Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Закономерности нарушений сперматогенеза человека при некоторых генетических и инфекционных заболеваниях

Диссертация: Закономерности нарушений сперматогенеза человека при некоторых генетических и инфекционных заболеваниях
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

После разжижения определяли макрои микроскопические параметры эякулята. К первым относили: объем, цвет, рН, вязкость, наличие слизи. Ко вторым относили: концентрацию, подвижность и морфологию сперматозоидов, соотношение живых и мертвых сперматозоидов, концентрацию лейкоцитов, содержание НПК, наличие дополнительных включений, эритроцитов, лецитиновых зерен. Согласно руководству ВОЗ, нормальными… Читать ещё >

Содержание

  • НАИМЕНОВАНИЕ ГЛАВ И РАЗДЕЛОВ Стр
  • Гпава 1. Материалы и методы
  • Гпава 2. Ультраструктурное исследование клеток эякулята человека
    • 2. 1. Обзор литературы
      • 2. 1. 1. Общая морфология сперматозоидов
      • 2. 1. 2. Функциональная анатомия и аномалии строения ядра и головки сперматозоидов человека
      • 2. 1. 3. Функциональная анатомия и дефекты строения акросомы сперматозоидов человека
      • 2. 1. 4. Функциональная анатомия и дефекты строения жгутиков сперматозоидов человека
      • 2. 1. 5. Незрелые половые клетки эякулята человека
    • 2. 2. Результаты собственных исследований
      • 2. 2. 1. Ультраструктура нормальных сперматозоидов человека
      • 2. 2. 2. Ультраструктура незрелых половых клеток
      • 2. 2. 3. Ультраструктурное изучение клеток эякулята пациентов с аномальными показателями спермиологического обследования и идиопатическим бесплодием
    • 2. 3. Обсуждение результатов
      • 2. 3. 1. Дефекты сперматогенеза как результат неиммунологической селекции гамет
      • 2. 3. 2. Аномалии ультраструктуры сперматозоидов как причина некоторых случаев идио-патического мужского бесплодия
      • 2. 3. 3. Воспалительные заболевания урогенитальных органов и сперматогенез

Закономерности нарушений сперматогенеза человека при некоторых генетических и инфекционных заболеваниях (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

В этиологии бесплодия человека в последние несколько десятилетий все большее место занимает так называемый мужской фактор (Hull et.al., 1985). По сообщениям из различных источников, примерно в 30% случаев бесплодие супружеских пар обусловлено субили инфертильностью супруга. Многочисленные исследования из различных стран свидетельствуют о тотальном ухудшении качества спермы мужчин, что находит отражение, в частности, в изменении эталонных норм показателей сперматогенеза. Нормы концентрации сперматозоидов постепенно снижались со времени первого определения. В 1891 г. была описана и долгое время считалась нормальной концентрация 80 млн сперматозоидов мл, почти через 80 лет нормальной стала считаться концентрация 60 млнмл (MacLeod, 1951), затем Андро-логическим клубом была принята концентрация 40 млнмл (Schirren, 1972). Последующими исследованиями было показано, что частота зачатия не различалась между группой мужчин с концентрацией сперматозоидов более 40 млнмл и группой с концентрацией 20 млнмл (Eliasson, 1971). В настоящее время, согласно руководству ВОЗ (WHO, 1992), нижней границей нормальной концентрации сперматозоидов считается 20 млнмл. Исследование спермы фертильных доноров в 61 независимых центрах показало снижение концентрации сперматозоидов с 1938 по 1990 гг. со 113 до 66 млнмл (Carlsen et.al., 1992). В среднем концентрация сперматозоидов падает на 2.6% в год (Auger et.al., 1995). Уменьшается количество мужчин, имеющих нормальные (согласно нормативам ВОЗ) показатели сперматогенеза (Pajarinen et.al., 1997). В Австрии из 60 фертильных мужчин только 4 имели нормальные показатели спермограммы (Gogus et.al., 1996).

Репродуктивная система мужчин находится в уникальных условиях. С одной стороны, в сперматогенном эпителии идет постоянная дифференцировка половых клеток, с другойиз-за наличия гемато-тестикулярного барьера отсутствует иммунологический контроль за этим процессом со стороны организма. В этих условиях особую важность для сохранения генетической целостности вида Homo sapiens приобретают механизмы селекции функционально и генетически полноценных гамет. Ухудшение качественных параметров спермы само по себе не является патологией Оно отражает давление повреждающих факторов внешней среды (экологических, социально-экономических, инфекционных), действующих на организменном, клеточном и молекулярном уровнях и приводящих к патозооспермии.

В силу полиэтиологичности мужской суби инфертильности адекватная диагностика приобретает особое значение. В ряде случаев причины инфертильности идентифицируются довольно легко (например, анатомические и гормональные нарушения). Однако в достаточно большой группе пациентов (по разным данным, от 30 до 50%) определение этиологического фактора затруднено (так называемое идиопатическое бесплодие).

Основным методом первичной диагностики мужского бесплодия является рутинный метод спермиологического обследования, позволяющий поставить предварительный диагноз и наметить пути дальнейшего обследования больных. Определение количества сперматозоидов, характеристика их подвижности и морфологических свойств дает общие представления об оплодотворяющей способности спермы. В случаях суби инфертильности при нормальных показателях спермиологического обследования руководство ВОЗ рекомендует проведение функциональных тестов (тест проникновения сквозь блестящую оболочку ооцита, тест проникновения сперматозоидов в ооцит, лишенный оболочки, определение степени декон-денсации хроматина ядра при окраске некоторыми гистологическими красителями). В литературе есть сведения, что наряду с этими методами функционального анализа сперматозоидов может быть применен метод электронной микроскопии, который имеет большое значение в установлении причин бесплодия и в дифференцировке генетически обусловленных (например, синдрома Картегенера, глобулозооспермии) и индуцированных аномалий (Zamboni, 1987).

Изучение морфологии сперматозоидов дает представление о конечном результате сперматогенеза. Изучение НПК из эякулята позволяет без инвазивного вмешательства получить представление о самом процессе сперматогенеза (Курило и соавт., 1993,1995,1997). Однако такие исследования прводились только на светооптическом уровне, что не давало возможности оценить роль отдельных клеточных органоидов в селекции сперматогенных клеток.

Среди инфекционных агентов в качестве повреждающих факторов сперматогенеза особого внимания заслуживают возбудители урогенитального герпеса (Herpes simplex virus), (ВПГ) и хламидиоза (Chlamydia trachomatis) — широко распространенных ЗППП. По разным источникам, инфицирование ВПГ и хламидиями достигает 40−60% среди населения. Одно время эти инфекции рассматривались как состояния, сопровождающиеся жизненными неудобствами, однако все больше данных появляется в пользу того, что они могут становиться серьезной угрозой для репродуктивного здоровья человека.

Если нарушения репродуктивной функции женщин при хламидийном и герпетическом инфицировании изучено достаточно (трубное бесплодие, самопроизвольное прерывание беременности и др.), то значительно меньше известно о влиянии герпетической и хла-мидийной инфекции на репродуктивную систему мужчин (Keck et.al., 1998). Последняя отличается от женской репродуктивной системы наличием гемато-тестикулярного барьера и рядом особенностей, связанных с анатомическим и морфо-функциональным состоянием. Адаптация микроорганизмов, являющихся облигатными внутриклеточными паразитами, к условиям существования в «забарьерной» ткани может быть причиной хронизации инфекции и вызывать, в свою очередь, серьезные и недостаточно изученные в настоящее время нарушения репродуктивной системы мужчин.

Вирусологические исследования эякулята человека стали проводиться в последнее десятилетие в связи с интенсивным развитием техники ЭКО. В эякуляте человека обнаружены ЦМВ (Lang, Kummer, 1972; Levy et.al., 1997), вирус гепатита С (Liu et. al, 1994), ВИЧ (Dussaix et.al., 1993), ВПЧ (Chan et a 1995), аденовирус и ВГТГ (Kulscar et.al., 1991). Использование сперматозоидов в трансгенной инженерии в качестве векторов-переносчиков вирусной ДНК в яйцеклетку (Кузнецов и соавт., 1998) остро ставит вопрос о возможности вирусного инфицирования сперматозоидов человека в естественных условиях. Ответ на этот вопрос имеет принципиальное значение. Если вирусы, вызывающие заболевания урогенитальных органов, переносятся семенной жидкостью, не проникая в сперматозоиды, инфицирование эякулята имеет эпидемиологическое значение и пациенты остаются в сфере интересов врачей-венерологов. В противном случае взаимодействие сперматозоидов, предназначенных для сохранения целостного генома организма, с «генетическими паразитами» — вирусами может иметь далеко идущие последствия для репродуктивного здоровья самого человека и его потомства.

Хламидии относятся к бактериям и являются облигатными внутриклеточными паразитами с уникальным жизненным циклом. Жизненный цикл хламидий состоит из смены высокоспециализированных внутриклеточных метаболически активных неинфекционных форм (РТ) и внеклеточных метаболически неактивных инфекционных форм (ЭТ). При инфицировании хламидиями клеток перевиваемых линий in vitro показана возможность существования персистирующих форм микроорганизма, отличающихся от типичных форм морфологически и иммунохимически (Beaty et.al., 1994). Особенности клинического течения урогенитального хламидиоза, многочисленные данные о хроническом и рецидивирующем характере хлами-дийной инфекции позволили сделать предположение о существовании перстистирующих форм микроорганизма в клиническом материале. Однако до начала настоящего исследования в литературе не было прямых доказательств персистенции хламидий in vivo.

Объективные трудности диагностики урогенитального хламидиоза связаны с восходящим характером хламидийной инфекции. Общепринятые методы диагностики рассчитаны на определение микроорганизмов в нижнем отделе урогенитальной системы (уретре у мужчин). В то же время имеется ряд сообщений о том, что для установления хламидийной природы абактериальных простатитов и бессимптомных воспалительных процессов органов малого таза у мужчин информативно определение показателей местного антихламидийного иммунитета (антихламидийных IgA в секрете предстательной железы иили в семенной жидкости) (Mazzoli et.al., 1996). Этот прием диагностики не является общепринятым. Отсутствие стандартизации в выборе адекватных методов диагностики хламидийного инфицирования верхних отделов урогенитального тракта мужчин может быть причиной противоречивости данных о влиянии хламидийной инфекция на репродуктивную функцию мужчин вообще и на параметры спермиологического обследования, в частности.

В связи с вышесказанным, целью настоящей работы являлось изучение закономерностей нарушения сперматогенеза мужчин при действии генетически обусловленных факторов и инфекций, передаваемых половым путем.

Задачи настоящей работы:

1. применение ультраструктурного анализа клеточного состава эякулята при идиопа-тическом бесплодии с целью проведения дифференциальной диагностики генетически обусловленных и индуцированных нарушений сперматогенезаизучение ультраструктуры незрелых половых клеток эякулята;

2. выявление возможности инфицирования сперматозоидов вирусом простого герпесаопределение формы существования вируса простого герпеса в эякулятеизучение влияния герпетического инфицирования на сперматогенез;

3. изучение формы существования Chlamydia trachomatis in vivo при осложненных рецидивирующих формах хламидиозаобоснование метода адекватной диагностики осложненных форм урогенитального хламидиоза у мужчин.

4. разработка алгоритма обследования пациентов, страдающих идиопатическим бесплодием и пациентов с нарушениями репродуктивной функции, связанными с хроническими или бессимптомными формами урогенитального герпеса и хламидиоза.

Научная новизна:

1. Впервые описана ультраструктура незрелых половых клеток эякулятаописан механизм блока цитокинеза II деления мейоза за счет формирования общей акросомы, скрепляющей неразошедшиеся ядра;

2. Выявлено сочетание генетически обусловленных нарушений ультраструктуры ак-сонемы с частичным блоком профазы I мейоза.

3. Впервые получены прямые доказательства инфицирования сперматозоидов человека вирусом простого герпеса. Антигены ВПГ выявлены с помощью реакции иммунофлюо-ресценцииДНК ВПГ обнаружена методом полимеразной цепной реакциинуклеокапсиды ВПГ обнаружены в цитоплазме сперматозоида с помощью трансмиссионной электронной микроскопии;

4. Впервые показано, что инфицирование сперматозоидов вирусом простого герпеса приводит к статистически достоверному увеличению количества диплоидных (полиплоидных) сперматозоидов;

5. Впервые обнаружены персистирующие формы существования Chlamydia trachomatis в клиническом материале урогенитальных органов у больных осложненными формами хламидиоза;

6. Выявлена зависимость параметров спермограммы (концентрация сперматозоидов, подвижность сперматозоидов, концентрация незрелых половых клеток в эякуляте) от показателей местного антихламидийного иммунитета. Впервые показана связь отклонений от нормы показателей спермиологического обследования пациентов и величины титра антихлами-дийных IgA в семенной жидкости.

Положения, выносящиеся на защиту.

1. Использование электронномикроскопического метода исследования эякулята мужчин позволяет выявлять этиопатологические факторы идиопатического (т.е. недиагносци-руемого) бесплодия. Ультраструктурный анализ является функциональным тестом, позволяющим оценить оплодотворяющую способность сперматозоидов.

2. Сперматозоиды могут быть инфицированы вирусом простого герпеса. Вирусное инфицирование сперматозоидов вызывает увеличение количества полиплоидных клеток. На основании полученных данных представлена гипотеза о форме существования вируса простого герпеса в сперматозоидах и о роли вирусного инфицирования сперматозоидов как причины нарушения фертильности.

3. Персистирующая форма Chlamydia trachomatis обнаружена при осложненных формах урогенитального хламидиоза. Обнаружена связь между титром антихламидийных антител IgA в семенной жидкости пациентов (показателями местного антихламидийного иммунитета) и показателями спермиологического обследования.

Степень личного участия автора.

Клинический материал для ультраструктурной диагностики идиопатических форм суби инфертильности был получен с помощью сотрудников лаборатории генетики нарушений репродукции (зав. профессор д.б.н. Курило Л.Ф.) Медико-генетического научного центра (МГНЦ) РАМН и медико-биологического центра (МБЦ) «Пастер» (директор к.б.н. Орлова О.Е.). Клинический материал для вирусологических исследований был получен с помощью сотрудников Центрального научно-исследовательского кожно-венерологического института (ЦНИКВИ) МЗ РФ (директор член-корр.РАМН профессор Кубанова А.А.) к.м.н. Аб-думаликова Р.А., к.м.н. Владимировой Е. В., д.м.н. Масюковой С. А., сотрудников МБЦ «Пастер» и сотрудников лаборатории генетики нарушений репродукции МГНЦ РАМН. Клинический материал по изучению персистирующих форм хламидиоза был получен сотрудниками ЦНИКВИ д.м.н. Кисиной В. И. и к.м.н. Гомбергом М.А.

Полимеразная цепная реакция (ПЦР) проводилась в отделе микробиологии ЦНИКВИ (профессор Киселев В. И., Латыпова М.Ф.). ИФА на наличие антихламидийных антител проводили в отделе микробиологии ЦНИКВИ (автор совместно с к.м.н. Барминой Г. В.) и в МБЦ Пастер, количественный кариологический анализ НГЖ из эякулята проводился в МГНЦ РАМН.

Спермиологические, иммунохимические и ультраструктурные исследования проведены автором. Автору же принадлежит идея настоящей работы и гипотеза о форме существования ВПГ в сперматозоидах.

Гпава 1. Материалы и методы.

Всего обследовано 410 пациентов.

В первую группу вошли 11 пациентов, обратившихся в МГНЦ РАМН и в МБЦ «Пастер» по поводу идиопатического бесплодия.

Вторую группу составили 246 пациентов, у которых проводилось обследование на наличие вируса простого герпеса в сперматозоидах. В этой группе 147 человек обследовались по поводу урогенитального герпеса, 60 проходили спермиологическое обследование профилактически — перед свадьбой, после 3 111 111, 39 человек обследовались по поводу бесплодия.

Третью группу составили 153 пациента, у которых проведено исследование показателей местного антихламидийного иммунитета, из них у 137 человек хламидии при рутинной диагностике методом ПИФ или ПЦР в материале из уретры не выявлялись. У 71 пациента третьей группы в анамнезе был пролеченный урогенитальный хламидиоз, в основном с давностью заболевания более 6 месяцев (48 пациентов), 82 пациента считали, что у них отсутствуют возбудители ЗППП и обследовались по поводу абактериального простатита или профилактически.

Применялись следующие методы: спермиологическое исследованиеэлектронномик-роскопическое исследованиеПИФИФА, ПЦР.

1.1. Спермиологическое обследование.

Спермиологическое обследование проводили согласно руководству Всемирной организации здравоохранения (1992). Эякулят был получен путем мастурбации, после чего эякулят помещали на 15−30 мин в термостат (37°С) для разжижения. При необходимости (отсутствие разжижения) материал выдерживали в термостате до 2 часов.

После разжижения определяли макрои микроскопические параметры эякулята. К первым относили: объем, цвет, рН, вязкость, наличие слизи. Ко вторым относили: концентрацию, подвижность и морфологию сперматозоидов, соотношение живых и мертвых сперматозоидов, концентрацию лейкоцитов, содержание НПК, наличие дополнительных включений, эритроцитов, лецитиновых зерен. Согласно руководству ВОЗ, нормальными считаются следующие показатели спермиологического обследования: макроскопические: объем > 2мл цвет от белого до желтовато-серого рН 7−8 вязкость <2см допускается небольшое количество слизи микроскопическое: концентрация сперматозоидов >20 млнмл медленная и быстрая прогрессивная подвижность сперматозоидов типа (а+Ь) > 20% содержание сперматозоидов нормальной морфологии>30% концентрация лейкоцитов < 1 млнмл содержание незрелых половых клеток < 2% дополнительные включения, эритроциты отсутствуют лецитиновые зерна определяются.

1.2. Электронномикроскопическое исследование.

Для исследования в трансмиссионном электронном микроскопе эякулят после разжижения в течение 30 мин при 37 °C центрифугировали с 2.5% раствором глютарового альдегида на 0.1М фосфатном буфере (рН7.2). Глютаровый альдегид добавляли в соотношении 20:1. Центрифугирование проводили в течение 15 мин при 1000 обмин. Супернатант удаляли, к осадку добавляли 1−2 мл глютарового альдегида. Фиксация продолжалась от 60 мин до 7 суток (Holstein, Roosen-Runge, 1981).

Материал промывали тем же фосфатным буфером, дофиксировали 1% осмиевой кислотой на фосфатном буфере, обезвоживали в серии спиртов (50° - 5 мин, насыщенный раствор уранилацетата в 70° спирте — 12−14 час, 96° спирт — 1 час, 100° - 1 час, абсолютный ацетон — 30 мин). Заливку производили в смесь эпон-аралдит (Mollenhauer, 1964) после предварительной пропитки в 3 смесях эпоксидной смолы и ацетона (1:2, 1:1, 2:1) по 1 часу при 20 °C. Полимеризацию осуществляли 24 час при 37 °C и 24 час при 56 °C. Ультратонкие срезы получали на ультрамикротоме UltraCutl 11, окрашивали цитратом свинца (Mi Honig, 1961) и изучали в электронном микроскопе JEM 100S.

Для исследования в сканирующем электронном микроскопе часть материала после обезвоживания высушивали в критической точке возгонки углекислоты и просматривали в растровом электронном микроскопе Hitachi.

1.3. Иммунохимическое исследование.

Имуннохимическое исследование проводили методом ПИФ. На мазках эпителиальных клеток уретры пациентов и мазках эякулята выявляли антигены вируса простого герпеса и Chlamydia trachomatis. Эпителиальные клетки уретры, полученные одноразовыми щеточками, помещали на предметные стекла, высушивали на воздухе в течение 10−20 мин. Мазки эякулята на предметном стекле получали с помощью шлифованного стекла и высушивали на воздухе в течение 1−3 час. Для фиксации на каждый образец помещали 0.5мл охлажденного ацетона до полного высыхания.

О ГП ГТТУПП ТТТГГ/Ч Т Т" ГЧ^Сж ГТТТГТ1Г% Г*ЛТ X 01 I К I 1 Г т* тттт*1чтттгтт*%лт1 Л ТТТТТ ТТГ Т^ ТТАфТ^Л 7 I 1 /" V ТТТТ ТТЛ иш^алиооцши ашш шив dv-5vjyafi iwji^jki jj ii ji i n kiri^jkiu.fi jjvjdanribia ivjio 1 лал ириииДшш v помощью реакции антиген-антитело, где полиили моноклинальные антитела были связаны с флюоресцеином. В работе использовали моноклинальные антитела к ВПГ «Kallestad» (Sanoii, Pasteur), поликлональные антитела к ВПГ, полученные из института вирусологии им. Ивановского РАМН и моноклонаьные антитела к Chlamydia trachornatis «Хламоноскрин» (Ниармедик). Проверка качества антител производилась на контрольных стеклах, содержащих клетки перевиваемых линии, инфицированные ВПГ (Sanoii, Pasteur) или Chlamydia.

1J.- /А ЛI ' Г Т «ТТ., uacuuiiuuls (ГушЦ nauicp).

При проведении иммунохимичсскои реакции на каждый образец наносили по 0.03 мл раствора флюоресцирующих антител. Материал инкубировали 30 минут во влажной камере при 37 °C, промывали фосфатным буфером (рН-7,2) и высушивали. Согласно инструкции фирм-изготовителей, препараты рекомендуется просматривать ex tempore, однако практика показала, что количество неспецифически светящихся структур значительно снижается после хранения препаратов в холодильнике при 4 °C в течение суток. Поэтому мы осуществляли просмотр препаратов на следующий день после проведения реакции.

Для исключения артефактного свечения сперматозоидов мазки эякулята пациентов, у которых в сперматозоидах выявляли антигены ВПГ, окрашивали раствором немеченных поликлональных антигерпетических антител (ин.т вирусологии им. Ивановского РАМН), затем докрашивали смесью меченых флюоресцеином моноклональных антител к ВПГ1 и ВПГ2.

Просмотр осуществляли в люминесцентном микроскопе ЛЮМАМ с возбуждающими фильтрами ФС1−2, БС8−2 и запирающим фильтром СЗС24−4 при увеличении объектива х90 и окуляра х7.

1.4. Серологическое исследование.

Определение показателей местного антихламидийного иммунитета проводили методом ИФА. Для обнаружения антихламидийных IgA в семенной жидкости пациентов использовали стриповые тест-системы «Immunocomb» фирмы «Биоград-Ордженикс» (Россия-Израиль-Франция) с видоспецифическим белковым антигеном МОМР Chlamydia trachomatis. Для получения семенной жидкости раежиженный при температуре 37 °C эякулят центрифугировали 15−20 мин при 1500 обмин, осадок отбрасывали. Семенная жидкость до постановки реакции хранилась при 4 °C в течение 7 дней, при большем сроке хранения — при 20 °C.

1.5. Полимеразная цепная реакция.

ВПГ в образцах эякулята выявляли методом ПЦР с праймерами к BS24 фрагменту генома ВПГ. В исследовании использовали цельный эякулят (15 образцов) и фракцию сперматозоидов (10 образцов) пациентов, у которых антиген ВПГ был выявлен методом ПИФ. Для получения фракции сперматозоидов образцы, хранившиеся в течение 1−3 месяцев при -20°С, размораживали, добавляли физиологический раствор (1 часть эякулята: 5 частей физ. раствора), центрифугировали 20 мин при 1500 обмин. Супернатант удаляли. К осадку добавляли 5 мл физ. раствора и повторяли процедуру центрифугирования. После удаления супернатанта осадок исследовали с помощью ПЦР.

Определение ДНК хламидий методом ПЦР проводили с праймерами Полимик (Литех, Москва). В работе использовали цельный эякулят 32 пациентов с различными (в том числе и высоким) титрами антихламидийных IgA в семенной жидкости и 15 пациентов с отрицательными результатами серологического исследования.

1.6. Статистическая обработка результатов спермиологических исследований у пациентов с герпетической и хламидийной инфекцией.

Статистическая обработка данных производилась с применением программы «STATISTICA» и статистических функций программы EXCEL по стандартным формулам за исключением приведенных ниже.

Обработка данных, имеющих количественные характеристики, производилась параметрическим методом с проверкой на соответствие нормальному распределению с использованием критериев Колмогорова-Смирнова, хи-квадрат, Вальда-Вольфовица.

Достоверность в различиях средних значений определялась по результатам «t теста» при уровне значимости Р=0.05.

Обработка данных по качественным признакам (ранговые данные) производилась путем сравнения относительных частот, которые принимались за приближенные значения вероятностей, распределенных по биноминальному закону распределения. Вычисление доверительного интервала и оценка достоверности в различиях относительных частот при уровне значимости РЮ.95 и Р=0.05 соответственно, производилось по нижеприведенным формулам:

Формулы для вычисления верхней и нижней границ доверительного интервала. п п е. w +—^.

2п w + — + 1 ч2пу и.

2п у п V верхняя граница доверительного интервала) нижняя граница доверительного интервала) у=т/п где т количество появления событийп объем выборки I определяется соотношением — где, с надежностью 0,95 (у = 0,95) по таблицам функции Лапласа находим 1: Н .96.

Определение достоверности в различиях относительных частот.

Вычисление значения наблюдаемого «и» критерия, с учетом поправки на непрерывность, производилось по формуле: ицабл (ш1/п1−½п1)-(ш2/п2+½п2) И V т, I т2.

Ч П!+п2, т, +т2.

П!+П2 J.

1 1.

— + —.

ЧП1 П2У.

Критическая точка и^ определяется по равенству: икр) = (1- а)/2.

При уровне значимости, а = 0,05 (достоверно) Р (икр) = (1−0,05)/2 = 0,475- откуда по таблицам функции Лапласа и1ф1, 96.

При уровне значимости а= 0,3 (тенденция) Е (икр) = (1−0,3)/2 = 0,35- откуда по таблицам функции Лапласа 11^=1,04.

При нулевой гипотезе Но: Р1 = Р2 и конкурирующей Н!: р Ф р2 в соответствии с уровнем значимости получаем:

I инабл | >иКф различие в относительных частотах статистически достоверно ин икр различие в относительных частотах статистически недостоверно.

Гпава 2. Ультраструктурное изучение клеток эякулята человека.

2.1 .Обзор литературы.

ВЫВОДЫ.

1. Ультраструктурный анализ эякулята мужчин может использоваться как функциональный тест, позволяющий оценить структурную целостность, и, следовательно, функциональную адекватность субклеточных структур, ответственных за осуществление клеточного движения (аксонема, митохондрии), пенетрирующей (акросома) и оплодотворяющей (хроматин) способности сперматозоидов, позволяя различать поддающиеся терапевтическому воздействию и не регулируемые дефекты клеток.

2. Выявлена различная локализация акросом в двуи многоядерных сперматидах эякулята при блоке спермиогенеза на стадии расхождения сперматид (II деление созревания). Сперматиды могут иметь полярно расположенные акросомы на противоположных полюсах ядер либо локализованную между ядрами общую акросому, скрепляющую ядра. Возможно, аномальная локализация акросомы является причиной нерасхождения ядер при спермиогенезе;

3. Выявлено сочетание генетически обусловленных нарушений ультраструктуры аксонемы с частичным блоком профазы I мейоза.

4. Впервые представлены прямые доказательства инфицирования сперматозоидов человека вирусом простого герпеса (ВПГ): методом прямой иммунофлюоресценции с моноклональными антителами к ВПГ показано наличие вирусного антигена в среднем у 30% пациентовметодом полимеразной цепной реакции продемонстрировано наличие вирусной ДНКпри электронномикроскопическом исследовании обнаружены нуклеокапсиды ВПГ в цитоплазматической капле шейки сперматозоидов.

5. У пациентов с инфицированными вирусом простого герпеса сперматозоидами выявлено статистически достоверное увеличение концентрации лейкоцитов, а также двужгутиковых, двухголовых и двуядерных сперматозоидовнаблюдалось снижение этих показателей после специфического антигерпетического лечения.

6. Впервые продемонстрированы персистирующие формы СЫатуё1а.1тасЬотаЦ8 в материале больных рецидивирующим хроническим урогенитальным хламидиозом. При электронномикроскопичесом изучении эпителия уретры и шейки матки пациентов обнаружены мелкие включения, содержащие внутриклеточные атипичные ретикулярные тельца хламидий. Впервые описаны внеклеточно делящиеся ретикулярные тельца и внеклеточные покрытые дополнительным слоем мембран элементарные тельца, что, возможно, является латентной формой существования хламидий.

1. Определение концентрации антихламидийныхА (показателей местного антихламидийного иммунитета) в семенной жидкости позволяет выявить хламидийную инфекцию репродуктивной системы мужчин в тех случаях, когда в материале из уретры хламидии не обнаруживаются: титр антихламидийных антител 1:8<1§-А<1:16 может служить показателем хронической хламидийной инфекции, титр антихламидийных 1§-А>1:16 свидетельствует об остром характере воспалительного процесса.

8. Показатели спермиологического обследования коррелируют с наличием и величиной титра антихламидийныхА: в группах пациентов с титром О <�й>А<1:8 нормозооспермия обнаружена в 35−37% случаев. Наиболее выражено нарушение сперматогенеза при хронической хламидийной инфекции у пациентов с титром 1:8<^А<1:16 (8% с нормозооспермией). При остром воспалительном процессе у пациентов с титром ^А>1:16 нормозооспермия обнаружена в 20% случаев.

4.4.

Заключение

.

Способность Chlamydia trachomatis персистировать в перевиваемых клетках культуры ткани показана на большом экспериментальном материале. Однако до сих пор вопрос о возможности персистенции хламидий in vivo у пациентов, больных урогенитальным хламидио-зом, оставался открытым. Мы впервые продемонстрировали персистирующие формы.

C.trachomatis в материале больных рецидивирующим хроническим урогенитальным хлами-диозом. При электронномикроскопичесом изучении эпителия уретры и шейки матки пациентов мы обнаружили мелкие включения, содержащие внутриклеточные атипичные ретикулярные тельца хламидий. Мы также впервые описали внеклеточно делящиеся ретикулярные тельца и внеклеточные покрытые дополнительным слоем мембран элементраные тельца, что, возможно, является латентной формой существования хламидий.

Диагностика хронических и рецидивирующих форм урогенитального хламидиоза связана с трудностями как из-за наличия атипичных (персистирующих) форм существования возбудителя, так и из-за того, что органы малого таза при рутинной диагностике не доступны для взятия диагностического материала. Определение показателей местного антихламидийного иммунитета в семенной жидкости позволило выявить хламидийную инфекцию репродуктивной системы мужчин в тех случаях, когда в материале из уретры хламидии не обнаруживались. Показателями воспалительного процесса служила концентрация лейкоцитов в семенной жидкости. В группе пациентов с низким титром IgA (<1:8) лейкоспермия не превышала таковую в группе с титром IgA=0. В группе с титром l:8 1:16 статистически достоверно возрастает количество пациентов с выраженной лейкоспермией, что свидетельствует об остром характере воспалительного процесса (недавнее инфицирование либо рецидив хронического процесса).

Показатели спермиологического обследования коррелируют с наличием и величиной титра антихламидийных IgA: процентное содержание пациентов с нормозооспермией в группе пациентов с титром IgA=0 и титром IgAl:16) пациентов с нормозооспермией 20%.

Имеется корреляция между астенои тератозооспермией и величиной титра IgA: в группах пациентов с более высоким титром IgA эти аномалии встречаются статистически достоверно чаще. Отсутствие каких-либо специфических поражений позволяет сделать предположение о вторичном поражении сперматогенеза, опосредованном воспалительными и, возможно, аутоиммунными процессами. Установлена связь между ростом титра антихламидийных антител и блоком сперматогенеза, в том числе на стадии мейоза.

Рис. 108. Клетки линии L, инфицированные лабораторным штаммом Chlamydia trachomatis, окрашенные антихламидийными моноклональными антителами, меченными ФИТЦ (ЛЮМАМ, 10×90).

Рис. 109. ЭТ — элементарные тельца хламидий, КС — клеточная стенка, Н — нуклеоид, ПМ — плазматическая мембрана, К — эпителиальная клетка шейки матки, MB — микроворсин ки. Ув. х40 ООО. им ЭТ.

Рис. 110. Материал эпителия шейки матки. ЭТ — элементарные тельца хламидий, КСклеточная стенка, Н — нуклеоид, П — плазматическая мембрана, Г — грамнегативная бактерия. Ув. х60 ООО.

Рис. 111. Материал эпителия шейки матки. ЭТ — элементарные тельца хламидий, прикрепившиеся к плазматической мембране нейтрофильного лейкоцита (Н). КС — клеточная стенка элементарных телец, П — плазматическая мембрана, Гр — специфические гранулы нейтрофильного лейкоцита.Ув.х75 ООО.

Рис. 112. Материал шейки матки. Элементарное тельце хламидии (ЭТ), прикрепившееся к псевдоподии лимфоцита. Ув. х28 ООО.

Рис. 113. Соскоб эпителия уретры (мужчины). Промежуточное тельце (ПТ) окружено эндосо-мальной мембраной (М). К — центр конденсации, П — электроннопрозрачная зона, отделяющая нуклеоид (Н) от периферической зоны протопласта. Ув. х50 ООО. г—*?

Рис. 114. Элеметнарные (ЭТ) и ретиуклярные (РТ) тельца хламидий. К С — клеточная стенка ретикулярного тельца, Н — нуклеоид, Пр — протопласт, содержащий рибосомы. Ув. х37 ООО. Рис. 115. Внутриклеточное включение, содержащие элементарные (ЭТ) и ретикулярные (РТ) тельца. ДР — ретикулярные тельца в процессе деления, Гл — гликоген внутриклеточного включения, Я — ядро инфицированной клетки, М — мембрана включения. Ув. х14 ООО.

Рис. 116. Эпителиальная клетка уретры мужчины, страдающего хроническим хламидиозом, содержит внутриклеточное хламидийное включение. Во включении находятся только ретикулярные тельца (РТ). К — аномальные центры конденсации. Ув. х56 ООО. Рис. 117. Эпителиальные клетки шейки матки женщины, страдающей рецидивирующим уро генитальным хламидиозом, содержит делящиеся ретикулярные тельца (РТ). Ув. хЗЗ ООО.

Рис. 118. Клеточный детрит, около которого видны элементарные тельца (ЭТ) хламидий. Ув. х28 ООО.

Рис. 119. Элементарное тельце (ЭТ) окружено дополнительной плазматической мембраной (М). КС — клеточная стенка, ПМ — плазматическая мембрана, J1 — лимфоцит. Ув. хЗ! ООО.

Рис. 121.

Рис. 120.ЭТ1 — одиночное элементарное тельце, окруженное дополнительной мембраной (М), ЭТ2 — группа элементарных телец, окруженных мембраной. Ув. х56 ООО. Рис. 121. Внеклеточное ретикулярное тельце. КС — клеточная стенка, П — расширенное пери-плазматическое пространство, ПМ — плазматичская мембрана, Ц — центры конденсации (нук-леоиды). Ув. х85 ООО.

197 у'}'. v" ^ Рис. 123.

Рис. 122. Внеклеточное ретикулярное тельце в процессе деления. КС — клеточная стенка, Прасширенное периплазматическое пространство, ПМ — плазматичская мембрана, Ц — центры конденсации (нуклеоиды). Ув. х85 ООО.

Рис. 123. Внеклеточные ретикулярные тельца в процессе деления. КС — клеточная стенка, Прасширенное периплазматическое пространство, ПМ — плазматическая мембрана, Ц — центр конденсации. Ув. х45 ООО.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.Д., Каверин Н. В. О происхождении вирусных генетических систем. Журн.Всесоюзн.хим.о-ва им. Д. И. Менделеева 1980- 25: 383−390
  2. И.Ф., Шубладзе А. К., Каспапров A.A., Гребешок В. Н. Герпес, этиология, диагностика, лечение.М, Мед., 1986, стр.11−15
  3. Бескина С.Р., Бархатова О. И., Попов В. Л., и др., 1979. Антибиотики, 24: 598−603
  4. Ю.Ф. Мейоз под контролем специфических генов. Генетика 1998- 5: 125−127
  5. A.B., Перламутров Ю. Н. Выявление хламидийной инфекции при хроническом простатите. Акт.вопр.диагн.и леч.хламид.инф. М., 1990- 30−31
  6. К.К. Генитальный герпес. В кн. Неизвестная эпидемия: генитальный герпес. Фармаграфикс. 1997- стр.75−83
  7. А.Г., Жданов В. М. Молекулярные основы патогенности вирусов. М., Медицина, 1991
  8. O.A., Филатов М. В., Леонтьева O.A., Семенова Е.В.Влияние аномальной организации хроматина сперматозоидов на развитие эмбрионов человека. Пробл.репр. 1998−1:14−18
  9. Ю.Ворсанова С. Г., Шаронин В. О., Курило Л. Ф. Аномалии половых хромосом при нарушении репродуктивной функции у мужчин. Пробл.репрод.1998- 2: 12−20
  10. И.Глазкбва Л. К., Акилов O.E. Практические аспекты персистирующей хламидийной инфекции. Инфекции, передаваемые пололвым путем 1999- 4: 29−34
  11. Л.В. Ультраструктурное исследование сперматогенеза. М., Наука 1978- с. 122
  12. Л.В. Полиморфизм сперматозоидов и атипичный сперматогенез. В кн.: Габер Е. С. Данилова Л.В., Князева Е. Ф., Костомарова A.A., Наук В. А., Петросьян Ж. Л., Райцина С. С., Ротт H.H. Сперматогенез и его регуляция. 1983- стр.98−136
  13. Г., Хеллстром В. (Domingue G., Hellstrom W.) Простатит. Инфекции, передаваемые половым путемю 200- 3: 5−17
  14. В.В. и др. Роль урогенитального хламидиоза в мужском бесплодиию Хламидийная инфекция. М. 1990- 26−28
  15. И.И. и соавт. Chlamydia trachomatis и хронический простатит. Акт.вопр.диагн.и леч.хламид.инф. М., 1990- 28−30
  16. O.JI. Синаптонемный комплекс как индикатор хромосомной изменчивости.Автор, дисс.докт. М.1998
  17. А.А., Абудуев Н. К., Курило Л. Ф., Брагина Е. Е., Шилейко Л. В., Гришина Е. М. Влияние урогенитального хламидиоза на состояние сперматогенеза мужчин. Вестн.дермювенерол.2000- в печати
  18. А.В., Кузнецова И. В. Связывание экзогенной ДНК pRK31acZ сперматозоидами кролика, ее перенос в ооциты и экспрессия в доимплантационных эмбрионах. Онтогенез 1995- 26: 300−309-
  19. А.В., Жаданов А. Б., Кузнецова И. В., Щит М.Ю. Перколяция чужеродной ДНК в геном при оплодотворении Проблемы репродукции 1998- 4: 37−43
  20. Л.Ф. Доля генетической патологии у пациентов с нарушениями развития половой системы. Секол. и андрол. Киев. 1998- вып.4: с. 18−27
  21. Л.Ф., Дубинская В. П., Остроумова Т. В., Шилейко Л. В., Мхитаров В. А., Литвиненко В. М. Оценка сперматогенеза по незрелым половым клеткам эякулята. Пробл.репрод. 1995- 3:33−38
  22. Л.Ф., Дубинская В. П., Остроумова Т. В., Шилейко Л. В., Мхитаров В. А., Литвиненко В. М. Оценка сперматогенеза по незрелым половым клеткам. Пробл.репрод. 1995- 3: 33−38
  23. Л.Ф., Любашевская И. А., Дубинская В. П., Гаева Г. Н. Кариологический анализ состава незрелых половых клеток эякулята. Урология и нефрология 1993- 2: 45−47
  24. Л.Ф., Шилейко Л. Ф., Сорокина Т. М., Гришина Е. М. Структура наследственных нарушений репродуктивной системы. Вестн. РАМН 2000- 6:
  25. О.А., Воробьева О. А. Сравнительный анализ морфологии сперматозоидов человека: нативный эякулят прогрессивно подвижная фракция. Пробл.репрод. 1999ж 3: 29−36
  26. ЗО.Орлова О. Е., Рогачева И. Ф., Шаткин A.A.J986.B кн."Хламидиальные инфекции". Шаткин А.А.(ред.).М., с.20−25
  27. Попов В.Л., Бескина С Р., Шаткин А. А. идр., 1980. ЖМЭИ, 8: 28−32
  28. Попов В.JI., Шаткин А. А., Прозоровский С. В., 1982. Вестн.дерм.венер., 2:26−28
  29. B.JT. В кн."Хламидии (гальпровии) и хламидиозы".Шаткин А.А.(ред.).М., с.12−16
  30. Райцина С. С. Аутоантигены клеток сперматогенного эпителия и аутоиммунный орхит. В кн.: Габер Е. С., Данилова JI.B., Князева Е. Ф., Костомарова А. А., Наук В. А., Петросьян Ж. Л., Райцина С. С., Ротт Н. Н. Сперматогенез и его регуляция. 1983- стр.30−64
  31. Г. Т., Ванько JI.B., Кулаков В. И. Иммунитет и генитальный герпес. НГМА Нижн.Новг.-Москва.1997. стр. 106−110
  32. И.И., 1979. Орнитоз и другие хламидийные инфекции. М., Медицина, с.223
  33. Т.И. Характеристика оплодотворяющей способности эякулята и роль иммунологических реакций проив АГ семени при бесплодии. Автореф. дисс. докт. мед .наук., JI. 1980
  34. Шаткин А.А., Авакян А. А., Попов В. Л., 1979. В кн.'Тальпровиозы (хламидиозы) человека и животных". Шаткин А.А.(ред.).М., с.17−22
  35. А.А., Орлова О. Е., Попов В. Л., 1985. Вестн. АМН СССР, 3: 51−54
  36. А.А., Попов В. Л., Бескина С. Р., Авакян А. А., 1980. ЖМЭИ, 8:
  37. А.А., Попов В.Л, Бескина С. Р., 1981. ЖМЭИ, 1: 22−28
  38. Шубин С.В., Орлова О. Е., Сидельникова С. Н., и др., 1986. В кн."Хламидиальные инфекции". Шаткин А.А.(ред.).М., с 73−76
  39. А.К., Маевская Т. М. Герпес. 1971- М., Медицина
  40. Abdel-Halim A., Bailey J., Storey В., Blasco L., Heyner S. A comparison of three methods for detecting the acrosome reaction in human spermatozoa. Hum.Repr. 1996- 11: 741−745
  41. Abramsson L., Beckmen G., Duchek M., Nordenson I. Chromosomal aberrations and male infertility. J.Urol. 1982- 128: 52
  42. Afzelius B., Elliasson R., Johnsen 0., Lindholmer C. Lack of dinein arms in immotile human spermatozoa. J. Cell Biol. 1975- 66: 225
  43. Afzelius B., Eliasson R. Flagellar mutants in man: on the heterogeneity of the immotile cilia sindrome. J.Ultrastruct.Mol.Struct.Res. 1979- 69: 43
  44. Aghazarian S., Nikkels A., Grodos J., Billet P., Thiry A., Pierard G., Boniver J., Delvenne P. Occult genital herpes presenting as a endometrial infection detected at delivery: a report of two cases. J.Eur. Acad.Derm.Vener. 1997- 9: 276−282
  45. Ahl T., Reinholdt J. Subclasses distribution of salivary secretory immunoglobulin A antibodies to oral Streptococci. Infect.Immun. 1991- 59: 3619−3625
  46. Aitken R., Irvine D., Wu F. Prospective analysis of sperm-oocyte fusion and reactive oxygen species generation as criteria for the diagnosis of infertility. Am.J.Obstet.Gynecol.1991- 164: 542−551
  47. Allan, I., T. P. Hatch, and .1. H. Pearce. 1985. Influence of cysteine deprivation on chlumydkil diflerenticition from reproductive to infective life-cycle forms. J. Gen. Microbiol. 131:31 713 177.
  48. Armstrong, J. A., and S. E. Reed. 1971. Fine structure of lymphogranuloma venereum agent and the effects of penicillin and 5-fluorouracil. J. Gen. Microhiol. 46:435−444.
  49. Arno J., Ricker V., Batteiger B., Katz B., Caine V., Jones R. Interferon-y in endocervical secretion of women infected with Chlamydia trachomatis. J.Infect.Dis. 1990- 162: 1385−1389
  50. Auger J., Kunstmann J., Czyglik F., Joannet P. Decline in semen quality among fertile men in Paris during the past 20 years. N.Engl. J.Med. 1995- 281−285
  51. Aurox N. Nonspermatozoal cells in human sperm: a study of 1243 subfertile and 253 fertile men. Arch.Androl. 1984- 12: 197−202
  52. Auroux M., De Mouy D., Acar J. Male fertility and positive chlamydial serology: a study of 61 fertile and 82 subfertile men. J.Androl. 1987- 8: 197−200
  53. Bacetti B, Benedetto A, Burrini AG, Collodel G, Elia C, Piomboni P,.et.al. HTV particles detected in spermatozoa of patients with AIDS. J. Submicrosc Cytol Pathol, 1991- 23: 339−345
  54. Bacetti B., Renieri T., Rosati F., Selmi M., Casanova S. Further observations on the morphogenesis of the round headed human spermatosoa. Andrologia 1977- 9: 255- 264
  55. Bader, J. P., and H. R. Morgan. 1958. Lalent viral infection of cells in tissue culture. VI. Role of ammo acids, gimamine and glucose in psittacosis virus propagation in L cells. J. Exp. Mod. 106:617−629.
  56. Bader. J. P., and H. R. Morgan. 1961. Latent viral infection of cells in tissue culture. VII. Role of water soluble vitamins in psittacosis virus propagation in L cells. J. Exp. Med. 113:271−281.
  57. Baehr W., Zhang Y.-X., Joseph T., Su H., Nano F., Everett K., Caldwell H. Mapping antigenic domains expressed by Chlamydia trachomatis major outer membrane protein genes. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1988- 85: 4000−4004
  58. Baines J., Cunningham C., Nalwanga D., Davison A. The UL15 gene of herpes simplex virus type 1 contains within its second exon a novel open reading frame that is translated in frame with the UL15 gene product. J.Virol. 1997- 71: 2666−2673
  59. Batteiger B. The major outer membrane protein of a single Chlamydia trachomatis serovar can possess more than one serovar-specific epitope. Infect. Immun. 1996- 64: 542−547
  60. Batterson W., Roizman B. Characterisation of the herpes simplex virion-associated factor, responsible for the induction of a genes. J. Virol, 1983- 46: 371−377
  61. Bavoil, P., A. Ohiin, and J. Schachter. 1984. Role of disulfide bonding in outer membrane structure and permeability in Chlamyiiia trachomatis. Infect. Immun. 44:479—485.
  62. Beaty W., Belanger T., Desa A., Morrison R., Byrne J. Tryptophan depletion as a mechanism of gamma interferon-mediated chlamydial persistence. Infectlmmun. 1994- 62: 3705−3711
  63. Beatty, W. L., G. I. Byrne, and R. P. Morrison. 1993. Morphological and antigenic characterization of interferon--/ mediated persistent Chlamydia trachomatis infection in vitro. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 90:3998−4002.
  64. Beaty W., Morrison R, Byrne G. Immunoelectronmicroscopic quantitation of differential levels of chlamydial proteins in a cell culture model of persistent Chlamydia trachomatis infections. Infectlmmun. 1994- 62: 4059−4062
  65. Beaty W.L., Morrison R., Byrne G. Persistent Chlamydiae: from cell culture to a paradigm for chlamydial pathogenesis. Microbiol.Rev. 1994- 58: 686−699
  66. Beaty W., Morrison R., Byrne J. Reactivation os persistent Chlamydia trachomatis infection in cell culture. Infect.Immun.1995- 63: 199−205
  67. Bedsord J. Biology of primate spermatozoa. Contrib.Primat.1974- 3: 97
  68. Bellve A. The molecular biology of mammalian spermatogenesis. In Oxford Reviews of Reproductive Biology, ed. Finn C., London, Oxf.Univ.Press, 1979, p. 159−261
  69. Berger R., Alexander E., Monds G., Ansell J., McCormick G., Holmes K. Chlamydia trachomatis as a cause of acute «idiopathic» epididymitis. N.Engl. J.Med. 1978- 298: 301−304
  70. Berke G. The CTL’s kiss of death. Cell 1995- 81: 9−12
  71. Bianchi P., Manicardi G., Urner F., Campana A., Saccas D. Chromatin packaging and morphology in ejaculated human spermatozoa: evidence of hidden anomalies in normal spermatozoa. Mol.Hum.Repr. 1996- 2: 139−144
  72. Birkelund S. The molecular biology and diagnostics of Chlamydia trachomatis. Dan.Med.Bull. 1992- 39: 304−320
  73. Bjercke S, Purvis K. Chlamydial serology in the investigation of infertility. Hum.Repr. 1992- 7: 621−624
  74. Bohn L, Schwarzer J., Krusmann G., Wurfell W. Genetic analysis of azoospermic males before ICSI: what should be tested, what are the consequences? Int.J.Androl. 1997- suppl. 1: 55
  75. Boraman M., de Jager C., Erasmus L. et.al. Kartagener s syndrome with a difference: a case report. Hum.Repr. 1996- 11: 189
  76. Bostoffe E., Serup J., Rebbe H. Relation between morphologicallu abnormal spermatozoa and pregnancies obtained during a twenty-year follow-up period. Int. J.Androl. 1982- 5: 379−386
  77. Bostofite E., Serup J., Rebbe H. Relation between number of immotile spermatosoa and pregnancies obstained during a twenty-year follow-up period immobile spermatozoa and fertility. Andrologia 1984- 16: 136
  78. Bowie W. Nongonococcal urethritis. Urol.Clin.North Am. 1984- 11: 55−64
  79. Bowen R. On the acrosome of the animal sperm. Anat.Rec. 1924- 28: 1−13
  80. Brandzaeg P., Purvis K. Immunological investigations of the genital tract. Uppsala J.Med.Sci 1991- Suppl 50: 62−65
  81. Branigan P.J., Schumacher H.R., Hudson A.P.Differential gene expression in Chlamydia trachomatis in synovia of patients with reactive arthritis (ReA) Reiter s syndrome (RS). Proc.3d meet.Eur.Soc.Chlam.Res.- Stary A.(ed.), 1996- p25
  82. Branny J., Zembala M. Some characteristics of viruses isolated from bull semen and their pjssible pathogenicity. Br.Vet.J. 1971- 127: 88−92
  83. Braun R., Pinkert C., Widera G., Flavell R., Palmiter R., Brinster R. Infertility in male transgenic mice: disruption of sperm development by HSV-tk expression in postmeiotic germ cells. Biol.Repr.1990- 43: 684−693
  84. Breed W., Simerky C., Navara C., Vande Berg J., Schatten G. Distribution of microtubules in eggs and early embtyos of marsupial Monodelphis domestica Dev.Biol.1994- 164: 230−240
  85. Brownridge E., Wyrick P. Interaction of Chlamydia psittaci reticulate bodies with mouse peritoneal macrophages. Infect. Immun. 1979- 24: 697
  86. Bruce A., Reid G. Prostatitis associated with Chlamydia trachomatis in 6 patients. J.Urol. 1989- 142: 1006−1007
  87. Brunham R., Peeling R. Chlamydia trachomatis antigens: role in the immunity and pathogenesis. Infect. Agents Dis. 1994- 3: 218−233
  88. Bukrinskaya A.G., Issaeva C., Staroff A. Influenza virus assembly and its defects. Bio Systems 1981- 13: 157−161
  89. Burgos M., Fawcett D. An electron microscope study of spermatid differentiation in the toad, Bufo arenarium Hensel. J.Biophis.Biochem. Cytol. 1956- 2: 223−240
  90. Buschhausen G., Wittig B., Graessmann M., Graessmann A. Chromatin structure is required to block transcription of the methylated herpes simplex vitus thymidine kinase gene. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1987- 84: 1177−1181
  91. Byrne G. Persistent Chlamydial infections: an in vivo reality or a cell culture artifact? Infect.Dis.Obstetr.Gynecol. 1996- 4: 149−151
  92. Byrne,-G. I., and D. A. Krucger. 1983. Lymphokine-mediated inhibition of Chlamydia psitiaci replication in mouse fibroblasts is neutralized by anti-gamma interferon immunogiobulin. Infect. Immun. 42:1152−1158
  93. , G. 1., L. K. Lehmann, and G. J. Landiy. 1986. Induction of tryptophan catabolism is the mechanism for gamma-interfer-on-mediated inhibition of inlracellular Chlamydia psittaci replication in T24 cells. Infect. Immun. 53:347−351.
  94. Byrne G., Moulder J. Parasite-specific phagocytosis of Chlamydia psittaci and Chlamydia trachomatis by L and HeLa cells. Infect.Immun.1978- 19: 598
  95. Callard G., Jorgensen J., Redding J. Biochemical analysis of programmed cell death during premeiotic stages of spermatogenesis in vivo and in vitro. Dev.Genet. 1995- 16: 140−147
  96. Carlin J., Weller J. Potentiation of interferon-mediated inhibition of Chlamydia infection by interkeukin-1 in human macrophage culture. Infect. Immun. 1995- 63: 1870−1875
  97. Campbell, L. A., D. L. Patton, D. E. Moore, A. L. Cappuccio, B. A. Mueller, and S.-P. Wang. 1993. Detection of Chlamydia trachomatis deoxyribonucleic acid in women with tubal infertility. Fertil. Steril. 59:45−50.
  98. Campbel S., Richmond S., Yates P. The effect of Chlamydia trachomatis infection on the host cell cytoskeleton and membrane compartments. J.Gen.Microbiol. 1989- 135: 2379−2386
  99. Campbell S., Richmond S., Yates P. The development of Chlamydia trachomatis inclusions within the host eucaryotic cell during interphase and mitosis. J.Gen.Microbiol. 1989- 135: 11 531 165
  100. Carlsen E., Givereman A., Keiding N., Skakkebaek N. Evidence for decreasing quality of semen during the past 50 years. Brit.MedJ. 1992- 305: 609−613
  101. Carrell D., Emery В., Liu L. Characterisation of aneuploidy rates, protamine levels, ultrastructure, and functional ability of round-headed sperm from two siblings and implications for intracytoplasmic sperm injection. Fertil.Steril.1999- 71: 511−516
  102. Carter S. Effect of cytochalasin on mammalian cells. Nature 1976- 213: 261−264
  103. Cates, W., Jr., and J. H. Wasserheit. Genital chlamydial infections: epidemiology and reproductive sequelae. Am. J. Ob-stet. Gynecol. 1991- 164:1771−1781.
  104. Catewood, Cook. Sequince-specific paking of DNA in human sperm chromatin. Science 1987- 236: 992−994
  105. Cevenini, R., M. Donati, and M. La Placa. 1988. Effects of penicillin on the synthesis of membrane proteins of Chlamydia trachomatis LGV2 serotype. FEMS Microbiol. Lett. 56:41−46.
  106. Chan P., Kalugdan Т., Su В., Whitney E., Perrott W., Tredway D. et.al. Sperm as a noninvasive gene delivery system for preimplantation embryos. Fertil. Steril 1995- 63: 1121−1124
  107. Chan PJ, Seraj ГМ, Kalugdan TH, King A. Blastocysts exhibit preferential uptake of DNA fragments from E6-E7 regions of the human papillomavirus. Gynecol Oncol 1995- 63: 11 211 124-
  108. Chandley A., Cooke H. Human male fertility: Y-linked genes and spermatogenesis. Hum.Mol.Genet. 1994- 3: 1449−1452
  109. Check J., Kiefer D., Katsoff D., Bollendorf A. Poor quality sperm may be an etiologic factor fer miscarriage. Int.J.Androl. 1997- suppl. l: 29
  110. Chiasi H., Kaiwar R., Nesburn AB., et.al. Expression of seven herpes simplex virus 1 glicoproteins (gB, gC, gD, gG, gH, and gl): comparative protection against lathal challenge in mice. J.Virol., 1994- 68: 2118−2126).
  111. Church G.A., Wilson D.W. Study of herper virus maturation during a synchronos wave of assaembly. J.Virol. 1997- 71: 3603−3612
  112. Claassens O., Menkveld R., Franken D. et.al. The acridine orange test: determing the relationship between sperm morphology and fertilization in vitro. Hum.Repr. 1992- 7: 242−247
  113. Clair St., Lambe C., Furman P. Inhibition by ganciclovir of cell growth and DNA synthesis of cell biochemically transformed with herpesvirus genetic information. Antimicrob. Agents Chemother. 1987- 31: 844−849
  114. Clark, R. F. Schatzki, and H. P. Dalton. 1982. Ultrastruc-tural analysis of the effects of erythromycin on the morphology and developmental cycle of Chlamydia trachomatis HAR-13. Arch. Microbiol. 133:278−282.
  115. Clausen J., Birkelund S., Christiansen G. Chlamydia trachomatis L2 utilised the host cell microtubali network during early events of infection. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p.27
  116. Clements J, Wattson R., Wilkie N. Temporal regulation of herpes simplex virus type 1 transcription: location of transcripts on the viral genome. Cell 1977- 12: 275−285.
  117. Clermont Y., Tang X. Glycoprotein synthesis in the Golgi apparatus of spermadids during spermiogenesis of the rat. Anat.Rec.1985- 213: 33−43
  118. Close C., Wang S., Roberts P., Berger R. The relationship of infection with Chlamydia trachomatis to the parameters of male fertility and sperm autoimmunity. Fertil.Steril. 1987- 48: 880−883
  119. Comings D., Okada T. Fine structure of the synaptinemal complex. Exp. Cell Res. 1971- 65: 104−116
  120. Conway D., Holland M., Bailey R., Campbell A., Krausa P., Peeling R., Whittle H., Mabey D. HLA class 1 and 11 polymorphisms and conjunctival scarring in a trachoma endemic population. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p.72
  121. Cooke H., Hargreave T., Elliott D. Understanding the genes involved in the spermatogenesis: a progress report. Fertil.Steril. 1998- 69: 989−995
  122. Cottral G. Endogenous viruses in the eggs. Ann NY Acad Sci 1952- 55: 221−235
  123. Cottral G., Gailiunas P., Cox B. Foot-and-mouth disease virus in semen of bulls and its transmission by artificial insemination. Arch. Gesamte Virusforsch. 1968- 23: 362−377
  124. Crenshaw R., Fahr M., Wichlan D., Hatch T. Developmental cycly-specific host-free RNA synthesis in Chlamydia spp. Infect.Immun.1990- 58: 3194−3201
  125. Croset N. Behavior of the sperm centriole during sheep oocyte fertilization. Eur.J.Cell Biol. 1990- 53: 321−332
  126. Cui Z., Tristram D., La Scolea L., Kwiatkowski T., Kopti S., Ogra P. Induction of antibody response to Chlamydia trachomatis in the genital tract by oral immunisation. Infect.Immunol.1991- 59: 1465−1469
  127. Cummins J., Jequier A., Kan R. Molecular biology of human infertility: links with aging, mitochomdtial genetics, and oxidative stress":? Mol.Reprod.Dev. 1994- 37: 345−362
  128. Custo G., Lauro V., Saitto C., Frongillo R. Chlamidial infection and male infertility: an epidemiological study. Arch.Androl. 1989- 23: 243−248
  129. Dale B., Iaccarino H., Fortunato A., Gragnaniello G., KyozukaK., 1994-. Fertil.Steril., 6: 336
  130. Davies R., Fuhrer-Krusi S., Kucherlapati R. Modulation of transfected gene expression by changes in chromatin structure. Cell 1982- 31: 521−529
  131. Davies R., Willison K. Molecular mechanisms of differentiation in mammalian spermatogenesis. Semin.Develop.Biol. 1993- 31: 79−88
  132. Donati M., Moroni A., Pavan G., Cevenini R. Difference in the envelope proteins of Chlamydia pneumonia, Chlamydia trachomatis and chlamydia psittci shown be two-dimension gel electrophoresis. Proc.ThirdMeet.Europ.Soc.Chlam.Res.1996- p. 15
  133. Dudas K., Ruyechan W. Identification of a region of the herpes simplex virus single-stranded DNA- binding protein involved in cooperative binding. J. Virol, 1998- 72: 257−265
  134. Dussaix E, Guetard D, Dauguet C, DAAlmedia M, Auer J, Ellrodt A, et.al. Spermatozoa as potential carriers of HIV. Res. Virol, 1993- 144: 487−495
  135. Eissenberg L., Wyrick P. Inhibition of phagolysosome fusion is locased to Chlamydia psittaci-laden vacuoles. Infect.Immun.1981- 32: 889−896
  136. Eissenberg L., Wyrick P., Davis C., Rumpp J. Chlamydia psittaci elementary body envelopes: ingestion and inhibition of phagolysosome fusion. Infect. Immun. 1983- 40: 741−751
  137. Eggert-Kruse W, Buhlinger-Gopfarth N., Rohr G., Probst S., Aufenanger J., Naher H., Runnebaum B. Antibodies to Chlamydia trachomatis in semen and relationship with parameters of male fertility/ Hum.Repr. 1996- 11(?): 1408−1417
  138. Eggert-Kruse W., Gerhard I., Na her H. Chlamidial infection a female and/or male infertility factor? Fertil.Steril.1990- 53: 1037−1043
  139. El-Demiry M., James K. Lymphocyte subsets and macrophages in the male genital tract in health and disease. Eur.Urol. 1988- 14:226−235
  140. El-Gothamy Z., E1-Samahy M. Ultrastructure sperm defects in addicts. Fertil.Steril. 1992- 57: 699−702).
  141. Eliasson R. Standarts for investigation of human semen. Andrologia 1971- 3: 49
  142. Eliasson R., Mossberg B., Camner P., Afzelius B. The immotile cilia syndrome: a congenital ciliary abnormality as an etiologic factor in chronic airway infections and male sterility. N.Engl.J.Med. 1997- 297: 1
  143. EliassonR., TreichlL. Supravital staining of human spermatozoa. Fertil. Steril. 1971- 22: 134
  144. Ellison A., Wallace H., al-Shawi R., Bishop J. Different transmission rates of herpesvirus thymidine kinase reporter transgenes from founder male parents and male parents of subsequent generation. Mol.Reprod.Dev.1995- 41: 425−434
  145. G., 0″ Hare P. Herpes simplex virus type 1 tegument protein VP22 induces the stabilisation and hyperacetylation on microtubules. J Virol 1998- 72: 6448−6455
  146. Evenson D., Darzynkiewicz Z., Melamed M. Relation of mammalian sperm heterogeneity to fertility. Science 1980- 210: 1131−1133
  147. Everett, K. D. E., and T. P. Hatch. 1991. Sequence analysis and lipid modification of the cysteine-rich envelope proteins of Chlamydia psittaci ftBC. J. Bacteriol. 173:3821−3830.
  148. Fawcett D. The structure of mammalian spermatozoon. Int.Rev.Cytol.1958- 7: 195−234
  149. Fawcett D. The anatomy of mammalian spermatozoon with particular reference to the guinea pig. Z.Zellforsch. 1965- 67: 279−296
  150. Fawcett D. The mammalian spermatozoon. Dev.Biol. 1975- 44: 394−436
  151. Fawcett D., Anderson W., Phillips D. Morphogenetic factors influensing the shape of sperm head. Dev.Biol. 1971- 26: 220−251
  152. Fawcett D., Phillips D. The fine structure and development of the neck region of thr mammalian spermatozoon. Anat.Rec. 1969- 165: 153−184
  153. Five J., Keller P., Furman P., Miller R, Elion G. Thimidine kinase from herpes simplex virus phosphorilates the new antiviral compound, 9-(2-hydroxyethoxymethyl)guanine. J.Biol.Chem.1978- 253: 8721−8727
  154. Florke-Gerloff S., Topfer-Petersson E., Muller-Esterl W., Mansouri S., Schatz R., Schirren S. Biochemical and genetic investigation of roundOheaded spermatozoa in infertile men including two brithers and their father. Andrologia 1984- 16: 187−202
  155. Frah K., Ahn H., Djaballah P., Semp e P., van Endert P., Tamp’e R., Peterson P., Yang Y. A viral inhibitor of peptide transporters for antigen presentation. Nature 1995- 375: 415−418
  156. Francavilla F., Romano R., Santucci R., Poccia G. Effect of sperm morphology and motile sperm count on outcome of intrauterine insemination in oligospermia andor astenozoospermia. Fertil.Steril. 1990- 53: 892−897
  157. Fraser L., Dudley K. New insights into the T-complex and control of sperm function. BioAssays 1999- 21: 304−312
  158. Friis R. Interaction of L cells and Chlamydia psittaci: entry of the parasite and hoat responses to its development. J.Bacteriol. 1972- 110: 706−721
  159. Fukushi H., Hirai K. Proposal of Chlamydia pecorum sp.nov. for Chlamydia strains derived from ruminants. Int.J.Syst. Bacteriol.1992- 38: 306−308
  160. Fuller ML, Hales K, Molina I., Hime G. Cellular mechanisms of spermatid differentiation. Mol.Biol.Cell 1993- 4: 30a
  161. Fuse H, Okumura M., Sakamoto M., Kasama T., Katayama T. Acrosome-reacted sperm in infertile and fertile men using triple-stain technique. Arch.Androl. 1993- 30: 41−45
  162. Galasso, G. J" and G. P. Manire. 1961. Effect ofantiserum and antibiotics on persistent infection of HeLa cells with meningo-pneumonilis virus. J. Immunol. 86:382−385.
  163. Gandolfi F., Lavirtano M., Camaioni A., Spadafora C., Siracusa G., Lauria A. The use of spermmediated gene transfer for the generation of transgenic pigs. J.Reprod.Fert.Abstr. 1989- 4:21
  164. Gibbons I. Structure and functions of flagellar microtubules. In: Brinkley B., Porter K., eds. Pathology of infertility. NY., Rockefeller Univ. Press, 1977, p.348
  165. Gibbons I. Cilia and flagella of eukaotes. J. Cell Biol.1981- 91: 107
  166. Gilbert A., Thomas J., Cedars M., Davis N. Relationship between standart semen analysis parameters and oocyte fertilization. Int.J.Androl. 1997- suppl. l: 48
  167. Gogus C., Gomahr A., Frick J. Is there a change in semen parameters in the western world? Int.J.Androl. 1997- suppl. l: 62
  168. Gopalkrishnan K. Use of negative staining technique and electron microscopy for the study of structural anomalies of outer dense fibres of human sperm flagellum. Int.J.Androl. 1997- suppl. 1: 33
  169. Goren M., D’Arcy Hart P., Young M., Armstrong J. Prevention of phagosome-lysosome fusion in cultured macrophages by sulfatides of Mycobacterium tuberculosis. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1976- 73:2510−2514
  170. Green G., Balhorn R., Poccia D., Hecht N. Synthesis and processing of mammalian protamines and transition proteins. Mol.Repr.Dev.1994- 37: 255−263
  171. Greendale G., Haas S., Holbrook K., Walsh B., Schachter J., Phillips R. The relationship of Chlamydia trachomatis infection and male infertility. Am.J.Public Health 1993- 83: 996−1001
  172. Gregoriou 0., Vitoratos N., Papadias C., Gregoriou G., Zourlas P. The role of chlamidial serology in fertile and subfertile men. Eur.J.Obstet.Gynecol.Reprod.Biol. 1989- 30: 53−58
  173. Gregoriou 0., Botsis D., Papadias K., Kassanos D., Liapis A., Zourlas P. Culture of seminal fluid in infertile men and relationship to semen evaluation. Int.J.Ginaecol.Obstet.1989- 28: 149−53
  174. Gruenbaum Y, Revel E, Yarns S, Fainsod A. Sperm cells as vector for generation of transgenic chickens. J Cell Biochem 1991- suppl 15E: 194-
  175. Guerin C., Allietta M., Guerin B., Thibier M. Utilisation de la technique d" amplification de gene pour la detection du virus de la maladie d’Aujeszky dans le sperme de verrat. Vet.Res. 1995- 26: 140−144
  176. Hackenbrok C.R. Ultrastructural bases for metabolically linked mechanical activity in mitochondria. 11/Electron transport-linked ultrastructural transformations in mitochondria. J. Cell Biol 1968- 37: 345−369
  177. Hackstadt T., Scidmore M., Rockey D. Lipid metabolism in Chlamydia trachomatis-infected cells: directed trafficking of Golgi-derived sphingolipids to the chlamydial inclusions. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1995- 92: 4877−4881
  178. Hackstadt T., Rockey D., Heinzen R., Scidmore M. Chlamydia trachomatis interrupts an exocytic pathway to acquire endogenously synthesized sphingomyelin in transit from the Golgi apparatuus to the plasma membrane. EMBO J. 1996- 15: 964−977
  179. Hahn D. Incident wheezing and prevalent asthma have different serolosic patterns of «acute» Chlamydia pneumonia antibodies in adults. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p.226
  180. , M. R. 1982. Activity of trirnethoprim-sulfamc thoxazole against Chlamydia Irachomatis in vitro. Rev. Infect. Dis. 4:500−505.
  181. Hammerschlag, M. R., and J. C. Vulrtin. 1985. Ullrastructural analysis of the effect of trimethoprim and sulpliamcthoxazole on the development of Chtumydia truchimiatis in cell culture. J. Antiinicrob. Chemother. 15:209−217.
  182. Hampar B., Derge J., Boyd A, Tainsky ML, Showalter S. Herpes simplex virus (type 1) thymidine kinase gene does not transform cells morphologically. Proc Natl Acad SCI USA, 1981- 78: 2616−2619
  183. Hancock A., deKretser D. The axonemal ultrastructure f spermatozoa from men with asthenospermia. FertilSteril 1992- 57: 661−664
  184. Hanna, L., T. C. Merigun, and E. Jawetz. 1966. Inhibition of TRIC agents by virus induced interferon. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 122:417−421.
  185. Hanon E, Meyer G, Vanderlasschen A, Deassy-Doyze C.et.al. Attachment but not penetration of bovine herpesvirus 1 is necessary to induse apoptosis in target cells. J. Virol, 1998- 72: 73 687 641
  186. Hargreaves T. Human infertility. In: Hargreaves T., ed. Male infertility. 2nd ed. London: Springer-Verlag, 1994: 13−31
  187. , T. P. 1975. Competition between Chlamyidia psittaci and L cells for host isoleucine pools: a limiting factor in chlamydial multiplication. Infect Immun. 12: 211−220.
  188. , T. P. 1988. Metabolism of Chlamydia, p. 97−110. In A. L. Baron (ed.). Microbiology of chlamydiae. CRC Press. Inc., Boca Raton, Fla.
  189. , T. P. 1988. Metabolism of Chlamydia, p. 97−110. In A. L. Baron (ed.). Microbiology of chlamydiae. CRC Press. Inc., Boca Raton, Fla.
  190. Hatch, T. P., E. Al-Hossainy, and J. A. Silverman. 1982. Adenine nucleotide and lysine transport in Chlamydia psiitaci. .1. Bacteriol. 150:662−670.
  191. Heinzen R., Scidmore M., Rockey D., Hackstadt T. Differential interaction with endicytic and exocytic pathway distinguish the parasitoph vacuoles of Coxiella burnettii and Chlamydia trachomatis. Infect.Immun. 1996- 64: 796−809
  192. Hellstom W., Schachter J., Sweet R., McClure R. Is there a role for Chlamydia trachomatis and genital mycoplasma in male infertility? Fertil.Steril. 1987- 48: 337−339
  193. Henry-Suchet J., Askienazy-Elbhar M., Orfila J. Clinical consequences of immune response to Chlamydia trachomatis upper genital tract infection in women. Infect.Dis.Obstetr.Gynecol. 1996- 4: 171−175
  194. Hertig A., Rock J., Adams E., Menkin M. Thirly fore fertilizede ova, good, bad and indifferent, recovered from 210 women of known fertility. Pediatrics 1952- 23: 202
  195. Heyting C. Synaptonemal complex: structure and function. Current opinion in cell biol. 1996- 8: 389−396
  196. HI11 E., Hunter G., Ellis M. In vitro nd in vivo characterization of herpes simplex virus clinical isilates recovered from patients infected with HIV. Antimicrob Agents Chemother., 1991- 35: 2322−2328
  197. HO D., Schooley R., Rota T., Kaplan J., Flynn T., Salahuddin S., Gonda M., Hircsh M. HTLV-111 in the semen and blood of a two healthy homosexual man. Science 1984- 226: 451−453
  198. Hodinka R., Davies C., Choong J., Wyrick P. Ultrastructural study of endocytosis of Chlamydia trachomatis by McCoy cells. Infectlmmun. 1988- 56: 456−463
  199. Hoffman N., Hilscher B. Use of aniline blue to assess chromatin condensation in morphologically normal spermatozoa in normal and infertile men. Hum.Reprod.1991- 6: 979 982
  200. Holland L., Anderson K., Shipman C. Viral DNA synthesis is required for the efficient expression of specific herpes simplex virus type 1 mRNA species. Virology 1980- 101: 10−24
  201. Holstein A. Morphologische Studien an abnormen spermatiden und spermatozoen des Menschen. Virchows Arch. A 1975- 367: 93
  202. Holstein A. Ultrastructural observations on the differentiation of spermatids in man. Andrologia 1976- 8: 157
  203. Holstein A., Roosen-Runge E. Atlas of Human spermatogenesis. 1981 Grosse Verlag, Berlin, p. 1−224
  204. Holstein A., Schirren C., Schirren CG. Human spermatids and spermatozoa lacking acrosomes. J.Reprod.Fertil. 1973- 35: 489−491
  205. Hope R., Mardsen H. Processing of glycoproteins indused by herpes simplex vitus typel. J. Gen/Virol. 1983- 64: 1943−1953
  206. Hull M., Glazener C., Kelley N. Population study of causes, treatment and infertility. Brit.Med.J. 1985- 291: 1693−1697
  207. Huttner K., Pudney J., Milstone D., Ladd D., Seidman J. Flageila and acrosomal abnormalities associated with testicular HSV-tk expression in the mouse. Biol.Repr.1993- 49: 251−261
  208. Ingalls R., Rice P., Qureshi N, Takayama K., Lin J., Golenbock D. The inflammatory cytokine response to Chlamydia trachomatis infection is endotoxin mediated. Infect.Immun.1995- 63: 3125−3130
  209. In’t Veld P., Brandenburg H., Verhoeff A., Dhont M., Los F. Sex chromosomal abnormalities and intracytoplasmic sperm injection. Lancet 1995- 346: 773
  210. Fnt Veld P., Broekmans F., de France H., Pearson P., Pieters M., van Kooij R. Case report: intracytoplasmic sperm injection (ICSI) and chromosomally abnormal spermatozoa. Hum.Repr. 1997- 12: 752−754
  211. Jamieson A., Gentry G., Subak-Sharpe J. Induction of thymidine and deoxycytidine kinase activity by herpes viruses. J.Gen. Virol, 1974- 24: 465−480
  212. Jassim A., Festenstein H. Immunological and morphological characterisation of nucleated cells other than sperm in semen of oligospermic donors. J.Reprod.Immunol. 1987- 11: 77−89
  213. Jennings S., Rice P., Kloszevsky E., Anderson R., Thompson D., Tevethia S. Effect of herpes simplex virus type 1 and 2 on surface expression of class 1 major histocompatibility complex antigens on infected cells. J.virol.1985- 56: 757−766
  214. Jerome K., Tait J., Koelle D., Corey L. Yerpes simplex virus type 1 renders infected cells resistent to cytotoxic T-lymphocyte-induced apoptosis. J.Virol. 1998- 72: 436−441
  215. Joannet P., Escalier D., Serres C., David G. Motility of human sperm without outer dinein arms. J.Submicrosc.Cytol.Pathol. 1983- 15: 67
  216. Johnson M. Genetic risks of intracytoplasmic sperm injection in the treatment of male infertility: recommendation for genetic counseling and screening. Fert. Steril. 1998- 70: 397−411
  217. Kalla A., Priyadarsi S., Bhandari N., Ujwal N. Is there any relevance of testicular biopsy in management of male factor infertility? Int. J.Androl. 1997- v.20, suppl. 1: 26
  218. Kalousek D. Pathology of abortion: chromosomal and genetic correlation. In: Pathology of reproductive failure. Kraus F., Damjanov I., Kaufman N., eds. Willliams and Wilkins, Baltimore. 1995
  219. Kane D., Byrne D. Differential effects of gamma interferon on Chlamydia trachomatis growth in polarized and nonpolarized human epithelial cells in culture. Infect.Immun. 1998- 66: 23 492 351
  220. Karimi S., Schloemer R., Wilde C. Accumulation of lipopolysaccharide antigen in the plasma membrane of infected cells. Infect.Immun.1989- 57: 1780−1785
  221. Kartagener M. Zur pathogeneses der bronchiektasien: bronchoiektasien bei situs viscerum inversus. Beitr.Klin.Tuberk., 1933- 83: 489
  222. Katz D., Morales P., Samuels S., Overstreet J. Mechanisms of filtration of morphologically abnormal human sperm by cervical mucus. Fertil.Steril. 1990- 54: 513−516
  223. Kazar, J., J. D. Gillmore, and F. B. Gordon. 1971. Effect of interferon and interferon inducers on infection with a notiviral intracellular microorganism, Chlamydia irachomatis. Infect. Immun. 3:825−832.
  224. Keck C., Gerber Schafer C., Clad A., Wilhelm C., Breckwoldt M. Seminal tract infections: impact of male fertility and treatment options. Hum.Repr. Update 1998- 4: 891−903
  225. Kent-First M., Kol S., Muallem A., Ofir R., Manor D., Blazer S. et.al. The incidence and possible relevance of Y-linked microdeletions in babies born after intracytoplasmic sperm injection and their infertile farthers. Mol.Hum.Reprod. 1996- 12: 943−950
  226. Koken M., Reinolds P., Jaspers-Dekker I., Prakash L., Bootsma D., Hoeijmaker J. Structural and functional conservation of two human homologs of the yeast DNA repair gene RADS. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1991- 88: 8865−8869
  227. Kruger T., Acosta A., Simmons K., Swanson R., Matta J., Veeck L., Morshedi M., Brugo S. New method of evaluating sperm morphology with predictive value for human in vitro fertilization. Urology 1987- 30: 248
  228. Kruger T., Menkveld R., Stander F., Lombard C.et.al. Sperm morphologic features as a prognostic factor in vitro fertilisation. Fertil.Steril. 1986- 46: 1118−1123
  229. Kullander S., Rausing A. On round-headed human spermatozoa. IntJ.Fertil. 1975- 20: 33−40
  230. Kulcsar G., Csata S., Nasz I. Investigations into virus earriership in human semen and mouse testicular cells. Acta MicrobiolHungar. 1991- 38: 127−132
  231. Kuo C.-C., Jackson L., Campbell L., Grayston J. Chlamydia pneumonia (TWAR). Clin. Microbiol.Rev. 1995- 8: 451−461
  232. Kwong A., Frenkel N. Herpes simplex virus-infected cells contain a function (s) that destabilised both host and viral mRNA. Proc Natl Acad Sci USA 1987- 84: 1926−1930
  233. Lai YM, Yang FP, Pao CC. Human papillomavirus depxyribonucleic acid and ribonucleic acid in seminal plasma and sperm cells. Fertil Steril 1996- 65: 1026−1030-
  234. Lai YM., Lee JF., Huang HY., Soong YK., Yang FP., Pao CC. The effect of human papillomavirus infection on sperm cell motility. Fert.Ster.1997- 67: 1152−1155
  235. Lang D., Kummer J. Demonstration of cytomegalovirus in semen. New Engl J Med. 1972- 287: 756−758
  236. Lanzendorf S., Oehninger S., Scott R., Whitelock S., Hodgen G. Penetration of human spermatozoa through the zona pellucida of nonviable human oocytes. J. Soc.Gynecol. invest. 1994- 1: 69−73
  237. La Verda D., Kalayoglu M., Byrne G. Chlamydial heat shock proteins and disease pathology: new paradigms for old problems? InfectDis.Obstet.Gynecol. 1999- 7: 64−71
  238. Lavitrono M, Camaioni A, Fazio VM, Dolci S, Farace MG, Spadafora C. Sperm cells as vector for introdusing forein DNA into eggs: genetic transformation in mice. Cell 1989- 57: 717−723
  239. Lee J., Kamiguchi Y., Yanamigachi R. Analysis of chromosome constitution of human spermatozoa with normal and aberrant head morphologies after injection in mouse oocytes. Hum.Pepr. 1996- 11: 1942−1946
  240. Leiden J., Frenkel N, Rapp F. Identification of the herpes simplex virus DNA sequences present in six herpes simplex virus thymidine kinase-transformed mouse cell lines. J. Virol., 1980- 33: 272−285
  241. Lestienne P., Reinier P., Chretien M.-F. Oligoasthenospermia associated with multipple mitochondrial DNA rearrangements. Mol.Hum.Reprod. 1997- 3: 811−814
  242. Levy E., Burgoine P. Diploid spermatids: a manifestation of spermatogenic impairment in XOSxr and T31H/+ male mice. Cytogenet Cell Genet. 1986- 42: 159−163
  243. Levy N. Wheat germ agglutinin blockage of chlamydial attachment sites: antagonism by N-acetyl-D-glycosamine. Infect.Immun.1979- 25: 946
  244. Levy R., Najioullah F., Keppi B., Thouvenot D., Bosshard S., Lornage J., Lina B., GuerinJ., Aymard M. Detection of cytomegalovirus in semen from a population of men seeking infertility evaluation. Fert.Ster. 1997- 68: 820−825
  245. Li K., Xu E., Cecil J., Turner F., Megraw T., Kaufman T. Drosophila centrosomin protein is required for male meiosis and assembly of the flagellar axoneme. J. Cell Biol 1998- 141: 455−467
  246. Lillycrop K., Estridge J., Lachman D. Functional interaction between different isoform of the Oct-2 transcription factor. Biochem.J. 1994- 298(ptl): 245−248
  247. Little S., Jofie J., Courtney R., Schaffer p. A virion associated glycoprotein essential foe infectivity of herpes simplex virus. Virol. 1981- 115: 149−160
  248. Liu Y., Baker H. Sperm nuclear chromatin normality: relationship with sperm morphology, sperm-zona pellucida binding, and fertilization rates in vitro. Fert.Steril.1992- 58: 1178−1184
  249. Liu J., Nagy Z., Joris H., Tournaye H., Devroey P., Van Steirteghem A. Succesful fertilization and establishment of pregnancies after intracytoplasmatic sperm injection in patient with globozoospermia. Hu.Repr. 1995- 10: 626−629
  250. Liu FH, Nian GS, Fu XX. Detection of plus and minus strand hepatitis C virus RNA in peripheral blod mononuclear cells and spermatid. Chineese Med J, 1994- 74: 284−286
  251. Liu F., Roizman B. Characterisation of the protease and other products of amino-terminus-proximal cleavage of the herpes siplex virus type 1 UL26protein. J. Virol. 1993- 67: 1200−1309
  252. Lium E., Panagiotidis Ch., Wen X., Silverstein S. The NH2 terminus of the herpes simplex virus type 1 regulatory protein ICP0 contains a promoter-specific transcription activation domain. J Virol 1998- 72: 7785−7795
  253. Lu R., Yang P., Padmakumar S., Misra V. The herpesvirus transactivator VP16 mimics a human basic domain leucine zipper protein, luman, in its interaction with HCF. J Virol 1998- 72: 6291−6297
  254. Lubinski J., Wang L., Soulika A., Burger R., Wetsel R., Colten H., Cohen G. et al. Herpes simplex virus type 1 glycoprotein gC mediates immune evasion in vivo. J Virol 1998- 72: 82 578 263
  255. DeLuca N., McCarthy A., Schaffer P. Isolation and characteriztion of deletion mutants of herpes simplex virus type 1 in the gene encoding immideate-early regulatory protein ISP4. J. Virol, 1985- 56: 558−570
  256. Lucero M., Kuo C.-C. Neitralization of Chlamydia trachomatis cell culture infection by serovar-specific monoclonal antibodies. Infect. Immun. 19 985- 50: 595−597
  257. Ludwig G., Frick J. Spermatology. Atlas and manual. Springer-Verlag Berlin Heidelberg 1987
  258. Ludwig M., Hausmann G., Hausmann W., Scriba M., Zimmerman O., Fischer D., Thiele D., Weidner W. Chlamydia trachomatis antibodies in serum and ejaculate of male patients without acute urethritis. Ann.Urol. 1996- 30: 139−146
  259. Lundemose, A. G., S. Birkelund, P. M. Larsen, S. J. Fey, and G. Christiansen. 1990. Characterization and identification of early proteins in Chlamydia trachomatis serovar L2 by two-dimensional gel electrophoresis. Infect. Immun. 58:2478−2486.
  260. Lyon M., Meredith R. Autosomal translocation causing male sterility and viable aneuploidy in the mouse. Cytogenetics 1966- 5: 335−354
  261. MacGregor G., Russel L., VanBeek M., HantenG., Kovac M., Kozak C., Meistrich M., Overbeek P. Symplastic spermatids (sys): a recessive insertional mutation in mice causing a defect in spermatogenesis. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1990- 87: 5016−5020
  262. MacLeod J. Semen quality in 1000 men of known fertility and in 800 cases of infertile margiage. Fertil.Steril. 1951- 2: 115
  263. Madan K. Balanced structural changes involving the human X: effect of sexual phenotype. Hum.Genet.1983- 63: 216−221
  264. Majeed M., Ernst J., Magnusson K.-E., Kihlstrom E., Stendahl O. Selective translocation of annexins during intracellular redistribution of Chlamydia trachomatis in HeLa and McCoy cells. Infectlmmun. 1994- 62: 126−134
  265. Majeed M., Garcia J., Krause K.-H., Lew D., Stendal O., Kilhstrom E. Redistribution of intracellular Ca2+ stores in eucaryotic cells infected with Chlamydia trachomatis. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p.35
  266. Manservigi R., Spear P., Buchan A. Cell fusion indused by herpes simplex virus is promoted and supressed by different viral glycoproteins. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1977- 74: 3913−3917
  267. Mardh P., Colleen S., Sylwan J. Inhibitiry effect on the formation of chlamydial inclusions in McCoy cells by seminal fluid and some of its components. Invest.Urol. 1980- 17: 510−513
  268. Marsh S., Bolton V., Braude P. The effect of morphology on the ability of human spermatozoa to penetrate zona-free hamster oocytes. Hum.Repr. 1987- 2: 499−503
  269. Mashiach R. Fish B., Eltes F., Tadir Y., Ovadia J., Bartoov B. The relationship between sperm ultrastructural features and fertilizing capacity in vitro. Fertil.Steril. 1992- 57: 1052−1057
  270. Markkula M., Hamalainen T., Zhang F., Kim K., Maurer R., Huhtaniemi I. The FSH beta-subunit promoter directs the expression of Herpes simplex virus type 1 thymidine kinase to the testis of transgenic mice. Mol. Cell Endocrinol. 1993- 96: 25−36
  271. Martini G., Schmidt H. Spermatogene Ubertragung des «Virus Marburg». Klin Wochenschr. 1968- 87: 647−655
  272. Matsunnito, A., and G. 1'. Manire. 1970. Electron microscopic observations on the effects of penicillin on the morphology of Chlamydia psittaci. J. Bacteriol.(101:278−285.
  273. Mazzoli S., Spina C., Piccinin L., Benaim G. Specific anti- Chlamydia immune response and IgA subclasses composition in male patients affected by infertility and prostatitis (abstract). Eur.Soc.Inf.Dis.Obstet.Gynecol., Taormina June 1992
  274. Mazzoli S., Can the detection of antibodies to chlamydial support the specific diagnosis in the various manifestation of chlamydial infections? Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res.1996- p.354
  275. Mazzoli S., Meacci F., Cosco E., Poggiali C. Clinical consequences of immune respinses to Chlamydia in men. Infect.Obstetr.Gynecol. 1996- 4: 136−142
  276. McCee T., Avery S., Majid A., Brinsden P. Risks for transmission of hepatitis C virus during artifical insemination. Fert.Ster.1996- 66: 161−163
  277. McKusick V. Mendelian Inheritance in man. Baltimore: The Johns Hopkins Univ. Press, 1983: 13
  278. Meistrich M. Histones and basic nuckear protein transitions in mammalian spermatogenesis. In Hnilica N., Stein G., Stein J., eds. Histones and jther basic nuclear proteins. CRC Press, Boca Raton, FL, USA. p. 165−182
  279. Menkveld R., Oettle E., Kruger T., Swanson R., Acosta A., Oehninger S. Atlas of human sperm morphology. Williams and Wilkins Baltimore Maryland- 1991
  280. Merigan, T. C., and L. Hanna. 1966. Characteristics of interferon induced in vitro and in vivo a TRIC agent. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 122:421−424.
  281. Mestecky J. The common mucosal immune system and current strategies for induction of immune responses in external secretions. J.Clin.Immunol.1987- 7: 265−276
  282. Meyer, K. F., and B. Eddie. 1933. Latent psittacosis infection in shell Moazed T., Kuo C.-C., Grayston J., Campbell L. Murine model of Chlamydia pneumonia infection and atherosclerosis. J.Infect.Dis. 1997- 175: 883−890
  283. Milne C., Elschen F., Collis J., Jensen T. Preliminary evidence for honey bee sperm-mediated DNA transfer. Int.Symp.Mol.Insect Sci, Tucson USA 1989: 3−7
  284. Mims C. Pathogenesis of viral infection of the fetus. Progr.Med. Virol. 1968- 10: 194−237
  285. Miyatake S.-I., Iyer A., Martuza R., Rabkin S. Transcriptional targeting of herpes simplex virus for cell-specific replication. J. Virol, 1997- 71: 5124−5132
  286. Moller B., Mardh P. Experimental epididymitis and urethritis in grivet monkeys provoked by Chlamydia trachomatis. Fertil.Steril. 1980- 34: 275−279
  287. Monesi V. Chromosome activities during meiosis and spermiogenesis. J.Reprod.Fertil.(suppl.) 1971- 13: 1
  288. Morgan C., Rose H, Holden M., Jones E. Electron microscopic observation os herpes simplex virus. E.Exp.Med. 1959- 110: 643−656
  289. Morrison, R. P., K. Lyng. and H. U. Caldwell. 1989. Chlamydial —disease palhogenesis: ocular hyper. sensitivity elicited by a genus-specific 57-kD protein. J. Exp. Med. 169:663−675.
  290. Moore D., Cates W. Sexually transmitted diseases and infertility. In: Holmes K. et.al., eds. Sexually transmitted diseses.2nd ed. New York: McGraw-Hill 1990: 763−769
  291. , J. W. 1962. The psittacosis-lyniphogranuloma venereum group, p. 122−124. In P. P. n. DeBruyn (ed.), The biochemistry of intracellular parasitism. The University of Chicago Press. Chicago.
  292. Moulder, J. W., N. J. Levy, and R. P. Schulman. Persistent J infection of mouse fibroblasts (L cells) with Cliluinydiu psiliaci: evidence for a cryptic chlamydial forni. Infect. Immun. 1980- 30:874−883.
  293. , J. W. 1962. The psittacosis-lyniphogranuloma venereum group, p. 122−124. In P. P. II. DeBruyn (ed.), The biochemistry of intracellular parasitism. The University of Chicago Press. Chicago.
  294. Moulder, J. The psittacosis group as baclcri.i. CIBA lectures in microbial biochemistry. 1964. John Wiley & Sons, Inc., New York.
  295. Moulder J. Comparative biology of intracellular parasitism. Microbiol.Rev. 1985- 49: 298−312
  296. Nagy B., Corradi G., Vajda Z., Gimes R., Csomor S. The occurence of Chlamydia trachomatis in the semen of men participating in an IVF programme. Hum.Repr. 1989- 4: 54−56
  297. Navara C., First N., Schatten G. Microtubule organization in the cow during fertilization, polyspermy, partenogenesis and nuclear transfer: the role of the sperm aster. Dev.Biol. 1994- 162: 29−40
  298. Ness R., Marcovic N., Carlson C., Coughlin M. Do men become infertile after having sexually transmitted urethritis? An epidemiologic examination. Fert.Steril.1997- 68: 205−213
  299. Neuer A., Klehr-Martinelli M., Tiller F.-W., Dreesbach K. Antibodies to Chlamydia trachomatis in follicular fluid and sera of women undergoing in vitro fertilization. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p. 145
  300. Newcomb W., Trus B., Booy F., Steven A., Wall J., Brown J. Structure of herpes simplex virus capsid: molecular composition of the pentons and triplexes. J.Mol.Biol., 1993- 232: 499−511
  301. Newhall, W. J., V. 1987. Biosynthesis and disulride cros.'-linking of outer membrane components during the growili cycle of Chluinydia 1 rue 1 toTa^'i. Infect. Immun. 55:162−168.
  302. Newhall W., Jones R. Disulfide-linked oligomers of the major outer membrane protein of Chlamydiae. J.Bacteriol.1983- 154: 998−1001
  303. Nijs M., Vanderswalmen P., Vandamme B., Segal-Bertin G., Lejeune B., Segal L.et.al. Fertilizing ability of immotile spermatozoa after intracytoplasmic sperm injection. Hum.Reprod. 1996- 11: 2180−2185
  304. M., Panagua R., 1984- Testicular and epididymal pathology. N. Y., p.227
  305. Nistal M., Sanches-Corral F. Teratosoospermia absoluta de presentacion familiar. Andrologia 1978- 10: 234−240
  306. Panet A., Falk H. Inhibition by interferon of ytrpes simplex virus thymidine kinase and DNA polymerase in infected and biochemically transformed cells. J Gen Virol 1983- 64: 1999−2000
  307. Parvinen L.: Early effects on anticancer drugs on rat spermatogenesis, thesis. Turku, Finland, 1978
  308. Papic Z., Katona G., Skrabalo Z. The cytologic identification and quantification of testicular cells subtypes. Reproducibility and relation to histologic finding in the diagnosis of male infertility. Acta cytol. 1988- 5: 697−706
  309. Park J, Matsuda Y., Akihama S., Hara I., Sato H., Kaneko S., Nosawa S., Yoshimara Y. Coagulation and liquefaction of human saman. Int.J.Androl. 1997- 20: suppl. l: 19
  310. Parker A., Craig J., Collins P., Oliver N., Smith I. Acyclovir-resistent herpes simplex virus infection due to altered DNA polymerase. Lancet, 1987- ii: 1461
  311. Patel-King R., Benashski S., Harrison A., King S. Chlamydomonas homologue of the putative murine t-complex distorter Tctex-2 is an outer arm dynein light chain. J. Cell Biol. 1997- 137: 1081−1090
  312. Paweletz N., Mazia D, Finze E. Fine structural studies of the bipolarisation of the mitotic apparatus in the unferilised sea urchin egg. l 1. Bipolarisation before the first mitosis. Eur.J.Cell Biol. 1987b- 44: 205−213
  313. Pedersen H., Rebbe H. Fine structure of round-headed human spermatozoa. Reprod.Fertil. 1974- 37: 51−54
  314. Pedersen L., Birkelund S., Christiansen G. Comparative functional analysis of Hc2 and Hcl. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res. 1996- p. 16
  315. Pelletier A., Do' F., Brisebois J., Lagace' L., Cordingley G. Self-association of herpes simplex virus type 1 ICP35 is via coiled-coil interaction and promopes stable interaction with major capsid protein. J.Virol., 1997- 71: 5197−5208
  316. Peng T., Ponce-de-Leon M., Jiang H., Dubin G., Lubinski J., Eisenberg R., Cohen G. The gH-gL complex of herpes simplex virus (HSV) stimulates neutralizing antibody and protects mice against HSV type 1 challenge. J.Virol. 1998- 72: 65−72
  317. Perara, E., D. Ganem, and J. N. Engel. 1992. A developmcntally regulated chlamydial gene with apparent homology to eukaryotic histone HI. Proc. Nail. Acad. Sci. USA 89:2125−2129.
  318. Pereira F. Herpes simplex: evolving concepts. J.Am.Acad.Derm.1996- 35: 503 522
  319. Pereira L., Wolf M., Fenwick M., Roizman B. Regulation of herpesvirus macromolecular synthesis. Properies of a polypeptides made in HSV-1 and HSV-2 infected cells. Virology- 1977-: 733−749
  320. Person S., Laqueire S., Desai P., Hempel J. Herpes simplex virus type 1 capsid protein, VP21, originates within the UL26 open reading frame. J.Gen.Virol. 1993- 74: 2269−2273
  321. , E. R. 1984. Interferon-A, blocks the growth of Toxoplasma gondii in human fibroblasts by inducing the host cell degrade tryptophan. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81:908−912.
  322. Phillips D., Jow W., Goldstein M. Testis factors that may regulate gene expression: evidence from a patient with Kartagener syndrome. J.Androl. 1995- 16: 158−162
  323. Phillips, D. M., C. E. Swensun, and J. Schachter. 1984. Ultrastructure of Chlamydia trachomatis infection of llie mouse oviduct. J. Ultrastruct Res. 88:244−256.
  324. E., Viehberger G., Obruca A., Pfluger O. 1997. Metabolic defect of the spermatosoon detected by electron microscopy. Int. J.Androl.v20, suppl 1: 7
  325. Plaunt, М. R, and Т. P. Hatch. Protein synthesis early in the developmental cycle of Cliliimydia psittaci. Infect. Inimun. 1988- 56:3021−3025.
  326. Plummer G. Isolation of herpesvirus from the trigeminal ganglia of man, monkeys and cats. J.Infect.Dis. 1973- 128: 345−348
  327. Poffenberger KL, Tabares E, Roizman B. Characterisation of a viable, non-inverting herpes simplex virus 1 genome derived by insertion of sequences at the L-S component junction. Proc Natl Acad Sci USA, 1983- 80: 2690−2694).
  328. Preston V., Coates A., Rixon F. Identification and characterization of herpes simplex virus gene product required for encapculation of virus DNA. J.Virol. 1983- 45: 1056−1064
  329. Prevelige P., King J. Assembly of bacteriophage p22: a model for ds-DNA virus assembly. Progr.Med.Virol. 1993- 40: 206−221
  330. Quinn P., Petric M., Barkin M., Butany J., Derzko C., Gysler Metal. Prevalence of antibody to Chlamydia trachomatis in spontaneous abortion and infertility. Am.J.Obstet.Gynecol. 1987- 156: 291−296
  331. Pajarinen J., Laippala P., Pentilla A., Kahrunen P. Incidence of disorders of spermatogenesis in middle aged Finnish men, 1981−91: two necropsy series. Brit.Med.J. 1997- 314: 13−18
  332. Purvis K., Christiansen E. Infection in the male reproductive tract. Impact, diagnosis and treatment in relation to male infertility. Int.J.Androl. 1993- 16: 1−13
  333. Ragni G., di Pietro R., Bestetti O., de Lauretis L., Olivares D., Guercilens S. Morphological selection of human spermatozoa in cervical mucus in vivo. Andrologia 1985- 17: 508
  334. Rapoza, P. A., S. G. Танца, J. M. Carlin, S. L. Miller, M. L. Padilla, and G. L Byrne. 1991. Effect of interferon on a primary conjunctival epithelial cell model of trachoma. Invest. Ophthalmol. Visual Sci. 32:2919−2923.
  335. Rasmussen S., Timms P., Beary P., Stephens R. Cytotoxic T — lymphocyte — mediated cytolysis of L cells persistently infected with Chlamydia spp. Infect. Immun. 1996- 64: 1944−1949
  336. Reijo R., Lee T., Salo P., Alappagan R., Brown L., Rosenberg M.et.al.Diverse spermatogenic defects in human caused by Y chromosome deletions encompassing a novel RNA-binding genes. Nature Genet. 1995- 10: 383−393
  337. Rice P., Schachter J. Pathogenesis of pelvic inflammatory disease. What are the question? J.Am.Med.Assoc. 1991- 266: 2587−2593
  338. Rivera-Gonzales R., Imbalzano A., Gu B., DeLuca N. The role of ICP4 repressor activity in temporal expression of the IE-3 and latency-associated transcript promoter during HSV1 infection. Virology, 1994- 202:550−564
  339. RixonF. Structure and assembly of herpesviruses. Semin. Virol. 1993- 4: 135−144
  340. Rockey D., Heinzen R., Hackstadt T. Cloning and characterization of Chlamydia psittaci gene coding for a protein localised to the inclusion membrane of infected cells. Mol.Microbiol. 1995- 15: 617−626
  341. Roest H., Vanklaveren J., Devit J., Vangurp C., Koken M., Vermey M. Inactivation of the HR6B ubiquitin-conjugating DNA repair enzyme in mice causes male sterility associated with chromatin modification. Cell 1996- 86: 799−810
  342. Rogers B., Bentwood B., Campen H., Helmbrecht G., Soderdahl G. Sperm morphology assesment as an indicator of human fertilizing capasity. J.Androl. 1983- 4: 119−125
  343. Roizman B., Batterson W. Herpesviruses and their replication, in: Fields B.N.et.al., ed., Raven Press, N.Y., 1985, p.497−526
  344. Roizman B., Furlong D. The replication of herpes virus. In: Fraencel-Conrat H., Wagner R., ed. 1974. Comprehensive Virology, v.3., Plenum Press, N.Y., p.229−403
  345. Roizman B., Sears A. Herpes simplex virus and their replication. In: Fields B., Knipe D., et.al.(ed.) Virology, Raven Press, Ltd., N.Y., 1990- p. 1795−1894
  346. Romac P., Cvitkovic' P, Juric P., T. Zanic' Grubis’ic", Krile L., Colak B. Stimulation of sperm mobility by ATP and cAMP incapsulated in PC 12 liposomes. YIth International Congress of Andrology, Salzburg, 25−29 may 1997- 71: 18
  347. Rosenkranz, H. S., B. Gutter, and Y. Becker. 1973. Studies on the developmental cycle of Chlamydia trachomatis: selective inhibition by hydroxyurea. J. Bacteriol. 115:682−690.
  348. Rosenthal K., Killins J., Hodnichak C.et.al. Mild acidic pH inhibition of the major parthway of herpes simplex virus entry into Hep-2 cells. J.Gen. Virol. 1989- 70: 857−867
  349. Rothermel, C. D., G. 1. Byrne, and E. A. Havell. Effect of interferon on the growth of Chlamydia trachomatis in mouse fibroblasts (L cells). Infect. Immun. 1983- 39:362−370.
  350. Rothermel C., Schachter J., Lavrich P., Lipsitz E. Francus T. Chlamydia trachomatis -induced production of interleukin-1 by human monocytes. Infect.Immun. 1989- 57: 2705−2711
  351. Ruijs G., Kauer F., Jager S., Schroder P., Schirm J., Kremer J. Is serology of any use when searching for correlation between Chlamydia trachomatis infection and male infertility? Fertil.Steril. 1990- 53: 131−136
  352. Russel L., Frank B. Ultrastructural characteristization of nuage in spermatocytes in the rat testis. Anat.Re. 1978- 190: 79−98
  353. Ruggiu R., Speed R., Taggart M., McCay S., Kilianowscy F., Saunders P.et.al. The mouse Dazla gene encodes a cytoplasmic protein essential for gametogenesis. Nature 1997- 389: 73−75
  354. Ryder T., Mobberley M., Hughes L., Hendry W. A survey of the ultrastructural defects associated with absent or impaired human sperm motility. Fertil.Steril. 1990: 53: 556−560
  355. Sathananthan A. Functional cimpetence of abnormal spermatozoa, n Fishel S.(ed.), Baillie’re Clinical bstetrics and Gynaecology-Micromanipulation Techniques. Bailie" re Tindall, ondon, p,141−156
  356. Sathananthan A., Ratnam S., Ng S., Tarin J., Gianaroli L., Trounson A. The sperm centriole: its inheritance, replication and perpetuation in early human embryos. Hum.Repr. 1996- 11: 345−356
  357. , J. 1967. A bedsonia isolated from a patient with clinical lymphogranuloma venereum. Am. J. Ophthalmol. 63: 1049−1056.
  358. Schatten H, Schatten G., Mazia D., Balezon R., Simerly C. Behavior of centrosomes during fertilization and cell division in mouse oocytes and sea urchin eggs. Proc.Natl.Acad.Sci USA 1996- 83:105−109
  359. Schirren C. Normwerte und Nomenklaturfragen in der andrologie. Andrologia 1972- 4- 153
  360. Schramm N., Bagnell C., Wyrick P. Vesicles containing Chlamydia trachomatis serovar L2 remain above pH6 within HEC-1B cell. Infect.Immun. 1996- 64: 1208−1214
  361. Schramm N., Wyrick P. Cytosceletal requirement in Chlamydia trachomatis infection of host cells. Infect.Immun. 1995- 63: 324−332
  362. Schultz-Larsen J. The morphology of human spenn. Acta Pathol.Microbiol.Scand. 1958- suppl. 128: 1−121
  363. Scidmore M., Rockey D., Fischer E., Neinzen R., Hackstadt T. Vesicular interaction of the Chlamydia trachomatis inclusion are determined by chlamydial early protein synthesis rather than route of entry. Infect.Immun. 1996- 64: 5366−5372
  364. Sellors J., Mahony J., Chernesky M., Rath D. Tubal factor infertility: an association with prior chlamydial infection and asymptomatic salpingitas. Fertil.Steril. 1988- 49: 451−456
  365. Shemer, Y., R. Kol, and I. Sarov. 1987. Tryptophan reversal of Irecombinant human gamma-interferon inhibition of Chlamydia trachomatis growth. Curr. Microbiol. 16:9−13.
  366. Sherman G., Bachenheimer S. Characterization of intranuclear capsids made by itsmorphogenic mutants of HSV1. Virology 1988- 163: 471−480 415.Singh G. Ultrastructural features of round-headed human spermatozoa. Int.J.Fertil. 1992- 37: 99−102
  367. Stephens, R. S., E. A. Wagar, and li. Kdmnn. 1988. Developmental regulation of tandem promoters lor the major outer membrane protein gene of Chlamydia iriicliomalis. J. Bacteriol. 170: 744−750.
  368. Stewart S., Caldwell H. Protective monoclonal antibodies recognize epitopes located on the major outer membrane protein of Chlamydia trachomatis. 1987. J.Immunol. 1987- 138: 575−581
  369. Stothard D., Boguslawski G., Jones R. Phylogenetic analysis of the Chlamydia trachomatis major outer membrane protein and examination of potential pathogenic determinants. Infect.Immun. 1998- 66: 3618−3625
  370. Sturgess J., Chao J., Turner J. Transposition of ciliary microtubules: another cause of impaired ciliary motility. N.Engl.J.Med. 1980- 6: 318
  371. Strome S. Determination of cleavage planes. Cell 1993- 72 3−6
  372. Su H., Caldwell H. CD4(+) T-cells play a significant role in adoptive immunity to Chlamydia trachomatis infection of the mouse genital tract. Infect.Immun. 1995- 63: 3302−3308
  373. Suoranta H. Tubular damage caused by local thermal injury or microimbolisation of the rat testis. Virchows Arch. Abt. B Zellpathol. 1971- 8: 299−308
  374. Swanson A., Ezekowitz R., Lee A., Kuo C.-C. Human mannose-binding protein inhibits infection of HeLa cells by Chlamydia trachomatis. Infect.Immun. 1998- 66: 1607−1612
  375. Swift H. The desoxyribose nucleic acid content of animal nuclei. Physiol.Zool.1950- 23: 169 200
  376. Su, H., N. G. Watkins, Y.-X. Zhans. and H. D. Caldwell. 1990. Chlamydia trachomatis-host cell interactions: role of the chlamyd-ial outer membrane protein as an adhesin. Infect. Immun. 58:1017−1025.
  377. Taraska T., Ward D., Ajioka R., Wyrick P., Davis-Kaplan S., Davis C., Kaplan J. The late chlamydial inclusion membrane is not derived from the endocytic pathway and is relatively deficient in host proteins. Infect.Immun. 1996- 64: 3713−3722
  378. Tasdemir I., Kahraman S., Tasdemir M. et.al. Pregnancy after testicular sperm extraction and ICSI with totally immotile spermatozoa lacking dynein arms: a case report. Hum.Repr. 1996- 11: 209
  379. Tatman J., Preston V., Nicholson P., Elliott R., Rixon F. Assembly of herpes simplex virus type 1 capsids using a panel of recombinant baculovireses. J.Gen. Virol. 1994- 75: 1101−1113
  380. Tenser R., Gaydos A., Hay K. Reactivation of timidine kinase-defective herpes simplex virus is enhanced by nucleoside. J, Virol. 1996- 70: 1271−1276
  381. Tesarik J. Consensus workshop on advanced diagnostic andrology techniques. Acrosome reaction testing. Hum.Repr. 1996- 11: 1467−1473
  382. Theijis, H., J. G. Gnarpe, 0. Lundkvist, G. Heimer, G. 1-arsson, and A. Victor. 1991. Diagnosis and prevalence of persistent chlamydia infection in infertile women: tissue culture, direct antigen detection, and serology. Fertil. Steril. 55:304−310.
  383. Thompson R., Sawtell N. The herpes simplex virus type 1 latency-associated transcript gene regulates the establishment of latency. J.Virol., 1997- 71: 5432−5440
  384. Thomsen J., Kern P., Marre R, Essig A. Chlamydial infection in reactive arthritis with with special reference to Chlamydial pneumonia. Proc. Third Meet.Europ.Soc.Chlam.Res.1996- p. 193
  385. Thomsen D., Newcomb W., Brown J., Homa F. Assembly of the herpes simplex virus capsid: requirement for the carboxyl-terminal twenty-five amino acids of the proteins encoded by the UL26 and UL26.5 genes. J.Virol. 1995- 69: 3690−3703
  386. Tiepollo L., Zuffardi O. Localisation of factors controlling spermatogenesis in the fluorescent portion of the human Y chromosome long arm Hum.Genet. 1976- 34: 119−124
  387. Tribby, I. I. E., R. R. Friis, and J. W. Moulder. 1973. Effect of chloramphenicol, rifampicin, and nalidixic acid on Chlamydia psittaci growing in L cells. J. Infect. Dis. 127:155−163.
  388. Turkington R., Majumder G. Gene activation during spermatogenesis. J. Cell Physiol. 1975- 85: 495−508
  389. Turner T., Tung K., Tomomasa H., Wilson L. Germ cell apoptosis is induced by testicular torsion: evidence for an oxidative stress pathway. Int.J.Androl.1997- suppl. l: 31
  390. Tyler J., Broadle R., Stevens S. Round-headed spermatozoa: a case report. Pathology 1985- 17: 67
  391. Vanrompay D., Charlier G., Ducatelle R., Haesebrouck F. Ultrastructural changes in avian Chlamydia psittaci serovar A-, B-, and D-infected Buffalo green monkey cells. Infectlmmun. 1996- 64:1265−1271
  392. Viguie F, Romani F., Dadoune J. Male infertility in a case of (Y:6) balanced reciprocal translocation: mitotic and meiotic study. Hum.Genet. 1982- 62- 225−227
  393. VogtP. Genetic aspects of artificial fertilisation. Hum.Reprod.1995- 10: suppl. l: 128−137
  394. Vogt P., Edelmann A., Kirsch S., Henegariu O., Hirschmann P., Kiessewetter F. Human Y chromosome azoospermia factor (AZF) mapped to different subregions in yqll. Hum.Mol.Genet.1996- 5: 933−943
  395. Vreeburg J, van Roijen J, Ooms MP, van der Eijnden M, Weber RF, Grootegoed J. Testis-specific histone 2B in human spermatosoa.1997. Int.J.Androl. v 20, suppl 1: 92
  396. Wald A., Matson P., Ryncarz A., Corey L. Detection of herpes simplex virus DNA in semen of men with genital HSV-2 infection. Sex Transm.Dis. 1999- 26: 1−3
  397. Wang S., Kuo C.-C., Barnes R., Stephens R., Grayston J. Immunotyping of Chlamydia trachomatis with monoclonal antybodies. J.Infect.Dis., 1985- 152: 791−800
  398. Wang S., Grayston J. Three new serovars of Chlamydia trachomatis: Da, la, and L2a. J.Infect.Dis. 1991- 163:403−405
  399. Ward M., Murray A. Control mechanisms govering the infectivity of Chlamydia trachomatis for HeLa cells: mechanisms of endocytosis. J.Gen.Microbiol.1984- 130: 1765−1780
  400. Ward, M. E., and H. Salari. 1982. Control mechanisms governing the infectivity of Chlamydia trachomatis for HeLa cells: modulation by cvclic nucleotides prostaglandins and calcium. J. Gen. Microbiol. 128:639−650.
  401. Watson J., Hopkins N., Roberts J., Steitz J., Weiner A. Molecular biology of the gene, 4th ed, Menio Park CA, Benjamin-Cummings. 1987, ch. 26
  402. Weiss E. Comparative metabolism of rickettsia and othe host dependent bacteria. Zentralb.Bakteriol. 1968- 206: 292
  403. Weiss S. Tissue distinction by neutrophils. N.Engl.Med. 1989- 320: 365−376
  404. Welch J., O’Rand M. Identification and distribution of actin in spermatogenic cells and spermatozoa of the rabbit. Dev.Biol. 1985- 109: 411−417
  405. Westreenen M., Pronk A., Diepersloot R., Groot P., Leguit P. Chlamydia trachomatis infection of human mesothelial cells alters proinflammatory, procoagulant, and fibrinolytic responses. Infect.Immun.1998- 66: 2352−2355
  406. Whealy M., Card J., Meade R., Robbins A., Enquist L. Effect of brefeldin A on alphaherpesvirus membrane protein glycosylation and virus egress. J.Virol. 1991- 65: 1066−1081
  407. WHO laboratory manual for the examination of human semen and sperm-cervical mucus interaction. Cambridge University press- 1992
  408. Wichlan, D. G., and T. P. Hatch. 1993. Identification of an earlv-stage gene of Chlamydia psittaci 6BC. J. Bacteriol. 175: 2936−2942.
  409. Witkin S.S., Jeremis J., Bongiovanni A.M., Munos G., 1996. Immune regulation in the male genital tract. Infect.Dis.Obstetr.Gynecol., 4: 131−135
  410. Witkin S., Rligman I., Bongiovanni A. Relationship between an assymptomatic male genital tract exposure to Chlamydia trachomatis and autoimmune response to spermatozoa. Hum.Repr.1995- 10: 2952−2955
  411. Witkin S., Jeremias J., Grifo J., Ledger W. Detection of Chlamydia trachomatis in semen by polymerase chain reaction in male members of infertile couples. Am.J.Obstet.Gynecol. 1993- 168: 1457−1462
  412. Wolff H. The biological significance of white blood cells in semen. Fert.Ster. 1995- 63: 11 431 157
  413. Wolf D., Feneux D., Escalier D., Rodrigues D., Frydman R., Jouannet P. Pregnancy after subzonal insemination with spermatozoa lacking dynein arms. J.Reprod.Fertil. 1993- 97: 487 492
  414. Wolff H., Neubert U., Zebhauser M., Bezold G., Korting H., Meurer M. Chlamydia trachomatis induces an inflammatory response in male genital tract and is association with altered semen quality. Fertil.Steril. 1991- 55: 1017−1019
  415. Wolner-Hanssen P., Mardh P. In vitro tests of the adherence of Ch. trachomatis to human spermatozoa. FertilSteril.1983- 11: 117−120
  416. Workowski K., Lampe M., Wong K., Watts M., Stamm W. Long-term eradicatin of Chlamydia trachomatis genital infection after antimicrobial therapy. Evidence against persistent infection. JAMA 1993- 17: 2071−2075
  417. Woolveridge I., Taylor M., Wu F. Morris I.Changes in apoptosis related genes in the rat testis following EDS induced androgen withdrawal. Int.J.Androl. 1997- suppl. l: 82
  418. Wyllie S., Ashley R., Longbottom D., Herring A. The major outer membrane protein of Chlamydia psittaci functions as a porin-like ion channel. Infect.Immun. 1998- 66: 5202−5207
  419. Wyrick P., Choong S., Knight S., Goyeau D., Stuart E., MacDonald A. Chlamydia trachomatis antigens on the surface of infected human endometrial epithelial cells. Immunol.Infect.Dis. 1994−4:131−141
  420. Wyrick P., Choong J., Davis C., Knight S., Royal M., Maslow A., Bagnell C. Entry of genital Chlamydia trachomatis into polarised human epithelial cells. Infect.Immun. 1989- 57: 2378−2389
  421. Yamakawa Y., Forsland O., Chua K, Dillner L., Boon M., Hansson B. Detection of the BC 24 transforming fragment of the herpes simplex virus type 2 (HSV-2) DNA in cervical carcinoma tissue by polymerase chain reaction. APMIS 1994- 102: 401−406
  422. Yanagimachi R. Mammalian fertilization. In: Knobil E., Neil J., eds. The Physiology of reproduction. 2nd edn. Raven Press, N.Y.p. 189−317
  423. Ying Ming Lai, Jo Fang Lee, Hong Yuan Huang, et.al. The effect of human papillomavirus infection on sperm cell motility. Fertil Steril 1997- 67: 1152−1155)(6).
  424. Yuan Y., Zhang Y., Watkins N., Caldwell H. Nucleotide and deduced amino acid sequences for the four variable domains of the major outer membrane proteins of the 15 Chlamydia trachomatis serovars. Infect.Immun. 1989- 57: 1040−1049.
  425. Zagury D., Bernard J., Leibowitch J., Safai B., Groopman J., Feldman M., Gallo R. HTLV-111 in cells cultured from semen of two patients with AIDS. Science 1984- 226: 449−451
  426. Zamboni L. The ultrastructural pathology of the spermatozoon as a cause of infertility: the role of electron microscopy in the evaluation of semen quality. Fert.Steril. 1987- 48: 711−734
  427. Zamboni L., Zemjanis R., Stefanini M. The fine structure of monkey and human spermatozoa. Anat.Rec. 1971- 169: 129
  428. Zhang Y., Stewart S., Caldwell H. Protective monoclonal antibodies to Chlamydia trachomatis serovar- and serogroup-specific major outer membrane protein determinants. 1989- 57: 636−638
  429. Zhao G., Deng K., Labosky P., Liaw L., Hogan B. The gene encodung bone morphogenetic protein 8b is required for the initiation and maintenance of spermatogenesis in the mouse. Genes.Dev.1996- 10: 1657−1659
  430. Zavos P., Correa J., Karagounis Ch., Ahparaki A., Phoroglou Ch., Hicks C., Zarmakoupis-Zavos. An electron microscope study of the axonemal ultrastructure in human spermatozoa from male smokers and nonsmokers. Fertil.Steril. 1998- 69: 430−434
  431. Алгоритм обследования пациентов, страдающих идиопатическим бесплодием.
  432. Методы обследования, обоснование которых разработано в представленной работе
Заполнить форму текущей работой

На отлично!