Диплом, курсовая, контрольная работа
Помощь в написании студенческих работ

Молекулярные механизмы действия моторных белков мышечных и немышечных клеток

Диссертация: Молекулярные механизмы действия моторных белков мышечных и немышечных клеток
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Научно-практическая значимость. Исследование механизмов биологической подвижности актомиозинового типа, проведенное в настоящей работе, вносит вклад в решение общебиологической проблемы двигательной активности живых клеток. С одной стороны, продемонстрированные в работе молекулярные механизмы гидролиза АТФ и взаимодействия моторного домена сократительного белка с субстратом движения могут иметь… Читать ещё >

Содержание

  • Обзор литературы
  • 1. Взаимосвязь структуры и функции моторных белков
    • 1. 1. Структура моторных доменов
    • 1. 2. Взаимосвязь структуры и функции моторного домена миозина
    • 1. 3. Передача сигнала от активного центра к участку связывания субстрата движения
  • 2. Роль гидролиза АТФ в осуществлении элементарного двигательного акта
    • 2. 1. Механизмы гидролиза АТФ миозином, динеином и кинезином
    • 2. 2. Активный центр миозиновой АТФазы
    • 2. 3. Изменение структуры активного центра в ходе гидролиза АТФ
    • 2. 4. Химические исследования катализа гидролиза АТФ
      • 2. 4. 1. Специфические фоточувствительные метки активного центра
      • 2. 4. 2. Собственная флуоресценция миозина
      • 2. 4. 3. Реактивные цистеиновые остатки
      • 2. 4. 4. Реактивные остатки лизина
      • 2. 4. 5. Посттрансляционная модификация
      • 2. 4. 6. Протеолитическое расщепление
  • 3. Структура и функции актина
    • 3. 1. Структура мономера и актиновой нити
    • 3. 2. Ковалентная модификация актина
    • 3. 3. Взаимодействие с моторным доменом миозина
    • 3. 4. Применение поляризационной микрофлуорометрии для исследования динамики структуры Ф-актина при взаимодействии с миозином
  • Методы исследования
  • 1. Методы получения ферментных препаратов для сравнительного исследования О-обмена
  • 2. Методы получения субфрагмента 1 миозина скелетных мышц кролика .7(
  • 3. Методы блокирования реактивных аминокислотных остатков миозина скелетных мышц кролика
  • 4. Методы исследования реакций изотопного обмена
  • 5. Методы регистрации изменений параметров поляризованной флуоресценции Ф- актина в составе «теневых» мышечных волокон .7(
    • 5. 1. Получение моделей «теневых» мышечных волокон
    • 5. 2. Связывание с актином «теневого» волокна миозина, субфрагмента и его производных
    • 5. 3. Измерение параметров поляризации флуоресценции .1(
    • 5. 4. Применение математической модели для анализа данных поляризованной флуоресценции
  • 6. Методы регистрации изменения свойств актина при неэнзиматическом гликозилировании
  • Результаты и их обсуждение
  • 1. Сравнительное исследование интермедиатов гидролиза АТФ различными АТФазами (по данным О-обмена)
    • 1. 1. Сравнение О-обменных реакций, катализируемых миозиновой и динеиновой АТФазами .8!
    • 1. 2. О-обмен в отсутствие нуклеотида, катализируемый АТФазой натурального актомиозина .9'
      • 1. 2. 1. Сравнение изотопного обмена кислорода в системе натурального актомиозина и мембран саркоплазматического ретикулума
      • 1. 2. 2. Идентификация по данным О-обмена АТФазной активности плазматических мембран синаптосом
    • 1. 3. Применение О-обмена для сравнения активных центров миозинов различного происхождения (по данным О-обмена) .10!
      • 1. 3. 1. Миозин скелетных мышц цыпленка
      • 1. 3. 2. Миозин гладких мышц и тимоцитов теленка
  • 2. Исследование влияния ковалентной модификации реактивных аминокислотных остатков миозина на интермедиаты АТФазной реакции (по данным О-обмена)
    • 2. 1. Тринитрофенилирование остатков лизина
    • 2. 2. Блокирование цистеиновых остатков
    • 2. 3. Паранитрофенилирование миозина
  • 3. Сравнительное исследование изменений структуры актиновой нити на стадии прочного связывания с моторным доменом миозина по данным поляризационной микрофлуорометрии)
    • 3. 1. Влияние модификации моторного домена посредством ограниченного протеолиза на АТФазную активность
    • 3. 2. Влияние связывания С1 и его производных на параметры поляризованной флуоресценции актина, меченного родамин-фаплоидином
    • 3. 3. Влияние связывания С1 и его производных на параметры поляризованной флуоресценции актина, меченного
    • 1. 5. I-AEDANS
    • 3. 4. Влияние ограниченного протеолиза С1 на параметры поляризованной флуоресценции 1,5 I-AEDANS, связанного с
  • С1 в комплексе акто-С1 теневых мышечных волокон
    • 3. 5. Влияние связывания гладкомышечного миозина на параметры цоляризованной флуоресценции актина, меченного родамин-фаллоидином
    • 3. 6. Влияние связывания С1 скелетных мышц кролика на параметры поляризованной флуоресценции тромбоцитарного актина, меченного 1,5 I-AEDANS
    • 3. 7. Изменение функциональных свойств актина под влиянием ковалентной модификации при неэнзиматическом гликозилировании

Молекулярные механизмы действия моторных белков мышечных и немышечных клеток (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Проблема трансформации энергии АТФ в различные формы движения в биологических системах является одной из актуальных проблем современной биохимии, биофизики, биологии клетки. С 1939 года, когда В. А. Энгельгардт и М. Н. Любимова открыли способность основного сократительного белка мышц миозина катализировать гидролиз АТФ, это направление исследований развивалось по пути изучения закономерностей механохимии актомиозиновой системы мышц и открытия новых классов молекулярных преобразователей энергии в немышечных клетках (моторных белков). К настоящему времени известны 15 классов миозинов из мышечных и немышечных клеток, суперсемейства клеточных динеинов и кинезинов, белки, осуществляющие перемещение вдоль нитей ДНК и РНК, вращательный мотор НГ-АТФ-синтаза. Исследование механизмов действия клеточных моторов исключительно важно, так как позволяет понять, каким образом осуществляются многие функции клетки: цитокинез, эндоцитоз, секреция, перемещение цитоплазмы и клеточных органелл. Нарушение работы моторных белков ведет к патологии таких систем многоклеточного организма, как двигательная, слуховая, зрительная. Информация о механизмах функционирования клеточных моторов является основой для создания искусственных механохимических машин с высоким коэффициентом полезного действия.

Несмотря на значительные усилия, многие детали молекулярного механизма, посредством которого химическая энергия преобразуется моторными белками в механическую работу, неизвестны. Полное понимание этого механизма должно включать выделение значимых ступеней механохимического цикла, определение структуры моторных белков в соответствующих состояниях, определение кинетики переходов и перепадов свободной энергии между ними. К настоящему времени значительный прогресс в исследовании моторных белков мышц делает эту задачу вполне осуществимой. В работах с очищенными белками идентифицировано значительное количество интермедиатов механохимического цикла, изучена его кинетика и энергетика (Cooke, 1997). Показано, что аналогичные интермедиа&tradeобразуются в кинетическом цикле активированных мышечных волокон. Важной задачей остается изучение интермедиатов механохимического цикла других клеточных моторов.

Определение кристаллической структуры головки миозиновой молекулы (моторного домена миозина) в комплексе с нуклеотидами методом высокоразрешающего рентгено-структурного анализа дало четкую информацию о конформационных изменениях, происходящих на определенных этапах механохимического цикла (Rayment et al., 1993; 1996). Такого рода данные вместе с другими показателями позволили создать модель, демонстрирующую, каким образом конформационные изменения моторного домена связаны с генерацией силы.

На уровне белковых препаратов было показано, что начальный этап взаимодействия миозина скелетных мышц кролика с АТФ сопровождается значительным изменением свободной энергии и конформации молекулы (Wolcott, Boyer, 1974). Белок переходит в особое метастабильное состояние, характеризующееся взаимопревращением прочносвязанного комплекса миозина с АТФ и комплекса белка с продуктами гидролиза (АДФ и Фи). Этот процесс можно зарегистрировать по интенсивности реакции изотопного обмена кислорода между H2i50 и Фн. Изучение кинетики включения О непосредственно в указанные комплексы подтвердило их ключевую роль в механизме гидролиза АТФ миозином (Webb, Trentham, 1981). Актуальными остаются вопросы о том, образуются ли подобные комплексы при гидролизе АТФ другими клеточными моторами, имеются ли особенности в катализе гидролиза АТФ миозинами различного происхождения и какие реактивные аминокислотные остатки моторного домена миозина участвуют в образовании комплексов миозина с нуклеотидом и неорганическим фосфатом.

В системе, включающей все компоненты, необходимые для механохимического превращения, характер конформационных изменений е моторном домене миозина зависит от стадии гидролиза АТФ и определяет характер взаимодействия головки миозина с актиновой нитью. Различают состояние слабого связывания, когда в активном центре находится АТФ или продукты его гидролиза, и состояние прочного связывания после диссоциации Фн из активного центра, в этом состоянии происходит генерация силы. До сш пор не вполне ясно, взаимодействие каких участков моторного домена миозине с актиновой нитью соответствует различным состояниям системы, в том числе и стадии генерации силыявляется ли нить Ф-актина активным участником механохимического процесса и какого рода изменения происходят в ней прг взаимодействии с моторным доменом миозина. Одним из наиболее адекватных методов исследования структурных изменений в актиновой нити являете* регистрация методом поляризационной флуориметрии перемещение флуоресцентных зондов, связанных с определенными участками мономерг актина.

В связи с вышеизложенным целью настоящей работы является сравнительный анализ механизмов взаимодействия с АТФ и актином моторных белков различных систем биологической подвижности. Конкретными задачами работы были следующие:

1. Сравнить механизмы гидролиза АТФ в системах миозиновой и динеиновог подвижности по (критерию изотопного обмена кислорода).

2. Провести сравнительную оценку механизмов АТФазной реакции катализируемой миозинами из разных типов мышц и немышечных клеток.

3. Исследовать влияние блокирования реактивных аминокислотных остатков.

1 Я миозина на интенсивность О-обменных реакций, характеризующих взаимопревращение интермедиатов гидролиза АТФ.

4. Оценить роль различных участков моторного домена миозина в индуцировании конформационных изменений в актиновой нити.

5. Сравнить характер конформационных изменений в актиновой нити при связывании моторного домена миозина для различных систем биологической подвижности.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. В механизме гидролиза АТФ миозином различного происхождения и динеином аксонем жгутов морского ежа общими интермедиатами являются Е-АТФ и Е-АДФ-ФН (где Е — активный центр фермента).

2. Миозины млекопитающих и птиц имеют различия в функционировании аденозинтрифосфатазного центра, проявляющиеся в различной зависимости.

18 интенсивности О-обмена от двухвалентного катиона.

3. Время существования интермедиата Е-АДФ-ФН в ходе гидролиза зависит от конформационного состояния участка С-концевого фрагмента моторного домена миозина, несущего SH1-группу.

4. В индукции специфических конформационных изменений в актиновой нити на стадии прочного связывания с ней моторного домена миозина важную роль играет участок С-концевого фрагмента, связанный со щелочной легкой цепью.

5. Характер конформационных изменений в актиновой нити при прочном связывании моторного домена не зависит от происхождения миозина или актина.

Научная новизна полученных результатов. Впервые произведено сравнение механизмов гидролиза АТФ (по данным изотопного обмена кислорода) для миозиновой и динеиновой АТФаз. Показано сходство механизма гидролиза, состоящее в образовании нековалентно связанных интермедиатов с субстратом и продуктами гидролиза и различие, определяющееся стабильностью образующихся интермедиатов.

По зависимости интенсивности реакции изотопного обмена кислорода от кофактора иона двухвалентного металла впервые произведено сравнение функционирования активного центра миозина млекопитающих (скелетных мышц кролика, гладких мышц кишечника и немышечных клеток тимуса теленка) и птиц (скелетных мышц 15-тидневного куриного эмбриона и цыпленка). Показано сходство исследованных параметров у различных миозинов млекопитающих и отличие — у миозина птиц, интерпретируемое как сходство и различие соответствующих актиновых центров.

Впервые показано, что блокирование реактивных лизиновых, цистеиновых и гистидиновых аминокислотных остатков, связанное с конформационными изменениями в районе конвертерного участка С-терминального фрагмента головки миозина, оказывает дестабилизирующее влияние на комплекс миозина с продуктами гидролиза М**-АДФ-Ф" (по данным изотопного обмена кислорода), а удаление регуляторных легких цепей такого влияния не оказывает.

На основании данных о влиянии паранитротиофенилирования миозина на изотопный обмен кислорода сделано предположение о важной роли глутаматного остатка активного центра миозина (возможно, Glu 264) во взаимодействии элементов молекулы воды с у-фосфатом АТФ.

По изменению параметров поляризованной флуоресценции зондов, связанных с актиновой нитью, впервые показано, что конформационные изменения актина, происходящие в ответ на ригорное связывание головки миозина, не зависит от интактного состояния участка «слабого» связывания актина или других участков центрального фрагмента головки (м.м. 50 кДа), а определяются взаимодействием с участками С-концевого сегмента головки и связанных с ним щелочных легких цепей. При этом изменение ориентации флуоресцентного зонда, связанного с SH1 -группой в конвертерном участке моторного домена, согласовано с изменением конформации в области С-концевого участка мономера актина.

Впервые показано, что характер конформационных изменений в актиновой нити в ответ на ригорное связывание головки миозина не зависит от происхождения миозина или актина и аналогичен для миозина гладких и скелетных мышц и актина скелетных мышц и немышечных клеток.

Впервые исследовано влияние неэнзиматического гликозилирования актина in vivo и in vitro на его функциональные свойства.

Научно-практическая значимость. Исследование механизмов биологической подвижности актомиозинового типа, проведенное в настоящей работе, вносит вклад в решение общебиологической проблемы двигательной активности живых клеток. С одной стороны, продемонстрированные в работе молекулярные механизмы гидролиза АТФ и взаимодействия моторного домена сократительного белка с субстратом движения могут иметь аналогии у других клеточных моторов. С другой стороны, обнаружение универсального характера конформационных изменений в актине в ответ на связывание моторного домена миозина подтверждает гипотезу об активной роли структуры актина при осуществлении мышечных и немышечных форм подвижности, а также функционировании цитоскелета. В связи с этим в работе исследован вопрос о нарушении структуры и функции актина за счет процесса, усиливающегося в организме при гипергликемии — неэнзиматического гликозилирования. В работе показано, как меняются функциональные свойства актина при гликозилировании in vivo и in vitro. В работе также показано применение 18 метода О-обменных реакций для идентификации аденозинтрифосфатазы в соответствии с характером образующегося интермедиата. Полученные данные были использованы в отделе биохимии нервной системы Института бтохимии имени A.B. Палладина (Украина, Киев) и на кафедре биофизики Киевского государственного университета имени Т. Г. Шевченко для характеристики ферментов из нервной и мышечной ткани.

Представленные в работе данные были использованы при чтении курсов лекций «Молекулярные основы подвижности» и «Биохимическая адаптация», а также в магистерской программе «Биохимия адаптации «на кафедре биохимии Санкт-Петербургского государственного университета.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на I, II, III, IV, V, VI, VII Всесоюзных симпозиумах по биофизике и биохимии мышц (Тбилиси, 1968; Ереван, 1971; Тбилиси, 1974; Киев, 1977; Львов, 1980; Тбилиси, 1983; Пущино, 1987), на Всесоюзных конференциях по биохимии мышц (Ленинград, 1966, 1972, 1981; Тбилиси, 1989; Телави, 1985), на И, III, IV, V Всесоюзных биохимических съездах (Ташкент, 1969; Рига, 1974; Ленинград, 1979; Москва, 1986; Ленинград, 1991), на Всероссийской конференции по биохимии и биофизике мышечного сокращения (Пущино, 1996), на I Всесоюзном биофизическом съезде (Москва, 1982), на V Всесоюзной школе по биологии мышц (Харьков, 1988), на XI, XII Международном биофизическом конгрессе (Москва, 1972), и на Конгрессах FEBS (Будапешт, 1974; Париж, 1975; Копенгаген, 1977; Эдинбург, 1981), на Советско-Американских симпозиумах по кардиологии (Ташкент, 1989; Баку, 1984), на Международной конференции «Молекулярная организация биологических структур» (Москва, 1989), на Международной конференции стран-членов СЭВ и СФРЮ по молекулярным механизмам и энергетике подвижности (София, 1989), на XIX Европейской мышечной конференции (Голландия, 1989), на XXXIV Международном Конгрессе по физиологическим наукам (Санкт-Петербург, 1997), на III Международном конгрессе по патофизиологии (Финляндия, 1998), на Международном Симпозиуме «Биологическая подвижность. Современные методы исследований (Пущино, 1998), на городском семинаре «Цитоскелет» в Институте цитологии РАН (Санкт-Петербург, 1997), на Научной сессии кафедры биохимии Санкт-Петербургского университета, посвященной 100-летию энзимологии (Санкт-Петербург 1998), на II съезде биофизиков России (Москва, 1999).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 53 научных работы в отечественной и зарубежной печати.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 200. стр., включает: Введение, Обзор литературы из 3-х глав, Методы исследования (б.разделов), Результаты исследований (Зглавы), Обсуждение, Выводы, Список цитированной литературы (.250 наименований.), Иллюстрирована .З7.таблицами и 20.рисунками. Материалы диссертации отражены в 53 статьях в отечественных и международных журналах, в том числе в 6 обзррах 17 сообщений опубликованы в сборниках тезисов.

Выводы.

1. Сравнительное исследование реакции изотопного обмена кислорода в системе динеиновой АТФазы (из жгутиков морского ежа) и миозиновой.

АТФазы (из скелетных мышц кролика) показывает сходство механизма гидролиза АТФ, выражающееся в существовании интермедиатов типа Е-АТФ и.

Е АДФ-Фн, на уровне которых происходит О-обмен.

180-обменные реакции, катализируемые миозином и динеином, имеют место только в присутствии нуклеотида, что отличает их от аналогичных реакций, катализируемых мембранными АТФазами Р-типа.

Са, MgАТФазы саркоплазматического ретикулума и плазматических мембран синаптосом) в отсутствие нуклеотида. Эти различия были использованы для установления цитоплазматического или мембранного происхождения соответствующих АТФаз.

2. Зависимость интенсивности О-обменных реакций от присутствующего в среде иона двухвалентного металла — кофактора обменаотражает стабильность интермедиатов гидролиза АТФ и может служить критерием для сравнения активных центров миозинов различного происхождения. Обнаружено сходство в функционировании активных центров миозинов млекопитающих (скелетные мышцы кролика, гладкие мыщцы кишечника и тимоциты теленка) и отличие от миозинов птиц (скелетные мышцы цыпленка и 15-тидневного куриного эмбриона).

3. Стабильность интермедиата гидролиза миозина М**-АДФ-ФН зависит от остатка глутаминовой кислоты активного центра (Glu 264, участвующей в переносе заряда для нуклеофильной атаки Н20 на у-фосфат АТФ). Стабильность его также зависит от реактивных аминокислотных остатков конвертерного участка С-концевого фрагмента головки миозина (SH1 и SH2группы, имидазольные остатки) и Lys 84, находящегося вблизи конвертерного участка. Блокирование этих аминокислотных остатков уменьшает стабильность интермедиата М**-АДФ-ФН (по данным 180-обмена). Вывод о роли С-концевого домена подтверждают данные, имеющиеся в литературе.

4. При связывании свободной от нуклеотида головки миозина, в актиновой нити имеют место кооперативные изменения структуры, которые были зарегистрированы по характерным изменениям параметров поляризованной флуоресценции зондов, связанных с актином (рода шп-фаллоидин и 1,51-AEDANS). Необходимым условием таких изменений является наличие интактного фрагмента 20 кДа головки миозина со щелочными легкими цепями. Обнаружено соответствие движения флуоресцентных зондов, связанных с SH1-группой С-концевого фрагмента головки миозина и с Су s 374 в субдомене 1 актинового мономера, подтверждающее заключение о важной роли фрагмента 20 кДа для индуцирования конформационных изменений. Этот отрезок полипептидной цепи представляет участок пути распространения сигнала от активного центра миозиновой АТФазы к субдомену 1 регуляторной части мономера актина.

5. Конформационные изменения, индуцируемые головкой миозина в актиновой нити, имеет одинаковый характер, независимо от источников миозина и актина. Они аналогичны для скелетного и гладкомышечного миозина, а также актина из скелетных мышц кролика и актина из тромбоцитов. Универсальность конформационных изменений в актиновой нити соответствует представлению об активной роли структуры актина в генерации движения в биологических системах. В подтверждение этого представления е работе продемонстрировано изменение функциональных свойств актина при модификации его структуры за счет неэнзиматического гликозилирования ir vitro и in vivo.

Заключение

.

Актомиозиновый мотор представляет собой молекулярную машину, в рабочем цикле которой происходит чередование стадий взаимодействия отдельных частей моторного домена с АТФ и нитями актина. При этом значительная часть времени цикла уходит на осуществление молекулярных преобразований непосредственно в моторном домене, когда он либо не связан с актиновой нитью, либо находится в слабосвязанном с ней состоянии (состояние, А «attached»). И только относительно короткая заключительная часть цикла представляет собой состояние прочного («strong») связывания с актиновой нитьк (R, «rigor»).

Молекулярные преобразования в моторном домене определяются конформационными изменениями, начинающимися в активном центре при связывании АТФ, превращении комплекса М*-АТФ в комплексе М**-АДФ-ФН и передающимися в конвертерный участок С-концевого фрагмента, где они усиливаются и трансформируются в движение регуляторного домена или «ручки рычага», которая может взаимодействовать с актиновой нитью через регуляторные легкие цепи. Одновременно конформационные изменения передаются участку слабого связывания с актином, поверхностной петле 2, располагающейся в районе щели, разделяющей центральный фрагмент миозиновой головки на нижнюю и верхнюю половину. Слабое связывание миозиновой головки с актиновой нитью приводит к диссоциации Фн из комплекса М**-АДФ-Ф" с образованием комплексов АМ*-АДФ и AM, прочно связанных с актиновой нитью и непосредственно участвующих в генерации силы.

Для выяснения роли отдельных частей моторного домена миозина е процессе функционирования актомиозинового мотора in vitro в работе были применены два экспериментальных подхода: а) исследование 180-обменных реакций в ходе гидролиза АТФ, дающих информацию о начальных стадиях взаимодействия актомиозинового комплекса с АТФ, при взаимопревращениях комплексов М*-АТФ и М**-АДФ-ФН и б) исследование поляризационно-флуориметрических параметров актиновой нити в составе «теневого» мышечного волокна, дающих информацию о конечной стадии взаимодействия актомиозинового комплекса с АТФ.

В первой части работы было проведено сравнительное исследование интермедиатов различных АТФаз, показано, что катализ изотопного обмена.

1 Я кислорода (О-обмена) миозиновой АТФазой, а также рядом других связанных с биологической подвижностью (АТФазы аксонемального динеина, саркоплазмотического ретикулума) определяется функционированием активных центров и отражает механизм ферментативной реакции. В работе показано сходство механизмов действия АТФаз миозина и динеина. Соотношение двух видов обмена: интермедиарного и обмена со средой зависит от того, какая стадия механизма гидролиза лимитирует общую скорость реакции. В случае миозиновой АТФазы это диссоциация Фн, и преобладает интермедиарный обмен, происходящий на стадии взаимопревращения комплексов М*-АТФ и М**-АДФ-ФН. При функционировании динеиновой АТФазы — это диссоциация АДФ, и преобладает обмен со средой в присутствии нуклеотида.

Для реконструированного актомиозинового комплекса, в котором актин активирует М^- -АТФазу миозина (состояние А), наблюдается уменьшение величины интермедиарного обмена и увеличение обмена со средой, что находится в соответствии с увеличением скорости диссоциации Фн. В отличие от реконструированного из очищенных препаратов актина и миозина, натуральный (экстрагированный непосредственно из мышечного фарша) актомиозин катализирует обмен со средой в отсутствие нуклеотида. Такого рода обмен не может осуществляться согласно механизму, принятому для миозина, и было показано, что этот вид обмена связан с транспортной Ср.

2+ активированной, М§- -зависимой АТФазой Р-типа мембран саркоплазматического ретикулумаона присутствует в актомиозине как примесь. Согласно данным, полученным в работе, аналогичная транспортная.

АТФаза содержится во фракции плазматических мембран синаптосом. Таким.

18 образом, изучение О-обменных свойств аденозинтрифосфатаз и условий их проявления дает информацию о механизме ферментативной реакции и позволяет идентифицировать цитоплазматическое или мембранное происхождение фермента.

Для цитоплазматических миозиновых АТФаз млекопитающих (из скелетных мышц кролика, гладких мышц кишечника теленка, немышечных клеток тимуса теленка) и птиц (скелетные мышцы 15-тидневного куриного эмбриона и цыпленка) показана различная зависимость интенсивности 180-обмена со средой от природы двухвалентного катиона: Мп 2+ > М2+ > Са2+ и Са2+>Мп2+>М?2+, соответственно. Это свидетельствует о различии в строении активных центров ферментов млекопитающих и птиц, и может быть обусловлено посттрансляционной модификацией аминокислотных остатков в активном центре миозина птиц, известной по данным литературы.

Во второй части работы было исследовано значение реактивных аминокислотных остатков миозина на стадии взаимопревращения комплексов М*АТФ и М**-АДФ-ФН, по влиянию специфического блокирования БН-, МН2-и имидазольных группировок, а также удаления регуляторных легких цепей на.

1 о 1 о интенсивность интермедиарного О-обмена и О-обмена со средой.

Обнаруженное отсутствие специфичности в ингибирующем влиянии.

18 блокирования вышеупомянутых аминокислотных остатков на О-обмен в ходе гидролиза АТФ соответствует современному представлению о том, что они не принимают непосредственного участия в связывании АТФ, но располагаются или взаимодействуют с теми участками моторного домена, где присходят значительные конформационные изменения при образовании комплекса.

М*-АТФ и превращении его в М**-АДФ-ФН. Это так называемый конверторный участок С-концевого фрагмента головки миозина. Он содержит аминокислотные остатки Gly 699 и Gly 710, относительно которых осуществляется поворот полипептидной цепи на 10° и 70°, соответственно, при переходе от М*-АТФ к М**-АДФ-ФН. Удаление регуляторных легких цепе— не.

18 влияет на интенсивность О-обмена. Это соответствует современным данным о их расположении в структуре регуляторного домена миозина.

На основании экспериментальных данных о влиянии.

1 О 1 о паранитротиофенола на О-обмен в ходе гидролиза АТФ и О-обмен со средой сделано предположение о важной роли аминокислотного остатка активного центра Glu 264 во взаимодействии между у-фосфатом и молекулой воды, осуществляющей нуклеофильную атаку на у-фосфат.

В третьей части было показано значение отдельных частей головки миозина для непосредственного взаимодействия с актиновой нитью и индуцирования в ней конформационных изменений. Была использована модификация субфрагмента 1 (С1) миозина посредством ограниченного протеолиза. Были получены и охарактеризованы по пептидному составу и АТФазной активности следующие производные субфрагмента 1 миозина: а) Clt — с разрывом пептидной связи в районах поверхностных петель 1 (N-концевой фрагмент С1) и 2 (центральный фрагмент С1, участок «слабого «связывания актина) — б) С1 a/t — с разрывом пептидной связи в районе поверхностной петли 1- в) С1 1Т1д — с нарушением структуры центрального фрагмента С1- г) С1 '(75) — с удаленными С-концевым фрагментом и щелочными легкими цепямид) аналог комплекса MgАДФ-С1, модифицированный рФДМ и слабо связывающийся с актином.

Было показано, что три первых производных С1, взаимодействуя с Ф-актином теневого мышечного волокна, индуцируют в нем однотипные конформационные изменения, выражающиеся в уменьшении угла ориентации связанного с актином флуорофора родамин-фаллоидин и увеличении угла ориентации флуорофора 1,5 I-AEDANS относительно оси волокна. Две других производных такого рода изменений в актиновой нити не индуцируют. Эти данные могут быть интерпретированы как выявляющие важную роль участков С-концевого фрагмента С1 и связанных с ним щелочных легких цепей в индукции конформационных изменений в актине при образовании ригорного комплекса. Такого рода заключение подтверждается данными литературы.

При образовании ригорного комплекса флуоресцентный зонд 1,5- I-AEDANS, связанный с SH1-группой С-концевого фрагмента С1 в производных Clt и С1 m/t, изменяет свою ориентацию в соответствии с изменением ориентации флуорофора 1,5 IAEDANS в субдомене 1 мономера актина в теневом мышечном волокне. Это наблюдение подтверждается данными литературы об аналогичных перемещениях флуорофоров, связанных со щелочными легкими цепями и приводит к заключению о согласованном движении участков С-концевого фрагмента С1 (и соответствующих ему существенных легких цепей) и суб домена 1 актинового мономера.

Было показано, что изменения параметров поляризованной флуоресценции зондов, связанных с актином, аналогичны при ригорном контакте моторных доменов миозина скелетных мышц кролика и гладких мыщц желудка цыпленка, а также при использовании зонда 1,5 IAEDANS, связанного с Cys 374 актина из тромбоцитов свиньи, который образовывал упорядоченные полимерные структуры в составе теневого мышечного волокна. Эта универсальность конформационных изменений в актине при ригорном связывании С1 соответствует современной концепции об активной роли структуры актина в генерации силы при осуществлении биологичес ой подвижности. В связи с этим, была исследована возможность нарушения структуры филаментов актина при неэнзиматическом гликозилирования его in vitro и in vivo. Было показано, что эта посттрансляционная модификация связана с образованием олигомеров и фрагментов молекулы актина и сопровождается изменением функциональных свойств актина: уменьшением степени торможения ДНКазы I, полимеризуемости и активации миозиновой АТФазы.

Таким образом, в работе исследованы молекулярные механизмы, на которых основывается движение мышечных и немышечных клеток: взаимодействие моторного домена миозина с АТФ и актиновой нитью. Методом изотопного обмена кислорода в ходе гидролиза АТФ в тяжелокислородной воде было показано значение определенных участков моторного домена в области реактивной SH1-группы для стабильности ключевого интермедиата гидролиза М**-АДФ-ФН. Методом поляризационной микрофлуориметрии было показано значение другой, более дистальной части С-концевого домена (возможно, в комплексе с существенной легкой цепью) для индукции конформационных изменений в актиновой нити на стадии образования прочного комплекса с актином (предполагаемой стадии генерации силы).

То, что эти механизмы, действительно, лежат в основе двигательной активности живых систем, подтверждается результатами их сравнительного исследования. В работе показано, что интермедиаты гидролиза АТФ, обусловливающие протекание реакции изотопного обмена кислорода, аналогичны в системах скелетных, сердечных, гладких мышц, немышечных клеток, а также динеина аксонем жгутов морского ежа. Аналогичным образом характер конформационных изменений актиновой нити при прочном связывании моторного домена не зависит от происхождения миозина или актина.

В работе отмечены небольшие, по-видимому, адаптационные различия в функционировании АТФазных центров миозинов млекопитающих и птиц.

Универсальный характер конформационных изменений в актиновой нити соответствует представлению об активной роли структуры актиновой нити при.

166 осуществлении биологической подвижности. Показана возможность влияния на структурные и функциональные свойства актина неэнзиматического гликозилирования, усиливающегося при патологических состояниях организма.

Показать весь текст

Список литературы

  1. C.B. Регуляция кальпонином взаимодействия миозина из гладких мышц и актина. Автореф. дисс. канд. биол. наук. СПб, 1998. 19 с.
  2. Т.Д., Герег Д., Красовская И. Е., Кулева Н. В. Энзиматические свойства актомиозина и миозина тимуса теленка. // Вестн. Ленингр. ун-та (сер.биол.), 1981, вып.2, N 9. С.97−100.
  3. A.A., Карнозин. М., Изд-во МГУ, 1998. 320 С.
  4. Ю.С. Поляризационно-микрофлуориметрическое исследование мышечного сокращения. Автореф. дисс. докт. биол. наук. Л., 1985.
  5. Ю. С. Исследование молекулярных механизмов мышечного сокращения методом поляризационной флуориметрии. // Цитология, 1998. Т. 40, N8/9. С. 715−733.
  6. Ю.С., Конколь И., Левицкий Д. И. Сшивка SH-групп в головкахмиозина изменяет характер конформационных перестроек Ф-актина, инду’цированных субфрагментом-1 миозина или тяжелым меромиозином. // ДАН СССР. 1986. Т. 281, N 1. С. 216−219.
  7. Ю.С., Кулева Н. В., Хорошев М. И., Вдовина И. Б. Влияние проте-олиза миозиновых головок на индуцированные ими структурные перестройки Фтактина. // Биохимия, 1988. Т.53., N 9, С. 1754−1757.
  8. В.М. Методы получения и характеристики гладкомышечного миозина. // Биофизические и биохимические методы исследования мышечных белков. 1987. Л.: Наука. С. 76−90.
  9. И.И., Юрьев В. А. Биохимия и патобиохимия мышц. Л., Медицина, 1961, 261 С.
  10. Ю.Ильин Л. А. Гуанидингидрохлоридный метод превращения кислорода воды и ортофосфата в двуокись углерода для масс-спектрального анализа на содержание 180. // Вестн. Ленингр. ун-та (сер. биол.) 1966, вып. З, N 17, С. 3538.
  11. В .А., Боровиков Ю. С., Барский И. Е., Розанов Ю. М. Двухканальный поляризационный микрофлуориметр. // Цитология. 1974, т.16, N 3, С. 112 116.
  12. И.Е., Кулева Н. В., Данилова В. М., Пантелеева Н. С. 180-обменнные реакции, катализируемые миозином гладких мышц кишечника теленка. //Биохимия, 1977. Т.42. С.1104−1109.
  13. С.А., Макагоненко Е.М. Mg-зависимая, Са-активируемая АТФаза плазматических мембран синаптосом. // Украин. биохим. журнал, 1973, т.45, N6, С. 712−717.
  14. Н.В. Миозины немышечных клеток. // Вестн. Ленингр. ун-та (сер. биол.), 1989, вып.4, N 24. С.53−60.
  15. Н.В. Современные представления о механизме трансформации энергии молекулярными моторами различной природы. // Ж. эвол. биохим. физиол., 1999, N2. С.78−86.
  16. Н.В. Сопряжение ферментативного гидролиза АТФ с трансформацией энергии в актомиозиновом моторе. // Вестн. С.-Петербург, ун-та. Сер.З. 1998. Вып.4 (N 24). С.14−21.
  17. Н.В. Сравнительная кинетика взаимодействия актомиозина с АТФ. // Биофизика и биохимия мышечного сокращения. Материалы симпозиума. Тбилиси: Мецниереба, 1983. С. 14−15.
  18. Н.В., Залесова З. С. Исследование неэнзиматического гликозилиро-вания и окислительного повреждения актина in vitro и in vivo. // Цитология, 2000, N 1. С.66−71.
  19. Н.В., Карандашов Э. А., Пантелеева Н. С. Влияние тринитрофенили-рования миозина на реакцию изотопного обмена кислорода в системе мио-зин-АТФ- Н2180. // Биохимия, 1970. Т.35. N 1. С.42−47.
  20. Н.В., Коваленко З. С. Изменение функциональных свойств актина при его гликировании in vitro. // Биохимия, 1997. Т.62. Вып.10. N 6. С. 13 071 313.
  21. Н.В., Красовская И. Е. К вопросу о происхождении «прямого» 180-обмена в системе натуральный актомиозин КН2РО4. // Структурные основы и регуляция биологической подвижности. М.: Наука, 1980. С.94−98.
  22. Н.В., Красовская И. Е., Карандашов Э. А. и др. Исследование миози-новой АТФазы скелетных мышц куриного эмбриона методом изотопного обмена кислорода. // Вестн. Ленингр. ун-та, 1986, вып.4. С. 106−109.
  23. Н.В., Красовская И. Е., Кудинов С. А., Пантелеева Н. С. Реакция изотопного обмена кислорода неорганического фосфата в системе плазматических мембран синаптосом. // Биохимия, 1977. Т.42. С.1052−1055.
  24. Н.В., Красовская И. Е., Пантелеева Н. С. Влияние ЭГТА на 180-обменные свойства АТФазы актомиозина. // Тезисы секцион. сообщ. III Все-союзн. биохим. съезда. Рига, 1974. Т.4. С. 105−106.
  25. Н.В., Мюльрад А., Пантелеева Н. С. Влияние пранитромиофени-лирования миозина на реакцию изотопного обмена кислорода в системе миозин-АТФ-Н2180. //Биохимия, 1971. Т.36. N 10. С.857−863.
  26. Н.В., Пантелеева Н. С. Влияние парахлормеркурибензоата на реакцию изотопного обмена кислорода в системе миозин-АТФ. // Вестн. Ленингр. ун-та (сер. биол.), 1968, N 3. С.123−128.
  27. Н.В., Пантелеева Н. С. К вопросу о роли ДТНБ-субъединицы миозина в катализе 180-обменной реакции. // Биофизика и биохимия мышечного сокращения / Ред. акад. Г. М. Франк. М., 1976. С. 60.
  28. Н.В., Пантелеева Н. С., Беленкова Т. Д., Красовская И. Е. Сравнительный анализ свойств миозина из тимуса и скелетных мышц. // Тезисы докл. I Всесоюзн. биофиз. съезда. М., 1982. Т.2. С. 210.
  29. Н.В., Соловьева C.B., Боровиков Ю. С. О взаимодействии гладко-мышечного миозина с актином. // Вестн. С.-Петербург, ун-та. Сер. З, 1992. Вып. З (N17). С.66−72.
  30. Н.В., Шанина Н. А., Красовская И. Е. Исследование динеиновой АТ-Фазы методом изотопного обмена кислорода. // Биохимия. 1983. Т.48. С.1459−1464.
  31. Н.В., Шепелев В. Н. Выделение и исследование миозина из тимуса и коры головного мозга теленка. // Вестн. Ленингр. ун-та (сер. биол.), 1984, N 21. С.129−131.
  32. Н.В., Шепелев В. Н., Красовская И. Е., Пантелеева Н. С. Миозин нервных клеток. //Нервная система. Л.: Изд. ЛГУ, 1986. С.104−111.
  33. Е.М. М§-, Са -АТФазная активность фракции плазматических мембран синаптосом. // Автореф. канд. дисс., Киев: 1975.
  34. Н.С. Миозин (180-обмен и фосфорилирование). // 1975, Л. Изд-во ЛГУ, 199 С.
  35. Н.С., Карандашов Э. А., Иванов Г. Г., Кулева Н.В., Красовская1 &
  36. И.Е., Данилова В. М. О-обменные реакции в системе миозина скелетных, сердечной и гладких мышц. // Биофизика, 1982. Т.27. С.365−367.
  37. Н.С., Карандашов Э. А., Кулева Н. В., Красовская И. Е. и др. Сходство элементарных стадий гидролиза АТФ в АТФазных системах различной природы. // Метаболизм миокарда / Ред. И. Е. Чазов, Х. Е. Морган. М.: Медицина, 1981. С. 135−142.
  38. Н.С., Кулева Н. В., Ильин Л. И., Карандашов Э.А. Влияние модификаторов ферментативной активности на реакции изотопного обмена1 Якислорода в системе миозин
  39. АТФ-Нз О. // Механизмы мышечного сокращения. М.: Наука, 1972. С.66−73.
  40. Н.С., Кулева Н. В., Карандашов Э. А. Влияние паранитротиофе-нилирования и карбэтоксилирования на 180-обменные свойства миозина. // Биофизические основы и регуляция процессов мышечного сокращения. Пущино-на-Оке: Наука, 1972. С. 165−170.
  41. Н.С., Скворцевич Е. Г., Кулева Н. В. и др. 180-обменные реакции в транспортных АТФазах мозга. // Нервная система. Вып. 19. Л.: Изд. ЛГУ, 1978. С.136−145.
  42. Е.Г., Пантелеева Н. С., Писарева Л. С. Реакции изотопного обмена кислорода в системе Na, К-зависимой АТФазы. // Докл. АН СССР. 1972, т.206, С. 240−242
  43. Ю., Каназава Т., Секия К. Фосфорилирование и конформацион-ная перестройка миозина при взаимодействии с АТФ. // Молекулярная биология, М., Наука, 1964, С.213−226.
  44. М.И., Кулева Н. В., Боровиков Ю. С. Влияние субфрагмента 1 миозина на структуру актина из скелетных мышц и тромбоцитов. // Цитология. 1989. Т.31. N 9. С. 1133 1135.
  45. Aebi U., Millonig R., Salvo Н., Engel A. The three-dimentional structure of actin filament. // Ann. N.Y. Acad. Sci., 1986, v.483, p. 100−109
  46. Ajtai K., Peyser Y.M., Park S., Burghard Т., Muhlrad A. Trinitrophenylated reactive lysine residue in myosin detects lever arm movement during consecutive steps of ATP hydrolysis. // Biochemistry. 1999. V. 38. N 20. P. 6428−6440.
  47. Allen T.S., Ling N., Irving M., Goldman Y.E. Orientation changes in myosin regulatory light chains following photorelease of ATP in skinned muscle fibers. // Biophys. J. 1996. V. 70. P. 1847−1862.
  48. Andreev O.A., Takashi R., Borejdo J. Fluorescence polarization study of the rigor complexes formed at different degrees of saturation of actin filaments with myosin subfragment-1. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1995. V. 16. P. 353−367.
  49. Andreev O.A., Saraswat L.D., Lowey S., Slaughter C., Borejdo J. Interaction of the N-terminus of chicken skeletal essential light chain 1 with F-actin. // Biochemistry. 1999. V. 38. N 8. P. 2480−2485.
  50. Bagshaw C.R., Trentham D.R. The reversibility of adenosine triphosphate cleavage by myosin. // Biochem. J. 1973. V. 133. P. 323−328.
  51. Bagshaw C.R., Trentham D.R. Oxygen exchange in the y-phosphoryl group of protein bound ATPase activity of myosin. // Proc. Natl. Ac. Sci. USA. 1975. V. 12. P. 2592−2596.
  52. Balint M., Sreter F.A., Wolf I., Nagy B., Gergely J. The substructure of heavy meromyosin, the effect of Ca and Mg on the tryptic fragmentation of heavy meromyosin. //Biol. Chem. 1975. V. 250. N 10. P. 6168−6177.
  53. Barden J.A., dos Remedios C.G. Conformational changes in actin resulting from Ca /Mg exchange as defected by proton NMR spectroscopy. // Eur. J. Biochem. 1985. V. 146. N 1. P.5−8.
  54. J.A., Phillips L. 19F-NMR study of the myosin and tropomyosin binding sites on actin. // Biochemistry. 1990. V. 29. N 5. P.1348−1354.
  55. Batra R., Geeves M. A., Manstein D. J. Kinetic analysis of Dyctiostelium discoi-deum myosin motor domain with glycine to alanine mutation in the reactive thiol region. // Biochemistry. 1999. V. 38. N. 19. P. 6126−6137.
  56. Bell Ch.W., Fraser C., Sale W.S. Preparation of dyneins from sea urchin flagella. //Meth. Cell. Biol. 1982. V. 24. Pt. A. P. 373−397.
  57. Bender N., Fasold H., Keoku A. e.a. The selective blocking of the polymerization reaction of striated muscle actin leading to a derivative suitable for crystallization. // Eur. J. Biochem. 1976. Vol. 64. N 2. P.215−218.
  58. Bercley R., Yount R.G. Evidence for myosin-like intermediates in the hydrolysis of adenosine triphosphate by sperm-tail flagella. // J. Biol. Chem. 1972. V. 247. N 12. P. 4098−4100.
  59. Bertrand R., Chaussepied P., Audemand E., Kassab R. Functional characterization of skeletal F-actin labeled on the NH2-terminal segment of residues 1−28. // Eur. J. Biochem. 1989. V. 181. N 6. P.747−754.
  60. Blikstad I., Markey F., Carlsson L., Persson T., Lindberg U. Selective assay of monomeric and filamentous actin in cell extracts, using inhibition of deoxyribo-nuclease I. // Cell. 1978. V. 15. N 6. P 935−943.
  61. Blum F.J. Observation of the role of SH groups in the enzymatic activity of myosin. // Arch. Biochem. Biophys. 1962. V. 37. N 3. P. 308−315.
  62. Borejdo J., Putnam S. Polarization of flourescence from single skinned glyceri-nated rabbit psoas fibres in rigor and relaxation. // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 459. N6. P. 578−595.
  63. Borejdo J., Putnam S., Morales M. F. Fluctuations in polarized fluorescence: evidence that muscle cross-bridges rotate repetitively during contraction. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 6346−6350.
  64. Borovikov Yu.S. The changes in disposition of various regions of actin monomer and myosin-head during ATP hydrolysis cycle. // Muscle as a machine. Energy transduction in the contractile system. Bethesda, 1992. P. 30−32.
  65. Borovikov Yu.S. The effect of glutaraldehyde and phalloidin on the conformation of F-actin. // Gen. Physiol. Biophys. 1984. V. 3. N 5. P.513−516.
  66. Borovikov Yu.S., Gusev N.B. Effect of troponin-tropomyosin complex and Ca2+ on conformational changes in F-actin induced by myosin subfragment-1. // EurJ.Biochem. 1983. V. 136. P. 363−369.
  67. Borovikov Yu.S., Kakol I. Conformational changes of contractile proteins accompanying modulation of skeletal muscle contraction. Polarized microfluorime-try investigations. // Gen. Physiol. Biophys. 1991. V. 10. P.245−264.
  68. Borovikov Yu.S., Kirillina V.P. Effect of Mg-ADP on Structure of Actin in F-Actin-Myosin Sub fragment 1 Complex. // Basic and Applied Myology. 1992. V. 2. P. 169−174.
  69. Borovikov Yu.S., Kuleva N.V., Khoroshev M.I. Polarization microfluorimetry study of interaction between myosin head a F-actin in muscle fibers. // Gen. Physiol. Biophys. 1991. V. 10. P. 441−459.
  70. Yu.S., Levitsky D. 1. Fluorescent polarization study on Ca2+ -sensitivity of conformational changes in F-actin induced by formation of F-actin-subfragment-1 complex. // Gen. Physiol. Biophys. 1985. V. 4. N. 10. P. 457−464.
  71. Botts J., Thomason J.F., Morales M.F. On the origin and transmission of force in actomyosin subfragment-1. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 22 042 208.
  72. Bowater R., Zimmerman R.W., Webb M.R. Kinetics of ATP and inorganic phosphate release during hydrolysis of ATP by rabbit skeletal actomyosin subfragment-1. Oxygen exchange between ATP or phosphate. // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. N l.P. 171−176.
  73. P.D. 180- and related exchanges in enzymic intermediate formation and utilization of nucleoside triphosphate. // Curr. Top. Bioenerg. 1967. V. 11. P. 39 120.
  74. Boyer P.D. The binding change mechanism for ATP syntase. Some probabilities and possibilities. // Biochem. Biophys. Acta. 1993. V. 1140. P.215−250.
  75. Boyer P.D., Graves S.F., Suelter C.H., Demsey, M.M. Simple procedure for conversion of oxygen of orthophosphate to carbon dioxide. // Analyt. Chem. 1961. V. 33. P. 1907−1910.
  76. Boyer P.D., Cross R. L., Momsen W. A. A new concept for energy coupling in oxidative phosphorylation based on a molecular explanation of the oxygen exchange reactions. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973. V. 70. P. 2837−2839.
  77. Burke M., Sivaramakrishnan M. J. Substructure of skeletal myosin subfragment 1. // J. Biol. Chem. 1986. V. 261. N. 24. P. 12 330−12 336.
  78. Burtnick L.D., Chan K.W. Protection of actin against proteolysis by complex formation with deoxyribonuclease I. // Can. J. Biochem. 1980. V. 58. N 8. P.1348−1354.
  79. Carlier M.F. Actin: protein structure and filament dynamics. // J. Biol. Chem. 1991 V 266. N1. P. 1−4.
  80. Chalovich J.M., Greene L.E., Eisenberg E. Crosslinked myosin subfragment I: a stable analogue of the subfragment ATP complex. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. V. 80. P. 4909−4913.
  81. Chen T., Haigentz M.J., Reisler E. Myosin subfragment 1 and structural elements of G-actin: effects of S1(A2) on sequences 39−52 and 61−69. in subdomain 2 of G-actin. // Biochemistry. 1992. V. 31. N 12. P.2941−2946.
  82. Cheney K., Mooseker M. Unconventional myosins. // Curr. Opinions in Cell Biol. 1992. V. 4. P.27−35.
  83. Cole D., Yount R.G. Photolabeling of the 6S- and 10S- conformations of gizzard myosin with 3'(2')-0-(4-benzoyl)benzoyl-ATP proline 324 is near the active site. // J. Biol. Chem. 1990 V 265. N 24. P. 22 547−22 556.
  84. Cook R.K., Root D., Miller C. Enhanced stimulation of myosin subfragment 1 ATPase activity by addition of negatively charged residues to the yeast actin NH2 terminus. // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. N 6. P.2410−2415.
  85. Cooke R. Actomyosin interaction in striated muscle./VPhysiol. Rev. 1997 V.77.N3 P.671−697.
  86. Cremo C.R., Grammer J.C., Yount R.G. UV-induced vanadate-dependent modification and cleavage of skeletal myosin subfragment-1 heavy chain. 2. Oxidation of serine in the 23 kDa N-terminal tryptic peptide. // Biochemistry 1988 V. 7. N 15. P 8415−8420.
  87. Crosbie R.H., Chalovich J.M., Reisler E. Interaction of caldesmon and myosin subfragment 1 with C-terminus of actin. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. V. 184. N 2. P.239−245.
  88. Cross R.A. A protein-making motor protein. // Nature. 1997. V. 385. P.37−41.
  89. Cross R.A., Cross K.E., Sobieszek A. ATP-linked monomer-polymer equilibrium of smooth muscle myosin: the free folded monomer traps ADP Pj. // EMBO J. 1986. V. 5. N6. P. 2637−2641.
  90. Dale M.P., Hackney D.D. Analysis of positional isotope exchange in ATP by cleavage of the P-0 bond. Demonstration of negligible positional isotope exchange by myosin. //Biochemistry. 1987. V. 26. N 12. P. 8365−8372.18
  91. Dahms A.S., Boyer P.D. Occurrence and characteristics of O-exchange reactions catalyzed by Na+, K±dependent ATPase. // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. N 6. P. 3155−3162.
  92. Dempsey M.E. Phosphate oxygen exchange reaction of contractile proteins. //
  93. Contractile protein and muscle, M. Dekker, Inc., N.Y. 1971. P. 569−580.1 8
  94. Dhoot G.K. Evidence for the presence of a distinct embryonic isoform of myosin heavy chain in chicken skeletal muscle. // Differentiation. 1989. V. 40. N 3. P. 176−183.
  95. Dominguez R., Freyzon Y, Trybus K. M., Cohen C. Crystal structure of a vertebrate smooth muscle myosin motor domain and its complex with the essentiallight chain: visualization of the pre-power stroke state. // Cell. 1998. V. 94. N.5. P. 559−571.
  96. Dos Remedios C.G., Moens P.D. Actin and the actomyosin interface. // Biochim. Biophys. Acta. 1995. V. 1228. N 1. P. 99−124.
  97. Drummond D.R., Peckham M., Sparron J.C., White D.C. Alteration in cross-bridge kinetics caused by nutations in actin. // Nature. 1990. V. 348. P.440−442.
  98. Egelman E. FL, DeRosier D.J. Image analysis shows that variations in actin crossover spacing are random, not compensatory. // Biophys. J. 1992. V. 63. N 6. P.1299−1305.
  99. Elman S.L. A colorimetric method for determination of low concentration of mercaptans. // Arch. Biochem. Biophys. 1958. V. 74. N 3. P. 443−450.
  100. Ferashima M., Mishima K., Yamada K. e.a. ADP-ribosylation of actins by ar-giniue-specific ADP-ribosyltransferase purified from chicken heterophils. // Eur. J. Biochem. 1992. V. 204. N 2. P.305−311.
  101. Fesus L., Muszbek S., Laki K. The effect of methylglyoxal on actin. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981. V. 99. N 2. P. 617−622.
  102. Fievez S., Carlier M.F. Conformational changes in subdomain-2 of G-actin upon polymerization into F-actin and upon binding myosin subfragment-1. // FEBS Lett. 1993. V. 316. N 2. P.186−190.
  103. Fisher A.J., Smith C.A., Thodcn J., Smith R., Sutoh K. X-ray structures of the myosin motor domain of Dictyoslelium discoideum complexed with MgADPBeFx: // Biochemistry. 1995. V. 34. N 24. P. 8960 -8972.
  104. Fisher A.J., Smith C.A., Thodcn J., Smith R., Sutoh K. Structural studies of myosin: nucleotide complexes: a revised model for the molecular basis of muscle contraction. // Biophys. J. 1995 V. 68. P 19s-28s.
  105. Freiden C., Lieberman D., Gibbert H.R. A fluorescent probe for conformational changes in skeletal muscle G-actin. // J. Biol. Chem. 1980. V. 255. N 15. P. 89 918 993.
  106. Fuhashi K., Hatano S., Ando S. Phosphorylation by actin kinase of the pointed end domain on actin molecule. // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. N 20. P.9326−9330.
  107. Gibbons J.R., Fronk K.E., Gibbons B.H. Dyneins. // Cell Motility. N.Y. Cold. Spring Harbor Lab. 1976. P. 915−932.
  108. Gibbons J.R., Fronk K.E. A latent adenosine triphosphatase form of dynein I from sea urchin sperm flagella. // J. Biol. Chem. 1979. V. 254. N 1. P. 187−196.
  109. Giardino I., Edelstein D., Brownlee M. Non-enzymatic glycosylation in vitro and in bovine endothelial cells alters basic fibroblast growth factor activity. // J. Clin. Invest. 1994. V. 94. N1.P. 110−117.
  110. Gilbert S.P., Moyer M.L., Johnson K.A. Alternating site mechaism of the kine-sin ATPase. // Biochemistry. 1998. V. 37. N 4. P. 792−799.
  111. Gilson M.K., Strautsma I.P., McCammon J.A., Ripoli D.R., Faerman C.H. Open «back door» in a molecular dynamics simulation of acetylcholinesterase. // Science. 1994 V. 263. P.1276−1278.
  112. Goldman Y.E. Kinetics of the actomyosin ATPase in muscle fibers. // Annu. Rev. Physiol. 1987. V. 49. P. 637−654.
  113. Grammer J.C., Cremo C.R., Yount R.G. UV-induced vanadatc-dcpendcnt modification and cleavage of skeletal myosin subfragment-1 heavy chain. 1. Evidence for active site modification. //Biochemistry. 1988. V. 27. N 16. P. 8408−8415.
  114. Grammer JC, Kuwayama H, Yount RG. Photoaffmity labeling of skeletal myosin with 2-azidoadenosine triphosphate. // Biochemistry. 1993. V. 32. N 10. P. 5725−5732.
  115. Grammer J.C., Yount R.G. Photo-chemical evidence that Ser-243 of myosin’s heavy chain is near the phosphate binding site for ATP. // Biophys. J. 1991. V 59. N 2. P 226a.
  116. Gugliucci A., Bendayan M. Histones from diabetic rats contain increased levels of advanced glycation end products. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. V. 212. P. 56−62.
  117. Hackney D.D. The kinetic cycles of myosin, kinesin and dynein. // Annu. Rev. Physiol. 1996. V. 58. P. 731−750.
  118. He R.-Q., Yang M.-D., Zheng X., Zhou J.-X. Isolation and some properties of glycated D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from rabbit muscle. // Biochem. J. 1995. V. 309. N 1. P 133−139.
  119. Hegyi G., Muhlrad A. Effect of diethylpyrocarbonate on proteins. // Acta Bio-chim. Biophys. Acad. Sci. Hung. 1968. V. 3. N 2. P. 425−429.
  120. Hegyi G., Mak. M., Kim. E. et. al. Intrastrand cross-linked actin between Gln-41 and Cys-374.1. // Biochemistry 1998. V. 37. N. 25. P. 17 784−17 792.
  121. Hennessey E.S., Drummond D.R., Sparrow J.C. Post-translational processing of the amino terminus affects actin function. // Eur. J. Biochem. 1991. V. 197. N 3. P.345−352.
  122. Hennessey E.S., Drummond D.R., Sparrow J.C. Molecular genetics of actin function. //Biochem. J. 1993. V. 291. N 3. P.657−671.
  123. Henry G.D., Maruta S., Ikebe M., Sykes B.D. Observation of multiple myosin subfragment 1-ADP-fluoro-beryllate complexes by 19F-NMR spectrocopy. // Biochemistry. 1993. V. 32. N15. P. 10 451−10 456.
  124. Highsmith. S., Eden. D. Limited trypsinolysis changes the structural dynamics of myosin subfragment-1. // Biochemistry. 1987. V.26. N. 8. P. 2747−2750.
  125. Hirokawa. N. Organelle transport along microtubules: the role of KIFs. // Trends Cell Biol. 1996. V. 6. P.135−141.
  126. Holmes K.C. The swinging lever-arm hypothesis of muscle contraction. // Curr. Biol. 1997. V. 7. P. R112-R118.
  127. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W., Kabsch W. Atomic model of the actin filament. // Nature. 1990. V. 347. P.44−49.
  128. Holmes K.C., Tirion M., Popp D., Lorenz M., Kabsch W., Milligan R.A. A comparison of the atomic model of F-actin with cryo-electron micrographs of ac-tin and decorated actin. // Adv. Exp. Med. Biol. 1993. V. 332. P. 15−22.
  129. Holzbaur E., Johnson K. Microtubules accelerate ADP release by dynein. // Biochemistry. 1989. V. 28. N 14. P.7010−7016.
  130. Holzbaur E.K., Johnson K.A. ADP release is rate-limiting step in steady-state turnover by dynein ATPase. // Biochemistry. 1989. V. 28. N 12. P.5577−5585.
  131. Howard J. Molecular motors: structural adaptations to cellular functions. // Nature. 1997. V. 389. P.561−567.
  132. Howards P.K., Seffon B.M., Firtel R.A. Tyrosine phosphorylation of actin in Dictyostelium associated with cell-shape changes. // Science. 1993. V. 259. P.241−244.
  133. Hozumi T, Muhlrad A. Reactive lysyl of myosin subfragment 1: location on the 27K fragment and labeling properties. // Biochemistry. 1981. V. 20. N 8. P. 29 452 950.
  134. Hozumi T. Effect of divalent cation on the structure of skeletal muscle G-actin molecule. //Biochem. Int. 1988. V. 16. P.59−67.
  135. Huston E.E., Grammer J.C., Yount R.G. The flexibility of the myosin heavy chain: direct evidence that the region containing SHI and SH2 can move 10 A under the influence of nucleotide binding. // Biochemistry. 1988. V. 27. N 15. P. 8945−8952.
  136. Huszar G., Vigue L., Haing F. Myosin heavy chains in avian muscular distrophy corresponds to the neonatal isomyosin. // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. N 4. P. 1316−1321.
  137. Jacobson G.R., Rosenbusch J.P. ATP binding to a protease-resistant core of ac-tin. // Proc. Natl. Ac. Sci. USA. 1976. V. 73. P.2742−2746.
  138. Johara M., Toyoshima Y., Ishojima A. Charge-reversion mutagenesis of Dic-tyostelium actin to map the surface recognized by myosin during ATP-driven sliding motion. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P.2127−2131.
  139. Johnson W.C., Bivin D.B., Ue K., Morales M.F. A search for protein structural changes accompanying the contractile interaction. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 9748−9750.
  140. Jontes J.D., Wilson-Kubalclc E.M., Milligan R.A. A tail swing in brush border myosin I on ADP release. // Nature. 1995. V. 378. P.751−753.
  141. Kabsch W., Mannherz H.O., Suck P., Pai J., Holmes R.C. Atomic structure of the actin: Dnase I complex. // Nature. 199.0. V. 347. P.37−44.
  142. Kabsch W., Vandekerckhove J. Structure and function of actin. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. V. 21. P.49−76.
  143. Kalckar H.V. The nature of energetic coupling in biological synthesis. // Chem. Revs. 1941. V. 28. P. 71−82.
  144. Kanazawa T., Boyer P.D. Occurence and characteristics of a rapid exchange of phosphate oxygens catalyzed by sarcoplasmic reticulum vesicules. // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. N l.P. 316−317.
  145. Kasprzak A.A., Chaussepied P., Morales M.F. Localization of a contact site between actin and myosin in the three-dimensional structure of the acto-S 1 complex. // Biochemistry. 1989. V. 28. N 10. P. 9230−9238.
  146. Kaziro Y., Itoh H., Kozasa T. Structure and function of signal-transducing GTP-binding proteins. // Annu. Rev. Biochem. 1991. V. 60. P.349−400.
  147. Khaitlina S.Yu., Collins J.H., Kuznetsova I.M. Physic-chemical properties of actin cleaved with bacterial protease for E. coli A2 strain. // FEBS Lett. 1991. V. 279. N 1. P.49−51.
  148. Khaitlina S.Yu., Smirnova T.D., Usmanova A.M. Limited proteolysis of actin by a specific bacterial protease. // FEBS Lett. 1988. V. 228. N 4. P. 172−174.
  149. Kim E., Miller C.F., Motoki M. Myosin-induced changes in F-actin. // Biophys. J. 1996. V. 70. N 9. P. 1439−1446.
  150. Kimura M., Kielley W. W. Studies on the cysteine containing tryptic peptides of myosin. // Biochem. Z. 1966. V. 345. N. 1. P. 188−200.
  151. Kirshenbaumm K, Papp S, Highsmith S. Cross-linking myosin subfrag-ment-1 Cys-697 and Cys-707 modifies ATP and actin binding site interactions. // Biophys. J. 1993. V. 65. N 4. P. 1121−1129.
  152. Kitagawa S., Chiang K., Tonomura Y. Binding of p-nitrothiophenol to myosin A. //Biochim. Biophys. Acta. 1964. V. 82. N 1. P. 83−95.
  153. Kogler H., Moir A.J., Trayer LP., Ruegg J.C. Peptide competition of actin activation of myosin-subfragment 1 ATPase by an aminoterminal actin fragment. // FEBS Lett. 1991. V. 294. N 1. P.31−34.
  154. Koshland D.E., Clarke E. Mechanism of hydrolysis of ATP catalysed by lobster muscle. // J. Biol. Chem. 1953. V. 205. N 3. P. 917−922.
  155. Kouyama T., Mihashi K. Fluorimetry study of N-(1-pyreny l) iodoacctamide-labeled F-actin. Local structural change of actin protomer influences on polymerization and on binding of heavy meromyosin. // Eur. J. Biochem. 1981. V. 114. N 1. P.33−38.
  156. Kubo S., Tokuyama H., Tonomura Y. On the active site of myosin a-adenosine triphosphatase v. partial solution of the chemical structure around the binding site of trinitrobenzenesulphonate. // Biochim. Biophys. Acta. 1965. V. 100. N 3. P. 459−470.
  157. Kubo S., Tokura S., Tonomura Y. On the active site of myosin a-adenosine triphosphatase I. Reaction of the enzyme with trinitrobenzenesulphonate. // J. Biol. Chem. 1960. V. 235. N 10. P. 2835−2839.
  158. Kull F., Sablin E., Lau R., Feetterick R., Vale K. Crystal structure of the kinesin motor domain reveals a structural similarity to myosin. // Nature. 1996. V. 380. P.550−554.
  159. Kume S., Takeya M., Takhashi K. Immunohistochemical and ultrastructural detection of advanced glycation end products in atherosclerotic lesions of human aorta with a novel specific monoclonal antibody. // Am. J. Pathol. 1995. V. 147. P. 654−667.
  160. Labbe J.P., Mejean P.C., Benyamin Y., Roustan C. Characterization of an actin-myosin head interface in the 40−113 region of actin using specific antibodies as probes. //Biochem. J. 1990. V. 271. N3. P.407−413.
  161. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage. //Nature. 1970. V. 227. P. 680−685.
  162. Lee C., Yim M. Chock P. et. al. Oxidation-reduction properties of metylglyoxal-modified proyein in relation to free radical generation. // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. N. 39. P. 28 272−28 279.
  163. Levine B.A., Moir A.J., Goodearl A.J., Frayer J.P. Characterization of the nu-cleotide-modulated interaction of myosin and action by n.m.r. spectroscopy. // Biochem. Soc. Trans. 1991. V. 19. P.423−425.
  164. Levy H.M., Koshland D.E. Mechanism of hydrolysis of ATP by muscle proteins and its relation to muscle contraction. // J. Biol. Chem. 1959. V. 234. N 5. P. 11 021 109.
  165. Liepinsh E, Otting G, Wtithrich K. NMR Spectrocopy of hydroxyl protons in aqueous solutions of peptides and proteins. // J. Biomol. NMR. 1992. V. 2. P. 447−465.
  166. LingN., Shrimpton C., Sleep J., Kendrick-Jones J., Irving M. Fluorescent probes of the orientation of myosin regulatory light chains in relaxed, rigor and contracting muscle. // Biophys. J. 1996. V. 70. N 5. P. 1836−1846.
  167. Lorenz M., Popp D., Holmes K.C. Refinement of the F-actin model against X-ray fiber diffraction data by the use of a directed mutation algorithm. // J. Mol. Biol. 1993. V. 234. N 3. P. 826−836.
  168. Lowey S., Benfield P. Leblank D., Wallee A. Myosin isoenzymes in avian sleletal muscle. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1983. V. 4. N 3. P. 695−716.
  169. Lowey S., Trybus K.M. Role of skeletal muscle myosin light chains. // Biophys. J. 1995. V. 68. N5.P120s-127s
  170. Lowey S., Waller G.S. Trybus K.M. Skeletal muscle myosin light chains are essential for physiological speeds of shortening. // Nature. 1993. V. 365. P.454−456.
  171. Lu R.C., Szilagyi L. Change of reactivity of lysine residues upon actin polymerization. // Biochemistry. 1981. V. 20. N 12. P. 5914−5919.
  172. Luo Y., Wang D., Cremo C.R., Pate E., Cooke R., Yount R.G. Photoaffmity ADP analogs as covalcntly attached reporter groups of the active site of myosin subfragment-1. //Biochemistry. 1995. V. 34. N 5. P. 1978−1987.
  173. Lymn R.W., Taylor E.W. Mechanism of adenosine triphosphate hydrolysis by actomyosin. // Biochemistry. 1971. V. 10. N 14. P. 4617−4624.
  174. Mahmood R., Elzinga M., Yount R.G. Serine-324 of myosin’s heavy chain is photoaffmity-labclcd by 3'(4-benzoyl)-benzoyladenosine triphosphate. // Biochemistry. 1989. V. 28. N 10. P. 3989−3995.
  175. Maita T., Yajima E., Nagata S., et al. The primary structure of skeletal muscle myosin heavy chain: IV. Sequence of the rod and the complete 1938-residue sequence of the heavy chain. // J. Biochem. 1991 V. 110. N 1. P. 75−87.
  176. Margossian S. S., Lowey S. Interaction of myosin subfragments with F-actin. // Biochemistry. 1981. V. 17. N 12. P 5431−5439.
  177. Marston S.B., Taylor E.W. Comparison of the myosin and actomyosin ATPase mechanisms of the four types of vertebrate muscle. // J. Mol. Biol. 1981. V. 139. N4. P. 573−600.
  178. Martonosi A., Meyer M. The binding of pyrophosphate and ATP to myosin. // J. Biol. Chem. 1964. V. 239. N 2. P. 640−644.
  179. Martonosi A. The sulfhydryl groups of actin. // Arch. Biophys. Biochem. 1968. V. 123. N 1. P.29−40.
  180. Maruta S., Henry G.D., Sykes B.D., Ikebe M. Formation of stable myosin-ADP-alumium fluoride and myosin-ADP-beryllium fluoride complexes and their analysis using 19F-NMR. // J. Biol Chem. 1993. V. 268. N 14. P7093−7100.
  181. McLanghlin P., Gooch J.T., Manherz M.G., Weeds A.G. Structure of gelsolin segment-1-actin complex and the mechanism of severing. // Nature. 1993. V.364. P.685−692.
  182. Mejean C., Boyer M., Labbe J.P. Anti-actin antibodies. An immunological approach to the myosin-actin and the tropomyosin-actin interfaces. // Biochem. J. 1987. V.244. N 2. P.571−577.
  183. Mild M., O’Donoghue S.J., dos Remedios C.G. Sturcture of actin observed by fluorescence resonance energy transfer spectroscopy. // J. Muse. Res. Cell. Motil. 1992. V. 13. P.132−145.
  184. Miki M., Wahl P., Auchet J.C. Fluorescence anisotropy of labelled F-actin. Influence of Ca on the flexibility of F-actin. // Biophys. Chem. 1982. V. 16. N 1. P.165−172.
  185. Milligan R.A., Whittaker M., Safer D. Molecular structure of F-actin and location of surface binding sites. //Nature. 1990. V. 348. P.217−221.
  186. Milligan, R. A. Protein-protein interactions in the rigor actomyosin complex. 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V 93. P 21−26.
  187. Miyanashi T., Maita T., Matsuda G., Tonomura Y. Differences in chemical structure around the reactive lysine residues in the burst and the nonburst heads of skeletal muscle myosin. // J. Biochem. 1982. V. 91. N 6. PI845−1853.
  188. Momsen D., Pantel P., Audemard E., Kassab R. The limited tryptic cleavage of chymotryptic SI: an ap-proach to the characterisation of the actin site in myosin heads. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. V. 89. P925−932.
  189. Moore L.A., Tidyman W.E., Arrizubieta M.J., Bandman E. The evolutionary relationship of avian and mammalian myosin heavy-chain genes. // J. Mol. Evol. 1993. V. 36. N l.P. 21−30.
  190. Morita F. Interaction of heavy meromyosin with substrate- difference in ultraviolet absorption spectrum between heavy meromyosin and its Michael -Menten complex. // J. Biol. Chem. 1967. V. 242. N 14. P. 4501−4506.
  191. Mornet D., Pantel P., Audemard E. the limited tryptic cleavage of chymotryptic SI. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. V. 89. N. 4. P. 925−932.
  192. Mornet D., Pantel P., Bertrand R. et. al. Localization of the reactive lysyl residue in the NH2 terminal domain. // FEBS Lett. 1980. V. 117. N. 1. P. 183−188.
  193. Moyer M.L., Gilbert S.P., Johnson K.A. Pathway of ATP hydrolysis by monomeric and dimeric kinesin. // Biochemistry. 1998. V. 37. N 4. P. 800−813.
  194. Muhlrad A., Corsi A., Granata A. Studies of the properties of chemically modified actin. // Biochim. Biophys. Acta. 1968. V. 162. N 3. P. 443−451.
  195. Muhlrad A. Isolation and characterization of the N-terminal fragment of myosin SI. //Biochemistry. 1989. V. 28. N. 20. P. 4002- 4010.
  196. Muhlrad A., Morales M. F. Isolation and partial renaturation of proteolytic fragments of the myosin head. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 84. P. 1003 -1006.
  197. Muszbek J., Laki K. The effect of methylglyoxal on actin. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981. V. 99. N 2. P. 617−622.
  198. Myeda T.Q.P., Spudich J.A. A functional recombinant myosin II lacking a regulatory light chain-binding sill. // Science. 1993. V. 262. P. 1867−1870.
  199. Myint T., Hoshi S., Taniguchi N. Immunological detection of glycated proteins in normal and streptozotocin-induced diabetic rats using anti hexitol-lysine Ig G. // Biochim. Biophys. Acta. 1993. V. 1272. N 1. P. 73−79.
  200. Pai E.F., Krengel U., Petsko G.A., Goody R.S., Kabsch W., Wittinghofer A. Refined structure of the triphosphate conformation of H-ras-p21 at 1.35 A resolution: implications for the mechanism of GTP hydrolysis. // EMBO J. 1990. V. 9. N 6. P 2351−2359.
  201. Panteleeva N.S., Karandashov E.A., Biro N.A., Kuleva N.V.et al. lsO-exchange catalyzed by myosin, heavy meromyosin, subfragment 1 and their complexes with actin. // Acta Biochim. Biophys. Acad. Sci. Hung. 1977. V 12. N 1. P. 37−44.
  202. Papp S.J., Highsmith S. The ATP-induccd myosin subfragment-1 fluores-cence is due to one tryptophan. // Biochim. Biophys. Acta. 1993. V. 202. P. 169−172.
  203. Pate E., Franks-Skiba K., White H., Cooke R. The use of differing nucleotides to investigate cross-bridge kinetics. // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. N 22. P. 1 004 610 053.
  204. Pliszka B. Influence of nucleotide on chemical crosslinking between alkali light chains and the heavy chain of myosin subfragment-1. // Biochim. Biophys. Acta. 1993. V. 1040. N l.P. 89−94.
  205. Pliszka B. Mapping of the region of the heavy chain of myosin subfrag-ment V-1 that can be crosslinked to the alkali light chains. // Biochem. Mol. Biol. Int. 1993 V. 31. P. 381−388.
  206. Prochniewicz-Nakayama E., Yanagida T. The effect of crosslinking of thin filament with glutaraldehyde on the contractility of muscle fiber. // J. Biochem. 1982. V. 92. N6. P. 1269−1277.
  207. Prochniewicz-Nakayama E., Yanagida T., Oosawa F. Studies on conformation of F-actin in muscle fibers in the relaxed state, rigor, and during contraction using fluorescent phalloidin. // J. Cell Biol. 1983. V. 97. P. 1663−1667.
  208. Prochniewicz E., Yanagida T. Inhibition of sliding movement of F-actin by crosslinking emphasizes the role of actin structure in the mechanism of motility. // J. Molec. Biol. 1990. V. 216. N 5. P. 761−772.
  209. Qian M., Liu M., Eaton J.W. Transition metals bind to glycated proteins forming redox active «glycochelates». Implications for the pathogenesis of certain diabetic complications. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. V. 250. N 2. P. 385 389.
  210. Rayment I., Rypnicwski W.R., Schmidt-Base K., Smith R., Tomchick D.R., et al. Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: a molecular motor. // Science. 1993. V. 261. P. 50−58.
  211. Rayment I., Holden H. M., Whittaker M., Yohn C. B., Holmes K. C., Milligan R. A. Structure of the actin-myosin complex and its implications for muscle contraction. // Science. 1993. V. 261. P. 58−65.
  212. Rayment I., Smith C., Yount R. G. The active site of myosin. // Annu. Rev. Physiol. 1996. V. 58. P. 671−702.
  213. Reisler E., Burke M., Himmdfarb S., Hamington W.F.. Spatial proximity of the two essential sulfhydryl groups of myosin. // Biochemistry. 1994. V. 13. P. 38 373 840.
  214. Rosenberg S., Stracher A., Lucas R.C. Isolation and characterization of actin-binding proteins from human platelets. // J. Cell. Biol. 1981. V.91. N 1. P. 201 211.
  215. Rushbrook J.I., LIuang J., Weiss C., Siconolfi-Baez L. et al. Characterization of the myosin heavy chains of avian adult fast muscles at the protein and mRNA levels. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1997. V.18. N 4. P. 449−463.
  216. Rushbrook J.I., Huang J., Weiss C., Yao T.T., Siconolfi-Baez L., Becker E. Protein and mRNA analysis of myosin heavy chains in the developing avian pec-toralis major muscle. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1998. V.19. N 2. P. 157−168.
  217. Ruppel K.M. Uyeda T.O.P., Spudich J.A.. Role of highly conserved lysine 130 of myosin motor domain. // J. Biol, Chem. 1994. V. 269. P. 18 773−18 780.
  218. Sablin E., Kull F., Cooke R., Vale R. Fletterick R. Crystal structure of the motor domain of the kinesin-related motor ncd. // Nature. 1996. V. 380. P. 555−559.
  219. L., Fromm H.J., Boyer P.D. 180-exchange measurements relevant to possible activated or phosphorylated state of myosin. // Biochemistry. 1966. V. 5. N6. P. 2577−2583.
  220. Scholey J. M., Kendrick-Jones F., Szent-Ggorgyi A. Thymus myosin. Isolation and characterization of myosin from calf thymus. // J.B.Ch. 1982. V. 257. N 13. P. 3857−3862.
  221. Schroder R.R., Manstein D.J., Jahn W. et al. Three-dimensional atomic model of F-actin, decorated with Dictyostelium myosin. // Nature. 1993. V. 364. P. 171 174.
  222. Schutt C.E., Myslik J.C., Rozychi M.D. e.a. The structure of crystalline profilin-actin. //Nature. 1993. V. 364. P. 171−174.
  223. Schweins T., Geyer M., Scheffzek K., Warshcl A., Kalbitzer H.R., Wittinghofer A. Substrate-assisted catalysis as a mechanism for GTP hydrolysis of p21 and other GTP-binding proteins. //Struct. Biol. 1995. V. 2. P. 36−44.
  224. Schwyter D.H., Kron S.J., Toyoshima Y.Y., et al. Subtilisin cleavage of actin inhibits in vitro sliding movement of actin filaments over myosin. // J. Cell Biol. 1990. V. 11 l. P 465−470.
  225. Schwyter D., Phillips M. and Reisler E. Subtilisin-cleaved actin: Polymerization and interaction with myosin subfragment-1. // Biochemistry. 1990. V. 28. P. 5889−5895.
  226. Sekine T., Kielley W.W. The enzymatic properties of N-ethylmaleimide modified myosin. //Biochim. Biophys. Acta. 1964. V. 81. P. 336−345.
  227. Sheterline P., Sparrow J.C. Actin. // Protein Profile. 1994. V. 1. P. 1−121.
  228. Shimizu T., Mardeese-Ragona S.P., Johnson K.A. Activation of dynein ATPase by cross-linking to microtubules. // Biochemistry. 1989. V. 28. P. 7016−7021.
  229. Shukla K., Levy H., Ramirez F., Marecek J. Inhibition of oxygen exchange by chemical modifiers at the sulfhydryl 1 or reactive lysine residue of myosin. // J.Biol. Chem. 1982. V. 25. P. 8885−8890.
  230. Siemankowski R.F., Wiseman M.O., White H.D. ADP dissociation from acto-myosin subfragment-1 is sufficiently slow to limit the unloaded shortening velocity in vertebrate muscle. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. V. 2. P. 658−662.
  231. Siemankowski R.F., White H.D. Kinetics of the interaction between actin, ADP, and cardiac myosin-Sl. // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 5045−5053.
  232. Sleep J.A., Smith S.J. Actomyosin ATPase and muscle contraction. // Curr. Topics in Bioenergetics. 1981. V. l 1. P. 239−286.
  233. Sleep J.A., Trybus K.M., Johnson K.A., Taylor E.W. Kinetic studies of normal and modified heavy meromyosin and subfragment-1. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1981. V. 2. P. 373−399.
  234. Smith C.A., Rayment I. X-ray structure of the magnesium (II)-pyro-phosphate complex of the truncated head of Dictyostelium discoidewn myosin to 2.7 A resolution. //Biochemistry. 1985. V. 259. P. 3257−3267.
  235. Sondek J., Lambright D.G., Noel J.P., Hamm H.E., Sigler P.B. GTPase mechanism of G proteins from the 1.7-A crystal structure of transducin -GDP-A1F4″ // Nature. 1994. V. 372. P. 276−279.
  236. Spudich J.A. How molecular motors work. // Nature. 1994. Vol. 372. P. 515 518.
  237. Spudich J.A., Watt S. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. J. Biol. Chem. 1971. V. 246. P. 4866−4871.
  238. Stein L.A., Schwarz R.P., Choch P.B., Eisenberg E. Mechanism of actomyosin adenosine triphosphatase. Evidence that adenosine 5'-triphosphate hydrolysis can occur without dissociation. // Biochemistry. 1981. V. 18. P.3895−3909.
  239. Stepkowski D., Szczesna D., Babiychuk, E. B., Borovikov, Yu. S., and Kakol, I. Significance of the N-terminal fragment of myosin regulatory light chain for my-osin-actin interaction. // Biochem. Mol. Biol. Int. 1995. V. 35. P.677−684.
  240. Sutoh K. Identification of myosin-binding sites on the actin sequence. // Biochemistry. 1982. V. 21. N 10. P.3654−3661.
  241. Swanson F.R.' Yount R.G. The properties of heavy meromyosin and myosin catalysed medium and intermediate I80-phosphate exchange. // Biochem. Z. 1966. V. 345. N. l.P. 60−66.
  242. Szczepanowska, J., Borovikov, Yu. S., and Jakubiec-Puka, A. Effect of denervation, reinnervation and hypertrophy on the state of actin filaments in skeletal muscle fibres. // Eur. J. Cell Biol. 1987. V. 43. P. 394−402.
  243. Szczepanowska, J., Borovikov, Yu. S., and Jakubiec-Puka, A. Effects of denervation and muscle inactivity on the organization of F-actin. // Muscle Nerve. 1998. V. 21. P 309−317.
  244. Taylor D.L., Reisler J., Spudich A., Stryer L. Defection of actin assembly by fluorescence energy transfer. // J. All. Biol. 1981. V. 89. N 3. P. 362−367.
  245. Taylor D.L., Wang Y.L. Molecular cytochemistry: incorporation of fluorescently labeled actin into living cells. // Proc. Natl. Ac. Sci. USA. 1978. V.75. P.857−861.
  246. E.W. 1977. Transient phase of adenosine triphosphate hydrolysis by myosin, heavy meromyosin, and subfragment 1. // Biochemistry. V. 16. N 3. P. 732 740.
  247. E.W. 1979. Mechanism of ac-tomyosin ATPase and the problem of muscle contraction. // CRC Crit. Rev. Biochem. V. 6. P. 103−164.
  248. Titus M. Unconventional myosins: new frontiers in actin-base motors. // Trends in Cell Biol. 1997. V. 7. N 2. P. 119−123.
  249. Tokuyama H. Studies on the active site of myosin ATPase. // Ann. Rep. Biol. Works. 1966. V. 14. P. 1−25.
  250. S.W., Elzinga M. 1983. The sequence of the NH2-terminal 204-residue fragment of the heavy chain of rabbit skeletal muscle myosin. // J. Biol. Chem. V. 258. N23.P. 13 100−13 110.
  251. Tonomura Y., Arata T., Takenaka H. Key intermediates of the myosin ATPase reaction for tension development of muscle. // J. Mol. Cell. Cardiol. 1977. V. 9. N 1. P.22−29.
  252. Toyoshima C., Wakabayashi T. Three-dimensional imige analysis of the complex of thin filaments and myosin molecules from skeletal muscle. // J. Biochem. 1985. V. 97. N 5. P.245−263.
  253. Trayer I.P., Trayer H.R., Levine B.A. Evidence that N-terminal region of Al-light chain of myosin interacts directly with C-terminal region of actin. // Eur. J. Biochem. 1987. V. 164. N 2. P. 259−266.
  254. Tregear R., Mendelson R. Polarization from a helix of fluorophores and its relation to that obtained from muscle. // Biophys. J. 1975. V. 15. N 5. P. 455−467.
  255. Trentham DR. Eccleston JF, Bagshaw CR. 1976. Kinetic analysis of ATPase mechanisms. // Q. Rev. Biophys. V. 9. P. 217−281.
  256. KM. Taylor EW. 1982. Tran-sient kinetics of adenosine 5'-diphos-phate and adenosine 5'-((3,y-imudo-triphosphate) binding to subfragment-1 and acto-subfragment-1. // Biochemistry. V. 21. N 3. P. 1284−1294.
  257. T. Ruppel K.M. Spudich J.A. 1994. Enzymatic activities correlate with chimaeric substitutions at the actin-binding face of myosin. // Nature. V. 368. P. 567−577.
  258. Van Dijk J., Fernandez C., Chaussepied P. Effects of ATP Analogs on the Actin Myosin Interface. // Biochemistry. 1998. V. 37. N 23. P. 8385−8394.
  259. Van Eyk J.E., Hodges R.S. A synthetic peptide of the N-terminus of actin interacts with myosin.//Biochemistry. 1991. V. 30. N28. P. 11 676−11 682.
  260. Vandekerckhove J., Weber K. The aminoacid sequence of actin from chicken skeletal muscle actin and chicken gizzard smooth muscle actin. // FEBS Lett. 1979. V. 102. N2.P.219−222.
  261. Vandekerckhove J., Deboben A., Nassal M., Wieland Th. The phalloidin binding site of F-actin. // EMBO J. V. 4. P. 2815−2818.
  262. Vibert P., Craig R., Lehman W. Steric model for Activation of Muscle Thin Filaments. // J. Mol. Biol. 1997. V. 266. N 1. P.8−14.
  263. Walker J.E., Saraste M., Runswick M.J., Gay N.J. Distantly related se-quences in the a- and p-subunits of ATP synthase, myosin, kinases, and other ATP-rcquiring enzymes and a common nucleotide binding fold. // EMBO J. 1982. V. 1. N 10. P. 945−951.
  264. Wang D., Pate E., Cooke R., Yount R. Synthesis of non-nucleodde ATP analogue and characterization of their chemomechanical interaction with mus-cle fibres. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1993. V. 14. P. 484−497.
  265. Wanger M., Wegner A. Binding of phosphate ions to actin. // Biochem. Biophys. Acta. 1987. V. 914. N 1. P.105−113.
  266. Warrick H.M., De Lozanne A., Leinwand L.A., Spudich J.A. Conserved protein domains in a myosin heavy chain gene from Dictyosteliwn dicoideum. // Proc. Natl. Acad. Sc. USA. 1986. V. 83. P. 9433−9437.
  267. Webb M.R., Trentham D.R. The mechanism of ATP hydrolysis catalyzed by myosin and actomyosin, using rapid reaction techniques to study oxygen exchange. // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. N 21. P. 10 910−10 916.
  268. Webb M.R., Trentham D.R. The stereochemical course of phosphoric residue transfer during the myosin ATPase reaction. // J. Biol. Chem. 1980. V. 255. N 18. P. 8629−8632.
  269. Weidner H., Wetzel R., Eckstein F. The nonessential nature of sulfhydryl groups for ATPase activity in myosin. // J. Biol. Chem. 1978. V. 253. N 5. P. 2763−2768.
  270. Wells J.A., Yount R.G. Active site trapping of nucleotides by crosslinking of two sulfhydryls in myosin subfragment-1. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. N2655. P. 4966−4970.
  271. Werber M.M., Peyser Y.M., Muhlrad A. Modification of myosin subfragment-1 tryptophans by dimethyl (2-hydroxy-5-nitrobenzyl)sulphonyl bromide. // Biochemistry. 1987. V. 26. N 6. P. 2903−2909.
  272. White H.D., Belknap B., Jiang W. Kinetics of binding and hydrolysis of a series of nucleoside triphosphates by actomyosin-Sl. // J. BioL Chem. 1993. V. 268. N 23. P. 10 039−10 045.
  273. Whittaker M., Wilson-Kubalck E., Smith J. e.a. A 35 A-movement of smooth muscle myosin on ADP release. //Nature. 1995. V. 378. N 3523. P.748−751.
  274. Wilson M. G. A., Mendelson R. A. A comparison of order and orientation of cross-bridges in rigor and relaxed muscle fibres using fluorescence polarization. // J. Muscle Res. Cell Motil. 1983. V. 4. N 4. P. 671−681.
  275. Witman G.B. Axonemal dyneins. // Curr. Opinions in Cell Biol. 1992. V.4. P.74−79.
  276. Wolcott G., Boyer P.D. The reversal of the myosin and actomyosin ATPase reactions and the free energy of ATP binding to myosin. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1974. V. 57. N 3. P.707−716.
  277. Wolff S.P., Grabbe M., Thornalley P. The autooxidation of glyceraldehyde and simple monosaccharides. // Experientia. 1984. V. 40. N 3. P. 244−246.199
  278. Yanagida T. Angles of fluorescently labelled myosin heads and actin monomers in contracting and rigor stained muscle fiber. // Contractile Mechanisms in Muscle. N. Y. and London: Plenum Press, 1984. P.354−380.
  279. Yanagida T., OosawaF. Polarized fluorescence from s-ADP incorporated into F-actin in a myosin-free single fibre: conformation of F-action and changes induced in it by heavy meromyosin. // J. Mol. Biol. 1978. V. 126. N 6. P. 507−524.
  280. Yanagida T., and Oosawa F. Conformational changes of F-actin-ADP in thin filaments in myosin-free muscle fibres induced by Ca2+. // J. Mol. Biol. 1980. V. 128. N4. P. 313−320.
  281. Young E.C., Mahtani H., Gelles J. One-headed kinesin derivatives move by a nonprocessive, low duty ratio mechanism unlike that of two-headed kinesin. // Biochemistry. 1998. V. 37. N 10. P.3467−3480.
  282. Yount R.G., Koshland D.E. Properties of the lsO-exchange reaction catalyzed by heavy meromyosin. // J. Biol.Chem. 1963. V. 238. N 4. P. 1708−1718.
  283. Yount R.G., Lawson D., Rayment I. Is myosin a «back door» enzyme? // Bio-phys. J. 1995. V. 68. N 5. P. 445−495.
Заполнить форму текущей работой

На отлично!