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. — V. 93. — P. 13 635−13 640.
  317. Kono Y., Friaovich I. Superoxide radical inhibits catalase // J. Biol. Chem. -1982. V. 257. — P. 5751−5754.
  318. Lee M., Choi I., Park K. Activation of stress signaling molecules in bat brain during arousal from hibernation // J. Neurochem. 2002. — V.282. — P. 227−241.
  319. Lee T.F., Westly J., Wang L.C.H. Effects of hetastarch and manitol on prolonging survivial in stable hypothermia in rats // Am. J. Phys. Regul. Integ. Сотр. Physiol. 2000. — V. 278. — P. 1040−1047.
  320. Levine R.L., Garland D., Oliver C.N., Amici A., Climent I., Lenz A.-G., Ahn B.-W., Shaltiel S., Stadtman E.R. Determination of carbonyl content in oxida-tively modified proteins // Methods in Enzymol. 1990. — V. 186. — P. 464 — 478.
  321. Liu Y., Zhao H., Li H., Kalyanaraman В., Nicolosi A.C., Gutterman D.D. Mitochondrial sources of H2O2 generation play a key role in flow-mediated dilation in human coronary resistence arteries // Circ. Res. 2003. — V. 93. — P. 576−580
  322. Lovstad R.A. Fatty acid induced hemolysis. Protective action of ceruloplasmin, albumins, thiols and vitamin С // Int. J. Biochem. 1986. — V. 18, N. 9. — P. 771−775.
  323. Lowry D.H., Rosebrough H.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin-phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. — V. 193, № 1. — P. 265 — 275.
  324. Lynch R.E., Fridovich I. Effects of superoxide on the erythrocyte membrane // J. Biol. Chem. 1978. -V. 253. -P. 1838−1845.
  325. Ma Y.L., Rice M.E., Chao M.L., Rivera P.M., Zhao H.W., Ross A.P., Zhu X., Smith M.A., Drew K.L. Ascorbate distribution during hibernation is independent of ascorbate redox state // Free Radic. Biol. Med. 2004. — V. 37. — P. 511−520.
  326. Maclean G.S. Blood viscosity of two mammalian hibernators: Spermophilus tridecemlineatus and Tamias striatus II Physiol. Zool. — 1981. — V. 54, N. 1. P. 122−131.
  327. Maher P., Schubert D. Signaling by reactive oxygen species in the nervous system // Cell Mol. Life Sci. 2000. — V. 57. — P. 1287−1305.
  328. Malencik D.A., Anderson S.K. Binding of simple peptides, hormones and neurotransmitters by calmodulin // Biochemistry. 1982. — V. 21, N. 14. — P. 3480−3486.
  329. Massoulie J. The origin of the molecular diversity and functional anchoring of cholinesterases // Neurosignals. 2002. — V. l 1, N3. — P. 130−143.
  330. McElhaney R., Wang L.C.H. Futher studies of lipid thermotropic phase behavior in liver inner mitochondrial membranes of hibernating ground squirrels // Criobiology. 1990. — V. 27, N. 6. — P. 664−665.
  331. Michaelidis В., Loumbourdis N.S., Kapaki E. Analysis of monoamines, adenosine and GABA in tissues of the land snail Helix lucorum and lizard Agama stel-lio stellio during hibernation // J. Exp. Biol. 2002. — V. 205. — P. 1135−1143.
  332. Mishra O.P., Delivoria-Papadopulos M. Cellular mechanisms of hypoxic injury in the developing brain // Brain Research Bull. 1999. — V. 48, N. 3. — P. 233−238.
  333. Miyazawa Т., Tamura A., Fukui S., Hossmann K.A. Effect of mild hypothermia on focal cerebral ischemia // Neurol. Res. 2003. — V. 25. — P. 457−464.
  334. Montaudon D., Robert J., Canguilchem B. Fluorescence polarization study of lipids and membrane prepared from brain hemispheres of a hibernating mammal // Biochim. Biophys. Res. Comm. 1984. — V. 119, N. 1. — P. 396−400.
  335. Montaudon D., Robert J., Canguilchem B. Fluorescence anisotropy of kidney lipids and membranes of hibernating mammal // Criobiology. 1986. — V. 23. -P. 177−183.
  336. Mueller S., Riedel H.D., Stremmel W. Direct evidence for catalase as the predominant H202-removing enzyme in human erythrocytes // Blood. 1997. — V. 90.-P. 4973−4978.
  337. Nair J., Cooper C.S., Jietti D.E., Turner G.A. The chemistry of lipid peroxidation metabolites: crosslinked reactions of malon dialdehyde // Lipids. 1986. -V. 21, N. l.-P. 6−10.
  338. Papahadjopoulos D. Effects of divalent cations and proteins on thermotropic properties on phospholipid membranes // J. Colloid. Interface Sci. 1977. — V. 58.N.3.-P. 459−470.
  339. Peskin A. V. Cu, Zn-superoxide dismutase gene dosage and cell resistance to oxidative stress: a review // Biosci. Rep. 1997. — V. 17, N. l.-P. 85−89.
  340. Pfafferott C., Meiselman H.J., Hochstein P. The effect of malonylaldehyde on erythrocyte deformability // Blood. 1982. — V. 20. — P. 12−15.
  341. Rahmann H. Gangliosides and synaptic transmission: effect of temperature // Living in the cold: Physiological and biochemical adaptations. Eds. Heller H.C. et al. N.Y.: Elseiver, 1986. — P. 43−50.
  342. Rahmann H., Hilbig R. The possible functional role of neuronal gangliosides in temperature adaptation of vertebrates // J. Therm. Biol. 1981. — V. 6, N. 4. — P. 315−319.
  343. Raison J.K., McMurchie M., Charnock J.S., Gibson R.A. Differences in thethermal behaviour of miocardial membranes relative to hibernation // Сотр. Biochem. Physiol. 1981. — V. 69B, N. 2. — P. 169−174.
  344. Reid M.S., Kilduff T.S., Romero L.M., Florant G.L., Dement W.C., Heller H.C. Monoaminic and metabolite levels in the cerebrospinal fluid of hibernating and euthermic marmots // J. Sleep Res. 1992. — V. 1. — P. 45−50.
  345. Rice M.E. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain // Trends Neurosci. 2000. — V. 23. — P. 209−216.
  346. Robert J., Montaudon D., Dubourg L. Changes in lipid composition of the brain cellular membranes of a hibernating mammal during its circannual rhythm // Сотр. Biochem. Physiol. 1982. — V. 71B, N. 3. — P. 409−416.
  347. Saito M., Kubo K. Relationship between tissue lipid peroxidation and peroxidi-zabiity index after linolenic, eicosapentaenoic, or docosahexaenoic acid intake in rats // British J. Nutrition. 2003. — V. 89. — P. 19−28.
  348. Salhany J.M., Shaklai N. Functional properties of human hemoglobin bound to the erythrocyte membrane // Biochemistry. 1979. — V. 18, N. 5. — P. 893−899.
  349. Salo D.C., Pacifici R.E., Lin S.W., Giulivi C., Davies K.J.A. Superoxide dismu-tase undergoes proteolysis and fragmentation following oxidative modification and inactivation // J. Biol. Chem. 1990. — V. 265, N. 20. — P. 11 919−11 927.
  350. Salvador A., Sousa J., Pinto R.E. Hydroperoxyl, superoxide and pH gradients in the mitochondrial matrix: a theoretical assessment // Free Radic. Boil. Med. -2001.-V. 31.-P. 1208−1215.
  351. Schuck P., Schubert D. Band 3-hemoglobin associations // FEBS Letters. -1991.-V. 293, N. 1−2.-P. 81−84.
  352. Sevanian A., Ursini F. Lipid peroxidation in membranes and low-density lipoproteins: similarities and differences // Free Radic. Biol. Med. 2000. — V. 29. -P. 306−311.
  353. Shaklai N., Ygnerabide J., Ranney H.M. Interaction of hemoglobin with red blood cell membranes as show by a fluorescent chromophore // Biochemistry. -1977. V. 16, N. 25. — P. 5585−5592.
  354. Sies H. Glutathione and its role in cellular functions // Free Radic. Biol. Med. -1999.-V. 27.-P. 916−921
  355. Sihotang K. Acetylcholinesterase and its association with lipid // Eur. J. Biochem. 1976. — V. 63. — P. 519−524.
  356. Skau K.A. Acetylcholinesterase molecular forms in serum and erythrocytes of laboratory animals // Сотр. Biochem Physiol. 1985. — V. 80C, N. 1. — P. 207−210.
  357. Skulachev V.P. NADP+ decomposition and antioxidant defense of the cell // FEBS Lett.-2001.-V. 492.-P. 1−3.
  358. Soszynski M., Bartosz G. Decrease in accessible thiols as an index of oxidative damdge to membrane proteins // Free Radic. Biol. Med. 1997. — V. 23, N. 3. — P 463−469.
  359. Stadtman E.R. Metal ion catalyzed oxidation of proteins: biochemical mechanism and biological consequences // Free Radic. Biol. Med. — 1990. — V. 9. — P. 315−325.
  360. Stadman E.R. Protein oxidation and aging // Science. 1992. — V. 257. — P. 1220- 1224.
  361. Storey K.B. Turning down the fires of life: metabolic regulation of hibernation and estivation // Molecular mechanisms of metabolic. Ed. by Storey K.B. Oxford: BIOS Scientific, 2001. — P. 1 -21.
  362. Storey K.B. Natural hypothermic preservation: the mammalian hibernator // Cell Preserv. Technol. 2002. — V. 1. — P. 3−16.
  363. Storey K.B., Storey J.M. Metabolic rate depression in animals: transcriptional and translational controls // Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 2004. — V. 79. — P. 207−233.
  364. Swarts H.G.P., Schurmans S., De Pont I. Binding of unsaturated fatty acids to0
  365. Na+, K± ATPase leading to inhibition and inactivation // BBA. Biomembranes. -1990. V. 1024, N 1. — P. 32−40.
  366. Szweda-Lewandowska Z., Krokosz A., Gociarz M., Zajeczkowska W., Puchala M. Damage to human erythrocytes by radiation-generated HO* radicals: moleku-lar changes in erythrocyte membranes // Free Radic. Res. 2003. — V. 7. — P. 1137−1143.
  367. Taylor P., Brown J.H. Acetylcholin // Basic neurochemistry. Eds Siegel.G.J. et al.-N.Y.: Raven Press, 1994.-P. 181−208.
  368. Terry H.D., Rainer F. Effects of superoxide radicals of transport (Na-K) adenosine triphosphatase and protection by superoxide dismutase // Neurochem. Res. -1979.-V. 4, N. 1. P. 73−82.
  369. Therien A., Blostein R. Mechanisms of sodium pump regulation // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2000. — V. 279. — P. 541−566.
  370. Thomas D.D., Liu X., Kantrow S.P., Lancaster J.R. The biological lifetime of nitric oxide: implications for the perivascular dynamics of NO and 02 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. — V. 98, N. 1. — P. 355−360.
  371. Tipton K.F., Houslay M.D., Turner A.J. Metabolism of aldehydes in brain // Es-sayas in Neurochem. Neuropharm. 1977. — V. 1. — P. 103−138.
  372. Toien O., Drew K.L., Chao M.L., Rice M.E. Ascorbate dynamics and oxygen consumption during arousal from hibernation in Arctic ground squirrels // J. Physiol. Regulatory Integr. Сотр. Physiol. -2001. -V. 281. P. 572−583.
  373. Tsakiris S. Control of the activity of the brain synaptosome-associated acetylcholinesterase by acidic phospholipids // Z. Naturforsch. 1985. -V. 40. — P. 97−101.
  374. Van Breukelen F., Martin S.L. Invited review: molecular adaptions in mammalian hibernators: unique adaptations or generalized responses? // J.Appl. Physiol. -2002. V.92. — P.2640−2647.
  375. Voronova I.P., Svechnikov K.V., Popova N.K. Central and peripheral serotonergic system at hibernation and hypothermia // Mechanisms of natural hypometabolic states. Eds. Kolaeva S.G. et al. Puchchino, 1992. — P. 225−233.
  376. Wang L.C.H. Ecological, physiological, and biochemical aspects of torpor in mammals and birds // Advances in Сотр. and Environmental Physiol. Ed. Wang. L.C.H. Berlin: Springer-Verlag., 1989. — V. 4. — P. 361−401.
  377. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals: metabolic, physiological and biochemical adaptations // Handbook of Physiology. Eds. Fregly M. J., Blatteis C.M. -N.Y.: Oxford Univ. Press. 1996. — P. 507−531.
  378. Wang X., Wu Z., Song G., Wang H., Long M., Cai S. Effects of oxidative damage of membrane protein thiol groups on erythrocyte membrane viscoelasticities // Clin. Hemorheol.Microcirc. 1999. -V. 21. — P. 137−146.
  379. Warner Т., Zar J.H. Fatty acid composition of brown fat and brain fat of the little brown bat, Myotis lucifugus, during hibernation // Сотр. Biochem. Physiol. -1982. -V. 73B, N. 3. P. 613−616.
  380. Weiner L., Kreimer D., Roth E., Silman I. Oxidative stress transforms acetylcholinesterase to a moltenglobule-like state // Biochem. and Biophys. Res. Com-mun. 1994. -V. 198, N. 3.-P. 915−922.
  381. Willis J.S. Hibernation: cellular aspects // Ann. Rev. Physiol. 1979. — V. 41. -P. 275−286.
  382. Yang Y., Sharma R., Sharma A., Awasthi S., Awwasthi Y.C. Lipid peroxidation and cell cycle signaling: 4-hydroxynoneal, a key molecule in stress mediated signaling // Acta Biochim. Pol. 2003. — V. 50. — P. 319−336.
  383. Ying W., Han S.K., Miller J.W. Swanson R.A. Acidosis potentiates oxidative neuronal death by multiple mechanisms // J. Neurochem. 1999. — V. 73. — P. 1549−1556.
  384. Young I.S., Woodside J.V. Antioxidants in helth and disease // J. Clin. Pathol. -2001.-V. 54.-P. 178−186.
  385. Zelko I.N., Mariani T.J., Folz R.J. Superoxide dismutase multigene family: a comparison of the Cu, Zn-SOD (SOD1), Mn-SOD (SOD2), and EC-SOD (SOD3) gene structures, evolution, and expression // Free Radic Biol. Med. 2002. — V. 33.-P. 337−349.
  386. Zhao Z.Q., Willis J.S. Differential effects of cooling in hibernator and nonhiber-nator cells: Na permeation // Am. J. Physiol. Regul. Integ. Сотр. Physiol. -1989.-V. 256. -P.49−55.
  387. Zhegunov G.F., Mikulincky I.E., Yu E., Kudokotseva E.V. Hyperactivation of protein synthesis in tissues of hibernating animals on arousal // Cryo Letters. -1988.-V. 9, N. 1-P. 236−245.
  388. Zhou Z., Kang Y.J. Cellular and subcellular localization of catalase in the heart of transgenic mice // J. Histochem. Cytochem. 2000. — V. 8. — P. 585−594.
  389. Zhou F., Zhu X., Castellani R.J., Stimmelmayr R., Perry G., Smith M.A., Drew K. Hibernation, a model of neuroprotection // Am. J. Pathol. 2001. — V. 158. -P. 2145−2151.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!