Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Малатдегидрогеназная ферментная система бактерий Rhodobacter sphaeroides: очистка, физико-химические свойства, метаболитная и экспрессионная регуляция

Диссертация: Малатдегидрогеназная ферментная система бактерий Rhodobacter sphaeroides: очистка, физико-химические свойства, метаболитная и экспрессионная регуляция
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на международных, региональных и университетских конференциях. Они были представлены на 11-ой, 12-ой и 14-ой международных Пущинских конференциях молодых учёных «Биологиянаука 21-ого века» (Пущино, 2007, 2008 и 2010), международной конференции «Проблемы биоэкологи и пути их решения (Вторые Ржавитинские чтения)» (Саранск, 2008… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Общая характеристика фототрофных пурпурных бактерий
      • 1. 1. 1. Разнообразие типов метаболизма у пурпурных несерных бактерий
      • 1. 1. 2. Морфологические и физиологические особенности бактерий 12 Кко (1оЪас1ег зркаего1с1е$
      • 1. 1. 3. Распространение и практическая значимость исследуемых 16 бактерий
      • 1. 1. 4. Метаболизм ацетата у данных фототрофных микроорганизмов
      • 1. 1. 5. Адаптивные изменения ферментных систем
    • 1. 2. Особенности функционирования фермента малатдегидрогеназы у 29 организмов различных таксономических групп
      • 1. 2. 1. Методы выделения препаратов МДГ
      • 1. 2. 2. Общая характеристика каталитического действия
      • 1. 2. 3. Кинетические параметры
      • 1. 2. 4. Влияние концентрации ионов водорода
      • 1. 2. 5. Температурный оптимум
      • 1. 2. 6. Изоформы и изоферменты МДГ
    • 1. 3. Структура гена МДГ у различных организмов
    • 1. 4. Молекулярная структура малтдегидрогеназы
      • 1. 4. 1. Различные уровни организации молекулы МДГ
      • 1. 4. 2. Строение и механизм действия активного центра МДГ
      • 1. 4. 3. Факторы, обеспечивающие стабильность и олигомерное 56 состояние молекулы МДГ
  • ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
    • 2. 1. Цель и задачи исследования
    • 2. 2. Объекты и методы исследования 66 2.2.1. Объекты исследования
      • 2. 2. 2. Методы исследования
        • 2. 2. 2. 1. Состав питательных сред для культивирования 66 микроорганизмов
        • 2. 2. 2. 2. Определение активности ферментов
        • 2. 2. 2. 3. Определение количества белка
        • 2. 2. 2. 4. Выделение и очистка МДГ
        • 2. 2. 2. 5. Электрофоретические исследования
        • 2. 2. 2. 5. 1. Аналитический электрофорез
        • 2. 2. 2. 5. 2. Определение гомогенности ферментных препаратов
        • 2. 2. 2. 5. 3. Специфическое проявление малатдегидрогеназы
        • 2. 2. 2. 5. 4. Определение молекулярной массы субъединиц МДГ
        • 2. 2. 2. 6. Определение молекулярной массы нативного фермента
        • 2. 2. 2. 7. Исследование кинетических характеристик и регуляции 73 активности ферментов
        • 2. 2. 2. 8. Ингибиторный анализ
        • 2. 2. 2. 9. Определение генетической детерминации множественных 74 молекулярных форм малатдегидрогеназы
        • 2. 2. 2. 9. 1. Выделение геномной ДНК
        • 2. 2. 2. 9. 2. Аналитический электрофорез нуклеиновых кислот в 74 агарозном геле
        • 2. 2. 2. 9. 3. Процесс обратной транскрипции мРНК
        • 2. 2. 2. 9. 4. Подбор праймеров
        • 2. 2. 2. 9. 5. Проведение полимеразной цепной реакции
        • 2. 2. 2. 9. 6. Проведение ПНР в реальном времени
        • 2. 2. 2. 9. 7. Определение уровня экспрессии исследованных генов
        • 2. 2. 2. 10. «Сшивание» белковых молекул бифункциональным реагентом

        2.2.3. Статистическая обработка экспериментальных данных 77 2.3. Полученные результаты и их обсуждение 79 2.3.1. Влияние различных условий культивирования на активность МДГ 79 и некоторых ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла у исследуемых микроорганизмов.

        2.3.2. Активность и изоферментный состав малатдегидрогеназы из 82 исследуемых бактерий

        2.3.3. Получение гомогенных препаратов МДГ из бактерий 84 ЯкойоЬа^ег sphaeroid. es

        2.3.3.1. Очистка малатдегидрогеназы

        2.3.3.2. Определение гомогенности ферментных препаратов

        2.3.4. Физико-химические свойства МДГ

        2.3.4.1. Определение молекулярной массы нативной МДГ из 91 ЮюйоЪаМег зркаего’кЛеБ

        2.3.4.2. Определение субъединичного строения МДГ

        2.3.5. Кинетические и регуляторные характеристики МДГ

        2.3.5.1. Определение константы Михаэлиса

        2.3.5.2. Влияние концентрации ионов водорода

        2.3.5.3. Температурный оптимум 99 2.3 -6. Функциональная роль изоформ МДГ у зркаегогйез 104 2.3 .6.1. Зависимость четвертичной структуры МДГ от условий 104 культивирования исследуемых бактерий

        2.3.6.2. Влияние итаконата и фторацетата на соотношение димерной и 105 тетрамерной форм МДГ из бактерий К ярИаего1с1е

        2.3.7. Определение генетической детерминации множественных 108 молекулярных форм МДГ

        2.3.7.1. Идентификация гена тс1Ь.

        2.3.8. Изучение уровня экспрессии гена тсОч у бактерий в различных 113 условиях культивирования

        2.3.9. Физико-химические факторы, вызывающие процесс 115 ассоциации-диссоциации фермента малатдегидрогеназы

Малатдегидрогеназная ферментная система бактерий Rhodobacter sphaeroides: очистка, физико-химические свойства, метаболитная и экспрессионная регуляция (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Важная роль в осуществлении адаптивных реакций организма принадлежит малатдегидрогеназной системе. Малатдегидрогеназа (К.Ф. 1.1.1.37), являясь полифункциональным ферментным комплексом, обеспечивает протекание как конструктивного, так и энергетического обменов. Малатдегидрогеназный ферментный комплекс обеспечивает нормальное функционирование клеточного дыхания, перенос восстановительных эквивалентов, отток С4-углеродных скелетов на биосинтетические процессы и т. д. В последнее время малатдегидрогеназа (МДГ) является объектом значительного количества исследований, но несмотря на это важные вопросы, связанные с образованием множественных молекулярных форм молекулы МДГ и факторами, влияющими на формирование четвертичной структуры, остаются слабо изученными.

Наличие в клетке различных процессов, связанных с функционированием одного фермента, требует сложной регуляции его активности. К механизмам* такой регуляции может относиться наличие в клетке нескольких изоферментов, обладающих отличными свойствами и кодирующихся разными генами. Эукариоты содержат множественные формы МДГ, вовлеченные в многочисленные метаболические пути и расположенные в различных клеточных компартментах [14]. Для бактерий же не характерен изоферментный полиморфизм, однако МДГ может существовать в виде полимерных изоформ с различным количеством субъединиц [25, 36]. Особенностью метаболизма бактерий является то, что ЦТК независимо от условий роста выполняет конструктивную функцию, которая совмещена с энергетической при использовании органических субстратов в качестве единственного источника углерода [54]. Цитрамалатный шунт, функционирующий у бактерий КИос1оЬас1ег яркаего1с1е$ вместо глиоксилатного, строго необходим при росте микроорганизмов на ацетате для восполнения субстратов ЦТК, расходуемых на биосинтетические цели. Наличие взаимосвязи между присутствием или отсутствием цитрамалатного цикла и функционированием той или иной формы МДГ остается слабо изученным. Для исследования проблемы о том, в каких условиях индуцируется цитрамалатный шунт, и связано ли это с образованием конкретной изоформы малатдегидрогеназы, использовали в качестве модели бактерии Rhodobacter sphaeroides. Ранее было показано, что у фототрофных анаэробов, таких как Rhodospirillum rubrum, Rhodomicrobium vannielii, функционирует тетрамерная форма МДГ в конструктивном обмене [190]. Бактерии вида Rhodobacter sphaeroides характеризуются наличием недавно обнаруженного и мало изученного цитрамалатного цикла, который подобно глиоксилатному является анаплеротической последовательностью ЦТК [23]. При переходе от одного типа питания к другому в метаболизме бактериальных клеток происходит изменение соотношения роли ЦТК и цитрамалатного цикла. Определенный интерес представляет исследование структурной организации малатдегидрогеназной ферментной системы из Rhodobacter sphaeroides в различных условиях культивирования. В связи с этим, выяснение структурной организации и функциональной роли малатдегидрогеназы из Rhodobacter sphaeroides в условиях фотои хемотрофного роста позволит внести существенный вклад в исследование механизма регуляции бактериального метаболизма в меняющихся условиях внешней среды.

Цель и задачи исследования

Целью нашей работы являлось очистка, исследование физико-химических, регуляторных, кинетических характеристик изоформ малатдегидрогеназы, установление их генетической детерминации и функциональной значимости, а также выявление факторов, влияющих на образование той, или иной формы фермента.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать активность ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла в разных условиях роста бактерий К sphaeroid. es, а также определить изоферментный состав МДГ из исследуемых бактерий.

2. Получить в гомогенном состоянии препараты изоформ малатдегидрогеназы из бактерий, выращенных на ацетате, либо сукцинате, как единственном источнике углерода.

3. Исследовать физико-химические свойства полученных в электрофоретически гомогенном состоянии препаратов изоформ МДГ.

4. Сравнить кинетические и регуляторные характеристики разных изоформ исследуемого фермента.

5. Выявить зависимость четвертичной структуры МДГ от условий культивирования Якос1оЬа&ег sphaeroid.es.

6. Разработать высокоспецифичные праймеры для идентификации генов МДГ на основе сравнения нуклеотидных последовательностей малатдегидрогеназы из различных организмов;

7. Осуществить ПЦР анализ ДНК из исследуемых бактерий, выращенных на различных источниках углерода для идентификации генов, кодирующих изоформы малатдегидрогеназы;

8. Провести количественный анализ уровня экспрессии гена малатдегидрогеназы из Rhodobacter sphaeroides, культивируемых в разных условиях, методом ПЦР в реальном времени.

9. Исследовать роль различных физико-химических факторов, вызывающих процесс ассоциации-диссоциации фермента малатдегидрогеназы.

Научная новизна. Впервые получены гомогенные препараты изоформ малатдегидрогеназы из фототрофных микроорганизмов Rhodobacter sphaeroides, отличающиеся по физико-химическим, кинетическим и регуляторным свойствам, а также особенностям структурной организации.

Показано, что у бактерий Ккос1оЬаМег яркаего^Лея, метаболизирующих ацетат через недавно открытый цитрамалатный цикл, малатдегидрогеназная система принимает участие в регуляции метаболизма за счет структурно-функциональных изменений белковой молекулы. Выявлено, что у этих микроорганизмов димер МДГ обеспечивает работу ЦТК, а тетрамер участвует в регуляции анаболических реакций. Также установлено, что обе формы изучаемого фермента являются ничем иным как изоформами, т.к. кодируются одним геном. Впервые изучено влияние различных факторов на процесс ассоциации-диссоциации фермента МДГ и показано, что изменение рН с 7.0 до 8.5 вызывало ассоциацию димеров с образованием тетрамеров, тогда как снижение величины рН до значения 6.0, напротив, сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с появлением мономеров МДГ.

Практическая значимость. Практическая значимость настоящей работы состоит в расширении и углублении знаний о роли структурно-функциональных изменений МДГ в механизмах адаптации бактерий к изменяющимся* факторам внешней среды, а также в выявлении четкой корреляции между индукцией цитрамалатного цикла и синтезом тетрамерной формы МДГ. МДГ находит широкое применение в исследовательской практике, являясь удобным объектом для изучения структуры активных центров оксидоредуктаз, регуляции ферментативной активности, четвертичной структуры фермента, термодинамических параметров реакций. Высокоочищенные изоформы МДГ могут быть использованы для количественного определения малата в клеточном соке. Получение препаратов множественных молекулярных форм исследуемого фермента открывает перспективы его применения в научно-исследовательских изысканиях, связанных с исследованием ферментативной кинетики и моделированием сопряженных ферментных систем при патологиях, а также для биохимических анализов в лабораторной практике. Прикладные аспекты изучения пурпурных несерных бактерий определяются их использованием для удаления различных токсичных соединений. При развитии пурпурных несерных бактерий может происходить разложение в водоемах органических веществ, т. е. процесс минерализации. В некоторых условиях пурпурные бактерии, видимо, осуществляют азотфиксацию, что ведет к обогащению окружающей среды соединениями азота. В последние годы получили развитие разные направления исследований пурпурных бактерий в связи с их использованием в биотехнологических процессах. К числу таковых относится применение пурпурных бактерий для очистки сточных вод с использованием полученной биомассы в животноводстве и в других целях.

Материалы диссертационной работы используются в учебном процессе на биолого-почвенном факультете Воронежского государственного университета при чтении лекций по биохимии, микробиологии, в спецкурсах по энзимологии, биохимическим механизмам адаптации прокариот, а также при проведении практикумов и выполнении курсовых и дипломных работ.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на международных, региональных и университетских конференциях. Они были представлены на 11-ой, 12-ой и 14-ой международных Пущинских конференциях молодых учёных «Биологиянаука 21-ого века» (Пущино, 2007, 2008 и 2010), международной конференции «Проблемы биоэкологи и пути их решения (Вторые Ржавитинские чтения)» (Саранск, 2008), третьей региональной конференции молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов с окружающей средой» (Саратов, 2006), международной научной конференции «Современные проблемы адаптации и биоразнообразия» (Дагестан, 2006) — межрегиональных конференциях, посвященных памяти A.A. Землянухина «Организация и регуляция физиолого-биохимических процессов» (Воронеж, 2005, 2007, 2008, 2010), ежегодных научных сессиях отчетной конференции преподавателей и сотрудников Воронежского государственного университета (2007, 2010).

Публикации. Основные результаты настоящей диссертационной работы изложены в 11 публикациях — 6 статьях и 5 тезисах.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 146 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части и обсуждения результатов, заключения, выводов, списка литературы (211 источников). Иллюстрационный материал включает 30 рисунков и 9 таблиц.

ВЫВОДЫ.

1. Динамика удельной активности ферментов цикла трикарбоновых кислот и цитрамалатного пути из фототрофных микроорганизмов Якос1оЪаМег яркаего1с1ез в разных условиях роста показала, что ферменты цикла Кребса в клетках бактерий являются конститутивными, проявляя активность во всех условиях культивирования, тогда как в присутствии ацетата у исследуемых бактерий наблюдалась индукция недавно обнаруженного цитрамалатного цикла, о чем свидетельствовало появление активности малатсинтазы (одного из ферментов цитрамалатного цикла, не участвующего в протекании ЦТК).

2. С применением модифицированной многостадийной очистки получены в электрофоретически гомогенном состоянии препараты МДГ из микроорганизмов, культивируемых на разных углеродных соединениях. Были получены ферментные препараты двух изоформ МДГ с удельной активностью 14,70±0,44 Е/мг белка (степень очистки 40,1) и 11,00±0,33 Е/мг белка (степень очистки 30,6) при культивировании Я. БрНаегогсХеБ штамм 2Ы хемоорганогетеротрофно с ацетатом. Тогда как в условиях роста бактерий на сукцинате функционировала единственная димерная форма МДГ с удельной активностью 15,42±0,46 Е/мг белка (степень очистки 62,68).

3. Малатдегидрогеназа из исследуемых бактерий является олигомером. В клетках Я. ъркае^йез МДГ представлена двумя изоформамиизологическим димером (молекулярная масса 75 кДа) и тетрамером (молекулярная масса 148 кДа), при этом величина молекулярной массы одной субъединицы составила 37 кДа.

4. Полученные значения Км для МДГ из исследуемых бактерий по оксалоацетату и малату свидетельствуют о незначительных отличиях тетрамерной формы МДГ из пурпурной бактерии по сравнению с димерной. Установлено, что оптимальные значения рН находились в щелочной области причем для реакции окисления малата этот показатель сдвинут в более щелочную область (9,5 для димера и 9,2 для тетрамера).

5. Определены значения температурного оптимума полученных препаратов фермента. Величина этого показателя для МДГ из Я. sphaeroides составила при восстановлении оксалоацетата для димера — 65 °C, для тетрамера -64°С. При окислении малата значения составили 50 °C для димера и 56 °C для тетрамера.

6. Применение ингибиторного анализа, обеспечивающего избирательное «выключение» отдельных метаболических путей, позволило установить функциональную роль димерной и тетрамерной изоформ МДГ. У несерной пурпурной бактерии Я. sphaeroides димерная форма фермента обеспечивает работу ЦТК, а тетрамерная — цитрамалатного цикла.

7. Выявлена важная роль структурных изменений малатдегидрогеназы в адаптации фототрофных пурпурных несерных бактерий Я. sphaeroides к условиям среды обитания. Установлена зависимость субъединичного строения МДГ от природы источника углерода.

8. Проведенный ПЦР-анализ с выделенной ДНК и специфическими праймерами к гену МДГ позволил установить наличие одного гена, кодирующего данную белковую молекулу, о чем свидетельствует обнаружение одного продукта амплификации с длиной около 158 п.н. При помощи метода полимеразной цепной реакции во времени определен уровень транскрипции гена mdh при культивировании бактерий хемоорганогетеротрофно на ацетате и сукцинате. Полученные данные свидетельствуют о превышении значения данного показателя при росте Я. sphaeroides на ацетате примерно на 30% по сравнению с ростом бактерий на сукцинате.

9. Эксперименты по ассоциации-диссоциации гомогенного димерного препарата с последующим «сшиванием» бифункциональным реагентом для выяснения факторов, влияющих на олигомерное состояние МДГ, позволили выявить рН зависимость процесса. Так при повышении рН с 7.0 до 8.5 происходит димеризация димеров, тогда как снижение. величины рН до значения 6.0 сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с образованием мономеров МДГ.

10. Разработана гипотетическая модель участия малатдегидрогеназной системы в трансформации метаболизма у К яркаег^Лея. Обнаружена четкая взаимосвязь между индукцией цитрамалатного цикла и формированием тетрамерной формы МДГ, обеспечивающей наряду с другими ключевыми ферментами метаболическую адаптацию к разным источникам углерода.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Результаты проведенной работы показали, что у бактерий Якос1оЬас1ег 8ркаего1йе8 функционирование той или иной формы малатдегидрогеназы зависит от источника углерода. При переходе бактерий к ацетатному типу питания происходит индукция дополнительной тетрамерной изоформы фермента.

Анализ изменения удельной активности ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла показал, что у Я. spkaeroid. es функционируют все ферменты ЦТК при росте фотои хемоорганотрофно независимо от источника углерода. Тогда как активность малатсинтазы — одного из ферментов цитрамалатного цикла наблюдается только при росте с ацетатом, при этом активность изоцитратлиазы — ключевого фермента глиоксилатногоцикла — не выявлена: Известночто ацетат, являясь неглюкогенным интермедиатом, для метаболизации в углеводную природу индуцирует функционирование глиоксилатного цикла, а сукцинат превращается через ЦТК [130]. У бактерий Я. spkaeroides согласно литературным данным [23], а также полученным нами*-результатам вместо глиоксилатного функционирует цитрамалатный цикл (аналогичный по природе), что подтверждается отсутствием у этих бактерий изоцитратлиазной активности. Последовательность реакций цитрамалатного цикла обеспечивает трансформацию экзогенного ацетата в малат, который затем включается в ЦТК, восполняя таким образом, убыль промежуточных субстратов цикла, расходуемых на биосинтетические нужды. Регенерация пирувата, акцептора ацетил-КоА в цитрамалатсинтазной реакции, происходит через карбоксилирование пропионил-КоА с образованием метилмалонил-КоА, который трансформируется в сукцинат. Последний через реакции ЦТК превращается в оксалоацетат, который декарбоксилируется до фосфоенлпирувата (ФЕП). Превращение ФЕП в пируват приводит к замыканию цитрамалатного цикла.

В ходе многостадийной очистки получены электрофоретически гомогенные препараты двух изоформ малатдегидрогеназы, благодаря чему были исследованы кинетические, регуляторные и физико-химические-свойства изучаемого фермента, а также выявлены структурно-функциональные перестройки молекулы МДГ и факторы, влияющие на них.

Применение разнообразных методов (ионообменная хроматография, гель-хроматография, аналитический элетрофорез) позволило установить, что при росте Rhodobacter sphaeroides на сукцинате в клетках функционирует лишь димер МДГ, в то время как при переходе бактерий на ацетат, как единственный •источник углерода, индуцируется дополнительная тетрамерная форма фермента.

Для определения функциональной роли димерной и тетрамерной малатдегидрогеназ из пурпурных бактерий Rhodobacter sphaeroides был проведен ингибиторный анализ белкового препарата. В качестве ингибиторов использовались фторацетат (ингибитор аконитатгидратазы — одного из ферментов1 цикла трикарбоновых кислот) и итаконат (ингибитор • пропионил-СоА-карбоксилазы— ключевого фермента цитрамалатного цикла). В результате, показано, что при добавлении в среду культивирования итаконата,.в клетках, растущих хемогетеротрофно с ацетатом, обнаруживали только димер МДГ с молекулярноймассой 74 кДа.- Тогда как приросте бактерий с фторацетатом выявлялась только тетрамерная МДГ с молекулярной массой 148 кДа. Полученные результаты демонстрируют, что в ЦТК функционирует димер МДГ, а в цитрамалатном цикле — тетрамер. Похожие результаты были получены ранее для бактерий Beggiatoa leptomitiformis, Leucothrix mucor, Sphaerotilus natans, Rhodopseudomonas palustris [43, 36], что дает возможность говорить об универсальной роли малатдегидрогеназы в адаптации разных групп бактерий к быстро меняющимся условиям среды.

Кинетические и регуляторные характеристики димерной и тетрамерной форм МДГ не имеют значительных отличий, однако небольшая разница в значениях Км в определенной степени может подтверждать участие изоформ в разных метаболических процессах. Км по оксалоацетату для димерной формы МДГ имеет меньшее значение, чем у тетрамерной структуры фермента. Похожая картина изменения сродства МДГ выявлена при использовании малата в качестве субстрата. Сравнение величин Км по коферментам показало, что сродство МДГ из исследуемых бактерий к НАДН выше, чем к НАД*. Известно, что реакции окисления малата и восстановления оксалоацетата МДГ протекают согласно упорядоченному механизму, когда сначала с ферментом связывается кофермент и лишь потом субстрат. Полученные экспериментальные данные, вероятно, также свидетельствуют об аналогичной последовательности присоединения кофермента и субстрата к ферменту [37].

Обычно МДГ представлена в клетках различных организмов в виде множественных молекулярных форм, число которых изменяется в зависимости от их образа жизни и сложности метаболизма [139, 189, 224]. Для установления природы множественности малатдегидрогеназы из R. sphaeroides был проведен ПЦР-анализ и выявлено, что оба полипептида (димер и тетрамер) кодируются одним единственным геном. Полученные результаты позволяют предположить, что обе формы маладегидрогеназы из R. sphaeroides являются изоформами и образуются в результате посттрансляционной модификации. При культивировании бактерий на ацетате наблюдается увеличение экспрессии гена mdh на 30%, что позволяет говорить об увеличении «расхода» субъединиц на формирование тетрамера.

Из литературных источников известно, что тетрамеры МДГ являются димерами димеров, в которых структура каждой субъединицы сходна с субъединицами димерных малатдегидрогеназ [143]. Нами было выяснено, что на процесс димеризации димеров может оказывать влияние рН среды, а также присутствие ионов Mg. Так при повышении рН с 7.0 до 8.5 происходит ассоциация димеров с образованием тетрамеров, тогда как снижение величины рН до значения 6.0 сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с образованием мономеров МДГ. Добавление к гомогенному ферменту ионов магния вызывало агрегацию белка с образованием тетрамерной формы МДГ.

На основании полученных данных предлагается гипотетическая модель регуляции углеродного метаболизма фототрофных пурпурных бактерий Я $ркаего{<�Зез на уровне малатдегидрогеназной ферментной системы (рис. 30).

-> Активация процессов Ингибирование процессов т (11г — ген малатдегидрогеназы ЦТК — цикл трикарбоновых кислот ЦМЦ — цитрамалатный цикл.

Рис. 30. Гипотетическая схема участия изоформ малатдегидрогеназы в трансформации метаболических потоков у несерной пурпурной бактерии Шюс1оЬас1ег 8ркагго1йе8.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Я. Реактивность клеток и белки / В. Я. Александров. М.: Наука, 1985.-318 с.
  2. Т.Т. Биологическая химия : учеб. пособие / Т. Т. Березов, Б. Ф. Коровкин. М.: Медицина, 1998. — 704 с.
  3. Биохимия человека: в 2-х т. / Р. Мари и др. — перевод с англ. В. В. Борисова, Е. В. Дайниченко — под ред. Л. М. Гинодмана. М.: Мир, 1993. — Т. 1.-384 с.
  4. Л.А. Единичные циклы прямой ферментативной реакции на примере МДГ/ Л. А. Блюменфельд, П. Г. Плешанов // Биофизика. 1986. -Т.ЗО, вып.5. — С. 760−763.
  5. C.B. Субклеточная локализация и свойства ферментов глиоксилатного цикла в печени крыс с аллоксановым диабетом / C.B. Волвенкин, В. Н. Попов, А. Т. Епринцев // Биохимия. 1999. — Т. 64, вып. 9. -С.1185−1191.
  6. Э. Электрофорез в разделении биологических макромолекул / Э. Гааль, Г. Медьеши, Л. Верецкеи. М.: Мир, 1982. — 446 с.
  7. М.К. Методы очистки и изучения ферментов растений / М. К. Гильманов, О. В. Фурсов, А. П. Францев. Алма-Ата: Наука, 1981. — 92 с.
  8. Г. Метаболизм бактерий / Г. Готтшалк. М.: Мир, 1982. — 310 с.
  9. М.В. Микробиология / М. В. Гусев, Л. А. Минеева. М.: Изд. центр «Академия», 2003. — 464 с.
  10. , Г. Гель-хроматография / Г. Детерман. М.: Мир, 1970. — 173 с.
  11. М. Ферменты : в 3-х т. / М. Диксон, Э. Уэбб — перевод с англ. Л. М. Гинодмана, М. И. Левянт — под ред. В. К. Антонова, А. Е. Браунштейна. -М.: Мир, 1982. Т. 3. — 216 с.
  12. Т. Аминокислоты, пептиды и белки / Т. Дэвени, Я. Гергей. — М.: Мир, 1976.-364 с.
  13. Г. Биоорганическая химия / Г. Дюга, К. Пенни. М.: Мир, 1983. -512с.
  14. А.Т. Малатдегидрогеназная и аконитазная системы высших растений: физиолого-биохимическая характеристика, регуляция и роль в адаптации к факторам внешней среды. Дис. д-ра биол. наук / А. Т. Епринцев. Воронеж, 1995. — 457 с.
  15. А.Т. Малатдегидрогеназа термофильных бактерий Vulcanithermus medioatlanticus / А. Т. Епринцев, М. И. Фалалеева, Н. В. Парфенова // Биохимия. 2005. — Т. 70, № 9. — С. 1245−1250.
  16. А.Т. Ферментативная регуляция метаболизма ди- и трикарбоновых кислот в растениях / А. Т. Епринцев, В. Н. Попов. Воронеж: Изд-во Воронеж, гос. ун-та. — 1999. — 192 с.
  17. H.A. Биохимия : учеб. пособие / H.A. Жеребцов, Т. Н. Попова, В. Г. Артюхов. — Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 2002. — 696 с.
  18. A.A. Большой практикум по физиологии и биохимии растений: учеб. пособие / A.A. Землянухин, JI.A. Землянухин. Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1996. — 188 с.
  19. A.A. Выделение и характеристика изоцитратлиазы из щитка кукурузы / A.A. Землянухин, А. У. Игамбердиев, E.H. Преснякова // Биохимия. 1986. — Т. 51, № 3. — С. 442−446.
  20. В.В. Ферменты метаболизма малата: характеристика, регуляция активности и биологическая роль / В. В. Иванищев, Б. И. Курганов // Биохимия. 1992. — Т. 57, вып. 5. — С. 653−661.
  21. Р.Н. Механизм ассимиляции ацетата у пурпурной несерной бактерии Rhodospirillun rubrum, не имеющей изоцитратлиазы / Р. Н. Ивановский, E.H. Красильникова, И. А. Берг // Микробиология. 1997. — Т. 66, № 6. — С. 744−749.
  22. Индукция пероксисомальной изоформы малатдегидрогеназы в печени крыс при пищевой депривации / В. Н. Попов и др. // Биохимия. 2001. — Т. 66, вып. 5.-С. 617−623.
  23. Исследование механизма ассимиляции ацетата у пурпурных несерных бактерий, не имеющих глиоксилатного шунта. Ассимиляция ацетата клетками Rhodobacter sphaeroides / Jl.B. Филатова и др. // Микробиология. i12005.-Т. 74, № 3.-С. 313−318.
  24. Исследование механизма ассимиляции ацетата у пурпурных несерных бактерий, не имеющих глиоксилатного шунта. Ферменты цитрамалатного цикла у Rhodobacter sphaeroides / Л. В. Филатова и др. // Микробиология. — 2005. Т. 74, № 3,-С. 319−328.
  25. М.А. Участие малатдегидрогеназы в метаболической адаптации к типу питания у бактерий разных систематических групп: автореф. дис.. канд-та биол. наук / М. А. Климова. Воронеж, 2006. — 24 с.
  26. О.С. Температура вызывает структурные и функциональные изменения лактатдегидрогеназы из скелетных мышц рыб / О. С. Клячко, Е. С. Полосухина, Н. Д. Озернюк // Биофизика. 1993. — Т. 38, вып. 4. — С. 596−601.
  27. E.H. Автотрофные прокариоты / E.H. Кондратьева. М.: Изд-во Московского ун-та, 1996. — 312 с.
  28. E.H. Фототрофные микроорганизмы / E.H. Кондратьева, И. В. Максимов, В. Д. Самуилов. -М.: Изд-во Московского ун-та, 1989. 376 с.
  29. Ф. Регуляция ферментативной активности / Ф. Коэн. М.: Мир, 1986.- 144 с.
  30. Г. Ф. Биометрия /Г.Ф. Лакин. -М.: Высшая школа, 1990. 352 с.
  31. Э. Справочник по прикладной статистике / Э. Ллойд, У. Ледерман. i -М.: Финансы и статистика, 1989. 508 с.
  32. Г. Диск-электрофорез / Г. Мауэр. М.: Мир, 1971. — 222 с.
  33. Молекулярная биология клетки: в 3-х т. / Б. Альберте и др. — пер. с англ.
  34. Т.Н. Власика — под ред. Г. П. Георгиева. М.: Мир, 1994. Т. 1. — 517 с. i i
  35. H.K. Белок-белковые взаимодействия в функционировании НАД-зависимых дегидрогеназ / Н. К. Наградова. М.: Наука, 1990. — 56 с.
  36. JT.A. Хроматография белков и нуклеиновых кислот./Остерман Л. А. Наука, Москва, 1985. 109 339.
  37. Н.В. Роль структурно-функциональных изменений малатдегидрогеназы в адаптации микроорганизмов к факторам внешней среды : автореф. дис.. канд-та биол. наук / Н. В. Парфенова. Воронеж, 2004. — 24 с.
  38. Пинейру де Корвалью М.А. А. Малатдегидрогеназа высших растений / М.А. А. Пинейру де Корвалью, A.A. Землянухин, А. Т. Епринцев. Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1991.-216 с.
  39. Е.М. Структурно-функциональная организация белков / Е. М. Попов. М.: Наука, 1992. — 358 с.
  40. В.Н. Влияние пищевой депривации на углеродный метаболизм* в¦ органах и тканях крыс/ В. Н. Попов, C.B. Волвенкин, Т. А. Косматых, Алеид Суад, А. Т. Епринцев // Биохимия. 2001. Т. 66. № 5. С. 617.
  41. Проблема белка: в 5-ти т. / Е. М. Попов и др. — под ред. Т. И. Соркиной. М.: Наука, 1996. — Т. 2: Пространственное строение белка. — 480 с.
  42. К. Изоферменты / К. Райдер, К. Тейлор. М.: Мир, 1983. — 106 с.
  43. A.A. Методы анализа природных вод. / A.A. Резников, Е. П. Муликовская, В. Ю. Соколов. -М.: Госгеолтехиздат, 1970. 488 с.
  44. Роль изоформ малатдегидрогеназы в регуляции анаболических и катаболических процессов у бесцветных серобактерий Beggiatoa leptomitiformis Д-402 / Епринцев А. Т. и др. // Микробиология. 2004. — Т. 73, № 4.-С. 437−442.
  45. А.К. Биохимические методы автотрофии у микроорганизмов / А. К. Романова. М.: Наука, 1980. — 160 с.
  46. Участие различных форм малатдегидрогеназы в перестройке типа метаболизма у пресноводных нитчатых бесцветных серобактерий рода
  47. Beggiatoa / И. Ю. Степанова и др. // Микробиология. 2002. — Т. 71, № 4. -С. 445−451.
  48. Д.А. Структурно-функциональные свойства белков : учеб пособие для вузов / Д. А. Соркина, И. Н. Залевская. Киев: Выща школа, 1990. — 216 с.
  49. Справочник биохимика / Р. Досон и др. М.: Мир, 1991. — 544 с.
  50. В.М. Молекулярная биология : структура и функции белков / В. М. Степанов — под ред. A.C. Спирина. М.: Высш. шк., 1996. — 335 с.
  51. И.Ю. Некоторые кинетические характеристики малатдегидрогеназы из Beggiatoa alba / И. Ю. Степанова // Труды молодых ученых. Воронеж, 2000. — Вып. 2. — С. 130−140.
  52. П. Ферменты: четвертичная структура и надмолекулярные комплексы / П. Фридрих. М.: Мир, 1986. — 374 с.
  53. Г. А. Вероятность и статистика в биологии и химии / Г. А. Чернышев, В. Н. Стариков. Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1998. — 270 с.
  54. И.И. Ассимиляция ацетата Rhodopseudomonas palustris / И. И. Чернядьев, E.H. Кондратьева, Н. Г. Доман // Микробиология. 1970. — Т. 39, вып. 1.-С. 24−29.
  55. Г. Общая микробиология / Г. Шлегель. М.: Мир, 1987. — 566 с. V- Шульц Г. Принципы структурной организации белков / Г. Шульц, Р. Ширмер. — М.: Мир, 1982. — 354 с.
  56. Adjustment of conformational flexibility is a key event in the thermal adaptation of proteins / P. Zavodszky et. al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. -1998. V. 95, № 13. — P. 7406−7411.
  57. Alber B. E. Study of an alternate glyoxylate cycle for acetate assimilation by Rhodobacter sphaeroides /B. E. Alber, R. Spanheimer, C. Ebenau-Jehle, G. Fuchs // Molecular Microbiology. 2006. — Vol. 61, № 2. — P. 297−309.
  58. Albers H. Acetate metabolism in Rhodopseudomonas gelatinosa and several other Rhodospirillaceae / H. Albers, G. Gottschalk // Arch. Microbiol. 1976. — V. 111, № 1−2. — P. 45−49.
  59. An a-proteobacterial type malate dehydrogenase may complement LDH function in Plasmodium falciparum: cloning and biochemical characterization of the enzyme / K. Abhai et. al. // Eur. J. Biochem. 2004. — V. 271. — P. 34 883 502.
  60. Aquino-Silva M.R. Isoform expression in the multiple soluble malate dehydrogenase of Hoplias malabaricus (Erythrinidae, Characiformes) / M.R. Aquino-Silva, M.L.B. Schwantes, A.R. Schwantes // Braz. J. Biol. 2003. — V. 63, № 1.-P. 7−15.
  61. A single amino acid mutation enhances, the thermal stability of Escherichia coli malate dehydrogenase / C.R. Goward et. al. // Eur. J. Biochem. 1994. — V. 224, № l.-P. 249−255.
  62. A structural view of evolutionary divergence / B. Spiller et. al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1999. — V. 96. — P. 12 305−12 310.
  63. Beatty J.T. Biosynthetic and bioenergetic functions of citric acid cycle reactions in Rhodopseudomonas capsulata / J.T. Beatty, H. Gest // J. Bacteriol. -1981. V. 148, № 2. — P. 584−593.
  64. Beatty J.T. Generation of succinyl-coenzyme A in photosynthetic bacteria / J.T. Beatty, H. Gest//Arch. Microbiol. 1981. V. 129, № 5. — P. 335−340.
  65. Birktoft J.J. Refined crystal structure of cytoplasmic malate dehydrogenase at 2.5-A resolutin / J.J. Birktoft, G. Rhodes, L.J. Banaszak // Biochemistry. 1989. -V. 28. — P. 6065−6089.
  66. Birktoft J.J. Structure-function relationships among nicotinamide-adenine dinucleotide dependent oxidoreductases / J.J. Birktoft, L.J. Banaszak // Peptide Protein Rev.- 1984.-V. 4.-P. 1−46.
  67. Breiter D.R. Engineering the quaternary structure of an enzyme: construction and analysis of a monomeric form of malate dehydrogenase from Escherichia coli / D.R. Breiter, E. Resnik, L.J. Banaszak // Protein Sei. 1994. — V. 3, № 11. — P. 2023−2032.
  68. Characterization of alanine and malate dehydrogenases from a marine psychrophile strain PA-43 / J.A. Irwin et. al. // Extremophiles. 2001 — V. 5, № 3. — P. 199−211.
  69. Characterization of an essential histidine residue in thermophilic malate dehydrogenase' / S. Iijima et. al. // J. Biochem. (Tokyo). 1986. — V. 99, № 6. -P. 1667−1672.
  70. Clarke A.R. The role of an aspartate-histidine pair in active site of lactate dehydrogenase / A.R. Clarke, H.M. Wilks, J.J. Holbrook // Protein Eng. -1987. -V. 1, № 3. P. 137−142.
  71. Complete genome sequence of the metabolically versatile photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas palustris / F.W. Larimer et. al. // Nat. Biotechnol.- 2004. Vol. 22. — P. 55−61.
  72. Complete genome sequence of Rhodobacter sphaeroides KD131 / S.-K. Lim et. al.// Journal of Bacteriology. 2009.-Vol. 191, No. 3.- P. 1118−1119.
  73. Complete nucleotide sequence of the Escherichia coli gene enconding malate dehydrogenase / L. McAlister-Henn et. al. // Nucleic Acids Research. 1987. -V. 15, № 12.-P. 4993.
  74. Complete sequence of Rhodopseudomonas palustris HaA2 / A. Copeland et. al. — (http://vvvvvv.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/).
  75. Construction of a stable dimer of Bacillus stearothermophilus lactate dehydrogenase / R.M. Jackson et. al. // Biochemistry. 1992. — V. 31, № 35. — P. 8307−8314.
  76. Cytoplasmic malate dehydrogenase from Phycomyces blakesleeanus: kinetics and mechanim / F. Teixido et. al. // Can. J. Biochem. Cell. Biol. 1985. — V. 63, № 10.-P. 1097−1105.
  77. Davis B.J. A new high resolution electrophoresis method / B.J. Davis, L. Ornstein // Society for the study at the New York Academy of medicine. 1959. -P. 112−118.
  78. Determinants of protein thermostability observed in the 1.9-A crystal structure of malate dehydrogenase from the thermophilic bacterium Thermus flavus / C.A. Kelly et. al. // Biochemistry. 1993. — V. 32, № 15. — P. 3913−3922.
  79. Ding Y. Characterization of a cytosolic malate dehydrogenase cDNA which encodes an isozyme toward oxaloacetate reduction in wheat./ Y. Ding, Q.H. Ma // Biochimie. -2004. V. 86, № 8. — P. 509−518.
  80. Directed evolution of a thermostable esterase / L. Giver et. al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1998. — V. 95. — P. 12 809−12 813.
  81. Directed evolution of thermostable kanamycin-resistance gene: a convenient selection marker for Thermus thermophilus / J. Hoseki et al. // J. Biochem. -1999. -V. 126. P. 951−956.
  82. Directed evolution study of temperature adaptation in a psychrophilic enzyme / K. Miyazaki et. al. //J. Mol. Biol. -2000. -V. 297. P. 1015−1026.
  83. Drmota T. Isolation and characterisation of cytosolic malate dehydrogenase from Trichomonas vaginalis I T. Drmota, J. Tachezy, J. Kulda // Folia Parasitol. (Praha). 1997. — V. 44, № 2. — P. 103−108.
  84. Electrostatic interactions across the dimer-dimer interface contribute to the pH-dependent stability of a tetrameric malate dehydrogenase / A. Bjork et. al. // FEBS Lett. 2003. -V. 553, № 3. — P. 423−426.
  85. Enhancement of the turnover number of thermostable malate dehydrogenase by deleting hydrogen bonds around the catalytic site / M. Nishiyama et. al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. — V. 225, № 3. — P. 844−848.
  86. Enzymatic and physico-chemical characteristics of recombinant cMDH and mMDPI of Clonorchis sinensis / N. Zheng et. al. // Parasitol. Res. 2006. — V. 99, № 2.-P. 174−180.
  87. Escherichia coli pyruvate dehydrogenase complex: particle masses of the complex and component enzymes measured by scanning transmission electron microscopy / C.A. CaJacob et. al. // Biochemistry. 1985. — 24. — P. 2425 — 2431.
  88. Factors affecting L-malate activation of mitochondrial malate dehydrogenase from chicken liver / A. Dordal et. al. // Biochem. Int. 1990. — V. 20, № 1. — P. 177−182.
  89. Fieldes M.A. An explanation of the achromatic bands produced by peroxidase isozymes in Polyacrylamide electrophoresis gels stained for malate dehydrogenase I U.A. Fieldes//Electrophoresis.-1992.-V. 13, № 1−2.-P. 82−86.
  90. Functional characterization and subcellular localization of the three malate dehydrogenase isozymes in Leishmania spp. I A. Leroux et. al. // Mol. Biochem. Parasitol. -2006. -V. 149, № 1. P. 74−85.
  91. Gibson N. Physical and genetic interactions of cytosolic malate dehydrogenase with other gluconeogenic enzymes / N. Gibson, L. McAlister-Henn // J. Biol. Chem. 2003. — V. 278, № 28. — P. 25 628−25 636.
  92. Gietl C. Malate dehydrogenase isoenzymes: cellular locations and role in the flow of metabolites between the cytoplasm and cell organelles / C. Gietl // Biochim. Biophys. Acta. 1992. — V. 1100, № 3. — P. 217−234.
  93. Goodman M.M. Malate dehydrogenase: viability of cytosolic nulls and lethality of mitochondrial nulls in maize (enzyme/multilocus) / M.M. Goodman, f
  94. K.J. Newton, C.W. Stuber // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. — V. 78, № 3. -P. 1783−1785.
  95. Goward C.R. Malate dehydrogenase: a model for structure, evolution, and catalysis / C.R. Goward, D.J. Nicholls // Protein Sci. 1994. — V. 3. — P. 18 831 888.
  96. Gross G.G. Cell wall-bound malate dehydrogenase from horseradish / G.G. Gross //Phytochemistry. 1977.- V. 16, № 3. -P. 319−321.
  97. Hagele E. The malate dehydrogenase isoenzymes of Saccharomyces cerevisiae. Purification, characterisation and studies on their regulation / E. Hagele, J. Neeff, D. Mecke // European Journal of Biochemistry. 1978. — V. 83. -P. 67−76.
  98. Hall M.D. Crystal structure of a ternary complex of Escherichia coli malate dehydrogenase citrate and NAD at 1.9 A resolution / M.D. Hall, L.J. Banaszak // J. Mol. Biol. 1993. — V. 232, № 1. — P. 213−222.
  99. Hall M.D. Crystal structure of Escherichia coli malate dehydrogenase. A complex of the apoenzyme and citrate at 1.87 A resolution / M.D. Hall, D.G. Levitt, L.J. Banaszak// J. Mol. Biol. 1992. — V. 226, № 3. — P. 867−882.
  100. Halobacillus locisalis sp. nov., a halophilic bacterium isolated from a marine solar saltern of the Yellow Sea in Korea / J.H. Yoon et. al. // Extremophiles. -2004. V.8,№ l.-P. 23−28.
  101. Hones J. Chemical modification of the essential arginine in malate dehydrogenase / J. Hones, P. Pfleiderer // Biolog. Chem. Hoppe-Seyler. -1985. -V. 366.-P.-1109−1112.
  102. How enzymes adapt: lessons from directed evolution / F.H. Arnold et. al. // Trends Biochem. Sci. 2001. — V. 26.-P. 100−106.
  103. Hrdy I. Purification and partial characterization of cytosolic malate dehydrogenase from Tritrichomonas foetus / I. Hrdy // Folia Parasitol. (Praha). -1993.-V. 40, № 3.-P. 181−185.
  104. Iglesias A.A. NADP-dependent malate dehydrogenase (decarboxylating) from sugar cane leaves / A.A. Iglesias, C.S. Andreo // Eur. J. Biochem. 1990. — 192. — P. 729−733.
  105. Iglesias A.A. Effect of pH on structural and kinetic properties of NADP-malic enzyme / A.A. Iglesias, C.S. Andreo // (Abstract) Plant Physiol. 1989. — 89. — P. 200
  106. Iglesias A.A. NADP±malic enzyme from sugarcane leaves. Structural properties studied through thermal inactivation / A.A. Iglesias, C.P. Spampinato, C.S. Andreo // Arch. Biochem. Biophys. 1991. — 290. — P. 272 — 276.
  107. Ileana C.C. Purification and physical and kinetic characterization of an NAD-dependent malate dehydrogenase from leaves of pineapple (Ananas comosus) / C.C. Ileana, F.E. Podesta // Physiologia plantarum. 2000. — V. 108. — P. 240−248.
  108. Jaenicke, R. What ultrastable globular proteins teach us about protein stabilization / R. Jaenicke // Biochemistry. 1998. — V. 63, № 3. — P. 312−321.
  109. Janiczek O. Purification and properties of malate dehydrogenase from Paracoccus denitrificans / O. Janiczek, J. Kovar, Z. Glatz // Prep. Biochem. -1993.-V.23,№ 3.-P. 285−301.
  110. Jurgensen S.R. Active subunits in hybrid-modified malate dehydrogenase / S.R. Jurgensen, J.H. Harrison // J. Biol Chem. 1982. — V. 257, № 1. — P. 569 574.
  111. Kinetic stabilization of Bacillus licheniformis-amylase through introduction of hydrophobic residues at the surface / M. Machius et al. // J. Biol. Chem. 2003. -V. 278. — P. 11 546−11 553.
  112. Kirby R.R. Cloning and primary structure of putative cytosolic and mitochondrial malate dehydrogenase from the mollusc Nucella lapillus (L.) / R.R. Kirby // Gene. 2000. — 245. — P. 81−88.
  113. Kitto G.B. Malate dehydrogenase l. A survey of molecular size measured by gel filtration /G.B. Kitto, J. Everse, W.H. Murphey, N. Kaplan // Biochemistry. -1967.-V. 6№ 2-P.15−19.
  114. Kornberg H. L. The formatioin of isocitratase by the Athiorhodaceae / H. L. Kornberg, J. Lascelles // J. Gen.. Microbiol. 1960. — V. 23, P*. 511−517.
  115. Kristjansson H. Purification and properties of malate dehydrogenase from the extreme thermophile Bacillus caldolyticus / H. Kristjansson, C. Ponnamperuma // Orig. Life.- 1980.-V. 10, № 2.-P. 185−192.
  116. Kuijk B.L. Purification and characterization of malate dehydrogenase from the syntrophic propionate-oxidizing bacterium strain MPOB / B.L. Kuijk, A.J. Stams //FEMS Microbiol. Lett. 1996. -V. 144, № 2−3. — P. 141−144.
  117. Kutzenko A.S. Conserved supersecondary structural motif in DNA-dependent dehydrogenases / A.S. Kutzenko, V.S. Lamzin, V.O. Popov // FEBS Lett. 1998. -V. 423.-P. 105−109
  118. Kwak K.H. Localization and characteristics of lactate and malate dehydrogenase in the sparganum and adult worm of Spirometra erinacei. / K.H.
  119. Kwak, E.W. Cheon, C.H. Kim // Korean J. Parasitol. 1996. — V. 34, № 1. — P. 59−68.
  120. Labrou N.E. Dye-affinity labeling of bovine heart mitochondrial malate dehydrogenase and study of the NADH-binding site / N.E. Labrou, E. Eliopoulos, Y.D. Clonis // Biochem. J. 1996. — V. 315, № 2. — P. 687−693.
  121. Labrou N.E. L-Malate dehydrogenase from Pseudomonas stutzeri: purification and characterization / N.E. Labrou, Y.D. Clonis // Arch. Biochem. Biophys.- 1997.-V. 337, № l.-P. 103−114.
  122. Laemmly U.K. Cleavage of structural proteins during assembly of the head of bacteriophage T4 / U.K. Laemmly // Nature. 1970. — V. 77, № 4. — P.680−683.
  123. Lang-Unnasch N. Purification and properties of Plasmodium falciparum malate dehydrogenase / N. Lang-Unnasch // Mol. Biochem. Parasitol. 1992. — V. 50, № l.-P. 17−25.
  124. Large improvement in the thermal stability of a tetrameric malate dehydrogenase by single point mutations at the dimer-dimer interface / A. Bjork et. al. //Mol. Biol. 2004. — V.341. — P. 1215−1226.
  125. Lehnindger A.L. Principles of biochemistry / A.L. Lehnindger, D.L. Nelson, M.M. Cox. WH Freeman&Co, 4th Ed., 2004. — 1119 p.
  126. Ma H. Malate dehydrogenase isoenzymes in Aspergillus niger / H. Ma, C.P. Kubicek, M. Rohr // FEMS Microbiol. Lett. 1982. — V. 12, № 2.-P. 147−151.
  127. Machado M.F. Malate dehydrogenase (MDH- EC 1.1.1.37) isozymes in tissues and callus cultures of Cereus peruvianus (Cactaceae) / M.F. Machado, A.J. Prioli, C.A. Mangolin // Biochem. Genet. 1993. — V. 31, № 3−4. — P. 167−172.
  128. Mader M. Isolation of malate dehydrogenase from cell walls of Nicotina tabacum / M. Mader, P. Schloss // Plant Science Letters. 1979. — V. 17, № 1. — P. 75−80.
  129. Madern D. Molecular adaptation: the malate dehydrogenase from the extreme halophilic bacterium Salinibacter rubber behaves like a non-halophilic protein / D. Madern, G. Zaccai // Biochimie. 2004. — V. 86, № 4−5. — P. 295−303.
  130. Mahmoud Y.A. Purification and characterization of malate dehydrogenase from Cryptococcus neoformans / Y.A. Mahmoud, S.M. Souod, W.G. Niehaus // Arch. Biochem. Biophys. 1995. — V. 322, № 1. — P. 69−75.
  131. Malate dehydrogenase: distribution, function and properties / R.A. Musrati et. al. // Gen. Physiol. Biophys. 1998. — V. 17, № 3. — P. 193−210.
  132. Malate dehydrogenases structure and function / P. Minarik et. al. // Gen. Physiol. Biophys. — 2002. — V. 21, № 3. — P. 257−265.
  133. MaloneyA. P. Mitochondrial malate dehydrogenase from the thermophilic, filamentous fungus Talaromyces emersonii / A. P. Maloney, S. M. Callan, P. G. Murray, M. G. Tuohy //Eur. J. Biochem. 2004. — 271. — P. 3115−3126.
  134. Mansini E. Purification and properties of mitochondrial malate dehydrogenase of Toxocara canis muscle / E. Mansini, E.G. Oestreicher, L.P. Ribeiro // Comp. Biochem. Physiol. B. 1986. -V. 85, № 1. — P. 223−228.
  135. Martin A. In vitro selection of highly stabilized protein variants with optimized surface / A. Martin, V. Sieber, F.X. Schmid // J. Mol. Biol. 2001. — V. 309.-P. 717−726.
  136. Mass spectrometric sequncing of proteins from silver-stained Polyacrylamide gels / A. Shevchenko et. al. // Anal. Chem. 1996. — V. 68. — P. 850−858. '
  137. McAlister-Henn L. Isolation and expression of the gene encoding yeast mitochondrial malate dehydrogenase / L. McAlister-Henn, L. M. Thompson // Journal of Bacteriology. 2002. — Vol. 184, № 11. — P. 5157−5166.
  138. Mitochondrial malate dehydrogenase from the thermophilic, filamentous fungus Talaromyces emersonii / A.P. Maloney et. al. // Eur. J. Biochem. -2004. -V. 271, № 15. ~P. 3115−3126.
  139. Mottram J.C. Purification of particulate malate dehydrogenase and phosphoenolpyruvate carboxykinase from Leishmania mexicana / J.C. Mottram, G.H. Coombs //Biochem. Biophys. Acta. 1985. — V. 827, № 2. — P. 310−319.
  140. Mullis K.B. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction / K.B. Mullis, F.A. Faloona // Methods Enzymol. 1987. — 155. — P. 335−350.
  141. Nesterenko M.V. A simple modification of Blum’s silver stain method allows for 30 minute detection of proteins in polyacrylamide gels / M.V. Nesterenko, M. Tilley, S.J. Upton // J. Biochem. Biol. 1994. — V. 28. — P. 239−242.
  142. Nicholson H. Enhanced protein thermostability from designed mutations that interact with aipha-helix dipoles / H. Nicholson, W.J. Becktel, B.W. Matthews // Nature. 1988. — V. 336, № 6200. — P. 651−656.
  143. Nucleotide sequence of a cDNA encoding mitochondrial malate dehydrogenase from Eucalyptus / O. Poeydomenge et. al. // Plant Physiol. -1995.-V. 107. P. 1455−1456.
  144. Ocheretina O. Cloning and sequence analysis of cDNAs encoding plant cytosolic malate dehydrogenase / O. Ocheretina, R. Scheibe // Gene. 1997. — V. 199, № 1−2.-P. 145−148.
  145. Oh M.K. Gene expression profiling by dna microarrays and metabolic fluxes in Escherichia coli / M.K. Oh, J.C. Liao // Biotechnol. Prog. 2000. — 16. — P. 278−286.
  146. Okabayashi K. Purification and properties of mitochondrial malate dehydrogenase from unfertilized eggs of the sea urchin, Anthocidaris crassispina / K. Okabayashi, E. Nakano // J. Biochem. (Tokyo). 1984. — V. 95. — P. 16 251 632.
  147. Okayama H. High-efficiency cloning of full-length cDNA- construction and screening of cDNA expression libraries for mammalian cells / H. Okayama // Methods Enzymol. 1987. — Vol. 154. — P. 3−28.
  148. Organelle and translocatable forms of glyoxysomal malate dehydrogenase. The effect of the N-terminal presequence / B.R. Cox et. al. // Febs J. 2005. — V. 272.-P. 643−654.
  149. Pfenning N.D. Uber das vitamin Bj2 — bedurfuis phototropher Schwefelbakterien / N.D. Pfenning, K.D. Lippert / Arch. Microbiol. 1966. — V. 55.-P. 245−259.
  150. Powers E.T. A perspective on mechanisms of protein tetramer formation / E.T. Powers, D.L. Powers // Biophys J. 2003. — V. 85, № 6. — P. 3587−3599.
  151. Probing the role of oligomerization in the high thermal stability of Pyrococcus furiosus ornithine carbamoytransferase by site specific mutants / B. Clantin et. al. // Eur. J. Biochem. 2001. — V. 268. — P. 3037−3942.
  152. Probing the specificity of a trypanosomal aromatic a-hydroxy acid dehydrogenase by site-directed mutagenesis / J. Vernal et. al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. — V. 293. — P. 633−639.
  153. Protein measurment with the folin pihend reagent / O.H. Lowry et. al. // J. Biologi. 1951. -V. 193. — P. 265−275.
  154. Protein thermostability in extremophiles / R. Scandurra et. al. // Biochimie. 1998. — V. 80, № 11. — P. 933−941.
  155. Purification and characterization of malate dehydrogenase from Streptomyces aureofaciens / D. Mikulasova et. al. // FEMS Microbiol. Lett. 1998. — V. 159, № 2.-P. 299−305.
  156. Purification and properties of malate dehydrogenase from the thermoacidophilic archaebacterium Thermoplasma acidophilum / W. Grossebuter et. al. // Biol. Chem. Hoppe Seyler. 1986. — V. 367, № 6. — P. 457−463.
  157. Purification and properties of two malate dehydrogenases from Candida sp. N-16 grown on methanol / J. Yoshikawa et. al. II Biosci. Biotechnol. Biochem. -2001. -V. 65, № 7. P. 1659−1662.
  158. Purification, characterization and overexpression of psychrophilic and thermolabile malate dehydrogenase of a novel antarctic psychrotolerant
  159. Flavobacterium frigidimaris KUC-1 / T. Oikawa et al. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2005. — V. 69, № 11. — P. 2146−2154.
  160. Purification of bacterial malate dehydrogenases by selective elution from a triazinyl dye affinity column / K. Smith et. al. // Biochim. Biophys. Acta. 1982. -V. 708.-P. 17−25.
  161. Rat liver mitochondrial malate dehydrogenase: purification, kinetic properties, and role in ethanol metabolism / M.S. Wiseman et. al. // Arch. Biochem. Biophys. 1991.-V. 290, № 3.-P. 191−196.
  162. Rice S.C. The aconitase of yeast. II crystallisation and general properties of yeast aconitase / S.C. Rice, N.G. Pon // J. Biochem. 1975. — V. 77, № 2. — P. 367−372.
  163. Roderick S.L. The three dimensional structure of porcine heart mitochondrial malate dehydrogenases at 3.0-A resolution / S.L. Roderick, L.J. Banaszak // J. Biol. Chem. 1986. — V. 261. — P. 9461−9464.
  164. Rogers S.O. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues / S.O. Rogers, A.J. Bendich // Plant Molecular Biology. 1985. — 5. — P. 69−67.
  165. Rozen S. Primer3 on the WWW for general users and for biologist programmers / S. Rozen, H. Skaletsky // Methods Mol. Biol. 2000. — 132. — P. 365−386.
  166. Roth S. Cat8 and Sip4 mediate regulated transcriptional activation of the yeast malate dehydrogenase gene MDH2 by three carbon source-responsive promoter elements/S. Roth, H.J. Schuller//Yeast.-2001.-V. 182, № 2.-P. 151−162.
  167. Sanyal S. C. The folding of dimeric cytiplasmic malate dehydrogenase / S. C. Sanyal, D. Bhattacharyya, C. Das Gupta // Eur. J. Biochem. 2002. — 269. — P. 3856−3866.
  168. Schuelter A.R. Inheritance of malate dehydrogenase in wild pepper / A.R. Schuelter, V.W. Casali, F.L. Finger // Bragantia. 1999. — V. 58, № 1. — P. 1−6.
  169. Shah H.N. Malate dehydrogenase and glucose-6-phosphate dehydrogenase, key markers for studing the genetic diversity of Actinobacillus actinomycetemcomitans / H.N. Shah, D.M. Andrews // FEMS Microbiol. Lett. -1994.-V. 122, № 1−2.-P. 69−73.
  170. Site-directed mutagenesis reveals role of mobile arginine residue in lactate dehydrogenase catalysis / A.R. Clarke et. al. // Nature. 1986. — V. 324. — P. 699−702.
  171. Smith K. Malate dehydrogenases from actinomycetes: structural comparison of Thermoactinomyces enzyme with other actinomycete and Bacillus enzymes / K. Smith, T.K. Sundaram, M. Kernick // J. Bacteriol. 1984. — V. 157, № 2. — P. 684 687.
  172. Steffan J.S. Isolation and characterization of the yeast gene encoding the MDH-3 isoenzyme of malate dehydrogenase / J.S. Steffan, L. McAlister-Henn // J. Biol. Chem. 1992. -V. 267, № 34. — P. 24 708−24 715.
  173. Steffan, J.S. Structural and functional effects of mutations altering the subunit interface of mitochondrial malate dehydrogenase / J.S. Steffan, L. McAlister-Henn // Arch. Biochem. Biophys. 1991. — V. 287, № 2. — P. 276−282.
  174. Storer A.C. Kinetic and physical properties of the L-malate-NAD+ oxidoreductase from Metanospirillum hungatii and comparison with the enzyme from other sources / A.C. Storer, G.D. Sprott, W.G. Martin // Biochem. J. 1999: -344.-P. 235−244.
  175. Structural analyses of a malate dehydrogenase with a variable active site / J.K. Bell et. al. // J. Biol. Chem. 2001. — V. 276, № 33. — P: 31 156−31 162.
  176. Structural basis for cold adaptation. Sequence, biochemical properties, and crystal structure of malate dehydrogenase from a psychrophile Aquaspirillum arcticum / S.Y. Kim et. al. // J. Biol. Chem. 1999. — V. 274, № 17. — P. 1 176 111 767.
  177. Structural basis of substrate specificity in malate dehydrogenase: crystal structure of a ternary complex of procine cytoplasmic malate dehydrogenase, a-ketomalonate and tetrahydoDNA / A.D. Chapman et. al. // J. Mol. Biol. 1999. -V. 285.-P. 703−712.
  178. Structural organization of the mouse cytosolic malate dehydrogenase gene: comparison with that of the mouse mitochondrial malate dehydrogenase gene / C. Setoyama et. al. // J. Mol. Biol. 1988. — V. 202, № 3. — P. 355−364.
  179. Structure of a ternary complex of an allosteric lactate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus at 2.5 A resolution / P.G. Wigley et. al. // J. Mol. Biol. 1992. — V. 223. — P. 317−335-
  180. Sutherland P. Isolation and expression of the Escherichia coli gene encoding malate dehydrogenase / P. Sutherland, L. Mc Alister-Henn // J. Bacteriol. 1985. -V. 163, № 3.-P. 1074−1079.
  181. Tayeh M.A. Malate dehydrogenases in< phototrophic purple bacteria: purification, molecular- weight, and quaternary structure / M.A. Tayeh, M.T. Madigan //J. Bacteriol. 1987. -V. 169, № 9.-P. 4196−4202.
  182. Tayeh M.A. Malate dehydrogenases in phototrophic purple bacteria. Thermal stability, amino acid composition and immunological properties / M.A. Tayeh, M.T. Madigan // Biochem. J. 1988. — V. 252, № 2. — P. 595−600.
  183. Tetrameric and dimeric malate dehydrogenase isoenzymes in Trypanosoma cruzi epimastigotes / G.R. Hunter et. al. // Mol. Biochem. Parasitol. 2000. — V. 105, № 2.- P. 203−214.
  184. The malate dehydrogenase isoforms from Trypanosoma brucev. subcellular 1 localization and differential expression in bloodstream and procyclic forms / A.
  185. et. al. // Int. J. Parasitol. 2006. — V. 36, № 3. — P. 295−307.
  186. Tiny TIM: a small tetrameric, hyperthermostable triosephosphate isomerase /
  187. H. Walden et. al. // J. Mol. Biol. 2001. — V. 306. — P. 745−757.
  188. Toshihiro T. Molecular cloning and mapping of a human cDNA for cytosolic malate dehydrogenase (MDH1) / T. Toshihiro, I. Johji, N. Yusuke // Genomics. -1996.-V. 32, № l.-P. 128−130.
  189. Tyagi A.K. Studies on the purification and characterization of malate dehydrogenase from, Mycobacterium phlei / A.K. Tyagi, F.A. Siddiqui, T.A. Venkitasubramanian // Biochim. Biophys. Acta. 1977. — V. 485. — P. 255−267.
  190. Tzachi B. Kinetic Outlier Detection (KOD) in real-time PCR / / B. Tzachi // Nucleic Acids Research. 2003. — Vol. 31. — P. 105−109.
  191. Uttaro A.D. Characterisation of the two malate dehydrogenase from Phytomonas sp. Purification of the glicosomal isoenzyme / A.D. Uttaro, F.R.
  192. Opperdoes // Mol. Biochem. Parasitol. 1997. — V. 89, № 1. — P. 51−59.i
  193. Veeger C.B. Succinate dehydrogenase / C.B. Veeger, B.W. Devatanin // Meth. enzyme citric acid cycle. 1969. — V. 23. — P. 81−90.
  194. Vessal M. Partial purification and comparison of the kinetic properties of ovine liver Echinococcus granulosus hydatid cyst fluid malate dehydrogenase and the cytoplasmic enzyme from the host liver / M. Vessal, N. Bambaea-Row //t
  195. Comp. Biochem. Physiol. B. Biochem. Mol. Biol. 1994. — V. 107, № 3. — P. 447- 1 451.
  196. Vieille C. Thermozymes / C. Vieille, D.S. Burdette, J.G. Zeikus // Biotechnol. Annu. Rev. 1996. — V. 2. — P. 1−83.
  197. Waters J.K. Malate dehydrogenase from Rhizobium japonicum 31 lb-143. Bacteroids and glicin max root nodule mitochondria / J.K. Waters, D.B. Karr, D.W. Emerich // Biochemistry. 1985. — V. 24, № 23. — P. 6479−6486.
  198. Yano J.K. New understandings of thermostable and peizostable enzymes / J.K. Yano, T.L. Poulos // Current Opinion in Biotechnology. 2003. — V. 14. — P. 360−365.
  199. You K. Purification and properties of malate dehydrogenase from Pseudomonas testosteroni / K. You, N. Kaplan // J. Bacteriol. 1975. — V. 123, № 2.-P. 704−716.
  200. Yueh A.Y. Purification and molecular properties of malate dehydrogenase from the marine diatom Nitzchia alba / A.Y. Yueh, C.S. Chung, Y.K. Lai // Biochem. J. 1989. — V. 258, № 1. — P. 221−228.
  201. Zenka J. Purification and properties of cytoplasmic malate dehydrogenase from Taenia crassiceps (Zeder, 1800) cysticerci / J. Zenka, J. Prokopic // Folia Parasitol. (Praha). 1989. -V. 36, № 1. — P. 59−65.
  202. Zhao H. Directed evolution converts subtilisin E into a functional equivalent of thermitase / H. Zhao, F.H. Arnold // Protein Eng. 1999. — V. 12. — P. 47−53.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!