Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Экспрессия теломеразы в иммунокомпетентных клетках человека в норме и при иммунопатологических состояниях

Диссертация: Экспрессия теломеразы в иммунокомпетентных клетках человека в норме и при иммунопатологических состояниях
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Теломераза представляет собой фермент, который осуществляет наращивание теломерных районов хромосомной ДНК. Известно, что укорочение теломерных районов ДНК до значений, являющихся критически малыми, может служить сигналом к репликативному старению соматических клеток и дестабилизации их хромосом. Активность теломеразы в совокупности с длиной теломер отражает пролиферативный потенциал клетки… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • Глава 1. Теломераза человека и ее регуляция
    • 1. 1. Роль теломеразы в проблеме концевой недорепликации хромосом
    • 1. 2. Состав теломеразного комплекса
      • 1. 2. 1. Каталитическая субъединица теломеразы
      • 1. 2. 2. РНК-субъединица теломеразы
    • 1. 3. Регуляция активности теломеразы
      • 1. 3. 1. Транскрипционная регуляция hTERT
      • 1. 3. 2. Посттранскрипционная регуляция теломеразы
  • Глава 2. Механизмы регуляции теломеразы в норме и при патологии
    • 2. 1. Регуляция теломеразы в иммунокомпетентных клетках человека
      • 2. 1. 1. Лимфоидные клетки
      • 2. 1. 2. Миелоидные клетки
    • 2. 2. Теломераза при различных иммунопатологических состояниях
      • 2. 2. 1. Активность теломеразы при ревматоидном артрите
      • 2. 2. 2. Активность теломеразы при системной красной волчанке
      • 2. 2. 3. Активность теломеразы при рассеянном склерозе
      • 2. 2. 4. Активность теломеразы при атопическом дерматите и псориазе
      • 2. 2. 5. Активность теломеразы при апластической анемии
  • ЧАСТЬ II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • ЧАСТЬ III. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
  • Глава 1. Постановка метода оценки мРНК hTERT в имунокомпетентных клетках с помощью Flow-FISH
    • 1. 1. Проверка специфичности используемого PNA зонда
    • 1. 2. Разработка условий гибридизации in situ
      • 1. 2. 1. Выделение и подготовка клеточных образцов
      • 1. 2. 2. Денатурация нуклеиновых кислот
      • 1. 2. 3. Гибридизация
      • 1. 2. 4. Удаление не связавшегося зонда из клеток
      • 1. 2. 5. Окрашивание ДНК
      • 1. 2. 6. Запись и анализ данных
      • 1. 2. 7. Воспроизводимость метода Flow-FISH
    • 1. 3. Демонстрация метода гибридизации in situ
  • Глава 2. Экспрессия теломеразы в интактных и стимулированных лимфоцитах человека в норме и при иммунопатологических состояниях
    • 2. 1. Экспрессия мРНК hTERT в интактных лимфоцитах
    • 2. 2. Содержание субъединицы hTERT в интактных лимфоцитах
    • 2. 3. Экспрессия мРНК hTERT в стимулированных лимфоцитах
    • 2. 4. Содержание hTERT в стимулированных лимфоцитах
    • 2. 5. Содержание hTERT и мРНК hTERT в CD4 и CD8 субпопуляциях лимфоцитов
    • 2. 6. Исследование активности теломеразы в лимфоцитах при поликлональной стимуляции
  • ОБСУЖДЕНИЕ

Экспрессия теломеразы в иммунокомпетентных клетках человека в норме и при иммунопатологических состояниях (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Теломераза представляет собой фермент, который осуществляет наращивание теломерных районов хромосомной ДНК. Известно, что укорочение теломерных районов ДНК до значений, являющихся критически малыми, может служить сигналом к репликативному старению соматических клеток и дестабилизации их хромосом [Chan S.R.W.L., 2004]. Активность теломеразы в совокупности с длиной теломер отражает пролиферативный потенциал клетки. Существуют данные, свидетельствующие о присутствии определяемой активности этого фермента не только в стволовых, половых и опухолевых клетках, но и в слизистых клетках кишечника и в лимфоцитах периферической крови (ПК) и тимуса [Osterhage J.L., 2009], кроме того, каталитическая субъединица теломеразы (hTERT), являющаяся РНК-зависимой ДНК полимеразой, синтезирующей теломерные повторы, а также мРНК этой субъединицы, также экспрессируются в этих клетках на сравнительно низком, но детектируемом уровне.

В течение жизни в лимфоцитах периферической крови происходит постепенное укорочение теломер. Причиной этого являются клеточные деления, накапливающиеся с возрастом in vivo [Osterhage J.L., 2009]. Показано, что при многих, в том числе иммунопатологических, болезнях (ревматоидный артрит, атопический дерматит, бронхиальная астма и др.) лимфоциты периферической крови характеризуются укороченными теломерами и повышенной пролиферацией по сравнению с аналогичными показателями в лимфоцитах здоровых людей. Кроме заболеваний различного генеза, на скорость укорочения теломер в лимфоцитах могут влиять и многие другие факторы, как, например, наличие хронического стресса [Georgin-Lavialle S., 2010].

Установлено, что экспрессия теломеразы в лимфоцитах строго контролируется в течение их развития, дифференцировки и активации [Georgin-Lavialle S., 2010]. Известно, что в результате стимуляции зрелые лимфоциты становятся способны экспрессировать теломеразу на довольно высоком уровне, причем после любой повторной стимуляции экспрессия теломеразы также может возрастать, но ее уровень уже не достигает уровня ответа на первичный стимул [Akbar A.N., 2007]. Такая динамика может отражать механизмы регуляции клональной экспансии лимфоцитов, являющейся частью иммунного ответа, на уровне контроля их пролиферации.

Помимо активации теломеразы существует механизм удлинения теломер, альтернативный теломеразному (ALTalternative lengthening of telomeres). Тем не менее, наличие этого механизма в клетках млекопитающих в настоящее время обнаружено только в аномальных ситуациях, таких как злокачественные клетки, иммортализованные клеточные линии, и нокаутные по гену теломеразы мышиные клеточные линии, тогда как нормальные лимфоциты человека не обладают способностью использовать ALT для поддержания теломер [Muntoni А., 2009]. Таким образом, основным механизмом стабилизации длины теломер в лимфоцитах является активность теломеразы, и поскольку пролонгирование клональной экспансии крайне важно для функционирования лимфоцитов, они задействуют этот механизм для того, чтобы снизить (но не предотвратить целиком) сокращение теломер в течение пролиферации [Kashubowska L., 2008]. Так, в интактных лимфоцитах при ревматоидном артрите, системной красной волчанке, рассеянном склерозе и атопическом дерматите активность теломеразы увеличена [Klapper W., 2004]. Показано также, что активность теломеразы способна возрастать в результате острого психологического стресса [Epel E.S., 2010].

Многочисленные данные свидетельствуют, что при большинстве перечисленных ситуаций (иммунопатологические заболевания, стресс и многие другие) теломеры в лимфоцитах, несмотря на повышенную активность теломеразы, сокращаются с возрастом быстрее, чем у здоровых доноров, и немногие свидетельства сохранения длины теломер в лимфоцитах при патологических состояниях являются, скорее, исключением. Таким исключением, например, является отсутствие ускоренного укорочения теломер при бронхиальной астме (БА) смешанного генеза, при том, что при атопической и инфекционно-зависимой БА теломеры укорачиваются с возрастом значительно быстрее, чем у доноров [Борисов В.И., 2009].

Учитывая, что регуляция активности теломеразы контролируется как на уровне транскрипции гена hTERT, так и механизмами посттранскрипционной и посттрансляционной модификации [Ly Н., 2009], представляет интерес изучение не только экспрессии мРНК hTERT в лимфоцитах, но и наличия в них самого белка hTERT. Исследование изменений продукции теломеразы на уровне мРНК и белка ее каталитической субъединицы, таким образом, представляет значительный интерес, поскольку может помочь объяснить причину укорочения или сохранения длины теломер при иммунопатологических процессах.

Для количественной оценки мРНК hTERT обычно используют RT-PCR или Northern Blotting. Эти методы недостаточно информативны, поскольку необходимость разрушения клеток для выделения мРНК не позволяет одновременно охарактеризовать исследуемый материал по другим параметрам (к примеру таким, как субпопуляционная принадлежность или экспрессия интересуемых белков) без дополнительного использования методов их сепарации. Этот недостаток отсутствует в методе Flow-FISH, позволяющем оценивать содержание исследуемой ДНК или РНК на уровне единичной клетки с помощью внутриклеточной in situ гибридизации зонда, меченого флуорохромом, с последующим анализом на проточном цитофлуориметре. Представляется перспективным таким образом модифицировать метод Flow-FISH для выявления мРНК hTERT, чтобы это позволило с достаточной информативностью и высокой производительностью определять экспрессию теломеразы в исследуемом материале.

ЦЕЛЬ РАБОТЫ.

Исследовать изменения активности теломеразы в лимфоцитах человека при иммунопатологических заболеваниях аутоиммунного и аллергического генеза на уровне продукции мРНК и белка hTERT и оценить влияние этих изменений на динамику длины теломер.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

1. Изучить информативность, эффективность и особенности применения метода Flow-FISH при определении относительного количества мРНК hTERT в иммунокомпетентных клетках.

2. Исследовать динамику экспрессии hTERT и мРНК hTERT в CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитах человека в условиях поликлональной стимуляции.

3. Изучить уровень спонтанной и индуцированной экспрессии hTERT и мРНК hTERT в лимфоцитах человека при ревматоидном артрите, атопическом дерматите, бронхиальной астме и апластической анемии.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА.

Показано, что уровень мРНК hTERT в лимфоцитах периферической крови человека достаточно высок для достоверной ее оценки путем in situ гибридизации с флуоресцентным зондом, специфичным к последовательности этой мРНК, с последующим анализом на проточном цитофлуориметре.

Обнаружено, что после трех суток поликлональной стимуляции лимфоцитов здоровых доноров в культуре in vitro эк спрессия в них мРНК hTERT достоверно повышается. Такое повышение происходит за счет клеток, находящихся в S/M/G2 фазе клеточного цикла (пролиферирующих клеток), тогда как в состоянии покоя (фаза G1/G0) как стимулированные, так и интактные клетки экспрессируют равные уровни мРНК hTERT. Содержание hTERT в лимфоцитах также достоверно возрастает в результате их стимуляции in vitro, более того, между содержанием hTERT в интактных и стимулированных лимфоцитах существует статистически значимая положительная корреляция.

Выявлено более высокое содержание мРНК hTERT в CD8 лимфоцитах пациентов с ревматоидным артритом по сравнению с группой доноров. Тем не менее, содержание hTERT в группе пациентов с РА не отличается от доноров ни в общей популяции лимфоцитов, ни в CD4 и в CD 8 субпопуляциях.

Впервые исследовано содержание hTERT и ее мРНК в лимфоцитах пациентов с бронхиальной астмой. Полученные данные свидетельствуют, что в отличие от группы доноров, экспрессия мРНК hTERT в стимулированных лимфоцитах пациентов с БА повышена по сравнению с исходным (спонтанным) значением независимо от стадии клеточного цикла (G1/G0 и S/M/G2). Кроме того, для пациентов с БА смешанного генеза характерно повышение содержания каталитической субъединицы теломеразы в лимфоцитах после трех суток поликлональной стимуляции по сравнению с группой доноров.

Обнаружено, что в лимфоцитах пациентов с атопическим дерматитом, стимулированных поликлонально в течение трех суток, уровень мРНК hTERT, в отличие от доноров, не повышается. Также у пациентов с АД отсутствует корреляция между содержанием hTERT в интактных и стимулированных лимфоцитах.

НАУЧНО-ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ.

Модификация способа определения уровня мРНК каталитической субъединицы теломеразы (hTERT) обладает высокой производительностью и позволяет с достаточной информативностью определить мРНК hTERT в исследуемом материале (Flow-FISH). В данной методике окрашивание мРНК hTERT на уровне единичных клеток производится в суспензии фиксированных клеток с помощью гибридизации in situ, после чего следует анализ образца на проточном цитофлуориметре. Методика опубликована в виде патента «Способ определения уровня мРНК каталитической субъединицы теломеразы (hTERT) как показателя уровня активности фермента» и в статьях.

Данные об измененной экспрессии и/или способности к индукции hTERT и мРНК hTERT в лимфоцитах при таких патологиях, как ревматоидный артрит, атопический дерматит, бронхиальная астма и апластическая анемия, дают объяснение феномену ускоренного укорочения или, наоборот, сохранения длины теломер, наблюдаемое в различных субпопуляциях лимфоцитов при этих заболеваниях.

ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ.

1. Модифицированный метод Flow-FISH позволяет определять содержание мРНК каталитической субъединицы теломеразы в иммунокомпетентных клетках с помощью гибридизации in situ с флуоресцентным PNA зондом и последующим анализом суспензии клеток на проточном цитофлуориметре.

2. Повышение экспрессии мРНК hTERT, наблюдаемое при поликлональной стимуляции лимфоцитов, достигается за счет клеток, находящихся в фазе S/M/G2 клеточного цикла, в то время как клетки, находящиеся в фазе G1/G0, экспрессируют мРНК теломеразы на одинаковом уровне независимо от того, были ли они выделены из интактных или стимулированных в культуре лимфоцитов.

3. Повышенная активация hTERT в Т-лимфоцитах периферической крови обеспечивает сохранение длины теломер при иммунопатологических состояниях, как показано в случае бронхиальной астмы смешанного генеза, в то время как при нормальной или сниженной экспрессии теломеразы возникает ускоренное укорочение теломер (при ревматоидном артрите, атопическом дерматите и апластической анемии).

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

выводы.

1. Разработанная методика Flow-FISH позволяет определять мРНК hTERT в интактных и пролиферирующих лимфоцитах периферической крови человека путем in situ гибридизации с флуоресцентным пептидонуклеиновым зондом, специфичным к последовательности этой мРНК, с последующим анализом на проточном цитофлуориметре.

2. При поликлональной стимуляции Т-лимфоцитов содержание в них как hTERT, так и ее мРНК возрастает уже на первые сутки культивирования, достигает пика на третьи сутки и затем постепенно снижается, что демонстрирует сходную динамику изменения hTERT и ее мРНК. Повышение экспрессии мРНК hTERT при поликлональной стимуляции в культуре происходит только в лимфоцитах, находящихся в фазе S/M/G2 клеточного цикла, и не затрагивает лимфоциты, находящиеся в фазе G1/G0 клеточного цикла. Содержание hTERT в CD8 лимфоцитах превышает аналогичный показатель в CD4 лимфоцитах как в интактных, так и в стимулированных лимфоцитах.

3. Экспрессия мРНК hTERT снижена в интактных лимфоцитах пациентов с апластической анемией и повышена в интактных CD8 лимфоцитах пациентов с ревматоидным артритом по сравнению с группой доноров.

4. Содержание белка hTERT в интактных CD4 и CD8 лимфоцитах пациентов с атопическим дерматитом достоверно повышено по сравнению с группой доноров и возрастает статистически значимо после трех суток поликлональной стимуляции, однако при этом не наблюдается увеличения экспрессии мРНК hTERT, в отличие от группы доноров.

5. Содержание белка hTERT в интактных CD8 лимфоцитах пациентов с бронхиальной астмой достоверно повышено по сравнению с группой доноров. В отличие от доноров, экспрессия мРНК hTERT в стимулированных лимфоцитах пациентов с БА повышена по сравнению с исходным (спонтанным) значением как в G1/G0, так и в S/M/G2 стадиях клеточного цикла. Кроме того, содержание каталитической субъединицы теломеразы в лимфоцитах пациентов с БА смешанного генеза после трех суток стимуляции достоверно повышено по сравнению с группой доноров, что объясняет сохранение длины теломер в лимфоцитах при смешанной форме БА, в отличие от других исследованных заболеваний.

6. Изменения содержания hTERT в лимфоцитах периферической крови при иммунопатологических состояниях выявляются в разных субпопуляциях и на различных уровнях регуляции в зависимости от патологии (ревматоидный артрит, апластическая анемия, атопический дерматит, бронхиальная астма).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Протокол, представляющий собой метод Flow-FISH, модифицирован для определения мРНК hTERT на уровне единичных клеток. Данный протокол включает выявление мРНК с помощью гибридизации in situ с флуоресцентным PNA зондом и последующим анализом суспензии клеток на проточном цитофлуориметре для полуколичественной оценки содержания мРНК каталитической субъединицы теломеразы в различных клетках. Таким образом с помощью метода Flow-FISH была получена возможность выявления мРНК hTERT с меньшей трудоемкостью и большей производительностью, чем при использовании таких традиционных методик, как RT-PCR.

С использованием протокола Flow-FISH продемонстрирована динамика индукции мРНК hTERT в лимфоцитах периферической крови при их стимуляции в культуре анти-СБЗ антителами в присутствии IL-2 в течение недели. Содержание мРНК hTERT возрастает уже после первых суток культивирования, достигает пика на третьи сутки и затем постепенно снижается. Динамика содержания субъединицы hTERT при этом полностью соответствует динамике ее мРНК. При повторной стимуляции уровень как hTERT, так и ее мРНК снова повышается, но при этом не достигает уровня первичной индукции. Таким образом, результаты, отражающие динамику содержания hTERT и ее мРНК, соответствуют данным, представленным в литературе, и могут отражать механизмы регуляции клональной экспансии лимфоцитов, играющей важную роль при иммунном ответе.

При проведении протокола Flow-FISH в интактных и стимулированных лимфоцитах периферической крови показана возможность определения содержания мРНК hTERT в клетках, находящихся в различных фазах клеточного цикла. Показано, что содержание мРНК hTERT в лимфоцитах условно здоровых доноров на третьи сутки стимуляции повышается статистически достоверно по сравнению с интактными лимфоцитами, но это повышение происходит лишь за счет лимфоцитов, находящихся в фазе S/M/G2 клеточного цикла. Содержание мРНК hTERT в лимфоцитах, находящихся в фазе G1/G0 клеточного цикла, не изменяется в результате их поликлональной стимуляции в культуре. Это говорит о том, что активация теломеразы происходит в результате запуска пролиферации клеток.

При исследовании содержания hTERT и ее мРНК в интактных и стимулированных лимфоцитах пациентов с заболеваниями аутоиммунного и аллергического генеза было выявлено, что мРНК hTERT в CD8 лимфоцитах ПК пациентов с РА было выше, чем в донорской группе, что не отражалось на содержании самого белка hTERT которое не превышало соответствующего донорского значения. Такие результаты частично расходятся с данными литературы, но объяснить их можно тем, что в данное исследование были включены пациенты с хроническим РА, не имеющие отличий от доноров по экспрессии hTERT и ее мРНК, в отличие от раннего РА.

Экспрессия мРНК hTERT в интактных лимфоцитах пациентов с АА достоверно снижена по сравнению с группой доноров.

Содержание hTERT в CD8 лимфоцитах превышает аналогичный показатель в CD4 лимфоцитах как в интактных, так и в стимулированных лимфоцитах для всех исследованных групп, кроме группы пациентов с АД, в которой повышенное содержание hTERT в CD8 по сравнению с CD4 лимфоцитами было показано только для стимулированных лимфоцитовпри этом в интактных клетках уровень hTERT между CD4 и CD8 лимфоцитами не различался и был достоверно выше, чем в группе доноров. В отличие от доноров, уровень мРНК hTERT в стимулированных лимфоцитах пациентов с АД повышается статистически недостоверно по сравнению с исходным уровнем. Также у этих пациентов отсутствует корреляция между содержанием hTERT в интактных и стимулированных лимфоцитах, присутствующая в норме в группе условно здоровых доноров.

Впервые показано, что у пациентов с БА содержание hTERT повышено по сравнению с группой доноров в интактных CD8 и стимулированных CD4 лимфоцитах. Кроме того, экспрессия мРНК hTERT индуцирована по сравнению с исходным значением как в Gl /GO, так и в S/M/G2 клетках.

Активность теломеразы в лимфоцитах периферической крови, а также содержание hTERT и ее мРНК, во многом зависит не только от статуса активности этих лимфоцитов, но и от их репликативной истории, то есть количества делений, пройденных ими in vivo. Нарушения этого процесса, происходящие при различных патологических состояниях, неизбежно отражаются на активности теломеразы и экспрессии ее каталитической субъединицы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.И., Сенюков В. В., Кожевников B.C. Раннее старение иммунной системы при ревматоидном артрите // Российский иммунологический журнал. -2007. Т.1. — № 2. — С. 144−149.
  2. В.И., Демаков С. А., Непомнящих В. М., Леонова М. И., Демина Д. В., Баровская H.A., Кожевников B.C. Особенности изменения средней длины теломер в лимфоцитах у больных бронхиальной астмой // Медицинская Иммунология. 2009. — Т. 11. — № 6. — С.523−530.
  3. В.П., Боровиков И.П. STATISTICA Статистический анализ и обработка данных в среде Windows.- М.: Информ.-изд. дом «Филинъ», 1997.- 608 с.
  4. С.А., Алифирова В. М., Иванова С. А., Орлова Ю. Ю. Апоптоз лимфоцитов у больных рассеянным склерозом // Бюллетень сибирской медицины. -2008. Приложение 1. — С.200−203.
  5. В.А. Клеточный геном в патогенезе основных заболеваний человека (атеросклероз, аутоиммунные заболевания, рак) // Медицинская иммунология. 2010. — Т. 12. — № 4−5. — С.285−296.
  6. Г. Ф. Биометрия. Москва, «Высшая школа», 1990.- 352 с.
  7. В.В., Бокарев И. Н. Теломераза: новые возможности дифференциальной диагностики лимфаденопатии // Российские медицинские вести. -2001. № 2. — С.4−9.
  8. И.М., Федорцева Р. Ф. Характеристика спонтанно трансформированной линии человека ECV304 I. Множественные хромосомные перестройки // Цитология. 2008. — Т.50. — № 7. — С.568−576.
  9. Akbar A.N., Vukmanovic-Stejic М. Telomerase in Т lymphocytes: use it and lose it? // The Journal of Immunology. 2007. — Vol.178. — P.6689−6694.
  10. Ali A.S.M., Chopra R., Robertson J., Testa N.G. Detection of hTERT protein by flow cytometry // Leukemia. 2000. — Vol.14. -P.2176−2181.
  11. Andrews N.P., Fujii H., Goronzy J.J., Weyand C.M. Telomeres and immunological diseases of aging // Gerontology. 2010. — Vol.56. — P.390-^403.
  12. Armbruster B.N., Banik S.S., Guo C., Smith A.C., Counter C.M. N-terminal domains of the human telomerase catalytic subunit required for enzyme activity in vivo // Molecular and cellular biology. 2001. — Vol. 21. — № 22. — P.7775−7786.
  13. Artandi S.E., Alson S., Tietze M.K. et al. Constitutive telomerase expression promotes mammary carcinomas in aging mice // PNAS. 2002. — Vol.99. — № 12. — P.8191−8196.
  14. Autexier C., Lue N.F. The structure and function of telomerase reverse transcriptase // Annu Rev Biochem. 2006. — Vol.75. — P.493−517.
  15. Bachand F., Autexier C. Functional regions of human telomerase reverse transcriptase and human telomerase RNA required for telomerase activity and RNA-protein interactions // Molecular and cellular biology // 2001. Vol. 21. — № 5. -P.1888−1897.
  16. Baerlocher G.M., Mak J., Tien Т., Lansdorp P.M. Telomere length measurement by fluorescence in situ hybridization and flow cytometry: tips and pitfalls // Cytometry. 2002. — Vol.47. — P.89−99.
  17. Bagheri S., Nosrati M., Li S. et al. Genes and pathways downstream of telomerase in melanoma metastasis // PNAS. 2006. — Vol.103. — № 30. — P. l 1306−11 311.
  18. Beattie T.L., Zhou W., Robinson M.O., Harrington L. Reconstitution of human telomerase activity in vitro. Curr Biol // 1998. Vol.29. — № 8(3). — P.177−80.
  19. Belgiovine C., Chiodi I., Mondello C. Telomerase: cellular immortalization and neoplastic transformation. Multiple functions of a multifaceted complex // Cytogenet Genome Res. 2008. — Vol. 122(3−4). — P.255−62.
  20. Berndt A., Kosmehl H., Celeda D., Katenkamp D. Reduced formamide content and hybridization temperature results in increased non-radioactive mRNA in situ hybridization signals // Acta Histochem. 1996. — Vol.98(2). — P. 156.
  21. Biroccio A., Leonetti C. Telomerase as a new target for the treatment of hormone-refractory prostate cancer // Endocrine-Related Cancer. 2004. — Vol.11. — 407 421.
  22. Blasco A.M. Mice with bad ends: mouse models for the study of telomeres and telomerase in cancer and aging // The EMBO Journal. 2005. — Vol.24. — P. 10 951 103.
  23. Bodnar A.G., Kim N.W., Effros R.B., Chiu C.P. Mechanism of telomerase induction during T cell activation // Exp Cell Res. 1996. — Vol.228. — P.58−64.
  24. Bodnar A.G., Ouellette M., Frolkis M., Holt S.E., Chiu C.P., Morin G.B., Harley C.B., Shay J.W., Lichtsteiner S., Wright W.E. Extension of life-span by introduction of telomerase into normal human cells // Science. 1998. — Vol.279(5349). — P.349−352.
  25. Bosoy D., Peng Y., Mian S., Lue N.F. Conserved N-terminal motifs of telomerase reverse transcriptase required for ribonucleoprotein assembly in vivo // The journal of biological chemistry. 2003. — Vol.278. — № 6. -P.3882−3890.
  26. Brewer P.B., Heisler M.G., Hejatko J., Friml J., Benkova E. In situ hybridization for mRNA detection in Arabidopsis tissue sections // Nature Protocols. 2006. -Vol.1.-P.1462- 1467.
  27. Broccoli D., Young J. W., de Lange T. Telomerase activity in normal and malignant hematopoietic cells // Proc. Natl. Acad. Sci. 1995. — Vol.92. — P.9082−9086.
  28. Briimmendorf T.H., Maciejewski J.P., Mak J., Young N.S., Lansdorp P. M. Telomere length in leukocyte subpopulations of patients with aplastic anemia // Blood. -2001. Vol.97(4). — P.895−900.
  29. Bryan T.M., Goodrich K.J., Cech T.R. Telomerase RNA bound by protein motifs specific to telomerase reverse transcriptase // Mol Cell. 2000. — Vol.6(2). — P.493−9.
  30. Bryce L.A., Morrison N., Hoare S.F., Muir S., Keith W.N. Mapping of the gene for the human telomerase reverse transcriptase, hTERT, to chromosome 5p 15.33 by fluorescence in situ hybridisation //Neoplasia. 2000. — Vol.2. — №.3. — p. 197−201.
  31. Buchkovich K.J., Greider C.W. Telomerase regulation during entry into the cell cycle in normal human T cells // Molecular Biology of the Cell. 1996. — Vol.7. -P.1443−1454.
  32. Calado R.T., Pintao M.C., Silva W.A. Jr, Falcao R.P., Zago M.A. // Aplastic anaemia and telomerase RNA mutations // Lancet. 2002. — Vol.360. — P. 1608.
  33. Chakrabarti M.C., Schwarz F.P. Thermal stability of PNA/DNA and DNA/DNA duplexes by differential scanning calorimetry. // Nucleic Acids Research. -1999. Vol.27. -No.24. -P.4801−4806.
  34. Chan S.R.W.L., Blackburn E.H. Telomeres and telomerase // Phil. Trans. R. Soc. Lond. 2004. — Vol.359. — P. 109−121.
  35. Chang J.T., ChenY., Yang H., Chen C., Cheng A. Differential regulation of telomerase activity by six telomerase subunits // Eur. J. Biochem. 2002. — Vol.269, P.3442−3450.
  36. Chang M., Arneric M., Lingner J. Telomerase repeat addition processivity is increased at critically short telomeres in a Tell-dependent manner in Saccharomyces cerevisiae // Genes Dev. 2007. — Vol.21. — P.2485−2494.
  37. Chang S., DePinho R.A. Telomerase extracurricular activities // PNAS. -2002. Vol.99. — № 20. — P. 12 520−12 522.
  38. Cheadle C., Fan J., Cho-Chung Y.S., Werner T., Ray J., Do L., Gorospe M., Becker K.G. Control of gene expression during T cell activation: alternate regulation of mRNA transcription and mRNA stability // BMC Genomics. 2005. — Vol.6. — № 75.
  39. Chen J.L., Blasco M.A., Greider C.W. Secondary structure of vertebrate telomerase RNA // Cell. 2000. — Vol.3 — № 100(5). — P.503−14.
  40. Chen J.L., Greider C.W. Determinants in mammalian telomerase RNA that mediate enzyme processivity and cross-species incompatibility // The EMBO Journal. -2003. Vol.22. — №.2. -P.304−314.
  41. Choi J., Southworth L.K., Sarin K.Y. et al. TERT promotes epithelial proliferation through transcriptional control of a Myc and Wnt-related developmental program//PLoS Genetics. 2008.-Vol.4. — Issue 1.-P.0124−0138.
  42. Chuaire L. Telomere and Telomerase: brief review of a history initiated by Hermann Muller and Barbara McClintock // Colomb Med. 2006. — Vol.37. — P.336−339.
  43. Colgin L. M., Wilkinson C., Englesou A., et al. The hTERTa splice variant is a dominant negative inhibitor of telomerase activity // Neoplasia. 2000. — Vol.2. — P.426−432.
  44. Collins K., Mitchell J.R. Telomerase in the human organism // Oncogene. -2002. Vol.21. — P.564−579.
  45. Collins K. The biogenesis and regulation of telomerase holoenzymes //Nat Rev Mol Cell Biol. 2006. — Vol.7. — P.484−494.
  46. Collins K. Physiological assembly and activity of human telomerase complexes // Mech Ageing Dev. 2008. — Vol. l29(l-2). — P.91−98.
  47. Cong Y., Wen J., Bacchetti S. The human telomerase catalytic subunit hTERT: organization of the gene and characterization of the promoter // Human molecular genetics. 1999. — Vol.8. -№.1. -P.137−142.
  48. Cong Y., Wright W.E., Shay J.W. Human telomerase and its regulation // Microbiology and molecular biology reviews. 2002. — Vol.66. — № 3. — P.407−425.
  49. Cristofari G.I., Lingner J. Telomere length homeostasis requires that telomerase levels are limiting // The EMBO Journal. 2006. — Vol.25. — P.565−574.
  50. De Semir D., Nosrati M., Li S., Kashani-Sabet M. Telomerase: going beyond the ends. // Cell Cycle. 2007. — Vol.6(5). — P.546−549.
  51. Desbarats L., Gaubatz S., Eilers M. Discrimination between different E-box-binding proteins at an endogenous target gene otc-myc // Genes and development. 1996. -Vol.10. -P.447−460.
  52. Dolci S., Levati L., Pellegrini M., Faraoni I., Graziani G., Di Carlo A., Geremia R. Stem cell factor activates telomerase in mouse mitotic spermatogonia and in primordial germ cells // Journal of Cell Science. -2002. Vol.115. — P.1643−1649.
  53. Drosopoulos W.C., DiRenzo R., Prasad V.R. Fluman telomerase RNA template sequence Is a determinant of telomere repeat extension rate // The journal of biological chemistry. 2005. — Vol.280. — № 38. — P.32 801−32 810.
  54. Ducray C., Pommier J., Martins L. et al. Telomere dynamics, end-to-end fusions and telomerase activation during the human fibroblast immortalization process // Oncogene. 1999. — Vol.18. — P.4211−4223.
  55. Eberhardy S.R., D’Cunha C.A., Farnham P.J. Direct examination of histone acetylation on Myc target genes using chromatin immunoprecipitation. // The journal of biological chemistry. 2000. — Vol.275. — № 43. — P.33 798−33 805.
  56. Effros R.B. Telomerase induction in T cells: a cure for aging and disease? // Exp Gerontol. 2007. — Vol.42(5). — P.416−420.
  57. Egholm M., Buchardt O., Christensen L. et al. PNA hybridizes to complementary oligonucleotides obeying the Watson-Crick hydrogen bonding rules. // Nature (London). 1993. — Vol.365. -P.566−568.
  58. Eiso H., Keiko H., Naokuni T. et al. Telomerase activity in human intestine // International Journal of Oncology.-1996.-Vol.9, № 3.-P.453−458.
  59. Elkon R., Zlotorynski E., Zeller K.I., Agami R. Major role for mRNA stability in shaping the kinetics of gene induction // BMC Genomics. 2010. — Vol.11. — P.259.
  60. Engelhardt M., Kumar R., Albanell J., Pettengell R., Han W., Moore M.A.S. Telomerase regulation, cell cycle, and telomere stability in primitive hematopoietic cells // Blood. 1997. — Vol.90. -№ 1.-P.182−193.
  61. Epel E.S., Lin J., Dhabhar F.S., Wolkowitz O.M., Puterman E., Karan L., Blackburn E.H. Dynamics of telomerase activity in response to acute psychological stress // Brain, Behavior, and Immunity. 2010. — Vol.24. — P.531−539.
  62. Erdmann N., Liu Y., Harrington L. Distinct dosage requirements for the maintenance of long and short telomeres in mTert heterozygous mice // Proc. Natl. Acad. Sci. 2004. — Vol.101. -P.6080−6085.
  63. Etheridge K.T., Banik S.S.R., Armbruster B.N., Zhu Y., Terns R.M., Terns M.P., Counter C.M. The nucleolar localization domain of the catalytic subunit of human telomerase // The journal of biological chemistry. 2002. — Vol.277. — № 27. — P.24 764−24 770.
  64. Feng J., Funk W.D., Wang S.S. et al. The RNA component of human telomerase// Science. 1995. — Vol.269(5228).-P.1236−1241.
  65. Field J.J., Mason P.J., An P. et al. Low frequency of telomerase RNA mutations among children with aplastic anemia or myelodysplasia syndrome // J Pediatr Hematol Oncol. 2006. — Vol.28(7). — P.450−453.
  66. Flemington E.K., Rodriguez A. Use of gene overexpression to assess function in cell cycle control // Cell Cycle Checkpoint Control Protocols. Methods in Molecular Biology. -2004. — Vol.241, II. — P. 195−206.
  67. Flores I., Blasco M.A. The role of telomeres and telomerase in stem cell aging // FEBS Lett. 2010. — Vol.584(17). — P.3826−30.
  68. Fogarty P.F., Yamaguchi H., Wiestner A. et al. Late presentation of dyskeratosis congenital as apparently acquired aplastic anaemia due to mutations in telomerase RNA // Lancet. 2003. — Vol.362. — P.1628−1630.
  69. Folini M., Berg K., Millo E. et al. Photochemical internalization of a peptide nucleic acid targeting the catalytic subunit of human telomerase // Cancer Research. 2003. -Vol.63. — P.3490−3494.
  70. Forsyth N.R., Wright W.E., Shay J.W. Telomerase and differentiation in multicellular organisms: turn it off, turn it on, and turn it off again. // Differentiation. -2002. Vol.69(4−5). — P. 188−197.
  71. Fu D., Collins K. Purification of human telomerase complexes identifies factors involved in telomerase biogenesis and telomere length regulation // Mol Cell. -2007. Vol.28(5). — P.773−785.
  72. Fujii H., Shao L., Colmegna I., Goronzy J.J., Weyand C.M. Telomerase insufficiency in rheumatoid arthritis // Proc Natl Acad Sci. 2009. — Vol.17. — № 106(11). -P.4360−4365.
  73. Gall J.G. Cajal bodies: the first 100 years // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. -2000. Vol. 16. — P.273−300.
  74. Georgin-Lavialle S., Aouba A., Mouthon L., Londono-Vallejo J.A., Lepelletier Y., Gabet A., Hermine O. The telomere/telomerase system in autoimmune and systemic immune-mediated diseases // Autoimmunity Reviews. 2010. — Vol.9. — P.646−651.
  75. Granger M.P., Wright W.E., Shay J.W. Telomerase in cancer and aging // Critical Reviews in Oncology/Hematology. 2002. — Vol.41. — P.29−40.
  76. Greider C.W. Telomerase is processive // Molecular and cellular biology. -1991. Vol. 11. — № 9. — P.4572−4580.
  77. Hahn W.C. Role of telomeres and telomerase in the pathogenesis of human cancer // Journal of Clinical Oncology. 2003. — Vol 21. — № 10. — p.2034−2043.
  78. Hardy C.D., Schultz C.S., Collins K. Requirements for the dGTP-dependent repeat addition processivity of recombinant tetrahymena telomerase // The journal of biological chemistty. 2001. — Vol.276. — № 7. — P.4863−4871.
  79. Harrington L., Zhou W., McPhail T., Oulton R., Yeung D.S., Mar V., Bass M.B., Robinson M.O. Human telomerase contains evolutionarily conserved catalytic and structural subunits // Genes Dev. 1997. — Vol.11. -P.3109−3115.
  80. Haruta Y., Hiyama K., Ishioka S., Hozawa S., Maeda H., Yamakido M. Activation of telomerase is induced by a natural antigen in allergen-specific memory T lymphocytes in bronchial asthma // Biochem Biophys Res Commun. 1999. — Vol.259(3). -P.617−623.
  81. Henson J.D., Reddel R.R. Assaying and investigating Alternative Lengthening of Telomeres activity in human cells and cancers // FEBS Lett. 2010. — Vol.584(17). -P.3800−11.
  82. Hiyama E. et al. Telomerase activity in rheumatoid synovium correlates with the mononuclear infiltration level and disease aggressiveness of rheumatoid arthritis // J Rheumatol. 1998. — Vol.25. — P.214−20.
  83. Holt S.E., Wright W.E., Shay J.W. Regulation of telomerase activity in immortal cell lines // Molecular and cellular biology. 1996. — Vol.16. — № 6. — P.2932−2939.
  84. Holt S.E., Aisner D.L., Shay J.W., Wright W.E. Lack of cell cycle regulation of telomerase activity in human cells // PNAS. 1997. — Vol.94. — P. 10 687−10 692.
  85. Hug A., Korporal M., Schroder I., Haas J., Glatz K., Storch-Hagenlocher B., Wildemann B. Thymic export function and T cell homeostasis in patients with relapsing remitting multiple sclerosis // The Journal of Immunology. 2003. — Vol.170. — P.432−437.
  86. Jady B.E., Bertrand E., Kiss T. Human telomerase RNA and box H/ACA scaRNAs share a common Cajal body-specific localization signal // J Cell Biol. 2004. -Vol.164.-P.647−652.
  87. Jady B.E., Richard P., Bertrand E., Kiss T. Cell cycle-dependent recruitment of telomerase RNA and Cajal bodies to human telomeres // Molecular Biology of the Cell. -2006.-Vol.17.-P.944−954.
  88. Jang PL, Oh C., Jo J., Kim Y., Kwon K. Detection of telomerase activity in psoriasis lesional skin and correlation with Ki-67 expression and suppression by retinoic acid // J Korean Med Sci. 2001. — Vol.16. — P.623−9.
  89. Jaskelioff M., Song W., Xia J. et al. Telomerase deficiency and telomere dysfunction inhibit mammary tumors induced by polyomavirus middle T oncogene // Oncogene. 2009. — Epub ahead of print.
  90. Kammori M., Kanauchi H., Nakamura K. et al. Demonstration of human telomerase reverse transcriptase in human colorectal carcinomas by in situ hybridization // International Journal of Oncology.-2002.-Vol.20.-P. 15−21.
  91. Kashubowska L. Telomere shortening and ageing of immune system // Journal of physiology and pharmacology. 2008. — Vol.59. — Suppl.9. -P.169−186.
  92. Katayama Y., Kohriyama K. Telomerase activity in peripheral blood mononuclear cells of systemic connective tissue diseases // J Rheumatol. 2001. -Vol.28(2). — P.288−91.
  93. Kedde M., le Sage C., Duursma A., Zlotorynski E., van Leeuwen B., Nijkamp W., Beijersbergen R., Agami R. Telomerase-independent regulation of ATR by human telomerase RNA // J Biol Chem. 2006. — Vol.281. — P.40 503−40 514.
  94. Keith W.N., Hoare S.F. Detection of telomerase hTERT gene expression and its splice variants by RT-PCR. // Methods Mol Med. 2004. — Vol.97. — P.297−309.
  95. Kim N.W., Wu F. Advances in quantification and characterization of telomerase activity by the telomeric repeat amplification protocol (TRAP) // Nucleic Acids Research. 1997. — Vol.25. — № 13. -P.2595−2597.
  96. Klapper W., Moosig F., Sotnikova A., Qian W., Schroeder J.O., Parwaresch R. Telomerase activity in B and T lymphocytes of patients with systemic lupus erythematosus // Ann Rheum Dis. 2004. — Vol.63. — P.1681−1683.
  97. Koetz K., Bryl E., Spickschen K., O’Fallon W.M., Goronzy J.J., Weyand C.M. T cell homeostasis in patients with rheumatoid arthritis. // Proc Natl Acad Sci. 2000. — Vol.97.-P.9203−9208.
  98. Kurosaka D., Yasuda J., Yoshida K. et al. Telomerase activity and telomere length of peripheral blood mononuclear cells in SLE patients // Lupus. 2003. — Vol.12. -№ 8. — P.591−599.
  99. Lansdorp P.M., Verwoerd N.P., van de Rijke F.M. et al. Heterogeneity in telomere length of human chromosomes // Human Molecular Genetics. 1996. — Vol.5. -No.5 -P.685−691.
  100. Larsen R.D., Schonau A., Thisted M et al. Detection of ganxma-globin mRNA in fetal nucleased red blood cells by PNA fluorescence in situ hybridization // Prenatal diagnosis. 2003. — Vol.23. — P.52−59.
  101. Lauzon W., Dardon J.S., Cameron D.W., Badley A.D. Flow cytometric measurement of telomere length // Cytometry (Communications in Clinical Cytometry). -2000.- Vol.42. -P.159−164.
  102. Lee J., Sung Y.H., Cheong C. et al. TERT promotes cellular and organismal survival independently of telomerase activity // Oncogene. 2008. — Vol.27(26). — P.3754−60.
  103. Liang J., Yagasaki H., Kamachi Y. Mutations in telomerase catalytic protein in Japanese children with aplastic anemia // Haematologica. 2006. — Vol.91. — P.656−658.
  104. Lindvall C.3 Hou M., Komurasaki T. Molecular characterization of human telomerase reverse transcriptase-immortalized human fibroblasts by gene expression profiling: activation of the Epiregulin gene 11 Cancer research. 2003. — Vol.63. — P. 17 431 747.
  105. Lingner J., Hughes T.R., Shevchenko A., Mann M., Lundblad V., Cech T.R. Reverse transcriptase motifs in the catalytic subunit of telomerase // Science. 1997. -Vol.276.-P.561−567.
  106. Liu C., Fang X., Ge Z., Jalink M., Kyo S., BjoErkholm M., Gruber A., SjoEberg J., Xu D. The telomerase reverse transcriptase (hTERT) gene is a direct target of the histone methyltransferase SMYD3 // Cancer Research. -2 007. Vol.67. -№ 6. -P.2626−2631.
  107. Liu J. Studies of the molecular mechanisms in the regulation of telomerase activity // FASEB J. 1999. — Vol.13. — P.2091−2104.
  108. Liu J.P., Chen S.M., Cong Y.S., Nicholls C., Zhou S.F., Tao Z. Z,. Li H. Regulation of telomerase activity by apparently opposing elements // Ageing Res Rev. -2010. Vol.9(3). — P.245−256.
  109. Liu K., Schoonmaker M.M., Levine B.L., June C.H., Hodes R.J., Weng N. Constitutive and regulated expression of telomerase reverse transcriptase (hTERT) in human lymphocytes // PNAS. 1999. — Vol.96. — P.5147−5152.
  110. Ly H. Genetic and environmental factors influencing human diseases with telomere dysfunction // Int J Clin Exp Med. 2009. — Vol.2. — P. l 14−130.
  111. Marrone A., Stevens D., Vulliamy T., Dokal I., Mason P.J. Heterozygous telomerase RNA mutations found in dyskeratosis congenita and aplastic anemia reduce telomerase activity via haploinsufficiency // Blood. 2004. — Vol.104. — P.3936−3942.
  112. Moriai M., Tsuji N., Kobayashi D., Kuribayashi K., Watanabe N. Down-regulation of hTERT expression plays an important role in 15-deoxy-Deltal2,14-prostaglandin J2-induced apoptosis in cancer cells // Int. J. Oncol. 2009. — Vol.34. -P.1363−1372.
  113. Mozdy A.D., Cech T.R. Low abundance of telomerase in yeast: implications for telomerase haploinsufficiency // RNA. 2006. — Vol.12. — P. 1721−1737.
  114. Nakamura T.M., Morin G. B., Chapman K. B., Weinrich S. L., Andrews W.H., Lingner J., Harley C.B., Cech T.R. Telomerase catalytic subunit homologs from fission yeast and human // Science. 1997. — Vol.277. — P.955−959.
  115. Nakatake M.3 Kakiuchi Y., Sasaki N., Murakami-Murofushi K., Yamada O. STAT3 and PKC differentially regulate telomerase activity during megakaryocyte differentiation ofK562 cells // Cell Cycle. -2007. Vol.6(12). -P.1496−501.
  116. Norrback K., Enblad G., Erlanson M., Sundstrom C., Roos G. Telomerase activity in Hodgkin’s disease // Blood. 1998. — Vol.92. — № 2. — 1998. -P.567−573.
  117. O’Sullivan R.J., Karlseder J. Telomeres: protecting chromosomes against genome instability // Nat Rev Mol Cell Biol. 2010. — Vol.11(3). — P. 171−181.
  118. Ogoshi M., Le T., Shay J.W., Taylor R.S. In situ hybridization analysis of the expression of human telomerase RNA in normal and pathologic conditions of the skin. // J Invest Dermatol. 1998. — Vol.110. — P.818−23.
  119. Osterhage J.L., Friedman K.L. Chromosome end maintenance by telomerase // The journal of biological chemistry. 2009. — Vol.284. — № 24. — P.16 061−16 065.
  120. Park J.I., Venteicher A.S., Hong J.Y. et al. Telomerase modulates Wnt signalling by association with target gene chromatin // Nature. 2009. — Vol.460(7251). -P.66−72.
  121. Park Y.P., Choi S.C., Kim J.H. et al. Up-regulation of Mac-2 binding protein by hTERT in gastric cancer // Int J Cancer. 2007. — Vol. l20(4). — P.813−820.
  122. Pauleya K.M., Chaa S., Chanb E.K.L. MicroRNA in autoimmunity and autoimmune diseases // J Autoimmun. 2009. — Vol.32(3−4). — P.189−194.
  123. Ray A., Norden B. Peptide nucleic acid (PNA): its medical and biotechnical applications and promise for the future//FASEB J. -2000. Vol.14. -P.1041−1060.
  124. Roth A., Yssel H., Pene J., Chavez E.A., Schertzer M., Lansdorp P.M., Spits H., Luiten R.M. Telomerase levels control the lifespan of human T lymphocytes // Blood. -2003. Vol.102. — P.849−857.
  125. Roth A., Baerlocher G.M., Schertzer M., Chavez E., Duhrsen U., Lansdorp P.M. Telomere loss, senescence, and genetic instability in CD4+ T lymphocytes overexpressing hTERT // Blood. 2005. — Vol.106. — P.43−50.
  126. Rouda S., Skordalakes E. Structure of the RNA-binding domain of telomerase: implications for RNA recognition and binding // Structure. 2007. — Vol. l5(l 1). — P.1403−1412.
  127. Rufer N., Dragowska W., Thornbury G., Roosnek E., Lansdorp P.M. Telomere length dynamics in human lymphocyte subpopulations measured by flow cytometry // Nat Biotechnol. 1998. -Vol.16. — P.743−747.
  128. Sekaran V.G., Soares J., Jarstfer M.B. Structures of telomerase subunits provide functional insights // Biochim Biophys Acta. 2010. — Vol. 1804(5). — P.190−201.
  129. Shay J.W., Wright W.E. Senescence and immortalization: role of telomeres and telomerase // Carcinogenesis. 2005. — Vol.26. — P.867−874.
  130. Smith L.L., Coller H.A., Roberts J.M. Telomerase modulates expression of growth-controlling genes and enhances cell proliferation // Nat Cell Biol. 2003. -Vol.5(5). — P.474−479.
  131. Son N.H., Murray S., Yanovski J., Hodes R.J., Weng N. Lineage-specific telomere shortening and unaltered capacity for telomerase expression in human T and B lymphocytes with age // J. Immunol. 2000. — Vol. 165. — P. 1191−1196.
  132. Son N.H., Joyce B., Hieatt A., Chrest F.J., Yanovski J., Weng N. Stable telomere length and telomerase expression from naive to memory B-lymphocyte differentiation // Mech Ageing Dev. 2003. — Vol.124. — P.427−432.
  133. Sung Y.H., Choi Y.S., Cheong C., Lee H.W. The pleiotropy of telomerase against cell death // Mol Cells. 2005. — Vol.19. — P.303−309.
  134. Tang X., Yocum D.E., Dejonghe D., Nordensson K., Lake D.F., Richard J. Increased activation-induced cell death in peripheral lymphocytes of rheumatoid arthritis patients: the mechanism of action.// Immunology. 2004. — Vol.112. — P.496−505.
  135. Taylor R.S., Ramirez R.D., Ogoshi M., Chaffins M., Piatyszek M.A., Shay J.W. Detection of telomerase activity in malignant and nonmalignant skin conditions. // J Invest Dermatol. 1996. — Vol.106. — P.759−65.
  136. Teixeira M.T., Arneric M., Sperisen P., Lingner J. Telomere length homeostasis is achieved via a switch between telomerase-extendible and -nonextendible states // Cell. 2004. — Vol. 117. — P.323−335.
  137. Terasaki T., Kyo S., Takakura M. et al. Analysis of telomerase activity and telomere length in bone and soft tissue tumors // Oncology Reports.-2004.-Vol. 11.-P. 13 071 311
  138. Tesmer V.M., Ford L.P., Holt S.E. et al. Two Inactive Fragments of the Integral RNA Cooperate To Assemble Active Telomerase with the Human Protein Catalytic Subunit (hTERT) In Vitro // Molecular and Cellular Biology.-1999.-Vol. 19,№ 9.-P.6207−6216.
  139. Thewissen M., Linsen L., Geusens P., Raus J., Stinissen P. Impaired activation-induced telomerase activity in PBMC of early but not chronic rheumatoid arthritis patients. // Immunol Lett. 2005. — Vol.100. — P.205−210.
  140. Tomlinson R.L., Ziegler T.D., Supakorndej T., Terns R.M., Terns M.P. Cell cycle-regulated trafficking of human telomerase to telomeres // Molecular Biology of the Cell. 2006. — Vol.17. — P.955−965.
  141. Valenzuela H.F., Effros R.B. Divergent telomerase and CD28 expression patterns in human CD4 and CD8 T cells following repeated encounters with the same antigenic stimulus II Clinical Immunology. 2002. — Vol.105. — № 2. — P. l 17−125.
  142. Weng N., Levine B.L., June C.H., Hodes R.J. Human naive and memory T lymphocytes differ in telomeric length and replicative potential // Proc Natl Acad Sci. -1995. -Vol.92.-P.11 091−11 094.
  143. Weng N., Levine B.L., June C.H., Hodes R.J. Regulated expression of telomerase activity in human T lymphocyte development and activation // The Journal of Experimental Medicine. 1996. — Vol.183. — P.2471−2479.
  144. Weng N., Granger L., Hodes R.J. Telomere lengthening and telomerase activation during human B cell differentiation // Proc. Natl. Acad. Sci. 1997. — Vol.94. -P. 10 827−10 832.
  145. Weng N. Interplay between telomere length and telomerase in human leucocyte differentiation and aging // Journal of Leucocyte biology. 2001. — Vol.70. -P.861−867.
  146. Weng N. Regulation of telomerase expression in human lymphocytes // Springer Semin Immunopathol. 2002. — Vol.24. — P.23−33.
  147. Weng N. Telomere and adaptive immunity // Mech Ageing Dev. 2008. -Vol.129.-P.60−66.
  148. Wong J.M.Y., Collins K. Telomerase RNA level limits telomere maintenance in X-linked dyskeratosis congenital // Genes Dev. 2006. — Vol.20. — P.2848−2858.
  149. Wu K., Volke A., Lund M., Bang K., Thestrup-Pedersen K. Telomerase activity is spontaneously increased in lymphocytes from patients with atopic dermatitis and correlates with cellular proliferation // J Dermatol Sci. 1999. — Vol.22(l). — P.24−30.
  150. Yajima T., Yagihashi A., Kameshima H. et al. Quantitaive reverse transcription-PCR assay of RNA components of human telomerase using the TaqMan fluoogenic detection system // Clinical Chemistry.-1998.-Vol.44, № 12.-P.2441−2445.
  151. Yamaguchi H., Baerlocher G.M., Lansdorp P.L. et al. Mutations of the human telomerase RNA gene (TERC) in aplastic anemia and myelodysplastic syndrome // Blood. -2003. Vol. 102(3). — P.916−918.
  152. Yamaguchi H., Calado R.T., Hinh Ly H., Kajigaya S., Baerlocher G.M., Chanock S.J., Lansdorp P.M., Young N.S., Mutations in TERT, the gene for telomerase reverse transcriptase, in aplastic anemia //N Engl J Med. 2005. — Vol.352. — P.1413−24.
  153. Young N.S. Pathophysiologic mechanisms in acquired aplastic anemia // Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2006. -p.72−77.
  154. Yudon K., Matsuno H., Nezuka T. Different mechanisms of synovial hyperplasia in rheumatoid arthritis and pigmented villonodular synovitis // Arthritis and rheumatism. 1999. — Vol. 42. — N.4. — P.669−677.
  155. Zhou L., Zheng D., Wang M., Cong Y. Telomerase reverse transcriptase activates the expression of vascular endothelial growth factor independent of telomerase activity // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2009. — Vol.386. -P.739−743.
  156. Zhu Y., Tomlinson R.L., Lukowiak A.A., Terns R.M., Terns M.P. Telomerase RNA accumulates in cajal bodies in human cancer cells. // Molecular biology of the cell. -2004.- Vol.15. -P.81−90.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!